أدوار وآليات تنظيم إشارات TGF-β و BMP في تطوير العظام والغضاريف، التوازن والمرض The roles and regulatory mechanisms of TGF-β and BMP signaling in bone and cartilage development, homeostasis and disease

المجلة: Cell Research، المجلد: 34، العدد: 2
DOI: https://doi.org/10.1038/s41422-023-00918-9
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38267638
تاريخ النشر: 2024-01-24

أدوار وآليات تنظيم إشارات TGF-β و BMP في تطوير العظام والغضاريف، التوازن والمرض

منغروي وو شالي وو وي تشين وي-بينغ لي

© المؤلف(ون) 2024

الملخص

عامل تحويل النمو- س (TGF- s) وبروتينات تشكيل العظام (BMPs) تنتمي إلى TGF- السوبر عائلة وتؤدي وظائف أساسية خلال الالتزام والتمايز في خط الخلايا العظمية والغضروفية، وتطوير الهيكل العظمي، والتوازن الداخلي. TGF- تقوم السايتوكينات BMPs بنقل الإشارات من خلال مسارات تعتمد على SMAD وأخرى لا تعتمد عليه؛ على وجه التحديد، تقوم بتجنيد هيتروتيترايمرات مستقبلات مختلفة ومعقدات R-Smad، مما يؤدي إلى نتائج بيولوجية فريدة. تعزز BMPs تكوين العظام، وتكوين الخلايا العظمية، وتكوين الغضاريف في جميع مراحل التمايز، بينما TGF- تلعب أدوارًا مختلفة بطريقة تعتمد على المرحلة. BMPs و TGF- تؤدي وظائف متعارضة في توازن الغضروف المفصلي. علاوة على ذلك، TGF- له دور محدد في الحفاظ على شبكة الخلايا العظمية. التفعيل الدقيق لـ BMP و TGF- يتطلب الإشارات آلية تنظيمية على مستويات متعددة، بما في ذلك التحكم في الكمون في المصفوفة، والخصوم خارج الخلوية، واليوبيكويتين والفسفرة في السيتوبلازم، ونقل النواة-السيتوبلازم، والتنظيم المشترك للت transcription في النوى. تستعرض هذه المراجعة المعلومات الأساسية مع أحدث التقدمات في الإشارات التي تسهلها TGF- و BMPs، والفهم المتقدم لوظائفها الفسيولوجية المتنوعة وتنظيماتها. كما تلخص هذه المراجعة الأمراض البشرية ونماذج الفئران المرتبطة باضطراب TGF- وإشارات BMP. فهم أكثر دقة لإشارات BMP و TGF- يمكن أن يسهل الإشارات تطوير تطبيقات سريرية حقيقية في علاج اضطرابات العظام والغضاريف.

بحث الخلايا (2024) 34:101-123؛https://doi.org/10.1038/s41422-023-00918-9

مقدمة

عامل نمو التحول- س (TGF- s) وبروتينات تشكيل العظام (BMPs) هي سيتوكينات تنتمي إلى TGF- فوق العائلة. حوالي السبعينيات، TGF- تم اكتشافه كعامل نمو (GF) يمكنه تحويل الخلايا الليفية الثديية. في نفس الوقت، وُجد أن BMP قادر على تحفيز تكوين العظام خارج موضعها. TGF- وتنظم إشارات BMP مجموعة متنوعة من العمليات الفسيولوجية والمرضية. TGF- وتعتبر إشارات BMP أيضًا حاسمة لتطوير نظام الهيكل العظمي وتوازنه، وقد تم التحقيق في ذلك بشكل شامل من خلال استخدام نماذج الخلايا والحيوانات والدراسات السريرية. هناك العديد من الطفرات في الجينات المرتبطة بـ TGF- وإشارات BMP مرتبطة بالاضطرابات الهيكلية البشرية. العديد من نماذج الفئران التي تعاني من تنظيم غير سليم لـ TGF- وأظهرت إشارات BMP بعض العيوب الهيكلية. في هذه الورقة الاستعراضية، نقوم بتلخيص نماذج الفئران الجينية (الجدول 1) والأمراض البشرية (الجدول 2) المتعلقة بـ TGF- وإشارات BMP في الهيكل العظمي. كما نقوم بمراجعة شاملة للأدوار الأساسية والوظائف التنظيمية الديناميكية لـ TGF- وإشارات BMP في النظام الهيكلي خلال التطور الجنيني والتوازن بعد الولادة، مع التركيز بشكل أساسي على الخلايا الغضروفية، الخلايا العظمية، الخلايا العظمية الناضجة، والخلايا العظمية المدمرة.

نظرة عامة على TGF- وطرق إشارات BMP

في TGF- تشير مسارات الإشارات BMP إلى أن الروابط الثنائية ترتبط بمستقبلات هيتروتيترايمرية تتكون من نوعين من المستقبلات من النوع الأول ونوعين من المستقبلات من النوع الثاني. تؤدي هذه الارتباطات في النهاية إلى الفسفرة وتنشيط منطقة غنية بالجلايسين والسيرين داخل مستقبل النوع الأول بواسطة مستقبل النوع الثاني النشط بشكل دائم، مما ينقل الإشارات إلى الأسفل من خلال مسارات تعتمد على SMAD وغير معتمدة عليه (الأشكال 1 و 2). تركيبات الليغاند-المستقبل غير المتجانسة والتنظيمات الديناميكية لـ TGF- وتؤدي إشارات BMP إلى نتائج متعددة.

الليغاندات والمستقبلات: الهيكل، التنوع، والانتقائية

أكثر من 30 TGF- تم تحديد أعضاء من السوبر عائلة في الثدييات، بما في ذلك TGF- s، BMPs / عوامل تمايز النمو (GDFs)، Nodals، و Activins. هناك فقط عدد قليل من الدراسات التي تتناول أدوار Nodals و Activins في الهيكل العظمي، التي تشير إلى أنها تلعب دورًا سلبيًا في تكوين العظام. تم الإبلاغ عن زيادة إشارات أكتيفين A في هيكل العظام لدى المرضى الذين يعانون من مرض الكلى المزمن واضطراب المعادن والعظام، وقد تساهم في اضطراب دوران العظام. على النقيض،
الجدول 1. نماذج الفئران لـ TGF- وإشارات BMP في العظام.
تصنيف جين KO/CKO/Tg/ضرب في الظاهرة المراجع
TGF- الليغاندات Tgfb1 إلى وفاة مبكرة (شهر واحد) ٨٨
Tgfb1 راگ2 انخفاض كثافة العظام؛ OB 152
العمود 1 بروم-تي جي إف بي 1 H222D تي جي تثخن في الديافز، حجم العظام المتقلب، زيادة في إعادة تشكيل العظام، عرضة للكسر؛ ; 152
العمود 1 بروم-تي جي إف بي 1 H222D Tg التهاب المفاصل العظمي في الركبة ومفصل الفك الصدغي ٢٢١،٢٢٢
Tgfb2 ضربة قاضية وفيات ما حول الولادة؛ عيب القوس العصبي؛ عظمة صدرية متشعبة؛ قصر في عظمة الكعبرة وعظمة الزند 85
Tgfb3 إلى يموتون خلال 20 ساعة من الولادة؛ فشل الأرفف الحنكية في الاندماج مما يؤدي إلى الشق الحنكي ٨٦، ٨٧
ليغاندات BMP Bmp2 العمود 2 -CreER تشوهات غضروفية شديدة؛ قامة وأطراف قصيرة؛ تكاثر الخلايا الغضروفية و تضخم العضلات 50
Prx1-Cre تشكيل الأطراف الطبيعي 51
Bmp7 ضربة قاضية الموت عند الولادة؛ عيوب قاعدة الجمجمة؛ تشوهات الأضلاع وعظمة الصدر؛ تعدد الأصابع في الأطراف الخلفية ٣٢٦
Bmp7، Alk6 دي كي أو عظام زائدة مشوهة ومختصرة مقارنة بـ Bmp ٢٥
Bmp2، 7 Prx1-Cre;Bmp2 ;بمب هيكل عظمي طرفي متناقص قليلاً؛ مفقود الفلانكس الأخير في الإصبع الثالث؛ شظايا مشوهة 51
Bmp4 العمود 2 -CreER تشوه غضروفي خفيف 50
Prx1-Cre تعدد الأصابع ٥١، ٥٢
بي إم بي 2، 4 العمود 2 -CreER تشوه غضروفي شديد؛ عظام طويلة مشوهة أو مفقودة بشكل شديد ومفاصل ملتحمة؛ تكاثر الخلايا الغضروفية و تضخم العضلات 50
Prx 1 -Cre تعدد الأصابع؛ التصاق الأصابع الكامل؛ تأخر التمعدن؛ تكوين الغضاريف ; تكوين العظام 51
بي إم بي 3 / جي دي إف 10 كول1 بروم-بمب3 تي جي تمايز الغضاريف المتضخمة المتأخر ; عظام قشرية أرق؛ التمعدن كسر في الضلع ١١٥
ضربة قاضية زيادة كثافة العظام ٢٨
Bmp14/GDF5 بي بي عظام محورية طبيعية؛ أطراف وأصابع قصيرة؛ مفاصل مفقودة في الأطراف؛ عناصر سلاميات مفقودة ٢٥,٣٢٧
لا تأخير في شفاء الكسور ٣٢٨
زيادة تلف المفاصل في التهاب المفاصل الناتج عن الكولاجين؛ انخفاض كثافة العظام ٣٢٩
GDF5، Alk6 الك6 نفس الشيء مثل bp ٢٥
مستقبلات النوع الأول Alk2/Acvr1 العمود 2 -كري قاعدة جمجمة قصيرة؛ فقرات عنقية ناقصة التنسج ٤٩
أوسك-كري كثافة عظم الفك السفلي ; OB ; sRANKL ; OC 113
Q207D Tg التنسج الليفي العظمي التقدمي 127,130,132
أكفر1 ;Tie2-Cre التنسج الليفي العظمي التقدمي 128
إدخال R206H التنسج الليفي العظمي التقدمي ١٢٩
Alk3/Bmpr1A العمود 2 -كري أقواس ظهرية مقسمة؛ أطراف قصيرة؛ لوح كتف ناقص التنسج؛ خلل التنسج الغضروفي، تكاثر الخلايا الغضروفية تضخم التمايز النهائي والموت الخلوي ٤٨، ٤٩، ٦٥
جيدف5-كري تطور التهاب المفاصل العظمي تلقائيًا ٣٣٠
العمود 1 -CreER كتلة العظام في العظام الطويلة والأضلاع ; القوة ; OC 148,149
سب7-كري كتلة العظم الإسفنجي 147
Dmp-Cre كتلة العظم الإسفنجي (13 ضعف)؛ تكاثر OB ونشاط ; رانكل و سوسط ; OC ١٤٧,١٧٦
Alk6/Bmpr1B ضربة قاضية براكيوبوديزم؛ تقليل العناصر السلامية؛ اندماج المفاصل الزائدة، مشابه لطفرات GDF5 (bp فئران ٢٥، ٤٨، ٤٩، ٦٥
الجدول 1. متابعة
تصنيف جين KO/CKO/Tg/ضرب في الظاهرة المراجع
كُو هشاشة العظام العابرة والمحددة حسب الجنس الناتجة عن انخفاض تكوين العظام من الخلايا الجذعية المولدة للعظام ٣٣١
عمود1 ألك6 Tg المقطوع من البروم انخفاض كثافة العظام وحجم العظام؛ انخفاض عدد الخلايا البانية للعظام والخلايا الآكلة للعظام ٣٣٢
الك3، الك6 كول2ا1-كري؛ ألك3 ;الك6 الظاهرة الشبيهة والأكثر شدة من فئران Alk3 CKO ٤٨,٦٥
Col2-Cre;Alk3 ;الك6 عيوب شديدة في تشكيل الغضاريف وتكوين الهيكل العظمي ٤٨
الك2، الك3 كول2-كري هيكل محور مشوه (فقرات، مناطق عنقية وصدرية)؛ عيوب طرفية أكثر شدة من فئران Alk3 CKO ٤٩
الك2، الك6 Col2-Cre;Alk2 ;الك6 عيوب أكثر شدة في المحور والأطراف مقارنة بكل عيب فردي ٤٩
الك5/تي جي إف بي آر 1 ديرمو-كري عظام طويلة قصيرة وعريضة، بروز غضروفي خارج المكان، أحجام عظام مخفضة 83
العمود 2 بروم-ألك5 دي إن تي أطراف ممدودة؛ تكاثر الخلايا الغضروفية 68
العمود 2 -كريERT التهاب المفاصل التنكسي التلقائي ٢٠٨,٣٣٣
مستقبلات النوع الثاني تي جي إف بي آر 2 نيستين-كريER التهاب المفاصل العظمي في الركبة 221
كول إكس-كري تأخر التمايز النهائي للخلايا الغضروفية؛ عرقلة التمعدن 84
بروكس-كري الموت عند الولادة؛ انخفاض في عظام اللثة والعظام الجبهية؛ تقصير الأطراف؛ انقسام عظمة الصدر؛ اندماج مفاصل الأطراف؛ انخفاض في التمعدن؛ تكاثر الخلايا الغضروفية و تضخم العضلات 78,81
كول -كري البقاء على قيد الحياة؛ عيب في القوس العصبي؛ الأقراص الفقرية المفقودة/غير المكتملة؛ انخفاض تدريجي في طول العظام الطويلة 79,80
سب7-كري (دوكس) وفاة مبكرة (1 م)؛ حجم جسم مخفض؛ حجم عظام مخفض؛ زيادة في نسيج الدهون في نخاع العظام؛ اضطراب في تشكيل الأسنان الضرسية؛ OB 157,334
أوكن-كري كثافة العظام ; ; 172
Bmpr2 Prx1-Cre حجم العظم الإسفنجي ; BFR ; إلغاء إشارات Activin-Smad2/3 بشكل انتقائي ولكن ليس إشارات BmpSmad1/5/8 335
العمود 1 بروم-بمبري2 DN Tg قصر القامة؛ تأخر التمعدن؛ حجم العظام ؛ لا تغيير في العظم القشري 114
أكتريه/أكفر2أ أوكن-كري حجم العظم الإسفنجي ٣٣٦
أكتري آي بي / أكفر 2 بي ضربة قاضية تمايز الغضاريف المتضخمة المتأخر ; عظام قشرية أرق؛ التمعدن كسر في الضلع ١١٥
أوكن-كري عادي ٣٣٦
أكتريه A، أكتريه B أوكن-كري حجم العظم الإسفنجي مثل ActRIIA ٣٣٦
المسار القياسي سماد1 العمود 1 -كري نقص كثافة العظام؛ تكاثر وتمايز خلايا العظام ٣٣٧
العمود 2 -كري لوحة النمو المختصرة؛ تضخم الخلايا الغضروفية وانتشار 68
سماد1/5 كول2ا1-كري؛سماد1 ;سماد5 ظاهرة مشابهة وأكثر شدة من Smad1 CKO 68
سماد1/5 العمود 2 -كري تشوه الغضاريف؛ أطراف قصيرة؛ زيادة سمك الغلاف الغضروفي؛ إنتاج المصفوفة تضخم 69
سماد8 ضربة قاضية عادي 69
سماد1/5/8 كول2أ1-كري؛سماد1 ;سماد5 ; سماد8 غياب الهيكل العظمي المحوري؛ عظام طرفية غير منظمة بشدة 69
سماد2 كول -كري ظاهرة مشابهة وأكثر شدة من فئران Smad3 KO 89
سماد2/3 كول2أ1-كري؛سماد2 ;سماد3 ظاهرة مشابهة وأكثر شدة من فئران Smad3 KO 89
سماد3 كُو قزامة ما بعد الولادة؛ منطقة عمودية موسعة ومنطقة تضخم؛ تكاثر الخلايا الغضروفية و hypertrophy 89
ضربة قاضية التهاب المفاصل العظمي في الركبة ومفصل الفك الصدغي ٢١٤، ٢١٥
الجدول 1. متابعة
تصنيف جين KO/CKO/Tg/ضرب في الظاهرة المراجع
إلى نقص كثافة العظام؛ موت الخلايا العظمية والخلية العظمية 156
سماد4 تي بي إكس 18-كري أطراف قصيرة، تكوين الغضاريف و تضخم العضلات ، فقدان الستيلوبود 40
سب7-كري (دوكس) زيادة كتلة العظم الإسفنجي 147
سب7-كري نمو متوقف؛ كسور عفوية؛ زيادة في حجم العظم التربيقي؛ انخفاض في كثافة العظام المعدنية؛ مجموعة من الميزات التي تُرى في هشاشة العظام الخلقية، وعسر التنسج القحفي الترقوي، ومتلازمات نقص Wnt. ١١٨
Dmp-Cre زيادة كتلة العظم الإسفنجي -ضعف) 147
عمود1 -كري زيادة كتلة العظم الإسفنجي؛ الحماية من فقدان العظم الناتج عن تعليق الذيل؛ عدد خلايا العظم البانية وخلايا العظم المحبوسة ; موت الخلايا المبرمج OB و OCY 178
أوكن-كري كتلة عظمية أقل من 6 أشهر، كتلة عظمية أكثر من 7 أشهر ١٧٧
سي تي إس كيه – كري انخفاض كتلة العظام؛ OC 186
مسار غير تقليدي تاك1 العمود 2 -CreER تأخر النمو؛ علامات التهاب المفاصل العظمي ; لا توجد علامات نسيجية لالتهاب المفاصل العظمي 71
أوسك-كري ظاهرة مشابهة لخلل التنسج القحفي الترقوي (CCD) (نقص تنسج الترقوة وتأخر التحام اليافوخ)؛ OB ؛ انخفاض حجم العظم الإسفنجي والعظم التربيقي ١١٦
العمود 2 -كري أطراف أقصر؛ تكاثر الخلايا الغضروفية البقاء و تضخم العضلات فشل في الحفاظ على خلايا المنطقة البينية لمفصل الكوع ٣٣٨
Prx1-Cre اندماجات مفصلية واسعة الانتشار؛ تضخم وتكاثر الخلايا الغضروفية ٣٣٨
p38 أوكن-كري نشاط OB و BFR ؛ انخفاض حجم العظم الإسفنجي والعظم التربيقي ١١٧
العمود 2 بروم-38DN Tg أطراف قصيرة؛ التهاب المفاصل العظمي في الركبة ٢١٠
انخفاض كبير في تكلس العظام الطويلة وتأثير أكثر اعتدالًا على القحف ١١٦
MKKs و Mkk3 ظاهرة مشابهة لـ Tak1 فئران Osx-Cre ١١٦
تنظيم I-SMAD واليوبيكويتين سماد6 عمود11 بروم-سماد6 Tg القزامة وهشاشة العظام؛ تضخم الخلايا الغضروفية ٢٧٩
ضربة قاضية قصر القامة؛ عيوب في العظام المحورية والأطراف؛ تأخر ظهور التضخم ٢٨٠
سماد6;سمرف1 عمود11 تي جي تأخر أكثر حدة في التكلس الغضروفي مقارنة بـ Smad6 Tg ٢٧٩
سماد7 إكسون 1 هشاشة العظام؛ BFR ; OC ٢٨٢
ضربة قاضية تكاثر الخلايا الغضروفية وتضخمها ; لوح نمو قصير ٣٣٩
Prx1 Prom-Tg؛ Col11 Enh-Tg؛ Col11 Prom-Tg تشوه الغضروف؛ تكاثف الميزانشيم تكاثر الخلايا الغضروفية وتضخمها ٢٨٣
سمرف1 ضربة قاضية كتلة العظام ; BFR 286
العمود 1 بروم-تي جي هشاشة العظام؛ BFR ٢٨٥
سمرف 2 كول بروم-تي جي التهاب المفاصل العظمي؛ تنكس القرص الفقري ٢٩١، ٢٩٢
ضربة قاضية الحماية من التهاب المفاصل التنكسي المرتبط بالعمر والمسبب بواسطة DMM ٢٩٣
ضربة قاضية هشاشة العظام ; OC ٢٩٦
ضربة قاضية تعزيز تشكيل العظام خارج الموقع الناتج عن BMP 294
PLEKHO1 أوستيريكس-كري الحماية من فقدان العظام المرتبط بالعمر ٢٨٩
أوستيريكس بروم-تي جي فقدان العظام المرتبط بالعمر ٢٨٩
NEDD4 العمود 1 -كري كتلة العظام ; OB 298
كول بروم-تي جي كتلة العظام ; OB 298
جاب1 أوسك-كري قصر القامة؛ كتلة العظام الشبكية ٣٠٣
الجدول 1. مستمر
تصنيف جين KO/CKO/Tg/ضرب في الظاهرة المراجع
خصوم نوجين أوكن بروم-تي جي هشاشة العظام؛ BFR ٢٥٠,٢٥٣
أوكن-كري هشاشة العظام 254
إلى فرط تنسج الغضروف؛ فشل في تطوير المفاصل؛ عيوب هيكلية متعددة مرتبطة بتشكيل الأنبوب العصبي والسمات (فشل إغلاق الأنبوب العصبي، أطراف عريضة على شكل نادي، فقدان الفقرات الذيلية، محور جسم قصير، واحتفاظ بذيل ضامر صغير) 66,67
جرم1 أوكن-كري كتلة العظام ; BFR 258
أوكن بروم-تي جي كسور العظام؛ كتلة العظام ; BFR 259
FS تي جي كتلة العظام ; كسور العظام 262
المستقبلات المساعدة -غليكان ضربة قاضية تطور غير طبيعي في الحنك مع OB 267
نربس ضربة قاضية كتلة العظام ; OB ; OC ٢٦٨
نيوجينين ضربة قاضية لوحة نمو ممدودة؛ تكاثر الخلايا الغضروفية وموتها المبرمج ; التكلس الغضروفي ٢٧٦
جهات تنظيمية أخرى تم53 ضربة قاضية العظم المتصلب ٣٠٨
إندوفين كول1 بروم-إندوفين F872A Tg كتلة العظام ; BFR 304
مروج البروم، معزز Enh، Tg ترانسجيني، KO ضربة قاضية، CKO ضربة قاضية شرطية، BFR معدل تكوين العظام، OB أستيوبلست، OC أستيوكلاست، OCY أستيوسايت، BMD كثافة المعادن في العظام، DN سلبية سائدة.
(1) العمود 1 فئران ترانسجينية Prom-Tgfb1 H222D تحمل طفرات Tgfb1 H222D تحت سيطرة محفز Col1a1؛ وتوجد طفرة Tgfb1 H222D في مرض كاموراتي-إنجلمان (CED) البشري. يُعرف هذا النموذج الفأري أيضًا باسم Tgfb1-CED أو فئران CED.
(2) هو نموذج الفأر الذي يحمل طفرة Gdf5 (أليل bp-J) والتي تحدث بشكل عفوي في الضغط. Bp هو اختصار لقصير الساقين.
الجدول 2. الأمراض البشرية المرتبطة بـ TGF- وإشارات BMP في العظام.
جين مرض MIM# اضطرابات العظام المراجع
نوجين، جي دي إف 5 التصاق الأصابع 185800، 186500، 184460، 615298 التصاق أو التحام المفاصل بين السلاميات ٥٩، ٦٠
نوجين متلازمة الائتلاف بين العظام القاربية والعظام الرسغية 186570 اندماج العظام الرسغية والعظام الكاحلية والعظام السلامية؛ قصر العظام المشطية الأولى مما يسبب قصر الأصابع؛ اندماج عظم العضد والعظم الكعبرة 61
نوجين، BMP2، BMPR1B، GDF5 قصر الأصابع 611377، 112600، 113100 قصر الأصابع 60،62-64
TGFBR1، TGFBR2، TGFB2، TGFB3، SMAD2، SMAD3 متلازمة لويز-ديتس 609192، 610168، 613795، 614816، 615582، 619656 تشوهات هيكلية متغيرة (بما في ذلك فرط نمو الهيكل العظمي، تشوه الصدر، التهاب المفاصل، الفتق، إلخ) 72-76
ACVR1 التنسج الليفي العظمي المتقدم 135100 تكوين العظام غير الطبيعية التقدمية في العضلات والأوتار والأربطة والمفاصل ١٢٢,١٢٣
TGFB1 مرض كاموراتي-إنجلمان 131300 آفات عظمية متصلبة في العظام الطويلة والجمجمة مع زيادة في إعادة التشكيل؛ التهاب المفاصل العظمي 158
SMAD3، MAP2K1، LEMD3 ميلوريوستوز 155950 ميلوريوستوز (مرض العظام المتصلب الخاص) 159-161، 306، 307
LEMD3 أوستيوبويكولوزيس؛ متلازمة بوشكي أولندورف 166700 العظم المتصلب ٣٠٦، ٣٠٧
TMEM53 خلل التنسج القحفي الأنبوب، نوع إكيغاوا 619727 فرط التكلس؛ قصر القامة المرتبط بزيادة حجم الرأس، أو طول الرأس، أو جبهة بارزة ٣٠٨
FBN-1 متلازمة مارفان 154700 تشوهات هيكلية متغيرة بما في ذلك زيادة طول العظام الطويلة 77
FBN-2 تشوهات خلقية في الأوتار العنكبوتية 121050 أطراف طويلة (دوليكستينومليا) وأصابع وأصابع قدم طويلة ونحيلة (أراخنوداكتيلية)، ومفاصل مثنية بشكل دائم (انقباضات) ٢٣٠
أدامتس إل 2 خلل التنسج الجيولوجي 231050 قصر القامة، قصر الأطراف، والعيوب الهيكلية 243
أدامتس10، أدامتس17 متلازمة وايل-مارشيساني 277600,608328 قصر القامة، قصر الأصابع، وانزياح العدسة 245
COL1A1، COL1A2 تكوّن العظام الناقص 259420 خلل تنسج العظام يتميز بتشوهات عظمية، كسور، ومعدل مرتفع من عدم التئام العظام بسبب انخفاض كتلة العظام وضعف جودة العظام 235
EXT1، EXT2 التشوهات العظمية المتعددة الوراثية ٣٣٧٠٠، ١٣٣٧٠١ تكوين نمو عظمي مغطى بالغضروف (أوستيوكوندروما) في نهايات العظام 238
تزلج متلازمة شبرينتزن-غولدبرغ 182212 مجموعة واسعة من التشوهات الهيكلية بما في ذلك التحام الجمجمة المبكر، ميزات وجه مميزة، أصابع طويلة، أطراف طويلة، انخماص الصدر أو بروز الصدر، والجنف 313
الشكل 1 إشارة BMP في إعادة تشكيل العظام. ترتبط بروتينات Pro-BMP ببروتينات المصفوفة وتتم معالجتها إلى ثنائيات GF نشطة من خلال التحلل البروتيني لـ PD بواسطة ADAMTSs و MMPs. يتم تنظيم نشاط BMP بواسطة بروتينات مصفوفة العظام في المنطقة خارج الخلوية (FBN-1، COL1، HS) ومن قبل مضادات خارج الخلوية (Noggin، Grem1، Grem2، Chordin). ترتبط BMPs النشطة بمستقبلات هيتروتيترايمر تتكون من مستقبلات من النوع الأول والثاني. قد ترتبط المستقبلات المساعدة مثل Neogenin و endoglin بشكل تعاوني بمستقبلات BMP أو الليغاندات. تؤدي الروابط في النهاية إلى فسفرة مستقبلات النوع الأول لنقل الإشارات إلى الأسفل عبر المسارات الكلاسيكية وغير الكلاسيكية. في المسار الكلاسيكي، يتم تنشيط R-SMADs الخاصة بـ BMP (SMAD-1/5/8) عن طريق الفسفرة في مجالات SSXS الطرفية C وتشكيل معقد مع Co-SMAD SMAD4 من خلال مجالات MH2 الطرفية C. ثم ينتقل معقد SMAD المنشط إلى النواة لتنظيم نسخ الجينات المستهدفة. في السيتوبلازم، يقوم I-SMAD SMAD6 بتثبيط الإشارة من خلال التدخل في تشكيل مستقبل-RSMAD أو معقد SMAD. كما يتعاون SMAD6 مع ليغازات اليوبكويتين (Smurf1 و Nedd4) لتحفيز اليوبكويتين والتحلل لـ R-SMADs. تنظم إنزيمات إزالة اليوبكويتين مثل Usp15 و LMP-1 إشارة BMP بشكل إيجابي من خلال معاكسة تحلل R-SMAD. يتم تنظيم الانتقال النووي لمجمع SMAD بواسطة بروتينات غلاف النواة مثل TMEM53 و LEMD. في الخلايا العظمية، يتم تنظيم وظيفة النسخ لمجمع SMAD بواسطة عوامل النسخ المساعدة (p300، -كاتينين، CBP، TCF4، Runx2) أو مثبطات (HDAC4/5-SnoN؛ مجمع Ski، مجمع HDAC1-Nkx3.2، Tob، Foxc1). في المسار غير الكلاسيكي، يتم استقطاب TRAF6 إلى المستقبل لتنشيط العوامل السفلية، بما في ذلك MAPKs، PI3K، و GTPases الصغيرة (Rho، Rac، Cdc42). ينظم إشارة MAPK بشكل إيجابي نشاط عوامل النسخ، بما في ذلك Runx2 في الخلايا العظمية وNF-кB في الخلايا العظمية المدمرة. في النهاية، يعزز إشارة BMP تمايز كل من الخلايا العظمية والخلايا العظمية المدمرة في جميع المراحل. OB الخلايا العظمية، pre-OB الخلايا العظمية السابقة، BMM أحادية النواة من نخاع العظام، OC الخلايا العظمية المدمرة.
وظائف BMPs و TGF- تمت دراسة s في الهيكل العظمي بشكل أكثر شمولاً، وستركز هذه المراجعة بشكل أساسي عليها.
حتى الآن، تم اكتشاف أكثر من 15 بروتينًا من عائلة BMP في كل من البشر والقوارض. يقوم الجهاز الهيكلي بتخليق العديد من بروتينات BMP المختلفة، بما في ذلك BMP2 وBMP3b/GDF10 وBMP4 وBMP5 وBMP6 وBMP7 وBMP9/GDF2 وBMP13/GDF6 وBMP14/GDF5. جميع الثلاثة TGF- الليغاندات (TGF- تي جي إف- ، و TGF- ) يتم التعبير عنها في الهيكل. TGF- تتم تخليق وإفراز s و BMPs كمعقدات بروتينات مسبقة تحتوي على اثنين من المجالات البروتينية غير النشطة في الطرف N (PDs) تتفاعل بشكل غير تساهمي مع ثنائي GF الناضج في الطرف C (الشكل 3a، b). تتحكم PDs في نشاط GFs بطرق مختلفة، بما في ذلك الكمون، والتوطين، والاستقرار، وتكوين الثنائيات بشكل صحيح. PDs من TGF- تحتفظ السيتوكينات بالعوامل النمو في المصفوفة خارج الخلوية (ECM) وتتحكم في توافرها الحيوي. برو-تي جي إف- يُعرف أيضًا باسم المركب الكامن الصغير (SLC)، مع بروتينه المرتبط المعروف باسم الببتيد المرتبط بالكمون (LAP). يتفاعل LAP مع رابط كامن
بروتين (LTBP) لتشكيل المركب الكامن الكبير (LLC)، الذي يرتبط ببروتينات مصفوفة خارج الخلية مثل الفيبريلين (FBN). إطلاق وتفعيل TGF- يتمثل دور ECM في الانفصال عند درجة حموضة حمضية أو التحلل البروتيني بواسطة ميتالوبروتيناز المصفوفة (MMPs) للخلايا العظمية. أظهرت أعمالنا أن تنشيط TGF- تم إلغاؤه في الفئران التي تعاني من نقص ATP6i، حيث كانت خلايا العظم المتحللة لديها غير وظيفية. على النقيض من ذلك، فإن بروتينات BMP لبعضها لا تنقل فترة الكمون، بما في ذلك BMP4 و BMP5 و BMP7 و BMP9. من بينها، يرتبط بروتين BMP7 مع FBNs في ECM لتشكيل تدرجات إشارة مناسبة، بينما بروتين BMP9 البروتيني يتداول، وأن منطقة PD من BMP4 ضرورية أيضًا لتوليد الهرمونات النشطة BMP4/7. لذلك، نشاط BMPs و TGF- تتحكم الإنزيمات الببتيداز الداخلية في s، وقد يتم التحكم فيها أيضًا بواسطة مركبات المصفوفة أو إنزيمات تحلل المصفوفة إذا كانت مرتبطة بالـ ECM (سيتم مناقشة ذلك بمزيد من التفصيل أدناه).
معظم TGF- وتم ربط ثنائيات BMP GF بواسطة رابطة ثنائية الكبريت، على الرغم من غياب ذلك في بعض BMPs (GDF3، GDF9، و
الشكل 2 TGF- الإشارات في إعادة تشكيل العظام. بالإضافة إلى بروتينات مصفوفة العظام، فإن فترة الكمون لـ TGF- يتم الحفاظ على s أيضًا بواسطة LTBPs، التي ترتبط بـ TGF المواد السابقة لتشكيل الشركة ذات المسؤولية المحدودة. TGF النشط- تطلق الببتيدات من امتصاص العظام بواسطة الخلايا العظمية والتفكك البروتيني بواسطة ADAMTSs وMMPs. TGF- النشط يرتبط مع مستقبل هيتروتيترايمر، الذي ينقل الإشارات عبر مسارات تقليدية وغير تقليدية مثل BMPs. المستقبلات المساعدة -غليكان و Nrps يسهلان ارتباط الليغاند بالمستقبل. في المسار الكنسي، TGF- – SMADs المحددة (SMAD-2/3) يتم تنشيطها عن طريق الفسفرة في مجالات SSXS الطرفية C وتشكل معقدًا مع SMAD4 Co-SMAD من خلال مجالات MH2 الطرفية C. ثم ينتقل معقد SMAD المنشط إلى النواة لتنظيم نسخ الجينات المستهدفة. SMAD7 I-SMAD وSmurf2 يعكسان تنشيط الإشارة في السيتوبلازم. يتم تنظيم الانتقال النووي لمجمع SMAD بواسطة بروتين غلاف النواة LEMD. في الخلايا العظمية، يقود مجمع SMAD تعبير الجينات العظمية (Dlx5، Runx2)؛ ومع ذلك، فإنه يجند HDAC4/5 لمعارضة نشاط Runx2 ويدفع تعبير الجينات التي تثبط تكوين الخلايا العظمية (HDAC6، Smurf1). يلعب مجمع SMAD أيضًا أدوارًا مزدوجة في تعبير الجينات المكونة للخلايا العظمية في الخلايا العظمية. في المسار غير الكلاسيكي، يتم تجنيد TRAF6 إلى المستقبل لتنشيط العوامل السفلية، بما في ذلك MAPKs، PI3K، وGTPases الصغيرة (Rho، Rac، Cdc42). ينظم إشارة MAPK بشكل إيجابي نشاط عوامل النسخ، بما في ذلك Runx2 في الخلايا العظمية وNF-кВ في الخلايا العظمية. في النهاية، TGF- يعزز التمايز المبكر للأوستيو بلاست والأوستيوكلاست، مما يحد من نضوجهم لاحقًا. TGF- كما يحافظ على تشكيل وخصائص الخلايا العظمية، بينما لا يزال آليته غير واضحة. OB خلايا بناء العظام، pre-OB خلايا ما قبل بناء العظام، OCY خلايا عظمية، BMM وحيدات نخاع العظام، OC خلايا مدمرة للعظام، pre-OC خلايا ما قبل مدمرة للعظام.
بي إم بي 15 يتم تصوير الهيكل الثنائي المرتبط بروابط ثنائية الكبريتيد تقليديًا على أنه “يد”، حيث تتكون من مجموعتين من الأجزاء المتوازية المعاكسة. -تشكل الخيوط “امتدادات أصابع” تبرز من “معصم” مركزي مستقر -حلزون. إنهم يربطون مستقبلاتهم عند واجهة ربط مركبة، والتي تتكون من الإبيتوبي “المعصم” لأحد المونومرات والإبيتوبي “المفصل” المحدب ل”امتدادات الأصابع” للمونومر الآخر (الشكل 3c). على الرغم من تشابهها الهيكلي، TGF- وتتميز ربيطات BMP بواجهات مختلفة، تُسمى أيضًا مناطق أو مواقع النقاط الساخنة، للتعرف على أزواج متنوعة من مجمعات المستقبلات من النوع الأول والنوع الثاني (الشكل 3d، e). في الهيكل العظمي، TGF- عادة ما ترتبط بمستقبلات هيتروتيترايمرية تتكون من TGF- مستقبل النوع الأول (TGFBR1) / كيناز لمفوما أنابلاستيك 5 (ALK5) و TGF مستقبل النوع الثاني (TGFBR2). بعض الدراسات حددت أيضًا ALK1 كنوع ثانٍ من TGF- مستقبل. طبيعة ارتباط مستقبلات BMPs أكثر تنوعًا من تلك الخاصة بـ TGF- في الهيكل العظمي توجد ثلاثة مستقبلات من النوع الثاني لبروتينات BMP، بما في ذلك مستقبل BMP من النوع الثاني (BMPR2)، ومستقبل Activin من النوع IIA (ActRIIA، ACVR2A)، ومستقبل Activin من النوع IIB (ActRIIB، ACVR2B). علاوة على ذلك، توجد أربعة مستقبلات من النوع الأول، بما في ذلك مستقبل BMP من النوع IA.
مستقبل (BMPRIA)/ALK3، مستقبل نوع BMP IB (BMPRIB)/ALK6، مستقبل نوع Activin I (ACVR1)/ALK2، وALK1. تشكل تركيبات من تلك المستقبلات من النوع الأول والنوع الثاني مجمعات هيتروتيترايمرية مختلفة، والتي تمتلك affinities ربط مختلفة لبعض ليفات BMP. على سبيل المثال، بينما يرتبط كل من BMP7 و BMP14 بـ ALK6، يرتبط BMP7 فقط بـ ALK2 و ALK3. لذلك، تلعب BMP7 و BMP14 أدوارًا متميزة ولكن متداخلة في تطوير الهيكل العظمي. علاوة على ذلك، فإن BMP-2/4/9 يحفز تكوين العظام بشكل مفضل من خلال ALK-1/3/6، بينما BMP3 يعاكس تكوين العظام من خلال الارتباط بـ ActRIIB.

الإشارات الكانونية وغير الكانونية

عند الارتباط بمستقبلاتها، فإن TGF- تقوم عائلة السوبر بنقل الإشارات من خلال مسارات الإشارة الكلاسيكية (المعتمدة على Smad) وغير الكلاسيكية (غير المعتمدة على Smad) (الأشكال 1 و 2). في مسارات الإشارة الكلاسيكية، تم تصنيف ثمانية بروتينات SMAD في الثدييات (SMAD1-8)، والتي يمكن تصنيفها إلى ثلاثة أنواع فرعية: SMAD الشريك المشترك (Co-SMAD، SMAD4)، وSMADs المنظمة بواسطة المستقبلات (R-SMADs، SMAD-1، -2، -3، -5، و -8).
الشكل 3 هيكل وانتقائية TGF- و BMP الأضواء والمستقبلات. أ-ج هياكل البروتين TGF- برو-BMP9 و TGF تم إعادة إنشاء مركب TGFBR1-ALK5 من ملفات PDB بأرقام الوصول 3RJR و 4YCI و 3KFD، على التوالي. بروتين-TGF- و proBMP9 كلاهما يحتويان على ديمر PD و GF الذي يتفاعل مع بعضه البعض بشكل غير تساهمي. PD من pro-TGF- يتفاعل مع LTBPs وينقل فترة الكمون لـ GF الخاصة به. على عكس TGF- ، إن PD لـ pro-BMP9 لا ينقل فترة الكمون لعامل النمو الخاص به، ويترك مجال التفاعل مع مستقبل عامل النمو ‘مفتوحًا’ (أ، ب). إن TGF- النشط هو ديمر GF. كل مونومر يشبه “يد” بها اثنان من -خيوط “الأصابع” بارزة من -حلزون “المعصم”. يرتبط الثنائي بمجمع المستقبل عند واجهة تتكون من “المعصم” لأحد المونومرات و”الأصابع” للمونومر الآخر (ج). د، هـ الروابط والمستقبلات لـ TGF- وإشارات BMP في العظام.
و SMADs المثبطة (I-SMADs، SMAD-6 و -7). ارتباط TGF- تؤدي السيتوكينات أو BMPs مع مستقبلاتها إلى الفسفرة وتنشيط R-SMADs من خلال التفاعل مع نمط SSXS في الطرف C. تشكل R-SMADs الفسفورية بعد ذلك معقدًا مع Co-SMAD SMAD4 من خلال مجالات MH2 الطرفية C، وتنتقل إلى النواة لتنظيم نسخ الجينات المستهدفة من خلال الارتباط بالحمض النووي عبر مجالات MH1 الطرفية N. في معظم الحالات، تؤدي ممارسات الإدارة الجيدة (BMPs) إلى تنشيط R-SMADs SMAD-1 و-5 و-8. بالمقابل، TGF- تستحث تنشيط R-SMADs SMAD-2 و -3 (الشكل 3d، e). بدلاً من ذلك، TGF- يرتبط أيضًا بـ ALK1 لنقل الإشارات إلى SMAD-1 و -5 و على عكس R-SMADs و Co-SMAD، تفتقر I-SMADs إلى مجال MH1 المرتبط بالحمض النووي وتنسق التنظيم السلبي للإشارات الكلاسيكية، والذي يتم مناقشته بمزيد من التفصيل في هذه المراجعة.
بدلاً من ذلك، TGF- أو يمكن لمستقبلات BMP نقل الإشارات بشكل مستقل عن بروتينات SMAD (الأشكال 1 و 2). عند ارتباط الليغاند، TGF- أو ترتبط مستقبلات BMP بعوامل مرتبطة بمستقبلات TNF (TRAFs) لتعزيز تعدد اليبيكويتين، مما ينشط TGF- كيناز المنشط 1 (TAK1). يقوم TAK1 بعد ذلك بفوسفرة كينازات البروتين المنشطة بواسطة الميتوجين (MAPKs) أو كيناز الفوسفوإنوزيتيد 3 (PI3K)، والتي بدورها تقوم بفوسفرة وتنشيط عوامل النسخ المستهدفة (مثل، عامل النسخ النووي كابا-B (NF-кB)، وعامل النسخ المرتبط بـ runt 2 (RUNX2)). قد يقوم TAK1 أيضًا بتنشيط بروتينات G الصغيرة، بما في ذلك Rac1 وCdc42. تنظم تفعيل الإشارات الكلاسيكية وغير الكلاسيكية بعضها البعض بشكل متبادل. من ناحية، يمكن أن يؤدي تفعيل الإشارات غير الكلاسيكية إلى تعزيز الإشارات الكلاسيكية. على سبيل المثال، تم إظهار أن PI3K يثبت بروتين SMAD1 من خلال تنشيط GSK3 في الجسم الحي وفي المختبر، مما يعزز تكوين العظام؛ علاوة على ذلك، تم إظهار أن تثبيط كيناز الإشارة خارج الخلوية 1 (ERK1) يمنع TGF- فوسفاتة Smad3 المستحثة في غضاريف الجرذان. من ناحية أخرى، يمكن أن تتعارض الإشارات غير الكنسية أيضًا مع نشاط SMAD. على سبيل المثال، قد يقوم MAPK بفسفرة Smad1 لاستقطاب Smurf1 للاحتفاظ به في السيتوبلازم وتفكيكه. يمكن أن يتفاعل NF-кB مع Smad4 و
ت antagonize نشاطه النسخي لقمع تكوين العظام المستحث بواسطة BMP2. تم الإبلاغ عن أن إشارات ERK تزيد من تعبير Smurf1 لتثبيط وظيفة BMP في الخلايا العظمية. تفعيل غير متساوٍ لـ TAK1 على SMADs بواسطة c-Abl يوجه تعبير p16(INK4a) للتحكم في صيانة الخلايا الجذعية الميزانشيمية (MSC) ويمنع تمايز الخلايا العظمية.

المصفوفة المستهدفة

مجمع سماد يتعرف على تسلسلات الحمض النووي المتوافقة، وهي عنصر ربط سماد (SBE) أو عنصر استجابة BMP (BRE)، لتنظيم التعبير الجيني. تم التعرف على عنصر SBE، المعروف أيضًا باسم نمط GTCT أو تسلسله المكمل الممتد CAGAC، سابقًا. تم إظهار أن Smad1 و Smad5 يتعرفان أيضًا على الأنماط الغنية بـ GC (GGCGC)، والتي تُسمى BRE، في بعض الجينات المستجيبة لـ BMP. وبالتالي، تم تحديد بعض الجينات المستهدفة لـ TGF- وإشارات BMP، بما في ذلك Id-1، Gremlin، noggin، follistatin (FS)، Smad6، و Bambl. ومع ذلك، فإن النسخة المستهدفة من TGF- وتختلف إشارات BMP أيضًا بشكل كبير بين أنواع الخلايا والظروف المرضية، بسبب العوامل المساعدة المتغيرة وبنية الكروماتين والوصول إليه. لذلك، فإن تطوير تقنيات ترسيب المناعية للكروماتين متبوعًا بالتسلسل (ChIP-seq)، وعزل العناصر التنظيمية بمساعدة الفورمالدهيد متبوعًا بالتسلسل (FAIRE-seq) أو CUT&Tag-seq، بالإضافة إلى تقنيات ATAC-seq وRNA-seq، يمكّن من التحليل الشامل للجينوم لمواقع ارتباط SMAD والمواقع المستجيبة لـ SMAD بطريقة محددة لنوع الخلية. أوماتا وآخرون. أجرى تحليل ChIP-seq مع FAIRE-seq في الخلايا العظمية لتحليل TGF- -الجينات المنظمة بواسطة RANKL المستجيب ومُنشط مستقبلات عامل نواة كابا B. أظهرت نتائجهم تعاون Smad2/3 مع c-Fos خلال تكوين الخلايا العظمية. يو وآخرون استخدمت تسلسل RNA، وتسلسل ATAC بالاقتران مع تسلسل CUT&Tag لـ H3K27Ac، لتحليل شبكات عوامل النسخ غير المنظمة في الخلايا العظمية التي تفتقر إلى Bmp2، كاشفة أن أكثر من 80% من العناصر غير المنظمة مستهدفة مباشرة بواسطة عوامل النسخ مثل RUNX2 و DLX5 (Homeobox 5 بعيد المدى) و MEF2C (عامل تعزيز النسخ من صندوق MADS 2) و OASIS.
تطور العظام الغضروفية
الشكل 4 TGF- وإشارات BMP في تطوير العظام عن طريق الغضروف. يبدأ تطوير العظام عن طريق الغضروف بتكثف الميزينشيم، الذي يتطور إلى برعم الطرف، ونظير الغضروف، والعظام الجنينية مع لوحة نمو منظمة جيدًا بطريقة تدريجية. في المرحلة المبكرة، يتم التعبير عن BMPs في الهوامش الأمامية والخلفية لبرعم الطرف. يحفز IHH التعبير عن مضاد BMP Gremlin في الهوامش الخلفية. يمنع Gremlin BMPs من تقليل إنتاج FGF الذي يعود ليحافظ على إنتاج IHH. تؤسس حلقة تنظيم BMP-IHH-FGF المحاور الظهرية-البطنية والأمامية-الخلفية لبرعم الطرف وتحدد نمط الطرف. في لوحة النمو، تعزز إشارات BMP تكاثر وتمايز الخلايا الغضروفية في جميع المراحل، بينما TGF- يعزز التمايز النهائي للخلايا الغضروفية بينما يثبط التمايز الضخامي. ينظم BMP بشكل إيجابي إشارة IHH لتعزيز تكاثر الخلايا الغضروفية من خلال حلقة IHH-PTHrP، وينظم سلبًا إشارة FGF، وهو منظم سلبي لتكاثر الخلايا الغضروفية والضخامة، ويعزز نشاط Runx2 لتعزيز التمايز الضخامي والنهائي. في المقابل، TGF- يقلل من تعبير IHH. BMP و TGF- تعزيز تعبير Sox9 أو نشاطه، مما يفضل إنتاج مصفوفة الغضاريف.
(مادة مستحثة بشكل خاص من الخلايا الدبقية القديمة)، وKLF4 (عامل كروبل الشبيه 4). قد تعمل هذه العوامل النسخية معًا أو في مجرى SMAD لتنظيم النتائج البيولوجية التي يسببها BMP2. باستخدام تقنيات RNA-seq وChIP-seq، قام يان وآخرون. تم تحديد أن Smad4 يرتبط مباشرة بالمنطقة التنظيمية لمروج Runx2، مما يساهم في تمايز الخلايا العظمية وتضخم الخلايا الغضروفية. يمكن تفسير مجموعة النسخ المستهدفة المتنوعة من خلال فكرة أن بروتينات SMAD تجند منظمات النسخ المساعدة المختلفة على الكروموسومات، والتي يتم مناقشتها بمزيد من التفصيل في هذه المراجعة.

تGF- وإشارات BMP في تطوير الهيكل العظمي

يتكون هيكل الثدييات من خلال التكلس داخل الغشاء (أي، عظام القحف) أو التكلس الغضروفي (أي، عظام الأطراف وعظام المحور). خلال التكلس داخل الغشاء، يتم تحويل الخلايا الميزانشيمية المكثفة مباشرة إلى بانيات العظم وخلايا العظم. خلال التكلس الغضروفي، يخضع الميزينشيم المكثف لعملية تكوين الغضاريف لتشكيل أولي الغضاريف، الذي يتطور إلى شكل غضروفي لعظم جنيني، محاطًا بالغضروف المحيطي. تتطور نسيج الغضروف إلى صفائح نمو في نهايات الإبيفيس، والتي تتكون من طبقات من الخلايا الغضروفية في مراحل تمايز مستمرة (راقدة، متكاثرة، قبل تضخم، وتضخم). تخضع الخلايا الغضروفية المتضخمة لتمايز نهائي وموت خلوي ويتم استبدالها تدريجياً بهياكل عظمية في الجزء الميتافيزي. تتعاون مسارات الإشارة المتعددة (مثل هيدجهوج، وعامل نمو الألياف (FGF)، وبروتين مرتبط بهرمون الغدة الجار درقية (PTHrP)، وBMP، وTGF- ) لتحديد شكل الهيكل العظمي في مرحلة أولية الغضروف وتعديل نمو العظام ونضوجها في صفائح النمو. أظهرت أعمالنا أن مجمعات عوامل النسخ Run وRun تتحكم في تكاثر الخلايا الغضروفية وتضخمها خلال تطوير صفائح النمو. هنا، سنناقش الأدوار المحددة لـ BMP وTGF- في الإشارة في تطوير الهيكل العظمي، خاصة التكلس الغضروفي.

إشارة BMP في تطوير الهيكل العظمي

تلعب إشارة BMP أدواراً حاسمة في مراحل متعددة من تكوين الهيكل العظمي، بما في ذلك تكثف MSC، وتكوين الغضروف
الأولي، وتشكيل الهيكل العظمي، وتطوير صفائح النمو (الشكل 4). كما ذُكر سابقاً، تتكون إشارة BMP من مجموعة متنوعة من الروابط والمستقبلات ذات affinities وأنماط ربط غير متجانسة، مما ينتج عنه نتائج فسيولوجية متغيرة. تمتلك روابط BMP أنماط تعبير مختلفة خلال تطوير الهيكل العظمي، مما يحدد وظائفها الفسيولوجية المتنوعة. على سبيل المثال، يتمتع Bmp14 ومستقبله Alk6 بنمط تعبير مقيد في العظام الزائدة. بشكل متسق، تظهر الفئران التي تحمل طفرة Bmp14، أو طفرة Alk6، أو كليهما تشوهات في العظام الزائدة ولكن ليس في عظام المحور. ، و-14 (GDF5) يتم التعبير عنها في المرحلة المبكرة من تطوير الهيكل العظمي، مما يشير إلى أدوارها في بدء تكوين الهيكل العظمي. بشكل متسق، تؤدي الحذف الجنيني لجينات Bmp-2، -4، -7، أو -14 إلى هياكل هيكلية مشوهة. من بينها، أظهرت الفئران التي تم حذف Bmp-2 و-4 المحددة MSC (DKO) التشوه الأكثر حدة، مما يبرز وظائفها الحاسمة خلال تطوير الهيكل العظمي الجنيني. على المستوى الجزيئي، يؤدي فقدان BMP إلى إعاقة التمايز ما قبل الغضروفي في تكثفات الميزانشيم بسبب فقدان التعبير عن عوامل النسخ الغضروفية الرئيسية، بما في ذلك Sox-5، -6، و-9.
علاوة على ذلك، تعتبر إشارة BMP حاسمة في تطوير براعم الأطراف المبكرة (الشكل 4). يتم التعبير عن BMP-2، -4، و-7 في كل من الهوامش الأمامية والخلفية للميزانشيم في براعم الأطراف. كما يتم التعبير عن مضاد BMP Gremlin في الهوامش الخلفية لبراعم الأطراف. أدى حذف Bmp4 وBmp2 وBmp7 بواسطة Msx2-Cre في خلايا الحافة الخارجية القمية (AER) إلى تعطيل الاستقطاب الظهري-البطني للميزانشيم وعدم تنظيم AER. خلال التقدم البعيد لتطوير براعم الأطراف، يؤدي نشاط Sonic Hedgehog (SHH) إلى زيادة تنظيم مضاد BMP Gremlin في الميزانشيم الخلفي (أو منطقة النشاط الاستقطابي) لمنع BMPs من تقليل إنتاج FGF في AER، مما يعيد تغذية إنتاج SHH. ترتبط الطفرات في الجينات في إشارة BMP، بما في ذلك NOGGIN، GDF5، BMP2، وBMPR1b، بأمراض بشرية تتميز بالسيمفالاينغيزم أو البراكيداكتيلي (الجدول 2). إن التلاعب بالجينات المذكورة أعلاه في الفئران يحاكي هذه الأنماط الظاهرة للأمراض البشرية بينما يعاني أيضاً من عيوب إضافية في نمط الأوتوبود، مثل تعدد الأصابع وغياب عناصر السلاميات.
تعزز إشارة BMP تكاثر الخلايا الغضروفية وتمايزها في جميع مراحل تطوير صفائح النمو (الشكل 4). في صفيحة النمو، يتم العثور على التعبير عن Bmp2، Bmp4، وBmp5 في الغضروف المحيط، وBmp2 في الخلايا الغضروفية المتضخمة، وBmp7 في الخلايا الغضروفية المتكاثرة. تلاحظ تشوهات شديدة في الغضروف العظمي وعظام طويلة قصيرة في الفئران التي تم حذف Bmp2 المحددة للخلايا الغضروفية (CKO) وفئران DKO لـ Bmp-2 و-4 ولكن ليس في الفئران CKO لـ Bmp4، مما يشير إلى أن Bmp2 تفوق على Bmp4 في تنظيم تمايز الخلايا الغضروفية خلال تشكيل صفيحة النمو. أما بالنسبة لمستقبلاتها، فإن ALK-2، -3، و-6 تلعب أدواراً متكررة خلال تطوير الهيكل العظمي حيث تظهر جميع الفئران DKO المحددة للخلايا الغضروفية نمط ظاهرة تشوه الغضروف الأكثر حدة، القاتل عند الولادة، مقارنة بالفئران CKO ذات الجين الواحد، مما يظهر تأخيراً في تكاثر الخلايا الغضروفية، وإنتاج المصفوفة، والتمايز المتضخم، والتمايز النهائي. يمكن أيضاً ملاحظة أنماط ظاهرة مشابهة في الفئران التي تم حذف بروتينات R-Smad أو Co-Smad بشكل محدد في الخلايا الغضروفية. على العكس، فإن زيادة إشارة BMP تسرع نضوج الخلايا الغضروفية وتوسع الغضروف، كما لوحظ في أطراف الدجاج المحملة بأشكال نشطة (CA) من مستقبلات BMP ونماذج الفئران مع إشارة BMP نشطة. تنظم BMP تكاثر الخلايا الغضروفية وتمايزها المتضخم من خلال عدة آليات مختلفة. أولاً، تحافظ BMPs على تعبير Sox9، وهو عامل نسخ رئيسي للغضروف. ثانياً، تحفز إشارة BMP تعبير Indian Hedgehog (Ihh)، وهو سيتوكين حاسم للحفاظ على مجموعة الخلايا الغضروفية المتكاثرة. ثالثاً، تنظم BMPs سلبياً إشارة FGF من خلال تثبيط تعبير FGFR1. أظهرت إشارة FGF أنها تثبط تكاثر الخلايا الغضروفية وتضخمها من خلال إشارة STAT وMAPK. علاوة على ذلك، تعزز BMP/Smad4 تعبير ونشاط Runx2، الذي ينظم إيجابياً تضخم الخلايا الغضروفية والتكلس.

إشارة TGF- في تطوير الهيكل العظمي

مثل BMPs، تعتبر إشارة TGF- أيضاً ضرورية لتطوير الهيكل العظمي. في البشر، يرتبط تنظيم إشارة TGF- الذي تسببه طفرات TGFBR2، TGFB2، TGFB3، SMAD2، SMAD3، وFBN-1 بمتلازمة لويس-دييتز أو متلازمة مارفان، وكلاهما يتميزان بمختلف الشذوذ الهيكلية مثل فرط نمو العظام الطويلة (الجدول 2). في الفئران، أدى حذف Tgfbr2 إلى إلغاء إشارة TGF- وأدى إلى عيوب شديدة في العظام القحفية، والزائدة، والمحورية. تلعب TGF- أيضاً دوراً حاسماً في تشكيل المفاصل. يؤدي نقص Tgfbr2 إلى تصلب المفاصل بين السلاميات وغياب أو عدم اكتمال الأقراص الفقرية (IVDs). تنظم TGF- تعبير عدة جينات تشكيل المفاصل، بما في ذلك Noggin، Wnt9a، GDF5، وMCP-5 (بروتين كيميائي أحادي النواة-5).
على عكس BMPs، فإن أدوار TGF- في تكوين الغضروف تعتمد على مرحلة التمايز. في مرحلة مبكرة من التمايز، لا تتطلب إشارة TGF- للبدء في تكوين الغضروف ولكنها تحد من تكوين الغضروف من أجل الالتزام بسلالة الخلايا العظمية. لا تواجه الفئران CKO المحددة MSC أو الخلايا الغضروفية صعوبة في تشكيل الأولية. أدى حذف في الفئران أيضاً إلى غشاء غضروفي أرق مصحوباً بأنسجة غضروفية خارجية بارزة في الغشاء الغضروفي. في مرحلة لاحقة من التمايز، تمنع إشارة TGF- تضخم الخلايا الغضروفية بينما تعزز التمايز النهائي. TGFBR2 هو المستقبل الوحيد من النوع الثاني لـ TGF- ، وأدى حذف Tgfbr2 إلى إلغاء إشارة TGF- وأدى إلى عيوب شديدة في العظام القحفية، والزائدة، والمحورية. ومع ذلك، لم تُلاحظ عيوب هيكلية شديدة في الفئران KO ذات الجين الواحد لـ TGF- ، 2، و3، مما يشير إلى أنها تلعب أدواراً متكررة. خلال التمايز النهائي، أدى نقص Tgfbr2 إلى تسريع الانتقال من الخلايا الغضروفية ما قبل التضخم إلى الخلايا الغضروفية المتضخمة بينما أخر التكلس. تمت ملاحظة عيوب مشابهة في الفئران CKO وDKO المحددة للخلايا الغضروفية Smad-2 و-3، بينما أظهرت الفئران التي تفتقر إلى Smad2 نمطاً أكثر
M. Wu et al.
شدة، مما يشير إلى أن Smad2 يلعب دوراً أكثر أهمية من Smad3 في تطوير العظام الغضروفية. يظهر أن Smad2 يثبط تعبير Ihh على المستوى النسخي إلى حد أكبر من Smad3.

إشارة TGF- و BMP في تشكيل العظام وإعادة تشكيلها

على مدار حياة البشر، تخضع أنسجة العظام لإعادة تشكيل مستمرة، حيث يتم تنفيذ امتصاص العظام بواسطة الخلايا العظمية وتشكيل العظام بواسطة الخلايا العظمية. يتم تنظيم برنامج التمايز من خلايا MSCs الهيكلية إلى الخلايا العظمية بواسطة مسارات إشارات متعددة (مثل IGF، WNT، Hedgehog، هرمون الغدة الجار درقية (PTH)، TGF- وعوامل النسخ (مثل Runx2، Dlx5، Osterix، -كاتين أعمالنا أظهرت أن الجري و اركض التحكم في تمايز الخلايا العظمية والتزام السلالة. تتمايز الخلايا العظمية من وحيدات النوى/البلاعم في نخاع العظام، وهي عملية مدفوعة بسيتوكينين: M-CSF و RANKL. تتحكم عوامل النسخ الرئيسية مثل c-Fos وNF-kB وعامل نواة الخلايا التائية المنشطة 1 (NFATc1) أيضًا في تمايز الخلايا العظمية. الأوستيوسايتات هي خلايا أوستيو بلاست متمايزة نهائيًا وم embedded في المصفوفة المعدنية. توجد الخلايا العظمية (الأوستيوسايتس) في الفجوات داخل العظام ولها امتدادات شجرية متعددة للتواصل مع الخلايا العظمية القريبة والخلايا على سطح العظم، مما يشكل هيكلًا متخصصًا يسمى شبكة الفجوة والقناة. تشارك الخلايا العظمية بشكل مباشر في إعادة تشكيل العظام حول الفجوات العظمية وتعدل وظائف الخلايا الآكلة للعظام والخلايا البانية للعظام من خلال المسارات الجانبية. عدم التوازن بين نشاط الخلايا العظمية (الأوستيوكلاست) ونشاط الخلايا البانية للعظم (الأوستيوبلست) ووظيفة الخلايا العظمية (الأوستيوسايت) غير المنظمة سيؤدي إلى اضطراب توازن العظام، مما ينتج عنه أمراض استقلاب العظام مثل نقص العظام (الأوستيوبينيا) وتصلب العظام (الأوستيوسكليروز). هنا، نقوم بتلخيص دور TGF- وإشارات BMP في تنظيم تكوين وعمل الخلايا العظمية، والخلايا البانية للعظم، والخلايا العظمية. طفرات جينية متعددة في TGF- وإشارات BMP مرتبطة بأعراض التصلب المختلفة لدى البشر (الجدول 2). كما حددت الدراسات على مستوى الجينوم وتحليل الجين الواحد تعدد أشكال الجينات لعدة جينات في كلا المسارين المرتبطة بكتلة العظام، بما في ذلك TGF- ، BMP2، BMP4، SMAD9، SMAD2، نوجين، SOSTDC1، GREM2، NAB1، و SPON1. مشاركة TGF- كما أن إشارات BMP في توازن العظام بعد الولادة مدعومة أيضًا بدراسات واسعة النطاق في الجسم الحي، وفي المختبر، وخارج الجسم.

إشارات BMP في تكوين العظام وتمايز الخلايا العظمية

تم اكتشاف بروتينات BMP لأول مرة وأشير إليها بشكل رئيسي على أنها بروتينات مكونة للعظام (الشكل 1). يُعتبر BMP2 المعيار الذهبي لتجديد العظام وقد تم تطبيقه سريرياً لتعزيز شفاء الكسور ودمج العمود الفقري. بالإضافة إلى ذلك، BMP-2، ، و -9 أيضًا تكون مكونة للعظام في المختبر وفي الجسم الحي. ومع ذلك، قد يكون لبروتين BMP2 الداخلي وظيفة فريدة ولا غنى عنها في شفاء الكسور، حيث إن الفئران التي تم حذف جين BMP2 منها تعاني أيضًا من كسور متكررة تفشل في الشفاء، وهو ما لا يُلاحظ في الفئران التي تم حذف جين BMP4 منها. تم العثور مؤخرًا على أن BMP9 مقاوم لمضادات داخلية مثل نوجين و BMP3b، مما يوفر بديلاً مرشحًا لـ BMP2 لعلاج شفاء الكسور. بالإضافة إلى ذلك، تم إنشاء نماذج فئران مع تثبيط الإشارات الكلاسيكية وغير الكلاسيكية لبروتين BMP في الخلايا العظمية، بما في ذلك فئران Alk2 CKO. فئران ترانسجينية سلبية مهيمنة لبروتين Bmprll فئران خالية من ActRIIB، فئران Smad1 CKO، فئران تاك1 CKO فئران CKO p38 وفئران ناقصة Smad4. أظهرت جميع الفئران المذكورة أعلاه ظواهر نقص كثافة العظام، مما يعزز الدور العظمي لإشارات BMP في تعزيز تمايز الخلايا العظمية وإنتاج المصفوفة.
علاوة على ذلك، يؤدي تنشيط إشارات BMP بشكل مفرط إلى التكلسات غير الطبيعية (HO). واحدة من الآثار الجانبية الرئيسية لتطبيق BMP في شفاء العظام هي تحفيز HO في الأنسجة العضلية. التحفيز المفرط لبروتينات BMP مرتبط بحدوث HO الناتج عن إصابات الجهاز العضلي الهيكلي في العضلات والأوتار بنسبة عالية.
إشارة. يُقترح أن تنشيط إشارات BMP المعاكسة هو علاج محتمل لمنع الصدمة الناتجة عن الإصابة. التنسج الليفي العظمي المتقدم (FOP؛ MIM #135100)، وهو اضطراب وراثي يظهر HO تدريجي، ناتج عن طفرات ذات وظيفة زائدة (R260H و G356D) في ALK2/ACVR1، مستقبل النوع الأول لبروتينات BMP (الجدول 2). في نماذج الحيوانات والخلايا لمرض FOP، تقوم طفرات ACVR1 بنقل إشارات مفرطة النشاط تعتمد على Smad1/5/8 أسفل إما BMP أو ALK2، مما يفسر الآلية المرضية لمرض FOP (الجدول 1). على النقيض من ذلك، في الظروف العادية، يقوم BMP-ACVR1 بتنشيط Smad1/5/8 بينما يقوم Activin A-ACVR1 بتنشيط إشارات Smad2/3. مستقبل حمض الريتينويك المنشط بالوفاروتين، الذي يثبط إشارات BMP، تمت الموافقة عليه مؤخرًا من قبل إدارة الغذاء والدواء الأمريكية لعلاج FOP بناءً على تجربته السريرية من المرحلة الثالثة. بالإضافة إلى بالوفاروتين، أظهرت مثبطات ALK2 الانتقائية (BLU-782، المرحلة الأولى؛ INCB00928، المرحلة الثانية؛ ساراكاتينيب) والأجسام المضادة المحايدة لأكتيفين A أيضًا إمكانية لتخفيف أعراض FOP.
على المستوى الجزيئي، تعزز BMPs تكوين العظام من خلال عدة آليات مختلفة. أولاً، تنظم إشارات BMP بشكل إيجابي نشاط Runx2، وهو عامل نسخ رئيسي للخلايا العظمية. يتفاعل Smad1 جسديًا مع Runx2 ليرتبط بمواقع OSE2 على جين الهدف الخاص به. يتم أيضًا فسفرة Runx2 بواسطة إشارات BMP غير التقليدية (TAK1-MEK-p38 أو ERK)، مما يعزز ارتباطه بالمنشط المساعد بروتين ربط CREB (CBP). كما أن BMP يثبت Runx2 من خلال تعزيز أسيتيله بواسطة p300. ثانيًا، التداخل المتكرر بين إشارات BMP و WNT يعزز البرنامج العظمي. على سبيل المثال، عامل النسخ 4 (TCF4)/ يتفاعل معقد -كاتينين جسديًا مع معقد SMAD على مواقع ربط الحمض النووي المقابلة. ؛ استئصال Smad4 يسبب انقسام -كاتينين ونقص مستقبل WNT، مستقبل البروتين الدهني منخفض الكثافة (Lrp5) يتم أيضًا تحفيز تعبير LGR4، وهو مستقبل يتيم ومنظم لـ WNT، بواسطة BMP2. ثالثًا، يؤدي إشارات BMP إلى تحفيز التعبير عن عدة عوامل نسخ مرتبطة بتكوين العظام، بما في ذلك Msx2 وRunx2 وDlx5 وKLF10 وForkhead box C1 (Foxc1) وFoxc2 وDlx3. رابعًا، يقوم BMP2 أيضًا بتحفيز تعبير PLC فوسفوليباز C ) و IHH، كلاهما يعزز تمايز الخلايا العظمية. بالإضافة إلى ذلك، يقوم SMAD1 بإزاحة Hoxc-8 من مواقع ارتباطه بالحمض النووي لتحفيز تعبير الجينات الأوستيوبلستية. علاوة على ذلك، تنظم إشارات BMP بشكل إيجابي نشاط mTORC1 لتعزيز نشاط الخلايا العظمية. أظهرت أعمالنا أن Runx1 ينظم تمايز الخلايا العظمية من خلال تعزيز إشارات BMP، عن طريق التحكم في تعبير Bmp7 وAlk3 على المستوى النسخي.
ومع ذلك، فإن إشارات BMP لها أيضًا آثار سلبية على تكوين العظام. حيث تحد BMP من تكاثر الخلايا السابقة للأوستيوبلasts وتعارض تكوين العظام في سلالات الأوستيوبلasts. قد تنظم إشارات BMP أيضًا سلبًا عملية التمعدن ونضوج الكولاجين. على المستوى الجزيئي، يحفز Alk3 تعبير مضادات WNT، DKK1 (بروتين مرتبط بـ Dickkopf 1) وsclerostin (SOST). يعزز BMP2 تفاعلًا بين Smad1 و Dvl-1 (جين ديسهيفيلد في ذبابة الفاكهة) الذي يقيد تنشيط -كاتين يتفاعل Smad4 أيضًا بشكل تنافسي مع بروتينات Tcf وLef (عامل ربط معزز اللمفاويات) ليعيق النشاط النسخي لـ -كاتين بشكل جماعي، يتعارض BMP مع تكوين العظام من خلال ربما تثبيط WNT/ إشارات بيتا-كاتينين.

تGF- الإشارات في تشكيل العظام وتمايز الخلايا العظمية

كما تم مناقشته أعلاه، فإن إشارات BMP تحد من تكاثر الخلايا السلفية العظمية بينما تعزز تكوين العظام بعد ذلك. على النقيض من ذلك، فإن TGF- تشير الإشارات إلى تعزيز تكاثر الخلايا المولدة للعظام وتكوين العظام في المرحلة المبكرة من التمايز بينما تثبط تكوين العظام في المرحلة اللاحقة (الشكل 2). العديد من نماذج الفئران التي تعاني من ضعف TGF- تم إنتاج إشارات، بما في ذلك الفئران التي تفتقر إلى Tgfb1، وTgfbr2 المحدد للخلايا الجذعية المكونة للعظام والمحدد للخلايا السلفية العظمية.
فئران CKO، فئران خالية من Alk5، وفئران خالية من Smad3. تلك TGF- أظهرت الفئران التي تعاني من نقص الإشارة فقدانًا كبيرًا في العظام مع انخفاض عدد الخلايا العظمية، مما يشير إلى أن TGF- هو بناءً للأنسجة العظمية.
على العكس، TGF- المفرط النشاط تشير إلى زيادة كتلة العظام. في البشر، ترتبط الطفرات ذات الوظيفة المعززة في TGFB1 بمرض كاموراتي-إنجلمان (CED؛ MIM #131300)، الذي يتميز بوجود آفات عظمية سكلروتيكية داخل العظام الطويلة والجمجمة. الفئران التي تحمل نفس طفرة tgfb1 تعكس النمط الظاهري الذي يُرى في البشر. الطفرات المحفزة لـ SMAD3 الجسدية في البشر مرتبطة بنمط ميلوريوستوزيس الداخلي (مرض ليري؛ MIM #155950)، والذي يتميز بتكوين عظمي مفرط غير متماثل. من المثير للاهتمام أن تكوين العظام في خلايا الطفرات المنشطة لـ SMAD3 يتم تحفيزه بواسطة TGF- بينما تم تثبيته بواسطة BMP2، مما يشير إلى أن SMAD3 يربط التنظيم المتبادل بين BMP و TGF- . علاوة على ذلك، فإن الطفرات النشطة لبروتين كيناز كيناز المعتمد على الميتوجين 1 (MAP2K1) في TGF- غير الكلاسيكي الإشارة تسببت أيضًا في حدوث ميلوريوستوزيس متقطع. على المستوى الجزيئي، TGF- تنظم بشكل إيجابي تعبير Runx2 وOsterix وDlx5 وMsx2 لبدء البرنامج العظمي. TGF- يحفز تعبير الإنتجرين Va5 لتعزيز التصاق الخلايا العظمية. TGF- -إشارات SMAD تنظم أيضًا تعبير عامل نمو الأنسجة الضامة (CTGF)، وهو بروتين مصفوفي ينظم بشكل إيجابي تمايز ووظيفة الخلايا العظمية.
خلال المرحلة المتأخرة من تمايز الأوستيوبلasts، TGF- الإشارات تثبط تكوين العظام. TGF- تم إظهار أن SMAD3 و SMAD2 يثبطان تكوين العظام في المختبر. يتفاعل Smad3 مع Runx2 ويجذب هيستون ديأسيتيلز 4 (HDAC4) و5 (HDAC5). تقوم HDAC4 و HDAC5 بإزالة الأسيتيل عن Runx2 لتسهيل تحلله. TGF- تنظم تعبير بروتينات الإشارة المختلفة المشاركة في تشكيل الخلايا العظمية. TGF- يحفز تعبير الفيمنتين، الذي ينظم سلبًا نشاط ATF4، وهو عامل نسخي مرتبط بتكوين العظام. TGF- يحفز تعبير HDAC6، مما يشوه الأهداب الأولية ويعيق تكوين العظام المستحث ميكانيكياً. TGF- يحفز تعبير Smurf1، الذي يعارض الإشارات العظمية مثل BMP. TGF- كما يثبط تعبير IGF-1، وهو سيتوكين بناء العظام. في الجسم الحي، يؤدي حذف جين Tgfbr2 في الخلايا العظمية الناضجة إلى زيادة كتلة العظام في الفئران. تشيو وآخرون كشف أن Tgfbr2 يشكل معقدًا مع PTHrP لعملية الإدخال الخلوي. مع حذف Tgfbr2، يتم تنشيط إشارة PTH بشكل مفرط مما يؤدي إلى إنتاج كتلة عظمية زائدة. إشارات PTH تنظم أيضًا TGF- بشكل متبادل الإشارة عن طريق تحفيز LTBP-1، TGF- وتعبير Smad3.

BMP و TGF- الإشارات في تمايز الخلايا العظمية

تشير إشارات BMP إلى تعزيز تمايز الخلايا العظمية (الأوستيوكلاست) بشكل مباشر وغير مباشر. يعزز BMP تكوين الأوستيوكلاست الناتج عن الأوستيوبلست من خلال زيادة نسبة RANKL/أوستيوبروتجرين (OPG) (الشكل 1). يؤدي تعطيل Alk3 أو Alk2 أو Smad4 في الأوستيوبلست أو الأوستيوسايت إلى زيادة غير متوقعة في كتلة العظام في الفئران بسبب انخفاض نسبة RANKL/OPG مما يؤدي إلى تقليل تكوين الأوستيوكلاست. تشير إشارات Alk2 وAlk3 إلى زيادة مضادات WNT (مثل Sost) لمنع تنشيط WNT، والأخيرة تنظم تكوين الخلايا العظمية عن طريق تثبيط نسبة RANKL/OPG. لذلك، قد يكون BMP ضروريًا لتعزيز ارتباط الأوستيوبلasts والأوستيوكلاست في العظام التي تتطلب إعادة تشكيل نشطة للغاية، مثلما يحدث أثناء التجديد.
إشارات BMP تحفز أيضًا تشكيل الخلايا العظمية مباشرة (الشكل 1). تحفز BMPs (مثل BMP2 و BMP7) وتعيق مثبط BMP دورسومورفين تشكيل الخلايا العظمية وإعادة امتصاص العظام. بشكل متسق، حذف أو SMAD4 أيضًا يعيق تكوين الخلايا العظمية. على المستوى الجزيئي، تعزز إشارات BMP التعبير أو نشاط عوامل النسخ العظمية. يرتبط BMPRII مع RANK لتنشيط إشارات p-Smad1/5/8 وNF-кВ في الوقت نفسه.
الشكل 5 TGF- وإشارات BMP في توازن الغضاريف. يتم الحفاظ على توازن الغضاريف بعد الولادة من خلال توازن إنتاج المصفوفة وتفكيكها، ويؤدي عدم التوازن إلى تمزق الغضاريف وأمراض المفاصل مثل التهاب المفاصل العظمي. TGF- يلعب دورين مزدوجين في توازن الغضاريف. لحماية صحة الغضاريف، TGF- ، من خلال ربط ALK5، ينشط SMAD-2 و-3 وإشارات TAK1-p38، مما يعزز تعبير Sox9 ونشاطه ويعزز نشاط الالتهام الذاتي وإنتاج بروتينات المصفوفة. على العكس، TGF من خلال ربط ALK1، ينشط SMAD-1 و-5 و-8، مثل BMPs، مما يعزز إنتاج MMP وعملية تكوين العظام لتفاقم تدهور الغضاريف.
Smad1/5/8 يعزز الانتقال النووي لـ NFATc1. علاوة على ذلك، فإن Smad1/5 يحفز تعبير c-Fos و Nfatc1.
على عكس BMPs، TGF- تنظم تكوين الخلايا العظمية بطريقة تعتمد على الجرعة والمرحلة (الشكل 2). جرعة منخفضة من TGF- يحفز، في حين أن جرعة عالية من TGF- يمنع هجرة سلفات الخلايا العظمية إلى حفر امتصاص العظام. TGF- في مرحلة وحيدة النواة يعزز، بينما في مرحلة التمايز اللاحقة يعارض، تشكيل الخلايا العظمية. TGF- تنظم إشارات متعددة في تنظيم تمايز الخلايا العظمية. TGF- تنشيط p38 الناتج عن – وتعاون Smad2/3 مع c-Fos كعامل نسخ مساعد يفضل تمايز الخلايا العظمية. TGF- يمنع تعبير RANK، ويعيق نشاط Prdm1 لتحفيز تعبير Irf8 وBcl6، ويزيد من إنتاج ROS ليعيق إشارات MAPK لمعارضة تمايز الخلايا العظمية. TGF- كما أنه يزيد من تعبير Bim لتحفيز موت الخلايا المولدة للعظم.

دور TGF- الإشارات في الخلايا العظمية

بينما يُعتبر المؤشر المعروف للأوستيوسايت SOST مضادًا لإشارات WNT و BMP ومنظمًا حيويًا حاسمًا للتوازن الهيكلي، فإن المعرفة حول دور إشارات BMP في الأوستيوسايت محدودة جدًا. على النقيض من ذلك، أظهرت الدراسات الحديثة الدور الفسيولوجي لـ TGF- في تنظيم تكوين الخلايا العظمية ووظيفتها. TGF- -لقد أظهرت الدراسات السابقة أن إشارات Smad3 تثبط انتقال الخلايا العظمية إلى خلايا العظم. في الخلايا العظمية الناضجة، TGF- تمت الإشارة مؤخرًا إلى أن الإشارات تلعب دورًا حاسمًا في الحفاظ على شبكتها المحيطة بالقنوات والوظيفة (الشكل 2). في الفئران، يلعب TGF- المشتق من الخلايا العظمية دورًا داخليًا. الإشارات تعزز إعادة تشكيل القنوات المحيطة بالقنوات
م. وو وآخرون
لتحكم الخلايا العظمية في جودة العظام. فقدان محدد لـ TGF- الإشارات في الخلايا العظمية تقلل من ترابط الخلايا العظمية، مما يعيق ديناميات السوائل وتعريض الخلايا العظمية للتحفيز الميكانيكي. على العكس، إدارة TGF- يزيد من ترابط الخلايا العظمية في نسيج العظام وخط خلايا MLO-Y4 من خلال تحفيز تعبير connexin43 و pannexin1. TGF- كما تم إظهار أنه يحافظ على تمايز الخلايا العظمية MLO-Y4 في نظام زراعة ثلاثي الأبعاد مشترك بين الخلايا العظمية والعظمية كما تحدد من خلال التعبير المستقر لـ E11 و mRNA الأوستيوكالسين. علاوة على ذلك، TGF- الخلوي العظمي الداخلي الإشارات ضرورية أيضًا لخاصية الاستشعار الميكانيكي للغضروف المفصلي. الفئران التي تعاني من ضعف في TGF- تشير الإشارات في الخلايا العظمية إلى أن لديها صفائح عظمية تحت الغضروف أكثر سمكًا، ومستويات مرتفعة من SOST، وتدهور أكثر حدة في الغضروف في نموذج التهاب المفاصل التنكسي (OA) الناتج عن الإصابة.

تGF- وإشارات BMP في توازن الغضروف المفصلي

المفاصل هي هياكل منظمة تسمح بالحركة المقيدة. تتكون من عظام متجاورة مع غضروف مفصلي يغطي سطح العظام وتحتوي على بطانة زلالية لفراغ المفصل. تتحكم خلايا الغضروف المفصلي في توازن الغضروف المفصلي من خلال قدرتها على تعديل إنتاج وتدهور المصفوفة خارج الخلوية، حيث يسبب عدم التوازن هذا أمراض المفاصل التنكسية مثل التهاب المفاصل العظمي. في المفصل المريض، تخضع خلايا الغضروف لتضخم غير طبيعي وتمايز نهائي، يتبعه تمزق في مصفوفة الغضروف، وتكلس موضعي، وتكوين عظام غير طبيعية (نتوءات عظمية).
من جهة، TGF- تلعب الإشارات دورًا حاسمًا في الحفاظ على التوازن المفصلي (الشكل 5). TGF- تم اقتراح المواد الحيوية المرتبطة كطريقة علاجية لإصلاح الغضاريف. TGF- الإشارات تحمي الغضروف المفصلي عن طريق تثبيط تضخم الخلايا الغضروفية والموت الخلوي المبرمج. تعزيز تخليق مصفوفة الغضروف، وتحفيز إنتاج السيتوكينات الالتهابية. في البشر الذين يعانون من التهاب المفاصل التنكسي من الدرجة الثالثة، يتم استخدام الخلايا الغضروفية البشرية المستنسخة وراثياً والتي تعبر عن TGF- تظهر تحسنًا ملحوظًا في وظيفة مفصل الركبة وتقلل من شدة الألم. نماذج حيوانية مع تثبيط TGF- التقليدي وغير التقليدي الإشارات معرضة لتطوير التهاب المفاصل التنكسي، بما في ذلك الفئران المعدلة وراثيًا Tgbr2 السلبية السائدة، فئران مع حذف محدد للغضروف بعد الولادة لـ Alk5 أو Tgfbr2 أو Tak1، فئران خالية من Smad3، وفئران ترانسجينية تحمل جين p38 السالب السائد. التثبيط الدوائي لـ TGF- الإشارات تؤدي أيضًا إلى نمط ظاهري مشابه لمرض OA في القوارض. على المستوى الجزيئي، فإن تقليل TGF- الإشارات الكانونية تحفز موت الخلايا الغضروفية المفصلية. TGF- الإشارات غير التقليدية تحفز الفسفرة وتنشيط ATF2 وFoxO، مما يثبط OA من خلال زيادة تعبير Sox9 وبروتينات الالتهام الذاتي. تثبيط TGF- النشاط يعزز إشارات BMP و S1P (سفينغوزين 1-فوسفات)، مما يسرع نضوج الخلايا الغضروفية وتدهور المصفوفة. تم إلغاء TGF- النشاط أيضًا يغير إشارات IGF و FGF ويزيد من تعبير الجينات المتعلقة بالبيوسينثيس والجينات المتعلقة بسلسلة نقل الإلكترون، مما يساهم في تضخم الخلايا الغضروفية. أظهرت أعمالنا أن Runx1 يحمي توازن الغضاريف من خلال تعزيز TGF- إشارة.
من ناحية أخرى، TGF- يساهم أيضًا في تقدم التهاب المفاصل العظمي. TGF- تزداد التعبير في الغضاريف المفصلية المصابة بالتهاب المفاصل العظمي والمفاصل المصابة بالتهاب الفقار المقسط. علاوة على ذلك، يمكن أن يؤدي التحميل الميكانيكي أثناء التهاب المفاصل العظمي إلى تحفيز TGF- إفراز زيادة TGF- الإشارات ضارة بتدهور المفاصل. ومن الجدير بالذكر أن مرضى CED أو نماذج الفئران الحاملة لطفرات زيادة الوظيفة في TGFB1 معرضون لتطوير التهاب المفاصل العظمي. كبت TGF- الإشارات من خلال حذف Tgfbr2 في خلايا MSCs الإيجابية لـ nestin تحسن من تطور التهاب المفاصل العظمي بعد قطع الرباط الصليبي الأمامي (ACLT) مقارنةً بمجموعة التحكم. الأدوار المتناقضة لـ TGF- في OA تم ربطها بالوظائف التنظيمية المعاكسة
من مستقبلات النوع I الخاصة بها، ALK1 و ALK5، لنقل الإشارات إلى SMAD1/5/8 و SMAD2/3، على التوالي، في الخلايا الغضروفية. إشارات ALK1 مدمرة من خلال تحفيز التعبير عن إنزيم تكسير المصفوفة MMP-13. على النقيض من ذلك، فإن إشارات ALK5 واقية من خلال تحفيز التعبير عن بروتينات المصفوفة الأجريكان، الكولاجين من النوع الثاني، وPRG4 (بروتيوغليكان 4). بالإضافة إلى ذلك، ALK1 يعارض TGF- -الفوسفوريلATION الناتجة عن ALK5 لـ SMAD3 وتثبط التعبير عن الجينات الغضروفية الناتجة عن TGF- بما في ذلك الفيبرو نكتين والكولاجين من النوع الثاني. علاوة على ذلك، فإن نسبة ALK1/ALK5 تزداد في الغضاريف المتقدمة في العمر والمصابة بالتهاب المفاصل العظمي في الفئران. قد يسهم الاختلال في التوازن بين إشارات ALK1 و ALK5 في تدهور الغضروف المفصلي. بالإضافة إلى ذلك، TGF- الإشارات تعزز أيضًا تجمع خلايا MSCs الإيجابية للنيستين، مما يؤدي إلى تشكيل جزر عظمية في النخاع مصحوبة بمستويات عالية من تكوين الأوعية الدموية مما يؤدي إلى تدهور حالة التهاب المفاصل العظمي.
يرتبط تنشيط BMP غير الطبيعي بالتهاب المفاصل العظمي حيث يسرع BMP من تمايز الخلايا الغضروفية النهائية. مؤخراً، أوشيتا وآخرون وجد أن التثبيط الانتقائي لإشارات BMP يساعد في التحكم في تمايز الخلايا الجذعية الوسيطة إلى خلايا غضروفية في المرحلة الدقيقة نفسها كما هو الحال في الغضروف المفصلي. نظرًا لأن الخلايا الغضروفية المزروعة عادة ما تمر بعملية التمايز النهائي، فإن هذه النتيجة تشير إلى أن استهداف إشارات BMP يوفر استراتيجية لتجديد الغضروف. كما يجب تثبيط نشاط BMP مكانيًا في الجسم الحي خلال التطور أو في الغضروف بعد الولادة لمنع المزيد من تمايز الخلايا الغضروفية وكذلك الإفراط في التعبير عن مضاداته، مثل Gremlin.

تنظيم TGF- وإشارات BMP في العظام

TGF- وتنظم إشارات BMP على مستويات متعددة من الفضاء خارج الخلوي إلى النواة (الأشكال 1 و 2). خارج الخلية، تتحكم بروتينات المصفوفة مثل FBNs والكولاجينات في كفاءة TGF- تساهم الميتالوبروتينازات في إطلاق وتفعيل TGF- والببتيدات BMP؛ تتداخل المضادات مع ارتباط TGF- وعوامل الربط BMP إلى مستقبلاتها. عند أغشية الخلايا، توجد مستقبلات مساعدة مثل -غليكان وإندوغلين (ENG) يسهلان تفاعلات الربط بين الليغاند والمستقبل. في السيتوبلازم، تنظم ISMAD، وإنزيمات يوبكويتين، وإنزيمات إزالة اليوبيكويتين تفعيل واستقرار مجمعات SMAD. تتحكم بروتينات الغلاف النووي في نقل مجمعات SMAD من السيتوبلازم إلى النواة. تتعاون عوامل النسخ المساعدة المختلفة والعوامل الوراثية مع مجمعات SMAD في النواة لتنظيم نشاطها النسخي. هنا، سنلخص كيف تنسق تلك المنظمات بين BMP وTGF- الإشارات في العظام والغضاريف.

زمن الاستجابة والتحكم في إطلاق الروابط

تتفاعل LTBPs مع LAPs و TGF- النشط الببتيدات لتشكيل LLC. LTBP ضروري للكمون، والطية الصحيحة، وإفراز TGF- . من الضروري أيضًا تخزين TGF- في ECM من خلال التفاعلات مع بروتينات المنصة. حاليًا، تم تحديد أربعة أنواع مختلفة من LTBPs (LTBP-1-4). من بينها، يعتبر LTBP-3 الأكثر دراسة. الفئران التي تفتقر إلى Ltbp-3 تعاني من ضعف في TGF- إشارة، تظهر تشوهات هيكلية متعددة وسمات شبيهة بـ OA. تأثير TGF المعاق الإشارات في خلايا LTBP-3 المفقودة قللت أيضًا من التكاثر والإمكانات العظمية.
شبكة الألياف الدقيقة FBN تتحكم في كفاءة TGF- تعمل السلاسل الدقيقة و BMPs كخزان لها في مصفوفة العظام والغضاريف. المكون الرئيسي لشبكة الألياف الدقيقة، Fbn، يرتبط بـ LLCs أو CPLXs من خلال منطقته الطرفية الفريدة. تم العثور على Fbn-1 و -2 معبرًا عنهما في العظام الإسفنجية. في البشر، تسبب الطفرات في FBN-1 و FBN-2 مظاهر متعددة الأوجه في متلازمة مارفان (MIM #154700) والتقلصات الخلقية للأصابع الطويلة (MIM #121050) على التوالي. (الجدول 2). كانت الفئران التي تفتقر إلى Fbn-1 تعاني من تصلب جلدي نظامي بسبب تنشيط غير طبيعي لكل من TGF- وإشارات BMP. ومع ذلك، فإن نقص Fbn-2 في الفئران أدى إلى ظاهرة انخفاض كتلة العظام بسبب
تنشيط غير صحيح لـ TGF- تثبيط تعبير الأوستريكس وزيادة تكوين الخلايا العظمية المستحثة بواسطة الخلايا العظمية. بروتين جليكوبروتين المرتبط بالألياف الدقيقة-1 (MAGP1) هو مكون آخر أساسي في شبكة الألياف الدقيقة. فئران Magp1-null، التي تشبه فئران Fbn-2-null، تطورت لديها هشاشة العظام التدريجية بسبب التنشيط غير الطبيعي لـ TGF-
الكولاجينات من النوع الأول (COL1s)، COL1A1 وCOL1A2، تعمل أيضًا كخزانات لـ TGF- في مصفوفة العظام. تسبب الطفرات السائدة في الكروموسومات COL1 في البشر مرض تكوّن العظام غير الطبيعي (Ol؛ MIM #259420)، وهو تشوه عظمي يتميز بتشوهات في العظام، وانخفاض كتلة العظام، وجودة عظام رديئة، وكثرة الكسور، ومعدل مرتفع من عدم التئام العظام (الجدول 2). بروتين مرتبط بالغضروف (CRTAP) يحفز نضوج COL1 عن طريق 3-هيدروكسيل، وطفراته تسبب أيضًا مرض أول. كلا من Col1a2 وكرتاب نماذج الفئران أعادت تجسيد ظواهر أول بسبب زيادة TGF- إشارة. من المهم، مضاد TGF- علاج الأجسام المضادة 1D11 يصحح كل من نمط العظام ويحسن شفاء الكسور في نموذج الفأر المصاب بمرض العظام الهشة، مما يبرز إمكانية استهداف TGF- الإشارة في العلاج لـ
هيبارين سلفات (HS) وفير في مصفوفة الغضروف ويرتبط بـ TGF- الكامن s و BMPs. EXT1 و EXT2 هما جليكوزيل ترانسفيراز مقيمة في جهاز جولجي تشارك في تخليق الهيباران سلفات. تسبب طفرات EXT1 وEXT2 في البشر حدوث التكوينات العظمية المتعددة الوراثية (MIM #133700، #133701)، وهو اضطراب هيكلي بشري جسمي يتميز بتكوين نموات عظمية مغطاة بالغضاريف (أوستيوكوندروما) في نهايات العظام، نتيجة للإشارة المفرطة لبروتينات BMP. تطور نماذج الفئران التي تحتوي على حذف جيني مشروط لـ Ext1 في نسيج الغضروف الأورام العظمية والغضروفية وزيادة تضخم الخلايا الغضروفية بسبب زيادة نشاط BMP-SMAD.
CTGF هو بروتين مصفوفة الغضروف مرتبط بـ TGF- الكامن . تطورت الفئران التي تعاني من نقص Ctgf من التهاب المفاصل التنكسي بشكل أكثر حدة من الفئران الضابطة بسبب زيادة TGF- -نشاط SMAD.
ديزينتيرين ومعدن بروتيناز مع أنماط ثرومبوسبوندين (ADAMTS) وMMPs تساعد في إطلاق TGF- النشط s و BMPs من ECM عبر عملية بروتوليتية. كما تم الإبلاغ، فإن ADAMTSL2 و ADAMTS17 و ADAMTS10 تنظم تطوير الهيكل العظمي من خلال تنشيط TGF- أو BMPs. ترتبط طفرات ADAMTSL2 في البشر بخلل النمو الجيلي المتنحي (MIM #231050)، والذي يتميز بقصر القامة، وقصر الأطراف، والعيوب الهيكلية. (الجدول 2). ديلهون وآخرون. تم إنتاج فئران ناقصة الجين Adamtsl2 على مستوى الجسم بالكامل وعلى مستوى الخلايا الغضروفية، وكلاهما أظهر تشوهات هيكلية تذكر بالظاهرة البشرية بسبب ضعف TGF- الإشارات. تسبب طفرات ADAMTS10 وADAMTS17 في البشر متلازمة ويل-مارشيساني (WMS؛ MIM# 277600، 608328) ومتلازمات مشابهة لـ WMS، والتي تتميز بقصر القامة وقصر الأصابع. (الجدول 2). آدم تس 17 الفئران أعادت تجسيد ظاهرة WMS مع صفيحة نمو مختصرة بسبب ضعف تنشيط BMP. TGF- تactivated by proteolytic processing of the PD by MMPs, including MMP-2, -9, and -13.

مضادات خارج الخلية

نوجين هو بروتين مكون من اثني عشر وحدة من السيستين ويعتبر مضادًا حاسمًا لعوامل BMP في العظام. تم تحديد التركيب البلوري لمجمع ارتباط BMP-نوجين سابقًا، مما يظهر أن نوجين يعمل عن طريق احتجاز العامل في حالة غير نشطة. يظهر نوجين نمط تعبير مشابه لبروتينات BMP في العظام خلال التطور قبل الولادة وبعدها. في نماذج الحيوانات والخلايا، يقوم نوجين بحجب تكوين الخلايا العظمية عن طريق تثبيط تنشيط BMP. إن إعطاء نوجين يثبط تكوين العظام. وتحييد نوجين يعزز تمايز الخلايا العظمية. أظهرت الفئران التي تعبر عن نوجين بشكل مفرط تحت شروط معينة انخفاضات كبيرة في كثافة المعادن في العظام ومعدلات تكوين العظام. ومع ذلك، أدى حذف نوجين في الخلايا العظمية الناضجة إلى زيادة تكوين الخلايا العظمية الهدامة وظهور هشاشة العظام. سواء كان التأثير الضار على العظام يُعزى إلى وجود مفرط لـ BMP أو ما إذا كان نوجين يلعب
دور مستقل عن BMP في توازن الهيكل العظمي لا يزال غير مؤكد. في البشر، الطفرات في ترتبط بتشوهات التصلب المختلفة، بما في ذلك التصلب القريب (SYM1: MIM #185800)، ومتلازمة التصلب المتعدد (SYNS: MIM#186500)، ومتلازمة الائتلاف الكاحلي-الرسغي (TCC; MIM#186570)، وتصلب السمع مع إبهام وأصابع عريضة (SABTT; MIM#184460) (الجدول 2). تفوقت خلايا نوجين الطافرة من مرضى التصلب على المجموعات الصحية في قدرة التمايز العظمي بسبب زيادة نشاط BMP. يمنع نوجين إغلاق الغرز القحفية عن طريق تثبيط إشارات BMP خلال تطوير العظام القحفية. لذلك، فإن تقليل نوجين يساهم أيضًا في تشوهات القحف المتلازمية.
جرملين-1 وجرملين-2 (Grem1 وGrem2) هما بروتينات من عائلة DAN ومضادات خارجية لبروتينات BMP. تكشف بنية معقد Grem2-GDF5 أن اثنين من ثنائيات Grem ترتبط بشكل عمودي مع كل مونومر من اللقاح كهيكل مستقر يشبه التجمع، وهو ما لم يُلاحظ في نوجين وFS. قمع Grem يعزز تكوين العظام في الجسم الحي وفي المختبر بسبب تحسس إشارات BMP. بشكل متسق، فإن الفئران المعدلة وراثياً التي تفتقر إلى جين Grem1 في الخلايا العظمية تعاني من تصلب العظام، بينما الفئران التي تعبر عن Grem1 بشكل مفرط في الخلايا العظمية تعاني من نقص في كثافة العظام. تعبير Grem1 يحدد أيضًا مجموعة من خلايا الجذع الهيكلية في نخاع العظام المطلوبة لكل من إعادة تشكيل العظام وإصلاح الكسور، كما أفاد وورثلي وآخرون. جرم1 يمكن للخلايا الجذعية أن تتجدد ذاتياً وتتميز إلى خلايا عظمية، وخلايا غضروفية، وخلايا سدى نقي العظام، بينما تفتقر إلى القدرة على التطور إلى خلايا دهنية.
FS يرتبط ويعطل عدة أعضاء مختلفة في TGF- فوق العائلة، بما في ذلك BMPs، Activin A، GDF11، وmyostatin/GDF8. من بينها، يعزز BMP تكوين العظام، بينما يعتبر myostatin وActivin A من المنظمات السلبية لكتلة العظام، ودور GDF11 في توازن العظام مثير للجدل. حتى الآن، تم الإبلاغ عن أن FS تلعب في الغالب أدوارًا مضادة لتكوين العظام. يقيّد FS نشاط BMP2 في تكوين الخلايا العظمية في المختبر، وأظهرت الفئران التي تعبر عن FS بشكل مفرط كسور عظمية عفوية.
تشوردين هو مضاد معروف آخر لبروتينات BMP وله دور في التطور العصبي الجنيني المبكر. هناك دراسات قليلة جداً وصفت دور التشوردين في العظام، حيث أظهرت أن تعبير التشوردين مرتبط عكسياً بتمايز الخلايا العظمية والخلايا الغضروفية.

المستقبلات المساعدة

-غليكان، الذي يُعتبر أيضًا TGF- المستقبل من النوع الثالث، يعمل كجزيء بروتيوغليكان مثبت على الغشاء لتعزيز TGF- الارتباط مع مركب TGFBR2-TGFBR1، ولكن شكله القابل للذوبان قد يرتبط أيضًا مع TGF- الس، الأكتيفينات، أو BMPs لمنع نقل الإشارة. -غليكان يتم التعبير عنه في الخلايا العظمية ويعزز تكوين العظام في الجسم الحي وفي المختبر. أظهرت الأجنة التي تم حذف الجليكوزيل أن لديها تمايزًا منخفضًا في الأوعية الدموية وعظام الخلايا.
تتفاعل النيوروبيلينات (Nrps) مع TGFBR1 لتعزيز الإشارات اللاحقة. يتم التعبير عن Nrp2 في كل من الخلايا العظمية والخلايا العظمية المدمرة، وكانت الفئران التي تم حذف Nrp2 لديها زيادة في عدد الخلايا العظمية المدمرة، وانخفاض في عدد الخلايا العظمية، وكتلة عظمية منخفضة. بينما ترتبط Nrps أيضًا وتنقل الإشارات أسفل مجرى السيمفورينات، إلى أي مدى يُنسب دورها في توازن العظام إلى TGF- الإشارات لا تزال غير واضحة.
يمكن أن يرتبط ENG مع لיגاندات BMP أو مستقبلات BMPR2 لتسهيل نقل الإشارة أثناء الارتباط مع TGF- أو TGF- لإرسال الإشارات من خلال ALK3. يعزز ENG تكوين العظام المستحث بواسطة BMP2 في خلايا الرباط السني (PDL) في الخلايا العظمية. يعمل ENG أيضًا كموصل مشترك لـ BMP9 و BMP10 لتحفيز تكوين العظام بالتعاون مع ALK1. يتم التعبير عن ENG أيضًا في الخلايا الغضروفية البشرية، ويزداد تعبيره في الخلايا الغضروفية لمرضى التهاب المفاصل osteoarthritis. ومع ذلك، فإن وظيفته في الخلايا الغضروفية لا تزال مثيرة للجدل. ENG يعزز إشارات Smad1/5 ويثبط تنشيط Smad2/3 لتعزيز بروتين مصفوفة الغضاريف
م. وو وآخرون
إنتاج. ومع ذلك، فإن تثبيط ENG أثر أيضًا على تشكيل الأنسجة الغضروفية.
نيوجينين يرتبط بمستقبلات BMP. الفئران التي تفتقر إلى النيوجينين تعاني من ضعف في تطوير الأطراف وتكوين العظام عن طريق الغضروف بسبب انخفاض إشارات BMP-SMAD وRun تعبير.

آلية التنظيم في السيتوبلازم

البروتينات I-SMADs Smad6 و Smad7. في السيتوبلازم، يتم تنظيم الإشارات بشكل رئيسي سلبًا بواسطة I-SMADs (Smad6 و Smad7). تقوم I-SMADs بتثبيط تنشيط R-Smads المعتمد على المستقبلات من خلال عدة آليات بما في ذلك التدخل في تفاعل مستقبل النوع الأول مع R-Smad، وجذب إنزيمات يوبكويتين لتحفيز تحلل بروتين مستقبل النوع الأول أو R-SMAD، والتدخل في تشكيل معقد R-SMAD-Co-SMAD. لذلك، تعتمد الوظائف المثبطة لـ I-SMADs إلى حد كبير على تفاعلاتها المباشرة مع مستقبلات النوع الأول أو R-SMADs. ترتبط I-SMADs بـ R-SMADs أو المستقبلات من خلال مجالات MH2 الطرفية C، التي تظهر تشابهًا عاليًا بين SMAD6 و SMAD7. ومع ذلك، فإن الزخارف الغنية بالليوسين (LRMs) في الطرف N لديها معدل تشابه منخفض. ، مما يضع الأساس الهيكلي لاختلافاتهم الوظيفية. يفضل SMAD6 تثبيط إشارات BMP، في حين أن SMAD7 يثبط TGF- وإشارات BMP. مثل نوجين، فإن طفرات SMAD6 في البشر تسبب أيضًا التحام الجمجمة بسبب زيادة إشارات BMP. تم حظر تنشيط BMP بواسطة جين Smad6 المتحول، مما أدى إلى نقص كثافة العظام وقصر القامة في الفئران. أظهرت الفئران التي تفتقر إلى Smad6 عيوبًا في تطوير الهيكل العظمي المحوري والأطراف، مع منطقة متضخمة من التسمين تُعزى إلى زيادة الاستجابة لبروتينات BMP. كما يقوم Smad6 بتجنيد Smurf1 لإضافة ubiquitin وتفكيك Runx2 لمنع تمايز الخلايا العظمية. على النقيض، قد يكون SMAD7 بناءً للعظام. فقدان جزئي لـ Smad7 قلل من تكوين العظام وزاد من امتصاص العظام. يؤثر الإفراط في التعبير عن Smad7 على كل من المراحل المبكرة والمتأخرة من تمايز الخلايا الغضروفية بسبب تقليل تعبير كل من BMP وTGF- إشارات.
ليزات يوبكويتين E3. تقوم I-SMAD بتجنيد ليزات يوبكويتين لتفكيك البروتينات المستهدفة، وخاصة عائلة NEDD4 من ليزات E3 يوبكويتين من نوع HECT (المماثلة لبروتين E6 الملحق)، مثل Smurf1 وSmurf2 وNedd4.
Smurf1، مع Smad6، يحفز التعددية في اليوبيكويتين والتدهور لعدة أهداف لها وظيفة عظمية، مثل SMAD-1 و-5 و-8، MEKK2، وRunx2. لذلك، فإن Smurf1 له وظيفة مضادة لتكوين العظام. أدى التعبير المفرط المزدوج لـ Smad6 و Smurf1 إلى تأخير التكلس بشكل أكثر حدة من التعبير المفرط لـ Smad6 بمفرده. كان لدى الفئران المعدلة وراثيًا Smurf1 أيضًا انخفاض كبير في تكوين العظام، بينما كانت الفئران الخالية من Smurf1 لديها زيادة في كتلة العظام. مشتق الشالكُون الذي يثبط نشاط Smurf1 يعزز الاندماج الفقري المحلي وتكوين العظام النظامي في الفئران، مما يشير إلى أن استهداف Smurf1 هو علاج محتمل لشفاء العظام.
يشارك عضو 1 من عائلة مجال فوسفوليبيد (PLEKHO1) مع Smurf1 لتعزيز ubiquitination لـ Smad1/5 من أجل تثبيط إشارات BMP وتكوين العظام. علاوة على ذلك، زادت تعبير PLEKHO1 خلال الشيخوخة، مما يشير إلى مشاركته في فقدان العظام المرتبط بالشيخوخة.
Smurf2 هو منظم سلبي لـ BMP و TGF- الإشارة. Smurf2 ضار بتوازن الغضاريف من خلال معاداة TGF- الإشارة. يعزز التعبير المفرط عن Smurf2 نضوج الخلايا الغضروفية، مما يسبب OA عفويًا وتسارع في تدهور IVD المرتبط بالعمر. يحمي نقص Smurf2 كل من الفئران الصغيرة والقديمة من OA الناتجة عن الجراحة. ينظم Smurf2 سلبًا إشارة BMP لمنع تكوين العظام. تم اقتراح أن Smurf2 يحفز تحلل TGF- المستقبلات، Smad2 وSmad3. ومع ذلك، لم تزد أي من تلك البروتينات في الفئران الخالية من Smurf2. بدلاً من ذلك، تم تقليل أحادية اليبيكويتين من SMAD3 لتفضيل تشكيل مجمع SMAD في غياب
Smurf2، الذي يتوسط التفاعل بين SMAD3 ومستقبل فيتامين D لتعديل إنتاج RANKL وتكوين الخلايا العظمية.
تنظم Nedd4 تحلل Smad1 لمعارضة إشارة BMP ومنع تكوين العظام. يزيد التعبير المفرط عن Nedd4 في الخلايا العظمية من كتلة العظام، ويقلل حذف Nedd4 في الخلايا العظمية من تكوين العظام.
إزالة اليبيكويتين. يثبت إنزيم إزالة اليبيكويتين USP15 ALK3 لتعزيز تنشيط BMP وتمايز الخلايا العظمية. كما يمنع USP15 تقدم OA عن طريق إزالة اليبيكويتين من ERK2 وتعزيز إشارة TGF- SMAD2.
يعارض بروتين التمعدن العظمي LIM (LMP-1) يبيكويتين SMAD لتعزيز TGF- وتنشيط BMP. يتفاعل LMP-1 مع Smurf1 لمنع يبيكويتين Smad-1 و-5، ويتفاعل مع Jab1 لمنع يبيكويتين Smad-7 الناتج عن Smad-4 و-5.
يتفاعل بروتين VCP/p97، مع بروتين التكيف النووي NPL4، بشكل صريح مع Smurf1 ويوصل Smurf1 المبيكويتين للتحلل. تسبب طفرة VCP/p97 أشكال نادرة من متلازمات مرض باجيت للعظام (PDB) عن طريق زيادة نشاط BMP.
COP9 signalosome هو مجمع بروتيني له نشاط إيزوبيبتيداز مسؤول عن إزالة نيديل RING اليبيكويتين (CRL) عن طريق تحفيز التحلل المائي لبروتين NEDD CRL. Jab1، المعروف أيضًا باسم Csn5/Cops5، هو وحدة فرعية حاسمة من COP9 signalosome. أدى حذف Jab1 في الخلايا العظمية السابقة إلى تقليل الاستجابة لإشارة TGF- وإشارة BMP، مما يعيق تمايز الخلايا العظمية ويقلل من عدد العظام التربيقية.
الفوسفاتازات والكينازات. يتم تنظيم نشاط مستقبلات TGF- و BMP أيضًا عن طريق الفسفرة وإزالة الفسفرة. بروتين FYVE-domain المرتبط بالإندوسوم (endofin)، الذي تم الإشارة إليه سابقًا في تنظيم حركة الغشاء، يجند أيضًا وحدة التحفيز لبروتين الفوسفاتاز 1 (PP1c) لممارسة تأثير تنظيمي سلبي على إشارة BMP عن طريق إزالة الفسفرة من مستقبل BMP من النوع الأول. تؤدي طفرة نقطة واحدة من endofin (F872A) إلى تعطيل تفاعل endofin-PP1c وتزيد من حساسية إشارة BMP لزيادة تكوين العظام في المختبر وفي الجسم. يتم فسفرة مستقبل ALK3 بواسطة كازين كيناز II (CK2) لمنع نشاطه، مما يقلل من تأثيرات BMP2 العظمية على الخلايا العظمية في المرضى الذين يعانون من هشاشة العظام.

تنظيم في النواة

بروتينات غلاف النواة. يتم التحكم في نقل مجمع SMAD إلى النواة بواسطة مجمع المسام النووي (NPC)، الذي يتكون من نسخ متعددة من بروتينات مختلفة تقع على غلاف النواة. كحد فاصل بين نواة الخلية والسيتوبلازم، يتكون غلاف النواة من ورقة مزدوجة الغشاء، الغشاء النووي الداخلي (INM) والغشاء النووي الخارجي (ONM). تم الإبلاغ عن أن بروتين LEM domain containing 3 (LEMD3)، وهو بروتين INM وبروتين عبر الغشاء 53 (TMEM53)، ينظم BMP العظمي وTGF- الإشارة. يؤدي فقدان وظيفة LEMD3 إلى طيف فريد من أمراض العظام المتصلبة، مثل osteopoikilosis (MIM #166700)، melorheostosis (MIM #155950) ومتلازمة Buschke-Ollendorff (BOS؛ MIM #166700) (الجدول 2). لقد أظهر أن LEMD3 يعارض BMP وTGF- عن طريق التفاعل مع SMAD-1، و-9. يمنع TMEM53 إشارة BMP في خلايا سلالة الخلايا العظمية عن طريق حجب الانتقال من السيتوبلازم إلى النواة لـ SMAD1/5/8 بشكل محدد. في البشر، تم تحديد TMEM53 كجين عرضة لهشاشة العظام في عدة دراسات، وكان مؤخرًا مرتبطًا بنوع غير معروف سابقًا من أمراض العظام المتصلبة (الجدول 2).
مثبطات النسخ. Ski هو بروتين جين أولي نووي مشابه لجين السرطان الفيروسي الطائر (v-ski) وهو مثبط لإشارات TGF- و BMP عن طريق تثبيط النشاط النسخي لمجمع SMAD. كما يجند هيستون
إزالة الأسيتيل HDAC4 وHDAC5 كمثبطات مشتركة. تسبب طفرات SKI في البشر متلازمة شبرينتزن-غولدبرغ (GOSHS؛ MIM #182212)، التي تشترك في العديد من الشذوذ الهيكلية مع متلازمة مارفان الناتجة عن طفرات FBN-1 (الجدول 2). ترتبط كلا المرضين بزيادة إشارات TGF- و BMP.
يتفاعل SnoN، وهو مشابه لجين Ski، أيضًا مع مجمع SMAD. يمكن استدعاء آلية التغذية الراجعة السلبية، التي تنظمها SnoN، بواسطة TGF- لمعارضة إشارة BMP في الخلايا الغضروفية والخلايا العظمية. قد يكون لدى SnoN وSki وظائف مختلفة حيث يتم تجنيدهم بشكل مختلف بواسطة Smad2 وSmad3.
Nkx3.2 هو مثبط نسخي يتم التعبير عنه في السكلوتوم والغضروف النامي، حيث ينشط برنامج تمايز الخلايا الغضروفية بطريقة تعتمد على BMP. من الناحية الميكانيكية، يشكل Nkx3.2 مجمعًا مع هيستون إزالة الأسيتيل 1 (HDAC1) وSmad-1 و-4 بطريقة تعتمد على BMP من خلال مجاله المنزلي ونطاق NK لقمع التعبير الجيني بشكل تعاوني.
Tob هو عضو في عائلة ناشئة من البروتينات المضادة للتكاثر وينظم سلبًا إشارة BMP في الخلايا العظمية عن طريق التفاعل المباشر مع Smad-1 و-5 و-8 في النواة. تمتلك الفئران الخالية من Tob كتلة عظام أكبر بسبب زيادة عدد الخلايا العظمية.
يمكن أن يقمع FOXC1 النشاط النسخي لـ SMAD-1 و-5 لتعديل التعبير عن الجينات المستجيبة لـ BMP لمنع تمايز الخلايا العظمية.
عوامل النسخ المشتركة. Runx2 هو عامل نسخ حاسم في تعزيز تمايز الخلايا العظمية وتضخم الخلايا الغضروفية. يرتبط Runx2 جسديًا ووظيفيًا ببروتينات Smad في الخلايا العظمية والخلايا الغضروفية. أفاد Javed وآخرون. أن تكوين العظام الناتج عن BMP يتضاءل في خلايا Runx2-null، وRun مع طفرات في مجال التفاعل مع Smad (HTY (426-428)) يعمل بشكل هامشي فقط في تعزيز تمايز الخلايا العظمية في المراحل المبكرة.
TCF4 و -كاتينين هما عوامل النسخ التي يتم تنشيطها بواسطة إشارة WNT التقليدية وتكون أنابولية لتكوين العظام. يشكلون مجمعًا مع بروتينات Smad على المحفز لجينات الخلايا العظمية ويجندون عوامل التفعيل المشتركة مثل CBP أو p300، وينظمون بشكل تعاوني التعبير عن جينات الخلايا العظمية المبكرة مثل Dlx5 وMsx2 وRunx2 وosterix.
Sox9 هو عامل النسخ الغضروفي الرئيسي. يتفاعل Sox9 مع Smad2/3 في منطقة معزز Col2 بطريقة تعتمد على TGF- -ويجند عوامل التفعيل المشتركة مثل CBP أو p300 لتعزيز النسخ.
c-Fos، وهو عامل نسخ رئيسي للخلايا العظمية، يتفاعل مباشرة مع SMAD-2 و-3 لتعزيز تمايز الخلايا العظمية.
يزيد مزيل الميثيل 4B (KDM4B)، وهو مزيل ميثيل الهيستون الذي يتم تحفيز تعبيره بواسطة TGF- ، من تكوين الغضاريف المعتمد على TGF- -لـ MSCs البشرية في حلقة تغذية راجعة إيجابية. من الناحية الميكانيكية، يزيل KDM4B علامات H3K9me3 الكابحة على محفز SOX9 لتسهيل ارتباط SMAD3 والنسخ.

الاستنتاج ووجهات النظر

إشارة BMP وTGF- أساسية في تطوير الهيكل العظمي الجنيني والحفاظ على العظام والغضاريف بعد الولادة. تسبب إشارة TGF- و BMP غير المنظمة العديد من الأمراض الهيكلية الوراثية في البشر. على سبيل المثال، يؤدي النشاط المفرط لإشارة TGF- في البشر بسبب طفرات جينات TGFB1 وSMAD3 أو MAP2K1 إلى طيف من أعراض التصلب. يرتبط النشاط المفرط لـ TGF- أيضًا بـ OI. تزيد طفرات NOGGIN وSMAD6 أو ALK2 من إشارة BMP مما يسبب craniosynostosis أو HO. تعزز طفرات FBN-1/2 أو SKI كل من إشارات TGF- و BMP مما يسبب شذوذ هيكلي مشابه في البشر. تمنع طفرات ADAMTS تنشيط TGF- و BMP وتؤدي إلى شذوذ في القامة القصيرة. علاوة على ذلك، حددت دراسات الارتباط على مستوى الجينوم
عدة جينات في TGF- وإشارات BMP المرتبطة بكثافة العظام. تم إعادة تمثيل معظم الأنماط الظاهرية في نماذج الفئران الجينية الحاملة لتلك الطفرات المرتبطة بالمرض، والتي توفر نماذج للمرض لدراسات الآلية المرضية وفحص الأدوية. استهداف TGF- وتشير إشارات BMP إلى أنها تعالج بشكل فعال الاضطرابات الهيكلية المرتبطة بها في نماذج الفئران المريضة والتجارب السريرية، مثل OI و HO.
TGF- تنتمي s و BMPs إلى نفس العائلة، وتشارك في تشابهات هيكلية، وتنقل الإشارات من خلال مسارات تعتمد على SMAD وأخرى لا تعتمد عليها. ومع ذلك، فإنها تجند مستقبلات مختلفة لتنشيط مجموعات مستقلة من بروتينات SMAD، مما يضع الأساس الجزيئي لوظائفها المتنوعة. على سبيل المثال، BMPs، ولكن ليس TGF- تعتبر BMPs ضرورية لنمو براعم الأطراف. في الخلايا الغضروفية، تعزز BMPs التمايز في جميع المراحل؛ على النقيض من ذلك، TGF- يعزز تطوير الخلايا الغضروفية في المراحل المبكرة ولكنه يتعارض مع تضخمها. تعزز بروتينات النمو العظمي تمايز الخلايا العظمية والخلايا العظمية الهدامة وتستخدم لتحسين شفاء الكسور. في الوقت نفسه، TGF- تلعب الإشارات دورين مزدوجين في تكوين الخلايا العظمية والخلايا العظمية المدمرة. علاوة على ذلك، BMP و TGF- تلعب أيضًا أدوارًا متعارضة في توازن الغضروف المفصلي.
لقد تقدمت دراسات الوراثة وعلم الأحياء الجزيئي في فهمنا لوظيفة وتنظيمات BMP و TGF- الديناميكية. الإشارات في الهيكل العظمي. ومع ذلك، لا يزال هناك طلب على معرفة أكثر دقة وقد تعزز تطوير استراتيجيات علاجية فعالة لعلاج الاضطرابات الهيكلية ذات الصلة. قد تكمن الاتجاهات المستقبلية في الإجابة على الأسئلة التالية:
  1. لماذا BMP و TGF- هل للإشارات وظائف ديناميكية؟ كما تم استعراضه هنا، يمكن أن يُجاب جزئيًا عن هذا السؤال من خلال تنوع تركيبات الليغاند-المستقبلات والشبكة التنظيمية المعقدة داخل الخلايا التي تسبب القراءة الديناميكية لـ TGF- وإشارات BMP. على وجه الخصوص، يتكون مسار إشارات BMP من عدة ليغاندات ومستقبلات تتفاعل بشكل عشوائي مع بعضها البعض. أظهرت سلسلة من الأعمال من مجموعة الدكتور مايكل ب. إلوويتز أن أنظمة تفاعل الليغاند-المستقبل العشوائية في إشارات BMP حاسمة لتنظيماتها الديناميكية. عملهم أوضح كيف تعالج مسارات BMP المدخلات متعددة الروابط باستخدام مجموعة من الآليات الحاسوبية، بما في ذلك الاستشعار النسبي، واكتشاف التوازن، واكتشاف عدم التوازن. نظرًا لأن الخلايا لديها أنماط تعبير مختلفة من المستقبلات والروابط، فإن نظام التفاعل المتنوع يسمح لعدد قليل من الروابط، التي تعمل في مجموعات، بمعالجة مسألة عدد أكبر من أنواع الخلايا الفردية.
  2. ما هي الآلية النسخية التي تعمل على تحقيق تنوع النتائج النسخية التي تنشأ في أنواع الخلايا المختلفة استجابةً لنفس الليغاند؟ يتطلب الإجابة على هذا السؤال استخدام تقنيات متطورة مثل ChIP-seq و co-IP/MS و ATAC-seq و CUT&Tag-seq. حالة تعديل الحمض النووي والهستون تختلف في أنواع الخلايا المختلفة وقد تؤثر على ألفة ارتباط مركب SMAD مع الكروموسومات. لذلك، فإن تحليل العلامات الوراثية على تسلسلات ارتباط عوامل النسخ سيساعد في الإجابة على هذا السؤال. قد يفسر توصيف نمط تفاعل المستقبل-الليغاند وحالة الكروماتين في سياقات خلوية محددة أيضًا سبب TGF- الإشارات لها وظائف تعتمد على المرحلة في معظم خلايا الهيكل العظمي.
  3. كيفية تجاوز الآثار الجانبية لبروتينات BMP وTGF- متى يتم تطبيقها في البيئات السريرية؟ زيادة BMP و TGF- يرتبط الإشارات بعدة شذوذات في أنسجة العظام. لذلك، هناك حاجة إلى مزيد من الدراسة والتدخل لمنع تلك الآثار الجانبية عند تطبيق BMPs و TGF- في البيئات السريرية. على الرغم من أن TGF- الإشارات تحافظ على تنكس الغضروف، TGF مفرط النشاط الإشارات تزيد من تفاقم التهاب المفاصل. على الرغم من وظائفه المزدوجة، TGF-
    لا يزال يُقترح الإشارات كعلاج محتمل لتخفيف التهاب المفاصل العظمي، على الرغم من أنه يحتاج إلى مزيد من الدراسة لتصميم التوقيت والجرعة المناسبة للعلاج.
  4. كيفية تعديل BMP و TGF- بأمان وفعالية الإشارات في الاضطرابات الهيكلية الناتجة عن خللها؟ استهداف BMP و TGF- يُقترح الإشارات كاستراتيجية علاجية لعلاج أو اضطرابات التصلب العظمي بينما لا يزال العلاج الفعال قيد التطوير.

REFERENCES

  1. Moses, H. L., Roberts, A. B. & Derynck, R. The discovery and early days of TGF- : A historical perspective. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 8, a021865 (2016).
  2. Katagiri, T. & Watabe, T. Bone morphogenetic proteins. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 8, a021899 (2016).
  3. Derynck, R. & Budi, E. H. Specificity, versatility, and control of TGF- family signaling. Sci. Signal. 12, eaav5183 (2019).
  4. Mahmood, A., Harkness, L., Schrøder, H. D., Abdallah, B. M. & Kassem, M. Enhanced differentiation of human embryonic stem cells to mesenchymal progenitors by inhibition of TGF-beta/activin/nodal signaling using SB-431542. J. Bone Miner. Res. 25, 1216-1233 (2010).
  5. Cianciolo, G. et al. The role of activin: the other side of chronic kidney diseasemineral bone disorder? Nephrol. Dial. Transplant. 36, 966-974 (2021).
  6. Lee, S. J. et al. Targeting myostatin/activin A protects against skeletal muscle and bone loss during spaceflight. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 117, 23942-23951 (2020).
  7. Maridas, D. E., et al. Chapter 48 – Bone morphogenetic proteins. In: Bilezikian J. P., Martin T. J., Clemens T. L., Rosen C. J. eds. Principles of Bone Biology (Fourth Edition): Academic Press: 1189-1197 (2020).
  8. Xu, X. & Cao, X. Chapter 47 – Transforming growth factor- and skeletal homeostasis1. In: Bilezikian J. P., Martin T. J., Clemens T. L., Rosen C. J. eds. Principles of Bone Biology (Fourth Edition): Academic Press: 1153-1187 (2020).
  9. Gipson, G. R. et al. Structural perspective of BMP ligands and signaling. Bone 140, 115549-115549 (2020).
  10. Shi, M. et al. Latent TGF- structure and activation. Nature 474, 343-349 (2011).
  11. Karsdal, M. A. et al. Matrix metalloproteinase-dependent activation of latent transforming growth factor-beta controls the conversion of osteoblasts into osteocytes by blocking osteoblast apoptosis. J. Biol. Chem. 277, 44061-44067 (2002).
  12. Dallas, S. L., Rosser, J. L., Mundy, G. R. & Bonewald, L. F. Proteolysis of latent transforming growth factor-beta (TGF-beta)-binding protein-1 by osteoclasts. A cellular mechanism for release of TGF-beta from bone matrix. J. Biol. Chem. 277, 21352-21360 (2002).
  13. D’Angelo, M., Billings, P. C., Pacifici, M., Leboy, P. S. & Kirsch, T. Authentic matrix vesicles contain active metalloproteases (MMP). a role for matrix vesicleassociated MMP-13 in activation of transforming growth factor-beta. J. Biol. Chem. 276, 11347-11353 (2001).
  14. Wang, J. et al. Atp6i deficient mouse model uncovers transforming growth factor- Smad as a key signaling pathway regulating odontoblast differentiation and tooth root formation. Int. J. Oral Sci. 15, 35 (2023).
  15. Salmon, R. M. et al. Molecular basis of ALK1-mediated signalling by BMP9/ BMP10 and their prodomain-bound forms. Nat. Commun. 11, 1621 (2020).
  16. Neugebauer, J. M. et al. The prodomain of BMP4 is necessary and sufficient to generate stable BMP4/7 heterodimers with enhanced bioactivity in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 112, E2307-E2316 (2015).
  17. Sengle, G., Ono, R. N., Sasaki, T. & Sakai, L. Y. Prodomains of transforming growth factor beta (TGFbeta) superfamily members specify different functions: extracellular matrix interactions and growth factor bioavailability. J. Biol. Chem. 286, 5087-5099 (2011).
  18. Gregory, K. E. et al. The prodomain of BMP-7 targets the BMP-7 complex to the extracellular matrix. J. Biol. Chem. 280, 27970-27980 (2005).
  19. Martinez-Hackert, E., Sundan, A. & Holien, T. Receptor binding competition: A paradigm for regulating TGF- family action. Cytokine Growth Factor Rev. 57, 39-54 (2021).
  20. Finnson, K. W., Parker, W. L., ten Dijke, P., Thorikay, M. & Philip, A. ALK1 opposes ALK5/Smad3 signaling and expression of extracellular matrix components in human chondrocytes. J. Bone Miner. Res. 23, 896-906 (2008).
  21. Goumans, M. J. et al. Activin receptor-like kinase (ALK)1 is an antagonistic mediator of lateral TGFbeta/ALK5 signaling. Mol. Cell 12, 817-828 (2003).
  22. Mang, T. et al. BMPR1A is necessary for chondrogenesis and osteogenesis, whereas BMPR1B prevents hypertrophic differentiation. J. Cell Sci. 133, jcs246934 (2020).
  23. Zhu, D. et al. BMP-9 regulates the osteoblastic differentiation and calcification of vascular smooth muscle cells through an ALK1 mediated pathway. J. Cell Mol. Med. 19, 165-174 (2015).
  24. Kokabu, S. et al. BMP3 suppresses osteoblast differentiation of bone marrow stromal cells via interaction with Acvr2b. Mol. Endocrinol. 26, 87-94 (2012).
  25. Yi, S. E., Daluiski, A., Pederson, R., Rosen, V. & Lyons, K. M. The type I BMP receptor BMPRIB is required for chondrogenesis in the mouse limb. Development 127, 621-630 (2000).
  26. van Caam, A. et al. The high affinity ALK1-ligand BMP9 induces a hypertrophylike state in chondrocytes that is antagonized by TGF 1. Osteoarthritis Cartilage 23, 985-995 (2015).
  27. Zhang, D. et al. ALK2 functions as a BMP type I receptor and induces Indian hedgehog in chondrocytes during skeletal development. J. Bone Miner. Res. 18, 1593-1604 (2003).
  28. Daluiski, A. et al. Bone morphogenetic protein- 3 is a negative regulator of bone density. Nat. Genet. 27, 84-88 (2001).
  29. Macias, M. J., Martin-Malpartida, P. & Massagué, J. Structural determinants of Smad function in TGF- signaling. Trends Biochem. Sci. 40, 296-308 (2015).
  30. Gámez, B., Rodríguez-Carballo, E., Graupera, M., Rosa, J. L. & Ventura, F. Class I PI-3-kinase signaling is critical for bone formation through regulation of SMAD1 activity in osteoblasts. J. Bone Miner. Res. 31, 1617-1630 (2016).
  31. Zhu, Y. et al. Crosstalk between Smad and specific isoforms of ERK in TGF- induced TIMP-3 expression in rat chondrocytes. PLoS Genet. 21, 1781-1790 (2017).
  32. Baron, R. et al. Balancing BMP signaling through integrated inputs into the Smad1 linker. Nat. Commun. 25, 441-454 (2007).
  33. Urata, M. et al. A peptide that blocks the interaction of NF-kB p65 subunit with Smad4 enhances BMP2-induced osteogenesis. J. Cell. Physiol. 233, 7356-7366 (2018).
  34. Sun, X. et al. TGF- inhibits osteogenesis by upregulating the expression of ubiquitin ligase SMURF1 via MAPK-ERK signaling. J. Cell. Physiol. 233, 596-606 (2018).
  35. Kua, H. Y. et al. c-Abl promotes osteoblast expansion by differentially regulating canonical and non-canonical BMP pathways and p16INK4a expression. Nat. Cell Biol. 14, 727-737 (2012).
  36. Martin-Malpartida, P. et al. Structural basis for genome wide recognition of 5-bp GC motifs by SMAD transcription factors. Nat. Commun. 8, 2070 (2017).
  37. Miyazono, K., Maeda, S. & Imamura, T. BMP receptor signaling: Transcriptional targets, regulation of signals, and signaling cross-talk. Cytokine Growth Factor Rev. 16, 251-263 (2005).
  38. Omata, Y. et al. Genomewide comprehensive analysis reveals critical cooperation between Smad and c-Fos in RANKL-induced osteoclastogenesis. J. Bone Miner. Res. 30, 869-877 (2015).
  39. Yu, S. et al. BMP2-dependent gene regulatory network analysis reveals Klf4 as a novel transcription factor of osteoblast differentiation. Cell Death Dis. 12, 197 (2021).
  40. Yan, J. et al. Smad4 deficiency impairs chondrocyte hypertrophy via the Runx2 transcription factor in mouse skeletal development. J. Biol. Chem. 293, 9162-9175 (2018).
  41. Berendsen, A. D. & Olsen, B. R. Bone development. Bone 80, 14-18 (2015).
  42. Long, F. & Ornitz, D. M. Development of the endochondral skeleton. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 5, a008334 (2013).
  43. Tang, C. Y. et al. Run up-regulates chondrocyte to osteoblast lineage commitment and promotes bone formation by enhancing both chondrogenesis and osteogenesis. Biochem. J. 477, 2421-2438 (2020).
  44. Tang, J. et al. Runt-related transcription factor 1 is required for murine osteoblast differentiation and bone formation. J. Biol. Chem. 295, 11669-11681 (2020).
  45. Tian, F. et al. Core binding factor beta ( ) controls the balance of chondrocyte proliferation and differentiation by upregulating Indian hedgehog (Ihh) expression and inhibiting parathyroid hormone-related protein receptor (PPR) expression in postnatal cartilage and bone formation. J. Bone Miner. Res. 29, 1564-1574 (2014).
  46. Wu, M. et al. Deletion of core-binding factor in mesenchymal progenitor cells provides new insights into Runxs complex function in cartilage and bone development. Bone 65, 49-59 (2014).
  47. Wu, M. et al. Chondrocyte-specific knockout of reveals the indispensable function of in chondrocyte maturation, growth plate development and trabecular bone formation in mice. Int. J. Biol. Sci. 10, 861-872 (2014).
  48. Yoon, B. S. et al. Bmpr1a and Bmpr1b have overlapping functions and are essential for chondrogenesis in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 102, 5062-5067 (2005).
  49. Rigueur, D. et al. The type I BMP receptor ACVR1/ALK2 is required for chondrogenesis during development. J. Bone Miner. Res. 30, 733-741 (2015).
  50. Shu, B. et al. BMP2, but not BMP4, is crucial for chondrocyte proliferation and maturation during endochondral bone development. J. Cell Sci. 124, 3428-3440 (2011).
  51. Bandyopadhyay, A. et al. Genetic analysis of the roles of BMP2, BMP4, and BMP7 in limb patterning and skeletogenesis. PLoS Genet. 2, e216 (2006).
  52. Selever, J., Liu, W., Lu, M. F., Behringer, R. R. & Martin, J. F. Bmp4 in limb bud mesoderm regulates digit pattern by controlling AER development. Dev. Biol. 276, 268-279 (2004).
  53. Nissim, S., Hasso, S. M., Fallon, J. F. & Tabin, C. J. Regulation of Gremlin expression in the posterior limb bud. Dev. Biol. 299, 12-21 (2006).
  54. Maatouk, D. M., Choi, K. S., Bouldin, C. M. & Harfe, B. D. In the limb AER Bmp2 and Bmp4 are required for dorsal-ventral patterning and interdigital cell death but not limb outgrowth. Dev. Biol. 327, 516-523 (2009).
  55. Choi, K. S., Lee, C., Maatouk, D. M. & Harfe, B. D. Bmp2, Bmp4 and Bmp7 are corequired in the mouse AER for normal digit patterning but not limb outgrowth. PLoS One 7, e37826 (2012).
  56. Pajni-Underwood, S., Wilson, C. P., Elder, C., Mishina, Y. & Lewandoski, M. BMP signals control limb bud interdigital programmed cell death by regulating FGF signaling. Development 134, 2359-2368 (2007).
  57. Benazet, J. D. & Zeller, R. Dual requirement of ectodermal Smad4 during AER formation and termination of feedback signaling in mouse limb buds. Genesis 51, 660-666 (2013).
  58. Pignatti, E., Zeller, R. & Zuniga, A. To BMP or not to BMP during vertebrate limb bud development. Semin. Cell Dev. Biol. 32, 119-127 (2014).
  59. Takano, K. et al. A novel nonsense mutation in the NOG gene causes familial NOGrelated symphalangism spectrum disorder. Hum. Genome Var. 3, 16023 (2016).
  60. Seemann, P. et al. Activating and deactivating mutations in the receptor interaction site of GDF5 cause symphalangism or brachydactyly type A2. J. Clin. Invest. 115, 2373-2381 (2005).
  61. Dixon, M. E., Armstrong, P., Stevens, D. B. & Bamshad, M. Identical mutations in NOG can cause either tarsal/carpal coalition syndrome or proximal symphalangism. Genet. Med. 3, 349-353 (2001).
  62. Lehmann, K. et al. A new subtype of brachydactyly type B caused by point mutations in the bone morphogenetic protein antagonist NOGGIN. Am. J. Hum. Genet. 81, 88-396 (2007).
  63. Dathe, K. et al. Duplications involving a conserved regulatory element downstream of BMP2 are associated with brachydactyly type A2. Am. J. Hum. Genet. 84, 483-492 (2009).
  64. Lehmann, K. et al. Mutations in bone morphogenetic protein receptor 1B cause brachydactyly type A2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 100, 12277-12282 (2003).
  65. Yoon, B. S. et al. BMPs regulate multiple aspects of growth-plate chondrogenesis through opposing actions on FGF pathways. Development 133, 4667-4678 (2006).
  66. Brunet, L. J., McMahon, J. A., McMahon, A. P. & Harland, R. M. Noggin, cartilage morphogenesis, and joint formation in the mammalian skeleton. Science 280, 1455-1457 (1998).
  67. McMahon, J. A. et al. Noggin-mediated antagonism of BMP signaling is required for growth and patterning of the neural tube and somite. Genes Dev. 12, 1438-1452 (1998).
  68. Keller, B. et al. Interaction of TGF and BMP signaling pathways during chondrogenesis. PLoS One 6, e16421 (2011).
  69. Retting, K. N., Song, B., Yoon, B. S. & Lyons, K. M. BMP canonical Smad signaling through Smad1 and Smad5 is required for endochondral bone formation. Development 136, 1093-1104 (2009).
  70. Tsumaki, N. et al. Role of CDMP-1 in skeletal morphogenesis: promotion of mesenchymal cell recruitment and chondrocyte differentiation. J. Cell Biol. 144, 161-173 (1999).
  71. Gao, L. et al. TAK1 regulates SOX9 expression in chondrocytes and is essential for postnatal development of the growth plate and articular cartilages. J. Cell Sci. 126, 5704-5713 (2013).
  72. Bertoli-Avella, A. M. et al. Mutations in a TGF- ligand, TGFB3, cause syndromic aortic aneurysms and dissections. J. Am. Coll. Cardiol. 65, 1324-1336 (2015).
  73. Lindsay, M. E. et al. Loss-of-function mutations in TGFB2 cause a syndromic presentation of thoracic aortic aneurysm. Nat. Genet. 44, 922-927 (2012).
  74. van de Laar, I. M. et al. Mutations in SMAD3 cause a syndromic form of aortic aneurysms and dissections with early-onset osteoarthritis. Nat. Genet. 43, 121-126 (2011).
  75. Loeys, B. L. et al. A syndrome of altered cardiovascular, craniofacial, neurocognitive and skeletal development caused by mutations in TGFBR1 or TGFBR2. Nat. Genet. 37, 275-281 (2005).
  76. Vandeloo, B. et al. Spontaneous coronary artery dissection in a man with a novel missense mutation in SMAD2 treated by optical coherence tomography-guided percutaneous coronary intervention. JACC Cardiovasc. Interv. 12, e45-e47 (2019).
  77. Milewicz, D. M. et al. Marfan syndrome. Nat. Rev. Dis. Primers 7, 64 (2021).
  78. Seo, H. S. & Serra, R. Deletion of Tgfbr2 in Prx1-cre expressing mesenchyme results in defects in development of the long bones and joints. Dev. Biol. 310, 304-316 (2007).
  79. Baffi, M. O. et al. Conditional deletion of the TGF-beta type II receptor in Col2a expressing cells results in defects in the axial skeleton without alterations in chondrocyte differentiation or embryonic development of long bones. Dev. Biol. 276, 124-142 (2004).
  80. Sohn, P., Cox, M., Chen, D. & Serra, R. Molecular profiling of the developing mouse axial skeleton: a role for Tgfbr2 in the development of the intervertebral disc. BMC Dev. Biol. 10, 29 (2010).
  81. Spagnoli, A. et al. TGF-beta signaling is essential for joint morphogenesis. J. Cell Biol. 177, 1105-1117 (2007).
  82. Longobardi, L. et al. TGF- type II receptor/MCP-5 axis: at the crossroad between joint and growth plate development. Cancers 23, 71-81 (2012).
  83. Matsunobu, T. et al. Critical roles of the TGF-beta type I receptor ALK5 in perichondrial formation and function, cartilage integrity, and osteoblast differentiation during growth plate development. Dev. Biol. 332, 325-338 (2009).
  84. Sueyoshi, T., Yamamoto, K. & Akiyama, H. Conditional deletion of Tgfbr2 in hypertrophic chondrocytes delays terminal chondrocyte differentiation. Matrix Biol. 31, 352-359 (2012).
  85. Sanford, L. P. et al. TGFbeta2 knockout mice have multiple developmental defects that are non-overlapping with other TGFbeta knockout phenotypes. Development 124, 2659-2670 (1997).
  86. Proetzel, G. et al. Transforming growth factor-beta 3 is required for secondary palate fusion. Nat. Genet. 11, 409-414 (1995).
  87. Kaartinen, V. et al. Abnormal lung development and cleft palate in mice lacking TGF-beta 3 indicates defects of epithelial-mesenchymal interaction. Nat. Genet. 11, 415-421 (1995).
  88. Kulkarni, A. B. et al. Transforming growth factor beta 1 null mutation in mice causes excessive inflammatory response and early death. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90, 770-774 (1993).
  89. Wang, W., Song, B., Anbarchian, T., Shirazyan, A. & Sadik, J. E. Smad2 and Smad3 regulate chondrocyte proliferation and differentiation in the growth plate. PLOS Genet. 12, e1006352 (2016).
  90. Edwards, J. R. & Mundy, G. R. Advances in osteoclast biology: old findings and new insights from mouse models. Nat. Rev. Rheumatol. 7, 235-243 (2011).
  91. Long, F. Building strong bones: molecular regulation of the osteoblast lineage. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 13, 27-38 (2011).
  92. Chen, W. et al. deletion in mice recapitulates cleidocranial dysplasia and reveals multiple functions of required for skeletal development. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 111, 8482-8487 (2014).
  93. Wu, M. et al. Cbf governs osteoblast-adipocyte lineage commitment through enhancing -catenin signaling and suppressing adipogenesis gene expression. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 114, 10119-10124 (2017).
  94. Tang, C. Y. et al. Runx1 is a central regulator of osteogenesis for bone homeostasis by orchestrating BMP and WNT signaling pathways. PLoS Genet. 17, e1009233 (2021).
  95. Delgado-Calle, J. & Bellido, T. The osteocyte as a signaling cell. Physiol. Rev. 102, 379-410 (2022).
  96. Langdahl, B. L., Carstens, M., Stenkjaer, L. & Eriksen, E. F. Polymorphisms in the transforming growth factor beta 1 gene and osteoporosis. Bone 32, 297-310 (2003).
  97. Panach, L. et al. Comparative transcriptome analysis identifies CARM1 and DNMT3A as genes associated with osteoporosis. Sci. Rep. 10, 16298 (2020).
  98. Gregson, C. L. et al. Genome-wide association study of extreme high bone mass: Contribution of common genetic variation to extreme BMD phenotypes and potential novel BMD-associated genes. Bone 114, 62-71 (2018).
  99. Pei, Y. F. et al. Genome-wide association meta-analyses identified 1 q 43 and 2q32.2 for hip Ward’s triangle areal bone mineral density. Bone 91, 1-10 (2016).
  100. He, J. W., Yue, H., Hu, W. W., Hu, Y. Q. & Zhang, Z. L. Contribution of the sclerostin domain-containing protein 1 (SOSTDC1) gene to normal variation of peak bone mineral density in Chinese women and men. J. Bone Miner. Metab. 29, 571-581 (2011).
  101. Moffett, S. P. et al. Identification and association analysis of single nucleotide polymorphisms in the human noggin (NOG) gene and osteoporosis phenotypes. Bone 44, 999-1002 (2009).
  102. Wang, H. et al. Association of bone morphogenetic protein-2 gene polymorphisms with susceptibility to ossification of the posterior longitudinal ligament of the spine and its severity in Chinese patients. Eur. Spine J. 17, 956-964 (2008).
  103. Lin, G. T. et al. SNP combinations in chromosome-wide genes are associated with bone mineral density in Taiwanese women. Chin. J. Physiol. 51, 32-41 (2008).
  104. Medici, M. et al. BMP-2 gene polymorphisms and osteoporosis: the Rotterdam Study. J. Bone Miner. Res. 21, 845-854 (2006).
  105. Gregson, C. L. et al. A rare mutation in SMAD9 associated with high bone mass identifies the SMAD-dependent BMP signaling pathway as a potential anabolic target for osteoporosis. J. Bone Miner. Res. 35, 92-105 (2020).
  106. Kim, B. J. et al. Association of SMAD2 polymorphisms with bone mineral density in postmenopausal Korean women. Osteoporos. Int. 22, 2273-2282 (2011).
  107. Lowery, J. W. & Rosen, V. Bone morphogenetic protein-based therapeutic approaches. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 10, a022327 (2018).
  108. Begam, H., Nandi, S. K., Kundu, B. & Chanda, A. Strategies for delivering bone morphogenetic protein for bone healing. Mater. Sci. Eng. C Mater. Biol. Appl. 70, 856-869 (2017).
  109. Bharadwaz, A. & Jayasuriya, A. C. Osteogenic differentiation cues of the bone morphogenetic protein-9 (BMP-9) and its recent advances in bone tissue regeneration. Mater. Sci. Eng. C Mater. Biol. Appl. 120, 111748 (2021).
  110. Eiraku, N. et al. BMP9 directly induces rapid GSK3- phosphorylation in a Wntindependent manner through class I PI3K-Akt axis in osteoblasts. FASEB J. 33, 12124-12134 (2019).
  111. Tsuji, K. et al. BMP4 is dispensable for skeletogenesis and fracture-healing in the limb. J. Bone Joint Surg. Am. 90, 14-18 (2008).
  112. Tsuji, K. et al. BMP2 activity, although dispensable for bone formation, is required for the initiation of fracture healing. Nat. Genet. 38, 1424-1429 (2006).
  113. Hu, Y. Acvr1 deletion in osteoblasts impaired mandibular bone mass through compromised osteoblast differentiation and enhanced sRANKL-induced osteoclastogenesis. J. Cell. Physiol. 236, 4580-4591 (2021).
  114. Yang, C., Yang, L., Wan, M. & Cao, X. Generation of a mouse model with expression of bone morphogenetic protein type II receptor lacking the cytoplasmic domain in osteoblasts. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1192, 286-291 (2010).
  115. Gamer, L. W., Cox, K., Carlo, J. M. & Rosen, V. Overexpression of BMP3 in the developing skeleton alters endochondral bone formation resulting in spontaneous rib fractures. Dev. Dyn. 238, 2374-2381 (2009).
  116. Greenblatt, M. B. et al. The p38 MAPK pathway is essential for skeletogenesis and bone homeostasis in mice. J. Clin. Invest. 120, 2457-2473 (2010).
  117. Thouverey, C. & Caverzasio, J. The p38a MAPK positively regulates osteoblast function and postnatal bone acquisition. Cell Mol. Life Sci. 69, 3115-3125 (2012).
  118. Salazar, V. S. et al. Embryonic ablation of osteoblast Smad4 interrupts matrix synthesis in response to canonical Wnt signaling and causes an osteogenesis-imperfecta-like phenotype. J. Cell Sci. 126, 4974-4984 (2013).
  119. Salazar, V. S. et al. Postnatal ablation of osteoblast Smad4 enhances proliferative responses to canonical Wnt signaling through interactions with -catenin. J. Cell Mol. Med. 126, 5598-5609 (2013).
  120. Zhang, J. et al. The inhibition effects of insulin on BMP2-induced muscle heterotopic ossification. Biomaterials 35, 9322-9331 (2014).
  121. Agarwal, S. et al. Strategic targeting of multiple BMP receptors prevents traumainduced heterotopic ossification. Mol. Ther. 25, 1974-1987 (2017).
  122. van Dinther, M. et al. ALK2 R206H mutation linked to fibrodysplasia ossificans progressiva confers constitutive activity to the BMP type I receptor and sensitizes mesenchymal cells to BMP-induced osteoblast differentiation and bone formation. J. Bone Miner. Res. 25, 1208-1215 (2010).
  123. Fukuda, T. et al. A unique mutation of ALK2, G356D, found in a patient with fibrodysplasia ossificans progressiva is a moderately activated BMP type I receptor. Biochem. Biophys. Res. Commun. 377, 905-909 (2008).
  124. Hatsell, S. J. et al. ACVR1R206H receptor mutation causes fibrodysplasia ossificans progressiva by imparting responsiveness to activin A. Sci. Transl. Med. 7, 303ra137 (2015).
  125. Hino, K. et al. Neofunction of ACVR1 in fibrodysplasia ossificans progressiva. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 112, 15438-15443 (2015).
  126. Billings, P. C. et al. Dysregulated BMP signaling and enhanced osteogenic differentiation of connective tissue progenitor cells from patients with fibrodysplasia ossificans progressiva (FOP). J. Bone Miner. Res. 23, 305-313 (2008).
  127. Yu, P. B. et al. BMP type I receptor inhibition reduces heterotopic [corrected] ossification. Nat. Med. 14, 1363-1369 (2008).
  128. Lees-Shepard, J. B. et al. Activin-dependent signaling in fibro/adipogenic progenitors causes fibrodysplasia ossificans progressiva. Nat. Commun. 9, 471 (2018).
  129. Chakkalakal, S. A. et al. An Acvr1 R206H knock-in mouse has fibrodysplasia ossificans progressiva. J. Bone Miner. Res. 27, 1746-1756 (2012).
  130. Fukuda, T. et al. Generation of a mouse with conditionally activated signaling through the BMP receptor, ALK2. Genesis 44, 159-167 (2016).
  131. Lodberg, A. Principles of the activin receptor signaling pathway and its inhibition. Cytokine Growth Factor Rev. 60, 1-17 (2021).
  132. Shimono, K. et al. Potent inhibition of heterotopic ossification by nuclear retinoic acid receptor- agonists. Nat. Med. 17, 454-460 (2011).
  133. Pignolo, R. J. et al. Reduction of new heterotopic ossification (HO) in the openlabel, phase 3 MOVE trial of palovarotene for fibrodysplasia ossificans progressiva (FOP). J. Bone Miner. Res. 38, 381-394 (2023).
  134. Meng, X., Wang, H. & Hao, J. Recent progress in drug development for fibrodysplasia ossificans progressiva. Mol. Cell. Biochem. 477, 2327-2334 (2022).
  135. Williams, E. et al. Saracatinib is an efficacious clinical candidate for fibrodysplasia ossificans progressiva. JCI Insight 6, e95042 (2021).
  136. Wang, Q. et al. Bone morphogenetic protein 2 activates Smad6 gene transcription through bone-specific transcription factor Runx2. J. Biol. Chem. 282, 10742-10748 (2007).
  137. Jeon, E. J. et al. Bone morphogenetic protein-2 stimulates Runx2 acetylation. J. Biol. Chem. 281, 16502-16511 (2006).
  138. Jun, J. H. et al. BMP2-activated Erk/MAP kinase stabilizes Runx2 by increasing p300 levels and histone acetyltransferase activity. J. Biol. Chem. 285, 36410-36419 (2010).
  139. Rodríguez-Carballo, E. et al. Conserved regulatory motifs in osteogenic gene promoters integrate cooperative effects of canonical Wnt and BMP pathways. J. Bone Miner. Res. 26, 718-729 (2011).
  140. Pawaputanon Na Mahasarakham, C. et al. BMP-2 enhances Lgr4 gene expression in osteoblastic cells. J. Cell. Physiol. 231, 887-895 (2016).
  141. Ko, F. C. et al. Acute phosphate restriction impairs bone formation and increases marrow adipose tissue in growing mice. J. Bone Miner. Res. 31, 2204-2214 (2016).
  142. Yang, G. et al. BMP-2 induction of Dlx3 expression is mediated by p38/ Smad5 signaling pathway in osteoblastic MC3T3-E1 cells. J. Cell. Physiol. 229, 943-954 (2014).
  143. Hopkins, A., Mirzayans, F. & Berry, F. Foxc1 expression in early osteogenic differentiation is regulated by BMP4-SMAD activity. J. Cell. Biochem. 117, 1707-1717 (2016).
  144. Ramazzotti, G. et al. BMP-2 induced expression of PLC that is a positive regulator of osteoblast differentiation. J. Cell. Physiol. 231, 623-629 (2016).
  145. Guo, Y. et al. BMP-IHH-mediated interplay between mesenchymal stem cells and osteoclasts supports calvarial bone homeostasis and repair. Bone Res. 6, 30 (2018).
  146. Liu, Z. et al. Molecules mimicking Smad1 interacting with Hox stimulate bone formation. J. Biol. Chem. 279, 11313-11319 (2004).
  147. Lim, J. et al. Dual function of Bmpr1a signaling in restricting preosteoblast proliferation and stimulating osteoblast activity in mouse. Development 143, 339-347 (2016).
  148. Zhang, H. et al. Loss of BMP signaling mediated by BMPR1A in osteoblasts leads to differential bone phenotypes in mice depending on anatomical location of the bones. Bone 137, 115402 (2020).
  149. Zhang, Y. et al. Loss of BMP signaling through BMPR1A in osteoblasts leads to greater collagen cross-link maturation and material-level mechanical properties in mouse femoral trabecular compartments. Bone 88, 74-84 (2016).
  150. Kamiya, N. et al. Wnt inhibitors Dkk1 and Sost are downstream targets of BMP signaling through the type IA receptor (BMPRIA) in osteoblasts. J. Bone Miner. Res. 25, 200-210 (2010).
  151. Liu, Z., Tang, Y., Qiu, T., Cao, X. & Clemens, T. L. A dishevelled-1/Smad1 interaction couples WNT and bone morphogenetic protein signaling pathways in uncommitted bone marrow stromal cells. J. Biol. Chem. 281, 17156-17163 (2006).
  152. Tang, Y. et al. TGF-beta1-induced migration of bone mesenchymal stem cells couples bone resorption with formation. Nat. Med. 15, 757-765 (2009).
  153. Seo, H. S. & Serra, R. Tgfbr2 is required for development of the skull vault. Dev. Biol. 334, 481-490 (2009).
  154. Peters, S. B., Wang, Y. & Serra, R. Tgfbr2 is required in osterix expressing cells for postnatal skeletal development. Bone 97, 54-64 (2017).
  155. Corps, K., Stanwick, M., Rectenwald, J., Kruggel, A. & Peters, S. B. Skeletal deformities in Osterix-Cre;Tgfbr2(f/f) mice may cause postnatal death. Genes 12, 975 (2021).
  156. Borton, A. J., Frederick, J. P., Datto, M. B., Wang, X. F. & Weinstein, R. S. The loss of Smad3 results in a lower rate of bone formation and osteopenia through dysregulation of osteoblast differentiation and apoptosis. J. Bone Miner. Res. 16, 1754-1764 (2001).
  157. Wang, Y., Cox, M. K., Coricor, G., MacDougall, M. & Serra, R. Inactivation of Tgfbr2 in Osterix-Cre expressing dental mesenchyme disrupts molar root formation. Dev. Biol. 382, 27-37 (2013).
  158. Kinoshita, A. et al. Domain-specific mutations in TGFB1 result in CamuratiEngelmann disease. Nat. Genet. 26, 19-20 (2000).
  159. Velchev, J. D., Verstraeten, A. & Loeys, B. Hide and seek: Somatic SMAD3 mutations in melorheostosis. J. Exp. Med. 217, e20200185 (2020).
  160. Kang, H. et al. Somatic SMAD3-activating mutations cause melorheostosis by up-regulating the TGF- SMAD. Pathway. J. Exp. Med. 217, e20191499 (2020).
  161. Kang, H. et al. Somatic activating mutations in MAP2K1 cause melorheostosis. Nat. Commun. 9, 1390 (2018).
  162. Nesti, L. J. et al. TGF-beta1-stimulated osteoblasts require intracellular calcium signaling for enhanced alpha5 integrin expression. Ann. N. Y. Acad. Sci. 961, 178-182 (2002).
  163. Arnott, J. A. et al. Molecular requirements for induction of CTGF expression by TGF-beta1 in primary osteoblasts. Bone 42, 871-885 (2008).
  164. Li, J. et al. Smad2 overexpression enhances Smad4 gene expression and suppresses CBFA1 gene expression in osteoblastic osteosarcoma ROS17/2.8 cells and primary rat calvaria cells. J. Biol. Chem. 273, 31009-31015 (1998).
  165. Lin, H. T. et al. Dynamic expression of SMAD3 is critical in osteoblast differentiation of PDMCs. Int. J. Mol. Med. 43, 1085-1093 (2019).
  166. Kang, J. S., Alliston, T., Delston, R. & Derynck, R. Repression of Runx2 function by TGF-beta through recruitment of class II histone deacetylases by Smad3. EMBO J. 24, 2543-2555 (2005).
  167. Hjelmeland, A. B., Schilling, S. H., Guo, X., Quarles, D. & Wang, X. F. Loss of Smad3-mediated negative regulation of Runx2 activity leads to an alteration in cell fate determination. Mol. Cell. Biol. 25, 9460-9468 (2005).
  168. Lian, N. et al. Transforming growth factor suppresses osteoblast differentiation via the vimentin activating transcription factor 4 (ATF4) axis. J. Biol. Chem. 287, 35975-35984 (2012).
  169. Ehnert, S. et al. TGF- impairs mechanosensation of human osteoblasts via HDAC6-mediated shortening and distortion of primary cilia. J. Mol. Med. 95, 653-663 (2017).
  170. Nam, B. & Park, H. TGF suppressed matrix mineralization of osteoblasts differentiation by regulating SMURF1-C/EBP -DKK1 axis. Int. J. Mol. Sci. 21, 9771 (2020).
  171. Ochiai, H. et al. Inhibition of insulin-like growth factor-1 (IGF-1) expression by prolonged transforming growth factor- (TGF- ) administration suppresses osteoblast differentiation. J. Biol. Chem. 287, 22654-22661 (2012).
  172. Qiu, T. et al. TGF-beta type II receptor phosphorylates PTH receptor to integrate bone remodelling signalling. Nat. Cell Biol. 12, 224-234 (2010).
  173. Kwok, S., Qin, L., Partridge, N. C. & Selvamurugan, N. Parathyroid hormone stimulation and PKA signaling of latent transforming growth factor-beta binding protein-1 (LTBP-1) mRNA expression in osteoblastic cells. J. Cell. Biochem. 95, 1002-1011 (2005).
  174. Sowa, H. et al. Parathyroid hormone-Smad3 axis exerts anti-apoptotic action and augments anabolic action of transforming growth factor beta in osteoblasts. J. Biol. Chem. 278, 52240-52252 (2003).
  175. Kamiya, N. et al. Disruption of BMP signaling in osteoblasts through type IA receptor (BMPRIA) increases bone mass. J. Bone Miner. Res. 23, 2007-2017 (2008).
  176. Kamiya, N. et al. Targeted disruption of BMP signaling through type IA receptor (BMPR1A) in osteocyte suppresses SOST and RANKL, leading to dramatic increase in bone mass, bone mineral density and mechanical strength. Bone 91, 53-63 (2016).
  177. Tan, X. et al. Smad4 is required for maintaining normal murine postnatal bone homeostasis. J. Cell Sci. 120, 2162-2170 (2007).
  178. Moon, Y. J. et al. Smad4 controls bone homeostasis through regulation of osteoblast/osteocyte viability. Exp. Mol. Med. 48, e256 (2016).
  179. Wu, H. et al. Inhibitory effects of combined bone morphogenetic protein 2, vascular endothelial growth factor, and basic fibroblast growth factor on osteoclast differentiation and activity. Tissue Eng. Part A 27, 1387-1398 (2021).
  180. Tasca, A. et al. Smad1/5 and Smad4 expression are important for osteoclast differentiation. J. Cell. Biochem. 116, 1350-1360 (2015).
  181. Miao, X. et al. Bone morphogenetic protein-2 promotes osteoclasts-mediated osteolysis via Smad1 and p65 signaling pathways. Spine 46, E234-E242 (2021).
  182. Omi, M., Kaartinen, V. & Mishina, Y. Activin A receptor type 1-mediated BMP signaling regulates RANKL-induced osteoclastogenesis via canonical SMADsignaling pathway. J. Biol. Chem. 294, 17818-17836 (2019).
  183. Okamoto, M. et al. Conditional deletion of Bmpr1a in differentiated osteoclasts increases osteoblastic bone formation, increasing volume of remodeling bone in mice. J. Bone Miner. Res. 26, 2511-2522 (2011).
  184. Crane, J. L. & Cao, X. Bone marrow mesenchymal stem cells and TGF- signaling in bone remodeling. J. Clin. Invest. 124, 466-472 (2014).
  185. Karsdal, M. A. et al. Transforming growth factor-beta controls human osteoclastogenesis through the p38 MAPK and regulation of RANK expression. J. Biol. Chem. 278, 44975-44987 (2003).
  186. Morita, M. et al. Smad4 is required to inhibit osteoclastogenesis and maintain bone mass. Sci. Rep. 6, 35221 (2016).
  187. Pan, W. et al. SIS3 suppresses osteoclastogenesis and ameliorates bone loss in ovariectomized mice by modulating Nox4-dependent reactive oxygen species. Biochem. Pharmacol. 195, 114846 (2022).
  188. Houde, N., Chamoux, E., Bisson, M. & Roux, S. Transforming growth factor-beta1 (TGF-beta1) induces human osteoclast apoptosis by up-regulating Bim. J. Biol. Chem. 284, 23397-23404 (2009).
  189. Quinn, J. M. et al. Transforming growth factor beta affects osteoclast differentiation via direct and indirect actions. J. Bone Miner. Res. 16, 1787-1794 (2001).
  190. Dole, N. S. et al. Osteocyte-intrinsic TGF- signaling regulates bone quality through perilacunar/canalicular remodeling. Cell Rep. 21, 2585-2596 (2017).
  191. Dole, N. S., Yee, C. S., Mazur, C. M., Acevedo, C. & Alliston, T. TGF regulation of perilacunar/canalicular remodeling is sexually dimorphic. J. Bone Miner. Res. 35, 1549-1561 (2020).
  192. Schurman, C. A., Verbruggen, S. W. & Alliston, T. Disrupted osteocyte connectivity and pericellular fluid flow in bone with aging and defective TGF- signaling. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 118, e2023999118 (2021).
  193. Liu, W. et al. TGF- facilitates cell-cell communication in osteocytes via con-nexin43- and pannexin1-dependent gap junctions. Cell Death Discov. 5, 141 (2019).
  194. Jähn, K. et al. Phenotype and viability of MLO-Y4 cells is maintained by in a serum-dependent manner within a 3D-co-culture with MG-63 cells. Int. J. Mol. Sci. 19, 1932 (2018).
  195. Bailey, K. N. et al. Mechanosensitive control of articular cartilage and subchondral bone homeostasis in mice requires osteocytic transforming growth factor signaling. Arthritis Rheumatol. 73, 414-425 (2021).
  196. Grol, M. W. & Lee, B. H. Gene therapy for repair and regeneration of bone and cartilage. Curr. Opin. Pharmacol. 40, 59-66 (2018).
  197. Patil, A. S., Sable, R. B. & Kothari, R. M. An update on transforming growth factor (TGF- ): sources, types, functions and clinical applicability for cartilage/bone healing. J. Cell. Physiol. 226, 3094-3103 (2011).
  198. He, Y. et al. Reduction of Smad2 caused by oxidative stress leads to necrotic death of hypertrophic chondrocytes associated with an endemic osteoarthritis. Rheumatology 61, 440-451 (2021).
  199. Li, T. F. et al. Smad3-deficient chondrocytes have enhanced BMP signaling and accelerated differentiation. J. Bone Miner. Res. 21, 4-16 (2006).
  200. Motaung, S. C. K. M., Di Cesare, P. E. & Hari Reddi, A. Differential response of cartilage oligomeric matrix protein (COMP) to morphogens of bone morphogenetic protein/transforming growth factor- family in the surface, middle and deep zones of articular cartilage. J. Tissue Eng. Regen. Med. 5, e87-e96 (2011).
  201. Niikura, T. & Reddi, A. H. Differential regulation of lubricin/superficial zone protein by transforming growth factor bone morphogenetic protein superfamily members in articular chondrocytes and synoviocytes. Arthritis Rheum. 56, 2312-2321 (2007).
  202. Malemud, C. J., Killeen, W., Hering, T. M. & Purchio, A. F. Enhanced sulfatedproteoglycan core protein synthesis by incubation of rabbit chondrocytes with recombinant transforming growth factor- . J. Cell. Physiol. 149, 152-159 (1991).
  203. Takahashi, N. et al. Elucidation of IL-1/TGF- interactions in mouse chondrocyte cell line by genome-wide gene expression. Osteoarthritis Cartilage 13, 426-438 (2005).
  204. Wiegertjes, R. et al. TGF- dampens IL- 6 signaling in articular chondrocytes by decreasing IL-6 receptor expression. Osteoarthritis Cartilage 27, 1197-1207 (2019).
  205. Cherian, J. J. et al. Preliminary results of a phase II randomized study to determine the efficacy and safety of genetically engineered allogeneic human chondrocytes expressing TGF- in patients with grade 3 chronic degenerative joint disease of the knee. Osteoarthritis Cartilage 23, 2109-2118 (2015).
  206. Ramaswamy, G., Sohn, P., Eberhardt, A. & Serra, R. Altered responsiveness to TGF- results in reduced Papss2 expression and alterations in the biomechanical properties of mouse articular cartilage. Arthritis Res. Ther. 14, R49 (2012).
  207. van Caam, A. et al. TGF -induced SMAD2 and SMAD1/5 phosphorylation are both ALK5-kinase-dependent in primary chondrocytes and mediated by TAK1 kinase activity. Arthritis Res. Ther. 19, 112 (2017).
  208. Wang, Q. & Tan, Q. Postnatal deletion of Alk5 gene in meniscal cartilage accelerates age-dependent meniscal degeneration in mice. J. Cell. Physiol. 234, 595-605 (2018).
  209. Shen, J. et al. Deletion of the transforming growth factor receptor type II gene in articular chondrocytes leads to a progressive osteoarthritis-like phenotype in mice. Arthritis Rheum. 65, 3107-3119 (2013).
  210. Namdari, S., Wei, L., Moore, D. & Chen, Q. Reduced limb length and worsened osteoarthritis in adult mice after genetic inhibition of p38 MAP kinase activity in cartilage. Arthritis Rheum. 58, 3520-3529 (2008).
  211. Frazier, K. et al. Inhibition of ALK5 signaling induces physeal dysplasia in rats. Toxicol. Pathol. 35, 284-295 (2007).
  212. Prasadam, I. et al. Inhibition of p38 pathway leads to OA-like changes in a rat animal model. Rheumatology 51, 813-823 (2012).
  213. Wang, C., Shen, J., Ying, J., Xiao, D. & O’Keefe, R. J. FoxO1 is a crucial mediator of TGF- TAK1 signaling and protects against osteoarthritis by maintaining articular cartilage homeostasis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 117, 30488-30497 (2020).
  214. Mori, H., Izawa, T. & Tanaka, E. Smad3 deficiency leads to mandibular condyle degradation via the sphingosine 1-phosphate (S1P)/S1P3 signaling axis. Am. J. Pathol. 185, 2742-2756 (2015).
  215. Wang, H., Zhang, J., Sun, Q. & Yang, X. Altered gene expression in articular chondrocytes of Smad3(ex8/ex8) mice, revealed by gene profiling using microarrays. J. Genet. Genomics 34, 698-708 (2007).
  216. Zhang, Y. et al. Runx1 is a key regulator of articular cartilage homeostasis by orchestrating YAP, TGF , and Wnt signaling in articular cartilage formation and osteoarthritis. Bone Res. 10, 63 (2022).
  217. Ueland, T. et al. Increased serum and bone matrix levels of transforming growth factor {beta}1 in patients with GH deficiency in response to GH treatment. Eur. J. Endocrinol. 165, 393-400 (2011).
  218. Pombo-Suarez, M., Castaño-Oreja, M. T., Calaza, M., Gomez-Reino, J. & Gonzalez, A. Differential upregulation of the three transforming growth factor beta isoforms in human osteoarthritic cartilage. Ann. Rheum. Dis. 68, 568-571 (2009).
  219. Blaney Davidson, E. N., Vitters, E. L., van der Kraan, P. M. & van den Berg, W. B. Expression of transforming growth factor-beta (TGFbeta) and the TGFbeta signalling molecule SMAD-2P in spontaneous and instability-induced osteoarthritis: role in cartilage degradation, chondrogenesis and osteophyte formation. Ann. Rheum. Dis. 65, 1414-1421 (2006).
  220. François, R. J., Neure, L., Sieper, J. & Braun, J. Immunohistological examination of open sacroiliac biopsies of patients with ankylosing spondylitis: detection of tumour necrosis factor alpha in two patients with early disease and transforming growth factor beta in three more advanced cases. Ann. Rheum. Dis. 65, 713-720 (2006).
  221. Zhen, G. et al. Inhibition of TGF- signaling in mesenchymal stem cells of subchondral bone attenuates osteoarthritis. Nat. Med. 19, 704-712 (2013).
  222. Zheng, L. et al. Aberrant activation of latent transforming growth factor- initiates the onset of temporomandibular joint osteoarthritis. Bone Res. 6, 26 (2018).
  223. Blaney Davidson, E. N. et al. Increase in ALK1/ALK5 ratio as a cause for elevated MMP-13 expression in osteoarthritis in humans and mice. J. Immunol. 182, 7937-7945 (2009).
  224. Occhetta, P. et al. Developmentally inspired programming of adult human mesenchymal stromal cells toward stable chondrogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 115, 4625-4630 (2018).
  225. Janssens, K., ten Dijke, P., Janssens, S. & Van Hul, W. Transforming growth factor to the bone. Endocr. Rev. 26, 743-774 (2005).
  226. Dabovic, B. et al. Osteopetrosis-like phenotype in latent TGF-beta binding protein 3 deficient mice. Bone 37, 25-31 (2005).
  227. Dabovic, B. et al. Bone defects in latent TGF-beta binding protein (Ltbp)-3 null mice; a role for Ltbp in TGF-beta presentation. J. Endocrinol. 175, 129-141 (2002).
  228. Koli, K., Ryynänen, M. J. & Keski-Oja, J. Latent TGF-beta binding proteins (LTBPs)1 and -3 coordinate proliferation and osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells. Bone 43, 679-688 (2008).
  229. Kitahama, S. et al. Expression of fibrillins and other microfibril-associated proteins in human bone and osteoblast-like cells. Bone 27, 61-67 (2000).
  230. Putnam, E. A., Zhang, H., Ramirez, F. & Milewicz, D. M. Fibrillin-2 (FBN2) mutations result in the Marfan-like disorder, congenital contractural arachnodactyly. Nat. Genet. 11, 456-458 (1995).
  231. Nistala, H. et al. Fibrillin-1 and -2 differentially modulate endogenous TGF- and BMP bioavailability during bone formation. J. Cell Biol. 190, 1107-1121 (2010).
  232. Nistala, H., Lee-Arteaga, S., Smaldone, S., Siciliano, G. & Ramirez, F. Extracellular microfibrils control osteoblast-supported osteoclastogenesis by restricting TGF{beta} stimulation of RANKL production. J. Biol. Chem. 285, 34126-34133 (2010).
  233. Craft, C. S. et al. Oophorectomy-induced bone loss is attenuated in MAGP1deficient mice. J. Cell. Biochem. 113, 93-99 (2012).
  234. Craft, C. S. et al. Microfibril-associated glycoprotein-1, an extracellular matrix regulator of bone remodeling. J. Biol. Chem. 285, 23858-23867 (2010).
  235. Marini, J. C. et al. Osteogenesis imperfecta. Nat. Rev. Dis. Primers 3, 17052 (2017).
  236. Zieba, J. et al. Fracture healing in collagen-related preclinical models of osteogenesis imperfecta. J. Bone Miner. Res. 35, 1132-1148 (2020).
  237. Grafe, I. et al. Excessive transforming growth factor- signaling is a common mechanism in osteogenesis imperfecta. Nat. Med. 20, 670-675 (2014).
  238. Pacifici, M. The pathogenic roles of heparan sulfate deficiency in hereditary multiple exostoses. Matrix Biol. 71-72, 28-39 (2018).
  239. Kawashima, K. et al. Heparan sulfate deficiency leads to hypertrophic chondrocytes by increasing bone morphogenetic protein signaling. Osteoarthritis Cartilage 28, 1459-1470 (2020).
  240. Inubushi, T., Nozawa, S., Matsumoto, K., Irie, F. & Yamaguchi, Y. Aberrant perichondrial BMP signaling mediates multiple osteochondromagenesis in mice. JCI Insight 2, e90049 (2017).
  241. Inubushi, T., Lemire, I., Irie, F. & Yamaguchi, Y. Palovarotene inhibits osteochondroma formation in a mouse model of multiple hereditary exostoses. J. Bone Miner. Res. 33, 658-666 (2018).
  242. Tang, X. et al. Connective tissue growth factor contributes to joint homeostasis and osteoarthritis severity by controlling the matrix sequestration and activation of latent TGF . Ann. Rheum. Dis. 77, 1372-1380 (2018).
  243. Le Goff, C. et al. ADAMTSL2 mutations in geleophysic dysplasia demonstrate a role for ADAMTS-like proteins in TGF-beta bioavailability regulation. Nat. Genet. 40, 1119-1123 (2008).
  244. Delhon, L. et al. Impairment of chondrogenesis and microfibrillar network in Adamtsl2 deficiency. FASEB J. 33, 2707-2718 (2019).
  245. Morales, J. et al. Homozygous mutations in ADAMTS10 and ADAMTS17 cause lenticular myopia, ectopia lentis, glaucoma, spherophakia, and short stature. Am. J. Hum. Genet. 85, 558-568 (2009).
  246. Oichi, T. et al. Adamts17 is involved in skeletogenesis through modulation of BMP-Smad1/5/8 pathway. Cell Mol. Life Sci. 76, 4795-4809 (2019).
  247. Groppe, J. et al. Structural basis of BMP signaling inhibition by Noggin, a novel twelve-membered cystine knot protein. J. Bone Joint Surg. Am. 85-A, 52-58 (2003).
  248. Pregizer, S. K. & Mortlock, D. P. Dynamics and cellular localization of Bmp2, Bmp4, and Noggin transcription in the postnatal mouse skeleton. J. Bone Miner. Res. 30, 64-70 (2015).
  249. Yoshimura, Y. et al. Colocalization of noggin and bone morphogenetic protein-4 during fracture healing. J. Bone Miner. Res. 16, 876-884 (2001).
  250. Wu, X. B. et al. Impaired osteoblastic differentiation, reduced bone formation, and severe osteoporosis in noggin-overexpressing mice. J. Clin. Invest. 112, 924-934 (2003).
  251. Iwata, T. et al. Noggin blocks osteoinductive activity of porcine enamel extracts. J. Dent. Res. 81, 387-391 (2002).
  252. Wan, D. C. et al. Noggin suppression enhances in vitro osteogenesis and accelerates in vivo bone formation. J. Biol. Chem. 282, 26450-26459 (2007).
  253. Devlin, R. D. et al. Skeletal overexpression of noggin results in osteopenia and reduced bone formation. Endocrinology 144, 1972-1978 (2003).
  254. Canalis, E., Brunet, L. J., Parker, K. & Zanotti, S. Conditional inactivation of noggin in the postnatal skeleton causes osteopenia. Endocrinology 153, 1616-1626 (2012).
  255. Xie, Z. et al. Imbalance between bone morphogenetic protein 2 and noggin induces abnormal osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells in ankylosing spondylitis. Arthritis Rheumatol. 68, 430-440 (2016).
  256. Warren, S. M., Brunet, L. J., Harland, R. M., Economides, A. N. & Longaker, M. T. The BMP antagonist noggin regulates cranial suture fusion. Nature 422, 625-629 (2003).
  257. Nolan, K. et al. Structure of Gremlin-2 in complex with GDF5 gives insight into DAN-family-mediated BMP antagonism. Cell Rep. 16, 2077-2086 (2016).
  258. Gazzerro, E. et al. Conditional deletion of gremlin causes a transient increase in bone formation and bone mass. J. Biol. Chem. 282, 31549-31557 (2007).
  259. Gazzerro, E. et al. Skeletal overexpression of gremlin impairs bone formation and causes osteopenia. Endocrinology 146, 655-665 (2005).
  260. Worthley, D. L. et al. Gremlin 1 identifies a skeletal stem cell with bone, cartilage, and reticular stromal potential. Cell 160, 269-284 (2015).
  261. Eijken, M. et al. The activin A-follistatin system: potent regulator of human extracellular matrix mineralization. FASEB J. 21, 2949-2960 (2007).
  262. Suh, J. et al. GDF11 promotes osteogenesis as opposed to MSTN, and follistatin, a MSTN/GDF11 inhibitor, increases muscle mass but weakens bone. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 117, 4910-4920 (2020).
  263. Abe, Y., Abe, T., Aida, Y., Hara, Y. & Maeda, K. Follistatin restricts bone morphogenetic protein (BMP)-2 action on the differentiation of osteoblasts in fetal rat mandibular cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 19, 1302-1307 (2004).
  264. Zhang, D. et al. A role for the BMP antagonist chordin in endochondral ossification. J. Bone Miner. Res. 17, 293-300 (2002).
  265. Petryk, A. et al. Twisted gastrulation and chordin inhibit differentiation and mineralization in MC3T3-E1 osteoblast-like cells. Bone 36, 617-626 (2005).
  266. Cook, L. M. et al. Betaglycan drives the mesenchymal stromal cell osteogenic program and prostate cancer-induced osteogenesis. Oncogene 38, 6959-6969 (2019).
  267. Hill, C. R., Jacobs, B. H., Brown, C. B., Barnett, J. V. & Goudy, S. L. Type III transforming growth factor beta receptor regulates vascular and osteoblast development during palatogenesis. Dev. Dyn. 244, 122-133 (2015).
  268. Verlinden, L. et al. Nrp2 deficiency leads to trabecular bone loss and is accompanied by enhanced osteoclast and reduced osteoblast numbers. Bone 55, 465-475 (2013).
  269. Ishibashi, O. et al. Endoglin is involved in BMP-2-induced osteogenic differentiation of periodontal ligament cells through a pathway independent of Smad-1/5/8 phosphorylation. J. Cell. Physiol. 222, 465-473 (2010).
  270. Lawera, A. et al. Role of soluble endoglin in BMP9 signaling. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 116, 17800-17808 (2019).
  271. Finnson, K. W. et al. Endoglin differentially regulates TGF- -induced Smad and Smad1/5 signalling and its expression correlates with extracellular matrix production and cellular differentiation state in human chondrocytes. Osteoarthritis Cartilage 18, 1518-1527 (2010).
  272. Parker, W. L., Goldring, M. B. & Philip, A. Endoglin is expressed on human chondrocytes and forms a heteromeric complex with betaglycan in a ligand and
    type II TGFbeta receptor independent manner. J. Bone Miner. Res. 18, 289-302 (2003).
  273. Alzahrani, A. et al. Endoglin haploinsufficiency is associated with differential regulation of extracellular matrix production during skin fibrosis and cartilage repair in mice. J. Cell Commun. Signal. 12, 379-388 (2018).
  274. Bianchi, V. J., Parsons, M., Backstein, D. & Kandel, R. A. Endoglin level is critical for cartilage tissue formation in vitro by passaged human chondrocytes. Tissue Eng. Part A 27, 1140-1150 (2021).
  275. Hagihara, M. et al. Neogenin, a receptor for bone morphogenetic proteins. J. Biol. Chem. 286, 5157-5165 (2011).
  276. Zhou, Z. et al. Neogenin regulation of BMP-induced canonical Smad signaling and endochondral bone formation. Dev. Cell 19, 90-102 (2010).
  277. Miyazawa, K. & Miyazono, K. Regulation of TGF- family signaling by inhibitory Smads. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 9, a022095 (2017).
  278. Timberlake, A. T. et al. Two locus inheritance of non-syndromic midline craniosynostosis via rare SMAD6 and common BMP2 alleles. Elife 5, e20125 (2016).
  279. Horiki, M. et al. Smad6/Smurf1 overexpression in cartilage delays chondrocyte hypertrophy and causes dwarfism with osteopenia. J. Cell Biol. 165, 433-445 (2004).
  280. Estrada, K. D., Retting, K. N., Chin, A. M. & Lyons, K. M. Smad6 is essential to limit BMP signaling during cartilage development. J. Bone Miner. Res. 26, 2498-2510 (2011).
  281. Shen, R. et al. Smad6 interacts with Runx2 and mediates Smad ubiquitin regulatory factor 1-induced Runx2 degradation. J. Biol. Chem. 281, 3569-3576 (2006).
  282. Li, N. et al. Partial loss of Smad7 function impairs bone remodeling, osteogenesis and enhances osteoclastogenesis in mice. Bone 67, 46-55 (2014).
  283. Iwai, T., Murai, J., Yoshikawa, H. & Tsumaki, N. Smad7 inhibits chondrocyte differentiation at multiple steps during endochondral bone formation and down-regulates p38 MAPK pathways. J. Biol. Chem. 283, 27154-27164 (2008).
  284. Zhao, M., Qiao, M., Oyajobi, B. O., Mundy, G. R. & Chen, D. E3 ubiquitin ligase Smurf1 mediates core-binding factor alpha1/Runx2 degradation and plays a specific role in osteoblast differentiation. J. Biol. Chem. 278, 27939-27944 (2003).
  285. Zhao, M. et al. Smurf1 inhibits osteoblast differentiation and bone formation in vitro and in vivo. Int. J. Mol. Sci. 279, 12854-12859 (2004).
  286. Yamashita, M. et al. Ubiquitin ligase Smurf1 controls osteoblast activity and bone homeostasis by targeting MEKK2 for degradation. Cell 121, 101-113 (2005).
  287. Sapkota, G. et al. signaling through integrated inputs into the Smad1 linker. Mol. Cell 25, 441-454 (2007).
  288. Liang, C. et al. Inhibition of osteoblastic Smurf1 promotes bone formation in mouse models of distinctive age-related osteoporosis. Nat. Commun. 9, 3428 (2018).
  289. Liu, J. et al. Increased PLEKHO1 within osteoblasts suppresses Smad-dependent BMP signaling to inhibit bone formation during aging. Aging Cell 16, 360-376 (2017).
  290. Wu, Q. et al. Regulation of embryonic endochondral ossification by Smurf2. J. Orthop. Res. 26, 704-712 (2008).
  291. Wu, Q. et al. Induction of an osteoarthritis-like phenotype and degradation of phosphorylated Smad3 by Smurf2 in transgenic mice. Arthritis Rheum. 58, 3132-3144 (2008).
  292. Wu, Q. & Huang, J. H. Ectopic expression of Smurf2 and acceleration of agerelated intervertebral disc degeneration in a mouse model. J. Neurosurg. Spine 27, 116-126 (2017).
  293. Huang, H., Veien, E. S., Zhang, H., Ayers, D. C. & Song, J. Skeletal characterization of Smurf2-deficient mice and in vitro analysis of Smurf2-deficient chondrocytes. PLoS One 11, e0148088 (2016).
  294. Kushioka, J. & Kaito, T. A novel negative regulatory mechanism of Smurf2 in BMP/Smad signaling in bone. Bone Res. 8, 41 (2020).
  295. Tang, L. Y. et al. Ablation of Smurf2 reveals an inhibition in TGF- signalling through multiple mono-ubiquitination of Smad3. EMBO J. 30, 4777-4789 (2011).
  296. Xu, Z. et al. SMURF2 regulates bone homeostasis by disrupting SMAD3 interaction with vitamin D receptor in osteoblasts. Nat. Commun. 8, 14570 (2017).
  297. Kim, B. G., Lee, J. H., Yasuda, J., Ryoo, H. M. & Cho, J. Y. Phospho-Smad1 modulation by nedd4 E3 ligase in BMP/TGF- signaling. J. Bone Miner. Res. 26, 1411-1424 (2011).
  298. Jeon, S. A., Lee, J. H., Kim, D. W. & Cho, J. Y. E3-ubiquitin ligase NEDD4 enhances bone formation by removing TGF -induced pSMAD1 in immature osteoblast. Bone 116, 248-258 (2018).
  299. Herhaus, L. et al. USP15 targets ALK3/BMPR1A for deubiquitylation to enhance bone morphogenetic protein signalling. Open Biol. 4, 140065 (2014).
  300. Wang, W., Zhu, Y., Sun, Z., Jin, C. & Wang, X. Positive feedback regulation between USP15 and ERK2 inhibits osteoarthritis progression through TGF- / SMAD2 signaling. Arthritis Res. Ther. 23, 84 (2021).
  301. Sangadala, S. et al. Characterization of a unique motif in LIM mineralization protein-1 that interacts with jun activation-domain-binding protein 1. Mol. Cell. Biochem. 385, 145-157 (2014).
  302. Li, H. et al. VCP/p97 increases BMP signaling by accelerating ubiquitin ligase Smurf1 degradation. FASEB J. 33, 2928-2943 (2019).
  303. Samsa, W. E. et al. The master developmental regulator Jab1/Cops5/Csn5 is essential for proper bone growth and survival in mice. Bone 143, 115733 (2021).
  304. Zhang, F. et al. Sustained BMP signaling in osteoblasts stimulates bone formation by promoting angiogenesis and osteoblast differentiation. J. Bone Miner. Res. 24, 1224-1233 (2009).
  305. Durbano, H. W. et al. Aberrant BMP2 signaling in patients diagnosed with osteoporosis. Int. J. Mol. Sci. 21, 6909 (2020).
  306. Mumm, S. et al. Deactivating germline mutations in LEMD3 cause osteopoikilosis and Buschke-Ollendorff Syndrome, but not sporadic melorheostosis. J. Bone Miner. Res. 22, 243-250 (2007).
  307. Hellemans, J. et al. Loss-of-function mutations in LEMD3 result in osteopoikilosis, Buschke-Ollendorff syndrome and melorheostosis. Nat. Genet. 36, 1213-1218 (2004).
  308. Guo, L. et al. Deficiency of TMEM53 causes a previously unknown sclerosing bone disorder by dysregulation of BMP-SMAD signaling. Nat. Commun. 12, 2046 (2021).
  309. Mullin, B. H. et al. Genome-wide association study meta-analysis for quantitative ultrasound parameters of bone identifies five novel loci for broadband ultrasound attenuation. Hum. Mol. Genet. 26, 2791-2802 (2017).
  310. Moayyeri, A. et al. Genetic determinants of heel bone properties: genome-wide association meta-analysis and replication in the GEFOS/GENOMOS consortium. Hum. Mol. Genet. 23, 3054-3068 (2014).
  311. Luo, K. Negative regulation of BMP signaling by the ski oncoprotein. J. Bone Joint Surg. Am. 85-A, 39-43 (2003).
  312. Kim, K. O. et al. Ski inhibits TGF- phospho-Smad3 signaling and accelerates hypertrophic differentiation in chondrocytes. J. Cell. Biochem. 113, 2156-2166 (2012).
  313. Doyle, A. J. et al. Mutations in the TGF- repressor SKI cause ShprintzenGoldberg syndrome with aortic aneurysm. Nat. Genet. 44, 1249-1254 (2012).
  314. Kawamura, I. et al. SnoN suppresses maturation of chondrocytes by mediating signal cross-talk between transforming growth factor- and bone morphogenetic protein pathways. J. Biol. Chem. 287, 29101-29113 (2012).
  315. Ehnert, S. et al. Transforming growth factor inhibits bone morphogenic protein (BMP)-2 and BMP-7 signaling via upregulation of Ski-related novel protein N (SnoN): possible mechanism for the failure of BMP therapy? BMC Med. 10, 101 (2012).
  316. Kim, D. W. & Lassar, A. B. Smad-dependent recruitment of a histone deacetylase/ Sin3A complex modulates the bone morphogenetic protein-dependent transcriptional repressor activity of Nkx3.2. Mol. Cell. Biol. 23, 8704-8717 (2003).
  317. Yoshida, Y. et al. Negative regulation of BMP/Smad signaling by Tob in osteoblasts. Cell 103, 1085-1097 (2000).
  318. Caddy, J. C., Luoma, L. M. & Berry, F. B. FOXC1 negatively regulates BMP-SMAD activity and Id1 expression during osteoblast differentiation. J. Cell. Biochem. 121, 3266-3277 (2020).
  319. Leboy, P. et al. Smad-Runx interactions during chondrocyte maturation. J. Bone Joint Surg. Am. 83-A, S15-S22 (2001).
  320. Javed, A. et al. Structural coupling of Smad and Runx2 for execution of the BMP2 osteogenic signal. J. Biol. Chem. 283, 8412-8422 (2008).
  321. Furumatsu, T., Tsuda, M., Taniguchi, N., Tajima, Y. & Asahara, H. Smad3 induces chondrogenesis through the activation of SOX9 via CREB-binding protein/p300 recruitment. J. Biol. Chem. 280, 8343-8350 (2005).
  322. Lee, H. L., Yu, B., Deng, P., Wang, C. Y. & Hong, C. Transforming growth factor- induced KDM4B promotes chondrogenic differentiation of human mesenchymal stem cells. Stem Cells 34, 711-719 (2016).
  323. Su, C. J. et al. Ligand-receptor promiscuity enables cellular addressing. Cell Syst. 13, 408-425.e12 (2022).
  324. Klumpe, H. E. et al. The context-dependent, combinatorial logic of BMP signaling. Cell Syst. 13, 388-407.e10 (2022).
  325. Antebi, Y. E. et al. Combinatorial signal perception in the BMP pathway. Cell 170, 1184-1196.e24 (2017).
  326. Luo, G. et al. BMP-7 is an inducer of nephrogenesis, and is also required for eye development and skeletal patterning. Genes Dev. 9, 2808-2820 (1995).
  327. Storm, E. E. et al. Limb alterations in brachypodism mice due to mutations in a new member of the TGF beta-superfamily. Nature 368, 639-643 (1994).
  328. Coleman, C. M., Scheremeta, B. H., Boyce, A. T., Mauck, R. L. & Tuan, R. S. Delayed fracture healing in growth differentiation factor 5-deficient mice: a pilot study. Clin. Orthop. Relat. Res. 469, 2915-2924 (2011).
  329. Daans, M., Luyten, F. P. & Lories, R. J. GDF5 deficiency in mice is associated with instability-driven joint damage, gait and subchondral bone changes. Ann. Rheum. Dis. 70, 208-213 (2011).
  330. Rountree, R. B. et al. BMP receptor signaling is required for postnatal maintenance of articular cartilage. PLoS Biol. 2, e355 (2004).
  331. Shi, C. et al. Deletion of BMP receptor type IB decreased bone mass in association with compromised osteoblastic differentiation of bone marrow mesenchymal progenitors. Sci. Rep. 6, 24256 (2016).
  332. Zhao, M. et al. Bone morphogenetic protein receptor signaling is necessary for normal murine postnatal bone formation. J. Cell Biol. 157, 1049-1060 (2002).
  333. Wang, Q. et al. Cartilage-specific deletion of Alk5 gene results in a progressive osteoarthritis-like phenotype in mice. Osteoarthritis Cartilage 25, 1868-1879 (2017).
  334. Abou-Ezzi, G. et al. TGF- signaling plays an essential role in the lineage specification of mesenchymal stem/progenitor cells in fetal bone marrow. Stem Cell Rep. 13, 48-60 (2019).
  335. Lowery, J. W. et al. Loss of BMPR2 leads to high bone mass due to increased osteoblast activity. J. Cell Sci. 128, 1308-1315 (2015).
  336. Goh, B. C. et al. Activin receptor type 2A (ACVR2A) functions directly in osteoblasts as a negative regulator of bone mass. J. Biol. Chem. 292, 13809-13822 (2017).
  337. Wang, M. et al. Smad1 plays an essential role in bone development and postnatal bone formation. Osteoarthritis Cartilage 19, 751-762 (2011).
  338. Gunnell, L. M. et al. TAK1 regulates cartilage and joint development via the MAPK and BMP signaling pathways. J. Bone Miner. Res. 25, 1784-1797 (2010).
  339. Estrada, K. D. et al. Smad7 regulates terminal maturation of chondrocytes in the growth plate. Dev. Biol. 382, 375-384 (2013).

شكر وتقدير

نعتذر للعديد من الباحثين الذين لم يتمكنوا من الاستشهاد بأوراقهم البحثية الأساسية الهامة في المراجع بسبب قيود المساحة. نشكر الآنسة أبيجيل مكفيكار على مساعدتها الممتازة في تحرير المخطوطة. نشكر Figdraw على الدعم المتعلق برسم الأشكال. تم دعم هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة (AR-070135 و AG-056438 لو.ك، و AR075735 و DE023813 و DE028264 لي.ب.ل)، ومؤسسة العلوم الطبيعية الوطنية في الصين (81900806 و 32070814 لم.و)، ومنحة قيزين من جامعة تشجيانغ (226-2022-00132 لم.و).

مساهمات المؤلفين

ناقش م.و. و ي.ب.ل. وأعدا إطار المخطوطة. بحث م.و. و س.و. و و.ج. و ي.ب.ل. وجمعوا الأوراق المتعلقة بالموضوع. قام م.و. و س.و. و و.ج. و ي.ب.ل. بصياغة المخطوطة. رسم م.و. و و.ج. الأشكال والجداول. قام م.و. و ي.ب.ل. و و.ج. بمراجعة المخطوطة.

المصالح المتنافسة

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

معلومات إضافية

يجب توجيه المراسلات والطلبات للحصول على المواد إلى مينغ روي وو أو يي بينغ لي.
معلومات إعادة الطباعة والإذن متاحة علىhttp://www.nature.com/إعادة طباعة
الوصول المفتوح هذه المقالة مرخصة بموجب رخصة المشاع الإبداعي النسب 4.0 الدولية، التي تسمح بالاستخدام والمشاركة والتكيف والتوزيع وإعادة الإنتاج بأي وسيلة أو صيغة، طالما أنك تعطي الائتمان المناسب للمؤلفين الأصليين والمصدر، وتوفر رابطًا لرخصة المشاع الإبداعي، وتوضح إذا ما تم إجراء تغييرات. الصور أو المواد الأخرى من طرف ثالث في هذه المقالة مشمولة في رخصة المشاع الإبداعي الخاصة بالمقالة، ما لم يُشار إلى خلاف ذلك في سطر الائتمان للمواد. إذا لم تكن المادة مشمولة في رخصة المشاع الإبداعي الخاصة بالمقالة وكان استخدامك المقصود غير مسموح به بموجب اللوائح القانونية أو يتجاوز الاستخدام المسموح به، فسيتعين عليك الحصول على إذن مباشرة من صاحب حقوق الطبع والنشر. لعرض نسخة من هذه الرخصة، قم بزيارة http:// creativecommons.org/licenses/by/4.0/.
  1. قسم علم الخلايا وعلم الأحياء التطوري، كلية علوم الحياة، جامعة تشجيانغ، هانغتشو، تشجيانغ، الصين. قسم الطب الخلوي والجزيئي، قسم علم الأمراض وطب المختبرات، كلية الطب بجامعة تولين، جامعة تولين، نيو أورلينز، لويزيانا، الولايات المتحدة الأمريكية. البريد الإلكتروني:mengruiwu@zju.edu.cn; yli81@tulane.edu

Journal: Cell Research, Volume: 34, Issue: 2
DOI: https://doi.org/10.1038/s41422-023-00918-9
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38267638
Publication Date: 2024-01-24

The roles and regulatory mechanisms of TGF- and BMP signaling in bone and cartilage development, homeostasis and disease

Mengrui Wu , Shali Wu , Wei Chen and Yi-Ping Li

© The Author(s) 2024

Abstract

Transforming growth factor- s (TGF- s) and bone morphometric proteins (BMPs) belong to the TGF- superfamily and perform essential functions during osteoblast and chondrocyte lineage commitment and differentiation, skeletal development, and homeostasis. TGF- s and BMPs transduce signals through SMAD-dependent and -independent pathways; specifically, they recruit different receptor heterotetramers and R-Smad complexes, resulting in unique biological readouts. BMPs promote osteogenesis, osteoclastogenesis, and chondrogenesis at all differentiation stages, while TGF- s play different roles in a stage-dependent manner. BMPs and TGF- have opposite functions in articular cartilage homeostasis. Moreover, TGF- has a specific role in maintaining the osteocyte network. The precise activation of BMP and TGF- signaling requires regulatory machinery at multiple levels, including latency control in the matrix, extracellular antagonists, ubiquitination and phosphorylation in the cytoplasm, nucleus-cytoplasm transportation, and transcriptional co-regulation in the nuclei. This review weaves the background information with the latest advances in the signaling facilitated by TGF- s and BMPs, and the advanced understanding of their diverse physiological functions and regulations. This review also summarizes the human diseases and mouse models associated with disordered TGF- and BMP signaling. A more precise understanding of the BMP and TGF- signaling could facilitate the development of bona fide clinical applications in treating bone and cartilage disorders.

Cell Research (2024) 34:101-123; https://doi.org/10.1038/s41422-023-00918-9

INTRODUCTION

Transforming growth factor- s (TGF- s) and bone morphometric proteins (BMPs) are cytokines belonging to the TGF- superfamily. Around the 1970s, TGF- was discovered as a growth factor (GF) that can transform mammalian fibroblasts. At the same time, BMP was found to be capable of inducing ectopic bone formation. TGF- and BMP signaling regulates a variety of physiological and pathological processes. TGF- and BMP signaling is also critical for skeletal system development and homeostasis, which has been comprehensively investigated by using cell and animal models and clinical studies. Numerous mutations of the genes in TGF- and BMP signaling are associated with human skeletal disorders. Many mouse models with dysregulated TGF- and BMP signaling displayed certain skeleton defects. In this review paper, we summarize the genetic mouse models (Table 1) and human diseases (Table 2) related to TGF- and BMP signaling in the skeleton. We also comprehensively review the essential roles and dynamic regulatory functionality of TGF- and BMP signaling in the skeletal system during embryonic development and postnatal homeostasis, mostly focusing on chondrocytes, osteoblasts, osteocytes, and osteoclasts.

OVERVIEW OF TGF- AND BMP SIGNALING PATHWAYS

In the TGF- and BMP signaling pathways, the dimeric ligands bind to heterotetrameric receptors comprising two type I and two type II receptors. This binding ultimately results in the phosphorylation and activation of a glycine-serine-rich domain within the type I receptor by the constitutively active type II receptor, transducing signals downstream through both suppressor of mothers against decapentaplegic homolog (SMAD)dependent and -independent pathways (Figs. 1 and 2). The heterogenous ligand-receptor combinations and the dynamic regulations of TGF- and BMP signaling result in versatile outcomes.

Ligands and receptors: structure, diversity, and selectivity

More than 30 TGF- superfamily members have been identified in mammals, including TGF- s, BMPs/growth differentiation factors (GDFs), Nodals, and Activins. There are only a few studies addressing the roles of Nodals and Activins in the skeleton, which indicate that they play a negative role in osteogenesis. Activin A signaling was reported to increase in the skeleton of patients with chronic kidney disease-mineral bone disorder and might contribute to deranged bone turnover. In contrast, the
Table 1. Mouse models of TGF- and BMP signaling in bone.
Classification Gene KO/CKO/Tg/knock-in Phenotype References
TGF- ligands Tgfb1 ко Early death (1 month) 88
Tgfb1 Rag2 Reduced bone density; OB 152
Col1 Prom-Tgfb1 H222D Tg Diaphyseal thickening, fluctuating bone volume, increased bone remodeling, prone to fracture; ; 152
Col1 Prom-Tgfb1 H222D Tg Knee and temporomandibular joint osteoarthritis 221,222
Tgfb2 KO Perinatal mortality; neural arch defect; bifurcated sternum; shortened radius and ulna 85
Tgfb3 ко Die within 20 h of birth; failure of the palatal shelves to fuse leading to cleft palate 86,87
BMP ligands Bmp2 Col2 -CreER Severe chondrodysplasia; shortened stature and limbs; chondrocyte proliferation & hypertrophy 50
Prx1-Cre Normal limb patterning 51
Bmp7 KO Die at birth; skull base defects; rib & sternum malformation; hindlimb polydactyly 326
Bmp7, Alk6 DKO Malformed and shortened appendicular bones compared to Bmp 25
Bmp2, 7 Prx1-Cre;Bmp2 ;Bmp Slightly diminished appendicular skeleton; missing the last phalanx in digit III; malformed fibulae 51
Bmp4 Col2 -CreER Mild chondrodysplasia 50
Prx1-Cre Polydactyly 51,52
Bmp2, 4 Col2 -CreER Severe chondrodysplasia; severely shortened and malformed or missing long bone skeleton element & fused joints; chondrocyte proliferation & hypertrophy 50
Prx 1 -Cre Polydactyly; complete syndactyly; delayed mineralization; chondrogenesis ; osteogenesis 51
BMP3/GDF10 Col1 Prom-Bmp3 Tg Late hypertrophic chondrocyte differentiation ; thinner cortical bone; mineralization ; rib fracture 115
KO Increased bone density 28
Bmp14/GDF5 bp Normal axial bones; shortened limbs and digits; missing joints of autopods; missing phalange elements 25,327
No delay in fracture healing 328
Increased joint damage in collagen-induced arthritis; reduced bone density 329
GDF5, Alk6 Alk6 Same as bp 25
Type I receptors Alk2/Acvr1 Col2 -Cre Shortened cranial base; hypoplastic cervical vertebrae 49
Osx-Cre Mandibular bone density ; OB ; sRANKL ; OC 113
Q207D Tg Fibrodysplasia ossificans progressive 127,130,132
Acvr1 ;Tie2-Cre Fibrodysplasia ossificans progressive 128
R206H knock-in Fibrodysplasia ossificans progressive 129
Alk3/Bmpr1A Col2 -Cre Split dorsal arches; shortened limbs; hypoplastic scapula; chondrodysplasia, chondrocyte proliferation , hypertrophy , terminal differentiation , and apoptosis 48,49,65
Gdf5-Cre Automatically develop osteoarthritis 330
Col1 -CreER bone mass in long bones and ribs ; strength ; OC 148,149
Sp7-Cre Trabecular bone mass 147
Dmp-Cre Trabecular bone mass (13-fold); OB proliferation and activity ; RANKL & SOST ; OC 147,176
Alk6/Bmpr1B KO Brachypodism; reduced phalangeal elements; the fusion of appendicular joints, similar to GDF5 mutant (bp ) mice 25,48,49,65
Table 1. continued
Classification Gene KO/CKO/Tg/knock-in Phenotype References
кO Transient and gender-specific osteopenia caused by reduced osteogenesis from MSCs 331
Col1 Prom-truncated Alk6 Tg Reduced BMD and bone volume; reduced osteoblast and osteoclast number 332
Alk3, Alk6 Col2a1-Cre;Alk3 ;Alk6 Phenotype resembling and more severe than Alk3 CKO mice 48,65
Col2-Cre;Alk3 ;Alk6 Severe defects in cartilage formation and skeletogenesis 48
Alk2, Alk3 Col2-Cre Malformed axis skeleton (vertebra, cervical and thoracic regions); more severe appendicular defects than Alk3 CKO mice 49
Alk2, Alk6 Col2-Cre;Alk2 ;Alk6 More severe axis and appendicular defects than each single KO 49
Alk5/TGFBR1 Dermo-Cre Short and wide long bones, ectopic cartilaginous protrusions, reduced bone volumes 83
Col2 Prom-Alk5 DN Tg Elongated limbs; chondrocyte proliferation 68
Col2 -CreERT Automatic osteoarthritis 208,333
Type II receptors Tgfbr2 Nestin-CreER Knee osteoarthritis 221
ColX-Cre Delayed chondrocyte terminal differentiation; impeded mineralization 84
Prx-Cre Die at birth; reduced periodontal and frontal bone; shortened limbs; split sternum; autopod joint fusion; reduced mineralization; chondrocyte proliferation & hypertrophy 78,81
Col -Cre Survive; neural arch defect; missing/incomplete intervetebral discs; progressive reduction in long bone length 79,80
Sp7-Cre (Dox) Early death (1 M); reduced body size; reduced bone volume; increased bone marrow adipose tissue; disrupted molar tooth formation; OB 157,334
Ocn-Cre bone density ; ; 172
Bmpr2 Prx1-Cre Trabecular bone volume ; BFR ; selectively abolish Activin-Smad2/3 but not BmpSmad1/5/8 signaling 335
Col1 Prom-Bmpr2 DN Tg Dwarfism; delayed mineralization; bone volume ; no change in cortical bone 114
ActRIIA/Acvr2A Ocn-Cre Trabecular bone volume 336
ActRIIB/Acvr2B KO Late hypertrophic chondrocyte differentiation ; thinner cortical bone; mineralization ; rib fracture 115
Ocn-Cre Normal 336
ActRIIA, ActRIIB Ocn-Cre Trabecular bone volume like ActRIIA 336
Canonical pathway Smad1 Col1 -Cre Osteopenia; OB proliferation and differentiation 337
Col2 -Cre Shortened growth plate; chondrocyte hypertrophy and proliferation 68
Smad1/5 Col2a1-Cre;Smad1 ;Smad5 Similar and more severe phenotype than Smad1 CKO 68
Smad1/5 Col2 -Cre Chondrodysplasia; shortened limbs; thicker perichondrium; matrix production ; hypertrophy 69
Smad8 KO Normal 69
Smad1/5/8 Col2a1-Cre;Smad1 ;Smad5 ; Smad8 Absence of an axial skeleton; severely disorganized appendicular bones 69
Smad2 Col -Cre Similar and more severe phenotype than Smad3 KO mice 89
Smad2/3 Col2a1-Cre;Smad2 ;Smad3 Similar and more severe phenotype than Smad3 KO mice 89
Smad3 кO Postnatal dwarfism; expanded columnar and hypertrophic zone; chondrocyte proliferation and hypertrophy 89
KO Knee and temporomandibular joint osteoarthritis 214,215
Table 1. continued
Classification Gene KO/CKO/Tg/knock-in Phenotype References
ко Osteopenia; OB and OCY apoptosis 156
Smad4 Tbx18-Cre Short limbs, chondrogenesis & hypertrophy , missing stylopod 40
Sp7-Cre (Dox) Increased trabecular bone mass 147
Sp7-Cre Stunted growth; spontaneous fractures; increased trabecular bone volume; decreased BMD; a combination of features seen in osteogenesis imperfecta, cleidocranial dysplasia, and Wnt-deficiency syndromes 118
Dmp-Cre Increased trabecular bone mass ( -fold) 147
Col1 -Cre Increased trabecular bone mass; protection from tail suspension-induced bone loss; OB & OCY number ; OB & OCY apoptosis 178
Ocn-Cre Lower bone mass < 6-month, more bone mass > 7-month 177
Ctsk-Cre Reduced bone mass; OC 186
Non-canonical pathway TAK1 Col2 -CreER Growth retardation; osteoarthritis markers ; no osteoarthritis histological signs 71
Osx-Cre Cleidocranial dysplasia (CCD)-like phenotype (clavicular hypoplasia and delayed fontanelle fusion); OB ; reduced cancellous and trabecular bone volume 116
Col2 -Cre Shorter limbs; chondrocyte proliferation , survival & hypertrophy ; failure to maintain interzone cells of the elbow joint 338
Prx1-Cre Widespread joint fusions; chondrocyte hypertrophy and proliferation 338
p38 Ocn-Cre OB activity and BFR ; reduced cancellous and trabecular bone volume 117
Col2 Prom-p38DN Tg Shortened limbs; knee joint osteoarthritis 210
A substantial decrease in long bone mineralization and a more modest effect on the calvarium 116
MKKs and Mkk3 Similar phenotype to Tak1 ;Osx-Cre mice 116
I-SMAD and ubiquitin-related regulation Smad6 Col11 Prom-Smad6 Tg Dwarfism and osteopenia; chondrocyte hypertrophy 279
KO Dwarfism; defects in axial and appendicular bones; delayed onset of hypertrophy 280
Smad6;Smurf1 Col11 Tg More severely delayed endochondral ossification than Smad6 Tg 279
Smad7 Exon1 Osteopenia; BFR ; OC 282
KO Chondrocyte proliferation and hypertrophy ; shortened growth plate 339
Prx1 Prom-Tg; Col11 Enh-Tg; Col11 Prom-Tg Chondrodysplasia; mesenchymal condensation ; chondrocyte proliferation and hypertrophy 283
Smurf1 KO Bone mass ; BFR 286
Col1 Prom-Tg Osteopenia; BFR 285
Smurf2 Col Prom-Tg Osteoarthritis; intervertebral disc degeneration 291,292
KO Protection from age-related and DMM-induced osteoarthritis 293
KO Osteopenia ; OC 296
KO Enhanced BMP-induced ectopic bone formation 294
PLEKHO1 Osterix-Cre Protection from age-related bone loss 289
Osterix Prom-Tg Age-related bone loss 289
NEDD4 Col1 -Cre Bone mass ; OB 298
Coll Prom-Tg Bone mass ; OB 298
Jab1 Osx-Cre Dwarfism; trabecular bone mass 303
Table 1. continued
Classification Gene KO/CKO/Tg/knock-in Phenotype References
Antagonists Noggin Ocn Prom-Tg Osteopenia; BFR 250,253
Ocn-Cre Osteopenia 254
ко Hyperplasia of cartilage; joint development failure; multiple skeletal defects related to neural tube and somite patterning (failure of neural tube closure, broad club-shaped limbs, loss of caudal vertebrae, a shortened body axis, and retention of a small vestigial tail) 66,67
Grem1 Ocn-Cre Bone mass ; BFR 258
Ocn Prom-Tg Bone fractures; bone mass ; BFR 259
FS Tg Bone mass ; bone fractures 262
Co-receptors -glycan KO Defective palate development with OB 267
Nrps KO Bone mass ; OB ; OC 268
Neogenin KO Elongated growth plate; chondrocyte proliferation & apoptosis ; endochondral ossification 276
Other regulators Tmem53 KO Sclerosing bone 308
Endofin Col1 Prom-Endofin F872A Tg Bone mass ; BFR 304
Prom promoter, Enh Enhancer, Tg transgenic, KO knockout, CKO conditional knockout, BFR bone formation rate, OB osteoblast, OC osteoclast, OCY osteocyte, BMD bone mineral density, DN dominant negative Annotations.
(1) Col1 Prom-Tgfb1 H222D Tg, transgenic mice carrying a Tgfb1 H222D mutant under the control of Col1a1 promoter; Tgfb1 H222D mutant is found in human Camurati-Engelmann disease (CED). This mouse model is also named as Tgfb1-CED or CED mice.
(2) is the mouse model carrying Gdf5 mutation (bp-J allele) which occurs spontaneously in the strain. Bp is short for brachypodism.
Table 2. Human diseases related to TGF- and BMP signaling in bone.
Gene Disease MIM# Bone disorders References
NOGGIN, GDF5 Symphalangism 185800, 186500, 184460, 615298 Ankylosis or synostosis of the interphalangeal joints 59,60
NOGGIN Tarsal-carpal coalition syndrome 186570 Fusion of the carpals, tarsals, and phalanges; short first metacarpals causing brachydactyly; humeroradial fusion 61
NOGGIN, BMP2, BMPR1B, GDF5 Brachydactyly 611377, 112600, 113100 Brachydactyly 60,62-64
TGFBR1, TGFBR2, TGFB2, TGFB3, SMAD2, SMAD3 Loeys-Dietz syndrome 609192, 610168, 613795, 614816, 615582, 619656 Variable skeletal anomalies (including skeletal overgrowth, pectus deformity, osteoarthritis, hernias, etc.) 72-76
ACVR1 Fibrodysplasia ossificans progressiva 135100 Progressive heterotopic bone formation in muscles, tendons, ligaments, and joints 122,123
TGFB1 Camurati-Engelmann disease 131300 Osteosclerotic lesions in the long bones and skull with increased remodeling; osteoarthritis 158
SMAD3, MAP2K1, LEMD3 Melorheostosis 155950 Melorheostosis (special sclerosing bone disease) 159-161,306,307
LEMD3 Osteopoikilosis; BuschkeOllendorff syndrome 166700 Sclerosing bone 306,307
TMEM53 Craniotubular dysplasia, Ikegawa type 619727 Hyperostosis; short stature in association with macrocephaly, dolichocephaly, or a prominent forehead 308
FBN-1 Marfan syndrome 154700 Variable skeletal anomalies including long bone overgrowth 77
FBN-2 Congenital contractural arachnodactyly 121050 Long limbs (dolichostenomelia) and long, slender fingers and toes (arachnodactyly), permanently bent joints (contractures) 230
ADAMTSL2 Geleophysic dysplasia 231050 Short stature, short extremities, and skeletal abnormalities 243
ADAMTS10, ADAMTS17 Weill-Marchesani syndrome 277600,608328 Short stature brachydactyly, and ectopia lentis 245
COL1A1, COL1A2 Osteogenesis imperfecta 259420 A bone dysplasia characterized by bone deformities, fractures, and a high un-union rate caused by low bone mass and impaired bone quality 235
EXT1, EXT2 hereditary multiple exostoses 33700, 133701 Formation of cartilage-capped bony growths (osteochondroma) at the ends of the bones 238
SKI Shprintzen-Goldberg syndrome 182212 A wide range of skeletal abnormalities including craniosynostosis, distinctive facial features, arachnodactyly, long limbs, pectus excavatum or carinatum, and scoliosis 313
Fig. 1 BMP signaling in bone remodeling. Pro-BMP proteins are bound with matrix proteins and are processed into active GF dimers through the proteolytic degradation of the PD by ADAMTSs and MMPs. BMP activity is regulated by bone matrix proteins in the extracellular region (FBN-1, COL1, HS) and by extracellular antagonists (Noggin, Grem1, Grem2, Chordin). Active BMPs bind to a receptor heterotetramer comprising of Type I and II receptors. Co-receptors such as Neogenin and endoglin might cooperatively bind to BMP receptors or ligands. The bindings ultimately result in the phosphorylation of type I receptors to transduce downstream signals through canonical and non-canonical pathways. In the canonical pathway, BMP-specific R-SMADs (SMAD-1/5/8) are activated by phosphorylation at C-terminal SSXS domains and form a complex with the Co-SMAD SMAD4 through the C-terminal MH2 domains. The activated SMAD complex then translocates into the nucleus to regulate the transcription of target genes. In the cytoplasm, I-SMAD SMAD6 inhibits the signaling by interfering with receptor-RSMAD or SMAD complex formation. SMAD6 also cooperates with ubiquitin ligases (Smurf1 and Nedd4) to induce the ubiquitination and degradation of R-SMADs. Deubiquitinases such as Usp15 and LMP-1 positively regulate BMP signaling by antagonizing R-SMAD degradation. The nuclear translocation of the SMAD complex is regulated by nuclear envelope proteins such as TMEM53 and LEMD. In the osteoblast, the transcription function of the SMAD complex is regulated by co-transcription factors (p300, -catenin, CBP, TCF4, Runx2) or repressors (HDAC4/ 5-SnoN; Ski complex, HDAC1-Nkx3.2 complex, Tob, Foxc1). In the non-canonical pathway, TRAF6 is recruited to the receptor to activate downstream factors, including MAPKs, PI3K, and small GTPases (Rho, Rac, Cdc42). MAPK signaling positively regulates activity of transcriptional factors, including Runx2 in osteoblasts and NF-кB in osteoclasts. Ultimately, BMP signaling promotes both osteoblast and osteoclast differentiation at all stages. OB osteoblast, pre-OB pre-osteoblast, BMM bone marrow monocyte, OC osteoclast.
functions of BMPs and TGF- s in the skeleton have been more extensively investigated, and this review will mostly focus on them.
So far, more than 15 BMPs have been discovered in both humans and rodents. The skeletal system synthesizes many different BMPs, including BMP2, BMP3b/GDF10, BMP4, BMP5, BMP6, BMP7, BMP9/GDF2, BMP13/GDF6, and BMP14/GDF5. All three TGF- ligands (TGF- , TGF- , and TGF- ) are expressed in the skeleton. TGF- s and BMPs are synthesized and secreted as pro-protein complexes which contain two N-terminal prodomains (PDs) non-covalently interacting with the C-terminal mature GF dimer (Fig. 3a, b). The PDs control the activity of GFs in different ways, including latency, localization, stability, and proper dimer formation. PDs of TGF- s keep GFs latent in extracellular matrix (ECM) and control their bioavailability. Pro-TGF- is also known as the small latent complex (SLC), with its PD known as latencyassociated peptide (LAP). LAP interacts with a latent binding
protein (LTBP) to form the large latent complex (LLC), which binds to ECM proteins such as fibrillin (FBN). The release and activation of TGF- s from ECM involves dissociation at acidic pH or proteolysis by matrix metalloproteinases (MMPs) of osteoclasts. Our work showed that activation of TGF- is abolished in ATP6i-deficient mice, whose osteoclasts were dysfunctional. In contrast, PDs of some BMPs do not convey their latency, including BMP4, BMP5, BMP7, and BMP9. Among them, BMP7 proprotein is bound with FBNs in ECM to form proper signaling gradients, while BMP9 pro-protein is circulating, and the PD of BMP4 is also essential for the generation of active BMP4/7 heterodimer. Therefore, the activity of BMPs and TGF- s are controlled by endopeptidases, and might also be controlled by matrix composites or matrix degradation enzymes if they are ECMbound (discussed in more detail below).
Most TGF- and BMP GF dimers are connected by a disulfide bond, although this is absent in a few BMPs (GDF3, GDF9, and
Fig. 2 TGF- signaling in bone remodeling. Besides bone matrix proteins, the latency of TGF- s is also maintained by LTBPs, which bind TGF precursors to form the LLC. Active TGF- peptides are released by osteoclastic bone resorption and proteolytic degradation by ADAMTSs and MMPs. Active TGF- binds with a receptor heterotetramer, which transduces signals through canonical and non-canonical pathways like BMPs. Co-receptors -glycan and Nrps facilitate ligand-receptor binding. In the canonical pathway, TGF- -specific R-SMADs (SMAD-2/3) are activated by phosphorylation at C-terminal SSXS domains and form a complex with the Co-SMAD SMAD4 through the C-terminal MH2 domains. The activated SMAD complex would then translocate into the nucleus to regulate the transcription of target genes. I-SMAD SMAD7 and Smurf2 antagonize signaling activation in the cytoplasm. The nuclear translocation of the SMAD complex is regulated by nuclear envelope protein LEMD. In the osteoblast, the SMAD complex drives osteogenic gene expression (Dlx5, Runx2); however, it recruits HDAC4/5 to antagonize Runx2 activity and drives the expression of genes that inhibit osteoblast formation (HDAC6, Smurf1). The SMAD complex also plays dual roles in osteoclastogenic gene expression in the osteoclast. In the non-canonical pathway, TRAF6 is recruited to the receptor to activate downstream factors, including MAPKs, PI3K, and small GTPases (Rho, Rac, Cdc42). MAPK signaling positively regulates activity of transcriptional factors, including Runx2 in osteoblasts and NF-кВ in osteoclasts. Ultimately, TGF- promotes osteoblast and osteoclast early differentiation, limiting their later maturation. TGF- also maintains the formation and property of osteocytes, while its mechanism remains unclear. OB osteoblast, pre-OB pre-osteoblast, OCY osteocyte, BMM bone marrow monocyte, OC osteoclast, pre-OC pre-osteoclast.
BMP15). The disulfide-bonded dimeric structure is classically portrayed as a “hand”, in which two sets of anti-parallel -strands form “finger extensions” that protrude from a central stabilizing “wrist” -helix. They bind their receptors at a composite binding interface, which is formed by the “wrist” epitope of one monomer and the convex “knuckle” epitope of the “finger extensions” of the other monomer (Fig. 3c). Despite their structural similarity, TGF- and BMP ligands possess different interfaces, also called hotspot regions or sites, to recognize diverse pairings of type I and type II receptor complexes (Fig. 3d, e). In the skeleton, TGF- s usually bind to heterotetrameric receptors comprising of TGF- type I receptor (TGFBR1)/Anaplastic lymphoma kinase 5 (ALK5) and TGF type II receptor (TGFBR2). Some studies also identified ALK1 as a second type I TGF- receptor. The receptor-binding nature of BMPs is more heterogeneous than that of TGF- s. In the skeleton exist three type II receptors for BMPs, including BMP type II receptor (BMPR2), Activin type IIA receptor (ActRIIA, ACVR2A), and Activin type IIB receptor (ActRIIB, ACVR2B). Moreover, there exist four type I receptors, including BMP type IA
receptor (BMPRIA)/ALK3, BMP type IB receptor (BMPRIB)/ALK6, Activin type I receptor (ACVR1)/ALK2, and ALK1. Combinations of those type I and type II receptors form various heterotetrameric complexes, which possess different binding affinities for certain BMP ligands. For example, while both BMP7 and BMP14 bind to ALK6, only BMP7 binds to ALK2 and ALK3. Therefore, BMP7 and BMP14 play distinct but overlapping roles in skeletal development. Furthermore, BMP-2/4/9 stimulates bone formation preferably through ALK-1/3/6, while BMP3 antagonizes osteogenesis through binding to ActRIIB.

Canonical and non-canonical signaling

Upon binding to their receptors, the TGF- superfamily transduces signals through canonical (Smad-dependent) and non-canonical (Smad-independent) signaling pathways (Figs. 1 and 2). In the canonical signaling pathways, eight SMAD proteins have been characterized in mammals (SMAD1-8), which could be classified into three subtypes: common partner SMAD (Co-SMAD, SMAD4), receptor-regulated SMADs (R-SMADs, SMAD-1, -2, -3, -5, and -8),
Fig. 3 Structure and selectivity of TGF- and BMP lighds and receptors. a-c Structures of pro-TGF- , pro-BMP9, and TGF TGFBR1-ALK5 complex were re-created from PDB files with accession codes 3RJR, 4YCI and 3KFD, respectively. Pro-TGF- and proBMP9 both contain PD and GF dimer which non-covalently interact with each other. PD of pro-TGF- interacts with LTBPs and conveys the latency of its GF. Unlike TGF- , PD of pro-BMP9 does not convey latency of its GF, and leave GF’s receptor-interacting domain ‘open’ (a, b). The active TGF- is a GF dimer. Each monomer is like a “hand” with two -strand “fingers” protruding from an -helix “wrist”. The dimer binds the receptor complex at an interface composed of the “wrist” of one monomer and ‘fingers’ of the other monomer (c). d, e Ligands and receptors of TGF- and BMP signaling in bone.
and inhibitory SMADs (I-SMADs, SMAD-6 and -7). Binding of TGF- s or BMPs with their receptors results in the phosphorylation and activation of R-SMADs via interaction with the C-terminal SSXS motif. The phosphorylated R-SMADs then form a complex with the Co-SMAD SMAD4 through their C-terminal MH2 domains, and translocate to the nucleus to regulate the transcription of target genes via binding to DNA through their N-terminal MH1 domains. In most cases, BMPs elicit the activation of R-SMADs SMAD-1, -5, and -8. In contrast, TGF- s elicit the activation of R-SMADs SMAD-2 and -3 (Fig. 3d, e). Alternatively, TGF- s also bind to ALK1 to transduce signals to SMAD-1, -5 and Unlike R-SMADs and Co-SMAD, I-SMADs lack the DNA-binding MH1 domain and coordinate the negative regulation of canonical signaling, which is discussed in more detail in this review.
Alternatively, TGF- or BMP receptors can transmit signals independent of SMAD proteins (Figs. 1 and 2). Upon ligand binding, TGF- or BMP receptors associate with TNF receptorassociated factors (TRAFs) to promote their polyubiquitylation, which activates TGF- activated kinase 1 (TAK1). TAK1 subsequently phosphorylates mitogen-activated protein kinases (MAPKs) or phosphoinositide 3-kinase (PI3K), which in turn phosphorylates and activates target transcription factors (i.e., nuclear factor kappa-B (NF-кB), runt-related transcription factor 2 (RUNX2)). TAK1 might also activate small G proteins, including Rac1 and Cdc42. Canonical and non-canonical signaling activation reciprocally regulates each other. On the one hand, the activation of non-canonical signaling could potentiate canonical signaling. For example, PI3K was shown to stabilize SMAD1 protein through GSK3 activation in vivo and in vitro, enhancing osteogenesis; furthermore, knockdown of extracellular signal-regulated kinase 1 (ERK1) was shown to inhibit TGF- -induced Smad3 phosphorylation in rat chondrocytes. On the other hand, non-canonical signaling could also antagonize SMAD activity. For example, MAPK might phosphorylate Smad1 to recruit Smurf1 for its cytoplasm retention and degradation. NF-кB could interact with Smad4 and
antagonize its transcriptional activity to suppress BMP2-induced bone formation. ERK signaling is reported to increase the expression of Smurf1 to inhibit BMP’s function in osteoblasts. An uneven activation of TAK1 over SMADs by c-Abl directs the expression of p16(INK4a) to control mesenchymal stem cell (MSC) maintenance and inhibit osteoblast differentiation.

Target transcriptome

The Smad complex recognizes consensus DNA sequences, namely Smad-binding element (SBE) or BMP-responsive element (BRE), to regulate gene expression. The SBE element, also known as the GTCT motif or its complementary extended CAGAC sequence, has been previously identified. Smad1 and Smad5 were shown to also recognize GC-rich motifs (GGCGC), termed BRE, in certain BMPresponsive genes. As such, some target genes have been identified for TGF- and BMP signaling, including Id-1, Gremlin, noggin, follistatin (FS), Smad6, and Bambl. However, the target transcriptome of TGF- and BMP signaling also varies greatly among cell types and pathological conditions, due to variable cofactors and chromatin structure and accessibility. Therefore, the development of chromatin immunoprecipitation followed by sequencing (ChIP-seq), formaldehyde-assisted isolation of regulatory elements followed by sequencing (FAIRE-seq) or CUT&Tag-seq, as well as ATAC-seq and RNA-seq techniques enables the genomewide analysis of SMAD-binding and SMAD-responsive sites in a cell type-specific manner. Omata et al. performed ChIP-seq combined with FAIRE-seq in osteoclasts to analyze the TGF- -responsive and receptor activator of nuclear factor-kB ligand (RANKL)-regulated genes. Their results indicated the cooperation of Smad2/3 with c-Fos during osteoclastogenesis. Yu et al. used RNA-seq, ATACseq combined with H3K27Ac CUT&Tag-seq, to analyze deregulated transcription factor networks in Bmp2-deficient osteoblasts, revealing that over 80% of deregulated elements are directly targeted by transcription factors such as RUNX2, DLX5 (Distal-Less Homeobox 5), MEF2C (MADS box transcription enhancer factor 2), OASIS
Endochondral Bone Development
Fig. 4 TGF- and BMP signaling in endochondral bone development. Endochondral bone development begins with the condensation of mesenchyme, which develops into limb bud, cartilage analogue, and embryonic bone with a well-organized growth plate in a step-wise fashion. In the early stage, BMPs are expressed in the anterior and posterior margins of the limb bud. IHH induces the expression of BMP antagonist Gremlin in the posterior margins. Gremlin prevents BMPs from downregulating FGF production which feeds back to maintain IHH production. The BMP-IHH-FGF regulatory loop establishes the dorsal-ventral and anterior-posterior axes of the limb bud and determines limb patterning. In the growth plate, BMP signaling promotes chondrocyte proliferation and differentiation at all stages, while TGF- promotes the terminal differentiation of chondrocytes while inhibiting hypertrophic differentiation. BMP positively regulates IHH signaling to promote chondrocyte proliferation through the IHH-PTHrP loop, negatively regulates FGF signaling, a negative regulator of chondrocyte proliferation and hypertrophy, and promotes Runx2 activity to enhance hypertrophic and terminal differentiation. In contrast, TGF- decreases IHH expression. BMP and TGF- promote Sox9 expression or activity, favoring cartilage matrix production.
(old astrocyte specifically induced substance), and KLF4 (Krüppellike factor 4). These transcriptional factors may function together with or downstream of SMAD proteins to regulate the biological outcomes induced by BMP2. With RNA-seq and ChIP-seq techniques, Yan et al. identified that Smad4 directly binds to the regulatory region of the Runx2 promoter, which contributes to osteoblast differentiation and chondrocyte hypertrophy. The diverse target transcriptome could be explained by the notion that SMAD proteins recruit different transcription co-regulators on the chromosomes, which is discussed in more detail in this review.

TGF- AND BMP SIGNALING IN SKELETON DEVELOPMENT

The mammalian skeleton is formed through intramembranous ossification (i.e., calvarial bones) or endochondral ossification (i.e., appendicular bones and axis bones). During intramembranous ossification, condensed mesenchymal cells are directly differentiated into osteoblasts and osteocytes. During endochondral ossification, condensed mesenchyme undergoes chondrogenesis to form cartilage primordium, which develops into a cartilage anlage of embryonic bone shape, surrounded by the perichondrium. The cartilage anlage further develops into growth plates at the two epiphyseal ends, which are layered with chondrocytes in continuous differentiation stages (resting, proliferative, pre-hypertrophic, and hypertrophic). The hypertrophic chondrocytes undergo terminal differentiation and apoptosis and are gradually replaced by bone structures in the metaphyseal part. Multiple signaling pathways (i.e., Hedgehog, fibroblast growth factor (FGF), parathyroid hormonerelated protein (PTHrP), BMP, and TGF- ) cooperate to determine the morphology of the skeleton in the cartilage primordium stage and modulate bone growth and maturation in the growth plates. Our work showed that transcriptional factor complexes Run and Run control chondrocyte proliferation and hypertrophy during growth plate development. Here, we will discuss the specific roles of BMP and TGF- signaling in skeleton development, especially endochondral ossification.

BMP signaling in skeleton development

BMP signaling plays critical roles in multiple stages of skeletogenesis, including MSC condensation, cartilage
primordium formation, skeleton patterning, and growth plate development (Fig. 4). As mentioned earlier, BMP signaling consists of a variety of ligands and receptors with heterogeneous binding affinities and patterns, which produce variable physiological outcomes. BMP ligands have different expression patterns during skeleton development, delineating their diverse physiological functions. For example, Bmp14 and its receptor Alk6 have a restricted expression pattern in appendicular bones. Consistently, mice carrying the Bmp14 mutation, Alk6 null mutation, or both display malformation of appendicular bones but not axis bones. , and -14 (GDF5) are expressed in the early stage of skeletal development, indicating their roles in the initiation of skeletogenesis. Consistently, embryonic deletions of Bmp-2, -4, -7, or -14 genes result in malformed skeletons. Among them, MSC-specific Bmp-2 and -4 double knockout (DKO) mice displayed the most severe malformation, highlighting their critical functions during embryonic skeletal development. At the molecular level, loss of BMP impairs prechondrogenic differentiation at mesenchyme condensations due to expressional loss of key chondrogenic transcription factors, including Sox-5, -6, and -9.
Moreover, BMP signaling is critical in early limb bud development (Fig. 4). BMP-2, -4, and -7 are expressed in both the anterior and posterior margins of limb bud mesenchyme. BMP antagonist Gremlin is also expressed in the posterior margins of the limb bud. Msx2-Cre-mediated Bmp4, Bmp2, and Bmp7 deletion in apical ectodermal ridge (AER) cells resulted in the disruption of dorsal-ventral polarization of mesenchyme and AER disorganization. During distal progression of limb bud development, Sonic Hedgehog (SHH) activity leads to the upregulation of the BMP antagonist Gremlin in the posterior mesenchyme (or zone of polarizing activity) to prevent BMPs from downregulating FGF production in the AER, which feeds back to maintain SHH production. Mutations of genes in BMP signaling, including NOGGIN, GDF5, BMP2, and BMPR1b, are associated with human diseases characterized by symphalangism or brachydactyly (Table 2). Manipulating the aforementioned genes in mice emulates these human disease phenotypes while also having additional autopod patterning defects, such as polydactyly and missing phalange elements.
BMP signaling promotes chondrocyte proliferation and differentiation at all stages of growth plate development (Fig. 4). In the growth plate, expression is found for Bmp2, Bmp4, and Bmp5 in the perichondrium, Bmp2 in hypertrophic chondrocytes, and Bmp7 in proliferating chondrocytes. Severe chondrodysplasia and shortened long bones are observed in chondrocyte-specific Bmp2 conditional knockout (CKO) and Bmp-2 and -4 DKO mice but not in Bmp4 CKO mice, indicating that Bmp2 outweighs Bmp4 in regulating chondrocyte differentiation during growth plate formation. As for their receptors, ALK-2, -3, and -6 play redundant roles during skeleton development since all the chondrocyte-specific DKO mice display a more severe, perinatal, lethal chondrodysplasia phenotype than the single gene CKO mice, exhibited by delayed chondrocyte proliferation, matrix production, hypertrophic differentiation, and terminal differentiation. Similar phenotypes could also be observed in mice with R-Smad or Co-Smad proteins deleted specifically in chondrocytes. Conversely, augmentation of BMP signaling accelerates chondrocyte maturation and cartilage expansion, as observed in chick limbs loaded with constitutive active (CA) forms of BMP receptors and mouse models with activated BMP signaling. BMP regulates chondrocyte proliferation and hypertrophic differentiation through several different mechanisms. First, BMPs maintain the expression of Sox9, a master chondrogenic transcription factor. Second, BMP signaling induces the expression of Indian Hedgehog (Ihh), a cytokine critical for maintaining proliferating chondrocyte pool. Third, BMPs negatively regulate FGF signaling by inhibiting the expression of FGFR1. FGF signaling was shown to inhibit chondrocyte proliferation and hypertrophy through STAT and MAPK signaling. Furthermore, BMP/Smad4 promotes the expression and activity of Runx2, which positively regulates chondrocyte hypertrophy and ossification.

TGF- signaling in skeleton development

Like BMPs, TGF- signaling is also indispensable for skeleton development. In humans, deregulated TGF- signaling caused by the mutations of TGFBR2, TGFB2, TGFB3, SMAD2, SMAD3, and FBN-1 is associated with Loeys-Dietz syndrome or Marfan syndrome, both of which are characterized by various skeletal anomalies such as long bone overgrowth (Table 2). In mice, deletion of Tgfbr2 abolished TGF- signaling and resulted in severe defects in calvarial, appendicular, and axis bones. TGF- also plays a critical role in joint morphogenesis. Tgfbr2 deficiency results in ankylosis of the interphalangeal joints and missing or incomplete intervertebral discs (IVDs). TGF- s regulate the expression of several joint morphogenic genes, including Noggin, Wnt9a, GDF5, and MCP-5 (monocyte chemotactic protein-5).
Unlike BMPs, the roles of TGF- in chondrogenesis are differentiation stage-dependent. At an early stage of differentiation, TGF- signaling is not required to initiate chondrogenesis but limits chondrogenesis for osteoblast lineage commitment. Neither MSC-specific nor chondrocyte-specific Tgfbr2 CKO mice experience difficulty in forming the primordium. Deletion of in mice also led to a thinner perichondrium accompanied by ectopic cartilaginous tissues protruding into the perichondrium. At a later stage of differentiation, TGF- signaling prevents chondrocyte hypertrophy while promoting terminal differentiation. TGFBR2 is the only type II receptor for TGF- s, and deletion of Tgfbr2 effectively abolished TGF- signaling and resulted in severe defects in calvarial, appendicular, and axis bones. However, severe skeleton defects were not observed in TGF- , 2, and 3 single gene KO mice, indicating that they play redundant roles. During terminal differentiation, Tgfbr2 deficiency accelerated the transition from pre-hypertrophic to hypertrophic chondrocyte while delaying ossification. Similar defects were observed in the chondrocyte-specific Smad-2 and -3 CKO and DKO mice, while Smad2-deficient mice displayed a more
M. Wu et al.
severe phenotype, indicating that Smad2 plays a more critical role than Smad3 in endochondral bone development. Smad2 is shown to inhibit the expression of Ihh at the transcriptional level to a greater extent than Smad3.

TGF- AND BMP SIGNALING IN BONE FORMATION AND REMODELING

Throughout the life of humans, bone tissues undergo continuous remodeling, with bone resorption carried out by osteoclasts and bone formation by osteoblasts. The differentiation program from skeletal MSCs to osteoblasts is regulated by multiple signaling pathways (i.e., IGF, WNT, Hedgehog, parathyroid hormone (PTH), TGF- , and BMP) and transcription factors (i.e., Runx2, Dlx5, Osterix, -catenin). Our works showed that Run and Run control osteoblast differentiation and lineage commitment. Osteoclasts differentiate from bone marrow monocytes/macrophages, a process driven by two cytokines: M-CSF and RANKL. Osteoclast differentiation is also controlled by key transcription factors like c-Fos, NF-kB, and nuclear factor-activated T-cells 1 (NFATc1). Osteocytes are terminally differentiated osteoblasts embedded in the mineralized matrix. Osteocytes localized in the lacuna of bones have multiple dendritic extensions to connect with nearby osteocytes and cells on the bone surface, forming a specialized structure called the lacuna-canalicular network. Osteocytes directly participate in perilacuna bone remodeling and modulate osteoclast and osteoblast functions through paracrine pathways. An imbalance between osteoclast and osteoblast activity and dysregulated osteocyte function will disturb bone homeostasis, resulting in bone metabolic diseases like osteopenia and osteosclerosis. Here, we summarize the role of TGF- and BMP signaling in regulating osteoclast, osteoblast, and osteocyte formation and function. Multiple genetic mutations in TGF- and BMP signaling are associated with various human sclerosing symptoms (Table 2). Genome-wide studies and single-gene analysis also identified genetic polymorphisms of several genes in both pathways associated with bone mass, including TGF- , BMP2, BMP4, SMAD9, SMAD2, Noggin, SOSTDC1, GREM2, NAB1, and SPON1. The involvement of TGF- and BMP signaling in postnatal bone homeostasis is also substantiated by extensive in vivo, in vitro and ex vivo studies.

BMP signaling in bone formation and osteoblast differentiation

BMPs were first discovered and mainly referred to as osteogenic proteins (Fig. 1). BMP2 is considered the gold standard for bone regeneration and has been clinically applied to promote fracture healing and spinal fusion. Additionally, BMP-2, , and -9 are also osteogenic in vitro and in vivo. However, endogenous BMP2 might have a unique and indispensable function in fracture healing since BMP2 CKO mice also have frequent fractures that fail to heal, which is not observed in BMP4 CKO mice. BMP9 has been recently found to be resistant to endogenous antagonists such as Noggin and BMP3b, providing a candidate alternative to BMP2 for treating fracture healing. In addition, mouse models were generated with BMP canonical and non-canonical signaling suppressed in osteoblasts, including Alk2 CKO mice, Bmprll dominant-negative transgenic mice, ActRIIB-null mice, Smad1 CKO mice, Tak1 CKO mice, p38 CKO mice, and Smad4-deficient mice. All aforementioned mice exhibited osteopenia phenotypes, further substantiating the osteogenic role of BMP signaling in promoting osteoblast differentiation and matrix production.
Moreover, hyperactivated BMP signaling leads to heterotopic ossifications (HO). One of the major side effects of BMP implementation in bone healing is inducing HO in muscle tissues. Musculoskeletal trauma-induced HO in muscles and tendons at a high ratio is associated with hyperactivated BMP
signaling. Antagonizing BMP signaling activation is proposed to be a potential treatment preventing trauma-induced Fibrodysplasia ossificans progressiva (FOP; MIM #135100), a genetic disorder manifesting progressive HO , is caused by gain-of-function mutations (R260H and G356D) of ALK2/ACVR1, the type I receptor of BMPs (Table 2). In animal and cell models of FOP, the ACVR1 mutants transduce hyperactivated Smad1/5/8dependent signals downstream of either BMP or ALK2, explaining the pathomechanism of FOP (Table 1). In contrast, under normal circumstances, BMP-ACVR1 activates Smad1/5/8 and Activin A-ACVR1 activates Smad2/3 signaling. Retinoic acid receptor agonist Palovarotene, which suppresses BMP signaling, has been recently approved by the U.S. Food and Drug Administration for FOP treatment based on its Phase III trial. Besides Palovarotene, selective ALK2 inhibitors (BLU-782, Phase I; INCB00928, Phase II; Saracatinib) and the Activin A neutralizing antibody also showed potential to alleviate FOP symptons.
At the molecular level, BMPs promote osteogenesis through several different mechanisms. Firstly, BMP signaling positively regulates the activity of Runx2, an osteoblast master transcription factor. Smad1 physically interacts with Runx2 to bind to OSE2 sites on its target gene. Runx2 is also phosphorylated by BMP noncanonical signaling (TAK1-MEK-p38 or ERK), promoting its association with the coactivator CREB-binding protein (CBP). BMP also stabilizes Runx2 through promoting its acetylation by p300. Secondly, frequent crosstalk between BMP and WNT signalings promotes the osteogenic program. For example, transcription factor 4 (TCF4)/ -catenin complex physically interacts with the SMAD complex on the corresponding DNA-binding sites ; ablation of Smad4 causes cleavage of -catenin and depletion of the WNT receptor, a low-density lipoprotein receptor (Lrp5) ; expression of LGR4, an orphan receptor and WNT regulator, is also induced by BMP2. Thirdly, BMP signaling induces the expression of several osteogenesis-related transcription factors, including Msx2, Runx2, Dlx5, KLF10, Forkhead box C1 (Foxc1), Foxc2, and Dlx3. Fourthly, BMP2 also induces the expression of PLC (phospholipase C ) and IHH, both of which promote osteoblast differentiation. Additionally, SMAD1 dislodges Hoxc-8 from its DNA-binding sites to induce osteoblastic gene expression. Moreover, BMP signaling positively regulates mTORC1 activity to promote osteoblast activity. Our work showed that Runx1 regulates osteoblast differentiation through promoting BMP signaling, by controlling Bmp7 and Alk3 expression at transcriptional level.
However, BMP signaling also has adverse effects on bone formation. BMP limits the proliferation of preosteoblasts and antagonizes osteogenesis in osteoblast progenitors. BMP signaling might also negatively regulate mineralization and collagen maturation. At the molecular level, Alk3 induces the expression of WNT antagonists, DKK1 (Dickkopf-related protein 1), and sclerostin (SOST). BMP2 promotes an interaction between Smad1 and Dvl-1 (Drosophila dishevelled gene) that restricts -catenin activation. Smad4 also competitively interacts with Tcf and Lef (lymphoid enhancer binding factor) proteins to inhibit the transcriptional activity of -catenin. Collectively, BMP antagonizes bone formation through perhaps inhibiting WNT/ -catenin signaling.

TGF- signaling in bone formation and osteoblast differentiation

As discussed above, BMP signaling limits osteoprogenitor proliferation while promoting osteogenesis afterward. In contrast, TGF- signaling promotes osteoprogenitor proliferation and osteogenesis at the early stage of differentiation while inhibiting bone formation at the later stage (Fig. 2). Many mouse models with impaired TGF- signaling have been generated, including Tgfb1-null mice, MSC-specific and osteoprogenitor-specific Tgfbr2
CKO mice, Alk5-null mice, and Smad3-null mice. Those TGF- signaling-dificient mice displayed significant bone loss with reduced osteoblast number, suggesting that TGF- is anabolic for bone formation.
Conversely, hyperactivated TGF- signaling increased bone mass. In humans, gain-of-function mutations in TGFB1 are associated with Camurati-Engelmann disease (CED; MIM #131300), characterized by osteosclerotic lesions within the long bones and the skull. Mice carrying the same tgfb1 mutation mirror the phenotype seen in humans. Somatic SMAD3activating mutations in humans are associated with endosteal pattern melorheostosis (Leri’s disease; MIM #155950), characterized by asymmetric exuberant bone formation. Interestingly, osteogenesis of SMAD3-activating mutant cells is stimulated by TGF- while inhibited by BMP2, indicating that SMAD3 links the reciprocal regulation between BMP and TGF- . Furthermore, activating mutations of mitogen-activated protein kinase kinase 1 (MAP2K1) in non-canonical TGF- signaling also caused sporadic melorheostosis. At the molecular level, TGF- positively regulates the expression of Runx2, Osterix, Dlx5, and Msx2 to initiate the osteogenic program. TGF- induces the expression of integrin Va5 to promote osteoblast adhesion. TGF- -SMAD signaling also regulates the expression of connective tissue growth factor (CTGF), a matrix protein that positively regulates osteoblast differentiation and function.
During the late stage of osteoblast differentiation, TGF- signaling inhibits bone formation. TGF- , SMAD3, and SMAD2 are shown to inhibit osteogenesis in vitro. Smad3 interacts with Runx2 and recruits histone deacetylase 4 (HDAC4) and 5 (HDAC5). HDAC4 and HDAC5 deacetylate Runx2 to facilitate its degradation. TGF- regulates the expression of various signaling proteins involved in osteoblast formation. TGF- induces the expression of vimentin, which negatively regulates the activity of ATF4, an osteogenesis-related transcription factor. TGF- induces the expression of HDAC6, which distorts primary cilia to impair mechanical-stimulated osteogenesis. TGF- induces the expression of Smurf1, which antagonizes osteogenic signaling such as BMP. TGF- also inhibits the expression of IGF-1, a bone anabolic cytokine. In vivo, CKO of Tgfbr2 in mature osteoblasts results in high bone mass in mice. Qiu et al. revealed that Tgfbr2 forms a complex with PTHrP for endocytosis. With the deletion of Tgfbr2, PTH signaling is hyperactivated to produce excessive bone mass. PTH signaling also reciprocally regulates TGF- signaling by inducing LTBP-1, TGF- , and Smad3 expression.

BMP and TGF- signaling in osteoclast differentiation

BMP signaling promotes osteoclast differentiation both directly and indirectly. BMP promotes osteoblast-induced osteoclast formation through upregulating the RANKL/osteoprotegerin (OPG) ratio (Fig. 1). Disruption of Alk3, Alk2, or Smad4 in osteoblasts or osteocytes results in an unexpected increase of bone mass in mice due to the decreased RANKL/OPG ratio causing less osteoclast formation. Alk2 and Alk3 signaling upregulate WNT antagonists (i.e., Sost) to inhibit WNT activation, and the latter regulates osteoclast formation by inhibiting the RANKL/OPG ratio. Therefore, BMP might be essential to promote osteoblast-osteoclast coupling in bones requiring extremely active remodeling, such as during regeneration.
BMP signaling also stimulates osteoclast formation directly (Fig. 1). BMPs (i.e., BMP2, BMP7) stimulate and BMP inhibitor dorsomorphin blocks osteoclast formation and bone resorption. Consistently, deletion of , or SMAD4 also impairs osteoclastogenesis. At the molecular level, BMP signaling promotes the expression or activity of osteoclastic transcription factors. BMPRII couples with RANK to activate p -Smad1/5/8 and NF-кВ signaling simultaneously.
Fig. 5 TGF- and BMP signaling in cartilage homeostasis. Postnatal cartilage homeostasis is maintained by matrix production and degradation balance, and the imbalance results in cartilage tearing and joint diseases like osteoarthritis. TGF- plays dual roles in cartilage homeostasis. To protect cartilage health, TGF- , through binding ALK5, activates SMAD-2 and -3 and TAK1-p38 signaling, which enhances the Sox9 expression and activity and promotes autophagy activity and matrix protein production. Conversely, TGF , through binding ALK1, activates SMAD-1, -5 , and -8 , like BMPs, which promotes MMP production and osteogenesis to aggravate cartilage degeneration.
Smad1/5/8 promotes the nuclear translocation of NFATc1. Moreover, Smad1/5 induces the expression of c-Fos and Nfatc1.
Unlike BMPs, TGF- regulates osteoclast formation in a doseand stage-dependent manner (Fig. 2). Low-dose TGF- induces, whereas high-dose TGF- inhibits, migration of osteoclast precursors to the bone resorption pits. TGF- at the monocyte stage promotes, while at the later differentiation stage antagonizes, osteoclast formation. TGF- regulates multiple signalings in regulating osteoclast differentiation. TGF- -induced p38 activation and Smad2/3 cooperation with c-Fos as a co-transcription factor favor osteoclast differentiation. TGF- inhibits RANK expression, blocks Prdm1 activity to induce Irf8 and Bcl6 expression, and upregulates ROS production to block MAPK signaling to antagonize osteoclast differentiation. TGF- also upregulates Bim expression to induce osteoclast apoptosis.

The role of TGF- signaling in osteocytes

While the well-known osteocyte marker SOST is an antagonist of WNT and BMP signaling and a critical regulator of skeletal homeostasis, knowledge about the role of BMP signaling in osteocytes is very limited. In contrast, recent studies brought up the physiological role of TGF- in regulating osteocyte formation and function. TGF- -Smad3 signaling has been previously shown to inhibit the transition of osteoblasts into osteocytes. In mature osteocytes, TGF- signaling was recently demonstrated to play a critical role in maintaining its perilacunar-canalicular network and function (Fig. 2). In mice, intrinsic osteocytic TGF- signaling promotes the perilacunar-canalicular remodeling of the
M. Wu et al.
osteocyte to control bone quality. Specific loss of TGF- signaling in the osteocyte reduces osteocyte connectivity, impairing fluid dynamics and osteocyte exposure to mechanical stimulation. Conversely, administration of TGF- increases osteocyte connectivity in bone tissue and an MLO-Y4 cell line by inducing connexin43 and pannexin1 expression. TGF- was also shown to maintain the osteocyte differentiation of MLO-Y4 cells in an osteoblast-osteocyte co-culture 3D system as determined by stable E11 and osteocalcin mRNA expression. Furthermore, intrinsic osteocytic TGF- signaling is also essential for the mechanosensing property of articular cartilage. Mice with impaired TGF- signaling in osteocytes have thicker subchondral bone plates, high SOST levels, and more severe cartilage degeneration in an injury-induced osteoarthritis (OA) model.

TGF- AND BMP SIGNALING IN ARTICULAR CARTILAGE HOMEOSTASIS

Joints are organized structures allowing constrained motion. They are formed by adjacent bones with articular cartilage covering the bone surface and contain the synovial lining of the joint cavity. Articular chondrocytes govern articular cartilage homeostasis via their ability to modulate ECM production and degradation, whose imbalance causes degenerative joint diseases such as OA. In the diseased joint, chondrocytes undergo abnormal hypertrophic and terminal differentiation, followed by tearing of the cartilage matrix, focal calcification, and ectopic bone (osteophyte) formation.
On the one hand, TGF- signaling plays a critical role in maintaining articular homeostasis (Fig. 5). TGF- -coupled biomaterials have been proposed as a therapeutic method for cartilage repair. TGF- signalings protect articular cartilage by inhibiting chondrocyte hypertrophy and apoptosis, promoting cartilage matrix synthesis, and antagonizing inflammatory cytokine production. In humans with grade 3 OA , genetically modified allogeneic human chondrocytes that express TGF- show significant improvement in knee joint function and reduce pain severity. Animal models with inhibited canonical and non-canonical TGF- signaling are prone to developing OA, including dominant-negative Tgbr2 transgenic mice, mice with postnatal cartilage-specific deletion of Alk5, Tgfbr2, or Tak1, Smad3-null mice, and dominant-negative p38 transgenic mice. Pharmacological inhibition of TGF- signaling also leads to an OA-like phenotype in rodents. At the molecular level, the reduction of TGF- canonical signaling induces the death of articular chondrocytes. TGF- noncanonical signaling induces the phosphorylation and activation of ATF2 and FoxO, which inhibits OA by upregulating the expression of Sox9 and autophagy proteins. Inhibition of TGF- activity enhances BMP and S1P (sphingosine 1-phosphate) signaling, which accelerates chondrocyte maturation and matrix degradation. Abolished TGF- activity also alters IGF and FGF signaling and upregulates the expression of biosynthesisrelated genes and electron transport chain-related genes, contributing to chondrocyte hypertrophy. Our work showed that Runx1 protects cartilage homeostasis through promoting TGF- signaling.
On the other hand, TGF- s also promote the progression of OA. TGF- expression is increased in osteoarthritic cartilage and joints with ankylosing spondylitis. Furthermore, mechanical loading during OA could induce TGF- secretion. Excessive TGF- signaling is detrimental to joint degeneration. Notably, CED patients or mouse models carrying gain-of-function mutations of TGFB1 are prone to developing OA. Suppression of TGF- signaling by deleting Tgfbr2 in nestin-positive MSCs ameliorates the development of OA after anterior cruciate ligament transection (ACLT) compared to a control. The contradictory roles of TGF- in OA have been linked to the opposite regulatory functions
of its type I receptors, ALK1 and ALK5, to transduce signals to SMAD1/5/8 and SMAD2/3, respectively, in chondrocytes. ALK1 signaling is destructive by inducing the expression of matrixdegrading enzyme MMP-13. In contrast, ALK5 signaling is protective by inducing the expression of matrix proteins aggrecan, type II collagen, and PRG4 (proteoglycan 4). In addition, ALK1 opposes TGF- -ALK5-induced phosphorylation of SMAD3 and inhibits the expression of chondrogenic genes induced by TGF- , including fibronectin and type II collagen. Furthermore, ALK1/ALK5 ratio is increased in aging and osteoarthritic cartilage in mice. Disturbed balance between ALK1 and ALK5 signalings might contribute to articular cartilage degeneration. In addition, TGF- signaling also promotes the clustering of nestinpositive MSCs, leading to the formation of marrow osteoid islets accompanied by high levels of angiogenesis to deteriorate OA condition.
Abnormal BMP activation is associated with OA since BMP accelerates chondrocyte terminal differentiation. Recently, Occhetta et al. found that selective inhibition of BMP signaling helps control differentiation of MSCs into chondrocytes at precisely the stage as those in articular cartilage. As cultured chondrocytes usually undergo terminal differentiation, this finding indicates that targeting BMP signaling provides a strategy for cartilage regeneration. BMP activity also needs to be inhibited spatially in vivo during development or in postnatal cartilage to prevent further chondrocyte differentiation as well as the overexpression of its antagonists, such as Gremlin.

REGULATION OF TGF- AND BMP SIGNALING IN BONE

TGF- and BMP signaling is regulated at multiple levels from extracellular space to nucleus (Figs. 1 and 2). Extracellularly, matrix proteins such as FBNs and collagens control the latency of TGF- s and BMPs; metalloproteinases contribute to the release and activation of TGF- and BMP peptides; antagonists interrupt the binding of TGF- and BMP ligands to their receptors. At the cell membranes, co-receptors such as -glycan and endoglin (ENG) facilitate the ligand-receptor interactions. In the cytoplasm, ISMAD, ubiquitin ligases, and deubiquitinases regulate the activation and stability of SMAD complexes. Nuclear envelope proteins control the transport of SMAD complexes from cytoplasm to nucleus. Various transcription co-factors and epigenetic factors cooperate with SMAD complexes in the nucleus to regulate their transcription activity. Here, we will summarize how those regulators coordinate BMP and TGF- signaling in bone and cartilage.

Latency and release control of the ligands

LTBPs interact with LAPs and active TGF- peptides to form the LLC. LTBP is indispensable for the latency, correct folding, and secretion of TGF- . It is also essential for storing TGF- in the ECM through interactions with platform proteins. Currently, four different LTBPs (LTBP-1-4) have been identified. Among them, LTBP-3 is the most studied. Ltbp-3-null mice have impaired TGF- signaling, exhibiting multiple skeletal malformations and an OAlike phenotype. Impaired TGF- signaling in LTBP-3 null cells also reduced proliferation and osteogenic potential.
The FBN microfibril network controls the latency of TGF- s and BMPs by serving as their reservoir in the bone and cartilage matrix. The major component of the microfibril network, Fbn, binds the LLCs or CPLXs through its unique N-terminal region. Fbn-1 and -2 are both found to be expressed in the cancellous bone. In humans, mutations in FBN-1 and FBN-2 cause pleiotropic manifestations in Marfan syndrome (MIM #154700) and congenital contractural arachnodactyly (MIM #121050), respectively (Table 2). Fbn-1-null mice had systemic sclerosis due to abnormal activation of both TGF- and BMP signalings. However, Fbn-2 deficiency in mice induced a low bone mass phenotype due to
improper activation of TGF- inhibiting osterix expression and increasing osteoblast-induced osteoclast formation. Microfibril-associated glycoprotein-1 (MAGP1) is another constitutive component in microfibril network. Magp1-null mice, resembling Fbn-2-null mice, developed progressive osteopenia due to abnormal activation of TGF-
Type I collagens (COL1s), COL1A1 and COL1A2, also serve as reservoirs for TGF- s in the bone matrix. Autosomal dominant mutations of COL1 in humans cause osteogenesis imperfecta (Ol; MIM #259420), a bone dysplasia characterized by bone deformities, low bone mass, poor bone quality, frequent fractures, and high non-union rate (Table 2). Cartilage-associated protein (CRTAP) catalyzes the maturation of COL1 by 3-hydroxylation, and its mutations also cause Ol. Both Col1a2 and Crtap mouse models recapitulated Ol phenotypes due to excessive TGF- signaling. Importantly, anti-TGF- antibody 1D11 treatment both corrects the bone phenotype and improves fracture healing in the OI mouse model, highlighting the potential of targeting TGF- signaling in treatment for
Heparin sulfate (HS) is abundant in the cartilage matrix and binds to latent TGF- s and BMPs. EXT1 and EXT2 are Golgiresident glycosyltransferases participating in the biosynthesis of HS. Mutations of EXT1 and EXT2 in humans cause hereditary multiple exostoses (MIM #133700, #133701), a human autosomal skeletal disorder characterized by the formation of cartilagecapped bony growths (osteochondroma) at the ends of the bones, due to excessive BMP signaling. Mouse models with CKO of Ext1 in cartilage tissue develop osteochondroma and enhanced chondrocyte hypertrophy due to increased BMP-SMAD activity.
CTGF is a cartilage matrix protein bound to latent TGF- . The Ctgf-deficient mice developed more severe OA than control mice due to increased TGF- -SMAD activity.
A disintegrin and metalloproteinase with thrombospondin motifs (ADAMTS) and MMPs help release active TGF- s and BMPs from ECM via a proteolytic process. As reported, ADAMTSL2, ADAMTS17, and ADAMTS10 regulate skeletal development by activating TGF- s or BMPs. Mutations of ADAMTSL2 in humans are associated with recessive geleophysic dysplasia (MIM #231050), characterized by short stature, short extremities, and skeletal abnormalities (Table 2). Delhon et al. generated whole-body and chondrocyte-specific Adamtsl2-deficient mice, both of which displayed skeletal abnormalities reminiscent of the human phenotype due to impaired TGF- signaling. Mutations of ADAMTS10 and ADAMTS17 in humans cause Weill-Marchesani syndrome (WMS; MIM# 277600, 608328) and WMS-like syndromes, characterized by short stature and brachydactyly (Table 2). Adamts17 mice recapitulated WMS phenotype with shortened growth plate due to impaired BMP activation. TGF- s or BMPs are also activated by proteolytic processing of the PD by MMPs, including MMP-2, -9 , and -13 .

Extracellular antagonists

Noggin is a twelve-membered cystine knot protein and a critical antagonist of BMP ligands in bone. The crystal structure of the BMP-Noggin binding complex has been previously determined, showing that Noggin acts by sequestering the ligand in an inactive state. Noggin has a similar expression pattern to BMPs in bone during prenatal and postnatal development. In animal and cell models, Noggin blocks osteoblast formation by inhibiting BMP activation. Administration of Noggin suppresses osteogenesis, and neutralizing Noggin promotes osteoblast differentiation. Mice with conditional overexpression of Noggin showed dramatic decreases in bone mineral density and bone formation rates. However, deletion of Noggin in mature osteoblasts resulted in more osteoclast formation and osteopenia. Whether the detrimental impact on bone is attributed to an excessive presence of BMP or whether Noggin plays a
BMP-independent role in skeletal homeostasis remains uncertain. In humans, mutations of are associated with various ankylosis deformities, including proximal symphalangism (SYM1: MIM #185800), multiple synostosis syndrome (SYNS: MIM#186500), tarsal-carpal coalition syndrome (TCC; MIM#186570), and stapes ankylosis with broad thumb and toes (SABTT; MIM#184460) (Table 2). Noggin mutant cells from ankylosis patients outperformed healthy cohorts in osteogenic differentiation capacity due to enhanced BMP activity. Noggin prevents cranial suture closure by inhibiting BMP signaling during cranial bone development. Therefore, Noggin downregulation also contributes to syndromic craniosynostoses.
Gremlin-1 and Gremlin-2 (Grem1 and Grem2) are DAN family proteins and extracellular antagonists of BMPs. The structure of the Grem2-GDF5 complex reveals that two Grem dimers bind perpendicularly to each ligand monomer as a stable aggregatelike structure, which is not observed in Noggin and FS. Suppression of Grem promotes osteogenesis in vivo and in vitro due to sensitization of BMP signaling. Consistently, the osteoblast-specific Grem1 CKO mice are osteosclerotic, and osteoblast-specific Grem1-overexpressing mice are osteopenic. Grem1 expression also defines a population of skeletal stem cells in the bone marrow required for both bone remodeling and fracture repair, as reported by Worthley et al. Grem1 stem cells can self-renew and differentiate into osteoblasts, chondrocytes, and reticular marrow stromal cells while lacking the capacity to develop into adipocytes.
FS binds and neutralizes several different members in the TGF- superfamily, including BMPs, Activin A, GDF11, and myostatin/ GDF8. Among them, BMP promotes osteogenesis, myostatin and Activin A are negative regulators of bone mass, and the role of GDF11 in bone homeostasis is controversial. So far, FS was mostly reported to play anti-osteogenic roles. FS restricts BMP2 action in osteoblastogenesis in vitro, and mice overexpressing FS exhibited spontaneous bone fractures.
Chordin is another well-established BMP antagonist and has a role in early embryonic neural development. Very few studies characterized the role of chordin in bone, showing that the expression of chordin is inversely related to osteoblast and chondrocyte differentiation.

Co-receptors

-glycan, also regarded as the TGF- type III receptor, acts as a membrane-anchored proteoglycan to enhance TGF- association with the TGFBR2-TGFBR1 complex, but its soluble form may also associate with TGF- s, activins, or BMPs to inhibit signal transduction. -glycan is expressed in osteoblasts and promotes osteogenesis in vivo and in vitro. -glycan-knockout embryos displayed reduced vascular and osteoblast differentiation.
Neuropilins (Nrps) interact with TGFBR1 to promote downstream signaling. Nrp2 is expressed in both osteoblasts and osteoclasts, and Nrp2-knockout mice had increased osteoclast number, decreased osteoblast number, and low bone mass. While Nrps also bind and transduce signals downstream of semaphorins, how much its role in bone homeostasis is attributed to TGF- signaling is still unclear.
ENG may bind to BMP ligands or BMPR2 receptors to facilitate signal transduction while associating with TGF- or TGF- for signaling through ALK3. ENG enhances BMP2-induced osteogenesis of periodontal ligament (PDL) cells in osteoblasts. ENG also acts as a co-receptor for BMP9 and BMP10 to induce osteogenesis in conjunction with ALK1. ENG is also expressed in human chondrocytes, and its expression increases in the chondrocytes of OA patients. Yet its function in chondrocytes remains controversial. ENG enhances Smad1/5 signaling and inhibits Smad2/3 activation to promote cartilage matrix protein
M. Wu et al.
production. However, knockdown of ENG also impaired cartilaginous tissue formation.
Neogenin binds to BMP receptors. Neogenin-null mice have impaired limb development and endochondral ossification due to decreased BMP-SMAD signaling and Run expression.

Regulation machinery in the cytoplasm

I-SMADs Smad6 and Smad7. In the cytoplasm, the signaling is mainly negatively regulated by I-Smads (Smad6 and Smad7). I-SMADs inhibit the receptor-mediated activation of R-Smads through several mechanisms including interfering with type I receptor-R-Smad interaction, recruiting ubiquitin ligases to induce type I receptor or R-SMAD protein degradation, and interfering with the formation of R-SMAD-Co-SMAD complex. Therefore, the inhibitory functions of I-SMADs largely depend on their direct interactions with the type I receptors or R-SMADs. I-SMADs bind R-SMADs or receptors through their C-terminal MH2 domains, which show high similarity between SMAD6 and SMAD7. However, their N-terminal Leu-rich motifs (LRMs) have a low similarity rate of , laying down the structural basis for their functional differences. SMAD6 prefers to inhibit BMP signaling, whereas SMAD7 inhibits TGF- and BMP signaling. Like Noggin, SMAD6 mutations in humans also cause craniosynostosis due to the augmentation of BMP signaling. Smad6 transgene blocked BMP activation and led to osteopenia and dwarfism in mice. Smad6-null mice exhibited axial and appendicular skeletal development defects, with an expanded hypertrophic zone attributed to increased BMP responsiveness. Smad6 also recruits Smurf1 to ubiquitinate and degrade Runx2 to inhibit osteoblast differentiation. In contrast, SMAD7 might be anabolic for bone. Partial loss of Smad7 decreased bone formation and increased bone resorption. Smad7 overexpression impacts both early and late stages of chondrocyte differentiation due to downregulation of both BMP and TGF- signalings.
E3 ubiquitin ligases. I-SMAD recruits ubiquitin ligases to degrade target proteins, mainly the neural precursor cell expressed developmentally downregulated 4 (NEDD4) subfamily of HECT (homologous to the E6-accessory protein) E3 ubiquitin ligases, such as Smurf1, Smurf2, and Nedd4.
Smurf1, together with Smad6, catalyzes the poly-ubiquitination and degradation of multiple targets with an osteogenic function, such as SMAD-1, -5 and -8 , MEKK2, and Runx2. Therefore, Smurf1 has an anti-osteogenic function. Double overexpression of Smad6 and Smurf1 delayed ossification more severely than Smad6 overexpression alone. The Smurf1 transgenic mice also had significantly reduced bone formation, while Smurf1-null mice had increased bone mass. A chalcone derivative inhibiting Smurf1 activity promotes local spinal fusion and systematic bone formation in mice, indicating that targeting Smurf1 is a potential treatment for bone healing.
Pleckstrin homology domain-containing family O member 1 (PLEKHO1) associates with Smurf1 to promote the ubiquitination of Smad1/5 to inhibit BMP signaling and bone formation. Furthermore, the expression of PLEKHO1 increased during aging, indicating its involvement in aging-related bone loss.
Smurf2 is a negative regulator of BMP and TGF- signaling. Smurf2 is detrimental to cartilage homeostasis by antagonizing TGF- signaling. Smurf2 overexpression promotes chondrocyte maturation, causing spontaneous OA and accelerated age-related IVD degeneration. Smurf2 deficiency protects both young and aged mice from surgically-induced OA. Smurf2 negatively regulates BMP signaling to inhibit osteogenesis. Smurf2 was proposed to induce degradation of the TGF- receptors, Smad2, and Smad3. However, neither of those proteins increased in Smurf2-null mice. Instead, mono-ubiquitination of SMAD3 was reduced to favor SMAD complex formation in the absence of
Smurf2, which mediates the interaction between SMAD3 and vitamin D receptor to modulate RANKL production and osteoclast formation.
Nedd4 regulates the degradation of Smad1 to antagonize BMP signaling and inhibit bone formation. Nedd4 overexpression in osteoblasts increases bone mass, and Nedd4 deletion in osteoblasts reduces bone formation.
Deubiquitination. Deubiquitylating enzyme USP15 stabilizes ALK3 to enhance BMP activation and osteoblast differentiation. USP15 also inhibits OA progression by deubiquitinating ERK2 and enhancing ERK2-induced TGF- SMAD2 signaling.
Osteogenic LIM mineralization protein (LMP-1) antagonizes SMAD ubiquitination to promote TGF- and BMP activation. LMP-1 interacts with Smurf1 to prevent Smad-1 and -5 ubiquitination, and interacts with Jab1 to prevent Smad7-induced Smad-4 and -5 ubiquitination.
Valosin-containing protein (VCP)/p97, together with its adaptor nuclear protein localization 4 (NPL4), interacts explicitly with Smurf1 and delivers the ubiquitinated Smurf1 for degradation. Mutation of VCP/p97 causes rare forms of Paget’s disease of bone (PDB)-like syndromes by increasing BMP activity.
COP9 signalosome is a protein complex with isopeptidase activity responsible for the deneddylation of RING ubiquitin ligases (CRL) by catalyzing the hydrolysis of NEDD protein CRL. Jab1, also known as Csn5/Cops5, is a crucial subunit of the COP9 signalosome. Jab1 deletion in preosteoblast reduced the response to TGF- and BMP signaling, impairing osteoblast differentiation and reducing the trabecular bone number.
Phosphatases and kinases. TGF- and BMP receptor activity is also regulated by phosphorylation and dephosphorylation. Endosome-associated FYVE-domain protein (endofin), previously implicated in regulating membrane trafficking, also recruits protein phosphatase 1 catalytic subunit (PP1c) to exert a negative regulative effect on BMP signaling by dephosphorylating the BMP type I receptor. A single point mutation of endofin (F872A) disrupts endofin-PP1c interaction and sensitizes BMP signaling to increase osteogenesis in vitro and in vivo. Casein kinase II (CK2) phosphorylates the ALK3 receptor to block its activity, reducing BMP2’s osteogenic effects on osteoblasts in patients with osteoporosis.

Regulation in the nucleus

Nuclear envelope proteins. Transport of the SMAD complex into the nucleus is controlled by the nuclear pore complex (NPC), comprising multiple copies of different proteins located on the nuclear envelope. As the boundary between the cell nucleus and cytoplasm, the nuclear envelope comprises a double-membrane sheet, the inner nuclear membrane (INM) and the outer nuclear membrane (ONM). LEM domain containing 3 (LEMD3), an INM protein and transmembrane protein 53 (TMEM53) have been reported to regulate bone BMP and TGF- signaling. Loss of function of LEMD3 results in unique sclerosing bone disease spectrums, osteopoikilosis (MIM #166700), melorheostosis (MIM #155950) and Buschke-Ollendorff syndrome (BOS; MIM #166700) (Table 2). LEMD3 has been shown to antagonize BMP and TGF- by interacting with SMAD-1, , and -9 . TMEM53 inhibits BMP signaling in osteoblast lineage cells by blocking cytoplasmnucleus translocation of SMAD1/5/8 specifically. In humans, TMEM53 was identified as a susceptibility gene for osteoporosis in several studies, and was recently associated with a previously unknown type of sclerosing bone disease (Table 2).
Transcription repressors. Ski is a nuclear proto-oncogene protein homolog of the avian sarcoma viral (v-ski) oncogene and is a repressor of TGF- and BMP signaling by inhibiting the transcription activity of SMAD complex. It also recruits histone
deacetylases HDAC4 and HDAC5 as co-repressors. SKI mutations in humans cause Shprintzen-Goldberg syndrome (GOSHS; MIM #182212), which share multiple skeletal anomalies with Marfan syndrome caused by mutations of FBN-1 (Table 2). Both diseases are associated with enhanced TGF- and BMP signaling.
SnoN, a Ski proto-oncogene homolog, also interacts with the SMAD complex. A negative feedback mechanism, regulated by SnoN, can be evoked by TGF- to oppose BMP signaling in chondrocytes and osteoblasts. SnoN and Ski might have different functions since they are differently recruited by Smad2 and Smad3.
Nkx3.2 is a transcriptional repressor expressed in the sclerotome and developing cartilage, where it activates the chondrocyte differentiation program via a BMP-dependent manner. Mechanistically, Nkx3.2 forms a complex with histone deacetylase 1 (HDAC1) and Smad-1 and -4 in a BMP-dependent manner through its homeodomain and NK domain to repress gene expression cooperatively.
Tob is a member of the emerging family of anti-proliferative proteins and negatively regulates BMP signaling in osteoblasts by directly interacting with Smad-1, -5 , and -8 in the nucleus. Tob-null mice have a greater bone mass due to an increased number of osteoblasts.
FOXC1 could repress the transcriptional activity of SMAD-1 and -5 to modulate the expression of BMP-responsive genes to prevent osteoblast differentiation.
Transcription co-factors. Runx2 is a critical transcription factor in promoting osteoblast differentiation and chondrocyte hypertrophy. Runx2 is physically and functionally associated with Smad proteins in osteoblasts and chondrocytes. Javed et al. reported that BMP-induced osteogenesis is blunted in Runx2-null cells, and Run with mutations in Smad-interacting domain (HTY (426-428)) is only marginally functional in promoting osteoblast differentiation at early stages.
TCF4 and -catenin are the transcription factors activated by canonical WNT signaling and are anabolic for osteogenesis. They form a complex with Smad proteins on the promoter of osteoblastic genes and recruit co-activators such as CBP or p300, cooperatively regulating the expression of early osteoblast genes such as Dlx5, Msx2, Runx2, and osterix.
Sox9 is the key chondrogenic transcription factor. Sox9 interacts with Smad2/3 on the Col2 enhancer region in a TGF- -dependent manner and recruits co-activators such as CBP or p300 to promote transcription.
c-Fos, a key osteoclastic transcription factor, interacts directly with SMAD-2 and -3 to promote osteoclast diffrentiation.
Lysine demethylase 4B (KDM4B), a histone demethylase whose expression is induced by TGF- , potentiates TGF- -mediated chondrogenesis of human MSCs in a positive feedback loop. Mechanistically, KDM4B removes the silencing H3K9me3 marks on the SOX9 promoter to facilitate SMAD3 binding and transcription.

CONCLUSION AND PERSPECTIVES

BMP and TGF- signaling is essential in embryonic skeleton development and postnatal bone and cartilage homeostasis. Dysregulated TGF- and BMP signaling causes numerous hereditary skeletal diseases in humans. For example, excessive TGF- signaling in humans due to TGFB1, SMAD3, or MAP2K1 gene mutations leads to a spectrum of sclerosis symptoms. Excessive TGF- activation is also associated with OI. NOGGIN, SMAD6, or ALK2 mutations augment BMP signaling to cause craniosynostosis or HO. Mutations of FBN-1/2 or SKI enhance both TGF- and BMP signalings to cause similar skeletal anomalies in humans. Mutations of ADAMTS block TGF- and BMP activation and lead to short stature anomalies. Moreover, genome-wide association
studies have identified several genes in TGF- and BMP signaling associated with bone density. Most phenotypes were recapitulated in genetic mouse models carrying those disease-associated mutations, which provide disease models for pathomechanism studies and drug screening. Targeting TGF- and BMP signaling effectively cures their associated skeletal disorders in diseased mouse models and clinical trials, such as OI and HO .
TGF- s and BMPs belong to the same family, share structural similarities, and transduce signals through both SMAD-dependent and -independent pathways. However, they recruit different receptors to activate independent sets of SMAD proteins, laying down the molecular basis for their diverse functions. For example, BMPs, but not TGF- s, are essential for limb bud outgrowth. In chondrocytes, BMPs promote differentiation at all stages; in contrast, TGF- promotes chondrocyte early development but antagonizes its hypertrophy. BMPs promote osteoblast and osteoclast differentiation and are applied to improve fracture healing. Meanwhile, TGF- signaling plays dual roles in osteoblast and osteoclast formation. Moreover, BMP and TGF- also play opposite roles in articular cartilage homeostasis.
Genetics and molecular biology studies have advanced our understanding of the function and dynamic regulations of BMP and TGF- signaling in the skeleton. However, more precise knowledge is still in demand and might promote the development of effective therapeutic strategies to treat related skeletal disorders. Future directions may lie in answering the following questions:
  1. Why do BMP and TGF- signalings have dynamic functions? As reviewed here, this question could be partially answered by the diversity of ligand-receptor combinations and the complex intracellular regulatory network that causes the dynamic readout of the TGF- and BMP signaling. In particular, the BMP signaling pathway comprises multiple ligands and receptors that interact promiscuously with one another. A series of works from Dr. Michael B. Elowitz’s group demonstrated that the promiscuous ligand-receptor interaction systems of BMP signaling are critical for its dynamic regulations. Their work elucidated how the BMP pathway processes multi-ligand inputs using a repertoire of computational mechanisms, including ratiometric sensing, balance detection, and imbalance detection. Since cells have different expression patterns of receptors and ligands, the promiscuous interaction system allows a small number of ligands, acting in combinations, to address the issue of a larger number of individual cell types.
  2. What transcriptional mechanism operates to bring about the diversity of transcriptional outcomes that arise in different cell types in response to the same ligand? Answering this question would require using state-of-theart techniques such as ChIP-seq, co-IP/MS, ATAC-seq, and CUT&Tag-seq. DNA and histone modification status varies in different cell types and might alter the affinity of SMAD complex binding with the chromosomes. Therefore, analyzing the epigenetic marks on the transcription factor binding sequences would help answer this question. Characterization of the receptor-ligand interaction mode and chromatin status in specific cell contexts might also explain why TGF- signaling has stage-dependent functions in most skeletal cells.
  3. How to circumvent the side effects of BMPs and TGF- s when applying them in clinical settings? Excessive BMP and TGF- signaling is associated with multiple anomalies in bone tissues. Thus, further study and intervention are needed to prevent those side effects when applying BMPs and TGF- s in clinical settings. Although TGF- signaling maintains cartilage degeneration, hyperactivated TGF- signaling aggravates OA. Despite its dual functions, TGF-
    signaling is still proposed as a potential treatment to alleviate OA, although it needs more study to design the proper timing and dose for the treatment.
  4. How to safely and effectively modulate BMP and TGF- signaling in skeletal disorders caused by their dysfunctions? Targeting BMP and TGF- signaling is proposed as the therapeutic strategy to treat , or osteosclerosis disorders while effective treatment is still under development.

REFERENCES

  1. Moses, H. L., Roberts, A. B. & Derynck, R. The discovery and early days of TGF- : A historical perspective. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 8, a021865 (2016).
  2. Katagiri, T. & Watabe, T. Bone morphogenetic proteins. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 8, a021899 (2016).
  3. Derynck, R. & Budi, E. H. Specificity, versatility, and control of TGF- family signaling. Sci. Signal. 12, eaav5183 (2019).
  4. Mahmood, A., Harkness, L., Schrøder, H. D., Abdallah, B. M. & Kassem, M. Enhanced differentiation of human embryonic stem cells to mesenchymal progenitors by inhibition of TGF-beta/activin/nodal signaling using SB-431542. J. Bone Miner. Res. 25, 1216-1233 (2010).
  5. Cianciolo, G. et al. The role of activin: the other side of chronic kidney diseasemineral bone disorder? Nephrol. Dial. Transplant. 36, 966-974 (2021).
  6. Lee, S. J. et al. Targeting myostatin/activin A protects against skeletal muscle and bone loss during spaceflight. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 117, 23942-23951 (2020).
  7. Maridas, D. E., et al. Chapter 48 – Bone morphogenetic proteins. In: Bilezikian J. P., Martin T. J., Clemens T. L., Rosen C. J. eds. Principles of Bone Biology (Fourth Edition): Academic Press: 1189-1197 (2020).
  8. Xu, X. & Cao, X. Chapter 47 – Transforming growth factor- and skeletal homeostasis1. In: Bilezikian J. P., Martin T. J., Clemens T. L., Rosen C. J. eds. Principles of Bone Biology (Fourth Edition): Academic Press: 1153-1187 (2020).
  9. Gipson, G. R. et al. Structural perspective of BMP ligands and signaling. Bone 140, 115549-115549 (2020).
  10. Shi, M. et al. Latent TGF- structure and activation. Nature 474, 343-349 (2011).
  11. Karsdal, M. A. et al. Matrix metalloproteinase-dependent activation of latent transforming growth factor-beta controls the conversion of osteoblasts into osteocytes by blocking osteoblast apoptosis. J. Biol. Chem. 277, 44061-44067 (2002).
  12. Dallas, S. L., Rosser, J. L., Mundy, G. R. & Bonewald, L. F. Proteolysis of latent transforming growth factor-beta (TGF-beta)-binding protein-1 by osteoclasts. A cellular mechanism for release of TGF-beta from bone matrix. J. Biol. Chem. 277, 21352-21360 (2002).
  13. D’Angelo, M., Billings, P. C., Pacifici, M., Leboy, P. S. & Kirsch, T. Authentic matrix vesicles contain active metalloproteases (MMP). a role for matrix vesicleassociated MMP-13 in activation of transforming growth factor-beta. J. Biol. Chem. 276, 11347-11353 (2001).
  14. Wang, J. et al. Atp6i deficient mouse model uncovers transforming growth factor- Smad as a key signaling pathway regulating odontoblast differentiation and tooth root formation. Int. J. Oral Sci. 15, 35 (2023).
  15. Salmon, R. M. et al. Molecular basis of ALK1-mediated signalling by BMP9/ BMP10 and their prodomain-bound forms. Nat. Commun. 11, 1621 (2020).
  16. Neugebauer, J. M. et al. The prodomain of BMP4 is necessary and sufficient to generate stable BMP4/7 heterodimers with enhanced bioactivity in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 112, E2307-E2316 (2015).
  17. Sengle, G., Ono, R. N., Sasaki, T. & Sakai, L. Y. Prodomains of transforming growth factor beta (TGFbeta) superfamily members specify different functions: extracellular matrix interactions and growth factor bioavailability. J. Biol. Chem. 286, 5087-5099 (2011).
  18. Gregory, K. E. et al. The prodomain of BMP-7 targets the BMP-7 complex to the extracellular matrix. J. Biol. Chem. 280, 27970-27980 (2005).
  19. Martinez-Hackert, E., Sundan, A. & Holien, T. Receptor binding competition: A paradigm for regulating TGF- family action. Cytokine Growth Factor Rev. 57, 39-54 (2021).
  20. Finnson, K. W., Parker, W. L., ten Dijke, P., Thorikay, M. & Philip, A. ALK1 opposes ALK5/Smad3 signaling and expression of extracellular matrix components in human chondrocytes. J. Bone Miner. Res. 23, 896-906 (2008).
  21. Goumans, M. J. et al. Activin receptor-like kinase (ALK)1 is an antagonistic mediator of lateral TGFbeta/ALK5 signaling. Mol. Cell 12, 817-828 (2003).
  22. Mang, T. et al. BMPR1A is necessary for chondrogenesis and osteogenesis, whereas BMPR1B prevents hypertrophic differentiation. J. Cell Sci. 133, jcs246934 (2020).
  23. Zhu, D. et al. BMP-9 regulates the osteoblastic differentiation and calcification of vascular smooth muscle cells through an ALK1 mediated pathway. J. Cell Mol. Med. 19, 165-174 (2015).
  24. Kokabu, S. et al. BMP3 suppresses osteoblast differentiation of bone marrow stromal cells via interaction with Acvr2b. Mol. Endocrinol. 26, 87-94 (2012).
  25. Yi, S. E., Daluiski, A., Pederson, R., Rosen, V. & Lyons, K. M. The type I BMP receptor BMPRIB is required for chondrogenesis in the mouse limb. Development 127, 621-630 (2000).
  26. van Caam, A. et al. The high affinity ALK1-ligand BMP9 induces a hypertrophylike state in chondrocytes that is antagonized by TGF 1. Osteoarthritis Cartilage 23, 985-995 (2015).
  27. Zhang, D. et al. ALK2 functions as a BMP type I receptor and induces Indian hedgehog in chondrocytes during skeletal development. J. Bone Miner. Res. 18, 1593-1604 (2003).
  28. Daluiski, A. et al. Bone morphogenetic protein- 3 is a negative regulator of bone density. Nat. Genet. 27, 84-88 (2001).
  29. Macias, M. J., Martin-Malpartida, P. & Massagué, J. Structural determinants of Smad function in TGF- signaling. Trends Biochem. Sci. 40, 296-308 (2015).
  30. Gámez, B., Rodríguez-Carballo, E., Graupera, M., Rosa, J. L. & Ventura, F. Class I PI-3-kinase signaling is critical for bone formation through regulation of SMAD1 activity in osteoblasts. J. Bone Miner. Res. 31, 1617-1630 (2016).
  31. Zhu, Y. et al. Crosstalk between Smad and specific isoforms of ERK in TGF- induced TIMP-3 expression in rat chondrocytes. PLoS Genet. 21, 1781-1790 (2017).
  32. Baron, R. et al. Balancing BMP signaling through integrated inputs into the Smad1 linker. Nat. Commun. 25, 441-454 (2007).
  33. Urata, M. et al. A peptide that blocks the interaction of NF-kB p65 subunit with Smad4 enhances BMP2-induced osteogenesis. J. Cell. Physiol. 233, 7356-7366 (2018).
  34. Sun, X. et al. TGF- inhibits osteogenesis by upregulating the expression of ubiquitin ligase SMURF1 via MAPK-ERK signaling. J. Cell. Physiol. 233, 596-606 (2018).
  35. Kua, H. Y. et al. c-Abl promotes osteoblast expansion by differentially regulating canonical and non-canonical BMP pathways and p16INK4a expression. Nat. Cell Biol. 14, 727-737 (2012).
  36. Martin-Malpartida, P. et al. Structural basis for genome wide recognition of 5-bp GC motifs by SMAD transcription factors. Nat. Commun. 8, 2070 (2017).
  37. Miyazono, K., Maeda, S. & Imamura, T. BMP receptor signaling: Transcriptional targets, regulation of signals, and signaling cross-talk. Cytokine Growth Factor Rev. 16, 251-263 (2005).
  38. Omata, Y. et al. Genomewide comprehensive analysis reveals critical cooperation between Smad and c-Fos in RANKL-induced osteoclastogenesis. J. Bone Miner. Res. 30, 869-877 (2015).
  39. Yu, S. et al. BMP2-dependent gene regulatory network analysis reveals Klf4 as a novel transcription factor of osteoblast differentiation. Cell Death Dis. 12, 197 (2021).
  40. Yan, J. et al. Smad4 deficiency impairs chondrocyte hypertrophy via the Runx2 transcription factor in mouse skeletal development. J. Biol. Chem. 293, 9162-9175 (2018).
  41. Berendsen, A. D. & Olsen, B. R. Bone development. Bone 80, 14-18 (2015).
  42. Long, F. & Ornitz, D. M. Development of the endochondral skeleton. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 5, a008334 (2013).
  43. Tang, C. Y. et al. Run up-regulates chondrocyte to osteoblast lineage commitment and promotes bone formation by enhancing both chondrogenesis and osteogenesis. Biochem. J. 477, 2421-2438 (2020).
  44. Tang, J. et al. Runt-related transcription factor 1 is required for murine osteoblast differentiation and bone formation. J. Biol. Chem. 295, 11669-11681 (2020).
  45. Tian, F. et al. Core binding factor beta ( ) controls the balance of chondrocyte proliferation and differentiation by upregulating Indian hedgehog (Ihh) expression and inhibiting parathyroid hormone-related protein receptor (PPR) expression in postnatal cartilage and bone formation. J. Bone Miner. Res. 29, 1564-1574 (2014).
  46. Wu, M. et al. Deletion of core-binding factor in mesenchymal progenitor cells provides new insights into Runxs complex function in cartilage and bone development. Bone 65, 49-59 (2014).
  47. Wu, M. et al. Chondrocyte-specific knockout of reveals the indispensable function of in chondrocyte maturation, growth plate development and trabecular bone formation in mice. Int. J. Biol. Sci. 10, 861-872 (2014).
  48. Yoon, B. S. et al. Bmpr1a and Bmpr1b have overlapping functions and are essential for chondrogenesis in vivo. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 102, 5062-5067 (2005).
  49. Rigueur, D. et al. The type I BMP receptor ACVR1/ALK2 is required for chondrogenesis during development. J. Bone Miner. Res. 30, 733-741 (2015).
  50. Shu, B. et al. BMP2, but not BMP4, is crucial for chondrocyte proliferation and maturation during endochondral bone development. J. Cell Sci. 124, 3428-3440 (2011).
  51. Bandyopadhyay, A. et al. Genetic analysis of the roles of BMP2, BMP4, and BMP7 in limb patterning and skeletogenesis. PLoS Genet. 2, e216 (2006).
  52. Selever, J., Liu, W., Lu, M. F., Behringer, R. R. & Martin, J. F. Bmp4 in limb bud mesoderm regulates digit pattern by controlling AER development. Dev. Biol. 276, 268-279 (2004).
  53. Nissim, S., Hasso, S. M., Fallon, J. F. & Tabin, C. J. Regulation of Gremlin expression in the posterior limb bud. Dev. Biol. 299, 12-21 (2006).
  54. Maatouk, D. M., Choi, K. S., Bouldin, C. M. & Harfe, B. D. In the limb AER Bmp2 and Bmp4 are required for dorsal-ventral patterning and interdigital cell death but not limb outgrowth. Dev. Biol. 327, 516-523 (2009).
  55. Choi, K. S., Lee, C., Maatouk, D. M. & Harfe, B. D. Bmp2, Bmp4 and Bmp7 are corequired in the mouse AER for normal digit patterning but not limb outgrowth. PLoS One 7, e37826 (2012).
  56. Pajni-Underwood, S., Wilson, C. P., Elder, C., Mishina, Y. & Lewandoski, M. BMP signals control limb bud interdigital programmed cell death by regulating FGF signaling. Development 134, 2359-2368 (2007).
  57. Benazet, J. D. & Zeller, R. Dual requirement of ectodermal Smad4 during AER formation and termination of feedback signaling in mouse limb buds. Genesis 51, 660-666 (2013).
  58. Pignatti, E., Zeller, R. & Zuniga, A. To BMP or not to BMP during vertebrate limb bud development. Semin. Cell Dev. Biol. 32, 119-127 (2014).
  59. Takano, K. et al. A novel nonsense mutation in the NOG gene causes familial NOGrelated symphalangism spectrum disorder. Hum. Genome Var. 3, 16023 (2016).
  60. Seemann, P. et al. Activating and deactivating mutations in the receptor interaction site of GDF5 cause symphalangism or brachydactyly type A2. J. Clin. Invest. 115, 2373-2381 (2005).
  61. Dixon, M. E., Armstrong, P., Stevens, D. B. & Bamshad, M. Identical mutations in NOG can cause either tarsal/carpal coalition syndrome or proximal symphalangism. Genet. Med. 3, 349-353 (2001).
  62. Lehmann, K. et al. A new subtype of brachydactyly type B caused by point mutations in the bone morphogenetic protein antagonist NOGGIN. Am. J. Hum. Genet. 81, 88-396 (2007).
  63. Dathe, K. et al. Duplications involving a conserved regulatory element downstream of BMP2 are associated with brachydactyly type A2. Am. J. Hum. Genet. 84, 483-492 (2009).
  64. Lehmann, K. et al. Mutations in bone morphogenetic protein receptor 1B cause brachydactyly type A2. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 100, 12277-12282 (2003).
  65. Yoon, B. S. et al. BMPs regulate multiple aspects of growth-plate chondrogenesis through opposing actions on FGF pathways. Development 133, 4667-4678 (2006).
  66. Brunet, L. J., McMahon, J. A., McMahon, A. P. & Harland, R. M. Noggin, cartilage morphogenesis, and joint formation in the mammalian skeleton. Science 280, 1455-1457 (1998).
  67. McMahon, J. A. et al. Noggin-mediated antagonism of BMP signaling is required for growth and patterning of the neural tube and somite. Genes Dev. 12, 1438-1452 (1998).
  68. Keller, B. et al. Interaction of TGF and BMP signaling pathways during chondrogenesis. PLoS One 6, e16421 (2011).
  69. Retting, K. N., Song, B., Yoon, B. S. & Lyons, K. M. BMP canonical Smad signaling through Smad1 and Smad5 is required for endochondral bone formation. Development 136, 1093-1104 (2009).
  70. Tsumaki, N. et al. Role of CDMP-1 in skeletal morphogenesis: promotion of mesenchymal cell recruitment and chondrocyte differentiation. J. Cell Biol. 144, 161-173 (1999).
  71. Gao, L. et al. TAK1 regulates SOX9 expression in chondrocytes and is essential for postnatal development of the growth plate and articular cartilages. J. Cell Sci. 126, 5704-5713 (2013).
  72. Bertoli-Avella, A. M. et al. Mutations in a TGF- ligand, TGFB3, cause syndromic aortic aneurysms and dissections. J. Am. Coll. Cardiol. 65, 1324-1336 (2015).
  73. Lindsay, M. E. et al. Loss-of-function mutations in TGFB2 cause a syndromic presentation of thoracic aortic aneurysm. Nat. Genet. 44, 922-927 (2012).
  74. van de Laar, I. M. et al. Mutations in SMAD3 cause a syndromic form of aortic aneurysms and dissections with early-onset osteoarthritis. Nat. Genet. 43, 121-126 (2011).
  75. Loeys, B. L. et al. A syndrome of altered cardiovascular, craniofacial, neurocognitive and skeletal development caused by mutations in TGFBR1 or TGFBR2. Nat. Genet. 37, 275-281 (2005).
  76. Vandeloo, B. et al. Spontaneous coronary artery dissection in a man with a novel missense mutation in SMAD2 treated by optical coherence tomography-guided percutaneous coronary intervention. JACC Cardiovasc. Interv. 12, e45-e47 (2019).
  77. Milewicz, D. M. et al. Marfan syndrome. Nat. Rev. Dis. Primers 7, 64 (2021).
  78. Seo, H. S. & Serra, R. Deletion of Tgfbr2 in Prx1-cre expressing mesenchyme results in defects in development of the long bones and joints. Dev. Biol. 310, 304-316 (2007).
  79. Baffi, M. O. et al. Conditional deletion of the TGF-beta type II receptor in Col2a expressing cells results in defects in the axial skeleton without alterations in chondrocyte differentiation or embryonic development of long bones. Dev. Biol. 276, 124-142 (2004).
  80. Sohn, P., Cox, M., Chen, D. & Serra, R. Molecular profiling of the developing mouse axial skeleton: a role for Tgfbr2 in the development of the intervertebral disc. BMC Dev. Biol. 10, 29 (2010).
  81. Spagnoli, A. et al. TGF-beta signaling is essential for joint morphogenesis. J. Cell Biol. 177, 1105-1117 (2007).
  82. Longobardi, L. et al. TGF- type II receptor/MCP-5 axis: at the crossroad between joint and growth plate development. Cancers 23, 71-81 (2012).
  83. Matsunobu, T. et al. Critical roles of the TGF-beta type I receptor ALK5 in perichondrial formation and function, cartilage integrity, and osteoblast differentiation during growth plate development. Dev. Biol. 332, 325-338 (2009).
  84. Sueyoshi, T., Yamamoto, K. & Akiyama, H. Conditional deletion of Tgfbr2 in hypertrophic chondrocytes delays terminal chondrocyte differentiation. Matrix Biol. 31, 352-359 (2012).
  85. Sanford, L. P. et al. TGFbeta2 knockout mice have multiple developmental defects that are non-overlapping with other TGFbeta knockout phenotypes. Development 124, 2659-2670 (1997).
  86. Proetzel, G. et al. Transforming growth factor-beta 3 is required for secondary palate fusion. Nat. Genet. 11, 409-414 (1995).
  87. Kaartinen, V. et al. Abnormal lung development and cleft palate in mice lacking TGF-beta 3 indicates defects of epithelial-mesenchymal interaction. Nat. Genet. 11, 415-421 (1995).
  88. Kulkarni, A. B. et al. Transforming growth factor beta 1 null mutation in mice causes excessive inflammatory response and early death. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90, 770-774 (1993).
  89. Wang, W., Song, B., Anbarchian, T., Shirazyan, A. & Sadik, J. E. Smad2 and Smad3 regulate chondrocyte proliferation and differentiation in the growth plate. PLOS Genet. 12, e1006352 (2016).
  90. Edwards, J. R. & Mundy, G. R. Advances in osteoclast biology: old findings and new insights from mouse models. Nat. Rev. Rheumatol. 7, 235-243 (2011).
  91. Long, F. Building strong bones: molecular regulation of the osteoblast lineage. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 13, 27-38 (2011).
  92. Chen, W. et al. deletion in mice recapitulates cleidocranial dysplasia and reveals multiple functions of required for skeletal development. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 111, 8482-8487 (2014).
  93. Wu, M. et al. Cbf governs osteoblast-adipocyte lineage commitment through enhancing -catenin signaling and suppressing adipogenesis gene expression. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 114, 10119-10124 (2017).
  94. Tang, C. Y. et al. Runx1 is a central regulator of osteogenesis for bone homeostasis by orchestrating BMP and WNT signaling pathways. PLoS Genet. 17, e1009233 (2021).
  95. Delgado-Calle, J. & Bellido, T. The osteocyte as a signaling cell. Physiol. Rev. 102, 379-410 (2022).
  96. Langdahl, B. L., Carstens, M., Stenkjaer, L. & Eriksen, E. F. Polymorphisms in the transforming growth factor beta 1 gene and osteoporosis. Bone 32, 297-310 (2003).
  97. Panach, L. et al. Comparative transcriptome analysis identifies CARM1 and DNMT3A as genes associated with osteoporosis. Sci. Rep. 10, 16298 (2020).
  98. Gregson, C. L. et al. Genome-wide association study of extreme high bone mass: Contribution of common genetic variation to extreme BMD phenotypes and potential novel BMD-associated genes. Bone 114, 62-71 (2018).
  99. Pei, Y. F. et al. Genome-wide association meta-analyses identified 1 q 43 and 2q32.2 for hip Ward’s triangle areal bone mineral density. Bone 91, 1-10 (2016).
  100. He, J. W., Yue, H., Hu, W. W., Hu, Y. Q. & Zhang, Z. L. Contribution of the sclerostin domain-containing protein 1 (SOSTDC1) gene to normal variation of peak bone mineral density in Chinese women and men. J. Bone Miner. Metab. 29, 571-581 (2011).
  101. Moffett, S. P. et al. Identification and association analysis of single nucleotide polymorphisms in the human noggin (NOG) gene and osteoporosis phenotypes. Bone 44, 999-1002 (2009).
  102. Wang, H. et al. Association of bone morphogenetic protein-2 gene polymorphisms with susceptibility to ossification of the posterior longitudinal ligament of the spine and its severity in Chinese patients. Eur. Spine J. 17, 956-964 (2008).
  103. Lin, G. T. et al. SNP combinations in chromosome-wide genes are associated with bone mineral density in Taiwanese women. Chin. J. Physiol. 51, 32-41 (2008).
  104. Medici, M. et al. BMP-2 gene polymorphisms and osteoporosis: the Rotterdam Study. J. Bone Miner. Res. 21, 845-854 (2006).
  105. Gregson, C. L. et al. A rare mutation in SMAD9 associated with high bone mass identifies the SMAD-dependent BMP signaling pathway as a potential anabolic target for osteoporosis. J. Bone Miner. Res. 35, 92-105 (2020).
  106. Kim, B. J. et al. Association of SMAD2 polymorphisms with bone mineral density in postmenopausal Korean women. Osteoporos. Int. 22, 2273-2282 (2011).
  107. Lowery, J. W. & Rosen, V. Bone morphogenetic protein-based therapeutic approaches. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 10, a022327 (2018).
  108. Begam, H., Nandi, S. K., Kundu, B. & Chanda, A. Strategies for delivering bone morphogenetic protein for bone healing. Mater. Sci. Eng. C Mater. Biol. Appl. 70, 856-869 (2017).
  109. Bharadwaz, A. & Jayasuriya, A. C. Osteogenic differentiation cues of the bone morphogenetic protein-9 (BMP-9) and its recent advances in bone tissue regeneration. Mater. Sci. Eng. C Mater. Biol. Appl. 120, 111748 (2021).
  110. Eiraku, N. et al. BMP9 directly induces rapid GSK3- phosphorylation in a Wntindependent manner through class I PI3K-Akt axis in osteoblasts. FASEB J. 33, 12124-12134 (2019).
  111. Tsuji, K. et al. BMP4 is dispensable for skeletogenesis and fracture-healing in the limb. J. Bone Joint Surg. Am. 90, 14-18 (2008).
  112. Tsuji, K. et al. BMP2 activity, although dispensable for bone formation, is required for the initiation of fracture healing. Nat. Genet. 38, 1424-1429 (2006).
  113. Hu, Y. Acvr1 deletion in osteoblasts impaired mandibular bone mass through compromised osteoblast differentiation and enhanced sRANKL-induced osteoclastogenesis. J. Cell. Physiol. 236, 4580-4591 (2021).
  114. Yang, C., Yang, L., Wan, M. & Cao, X. Generation of a mouse model with expression of bone morphogenetic protein type II receptor lacking the cytoplasmic domain in osteoblasts. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1192, 286-291 (2010).
  115. Gamer, L. W., Cox, K., Carlo, J. M. & Rosen, V. Overexpression of BMP3 in the developing skeleton alters endochondral bone formation resulting in spontaneous rib fractures. Dev. Dyn. 238, 2374-2381 (2009).
  116. Greenblatt, M. B. et al. The p38 MAPK pathway is essential for skeletogenesis and bone homeostasis in mice. J. Clin. Invest. 120, 2457-2473 (2010).
  117. Thouverey, C. & Caverzasio, J. The p38a MAPK positively regulates osteoblast function and postnatal bone acquisition. Cell Mol. Life Sci. 69, 3115-3125 (2012).
  118. Salazar, V. S. et al. Embryonic ablation of osteoblast Smad4 interrupts matrix synthesis in response to canonical Wnt signaling and causes an osteogenesis-imperfecta-like phenotype. J. Cell Sci. 126, 4974-4984 (2013).
  119. Salazar, V. S. et al. Postnatal ablation of osteoblast Smad4 enhances proliferative responses to canonical Wnt signaling through interactions with -catenin. J. Cell Mol. Med. 126, 5598-5609 (2013).
  120. Zhang, J. et al. The inhibition effects of insulin on BMP2-induced muscle heterotopic ossification. Biomaterials 35, 9322-9331 (2014).
  121. Agarwal, S. et al. Strategic targeting of multiple BMP receptors prevents traumainduced heterotopic ossification. Mol. Ther. 25, 1974-1987 (2017).
  122. van Dinther, M. et al. ALK2 R206H mutation linked to fibrodysplasia ossificans progressiva confers constitutive activity to the BMP type I receptor and sensitizes mesenchymal cells to BMP-induced osteoblast differentiation and bone formation. J. Bone Miner. Res. 25, 1208-1215 (2010).
  123. Fukuda, T. et al. A unique mutation of ALK2, G356D, found in a patient with fibrodysplasia ossificans progressiva is a moderately activated BMP type I receptor. Biochem. Biophys. Res. Commun. 377, 905-909 (2008).
  124. Hatsell, S. J. et al. ACVR1R206H receptor mutation causes fibrodysplasia ossificans progressiva by imparting responsiveness to activin A. Sci. Transl. Med. 7, 303ra137 (2015).
  125. Hino, K. et al. Neofunction of ACVR1 in fibrodysplasia ossificans progressiva. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 112, 15438-15443 (2015).
  126. Billings, P. C. et al. Dysregulated BMP signaling and enhanced osteogenic differentiation of connective tissue progenitor cells from patients with fibrodysplasia ossificans progressiva (FOP). J. Bone Miner. Res. 23, 305-313 (2008).
  127. Yu, P. B. et al. BMP type I receptor inhibition reduces heterotopic [corrected] ossification. Nat. Med. 14, 1363-1369 (2008).
  128. Lees-Shepard, J. B. et al. Activin-dependent signaling in fibro/adipogenic progenitors causes fibrodysplasia ossificans progressiva. Nat. Commun. 9, 471 (2018).
  129. Chakkalakal, S. A. et al. An Acvr1 R206H knock-in mouse has fibrodysplasia ossificans progressiva. J. Bone Miner. Res. 27, 1746-1756 (2012).
  130. Fukuda, T. et al. Generation of a mouse with conditionally activated signaling through the BMP receptor, ALK2. Genesis 44, 159-167 (2016).
  131. Lodberg, A. Principles of the activin receptor signaling pathway and its inhibition. Cytokine Growth Factor Rev. 60, 1-17 (2021).
  132. Shimono, K. et al. Potent inhibition of heterotopic ossification by nuclear retinoic acid receptor- agonists. Nat. Med. 17, 454-460 (2011).
  133. Pignolo, R. J. et al. Reduction of new heterotopic ossification (HO) in the openlabel, phase 3 MOVE trial of palovarotene for fibrodysplasia ossificans progressiva (FOP). J. Bone Miner. Res. 38, 381-394 (2023).
  134. Meng, X., Wang, H. & Hao, J. Recent progress in drug development for fibrodysplasia ossificans progressiva. Mol. Cell. Biochem. 477, 2327-2334 (2022).
  135. Williams, E. et al. Saracatinib is an efficacious clinical candidate for fibrodysplasia ossificans progressiva. JCI Insight 6, e95042 (2021).
  136. Wang, Q. et al. Bone morphogenetic protein 2 activates Smad6 gene transcription through bone-specific transcription factor Runx2. J. Biol. Chem. 282, 10742-10748 (2007).
  137. Jeon, E. J. et al. Bone morphogenetic protein-2 stimulates Runx2 acetylation. J. Biol. Chem. 281, 16502-16511 (2006).
  138. Jun, J. H. et al. BMP2-activated Erk/MAP kinase stabilizes Runx2 by increasing p300 levels and histone acetyltransferase activity. J. Biol. Chem. 285, 36410-36419 (2010).
  139. Rodríguez-Carballo, E. et al. Conserved regulatory motifs in osteogenic gene promoters integrate cooperative effects of canonical Wnt and BMP pathways. J. Bone Miner. Res. 26, 718-729 (2011).
  140. Pawaputanon Na Mahasarakham, C. et al. BMP-2 enhances Lgr4 gene expression in osteoblastic cells. J. Cell. Physiol. 231, 887-895 (2016).
  141. Ko, F. C. et al. Acute phosphate restriction impairs bone formation and increases marrow adipose tissue in growing mice. J. Bone Miner. Res. 31, 2204-2214 (2016).
  142. Yang, G. et al. BMP-2 induction of Dlx3 expression is mediated by p38/ Smad5 signaling pathway in osteoblastic MC3T3-E1 cells. J. Cell. Physiol. 229, 943-954 (2014).
  143. Hopkins, A., Mirzayans, F. & Berry, F. Foxc1 expression in early osteogenic differentiation is regulated by BMP4-SMAD activity. J. Cell. Biochem. 117, 1707-1717 (2016).
  144. Ramazzotti, G. et al. BMP-2 induced expression of PLC that is a positive regulator of osteoblast differentiation. J. Cell. Physiol. 231, 623-629 (2016).
  145. Guo, Y. et al. BMP-IHH-mediated interplay between mesenchymal stem cells and osteoclasts supports calvarial bone homeostasis and repair. Bone Res. 6, 30 (2018).
  146. Liu, Z. et al. Molecules mimicking Smad1 interacting with Hox stimulate bone formation. J. Biol. Chem. 279, 11313-11319 (2004).
  147. Lim, J. et al. Dual function of Bmpr1a signaling in restricting preosteoblast proliferation and stimulating osteoblast activity in mouse. Development 143, 339-347 (2016).
  148. Zhang, H. et al. Loss of BMP signaling mediated by BMPR1A in osteoblasts leads to differential bone phenotypes in mice depending on anatomical location of the bones. Bone 137, 115402 (2020).
  149. Zhang, Y. et al. Loss of BMP signaling through BMPR1A in osteoblasts leads to greater collagen cross-link maturation and material-level mechanical properties in mouse femoral trabecular compartments. Bone 88, 74-84 (2016).
  150. Kamiya, N. et al. Wnt inhibitors Dkk1 and Sost are downstream targets of BMP signaling through the type IA receptor (BMPRIA) in osteoblasts. J. Bone Miner. Res. 25, 200-210 (2010).
  151. Liu, Z., Tang, Y., Qiu, T., Cao, X. & Clemens, T. L. A dishevelled-1/Smad1 interaction couples WNT and bone morphogenetic protein signaling pathways in uncommitted bone marrow stromal cells. J. Biol. Chem. 281, 17156-17163 (2006).
  152. Tang, Y. et al. TGF-beta1-induced migration of bone mesenchymal stem cells couples bone resorption with formation. Nat. Med. 15, 757-765 (2009).
  153. Seo, H. S. & Serra, R. Tgfbr2 is required for development of the skull vault. Dev. Biol. 334, 481-490 (2009).
  154. Peters, S. B., Wang, Y. & Serra, R. Tgfbr2 is required in osterix expressing cells for postnatal skeletal development. Bone 97, 54-64 (2017).
  155. Corps, K., Stanwick, M., Rectenwald, J., Kruggel, A. & Peters, S. B. Skeletal deformities in Osterix-Cre;Tgfbr2(f/f) mice may cause postnatal death. Genes 12, 975 (2021).
  156. Borton, A. J., Frederick, J. P., Datto, M. B., Wang, X. F. & Weinstein, R. S. The loss of Smad3 results in a lower rate of bone formation and osteopenia through dysregulation of osteoblast differentiation and apoptosis. J. Bone Miner. Res. 16, 1754-1764 (2001).
  157. Wang, Y., Cox, M. K., Coricor, G., MacDougall, M. & Serra, R. Inactivation of Tgfbr2 in Osterix-Cre expressing dental mesenchyme disrupts molar root formation. Dev. Biol. 382, 27-37 (2013).
  158. Kinoshita, A. et al. Domain-specific mutations in TGFB1 result in CamuratiEngelmann disease. Nat. Genet. 26, 19-20 (2000).
  159. Velchev, J. D., Verstraeten, A. & Loeys, B. Hide and seek: Somatic SMAD3 mutations in melorheostosis. J. Exp. Med. 217, e20200185 (2020).
  160. Kang, H. et al. Somatic SMAD3-activating mutations cause melorheostosis by up-regulating the TGF- SMAD. Pathway. J. Exp. Med. 217, e20191499 (2020).
  161. Kang, H. et al. Somatic activating mutations in MAP2K1 cause melorheostosis. Nat. Commun. 9, 1390 (2018).
  162. Nesti, L. J. et al. TGF-beta1-stimulated osteoblasts require intracellular calcium signaling for enhanced alpha5 integrin expression. Ann. N. Y. Acad. Sci. 961, 178-182 (2002).
  163. Arnott, J. A. et al. Molecular requirements for induction of CTGF expression by TGF-beta1 in primary osteoblasts. Bone 42, 871-885 (2008).
  164. Li, J. et al. Smad2 overexpression enhances Smad4 gene expression and suppresses CBFA1 gene expression in osteoblastic osteosarcoma ROS17/2.8 cells and primary rat calvaria cells. J. Biol. Chem. 273, 31009-31015 (1998).
  165. Lin, H. T. et al. Dynamic expression of SMAD3 is critical in osteoblast differentiation of PDMCs. Int. J. Mol. Med. 43, 1085-1093 (2019).
  166. Kang, J. S., Alliston, T., Delston, R. & Derynck, R. Repression of Runx2 function by TGF-beta through recruitment of class II histone deacetylases by Smad3. EMBO J. 24, 2543-2555 (2005).
  167. Hjelmeland, A. B., Schilling, S. H., Guo, X., Quarles, D. & Wang, X. F. Loss of Smad3-mediated negative regulation of Runx2 activity leads to an alteration in cell fate determination. Mol. Cell. Biol. 25, 9460-9468 (2005).
  168. Lian, N. et al. Transforming growth factor suppresses osteoblast differentiation via the vimentin activating transcription factor 4 (ATF4) axis. J. Biol. Chem. 287, 35975-35984 (2012).
  169. Ehnert, S. et al. TGF- impairs mechanosensation of human osteoblasts via HDAC6-mediated shortening and distortion of primary cilia. J. Mol. Med. 95, 653-663 (2017).
  170. Nam, B. & Park, H. TGF suppressed matrix mineralization of osteoblasts differentiation by regulating SMURF1-C/EBP -DKK1 axis. Int. J. Mol. Sci. 21, 9771 (2020).
  171. Ochiai, H. et al. Inhibition of insulin-like growth factor-1 (IGF-1) expression by prolonged transforming growth factor- (TGF- ) administration suppresses osteoblast differentiation. J. Biol. Chem. 287, 22654-22661 (2012).
  172. Qiu, T. et al. TGF-beta type II receptor phosphorylates PTH receptor to integrate bone remodelling signalling. Nat. Cell Biol. 12, 224-234 (2010).
  173. Kwok, S., Qin, L., Partridge, N. C. & Selvamurugan, N. Parathyroid hormone stimulation and PKA signaling of latent transforming growth factor-beta binding protein-1 (LTBP-1) mRNA expression in osteoblastic cells. J. Cell. Biochem. 95, 1002-1011 (2005).
  174. Sowa, H. et al. Parathyroid hormone-Smad3 axis exerts anti-apoptotic action and augments anabolic action of transforming growth factor beta in osteoblasts. J. Biol. Chem. 278, 52240-52252 (2003).
  175. Kamiya, N. et al. Disruption of BMP signaling in osteoblasts through type IA receptor (BMPRIA) increases bone mass. J. Bone Miner. Res. 23, 2007-2017 (2008).
  176. Kamiya, N. et al. Targeted disruption of BMP signaling through type IA receptor (BMPR1A) in osteocyte suppresses SOST and RANKL, leading to dramatic increase in bone mass, bone mineral density and mechanical strength. Bone 91, 53-63 (2016).
  177. Tan, X. et al. Smad4 is required for maintaining normal murine postnatal bone homeostasis. J. Cell Sci. 120, 2162-2170 (2007).
  178. Moon, Y. J. et al. Smad4 controls bone homeostasis through regulation of osteoblast/osteocyte viability. Exp. Mol. Med. 48, e256 (2016).
  179. Wu, H. et al. Inhibitory effects of combined bone morphogenetic protein 2, vascular endothelial growth factor, and basic fibroblast growth factor on osteoclast differentiation and activity. Tissue Eng. Part A 27, 1387-1398 (2021).
  180. Tasca, A. et al. Smad1/5 and Smad4 expression are important for osteoclast differentiation. J. Cell. Biochem. 116, 1350-1360 (2015).
  181. Miao, X. et al. Bone morphogenetic protein-2 promotes osteoclasts-mediated osteolysis via Smad1 and p65 signaling pathways. Spine 46, E234-E242 (2021).
  182. Omi, M., Kaartinen, V. & Mishina, Y. Activin A receptor type 1-mediated BMP signaling regulates RANKL-induced osteoclastogenesis via canonical SMADsignaling pathway. J. Biol. Chem. 294, 17818-17836 (2019).
  183. Okamoto, M. et al. Conditional deletion of Bmpr1a in differentiated osteoclasts increases osteoblastic bone formation, increasing volume of remodeling bone in mice. J. Bone Miner. Res. 26, 2511-2522 (2011).
  184. Crane, J. L. & Cao, X. Bone marrow mesenchymal stem cells and TGF- signaling in bone remodeling. J. Clin. Invest. 124, 466-472 (2014).
  185. Karsdal, M. A. et al. Transforming growth factor-beta controls human osteoclastogenesis through the p38 MAPK and regulation of RANK expression. J. Biol. Chem. 278, 44975-44987 (2003).
  186. Morita, M. et al. Smad4 is required to inhibit osteoclastogenesis and maintain bone mass. Sci. Rep. 6, 35221 (2016).
  187. Pan, W. et al. SIS3 suppresses osteoclastogenesis and ameliorates bone loss in ovariectomized mice by modulating Nox4-dependent reactive oxygen species. Biochem. Pharmacol. 195, 114846 (2022).
  188. Houde, N., Chamoux, E., Bisson, M. & Roux, S. Transforming growth factor-beta1 (TGF-beta1) induces human osteoclast apoptosis by up-regulating Bim. J. Biol. Chem. 284, 23397-23404 (2009).
  189. Quinn, J. M. et al. Transforming growth factor beta affects osteoclast differentiation via direct and indirect actions. J. Bone Miner. Res. 16, 1787-1794 (2001).
  190. Dole, N. S. et al. Osteocyte-intrinsic TGF- signaling regulates bone quality through perilacunar/canalicular remodeling. Cell Rep. 21, 2585-2596 (2017).
  191. Dole, N. S., Yee, C. S., Mazur, C. M., Acevedo, C. & Alliston, T. TGF regulation of perilacunar/canalicular remodeling is sexually dimorphic. J. Bone Miner. Res. 35, 1549-1561 (2020).
  192. Schurman, C. A., Verbruggen, S. W. & Alliston, T. Disrupted osteocyte connectivity and pericellular fluid flow in bone with aging and defective TGF- signaling. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 118, e2023999118 (2021).
  193. Liu, W. et al. TGF- facilitates cell-cell communication in osteocytes via con-nexin43- and pannexin1-dependent gap junctions. Cell Death Discov. 5, 141 (2019).
  194. Jähn, K. et al. Phenotype and viability of MLO-Y4 cells is maintained by in a serum-dependent manner within a 3D-co-culture with MG-63 cells. Int. J. Mol. Sci. 19, 1932 (2018).
  195. Bailey, K. N. et al. Mechanosensitive control of articular cartilage and subchondral bone homeostasis in mice requires osteocytic transforming growth factor signaling. Arthritis Rheumatol. 73, 414-425 (2021).
  196. Grol, M. W. & Lee, B. H. Gene therapy for repair and regeneration of bone and cartilage. Curr. Opin. Pharmacol. 40, 59-66 (2018).
  197. Patil, A. S., Sable, R. B. & Kothari, R. M. An update on transforming growth factor (TGF- ): sources, types, functions and clinical applicability for cartilage/bone healing. J. Cell. Physiol. 226, 3094-3103 (2011).
  198. He, Y. et al. Reduction of Smad2 caused by oxidative stress leads to necrotic death of hypertrophic chondrocytes associated with an endemic osteoarthritis. Rheumatology 61, 440-451 (2021).
  199. Li, T. F. et al. Smad3-deficient chondrocytes have enhanced BMP signaling and accelerated differentiation. J. Bone Miner. Res. 21, 4-16 (2006).
  200. Motaung, S. C. K. M., Di Cesare, P. E. & Hari Reddi, A. Differential response of cartilage oligomeric matrix protein (COMP) to morphogens of bone morphogenetic protein/transforming growth factor- family in the surface, middle and deep zones of articular cartilage. J. Tissue Eng. Regen. Med. 5, e87-e96 (2011).
  201. Niikura, T. & Reddi, A. H. Differential regulation of lubricin/superficial zone protein by transforming growth factor bone morphogenetic protein superfamily members in articular chondrocytes and synoviocytes. Arthritis Rheum. 56, 2312-2321 (2007).
  202. Malemud, C. J., Killeen, W., Hering, T. M. & Purchio, A. F. Enhanced sulfatedproteoglycan core protein synthesis by incubation of rabbit chondrocytes with recombinant transforming growth factor- . J. Cell. Physiol. 149, 152-159 (1991).
  203. Takahashi, N. et al. Elucidation of IL-1/TGF- interactions in mouse chondrocyte cell line by genome-wide gene expression. Osteoarthritis Cartilage 13, 426-438 (2005).
  204. Wiegertjes, R. et al. TGF- dampens IL- 6 signaling in articular chondrocytes by decreasing IL-6 receptor expression. Osteoarthritis Cartilage 27, 1197-1207 (2019).
  205. Cherian, J. J. et al. Preliminary results of a phase II randomized study to determine the efficacy and safety of genetically engineered allogeneic human chondrocytes expressing TGF- in patients with grade 3 chronic degenerative joint disease of the knee. Osteoarthritis Cartilage 23, 2109-2118 (2015).
  206. Ramaswamy, G., Sohn, P., Eberhardt, A. & Serra, R. Altered responsiveness to TGF- results in reduced Papss2 expression and alterations in the biomechanical properties of mouse articular cartilage. Arthritis Res. Ther. 14, R49 (2012).
  207. van Caam, A. et al. TGF -induced SMAD2 and SMAD1/5 phosphorylation are both ALK5-kinase-dependent in primary chondrocytes and mediated by TAK1 kinase activity. Arthritis Res. Ther. 19, 112 (2017).
  208. Wang, Q. & Tan, Q. Postnatal deletion of Alk5 gene in meniscal cartilage accelerates age-dependent meniscal degeneration in mice. J. Cell. Physiol. 234, 595-605 (2018).
  209. Shen, J. et al. Deletion of the transforming growth factor receptor type II gene in articular chondrocytes leads to a progressive osteoarthritis-like phenotype in mice. Arthritis Rheum. 65, 3107-3119 (2013).
  210. Namdari, S., Wei, L., Moore, D. & Chen, Q. Reduced limb length and worsened osteoarthritis in adult mice after genetic inhibition of p38 MAP kinase activity in cartilage. Arthritis Rheum. 58, 3520-3529 (2008).
  211. Frazier, K. et al. Inhibition of ALK5 signaling induces physeal dysplasia in rats. Toxicol. Pathol. 35, 284-295 (2007).
  212. Prasadam, I. et al. Inhibition of p38 pathway leads to OA-like changes in a rat animal model. Rheumatology 51, 813-823 (2012).
  213. Wang, C., Shen, J., Ying, J., Xiao, D. & O’Keefe, R. J. FoxO1 is a crucial mediator of TGF- TAK1 signaling and protects against osteoarthritis by maintaining articular cartilage homeostasis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 117, 30488-30497 (2020).
  214. Mori, H., Izawa, T. & Tanaka, E. Smad3 deficiency leads to mandibular condyle degradation via the sphingosine 1-phosphate (S1P)/S1P3 signaling axis. Am. J. Pathol. 185, 2742-2756 (2015).
  215. Wang, H., Zhang, J., Sun, Q. & Yang, X. Altered gene expression in articular chondrocytes of Smad3(ex8/ex8) mice, revealed by gene profiling using microarrays. J. Genet. Genomics 34, 698-708 (2007).
  216. Zhang, Y. et al. Runx1 is a key regulator of articular cartilage homeostasis by orchestrating YAP, TGF , and Wnt signaling in articular cartilage formation and osteoarthritis. Bone Res. 10, 63 (2022).
  217. Ueland, T. et al. Increased serum and bone matrix levels of transforming growth factor {beta}1 in patients with GH deficiency in response to GH treatment. Eur. J. Endocrinol. 165, 393-400 (2011).
  218. Pombo-Suarez, M., Castaño-Oreja, M. T., Calaza, M., Gomez-Reino, J. & Gonzalez, A. Differential upregulation of the three transforming growth factor beta isoforms in human osteoarthritic cartilage. Ann. Rheum. Dis. 68, 568-571 (2009).
  219. Blaney Davidson, E. N., Vitters, E. L., van der Kraan, P. M. & van den Berg, W. B. Expression of transforming growth factor-beta (TGFbeta) and the TGFbeta signalling molecule SMAD-2P in spontaneous and instability-induced osteoarthritis: role in cartilage degradation, chondrogenesis and osteophyte formation. Ann. Rheum. Dis. 65, 1414-1421 (2006).
  220. François, R. J., Neure, L., Sieper, J. & Braun, J. Immunohistological examination of open sacroiliac biopsies of patients with ankylosing spondylitis: detection of tumour necrosis factor alpha in two patients with early disease and transforming growth factor beta in three more advanced cases. Ann. Rheum. Dis. 65, 713-720 (2006).
  221. Zhen, G. et al. Inhibition of TGF- signaling in mesenchymal stem cells of subchondral bone attenuates osteoarthritis. Nat. Med. 19, 704-712 (2013).
  222. Zheng, L. et al. Aberrant activation of latent transforming growth factor- initiates the onset of temporomandibular joint osteoarthritis. Bone Res. 6, 26 (2018).
  223. Blaney Davidson, E. N. et al. Increase in ALK1/ALK5 ratio as a cause for elevated MMP-13 expression in osteoarthritis in humans and mice. J. Immunol. 182, 7937-7945 (2009).
  224. Occhetta, P. et al. Developmentally inspired programming of adult human mesenchymal stromal cells toward stable chondrogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 115, 4625-4630 (2018).
  225. Janssens, K., ten Dijke, P., Janssens, S. & Van Hul, W. Transforming growth factor to the bone. Endocr. Rev. 26, 743-774 (2005).
  226. Dabovic, B. et al. Osteopetrosis-like phenotype in latent TGF-beta binding protein 3 deficient mice. Bone 37, 25-31 (2005).
  227. Dabovic, B. et al. Bone defects in latent TGF-beta binding protein (Ltbp)-3 null mice; a role for Ltbp in TGF-beta presentation. J. Endocrinol. 175, 129-141 (2002).
  228. Koli, K., Ryynänen, M. J. & Keski-Oja, J. Latent TGF-beta binding proteins (LTBPs)1 and -3 coordinate proliferation and osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells. Bone 43, 679-688 (2008).
  229. Kitahama, S. et al. Expression of fibrillins and other microfibril-associated proteins in human bone and osteoblast-like cells. Bone 27, 61-67 (2000).
  230. Putnam, E. A., Zhang, H., Ramirez, F. & Milewicz, D. M. Fibrillin-2 (FBN2) mutations result in the Marfan-like disorder, congenital contractural arachnodactyly. Nat. Genet. 11, 456-458 (1995).
  231. Nistala, H. et al. Fibrillin-1 and -2 differentially modulate endogenous TGF- and BMP bioavailability during bone formation. J. Cell Biol. 190, 1107-1121 (2010).
  232. Nistala, H., Lee-Arteaga, S., Smaldone, S., Siciliano, G. & Ramirez, F. Extracellular microfibrils control osteoblast-supported osteoclastogenesis by restricting TGF{beta} stimulation of RANKL production. J. Biol. Chem. 285, 34126-34133 (2010).
  233. Craft, C. S. et al. Oophorectomy-induced bone loss is attenuated in MAGP1deficient mice. J. Cell. Biochem. 113, 93-99 (2012).
  234. Craft, C. S. et al. Microfibril-associated glycoprotein-1, an extracellular matrix regulator of bone remodeling. J. Biol. Chem. 285, 23858-23867 (2010).
  235. Marini, J. C. et al. Osteogenesis imperfecta. Nat. Rev. Dis. Primers 3, 17052 (2017).
  236. Zieba, J. et al. Fracture healing in collagen-related preclinical models of osteogenesis imperfecta. J. Bone Miner. Res. 35, 1132-1148 (2020).
  237. Grafe, I. et al. Excessive transforming growth factor- signaling is a common mechanism in osteogenesis imperfecta. Nat. Med. 20, 670-675 (2014).
  238. Pacifici, M. The pathogenic roles of heparan sulfate deficiency in hereditary multiple exostoses. Matrix Biol. 71-72, 28-39 (2018).
  239. Kawashima, K. et al. Heparan sulfate deficiency leads to hypertrophic chondrocytes by increasing bone morphogenetic protein signaling. Osteoarthritis Cartilage 28, 1459-1470 (2020).
  240. Inubushi, T., Nozawa, S., Matsumoto, K., Irie, F. & Yamaguchi, Y. Aberrant perichondrial BMP signaling mediates multiple osteochondromagenesis in mice. JCI Insight 2, e90049 (2017).
  241. Inubushi, T., Lemire, I., Irie, F. & Yamaguchi, Y. Palovarotene inhibits osteochondroma formation in a mouse model of multiple hereditary exostoses. J. Bone Miner. Res. 33, 658-666 (2018).
  242. Tang, X. et al. Connective tissue growth factor contributes to joint homeostasis and osteoarthritis severity by controlling the matrix sequestration and activation of latent TGF . Ann. Rheum. Dis. 77, 1372-1380 (2018).
  243. Le Goff, C. et al. ADAMTSL2 mutations in geleophysic dysplasia demonstrate a role for ADAMTS-like proteins in TGF-beta bioavailability regulation. Nat. Genet. 40, 1119-1123 (2008).
  244. Delhon, L. et al. Impairment of chondrogenesis and microfibrillar network in Adamtsl2 deficiency. FASEB J. 33, 2707-2718 (2019).
  245. Morales, J. et al. Homozygous mutations in ADAMTS10 and ADAMTS17 cause lenticular myopia, ectopia lentis, glaucoma, spherophakia, and short stature. Am. J. Hum. Genet. 85, 558-568 (2009).
  246. Oichi, T. et al. Adamts17 is involved in skeletogenesis through modulation of BMP-Smad1/5/8 pathway. Cell Mol. Life Sci. 76, 4795-4809 (2019).
  247. Groppe, J. et al. Structural basis of BMP signaling inhibition by Noggin, a novel twelve-membered cystine knot protein. J. Bone Joint Surg. Am. 85-A, 52-58 (2003).
  248. Pregizer, S. K. & Mortlock, D. P. Dynamics and cellular localization of Bmp2, Bmp4, and Noggin transcription in the postnatal mouse skeleton. J. Bone Miner. Res. 30, 64-70 (2015).
  249. Yoshimura, Y. et al. Colocalization of noggin and bone morphogenetic protein-4 during fracture healing. J. Bone Miner. Res. 16, 876-884 (2001).
  250. Wu, X. B. et al. Impaired osteoblastic differentiation, reduced bone formation, and severe osteoporosis in noggin-overexpressing mice. J. Clin. Invest. 112, 924-934 (2003).
  251. Iwata, T. et al. Noggin blocks osteoinductive activity of porcine enamel extracts. J. Dent. Res. 81, 387-391 (2002).
  252. Wan, D. C. et al. Noggin suppression enhances in vitro osteogenesis and accelerates in vivo bone formation. J. Biol. Chem. 282, 26450-26459 (2007).
  253. Devlin, R. D. et al. Skeletal overexpression of noggin results in osteopenia and reduced bone formation. Endocrinology 144, 1972-1978 (2003).
  254. Canalis, E., Brunet, L. J., Parker, K. & Zanotti, S. Conditional inactivation of noggin in the postnatal skeleton causes osteopenia. Endocrinology 153, 1616-1626 (2012).
  255. Xie, Z. et al. Imbalance between bone morphogenetic protein 2 and noggin induces abnormal osteogenic differentiation of mesenchymal stem cells in ankylosing spondylitis. Arthritis Rheumatol. 68, 430-440 (2016).
  256. Warren, S. M., Brunet, L. J., Harland, R. M., Economides, A. N. & Longaker, M. T. The BMP antagonist noggin regulates cranial suture fusion. Nature 422, 625-629 (2003).
  257. Nolan, K. et al. Structure of Gremlin-2 in complex with GDF5 gives insight into DAN-family-mediated BMP antagonism. Cell Rep. 16, 2077-2086 (2016).
  258. Gazzerro, E. et al. Conditional deletion of gremlin causes a transient increase in bone formation and bone mass. J. Biol. Chem. 282, 31549-31557 (2007).
  259. Gazzerro, E. et al. Skeletal overexpression of gremlin impairs bone formation and causes osteopenia. Endocrinology 146, 655-665 (2005).
  260. Worthley, D. L. et al. Gremlin 1 identifies a skeletal stem cell with bone, cartilage, and reticular stromal potential. Cell 160, 269-284 (2015).
  261. Eijken, M. et al. The activin A-follistatin system: potent regulator of human extracellular matrix mineralization. FASEB J. 21, 2949-2960 (2007).
  262. Suh, J. et al. GDF11 promotes osteogenesis as opposed to MSTN, and follistatin, a MSTN/GDF11 inhibitor, increases muscle mass but weakens bone. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 117, 4910-4920 (2020).
  263. Abe, Y., Abe, T., Aida, Y., Hara, Y. & Maeda, K. Follistatin restricts bone morphogenetic protein (BMP)-2 action on the differentiation of osteoblasts in fetal rat mandibular cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 19, 1302-1307 (2004).
  264. Zhang, D. et al. A role for the BMP antagonist chordin in endochondral ossification. J. Bone Miner. Res. 17, 293-300 (2002).
  265. Petryk, A. et al. Twisted gastrulation and chordin inhibit differentiation and mineralization in MC3T3-E1 osteoblast-like cells. Bone 36, 617-626 (2005).
  266. Cook, L. M. et al. Betaglycan drives the mesenchymal stromal cell osteogenic program and prostate cancer-induced osteogenesis. Oncogene 38, 6959-6969 (2019).
  267. Hill, C. R., Jacobs, B. H., Brown, C. B., Barnett, J. V. & Goudy, S. L. Type III transforming growth factor beta receptor regulates vascular and osteoblast development during palatogenesis. Dev. Dyn. 244, 122-133 (2015).
  268. Verlinden, L. et al. Nrp2 deficiency leads to trabecular bone loss and is accompanied by enhanced osteoclast and reduced osteoblast numbers. Bone 55, 465-475 (2013).
  269. Ishibashi, O. et al. Endoglin is involved in BMP-2-induced osteogenic differentiation of periodontal ligament cells through a pathway independent of Smad-1/5/8 phosphorylation. J. Cell. Physiol. 222, 465-473 (2010).
  270. Lawera, A. et al. Role of soluble endoglin in BMP9 signaling. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 116, 17800-17808 (2019).
  271. Finnson, K. W. et al. Endoglin differentially regulates TGF- -induced Smad and Smad1/5 signalling and its expression correlates with extracellular matrix production and cellular differentiation state in human chondrocytes. Osteoarthritis Cartilage 18, 1518-1527 (2010).
  272. Parker, W. L., Goldring, M. B. & Philip, A. Endoglin is expressed on human chondrocytes and forms a heteromeric complex with betaglycan in a ligand and
    type II TGFbeta receptor independent manner. J. Bone Miner. Res. 18, 289-302 (2003).
  273. Alzahrani, A. et al. Endoglin haploinsufficiency is associated with differential regulation of extracellular matrix production during skin fibrosis and cartilage repair in mice. J. Cell Commun. Signal. 12, 379-388 (2018).
  274. Bianchi, V. J., Parsons, M., Backstein, D. & Kandel, R. A. Endoglin level is critical for cartilage tissue formation in vitro by passaged human chondrocytes. Tissue Eng. Part A 27, 1140-1150 (2021).
  275. Hagihara, M. et al. Neogenin, a receptor for bone morphogenetic proteins. J. Biol. Chem. 286, 5157-5165 (2011).
  276. Zhou, Z. et al. Neogenin regulation of BMP-induced canonical Smad signaling and endochondral bone formation. Dev. Cell 19, 90-102 (2010).
  277. Miyazawa, K. & Miyazono, K. Regulation of TGF- family signaling by inhibitory Smads. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 9, a022095 (2017).
  278. Timberlake, A. T. et al. Two locus inheritance of non-syndromic midline craniosynostosis via rare SMAD6 and common BMP2 alleles. Elife 5, e20125 (2016).
  279. Horiki, M. et al. Smad6/Smurf1 overexpression in cartilage delays chondrocyte hypertrophy and causes dwarfism with osteopenia. J. Cell Biol. 165, 433-445 (2004).
  280. Estrada, K. D., Retting, K. N., Chin, A. M. & Lyons, K. M. Smad6 is essential to limit BMP signaling during cartilage development. J. Bone Miner. Res. 26, 2498-2510 (2011).
  281. Shen, R. et al. Smad6 interacts with Runx2 and mediates Smad ubiquitin regulatory factor 1-induced Runx2 degradation. J. Biol. Chem. 281, 3569-3576 (2006).
  282. Li, N. et al. Partial loss of Smad7 function impairs bone remodeling, osteogenesis and enhances osteoclastogenesis in mice. Bone 67, 46-55 (2014).
  283. Iwai, T., Murai, J., Yoshikawa, H. & Tsumaki, N. Smad7 inhibits chondrocyte differentiation at multiple steps during endochondral bone formation and down-regulates p38 MAPK pathways. J. Biol. Chem. 283, 27154-27164 (2008).
  284. Zhao, M., Qiao, M., Oyajobi, B. O., Mundy, G. R. & Chen, D. E3 ubiquitin ligase Smurf1 mediates core-binding factor alpha1/Runx2 degradation and plays a specific role in osteoblast differentiation. J. Biol. Chem. 278, 27939-27944 (2003).
  285. Zhao, M. et al. Smurf1 inhibits osteoblast differentiation and bone formation in vitro and in vivo. Int. J. Mol. Sci. 279, 12854-12859 (2004).
  286. Yamashita, M. et al. Ubiquitin ligase Smurf1 controls osteoblast activity and bone homeostasis by targeting MEKK2 for degradation. Cell 121, 101-113 (2005).
  287. Sapkota, G. et al. signaling through integrated inputs into the Smad1 linker. Mol. Cell 25, 441-454 (2007).
  288. Liang, C. et al. Inhibition of osteoblastic Smurf1 promotes bone formation in mouse models of distinctive age-related osteoporosis. Nat. Commun. 9, 3428 (2018).
  289. Liu, J. et al. Increased PLEKHO1 within osteoblasts suppresses Smad-dependent BMP signaling to inhibit bone formation during aging. Aging Cell 16, 360-376 (2017).
  290. Wu, Q. et al. Regulation of embryonic endochondral ossification by Smurf2. J. Orthop. Res. 26, 704-712 (2008).
  291. Wu, Q. et al. Induction of an osteoarthritis-like phenotype and degradation of phosphorylated Smad3 by Smurf2 in transgenic mice. Arthritis Rheum. 58, 3132-3144 (2008).
  292. Wu, Q. & Huang, J. H. Ectopic expression of Smurf2 and acceleration of agerelated intervertebral disc degeneration in a mouse model. J. Neurosurg. Spine 27, 116-126 (2017).
  293. Huang, H., Veien, E. S., Zhang, H., Ayers, D. C. & Song, J. Skeletal characterization of Smurf2-deficient mice and in vitro analysis of Smurf2-deficient chondrocytes. PLoS One 11, e0148088 (2016).
  294. Kushioka, J. & Kaito, T. A novel negative regulatory mechanism of Smurf2 in BMP/Smad signaling in bone. Bone Res. 8, 41 (2020).
  295. Tang, L. Y. et al. Ablation of Smurf2 reveals an inhibition in TGF- signalling through multiple mono-ubiquitination of Smad3. EMBO J. 30, 4777-4789 (2011).
  296. Xu, Z. et al. SMURF2 regulates bone homeostasis by disrupting SMAD3 interaction with vitamin D receptor in osteoblasts. Nat. Commun. 8, 14570 (2017).
  297. Kim, B. G., Lee, J. H., Yasuda, J., Ryoo, H. M. & Cho, J. Y. Phospho-Smad1 modulation by nedd4 E3 ligase in BMP/TGF- signaling. J. Bone Miner. Res. 26, 1411-1424 (2011).
  298. Jeon, S. A., Lee, J. H., Kim, D. W. & Cho, J. Y. E3-ubiquitin ligase NEDD4 enhances bone formation by removing TGF -induced pSMAD1 in immature osteoblast. Bone 116, 248-258 (2018).
  299. Herhaus, L. et al. USP15 targets ALK3/BMPR1A for deubiquitylation to enhance bone morphogenetic protein signalling. Open Biol. 4, 140065 (2014).
  300. Wang, W., Zhu, Y., Sun, Z., Jin, C. & Wang, X. Positive feedback regulation between USP15 and ERK2 inhibits osteoarthritis progression through TGF- / SMAD2 signaling. Arthritis Res. Ther. 23, 84 (2021).
  301. Sangadala, S. et al. Characterization of a unique motif in LIM mineralization protein-1 that interacts with jun activation-domain-binding protein 1. Mol. Cell. Biochem. 385, 145-157 (2014).
  302. Li, H. et al. VCP/p97 increases BMP signaling by accelerating ubiquitin ligase Smurf1 degradation. FASEB J. 33, 2928-2943 (2019).
  303. Samsa, W. E. et al. The master developmental regulator Jab1/Cops5/Csn5 is essential for proper bone growth and survival in mice. Bone 143, 115733 (2021).
  304. Zhang, F. et al. Sustained BMP signaling in osteoblasts stimulates bone formation by promoting angiogenesis and osteoblast differentiation. J. Bone Miner. Res. 24, 1224-1233 (2009).
  305. Durbano, H. W. et al. Aberrant BMP2 signaling in patients diagnosed with osteoporosis. Int. J. Mol. Sci. 21, 6909 (2020).
  306. Mumm, S. et al. Deactivating germline mutations in LEMD3 cause osteopoikilosis and Buschke-Ollendorff Syndrome, but not sporadic melorheostosis. J. Bone Miner. Res. 22, 243-250 (2007).
  307. Hellemans, J. et al. Loss-of-function mutations in LEMD3 result in osteopoikilosis, Buschke-Ollendorff syndrome and melorheostosis. Nat. Genet. 36, 1213-1218 (2004).
  308. Guo, L. et al. Deficiency of TMEM53 causes a previously unknown sclerosing bone disorder by dysregulation of BMP-SMAD signaling. Nat. Commun. 12, 2046 (2021).
  309. Mullin, B. H. et al. Genome-wide association study meta-analysis for quantitative ultrasound parameters of bone identifies five novel loci for broadband ultrasound attenuation. Hum. Mol. Genet. 26, 2791-2802 (2017).
  310. Moayyeri, A. et al. Genetic determinants of heel bone properties: genome-wide association meta-analysis and replication in the GEFOS/GENOMOS consortium. Hum. Mol. Genet. 23, 3054-3068 (2014).
  311. Luo, K. Negative regulation of BMP signaling by the ski oncoprotein. J. Bone Joint Surg. Am. 85-A, 39-43 (2003).
  312. Kim, K. O. et al. Ski inhibits TGF- phospho-Smad3 signaling and accelerates hypertrophic differentiation in chondrocytes. J. Cell. Biochem. 113, 2156-2166 (2012).
  313. Doyle, A. J. et al. Mutations in the TGF- repressor SKI cause ShprintzenGoldberg syndrome with aortic aneurysm. Nat. Genet. 44, 1249-1254 (2012).
  314. Kawamura, I. et al. SnoN suppresses maturation of chondrocytes by mediating signal cross-talk between transforming growth factor- and bone morphogenetic protein pathways. J. Biol. Chem. 287, 29101-29113 (2012).
  315. Ehnert, S. et al. Transforming growth factor inhibits bone morphogenic protein (BMP)-2 and BMP-7 signaling via upregulation of Ski-related novel protein N (SnoN): possible mechanism for the failure of BMP therapy? BMC Med. 10, 101 (2012).
  316. Kim, D. W. & Lassar, A. B. Smad-dependent recruitment of a histone deacetylase/ Sin3A complex modulates the bone morphogenetic protein-dependent transcriptional repressor activity of Nkx3.2. Mol. Cell. Biol. 23, 8704-8717 (2003).
  317. Yoshida, Y. et al. Negative regulation of BMP/Smad signaling by Tob in osteoblasts. Cell 103, 1085-1097 (2000).
  318. Caddy, J. C., Luoma, L. M. & Berry, F. B. FOXC1 negatively regulates BMP-SMAD activity and Id1 expression during osteoblast differentiation. J. Cell. Biochem. 121, 3266-3277 (2020).
  319. Leboy, P. et al. Smad-Runx interactions during chondrocyte maturation. J. Bone Joint Surg. Am. 83-A, S15-S22 (2001).
  320. Javed, A. et al. Structural coupling of Smad and Runx2 for execution of the BMP2 osteogenic signal. J. Biol. Chem. 283, 8412-8422 (2008).
  321. Furumatsu, T., Tsuda, M., Taniguchi, N., Tajima, Y. & Asahara, H. Smad3 induces chondrogenesis through the activation of SOX9 via CREB-binding protein/p300 recruitment. J. Biol. Chem. 280, 8343-8350 (2005).
  322. Lee, H. L., Yu, B., Deng, P., Wang, C. Y. & Hong, C. Transforming growth factor- induced KDM4B promotes chondrogenic differentiation of human mesenchymal stem cells. Stem Cells 34, 711-719 (2016).
  323. Su, C. J. et al. Ligand-receptor promiscuity enables cellular addressing. Cell Syst. 13, 408-425.e12 (2022).
  324. Klumpe, H. E. et al. The context-dependent, combinatorial logic of BMP signaling. Cell Syst. 13, 388-407.e10 (2022).
  325. Antebi, Y. E. et al. Combinatorial signal perception in the BMP pathway. Cell 170, 1184-1196.e24 (2017).
  326. Luo, G. et al. BMP-7 is an inducer of nephrogenesis, and is also required for eye development and skeletal patterning. Genes Dev. 9, 2808-2820 (1995).
  327. Storm, E. E. et al. Limb alterations in brachypodism mice due to mutations in a new member of the TGF beta-superfamily. Nature 368, 639-643 (1994).
  328. Coleman, C. M., Scheremeta, B. H., Boyce, A. T., Mauck, R. L. & Tuan, R. S. Delayed fracture healing in growth differentiation factor 5-deficient mice: a pilot study. Clin. Orthop. Relat. Res. 469, 2915-2924 (2011).
  329. Daans, M., Luyten, F. P. & Lories, R. J. GDF5 deficiency in mice is associated with instability-driven joint damage, gait and subchondral bone changes. Ann. Rheum. Dis. 70, 208-213 (2011).
  330. Rountree, R. B. et al. BMP receptor signaling is required for postnatal maintenance of articular cartilage. PLoS Biol. 2, e355 (2004).
  331. Shi, C. et al. Deletion of BMP receptor type IB decreased bone mass in association with compromised osteoblastic differentiation of bone marrow mesenchymal progenitors. Sci. Rep. 6, 24256 (2016).
  332. Zhao, M. et al. Bone morphogenetic protein receptor signaling is necessary for normal murine postnatal bone formation. J. Cell Biol. 157, 1049-1060 (2002).
  333. Wang, Q. et al. Cartilage-specific deletion of Alk5 gene results in a progressive osteoarthritis-like phenotype in mice. Osteoarthritis Cartilage 25, 1868-1879 (2017).
  334. Abou-Ezzi, G. et al. TGF- signaling plays an essential role in the lineage specification of mesenchymal stem/progenitor cells in fetal bone marrow. Stem Cell Rep. 13, 48-60 (2019).
  335. Lowery, J. W. et al. Loss of BMPR2 leads to high bone mass due to increased osteoblast activity. J. Cell Sci. 128, 1308-1315 (2015).
  336. Goh, B. C. et al. Activin receptor type 2A (ACVR2A) functions directly in osteoblasts as a negative regulator of bone mass. J. Biol. Chem. 292, 13809-13822 (2017).
  337. Wang, M. et al. Smad1 plays an essential role in bone development and postnatal bone formation. Osteoarthritis Cartilage 19, 751-762 (2011).
  338. Gunnell, L. M. et al. TAK1 regulates cartilage and joint development via the MAPK and BMP signaling pathways. J. Bone Miner. Res. 25, 1784-1797 (2010).
  339. Estrada, K. D. et al. Smad7 regulates terminal maturation of chondrocytes in the growth plate. Dev. Biol. 382, 375-384 (2013).

ACKNOWLEDGEMENTS

We apologize to the many researchers whose important primary papers could not be cited in the References due to space limitations. We thank Ms. Abigail McVicar for her excellent assistance with manuscript editing. We thank Figdraw for the support concerning the figure drawing. This work was supported by the National Institutes of Health (AR-070135 and AG-056438 to W.C., and AR075735, DE023813, and DE028264 to Y.P.L), the National Natural Science Foundation of China (81900806 and 32070814 to M.W), the Qizhen Grant of Zhejiang University (226-2022-00132 to M.W.).

AUTHOR CONTRIBUTIONS

M.W. and Y.P.L. discussed and conceived the framework of the manuscript. M.W., S.W., W.C. and Y.P.L. searched and collected papers related to the topic. M.W., S.W., W.C. and Y.P.L. drafted the manuscript. M.W. and W.C. drew the figures and tables. M.W., Y.P.L. and W.C. revised the manuscript.

COMPETING INTERESTS

The authors declare no competing interests.

ADDITIONAL INFORMATION

Correspondence and requests for materials should be addressed to Mengrui Wu or Yi-Ping Li.
Reprints and permission information is available at http://www.nature.com/ reprints
Open Access This article is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License, which permits use, sharing, adaptation, distribution and reproduction in any medium or format, as long as you give appropriate credit to the original author(s) and the source, provide a link to the Creative Commons licence, and indicate if changes were made. The images or other third party material in this article are included in the article’s Creative Commons licence, unless indicated otherwise in a credit line to the material. If material is not included in the article’s Creative Commons licence and your intended use is not permitted by statutory regulation or exceeds the permitted use, you will need to obtain permission directly from the copyright holder. To view a copy of this licence, visit http:// creativecommons.org/licenses/by/4.0/.
  1. Department of Cell and Developmental Biology, College of Life Sciences, Zhejiang University, Hangzhou, Zhejiang, China. Division in Cellular and Molecular Medicine, Department of Pathology and Laboratory Medicine, Tulane University School of Medicine, Tulane University, New Orleans, LA, USA. email: mengruiwu@zju.edu.cn; yli81@tulane.edu