ماري هينيبيل، بيير فيلنوف، إروان دوراند، جيروم لوكونت، جون فان دوينهوفن، وآخرون. أكسدة الدهون في المستحلبات: رؤى جديدة من العقدين الماضيين. تقدم في أبحاث الدهون، 2024، 94، الصفحات 101275. 10.1016/j.plipres.2024.101275 . hal-04645219

معرف HAL: hal-04645219
https://hal.inrae.fr/hal-04645219v1
تم التقديم في 18 يوليو 2024

HAL هو أرشيف مفتوح متعدد التخصصات لإيداع ونشر الوثائق البحثية العلمية، سواء كانت منشورة أم لا. قد تأتي الوثائق من مؤسسات التعليم والبحث في فرنسا أو في الخارج، أو من مراكز البحث العامة أو الخاصة.

الأرشيف المفتوح متعدد التخصصات HAL مخصص لإيداع وتوزيع الوثائق العلمية على مستوى البحث، سواء كانت منشورة أم لا، والتي تصدر عن مؤسسات التعليم والبحث الفرنسية أو الأجنبية، أو المختبرات العامة أو الخاصة.

أكسدة الدهون
المستحلبات
قطرات الدهون
واجهة
مضادات الأكسدة
المستحلبات
التأكسد المشترك

تلعب أكسدة الدهون دورًا حاسمًا في الجودة الحسية والقيمة الغذائية ومدة صلاحية المنتجات الغذائية الغنية بالدهون. لذلك، من المهم
للتحكم في هذه الظاهرة، لا سيما في المنتجات التي تحتوي على كمية عالية من الأحماض الدهنية (البولية) غير المشبعة التي تكون حساسة بشكل خاص للأكسدة. يمكن أن تحدث أكسدة الدهون من خلال ثلاثة مسارات رئيسية: الأكسدة الإنزيمية عبر عمل إنزيمات مثل

على الرغم من أن آليات أكسدة الدهون قد تم دراستها بشكل مكثف في الزيوت والدهون السائبة، إلا أن معظم الدهون التي يستهلكها السكان تكون في شكل مستحلبات، وبشكل خاص مستحلبات الزيت في الماء (O/W)، وهي بنية عامة توجد على سبيل المثال في مختلف المشروبات.
الحليب، تركيبات الرضع، المنتجات القائمة على الألبان، المايونيز، الصلصات، بالإضافة إلى الأدوية، مستحضرات التجميل، ومنتجات العناية الشخصية. تتكون هذه المستحلبات من قطرات زيتية موزعة داخل مرحلة مائية مستمرة ومستقرة بواسطة جزيئات نشطة سطحياً، والتي تمتص عند واجهة الزيت والماء. من المعروف أن واجهة الزيت والماء تلعب دوراً حاسماً كونها الموقع الذي تتلامس فيه الدهون والأكسجين والعوامل المؤكسدة (للمراجعات، انظر [3،4]). المساحة الكبيرة للواجهة التي توجد عادة في المستحلبات تعزز تعرض الدهون للعوامل المؤكسدة، وبالتالي تسرع من أكسدة الدهون مقارنة بالزيوت السائبة. العديد من العوامل، مثل حجم القطرات، التركيب الواجهوي، نوع المستحلب، التقسيم والتفاعل للعوامل المؤكسدة والمضادة للأكسدة يمكن أن تؤثر على عملية أكسدة الدهون في الأطعمة المستحلبة، مما يجعل من الصعب فهم السيطرة على التفاعلات بالكامل، وبالتالي، تبرير استراتيجيات التركيب.

في عام 2000، قدمت مراجعة من مكليمينتس وديكر [3] إطارًا أساسيًا لفهم أكسدة الدهون في المستحلبات.

الأنظمة، مع تسليط الضوء على دور الخصائص الواجهة وقطرات السائل، والتفاعلات مع المكونات من المرحلة المائية. منذ ذلك الحين، قدمت التطورات في التقنيات التحليلية (للمراجعات، انظر [5-9]) رؤى جديدة في آليات أكسدة الدهون في الأنظمة المستحلبة، وتوزيع وتفاعل المواد المضادة للأكسدة والمضادات للأكسدة، وترتيبات الجزيئات عند الواجهة ودور الهياكل الغروية ونقل وسائط أكسدة الدهون. بالإضافة إلى ذلك، تم اقتراح رؤى جديدة حول دور وتفاعل المستحلبات (مثل البروتينات، الفوسفوليبيدات، أو المواد الخافضة للتوتر السطحي).

تقدم المراجعة الحالية تحديثًا لفهمنا لأكسدة الدهون في المستحلبات مع التركيز بشكل أساسي على تفاعلات الأكسدة الذاتية. بعد تلخيص مسارات أكسدة الدهون الكلاسيكية بإيجاز، سيتم مناقشة مساهمة المنتجات الأكسيدية الأقل دراسة والدقة الزمانية والمكانية لهذه التفاعلات. ثم، سيتم تقديم تأثير صياغة المستحلبات وبنيتها مع التركيز على أهمية الطبقة السطحية والمستحلبات. أخيرًا، سيتم تسليط الضوء على استراتيجيات مضادة للأكسدة جديدة ظهرت على مدار العقدين الماضيين.

نظرًا لعدم التوافق الجزيئي بين الزيت والماء، تميل المستحلبات إلى الخضوع لعدم الاستقرار الفيزيائي لتقليل المساحة السطحية، مما يؤدي في النهاية إلى فصل كامل للطور إذا لم يتم استقرار النظام بشكل مناسب. ومع ذلك، من الممكن إنتاج مستحلبات شبه مستقرة تحافظ على خصائصها الفيزيائية وبنيتها لفترات ذات صلة مقارنة بأوقات التخزين النموذجية. يمكن تحقيق ذلك باستخدام مثبتات فيزيائية، من بينها المستحلبات، وهي جزيئات – أو، في بعض الأحيان، هياكل فوق جزيئية – قادرة على الامتصاص عند واجهة الزيت والماء. فيما يتعلق بالمستحلبات الزيتية في الماء، التي هي محور هذه المراجعة، توجد ثلاث فئات رئيسية من مستحلبات الطعام (الشكل 1A): (i) مستحلبات ذات وزن جزيئي منخفض (LMWEs)، وغالبًا ما تُسمى عوامل سطحية، وهي جزيئات تتكون من رأس قطبي أو مشحون بالكامل وسلسلة ألكيل كارهة للماء واحدة أو أكثر. تشمل الأمثلة الليسيثين (أي، مزيج يحتوي على دهون قطبية، وخاصة الفوسفوليبيدات، التي تم الحصول عليها عن طريق إزالة الصمغ من الزيوت النباتية الخام) [8]، بوليسوربات، أحادي وثنائي الجليسريد، وغيرها من استرات الأحماض الدهنية [10،11]؛ (ii) البوليمرات الحيوية الأمفيبيلية، وهي جزيئات أكبر تتكون من مقاطع مائية وكارهة للماء متميزة؛ في تطبيقات الطعام، تعتبر البروتينات ممثلًا بارزًا لمثل هذه المستحلبات [12،13]؛ (iii) الجسيمات الغروانية التي تمتلك خصائص سطحية تمنحها قابلية رطوبة جزئية من قبل كل من الزيت والماء. وهذا يسمح لها بالارتباط بقوة عند واجهة الزيت والماء، مما يؤدي إلى ما يسمى بالمستحلبات بيكرينغ [14-17].

اختيار مستحلب مناسب ليس مهمة بسيطة، حيث تمتد الآثار إلى ما هو أبعد من الحفاظ على السلامة الهيكلية للقطرات الفردية. تعتمد خصائص الطبقة السطحية المتكونة بشكل مباشر على نوع المستحلب [18،19]. بالنسبة لمستحلبات LMWEs، يتماشى سمك الواجهة عن كثب مع حجم الجزيئات الفردية ( )، يتراوح الحمل السطحي ( ) من إلى ، الطبقة المتكونة عالية الحركة ولزجة، وتظهر الجزيئات الممتصة حركة جانبية كبيرة وتبادل سريع مع عوامل السطح الزائدة في المرحلة المائية المحيطة [20]. من ناحية أخرى، تظهر الطبقات السطحية القائمة على البروتين سمكًا واجهويًا متغيرًا (1 إلى )، والذي يعتمد على نوع البروتين، الهيكل، حالة التجميع، وظروف الاستحلاب. يتنوع الحمل السطحي للبروتينات أيضًا، من 1 إلى للبروتينات الأحادية إلى للتجمعات أو الطبقات المتعددة [19]. يمكن أن تؤسس البروتينات الممتصة تفاعلات جانبية بين البروتينات، مما يؤدي إلى تشكيل شبكة تمنح القوة الميكانيكية وطابع لزج مرن للغشاء السطحي [21،22]. الجسيمات الغروانية الممتصة، التي تشكل مستحلبات بيكرينغ، لها سمك واجهوي وحمل سطحي مرتبطان مباشرة بحجم وكثافة الجسيمات الممتصة. قد تتجاوز هذه القيم بشكل كبير تلك الخاصة بمستحلبات LMWEs والبوليمرات الحيوية بمقدار كبير. يمكن أن تعدل هذه الطبقات الجسيمية
كثافة القطرات، مما قد يؤدي إلى ترسيب القطرات بدلاً من التكوين. تنشأ قوى شعرية جانبية جذابة بين الجسيمات المحبوسة داخل الغشاء السطحي من تشوه واجهة السائل حول الجسيمات، مما يمنح الطبقة السطحية استقرارًا ميكانيكيًا عاليًا وصلابة. هذا، جنبًا إلى جنب مع الطاقة العالية للامتزاز للجسيمات بمجرد امتصاصها، يمنح هذه المستحلبات استقرارًا فيزيائيًا عاليًا، خاصة فيما يتعلق بمقاومة التكتل [15،23].

جانب مهم يجب مراعاته هو أن المستحلبات الغذائية غالبًا ما يتم صياغتها بزيادة من المستحلبات، أي أن الكميات المستخدمة عادة ما تتجاوز ما هو ضروري تمامًا لتغطية الواجهة والاستقرار الفيزيائي [4]. وبالتالي، فإن جزءًا فقط من المستحلب يثبت فعليًا قطرات الزيت، بينما يبقى الفائض في المرحلة المستمرة. قد يوجد هذا الجزء الزائد كجزيئات أحادية قابلة للذوبان، أو يشكل هياكل غروانية مثل الميسيلات أو التجمعات، التي قد تضم حتى جزءًا من الزيت [24]. على الرغم من أنها غالبًا ما تُغفل، فإن حدوث هذه الهياكل له آثار حرجة على الاستقرار الفيزيائي الكيميائي للمستحلبات. على سبيل المثال، يمكن أن تؤدي تركيزات البوليمرات الحيوية العالية في المرحلة المستمرة إلى تكتل النقص [25]، ويمكن أن تعزز الميسيلات الزائدة من عوامل السطح نضوج التركيب، مما يفضل نقل الجزيئات المحبة للدهون من قطرة إلى أخرى [26-28]. قد تلعب هذه القدرة المدفوعة بالمستحلب على إذابة وفصل المكونات دورًا كبيرًا في التفاعل الكيميائي للمستحلبات، خاصة من حيث أكسدة الدهون، كما تم مناقشته بمزيد من التفصيل في الأقسام 2.4 و3.3.

أكسدة الدهون هي تفاعل سلسلة جذرية معقدة (الشكل 1B) تُقسم تقليديًا إلى ثلاث مراحل رئيسية: البدء، الانتشار، والانتهاء [29-31]. خلال خطوة البدء، يتم تشكيل جذر ألكيل (L•) بعد استخراج ذرة هيدروجين من حمض دهني (متعدد) غير مشبع (LH) في وجود محفز (مثل الحرارة، الضوء، المعادن). يحدث هذا الاستخراج للهيدروجين في الغالب على الكربون المجاور أو بين الروابط المزدوجة في الأحماض الدهنية الأحادية وغير المشبعة، على التوالي، والتي هي الروابط مع أدنى طاقات تفكك (74 و ، على التوالي) [32]. خلال مرحلة الانتشار، تتفاعل الجذور الألكيلية غير المستقرة بسرعة مع الأكسجين ( ) لتشكيل جذور بيروكسي (LOO•) التي بدورها تهاجم الأحماض الدهنية غير المشبعة المجاورة لتشكيل من جهة، جذور ألكيل جديدة تغذي دورة الانتشار، ومن جهة أخرى، هيدروبيروكيدات الدهون (LOOHs)، وهي أول منتجات أكسدة شبه مستقرة، تُعرف أيضًا باسم منتجات الأكسدة الأولية. يمكن أن تتدهور هذه الهيدروبيروكيدات الدهون بعد ذلك، مما يؤدي إلى تشكيل منتجات أكسدة ثانوية، بما في ذلك المركبات المتطايرة التي تساهم في النكهات غير المرغوب فيها المميزة لأكسدة الدهون [33]. تتضمن المسار الرئيسي لتدهور الهيدروبيروكيدات الدهون انقسام الرابطة الضعيفة في هيكل الهيدروبيروكيد الدهون لتشكيل جذر ألكوكسي (LO•). تؤدي تفاعل الانقسام لهذا الجذر LO• إلى تشكيل مجموعة متنوعة من المركبات المتطايرة، مثل الألدهيدات، الكيتونات، الكحوليات والإسترات. أخيرًا، خلال مرحلة الانتهاء، تتفاعل الجذور معًا لتشكيل منتجات غير جذرية (مثل الديمرات والبوليمرات)، مما يضع حدًا للتفاعل.

تلعب أيونات المعادن الانتقالية مثل الحديد والنحاس دورًا رئيسيًا في أكسدة الدهون وتشكل واحدة من العوامل المؤكسدة الرئيسية في الأطعمة [34]. يمكن أن تكون كميات ضئيلة من هذه المعادن الانتقالية صعبة التجنب أثناء إنتاج الطعام، سواء كانت تأتي من المادة الخام نفسها، أو التلوث أثناء المعالجة، و/أو تُضاف لأغراض غذائية. يمكن أن تساهم أيونات المعادن في تفاعل البدء وكما هو موضح في الشكل 1B، فهي أيضًا محفزات رئيسية لتدهور الهيدروبيروكيدات الدهون، مما يؤدي إلى تشكيل أو الجذور من خلال تفاعل (مثل الحديد الثلاثي (FeIII) والنحاس الثنائي (CuII)) أو (مثل الحديد الثنائي (FeII) والنحاس الأحادي (CuI)) من أيونات المعادن الانتقالية، على التوالي، مع الهيدروبيروكيدات [34-37]. يمكن أن تحفز هذه الجذور استخراج الهيدروجين بشكل أسرع بكثير من استخراج الهيدروجين من LH [38] وبالتالي فهي مساهمات مهمة في
دورة انتشار أكسدة الدهون. يتم تعديل دورة الأكسدة والاختزال المعدنية في الشكل 1B بشكل كبير من خلال وجود عوامل اختزال قابلة للذوبان في الماء، مثل حمض الأسكوربيك، التي تساعد في تجديد المعادن الانتقالية ثنائية التكافؤ (الآلية (أ) في الشكل 1C) وبالتالي تظهر تأثيرًا مؤكسدًا [39]، أو خافضات المعادن (الآلية (ب) في الشكل 1C)، وبالتالي لها تأثير مضاد للأكسدة في الحالة الأخيرة.

من أجل السيطرة على تفاعلات أكسدة الدهون أو منعها، غالبًا ما تُستخدم مضادات الأكسدة، كما تم استعراضه بشكل موسع سابقًا [7،40]. باختصار، يمكن تقسيم مضادات الأكسدة إلى فئتين رئيسيتين اعتمادًا على طريقة عملها: مضادات الأكسدة الأولية أو مضادات الأكسدة المكسرة للسلسلة، التي تعمل كجامعات للجذور الحرة، ومضادات الأكسدة الثانوية، التي تمنع عمل العوامل المؤكسدة (مثل خافضات المعادن، وجامعات الأكسجين). على سبيل المثال، المركبات الفينولية التي تحتوي على حلقة بنزين مع مجموعة أو أكثر من مجموعات الهيدروكسيل تعتبر مضادات أكسدة أولية فعالة، حيث يمكنها التبرع بأحد بروتوناتها لاستقرار الجذر الحر بينما تصبح جذورًا حرة غير مستقرة بنفسها [41،42]. حمض الإيثيلينديامينيتراسيتيك (EDTA) هو خافض قوي للمعادن، معروف بفعاليته القوية كمضاد للأكسدة في مستحلبات الطعام [43]؛ كما أن البروتينات القابلة للذوبان في الماء التي لها ألفة لأيونات المعادن معروفة أيضًا بأنها تعمل كمضادات أكسدة [4،44]. علاوة على ذلك، تم اقتراح الربط التساهمي وغير التساهمي لمنتجات أكسدة الدهون الثانوية التفاعلية مع البروتينات القابلة للذوبان في الماء كطريق لمضادات الأكسدة [4،45]. تقييم نشاط وفعالية مضادات الأكسدة ليس بالأمر السهل، حيث قد يكون لها طرق عمل متعددة، وتعمل بتآزر مع جزيئات أخرى، وتتأثر بشدة ببيئتها وتقسيمها.

في معظم الدراسات التي تدور حول أكسدة الدهون في النماذج، والأطعمة الحقيقية، والأنظمة المعتمدة على البيولوجيا، تم اعتبار الهيدروبيروكسيدات والألدهيدات كعلامات رئيسية للأكسدة الأولية والثانوية، على التوالي. ومع ذلك، تم وصف العديد من منتجات الأكسدة الأخرى، كما أبرز شايش [46]، التي حظيت بالاهتمام مؤخرًا فقط. من بينها، تم اقتراح الإيبوكسيدات (الشكل 1B) كقطعة مفقودة مهمة في لغز أكسدة الدهون.

تم تحديد وقياس الأحماض الدهنية الإيبوكسيدية في الزيوت الطازجة والزيوت المؤكسدة حرارياً [47-50]، وكذلك في مصفوفات غذائية أخرى (مثل، الرقائق، اللحم، المايونيز، البسكويت) [51] بواسطة كروماتوغرافيا الغاز-أيون اللهب (GC-FID) أو كروماتوغرافيا الغاز-مطياف الكتلة (GC-MS) بعد خطوات التحويل الميثيلي والفصل (مثل، بواسطة استخراج الطور الصلب أو كروماتوغرافيا الامتزاز). سمحت التقدمات المنهجية في كروماتوغرافيا السائل-مطياف الكتلة (LC-MS) بالتقييم شبه الكمي للثلاثي الجليسريدات الإيبوكسيدية السليمة، والتي تم اقتراحها كعلامة مبكرة لأكسدة الدهون في زيت الكانولا والمارجرين [52،53]. ومع ذلك، لم يتم دعم هذا الادعاء بدراسة NMR كمية تظهر أنه في الزيوت والمايونيز، يجب اعتبار الإيبوكسيدات كمنتج تفاعل للجذور الألكوكسيلية التي تتنافس مع تكوين الألدهيدات وبالتالي كمنتج ثانوي لأكسدة الدهون [54]. في هذه الأنظمة، يمكن أن تصل تركيزات الإيبوكسيدات إلى مستويات كبيرة (مثل، أعلى من الألدهيدات)، ولكن من الناحية الحركية، ظهرت هذه المركبات بعد تكوين بيروكسيدات الدهون. هذه الملاحظات تستبعد الإيبوكسيدات كمركبات ثانوية وأيضاً كعلامات مبكرة لأكسدة الدهون.

من الناحية النظرية، يمكن أن تؤدي الجذور الألكوكسيلية أيضًا إلى تكوين كحوليات دهنية غير متطايرة وكيتونات [46]. ومع ذلك، على الرغم من زيادة الحساسية في المنهجية، تم الإبلاغ عن معلومات قليلة فقط حول وجود هذه المنتجات المؤكسدة، وغالبًا في الزيوت النباتية أو البحرية بعد خطوة التحلل المائي للدهون الثلاثية [48،55-61]. أبلغت الأعمال الأخيرة عن اكتشاف الأسيتون بواسطة استخراج الطور الصلب في الفضاء العلوي (SPME)-GC-MS كمنتج تحلل للإبيديوكسيدات التي تتشكل عند أكسدة الدهون في المارجرين [53]. نظرًا لأن الإبيديوكسيدات من المتوقع أن تكون منتجات حلقيّة للهيدروبيروكسييدات، فإن الأسيتون سيكون أيضًا علامة متأخرة لأكسدة الدهون.

بالإضافة إلى تقييم مساهمة علامات أكسدة الدهون “الصغيرة”، من المهم أن نلاحظ أن معظم التحليلات في المنتجات الغذائية تُجرى على إجمالي كسور الدهون أو TAGs، وهي الدهون الأكثر وفرة في
منتجات غذائية. ومع ذلك، كما سيتم تسليط الضوء عليه بمزيد من التفصيل في الأقسام التالية، فإن واجهة الزيت والماء في تلعب المستحلبات دورًا حاسمًا، وسيكون من المثير للاهتمام الحصول على مزيد من الرؤى حول قابلية الأكسدة ومسارات الدهون النشطة على السطح، مثل الفوسفوليبيدات أو ثنائي أو أحادي الجليسريدات، التي تُستخدم عادةً كمستحلبات. وقد تم الإبلاغ عن تكوين الهيدروبيروكسيدات والألدهيدات، وكذلك الإيبوكسيدات والكحوليات والكيتونات، بعد الأكسدة الحرارية للفوسفوليبيدات النقية أو للفوسفوليبيدات في صفار البيض. ومع ذلك، وُجدت إشارة واحدة فقط إلى هيدروبيروكسيدات الفوسفوليبيدات في المستحلبات الغذائية (المايونيز، في هذه الحالة). لذلك، هناك حاجة إلى مزيد من العمل لفهم أفضل لمساهمة هذه الدهون النشطة على السطح، رغم كونها أقل، ولكنها تفاعلية في عملية أكسدة الدهون في الأغذية.

على الرغم من أننا ركزنا حتى الآن على البعد الكيميائي لأكسدة الدهون، فإن الإطار الزمني والمكاني للتفاعل له أهمية قصوى أيضًا في الأنظمة متعددة الطور والمسيطرة على الواجهة مثل المستحلبات [66]. في القسم التالي، سنقوم بتطوير هذه الجوانب (الشكل 1C وD).

كما تم تقديمه بإيجاز سابقًا، تلعب واجهة الزيت والماء دورًا رئيسيًا في الأكسدة لـ المستحلبات؛ يمكن أن تؤثر تركيبتها وبنيتها على التفاعل بين الأكسجين، والعوامل المؤكسدة والمضادة للأكسدة والدهون. على سبيل المثال، تمتلك البروتينات المشحونة سلبًا بعض الألفة مع الكاتيونات المعدنية المذابة في المرحلة المستمرة [67]، والتي تعتبر محفزات رئيسية لتحلل الهيدروبيروكسيدات كما هو موضح في القسم 2.2. عند استخدامها كمستحلبات، يمكن أن تسهم هذه البروتينات في جلب هذه الأيونات الحفازة إلى واجهة الزيت والماء بالقرب من المرحلة الزيتية المشتتة وبالتالي تحفيز تفاعلات أكسدة الدهون (الآلية (ج) في الشكل 1C). وبالمثل، تم الإبلاغ عن أن شحنة المواد السطحية عند الواجهة تؤثر على مدى أكسدة الدهون المحفزة بالحديد [68]. سيتم مناقشة دور المستحلبات المحددة بمزيد من التفاصيل في القسم 3.

تعمل مضادات الأكسدة الأولية أو المكسرة للسلسلة عن طريق القضاء على الجذور الحرة المتولدة عند واجهة الزيت والماء (انظر القسم 2.2). مثال معروف يتعلق بمضاد الأكسدة المحب للدهون تزداد فعالية مثل هذه المواد المت scavenger الجذرية من خلال جعلها أكثر أمفيفيلية وبالتالي تقسيمها بالقرب من واجهة الزيت والماء، وهو مسار سيتم مراجعته بمزيد من التفصيل في القسم 5.1.

لقد تم إثبات أيضًا أن البروتينات الماصة عند واجهات القطرات تتأكسد بالتزامن مع الدهون [69-71] (الآلية (هـ) في الشكل 1C). ومع ذلك، يجب حل مسألة ما إذا كانت أكسدة البروتينات عند الواجهة يمكن أن تمنع الأكسدة اللاحقة للدهون من خلال تأثير الحماية أو، على العكس، تحفز تفاعلات الأكسدة الجذرية الواجهة التي تشمل الدهون. كانت الأدلة على حدوث هذه الأحداث في الغالب ظرفية حتى وفرت تقنيات التصوير مؤخرًا دعمًا بصريًا مباشرًا، معتمدة بشكل أساسي على استخدام مجسات فلورية حساسة للجذور الدهنية [72]، والتألق الذاتي للبروتينات والفخاخ الفلورية للجذور [73،74]. أظهر استخدام الفخاخ الفلورية للجذور ظهور جذور بروتينية عند أكسدة الدهون. وهذا يوفر دليلاً على امتصاص جذور الدهون بالقرب من واجهة الزيت والماء بواسطة البروتينات النشطة على السطح (الآلية (هـ) في الشكل 1C). سيتم مناقشة دور أكسدة البروتين بشكل أكثر تفصيلًا في القسم 4.3.

أخيرًا، تم اقتراح التباين الهيكلي للطبقة الواجهة كعامل تعديل لأكسدة الدهون في المستحلبات الغذائية [75،76]. كانت الأدلة مستندة إلى قياسات غير مباشرة في المستحلبات النموذجية وعلى طبقات لانغموير المعاد تكوينها. يمكن الحصول على مزيد من الرؤى حول تأثير تباين الطبقة الواجهة على أكسدة الدهون في المستحلبات الغذائية المعقدة من خلال استخدام طرق المجهر الضوئي فائق الدقة، التي يمكن أن تحدد مكانيًا موقع البروتينات على سطح قطرات الزيت [77،78].

تعتبر الهياكل الغروية الصغيرة أمرًا حاسمًا يجب مراعاته عند مناقشة تفاعلات أكسدة الدهون في الزيوت وفي المستحلبات [79]. في هذا الصدد، يجب عدم اعتبار الزيوت السائبة كسوائل متجانسة هيكليًا. إنها أنظمة ديناميكية متعددة الأطوار، تتطور مع مرور الوقت من حيث الهيكل والتركيب والتفاعل مع تقدم عملية الأكسدة. يمكن أن يؤدي وجود أنواع نشطة على السطح بتركيز أعلى من تركيز الميكل الحرج (CMC) إلى ظهور جزيئات غروية، تُعرف أيضًا باسم الميكل العكسي والغرويات المرتبطة (الآلية (f) في الشكل 1D). يمكن أيضًا تشكيل مثل هذه الجزيئات الغروية من منتجات أكسدة الدهون مثل الهيدروبيروكسيدات الدهنية (لا سيما تلك التي تتكون من دهون صغيرة مثل الأحماض الدهنية الحرة (أي غير الاستيرية))، والتي تكون أكثر نشاطًا على السطح من نظيراتها غير المؤكسدة ويمكن أن تساهم في تشكيل الميكل العكسي بمفردها. تم ربط ظهور الهياكل الغروية بظواهر الأكسدة في الزيوت السائبة [80-85]، حيث يمكن أن تحمل عوامل مؤكسدة مثل المعادن [79]. قد تعزز أيضًا ذوبانية الأكسجين [86]؛ ومع ذلك، لا يزال يتعين إثبات مدى أهمية ذلك. عادةً ما يؤدي تشكيل الميكل العكسي إلى تسريع تفاعلات أكسدة الدهون، على الرغم من أن الملاحظات المباشرة للميكل العكسي في الزيوت والأمستحلبات المؤكسدة لا تزال نادرة [82،87]. تأتي الأدلة على أهميتها في الغالب من تسريع حركيات أكسدة الدهون عندما يتم الوصول إلى تركيز حرج [79]. تم وصف نموذج لتحديد CMC للهيدروبيروكسيدات الدهنية في الزيت [88]؛ تم تطبيق هذا المفهوم لإنشاء نموذج تنبؤي لأكسدة الدهون في المايونيز [89].

إن الجذور الحرة التي تتولد في البداية عند الواجهة لا تعزز فقط تفاعلات إضافية عند واجهة القطرات أو في المرحلة الزيتية، ولكن قد يتم أيضًا نقلها عبر المرحلة المائية إلى البروتينات أو قطرات الزيت المجاورة [79،90]. تم تفصيل ومناقشة ظواهر النقل الكتلي المقترحة مؤخرًا في مراجعات [66،79،90]، التي تقترح أن الآليات في المستحلبات الغذائية السائلة يمكن أن تحدث على طول ثلاثة مسارات تعتمد على حجم الجزيء وقطر القطرات والتركيب ومعدل الانتشار: الانتشار غير المساعد عبر المرحلة المستمرة ( )، النقل بمساعدة الميكل ( ) (الآلية (g) في الشكل 1D) أو تصادم القطرات ( ) (الآلية (h) في الشكل 1D). وبالتالي، يمكن تبادل الجزيئات القابلة للذوبان في الماء بسهولة بين القطرات عبر مسار الانتشار في المرحلة المائية للمستحلبات، بينما يُعتقد أن الأنواع الأكثر كرهًا للماء تُنقل إما عن طريق تصادم القطرات المجاورة أو بواسطة آليات مساعدة للميكل. سيكون معدل النقل أسرع عبر المسار المساعد للميكل وسيعتمد على الحجم وتركيز الميكل [79].

باستخدام صبغة حساسة للجذور الحرة BODIPY665/676، تم أيضًا إثبات تبادل الجزيئات الجذرية الدهنية في المستحلبات المدعومة بـ Tween 20 بعد تشكيل الجذور الحرة الناتجة عن المبادر المحب للدهون AMVN (2،2′-أزوبيس (2،4-ثنائي ميثيل فاليرونيتريل) [91]. ومع ذلك، لم تجد نفس المجموعة أي انتشار للأكسدة إلى قطرات الدهون المجاورة عندما تم توليد الجذور الحرة الألكوكسيلية باستخدام بيروكسيد الدي-تيرت-بيوتيل [92]. باستخدام نهج تصوير مشابه ولكنه تكميلي يسمح بالإثارة المحددة مكانيًا بواسطة الأكسجين الأحادي، تم الإبلاغ عن ملاحظة مماثلة في مستحلبات كبد السمك O/W المدعومة بالكازين [93،94]، وكذلك في المستحلبات عالية الدهون (70%) المدعومة بالفوسفوليبيدات [95]. قد يكمن تفسير هذه الظاهرة في الفرق في العمر الافتراضي للجذور الحرة: الجذور الحرة الألكوكسيلية ( ) أقل استقرارًا بكثير من الجذور الحرة البيروكسيلية (0.5-7 ثواني) [96]. يمكن تحويل قيم العمر الافتراضي هذه مباشرة إلى مسافة انتشار [97]، مما يؤدي إلى تقدير أن الجذر الحر البيروكسيدي قد يسافر على مسافة حوالي إلى (اعتمادًا على اللزوجة)، بينما قد تسافر الجذور الحرة الألكوكسيلية فقط على مسافة 0.1 نانومتر إلى . على العكس من ذلك، أظهرت الدراسات أن الدهون غير الجذرية، بما في ذلك الهيدروكربونات طويلة السلسلة مثل
أوكتادكان [26،28،98،99]، ومنتجات أكسدة الدهون الثانوية المحددة التي تحمل مجموعة هيدروبيروكسيد (مثل 4-هيدروبيروكسي 2-نونينال)، والأحماض الدهنية الحرة (مثل حمض اللينوليك)، بالإضافة إلى مركبات الأكسدة الثانوية (مثل 2،4-ديكادينال)، يمكن أن تنتشر عبر نظام المستحلب وقد تنشر تفاعلات أكسدة إلى قطرات الدهون المجاورة [27،99-101]. أشارت التجارب التي أجريت باستخدام قياس التدفق الخلوي إلى أن النقل المساعد بالميكل هو آلية نقل نشطة في المستحلبات النموذجية O/W [100]. أكدت الدراسات التي استخدمت مستحلبات نموذجية معدة بعناية أن هذه الآليات النقل محدودة بمنتجات أكسدة الدهون المحددة؛ على سبيل المثال، الهيدروبيروكسيدات المرتبطة بعمود TAG ليست عرضة للنقل، ربما لأن إدخالها في القلب الكاره للماء للميكل السطحي ليس ممكنًا من الناحية الاستيريو، بينما الجزيئات الصغيرة القابلة للذوبان في الماء هي [27].

كما هو موضح في القسم 2.1، يتم عادةً تثبيت المستحلبات الغذائية باستخدام مستحلبات تُستخدم بكميات زائدة. وبالتالي، يمكن أن تكون المستحلبات غير الممتصة (مثل LMWEs، البروتينات) موجودة في المرحلة المائية بتركيزات كبيرة. يمكن أن تؤثر هذه المستحلبات الزائدة بشكل كبير على أكسدة الدهون، إما من خلال العمل كعوامل مؤكسدة أو مضادة للأكسدة بأنفسهم، أو من خلال أن يتم أكسدة هذه المستحلبات في المرحلة المائية. سيتم وصف هذه الجوانب بمزيد من التفصيل في الأقسام 3.3 و4.

تسلط جميع هذه الجوانب المتعلقة بوجود ومساهمة الهياكل الغروية في كل من الطورين الزيت والمائي الضوء على جانب آخر مثير للاهتمام وهو تعريف المنطقة الواجهة لأنظمة الطعام المستحلب. هل يجب أن نقول إن جزيءًا، سواء كان مدمجًا في أو قريبًا فقط (ممتصًا جسديًا) من الطبقة الواجهة لقطرة الدهون (زيت-ماء)، أو داخل ميكل السطحي في المرحلة المائية، أو داخل الغرويات المرتبطة في المرحلة الدهنية، ينتمي إلى نفس “المنطقة الواجهة”؟ علاوة على ذلك، هل هناك تبادل ديناميكي بين جميع هذه المجالات الواجهة، وهو أسرع بكثير من معدلات التفاعلات الكيميائية ذات الصلة (مضادة للأكسدة ومؤكسدة)، بحيث في كل مرة يخضع فيها جزيء لتحول كيميائي يتم استبداله على الفور بجزيء آخر للحفاظ على مجالات هذه المنطقة الواجهة في توازن حراري؟

لقد جذبت نمذجة تفاعلات أكسدة الدهون في أنظمة الغذاء الكثير من الاهتمام في العقدين الماضيين. يمكن أن تكون نهج النمذجة الرياضية قيمة جدًا للمساعدة في تفسير البيانات و/أو التنبؤ بمدى وسرعة أكسدة الدهون. يمكن أن يساعد ذلك مصنعي المواد الغذائية في تحديد مدة صلاحية منتجاتهم وتقييم نشاط مضادات الأكسدة في أنظمتهم. تم استخدام مجموعة متنوعة من نهج النمذجة في هذا الصدد.

تم تطبيق نماذج إحصائية، مثل منهجية سطح الاستجابة (RSM) وتحليل الانحدار، لتحديد العوامل المهمة التي تؤثر على أكسدة الدهون. على سبيل المثال، تم تطبيق مثل هذه النماذج لتقدير تأثير درجة حرارة المعالجة الحرارية ومدة تحلل -توكوفيرول وتشكيل بوليمرات TAG أثناء القلي [102]، من حمض الفيتيك و/أو تركيز -توكوفيرول في تثبيط أكسدة الدهون في لحم الدجاج المفروم [103]، ودرجة الحموضة، وقوة الأيونات، والحديد، ودرجة الحرارة على أكسدة حويصلات الفوسفوليبيد [104] أو لتقييم دور تركيبة الأحماض الدهنية على الاستقرار الأكسيدي للدهون والزيوت المختلفة [105]. يمكن أن تكون هذه النماذج مفيدة لتحديد الظروف المثلى لمنع الأكسدة. ومع ذلك، فإن بساطتها غالبًا ما لا تعكس الطبيعة المعقدة لتفاعلات أكسدة الدهون، خاصة في الأنظمة متعددة الأطوار المعقدة، مما قد يحد من دقتها التنبؤية.

تم اقتراح عدة نماذج (شبه) تجريبية لوصف تراكم منتجات الأكسدة في الزيوت والمستحلبات (للمراجعة، انظر [106]). تستند هذه النماذج إلى الملاحظة التجريبية بأن تكوين، على سبيل المثال، الهيدروبيروكسيدات عادة ما يتبع منحنى سيغمويدي، وبالتالي يمكن وصفه بدالة رياضية، مثل دوال غومبيرتس، وفوبرت، وويبول أو الدوال اللوجستية [88،89،107-113]. تصف هذه النماذج البيانات التجريبية بشكل جيد، وتسمح بالمقارنة.
بين العينات ذات التغيرات المحددة (مثل، تركيزات مختلفة من مضادات الأكسدة) وقد تم استخدامها حتى للتنبؤ بعمر التخزين للمواد المستحلبة، مثل المايونيز. من ناحية أخرى، يمكن أن تكون تفسير معلماتها معقدًا لأنها لا ترتبط مباشرة بمعلمات النظام نفسه (مثل، تركيبة العينات أو ظروف الحضانة) ولا تأخذ في الاعتبار سلسلة التفاعلات الكاملة المعنية. مؤخرًا، تم اقتراح نموذج حركي آلي أكثر شمولاً في الزيوت السائبة، مع الأخذ في الاعتبار التفاعلات المتعددة المعنية في أكسدة الدهون، ونقل الكتلة للأكسجين، بالإضافة إلى التركيبة الأولية للزيت. يقدم هذا النموذج ميزة تمكين التنبؤ بعمر التخزين لزيوت نباتية مختلفة مخزنة تحت ظروف أكسجين مختلفة، لكنه يظل محدودًا بالزيوت السائبة. في المستحلبات O/W، تم إظهار نموذج حركي يدمج حركية التفاعل ونقل الكتلة لوصف عملية الأكسدة بشكل جيد في المستحلبات المدعمة بخمسة مستحلبات مختلفة.

على الرغم من التقدم الكبير في أساليب النمذجة على مدى العقدين الماضيين، إلا أن نمذجة أكسدة الدهون في أنظمة متعددة الطور المعقدة مثل تظل المستحلبات مهمة صعبة. ويرجع ذلك إلى التعقيد العالي للأنظمة. أولاً، قد تختلف ظروف التخزين أو المعالجة خلال فترة الصلاحية. مثال معروف هو التقلبات في درجة الحرارة المستخدمة. للتعامل مع ذلك، تم استخدام معادلات أرهينيوس بالاشتراك مع نموذج حركي لضبط ثابت معدل التفاعل المعتمد على درجة الحرارة، لا سيما في الزيوت السائبة [117-120]. ومع ذلك، يجب تطبيق مثل هذه النماذج بحذر؛ على سبيل المثال، أشار سوليفان وآخرون [119] إلى أن نموذج أرهينيوس يمكن تطبيقه فقط حتى على زيت السمك. ثم، كما تم تسليط الضوء عليه بالفعل في الأقسام السابقة ومناقشته بمزيد من التفاصيل لاحقًا، يمكن أن تؤثر عوامل متعددة متأصلة في الأنظمة المدروسة (مثل حجم القطرات، (غير) المواد المستحلبة الماصة، الرقم الهيدروجيني، المواد المؤكسدة والمضادة للأكسدة، توزيع الجزيئات، ظاهرة النقل) على أكسدة الدهون وبالتالي يجب أخذها في الاعتبار لتطوير نماذج تنبؤية قوية. لتقييم توزيع مضادات الأكسدة المختلفة في المستحلبات، تم تطوير نهج حركي زائف يعتمد على تفاعل مجس 4-هكساديسيلارينيديازونيوم [121،122]. لاحظ أنه نظرًا لأن الأرينيديازونيوم هي أنواع كاتيونية، فقد تم التحقق من صحة هذا النموذج فقط مع المواد السطحية غير الأيونية. هذه تقنية مثيرة للاهتمام، حيث يمكن تنفيذها مباشرة في مستحلب غير شفاف. ومع ذلك، فإن هذا النموذج يفترض أن النظام في حالة توازن حراري بالفعل، مع كون معدل التفاعل الكيميائي أبطأ بكثير من معدلات العمليات الديناميكية. على الرغم من أن هذين الشرطين قد لا يتم الوفاء بهما بالضرورة اعتمادًا على الطعام [123]، إلا أن هذه طريقة جيدة لتقييم كيفية تأثير المستحلبات على توزيع الجزيئات (مثل مضادات الأكسدة الفينولية) في المستحلبات، ثم محاولة ربط هذا التغيير بكفاءة مضادات الأكسدة. بالنسبة لعوامل أخرى، وخاصة ظاهرة النقل والتفاعلات بين عوامل متعددة (على سبيل المثال، فإن تأثير تركيز العوامل المؤكسدة في المرحلة المائية سيتأثر بحجم القطرات ودرجة حموضة المستحلب)، هناك حاجة لفهم أفضل من أجل دمجها بشكل صحيح في أساليب النمذجة. وهذا يقودنا إلى قيد آخر، وهو توفر مجموعة بيانات كاملة توفر المعلومات المطلوبة للقيام بذلك.

في البيئات الصناعية، تُستخدم الخلاطات عالية الضغط وأنظمة الدوار والثبات بشكل شائع للتجانس، ويعتمد عدد المرات المطلوبة على درجة إعادة التكتل، والعكس صحيح [19]. تستخدم الخلاطات عالية الضغط تضييقًا ضيقًا لتوليد قوى قص مضطربة، مما يمكن أن ينتج قطرات دون الميكرون في المعدات الكبيرة. على العكس من ذلك، تعمل الخلاطات على نطاق المختبر غالبًا تحت ظروف تدفق لاميني، مما يجعل من الصعب استنتاج النتائج لعمليات أكبر. تستخدم مطاحن الكولود.
الفرق بين العناصر الدوارة والثابتة لتحفيز القص من أجل تفكك القطرات، ولكنها عادة ما تتمتع بكثافة طاقة منخفضة، مما يجعل من الصعب إنشاء قطرات صغيرة. توجد طرق أخرى للتجانس، مثل تجانس الأغشية، لكنها غير عملية حاليًا لمعظم التطبيقات التجارية [124]. أشار كوستا وآخرون [125] إلى أن التجانس، خاصة عند استخدام قوى ميكانيكية شديدة، يمكن أن يؤثر على جزيئات المستحلب أو الهياكل فوق الجزيئية. غالبًا ما يتم تجاهل التأثير المشترك لدرجة الحرارة والقص على المستحلبات في أبحاث المستحلبات. على سبيل المثال، يمكن أن تؤدي الضغوط العالية إلى تغيير التركيب الثلاثي للبروتينات الكروية، مما يؤدي إلى تفكك البروتين حتى عندما تظل درجة حرارة المنتج أقل من درجة حرارة تغيير البروتين، مما قد يؤدي إلى تجمع البروتين. تعتبر ظروف التجانس، بما في ذلك نوع المعدات ومدخلات الطاقة، مهمة أيضًا لأنها تحدد توزيع حجم القطرات المحدد، والذي يؤثر مباشرة على قدرة المستحلب على مقاومة الأكسدة بسبب التغيرات في المساحة السطحية الكلية [126،127]. من حيث المبدأ، يجب أن تعزز القطرات الأصغر، وبالتالي مساحة الواجهة بين الزيت والماء الأكبر، أكسدة الدهون. بينما تم ملاحظة هذا التأثير غالبًا تجريبيًا، كانت هناك تقارير متضاربة، ربما ناتجة عن التحديات المتعلقة بتغيير حجم القطرات دون التأثير على خصائص المستحلب الأخرى [4]. أظهرت عدة دراسات، وخاصة من مجموعة C. Jacobsen، أن ظروف التجانس يمكن أن تؤثر على أكسدة الدهون في أنواع مختلفة من المستحلبات التي تحتوي على زيت السمك [128-130]. قام هورن وآخرون [128] بدراسة تأثير ضغوط ودرجات حرارة التجانس المختلفة على السمك. المستحلبات. تم تحضير هذه المستحلبات باستخدام إما مجموعة من -لاكتالبومين و -لاكتوجلوبولين أو مزيج من كازين الصوديوم و -لاكتوجلوبولين. وجدت الدراسة أن زيادة الضغط عززت الاستقرار الأكسيدي للمستحلبات التي تحتوي على كازينات و -لاكتوجلوبولين، ولكن على العكس، فقد قلل من الاستقرار الأكسيدي في المستحلبات مع -لاكتالبومين و -لاكتوجلوبولين. في كلا الحالتين، لعب توزيع البروتينات بين الواجهة والطور المائي دورًا حاسمًا في تحديد الاستقرار الأكسيدي. قام ليت وآخرون [129] وسورنسن وآخرون [130] بإجراء دراسات مماثلة حول تأثير ضغط التجانس ودرجة الحرارة على أكسدة الدهون في الحليب المدعم بزيت السمك. كما أكدت هذه الدراسات أن تحقيق تقسيم ملائم للبروتينات بين الطور المائي والواجهة كان أكثر أهمية للاستقرار الأكسيدي من توزيع حجم القطرات.

لقد تم اقتراح أن المستحلبات القادرة على تشكيل طبقة كثيفة حول قطرات الدهون قد تحمي من أكسدة الدهون من خلال إنشاء حاجز ستيري ضد المؤكسدات. جاء الدعم المبكر لهذه الفكرة من، على سبيل المثال، هو وآخرون [131]، الذين وجدوا أن المستحلبات المستقرة بالكازين، وهو بروتين معروف بقدرته على إنشاء طبقات سطحية سميكة ومضغوطة، أظهرت مقاومة أكبر للأكسدة مقارنة بالمستحلبات المستقرة ببروتينات أخرى، مثل بروتينات مصل اللبن. كما تم الإبلاغ عن أن الاستقرار الأكسدي للمستحلبات المستقرة ببروتين الصويا تحسن عندما زادت تغطية سطح البروتين من خلال علاجات فيزيائية مثل المعالجة الحرارية أو إضافة الملح [132]. شملت محاولات أخرى لتعديل الاتصال وسمك الطبقة السطحية في المستحلبات الربط الإنزيمي للبروتينات الممتصة [133] أو تصميم أفلام متعددة الطبقات من خلال الإيداع طبقة تلو الأخرى [134-136]. لم تؤدِ الطريقة الأولى إلى تأثيرات واضحة على أكسدة الدهون؛ بينما أظهرت الأخيرة بعض التأثيرات، ولكنها بدت مرتبطة في الغالب بالشحنة الكهروستاتيكية لطبقة البوليمر الحيوي الأكثر خارجية، بدلاً من عدد الطبقات. بالإضافة إلى ذلك، تقدم تقنية الطبقة تلو الأخرى عيبًا رئيسيًا من حيث التطبيقات المحتملة بسبب صعوبة توسيع عملية التحضير. من المهم أيضًا ملاحظة أن جميع هذه الدراسات غالبًا ما لم تقم بقياس السمك السطحي الفعلي، مما ترك بعض هذه التأثيرات كأمور تخمينية إلى حد كبير. كما أبرز ماكليمينتس وديكر [137]، أن الأساليب التجريبية التي تهدف إلى تعديل سمك السطح غالبًا ما تتضمن تغييرات أخرى، مثل التغيرات في تركيبة الأحماض الأمينية، والتغيرات الشكلية، وتوزيع البروتينات بين السطح والطور المائي. علاوة على ذلك، فإن الحجم الجزيئي للمؤكسدات (مثل أيونات المعادن وأنواع الأكسجين التفاعلية) عادة ما يكون أصغر بكثير من العناصر الهيكلية النموذجية عند السطح
(حلقات البوليمر الحيوي، المسام)، مما يثير الشكوك حول ما إذا كانت هذه المعلمة تلعب دورًا حاسمًا في أكسدة المستحلبات.

نظرًا لأن السطح هو منطقة ذات تركيز محلي مرتفع من المذاب، بما في ذلك المستحلبات، فإنه يمكن أن يظهر عدم توافق معزز، وعدم قابلية للامتزاج، وتفاعلات طاردة، وانفصال الطور عند مقارنته بمراحل أكثر تخفيفًا داخل الكتلة [19،138]. فيما يتعلق بهذا عدم التوافق، تم تحليل التأثير على أكسدة الدهون في المستحلبات المستقرة بواسطة مثل هذه الطبقات. على سبيل المثال، تم استقرار قطرات الزيت بواسطة بروتينات الألبان المستخدمة إما بمفردها أو بالاشتراك مع فوسفوليبيد نقي (ديلاوريل فوسفatidylcholine، DLPC)، مع اختيار دقيق للنسب لمنع إزاحة البروتينات [75]. كشفت الميكروهيكل والتضاريس للطبقات السطحية، التي أعيد بناؤها كأفلام لانغموير-بلودجيت (LB) وتم التحقيق فيها باستخدام مجهر القوة الذرية (AFM)، أن دمج DLPC في طبقة الكازين زاد من التباين الهيكلي للأفلام. ومن المثير للاهتمام، أن معدل أكسدة الدهون في المستحلب المستقر بمزيج الكازين-DLPC كان أعلى من المستحلب المستقر فقط بالبروتين. وهذا يشير إلى أن تجانس طبقات البروتين النقي، على عكس الطبقات المختلطة، قد يوفر بعض الحماية ضد أكسدة الدهون. ومع ذلك، من المحتمل أن يعتمد هذا التأثير على النوع، والنقاء، وكمية الفوسفوليبيد المستخدم. وجد غارسيا-مورينو وآخرون [139] أن دمج ليسيثين الصويا (وهو مزيج من الفوسفوليبيدات) كمستحلب مساعد في المستحلبات المستقرة بالكازينات قلل من أكسدة الدهون مقارنة بالمستحلبات التي تحتوي فقط على الكازينات. ومع ذلك، لم يتم ملاحظة هذا التأثير عند استخدام فوسفوليبيدات نقية بدلاً من ليسيثين. في تلك الحالة، أدى دمج الفوسفوليبيدات إلى زيادة كبيرة في تركيز الكازينات غير الممتصة (أكثر من ضعف الزيادة)، لذا لا يمكن استبعاد تأثير متزامن للكازينات غير الممتصة على أكسدة الدهون.

تم أيضًا التحقيق في تأثير دمج مستحلب مساعد في واجهات مستقرة بواسطة Tween 20 على أكسدة الدهون في المستحلبات [76]. حدثت أكسدة الدهون في وقت مبكر في المستحلبات المستقرة بمزيج Tween 20-مستحلب مساعد مقارنة بالمستحلبات المستقرة فقط بواسطة Tween 20. وقد تم عزو هذا التأثير إلى السلوك السطحي غير المثالي لمزيج Tween 20-مستحلب مساعد، كما هو موضح من خلال منحنيات الضغط السطحي. قد يعزز هذا التباين الهيكلي للطبقة السطحية من إمكانية وصول الركيزة الدهنية إلى المؤكسدات الموجودة في الطور المائي. قد تحمل هذه الملاحظة أهمية عامة، حيث تتكون معظم المستحلبات التقنية المستخدمة في التطبيقات الغذائية من مزيج معقد من الجزيئات (مثل WPI، كازينات الصوديوم، ليسيثينات، إلخ). وتتمثل التحديات في هذا الصدد في صعوبة تقييم التجانس/عدم التجانس الهيكلي للأفلام السطحية في الموقع في واجهات نماذج المستحلبات هي مساعدة كبيرة، ولكنها تثير بلا شك السؤال عما إذا كانت الهياكل المرصودة ستوجد أيضًا على سطح قطرات المستحلب الحقيقية. كما تم الإشارة إليه سابقًا (القسم 2.4.1)، فإن التقدم الأخير القائم على تقنيات المجهر سيكون بلا شك أداة مهمة لتحقيق تقدم في هذا الأمر [73،74،77]. يمكن أن تسهم استخدام تقنيات التشتت أو تباين الإشعاع السنكروتروني الدائري (SR-CD) (في حالة المستحلبات القائمة على البروتين) أيضًا في تقدم هذا المجال [140،141].

على مدار العقد الماضي، تم إجراء كمية كبيرة من الأبحاث لتحديد وتصنيف مستحلبات جديدة ذات إمكانيات للتطبيقات الحالية في الأنظمة القائمة على البيولوجيا، وخاصة المنتجات الغذائية. وقد تم دفع هذا التقدم بشكل كبير من خلال الاتجاه الحالي نحو الملصقات النظيفة التي تهدف إلى تفضيل استخدام مكونات طبيعية، ويفضل أن تكون نباتية وقليلة المعالجة [142]. من بين الاتجاهات الملحوظة التي ظهرت وفقًا لذلك، يبدو أن اثنين منها يثيران اهتمامًا خاصًا: أجزاء البروتين المستمدة من النباتات، والجزيئات القائمة على البيولوجيا (تشكيل ما يسمى بالمستحلبات بيكرينغ). لقد احتلت هاتان الفئتان الجديدتان من المستحلبات بلا شك جزءًا متزايدًا من الأبحاث حول المستحلبات الغذائية مؤخرًا؛ على سبيل المثال، في عام 2022، مثل عدد المنشورات التي تحمل الموضوع و/أو الكلمات الرئيسية “مستحلب غذائي، بروتين نباتي” أو “مستحلب غذائي، بيكرينغ” و ، على التوالي، من جميع المنشورات حول الطعام
المستحلبات (الشكل 2). قبل عشرين عامًا، كانت هذه النسب حوالي . لذلك، يبدو أنه من المهم إلقاء نظرة أقرب على كيفية تعديل هذه المستحلبات الجديدة لحساسية المستحلبات الناتجة تجاه الأكسدة.

كما ذُكر سابقًا، تم استخدام البوليمرات الحيوية المحبة للماء مثل البروتينات على نطاق واسع كمواد مستحلبة. كانت البروتينات التقليدية لهذا الغرض تمثل بشكل كبير بروتينات الألبان. ومع ذلك، في السياق الحالي لانتقال البروتين، تم ملاحظة اهتمام متزايد في استخدام مكونات البروتينات النباتية كبدائل. لقد فتح هذا مجالًا بحثيًا مثيرًا، حيث أن هذا الانتقال يمثل تحديًا كبيرًا من منظور الوظائف. في الواقع، تختلف خصائص معظم مكونات البروتين النباتي الحالية بشكل جذري عن تلك الخاصة ببروتينات الألبان. ويرجع ذلك أساسًا إلى الأدوار الفسيولوجية المختلفة جوهريًا لكلا النوعين من البروتينات: بينما تكون بروتينات الألبان قابلة للذوبان جيدًا في الوسائط المائية، فإن بروتينات التخزين النباتية الموجودة في البقوليات وبذور الزيت ليست كذلك. وهذا له عواقب على العمليات المطلوبة للحصول على المكونات اللاحقة (المركزات، العزلات)، والتي قد تشمل خطوات حرارية ميكانيكية شديدة وتعديلات كيميائية جذرية على البروتينات. لذلك، تكتسب العمليات الأكثر اعتدالًا (مثل الفصل الجاف) اهتمامًا لأنها تؤدي إلى مكونات بروتينية ذات ضرر كيميائي أقل ووظائف أفضل، على الرغم من أنها لا يمكن أن تنتج كسورًا ذات محتوى بروتين مرتفع جدًا. من المدهش تمامًا، أنه من بين العديد من المقالات التي نُشرت في العقد الماضي حول المستحلبات المدعومة بالبروتينات النباتية، تم التحقيق في أكسدة الدهون في مثل هذه الأنظمة في عدد قليل جدًا منها. علاوة على ذلك، عند مراجعة الأعمال المتاحة، لم يقارن بعضها الاستقرار الأكسدي لمثل هذه المستحلبات مع ذلك الخاص بالمستحلبات المرجعية (مثل المستحلبات المعتمدة على بروتينات الألبان)، مما يجعل من الصعب تقييم كيف وإلى أي مدى قد تشكل مكونات البروتين النباتي حلاً مخففًا لأكسدة الدهون. على حد علمنا، كانت المقالات الأولى التي تناولت هذا السؤال هي تلك التي كتبها هو وآخرون وفراجي وآخرون، الذين بحثوا في أكسدة الدهون في المستحلبات المدعومة بعزل بروتين الصويا، وكازينات الصوديوم، وبروتين مصل اللبن. على الرغم من كونهما من نفس المجموعة، لم تؤدِ كلا الدراستين إلى استنتاج موحد بشأن تأثير عزل بروتين الصويا على أكسدة الدهون في المستحلبات. في الدراسة الأولى، عند pH 3.0، كانت المستحلبات المعتمدة على عزل بروتين الصويا أكثر تأكسدًا من تلك المعتمدة على بروتينات الألبان؛ وعلى العكس، في الدراسة الثانية، عند pH 7.0، وُجد تأثير عكسي. في الحالة الأخيرة، كان التأثير الوقائي لعزل بروتين الصويا ملحوظًا بشكل خاص عندما كانت البروتينات الزائدة موجودة في المرحلة المستمرة من المستحلبات، مما يشير إلى الدور المحوري للبروتينات غير الممتصة، كما تم مناقشته بالتفصيل في القسم 3.3. وهذا يتفق مع ما أشار إليه فنغ وآخرون، الذين أبرزوا أيضًا تأثيرًا مضادًا للأكسدة لعزل بروتين الصويا المضاف إلى المرحلة المستمرة. المستحلبات عند pH 7.0. بخلاف البروتينات المستندة إلى الصويا، تم التحقيق في عدد قليل من مكونات البروتينات النباتية الأخرى فيما يتعلق بتأثيرها على أكسدة الدهون في المستحلبات. على سبيل المثال، تم الإبلاغ مؤخرًا عن استقرار أكسدي أفضل لمستحلبات مستخلص بروتين البازلاء مقارنة بمستحلب التحكم الذي يحتوي على بروتين مصل اللبن [149]. في دراسة أخرى، تم مقارنة أكسدة الدهون في المستحلبات المعدة بمكونات بروتين العدس، والبازلاء، وبروتين الفاصوليا العريضة أو بروتين مصل اللبن [44]. كان أداء هذه المكونات البروتينية المختلفة في منع أكسدة الدهون يعتمد على إضافة الحديد الخارجي – في ظروف تحفيز الحديد، كان المستحلب المدعوم ببروتين مصل اللبن أكثر استقرارًا قليلاً من المستحلبات المستندة إلى البروتينات النباتية، بينما بدون إضافة الحديد، تم تأخير بداية أكسدة الدهون في المستحلبات المدعومة بمكونات بروتين البازلاء أو الفاصوليا العريضة، مقارنةً بالاثنين الآخرين. تشير هذه النتائج إلى أن المحتوى الداخلي من الحديد (و/أو من خافضات المعادن مثل الفيتات، التي توجد غالبًا في مكونات بروتين البقوليات والبذور الزيتية) له أهمية بالتأكيد. بالإضافة إلى ذلك، أبرزت هذه الدراسة أن الجزء غير الممتص من البروتين في هذه المستحلبات أظهر تأثيرًا كبيرًا مضادًا للأكسدة، لجميع مصادر البروتين المختبرة. أخيرًا، أظهرت بعض الدراسات أن الاستقرار الأكسدي لمستحلبات المستندة إلى مكونات البروتين النباتي قد يتم تعديله من خلال المعالجات الفيزيائية الكيميائية المطبقة على المكونات قبل الاستحلاب. على سبيل المثال، وجد شاو وتانغ [132] أن معالجة بروتينات الصويا بالحرارة حسنت الاستقرار الأكسدي لـ

المستحلب الناتج، وأظهر ليو وآخرون [150] أن درجة معتدلة من التحلل المائي لبروتينات الفول كانت مفيدة أيضًا في هذا الصدد.

على الرغم من الاستخدام المتزايد لمكونات البروتين النباتي في الأنظمة النموذجية وفي المنتجات الغذائية الحقيقية، لا يزال هناك فجوة بحثية كبيرة بشأن هذه المكونات حيث أن تركيبها التفصيلي (لا سيما فيما يتعلق بالمكونات غير البروتينية) لا يتم تحديده عمومًا في دراسات المستحلبات. تحتوي تركيزات وعزلات البروتين النباتي المستخدمة في التطبيقات الغذائية عادةً على 50-60% وزن و> 70% وزن من البروتينات، بينما يتكون الباقي من مزيج من الدهون (لا سيما الفوسفوليبيدات)، والكربوهيدرات (بما في ذلك كميات متبقية من النشا للبقوليات المحتوية على النشا، مثل البازلاء) والمواد الكيميائية النباتية، والمعادن النادرة، والألياف، والرماد. هذه ليست فقط نقطة عمياء عندما يتعلق الأمر بالخصائص التكنولوجية (مثل الاستحلاب) لهذه المكونات، ولكننا نتوقع أن هذه المكونات غير البروتينية يمكن أن تؤثر بشكل كبير على مصير الأكسدة للمستحلبات المعدة منها. على سبيل المثال، أظهرت مجموعة C. Berton-Carabin مؤخرًا أن مكونات بروتين البازلاء واللوبين التجارية تحتوي على كميات عالية من الدهون، بما في ذلك الدهون القطبية، والأحماض الدهنية غير المشبعة، وكميات متغيرة للغاية من التوكوفيرولات. قد تكون مكونات أخرى مثل الفينولات أو الفيتات موجودة أيضًا بكميات متغيرة للغاية اعتمادًا ليس فقط على المصدر النباتي والنوع، ولكن أيضًا على العمليات المطبقة لتحضير المكونات، ومن المعروف أيضًا أنها تؤثر على أكسدة الدهون في المستحلبات. وبالتالي، نتوقع أن يكون التقدم في إنشاء توصيف تركيبي شامل بشكل منهجي مفتاحًا للتطوير المستقبلي لمستحلبات البروتين النباتي المستقرة أكسديًا.

كما ذُكر سابقًا، تشير المستحلبات بيكرينغ إلى المستحلبات التي يتم تثبيتها جسديًا بواسطة جزيئات كولودية صلبة أو شبه صلبة تتثبت عند واجهة الزيت والماء. في العقد الماضي، زاد الاهتمام بالجزيئات المستندة إلى البيولوجيا لهذا الغرض بشكل كبير [153] وتم تحديد مجموعة كبيرة من الجزيئات كفعالة في هذا الصدد. لن نقوم بمراجعة شاملة لجميع الأعمال المنجزة في هذا المجال حيث سيتجاوز ذلك نطاق المقالة الحالية، وهناك العديد من المراجعات المخصصة المتاحة بسهولة حول هذا الموضوع [15،16،154-158]. ومع ذلك، قد يكون من المهم تذكّر (i) أن هذه الجزيئات قد تتكون من مكونات ماكرو متنوعة (بروتينات، بوليسكريدات، دهون) ومن تركيبات متنوعة منها، بالإضافة إلى مكونات حيوية نشطة مضافة بشكل طبيعي أو مقصود؛ و (ii) أن الجزيئات المناسبة قد تُبنى عمدًا من مكونات مختارة مجتمعة من خلال عملية مُتحكم بها (مسار “من الأسفل إلى الأعلى”)، أو قد توجد بشكل طبيعي في المواد المستندة إلى البيولوجيا، بما في ذلك بعض المنتجات الثانوية من صناعة الأغذية الزراعية (مسار “من الأعلى إلى الأسفل”) [159].

أُجريت أولى التحقيقات في أكسدة الدهون في المستحلبات بيكرينغ في أوائل العقد 2010 [160،161]، أي في بداية ‘عصر النيو بيكرينغ’ [153]. أظهرت هذه الدراسات الأولى أن المستحلب بيكرينغ المدعوم بجزيئات السيليكا كان أكثر استقرارًا ضد أكسدة الدهون مقارنةً بمستحلب تقليدي مدعوم بـ Tween 20. ومع ذلك، أظهر مستحلب تحكم آخر مدعوم بالكازينيت استقرارًا أكسديًا أفضل، والذي تم نسبه إلى خصائص البروتين في ربط المعادن. كانت الاختلافات في الاستقرار الأكسدي بين هذه المستحلبات تُعتقد أنها مرتبطة بالميكروهيكل السطحي، ربما بسبب الحاجز الفيزيائي الذي أنشأته جزيئات السيليكا. ومع ذلك، يبدو أن هذا التفسير غير محتمل نظرًا لحجم العوامل المؤكسدة في المرحلة المائية (عادة حوالي 0.075 نانومتر لأيونات الحديد) مقارنةً بحجم الجزيئات (12 نانومتر في القطر في هذه الدراسة) وحجم المسام في مثل هذه الطبقة (أقصى قطر للمسام حوالي 1.9 نانومتر، بافتراض طبقة محشوة من كرات متجانسة) [161]. استكشفت دراسة لاحقة من هذه المجموعة [160] أكسدة الدهون في المستحلبات بيكرينغ المدعومة بنوعين من الجزيئات المستندة إلى البيولوجيا: السليلوز المجهري وكرات نشا الأوكتينيل سوكسينيك (OSA). كان النظام الأول أكثر استقرارًا ضد أكسدة الدهون، والذي تم افتراضه بسبب عوامل مثل خصائص التقاط الجذور الحرة لجزيئات السليلوز المجهري، وتكوين طبقة سطحيّة سميكة، وتكوين شبكة في المرحلة المستمرة والتي من شأنها تقليل حركة المتفاعلات. ومع ذلك، لم تتضمن هذه الدراسة مقارنة مع المستحلبات التقليدية، مما جعل من الصعب تقييم المزايا المحتملة لجزيئات بيكرينغ في التخفيف من أكسدة الدهون.

في دراسة لاحقة، أفادت مجموعة أخرى بتأثير وقائي لجزيئات بروتين السورغم المستخدمة كداعمات بيكرينغ ضد أكسدة الدهون مقارنةً بمستحلب مدعوم بـ Tween 80 [162]. على الرغم من أن مستحلب التحكم كان له حجم قطيرات أصغر من المستحلب بيكرينغ، مما يجعل الاستنتاجات النهائية صعبة، اقترح المؤلفون أن الشحنة الإيجابية للكافيرين (البروتين الرئيسي الموجود في بذور السورغم) ومحتواه من الأحماض الأمينية المضادة للأكسدة يمكن أن يفسر نتائجهم. بالمثل، وُجد أن الجزيئات المصنوعة من كازينوفوسفوببتيد والكيتوزان (وهو بوليسكاريد مشتق من الكيتين) ذات الشحنة الإيجابية وخصائص مضادة للأكسدة تساهم في الاستقرار الأكسدي لمستحلبات بيكرينغ ذات المرحلة الداخلية العالية [163]. استعرضت دراسة أخرى من مجموعة C. Berton-Carabin الاستقرار الأكسدي لمستحلب بيكرينغ مدعوم بجزيئات دهنية صلبة وقارنتها مع مستحلبين مرجعيين: مستحلب تقليدي مدعوم بالكازينيت وآخر مدعوم بالكازينيت يحتوي على دهون ذات نقطة انصهار عالية داخل نواة قطيرات الزيت (يشار إليه بمستحلب التحكم) [164]. كانت ميزة مستحلب التحكم هي تركيبته العامة المتطابقة مع تلك الخاصة بمستحلب بيكرينغ ولكن مع
هيكل مختلف تمامًا، يفتقر إلى الجزيئات السطحية. أشارت النتائج إلى أن جزيئات بيكرينغ لم تمنع، بحد ذاتها، أكسدة الدهون مقارنةً بالمستحلبات المدعومة بالكازينيت، مما يشير إلى أن هذه الجزيئات لم تحفز تأثير حاجز فيزيائي عند السطح. ومع ذلك، أظهر المستحلب بيكرينغ استقرارًا أكسديًا أعلى مقارنةً بمستحلب التحكم الذي يحتوي على دهون ذات نقطة انصهار عالية في نواة القطيرات. تم نسب ذلك إلى تبلور الدهون داخل القطيرات في النظام الأخير، مما طرد الأحماض الدهنية المتعددة غير المشبعة القابلة للتغيير من داخل القطيرات إلى السطح، مما يسهل اتصالها بالعوامل المؤكسدة في المرحلة المائية. استكشف باحثون آخرون أيضًا استخدام جزيئات مختلفة قائمة على الدهون لتثبيت مستحلبات بيكرينغ [165]. وأبرزوا أهمية نوع الدهون المستخدمة لتشكيل الجزيئات في التأثير على أكسدة نواة قطيرات الزيت. على سبيل المثال، أظهرت المستحلبات بيكرينغ المصنوعة من جزيئات التريميستين أو زيت الزيتون مقاومة أكبر لأكسدة الدهون مقارنةً بمستحلب مدعوم بالبروتين التقليدي، بينما لم تظهر تلك المصنوعة من جزيئات زيت النخيل ميزة واضحة. من المثير للاهتمام، أن التأثير الوقائي للجزيئات السابقة لوحظ فقط عندما كانت موجودة أثناء تجانس المستحلب، وليس عند إضافتها بعد الاستحلاب، وهو تحكم مهم لنسب التأثير الوقائي للجزيئات إلى موضعها السطحي. علاوة على ذلك، لم يبدو أن الحالة الفيزيائية (بلورية مقابل سائلة) لمادة الدهون داخل الجزيئات كانت عاملًا مهيمنًا يؤثر على التأثير الوقائي لطبقة الجزيئات [165].

بالنظر إلى هذه النتائج، من المشكوك فيه ما إذا كانت طبقات جزيئات بيكرينغ قد تمارس تأثير حاجز فيزيائي بحت في منع أكسدة الدهون. إن تحقيق واجهة خالية من العيوب على نطاق المتفاعلات المعنية هو تحدٍ كبير، خاصةً دون تعديلات بعد الاستحلاب. حسب علمنا، لم يتم اختبار مثل هذه التعديلات بشكل محدد لمنع أكسدة الدهون، على الرغم من أنه تم إثبات أنها تؤخر تفاعلات أخرى تتعلق بالمرحلة الدهنية، مثل تميؤ جزيئات النشا الممتصة في مستحلبات بيكرينغ الناتجة عن معالجة حرارية بعد الاستحلاب، والتي كانت فعالة في تأخير هضم الزيت [166].

تسلط هذه الأمثلة الضوء على عدة أسئلة محورية تتعلق باختيار جزيئات بيكرينغ الواعدة لمنع أكسدة الدهون في المستحلبات. أولاً، فإن اختيار النظام المرجعي أو التحكم أمر حاسم، حيث استخدمت بعض الدراسات زيتًا سائبًا للمقارنة، بينما استخدمت أخرى مستحلبات تقليدية (مدعومة بالبروتين أو السطحي). ثانيًا، من المهم أن نأخذ في الاعتبار ليس فقط الدور السطحي للجزيئات ولكن أيضًا وجودها وتأثيرها الهيكلي داخل المرحلة المستمرة من المستحلب. أخيرًا، يبدو أن أكبر وعود مستحلبات بيكرينغ فيما يتعلق بالتحكم في أكسدة الدهون تكمن في إمكانية تفعيل الجزيئات بمضادات الأكسدة؛ يتم تطوير هذا الجانب بشكل أكبر وتوضيحه في القسم 5.3.

كما تم الإشارة إليه في القسم 2.1، فإن جزءًا فقط من المستحلب المستخدم لتحضير المستحلبات يتواجد على سطح قطيرات الدهون (“ممتص”)، بينما يبقى الباقي (“غير ممتص”) في المرحلة المائية المستمرة، كجزيئات حرة أو كAggregates (مثل الميسيلات في حالة السطحيين) عندما تتجاوز تركيزاتها قيمة حرجة. خيار آخر غالبًا ما يتم تجاهله هو إمكانية أن تكون المستحلبات مدفونة إما حرة أو في شكل Aggregates داخل قطيرات الدهون (“غير ممتص”). في الواقع، كما تم وصفه في القسم 2.4.2، أصبح من المعترف به الآن أن أنظمة الزيت السائب ليست بالضرورة متجانسة وأن أكسدة الدهون تحدث بشكل رئيسي على سطح الكولودات المرتبطة في الزيوت السائبة. حاليًا، لا يُعرف ما إذا كانت الكولودات المرتبطة محفوظة عند استحلاب الزيت. هناك سيناريوهان محتملان: يمكن أن تُفقد إذا انتقلت الجزيئات النشطة سطحية إلى سطح قطيرات الدهون، أو، على العكس، يمكن أن تُحفظ أو تتشكل حديثًا إذا هاجرت بعض من المستحلب والماء وارتبطت داخل قطيرات الدهون أثناء الاستحلاب. حتى الآن، لا يُعرف تقريبًا أي شيء عن العلاقة بين المستحلب ووجود تلك الكولودات المرتبطة في المرحلة الزيتية على الاستقرار الأكسدي و
النشاط المضاد للأكسدة في المستحلبات الغذائية.
طريقة إضافة المضاد للأكسدة أثناء تحضير المستحلبات الغذائية مهمة أيضًا [167-169]. على سبيل المثال، فإن إضافة -توكوفيرول إما في الزيت (قبل الاستحلاب)، أو في المرحلة المائية (بعد الاستحلاب) تسبب، في وجود فائض من السطحيين ( CMC)، الاختلافات في نشاطه المضاد للأكسدة، والتي يمكن أن ترتبط بتغيير عميق في توزيعه داخل المنطقة الواجهة [170]. منذ بداية العقد الأول من القرن 2000، أكدت العديد من الدراسات على أهمية المنطقة الواجهة في أكسدة الدهون والدور البارز للنشاط السطحي لجزيء في تعديل قدرته المضادة للأكسدة.

يمكن أن ترتبط الجزيئات المحبة للماء الموجودة في أنظمة المستحلب (مثل الدهون، البروتينات، الفينولات، إلخ) مع المستحلبات المحيطة بقطرات المستحلب أو تلك الموجودة في شكل تجمعات. تؤثر التركيز الكلي للمادة الفعالة المضافة وكذلك طبيعتها وتوزيعها بين القطرات والميكيلات بشكل كبير على الاستقرار الأكسدي لأن ذلك يؤثر على (1) هيكل واجهة الزيت والماء، (2) توزيع/تفاعل/حركة الجزيئات، وبالتالي (3) كيمياء الأكسدة ومسارات مضادات الأكسدة (الشكل 1). تم مناقشة النقطة (1) بالفعل في الأقسام 2.1 و3، لذلك ستركز هذه القسم على تأثير المستحلبات غير الممتصة بالنسبة لـ (2) و(3). حيث تحتوي معظم المستحلبات على مستحلبات بكميات تتجاوز CMC الخاصة بها، فإن الجزء “غير الممتص” متاح بسهولة للتجمع الذاتي أو التجمع المشترك في المرحلة المائية في شكل (ميكيلات) أو تجمعات، والتي قد تؤثر بعد ذلك على توزيع وحركة الجزيئات، وبالتالي توجيه الاستقرار الأكسدي. هذا التأثير هو نتيجة لتغيير في توازن مسارات مضادات الأكسدة والمحفزات للأكسدة. على سبيل المثال، تعتبر التجمعات الصغيرة مثل الميكيلات هياكل ديناميكية للغاية، والتي قد تغير توزيع الجزيئات الموجودة في النظام، تركز جزيئات معينة أو تساعد في تبادل/نقل المكونات بسرعة، كما هو موضح في القسم 2.4.3، والتي قد تكون إما محفزات للأكسدة (مثل هيدروبيروكسيدات الدهون، المعادن، إلخ) أو مضادات أكسدة (مثل الفينولات، البروتينات، إلخ).

في هذا السياق، جعلت الكمية الزائدة من المستحلبات من الممكن تكثيف ظاهرة تبادل الجزيئات بين القطرات من الدهون (غير) الجذرية الموصوفة في القسم 2.4.3، على الأرجح من خلال تركيز ومساعدة انتشار الدهون المحفزة للأكسدة [28،100،171]. بالنسبة لأنواع الجذور الدهنية، تظل قدرة الانتشار منخفضة وعكسية بالنسبة لتفاعليتها، لذلك لا نتوقع تأثيرًا كبيرًا للمستحلبات غير الممتصة في تسريع أكسدة LO و LOO من خلال الانتشار المساعد. هذا صحيح بشكل خاص عندما يحتوي الزيت على مستويات عالية من الأحماض الدهنية غير المشبعة، عندما تكون لزوجة الطعام عالية، أو عندما تكون الجذور الألكوكسيلية والبيروكسيلية مرتبطة بـ TAG، حيث ستنتشر تفاعلات الأكسدة بسهولة عبر داخل/سطح قطرة الزيت تحت هذه الظروف، بدلاً من الانتشار إلى قطرة مجاورة [91،93]. فيما يتعلق بجزيئات الدهون غير الجذرية، لا يمكن نقل جميعها بين القطرات، كما يبدو أن الحالة مع TAGs. على سبيل المثال، وجد كوبرلاند وآخرون [98] أنه بينما يمكن إعادة توطين الهكسان أو الأوكتادكان في قطرات دهنية مختلفة مع فائض من المستحلبات (أي، نضوج التركيب)، لا يمكن إعادة توطين TAGs زيت الذرة. وبالمثل، تم إظهار أن TAGs المشبعة وغير المشبعة لم تمتزج في المايونيز الذي يحتوي على ميكيلات المواد الفعالة [172]، وأنه بالكاد كانت أي هيدروبيروكسيدات مرتبطة بـ TAG قادرة على الانتقال من قطرة إلى أخرى، حتى مع فائض من المستحلبات [27]. يتضح أن TAGs لا يمكن أن تنتشر بين القطرات في المستحلبات O/W، سواء من خلال المرحلة المستمرة أو المرتبطة بهياكل الميكيلات. من المحتمل أن يكون ذلك بسبب أبعادها الجزيئية الكبيرة، مما يجعل مسار التصادم البطيء بين القطرات هو وضع الانتشار الوحيد لها. باختصار، كلما كانت الجزيء أكبر وأكثر كرهًا للماء، كانت قدرتها على نشر الأكسدة إلى القطرات المحيطة أضعف. وبالمثل، كلما كانت الجزيء أصغر وأكثر قطبية، كانت قدرتها أكبر على الانتقال إلى قطرة محيطة. بالنظر إلى أن الأكسدة قد تقلل من حجم الجزيئات الدهنية عبر، على سبيل المثال، تفاعلات الانقسام، بينما تجعلها أكثر قطبية (إضافة ذرات الأكسجين)، يمكن للمرء أن يتوقع أن المستحلبات غير الممتصة يمكن أن تركز الأنواع الوسيطة لأكسدة الدهون وتؤثر على حركتها، مما قد
تشارك في تسريع أكسدة القطرات المحيطة خلال خطوة الانتشار. على العكس، في حالة الدهون المحبة للدهون جدًا (مثل TAG-OOH، إلخ)، قد يشك المرء في أن انتشارها المحتمل سيكون مقيدًا، مما سيحد من تأثير المستحلبات غير الممتصة ونشاط المحفزات للأكسدة بين القطرات في المرحلة المبكرة من الأكسدة [27،98]. أخيرًا، تعتبر الهيدروبيروكسيدات الناتجة عن الأحماض الدهنية الحرة (FFA-OOH) أكثر نشاطًا سطحيًا من نظائرها التي تتكون على الدهون ذات الوزن الجزيئي الأعلى (TAGs، ثنائي الجليسريدات، إلخ) وأكثر استقرارًا من جذورها (FFA-OO•)، التي لها عمر نصف محدود، مما يجعلها مرشحًا جادًا في نشاط المحفزات للأكسدة بين القطرات [100]. ومع ذلك، ليس من الواضح ما إذا كان يمكن تحقيق مثل هذه الميكلية بواسطة FFAOOH وحدها أو ما إذا كان سيكون من الضروري وجود فائض من المستحلبات غير الممتصة (تكوين ميكلي مشترك).

يمكن أن تؤثر التجمعات التي تشكلها المستحلبات غير الممتصة أيضًا على التوزيع، وذوبان المعادن المحفزة للأكسدة، وكذلك تفاعلات المعادن-الليغاند [173]. بشكل عام، العوامل التي تعزز وجود المعادن عند واجهة الزيت والماء تزيد من معدلات الأكسدة (مثل المستحلبات ذات الشحنة السلبية). مثال معروف هو الفوسفيتينات، وهي بروتينات موجودة بكثرة في صفار البيض، المستحلب الرئيسي في المايونيز [174]. تمتلك الفوسفيتينات ألفة منخفضة لأيونات الحديد الثنائي عند الرقم الهيدروجيني المنخفض للمايونيز [175]، مما يعزز تكوين الجذور البيروكسيلية عند واجهة القطرات. أيضًا بالنسبة لبروتينات المستحلب الأخرى، تم ربط الألفة المنخفضة لأيونات المعادن الانتقالية بالنشاط المحفز للأكسدة [137]. على سبيل المثال، تحتوي المستحلبات المعدة باستخدام الكازين على استقرار أكسدي أعلى [176] من تلك المعدة باستخدام بروتينات مصل اللبن [177]، وقد تم عزو ذلك إلى الألفة الأعلى للكازين مع المعادن الانتقالية [137]. كما تم عزو الفرق في الاستقرار الأكسدي لـ المستحلبات المعدة باستخدام كازينات وألبومين مصل اللبن البقري أيضًا إلى ألفة المعادن لهذين البروتينين [178]. على العكس، فإن العوامل التي تزيل المعادن من الواجهة (مثل المستحلبات ذات الشحنة الإيجابية أو خافضات المعادن في المرحلة المائية) تقلل من معدلات الأكسدة [69]. من ناحية، يمكن أن يؤدي ذوبان المعادن المحفزة للأكسدة في الميكيلات أو التجمعات التي تشكلها المستحلبات غير الممتصة إلى تثبيط أكسدة الدهون من خلال فصلها بعيدًا عن قطرات الدهون الحساسة. من ناحية أخرى، ونظرًا للملاحظات السابقة، قد يعزز هذا الظاهرة الأكسدة من خلال السماح لقطرة دهنية فردية تتعرض للأكسدة بنقل عوامل محفزة للأكسدة إلى قطرة ثانية، أو لتكثيف (تقريب) المعادن والدهون المحفزة للأكسدة (مثل FFA-OOH) وبالتالي تسريع تكوين الجذور الحرة. بالإضافة إلى ذلك، نظرًا لأن أيونات المعادن الانتقالية في حالات الفالنس المنخفضة (مثل، ) يمكن أن تتحلل هيدروبيروكسيدات الدهون بشكل أسرع بكثير من تلك في حالات الفالنس الأعلى [34]، فإن التركيز المشترك لمضاد أكسدة ذو جهد منخفض مع المعادن (مثل، و ) يمكن أن يحفز تكوين الجذور LO• و LOO• [39]. هذا هو تفسير لماذا، خاصة عندما ينخفض الرقم الهيدروجيني، قد تعمل مضادات الأكسدة كمحفزات للأكسدة.

يمكن أن تشارك التجمعات الصغيرة التي تشكلها المستحلبات غير الممتصة في المرحلة المائية المستمرة للمستحلبات أيضًا في تثبيط انتشار الأكسدة. على سبيل المثال، يمكن أن توفر البروتينات المستحلبة الزائدة مسارًا مضادًا للأكسدة من خلال التقاط الجذور (آلية (I) في الشكل 1D) [4،179]. مثال آخر هو الحالة عندما تعدل تلك الهياكل الديناميكية توزيع الجزيئات المضادة للأكسدة، مما سيؤثر إيجابيًا على نشاطها. على سبيل المثال، بينما تم إظهار أن إيكوسيل روزمارينات (أي، روزمارينات استرified بسلسلة ألكيل C20) كانت ضعيفة النشاط المضاد للأكسدة في مستحلب من زيت فول الصويا المنقى، أدى إضافة فائض من مستحلب Tween-20 بما يتجاوز CMC الخاص به إلى تحسين كبير في قدرته المضادة للأكسدة. كانت هذه التعديلات في العمل المضاد للأكسدة نتيجة لتغيير في موقع المضادات للأكسدة. في الواقع، أدى تشكيل الميكيلات المشتركة مع إيكوسيل روزمارينات والمستحلبات إلى تحويل توزيع المضادات للأكسدة نحو المنطقة الواجهة للمستحلب، مما حسن من فعاليتها. لم يُلاحظ هذا النتيجة مع روزمارينات البيوتيل والدودسيل، على الأرجح لأن المستحلبات غير الممتصة لم تغير بشكل كبير من توزيعها. أكدت الطريقة الحركية للطور الزائف التي تم تطويرها لتقييم موقع المضادات للأكسدة (انظر القسم 2.5) تأثير فائض المستحلبات على توزيع المضادات للأكسدة، حيث أن النسبة المئوية لـ
زادت جزيئات مضادات الأكسدة مثل التوكوفيرولات في المنطقة الواجهة بسرعة مع زيادة تركيز السطحي [181،182]. تسلط هذه النتائج، إلى جانب العديد من النتائج الأخرى [101،173،183،184]، الضوء على دور الميسيلات في فعالية مضادات الأكسدة. وفقًا للأدبيات، بالنسبة لأكثر مضادات الأكسدة المحبة للدهون، فإن تكوين الميسيلات من شأنه تعزيز فعاليتها من خلال تحسين انتشارها و/أو تركيزها في المنطقة الواجهة، مما يعني أيضًا أن الشكل المؤكسد عند واجهة قطرات الدهون يمكن أن يتم استبداله بسرعة أكبر. بالنسبة لمضادات الأكسدة ذات القطبية المتوسطة والطبيعة الأمفيفيلية، فإن تكوين الميسيلات سيلجأ إلى تقليل تأثيرها، على الأرجح من خلال تقليل تركيزها عند واجهة الزيت والماء (“تأثير التخفيف”). بالنسبة لمضادات الأكسدة القابلة للذوبان في الماء بشكل كبير، لا يبدو أن هناك أي اتجاه محدد، على الأرجح لأن التأثير على توزيع مضادات الأكسدة سيكون أقل أهمية من التأثيرات المؤكسدة بين القطرات الناتجة عن الدهون والمعادن.

مجال آخر مهم من البحث الذي لا يزال غير مفهوم جيدًا هو تأثير فائض المستحلبات ونسبة المستحلبات الحرة إلى الممتصة على تأثيرات المنافسة بين الجزيئات (مثل، مضادات الأكسدة مقابل المستحلبات، المستحلبات مقابل المستحلبات، إلخ). على سبيل المثال، يمكن أن تؤثر تفاعلات البروتينات الفينولية [185،186] أو توكوفيرول-فوسفوليبيد [187]، سواء عند واجهة الزيت-الماء أو في المرحلة المائية المستمرة، على هيكلها ثلاثي الأبعاد (في حالة البروتينات)، أو تقسيمها النسبي، أو/و نشاطها المضاد للأكسدة في المستحلبات الغذائية، مما قد يغير من الاستقرار الأكسيدي.

أخيرًا وليس آخرًا، يمكن أن يؤثر اختيار المواد الخام ومستوى الطاقة في تحضير المستحلبات على الخصائص الفيزيائية والكيميائية للنظام، مما قد يغير بشكل كبير من الاستقرار الأكسيدي. وهذا ينطبق بشكل خاص عندما تُستخدم البروتينات كمواد مستحلبة لتثبيت المستحلبات. السبب الأكثر احتمالًا يكمن في قدرة البروتينات على تغيير موقع أيونات المعادن المؤكسدة، إما بالقرب من واجهة الزيت والماء أو بعيدًا عنها. وبالتالي، يتم تثبيط أكسدة الدهون بواسطة البروتينات الممتصة عند قيم pH أقل من نقطة التعادل الخاصة بها بسبب قدرتها على طرد المعادن الانتقالية كهربائيًا، ولكن قد يتم تعزيزها فوق نقطة التعادل الخاصة بها بسبب قدرتها على جذب المعادن. ومع ذلك، بالنسبة للبروتينات غير الممتصة، من المتوقع أن يكون التأثير عكسيًا حيث يمكن للبروتينات ذات الشحنة السلبية سحب المعادن الانتقالية بعيدًا عن أسطح القطرات عند ارتباطها بها. وبالتالي، فإن نسبة البروتينات الحرة إلى الممتصة وحالتها الأيونية، بالإضافة إلى القدرة على الارتباط وتغيير كثافة الإلكترون للمعادن الانتقالية، هي نقاط مهمة يجب التحقيق فيها بشكل أفضل. أيضًا، غالبًا ما يتطلب تحضير المستحلبات ذات حجم القطرات الصغيرة جدًا إدخال طاقة كبيرة، مما يمكن أن يؤثر على كل من تركيز المركبات المؤكسدة (مثل الهيدروبيروكسيدات) عند “الوقت 0” ونسبة المستحلبات الحرة إلى الممتصة. بالإضافة إلى ذلك، فإن القطرات الصغيرة والكبيرة لا تمتلك نفس الخصائص السطحية ولا نفس خصائص الانحناء على سطحها، مما يمكن أن يغير من تراكم المستحلبات (مثل البروتينات) وجزء الكسر غير الممتص. أخيرًا، عند تركيز دهون ثابت، سيؤدي زيادة حجم القطرات إلى زيادة تركيز المستحلبات غير الممتصة في الوقت نفسه، مما، اعتمادًا على قدرتها على تشكيل تجمعات (مثل الميسيلات)، قد يغير الآليات التي تم تفصيلها سابقًا، مع تقليل المسافة المتوسطة بين قطرات الزيت. مع تقليل المسافة، يمكن توقع أن تكون تبادلات الأنواع (الهيدروبيروكسيدات، الجذور، الأنواع المؤكسدة، مضادات الأكسدة) بين القطرات المجاورة أكثر وضوحًا. أخيرًا، نظرًا لأن تركيبة مكونات البروتين النباتي الناشئة معقدة للغاية، سيكون من الضروري توضيح دور المكونات النشطة السطحية الثانوية بشكل أفضل، جنبًا إلى جنب مع الآليات الكامنة وراء تراكمها خلال عمليات فصل البروتين في خصائصها الوظيفية (خصائص الاستحلاب)، وتأثيرها على الاستقرار الأكسيدي للأغذية المعالجة. على سبيل المثال، وجد كويلان وآخرون أن معالجة الهرس تحت ضغط عالٍ في مكونات بروتين البازلاء واللوبين التجارية يمكن أن تؤثر بشكل كبير على الهياكل الغروية من خلال تفكيك التجمعات الكبيرة من المسحوق، مما يعزز قابلية ذوبان البروتين وإطلاق الدهون الذاتية كتعليق غروي صغير. إن مفهوم انتشار الأنواع وتفاعلات العديد من المواد المعنية في مسارات أكسدة الدهون معقد جدًا ويتطلب مزيدًا من البحث.

في الختام، من الواضح أنه من الصعب جداً التنبؤ بهذه السلوكيات في مستحلبات الطعام، حيث إنها تعتمد على التركيب، وتركيز جميع الجزيئات الموجودة، ومعالجة الطعام، وما إلى ذلك، والقانون الوحيد الذي يبدو أنه يسود هو قانون الحالة بحالة. وبالتالي، يجب فهم تأثير المستحلبات، والتوازن الذي يجب إيجاده بين الكسور الممتصة وغير الممتصة، بطريقة نظامية، مع الأخذ في الاعتبار التفاعلات الجزيئية المتعددة المتغيرات والتغير الناتج في آليات الأكسدة، والعوامل المؤكسدة، والآليات المضادة للأكسدة.

كما تم مناقشته بالفعل في القسم 3، فإن المعلمات المختلفة التي تؤثر على الاستقرار الأكسيدي للمستحلبات عديدة. من بينها، واحدة لا يتم اعتبارها كثيرًا هي حساسية المستحلبات نفسها للأكسدة وكيف يمكن أن تؤثر على أكسدة الدهون.

في السبعينيات، تم إثبات إمكانية أكسدة استرات البوليسوربات غير الأيونية (تويين) [192،193] بالإضافة إلى وجود ملوثات بيروكسيد في المواد السطحية البولي إيثيرية (مثل، تريتون، تويـن وسلسلة بريج) [194]. في التسعينيات، تم تأكيد تراكم البيروكسيدات في مواد السطح تويـن (أي، البوليسوربات) أثناء التخزين [195]. وقد لوحظ هذا التراكم أيضًا من قبل مانكوسو وآخرين [196] الذين أظهروا أن المواد السطحية غير الأيونية التي تحتوي على وحدات بولي أوكسي إيثيلين (تويـن أو بريج) يمكن أن تتراكم بمحتويات بيروكسيد أعلى (4.0 إلى من بيروكسيد/غرام من السطح النشط) أكثر من السطحي الأيوني (0.40 إلى من بيروكسيد / جرام تم قياسه لسطح SDS). كما وجد ها وآخرون [197] أن البيروكسيدات يمكن أن تتولد بسهولة في السطحيين Tween عند التعرض للضوء، بينما يمكن أن يمنع التخزين في الظلام وتقليل الاتصال بالأكسجين ذلك. يقترح مؤلفون آخرون غسل المذيبات لإزالة البيروكسيدات في السطحيين قبل الاستخدام [198] أو إضافة مضادات أكسدة صناعية مثل بيوتيل هيدروكسي التولوين (BHT). آلية الأكسدة للبوليسوربات مرتبطة جزئيًا بمجموعات أكسيد الإيثيلين الخاصة بها [192،199]. ومع ذلك، قد تحتوي هذه السطحيين على أحماض دهنية غير مشبعة كذيل ليبوفيلك، والتي تكون أكثر عرضة للأكسدة مقارنة بمجموعات أكسيد الإيثيلين الخاصة بها [200]. لاحظ ياو وآخرون [201] أن Tween 80 (أولييت) كان أكثر حساسية للأكسدة بمقدار 2.65 مرة من Tween 20 (لورييت). تم إجراء دراسة آلية أعمق بواسطة كيشور وآخرون [202] الذين أظهروا أن تكوين الجذور يحدث في مواقع البولي أوكسي إيثيلين وكذلك في المواقع الأوليفينية. في Tween 80، يسبق بدء الجذور في الموقع الأوليفيني بدءها في موقع البولي أوكسي إيثيلين. لاحقًا، تم دراسة منتجات التحلل الأكسدي لـ Tween 80 بواسطة تم تحديد المركبات المشتقة من حمض الأوليك باستخدام الرنين المغناطيسي النووي (NMR) وتقنية الكروماتوغرافيا السائلة المرتبطة بمطياف الكتلة (LC-MS/MS) مثل الهيدروكسيل، والكيتون، أو المشتقات الإيبوكسيدية [203،204]. مؤخرًا، تم أيضًا اكتشاف وجود مركبات الأكسدة الثانوية مثل الألدهيدات في توين 80 [205]. باستخدام مطيافية الرنين المغناطيسي الإلكتروني، تم الكشف عن الجذور مثل و يمكن تحديدها في بوليسورباتات بالجملة [206]. فيما يتعلق بالخصائص الفيزيائية لبوليسورباتات المؤكسدة، من الجدير بالذكر أن بعض المؤلفين أظهروا أن الأكسدة يمكن أن تعدل خصائصها السطحية، مما يجعلها أكثر نشاطًا سطحيًا، لكن يبدو أن لذلك تأثيرًا ضئيلًا على CMC الخاصة بها [207]. علاوة على ذلك، يبدو أن الأكسدة الإضافية والداخلية للميكيلات لبوليسورباتات غير معتمدة على طبيعة المحلول العازل الذي تضاف إليه [208].

يمكن أن تؤدي وجود البيروكسيدات أو الجذور الحرة في المواد الخافضة للتوتر السطحي إلى تعزيز أكسدة الدهون في المستحلبات كما أظهر نوتشي وآخرون [209]. قام هؤلاء المؤلفون بتقييم تأثير بيروكسيدات التوين على حركية أكسدة الدهون في نظامين مختلفين. في نظام ميكلي من ميثيل لينوليات، عند استخدام كميات متزايدة من التوين التي تحتوي على 3.5 و تمت ملاحظة تقليل في مرحلة التأخير لتكوين الهيكسانال عند استخدام الهيدروبيروكسيد/غ من السطح النشط. تم إضافة أيون الحديد الثنائي في وجود السطح النشط الذي يحتوي على أقل كميات من البيروكسيدات. g) لم تسرع في تشكيل مركبات الأكسدة الثانوية، في حين لوحظت مثل هذه التسريع مع توين بتركيزات أعلى
الكميات ( تم العثور على نتائج مختلفة عند استخدام مستحلب زيت السلمون في الماء. في هذه الحالة، أدت إضافة أيونات الحديد الثنائي في المستحلب المصنوع بمستويات منخفضة من بيروكسيدات توين 20 إلى زيادة حركية الأكسدة (المركبات الناتجة عن الأكسدة الأولية والثانوية). بالنسبة لتوين 20 بمستويات عالية من البيروكسيدات، لم تؤثر إضافة المعادن المؤكسدة بشكل كبير على حركية أكسدة الدهون. اقترح المؤلفون أنه نظرًا لأن أيونات الحديد الثنائي يمكن أن تعزز كل من تحلل وتكوين البيروكسيدات، فإن توازن هذه التفاعلات يمكن أن يتأثر بتركيزات البيروكسيدات التي يوفرها توين 20. وبالمثل، أظهر شوارز وآخرون أيضًا تأثيرًا مؤكسدًا لتوين 20 تم نسبه إلى خصائص المؤكسد لمجموعة رأس الميثيل جلوكوز للسطح.

على الرغم من عدم ارتباطها بشكل مباشر بحساسيتها للأكسدة، تم إجراء قدر كبير من الأبحاث لتقييم تفاعل الميسيلات السطحية مع المعادن المؤكسدة أو منتجات الأكسدة التفاعلية والأثر المرتبط على أكسدة الدهون. على سبيل المثال، لوحظ [173] أن ميسيلات بروج في المستحلبات كانت قادرة على احتجاز أيونات الحديد الثلاثي وبالتالي الحد من تأثيرها المؤكسد. كما تم تصور قدرات مشابهة لاحتجاز المعادن من قبل هاهر وجاكوبسن [212] عند دراسة الاستقرار الأكسدي لمستحلبات زيت السمك المدعمة بسطح غير أيوني (تويين 80، أي، بولي سوربات) أو سطح أيوني (سيتريم، أي، استر حمض دهني من حمض الستريك).

قد تتفاعل الميسيلات السطحية أيضًا مع منتجات الأكسدة. أظهر كاسايكينا وآخرون [213] وأولواتا وآخرون [214] أن المواد السطحية يمكن أن ترتبط مع الهيدروبيروكسيدات كميسيلات مشتركة. بمجرد حدوث الارتباط، اعتمادًا على شحنة المواد السطحية، قد يؤدي ذلك إما إلى تعزيز تحلل الهيدروبيروكسيدات إلى أنواع جذرية أكثر تفاعلية (تسريع حركية أكسدة الدهون)، أو، على العكس، تعزيز استقرار الهيدروبيروكسيدات مما يؤدي إلى تأخير في تكوين منتجات الأكسدة الثانوية.

يمكن أيضًا تثبيت المستحلبات بشكل مادي بواسطة الليسيثينات التي يتم استردادها أثناء تكرير الزيت من عملية إزالة الصمغ للزيوت النباتية (الصويا، زيت اللفت، زيت عباد الشمس) أو من المنتجات الحيوانية (صفار البيض أو دهون الحليب) [215]. تتوافق الليسيثينات مع خليط معقد من الدهون بما في ذلك الدهون الثلاثية، والأحماض الدهنية، والستيرولات، والدهون السكرية، والفوسفوليبيدات. تعتبر الفوسفوليبيدات الأنواع الدهنية الرئيسية في الليسيثينات (فوسفatidylcholine (PC)، فوسفatidylinositol (PI)، فوسفatidylethanolamine (PE)، فوسفatidylserine (PS)، فوسفatidylglycerol (PG)، وحمض الفوسفاتي (PA)) [215]. اعتمادًا على المصدر وطريقة الإنتاج، تحتوي الليسيثينات على محتويات مختلفة من الفوسفوليبيدات. عادةً ما تكون ليسيثينات الصويا الأغنى في الفوسفوليبيدات (60 إلى 70%)، بينما تحتوي المصادر الأخرى مثل زيت عباد الشمس، وزيت اللفت أو دهون الألبان على محتويات أقل [216]. يمكن أيضًا فصل الليسيثينات الخام بواسطة عمليات المذيبات لزيادة تركيز الفوسفوليبيدات وإزالة الدهون الثلاثية المتبقية. اعتمادًا على المصدر، تحتوي الليسيثينات أيضًا على توزيعات مختلفة من الفوسفوليبيدات. تحتوي ليسيثينات فول الصويا الخام بشكل رئيسي على PC وPE وPI، بينما تكون ليسيثينات صفار البيض غنية بشكل خاص بـ PC وPE وتتميز ليسيثينات الألبان بوجود السفينغوميلين [216-218]. يمكن أن تلعب الليسيثينات دورًا خاصًا في الاستقرار الأكسيدي للمستحلبات حيث يُعرف أن الفوسفوليبيدات تمتلك أنشطة مضادة للأكسدة من خلال آليات مختلفة [83]. على سبيل المثال، تُعرف الفوسفوليبيدات بخصائصها في ربط المعادن التي يمكن أن تُعزى إلى الشحنات السلبية الموجودة على رأس الفوسفات. كانت قدرة ربط الحديد للفوسفوليبيدات الفردية من صفار البيض كما أفاد بها داكارانه وتيراو [219] في الترتيب ، ولكن تم الإبلاغ عن نتائج متناقضة في الأدبيات. على سبيل المثال، أفاد غارسيا-مورينو وآخرون [139] أن الـ PC النقي كان له نشاط أعلى في خلب المعادن مقارنةً بالـ PE النقي، وكلاهما كان أفضل من الليسيثين. ومع ذلك، فإن هذه الخصائص في خلب المعادن تعتمد على ظروف الرقم الهيدروجيني. عند استخدام فول الصويا المستحلب عند pH 3.0 [220]، وهو أقل من من PC، لم يكن PC مشحونًا وبالتالي لم يكن قادرًا على خلب المعادن المؤكسدة. على النقيض من ذلك، عند pH 7.0، كان هناك مزيج من الكازينات مع إما PC أو PE أو الليسيثين كـ
المستحلبات حسّنت من الاستقرار الأكسيدي لـ مستحلبات السمك O/W مقارنةً عند استخدام الكازين بمفرده [139]. الفوسفوليبيدات معروفة أيضًا بتفاعلاتها التآزرية مع التوكوفيرولات [221-223]. على سبيل المثال، تم إظهار أن كل من PE و PS يطيلان مرحلة تأخير الأكسدة لزيت البرلا في وجود التوكوفيرولات، بينما عندما كان الزيت خاليًا من التوكوفيرولات، لم يكن لهذه الفوسفوليبيدات أي نشاط مضاد للأكسدة [224]. وبالمثل، وجد آخرون أن لا PC ولا PE كان لهما نشاط مضاد للأكسدة عند إضافتهما إلى زيت الكانولا الخالي من التوكوفيرولات، بينما عند إضافة -توكوفيرول، لوحظت أنشطة تآزرية [225]. تُعزى التفاعلات التآزرية بين الفوسفوليبيدات والتوكوفيرولات عمومًا إلى قدرة الفوسفوليبيدات على تحويل الشكل المؤكسد من التوكوفيرولات (توكوفيريل كينون) مرة أخرى إلى التوكوفيرولات [226]. على غرار خصائص ربط المعادن للفوسفوليبيدات، فإن نشاطها التجديدي المحتمل على التوكوفيرولات يعتمد على نوع الفوسفوليبيد. أظهر دوريت وآخرون [227] أن كل من PE و PS يمكن أن يشكلا معقدات مع الشكل الكينوني للتوكوفيرولات. ستخضع هذه المعقدات بعد ذلك لإعادة ترتيب مختلفة ستجدد التوكوفيرولات. على العكس من ذلك، لم يُلاحظ تجديد التوكوفيرول مع PC، والذي عزا المؤلفون ذلك إلى غياب مجموعة أمينية أولية في PC. كما تم الإبلاغ عن غياب التأثير التآزري بين PC والتوكوفيرولات في أماكن أخرى [83،228]، بينما لاحظ آخرون تأثيرًا تآزريًا لهذا الفوسفوليبيد مع التوكوفيرولات [221،223]. قد تكون هذه الاستنتاجات المتناقضة ناتجة عن ظروف تجريبية مختلفة، وأنواع مختلفة من التوكوفيرولات، والفوسفوليبيدات (أو الليسيثينات) والزيوت المستخدمة كركيزة قابلة للأكسدة. ومن الجدير بالذكر أيضًا أن السفينغوميلين، الذي يوجد في الليسيثينات الحليبية، قد يكون له أيضًا تأثيرات تآزرية مع التوكوفيرولات، والتي يمكن أن تكون أكثر وضوحًا من تلك التي لوحظت مع الفوسفوليبيدات [229]. من الممكن أيضًا تشكيل منتجات تفاعل ميلارد مع الفوسفوليبيدات التي تحتوي على مجموعة أمينية أولية (PE) ومنتجات أكسدة دهنية ثانوية (ألدهيدات). في الواقع، أظهر هيدالغو وآخرون [230] أن PE يمكن أن يتفاعل مع 4،5-إبوكسي-2-هيبتينال وأن المنتجات الناتجة من البني غير الإنزيمي، وخاصة البيرولات، ساهمت في تأخير أكسدة الدهون. لم يُلاحظ مثل هذا التفاعل مع PC، الذي لا يحتوي على مجموعة أمينية أولية ولكن مجموعة ثلاثية. كما تم الاشتباه في تشكيل البيرولات في حالة PE من قبل باندارا وآخرون [231] في زيت السردين أو من قبل لو وآخرون [232] لشرح الاستقرار الأكسيدي الملحوظ للفوسفوليبيدات البحرية. في الأنظمة البيولوجية، تم أيضًا إظهار تفاعل مجموعة الرأس القطبية للفوسفوليبيدات مثل PE مع منتجات أكسدة الدهون الثانوية مثل الهيدروكسي ألكينال [233]، وقد يكون له صلة في أنظمة الغذاء، على الرغم من أن هذا الجانب لم يتم توثيقه جيدًا بعد. ومع ذلك، في بعض الدراسات، تم وصف الفوسفوليبيدات أيضًا كأنواع جزيئية يمكن أن تفضل أكسدة الدهون. يمكن أن يُعزى هذا التأثير المؤكسد جزئيًا إلى التركيز العالي من PUFA في الفوسفوليبيدات الحيوانية والبحرية، ولكن أيضًا إلى تأثير غير مباشر أكثر. في الواقع، ستساهم الفوسفوليبيدات في تعديل الهيكل الفيزيائي للنظام و/أو تقسيم الأنواع الجزيئية المعنية في مسار أكسدة الدهون [79]. على سبيل المثال، يمكن أن يجذب الشحنة السلبية للفوسفوليبيدات المعادن على سطح قطرات المستحلب، مما يعزز تأثيرها المؤكسد [69].

نظرًا لوجود الأحماض الدهنية غير المشبعة في هيكلها، فإن الليسيثينات عرضة أيضًا للأكسدة. على سبيل المثال، تعتبر ليسيثينات الصويا وزيت اللفت غنية بشكل خاص بحمض اللينوليك، بينما تكون الفوسفوليبيدات من اللفت غنية بحمض الأوليك [234]. من المعروف أن الفوسفوليبيدات البحرية تحتوي على كميات كبيرة من الأحماض الدهنية أوميغا-3 طويلة السلسلة [235]. تتوافق أكسدة الفوسفوليبيدات مع مسارات معروفة جيدًا في البيولوجيا تؤدي إلى تشكيل فوسفوليبيدات مؤكسدة موثقة إلى حد كبير لنشاطها البيولوجي [236-238]. من حيث الآليات الكيميائية، فإن أكسدة الفوسفوليبيدات قابلة للمقارنة جدًا مع تلك الخاصة بـ TAGs التي تحتوي على أحماض دهنية غير مشبعة. لذلك، تؤدي أكسدة الفوسفوليبيدات أيضًا إلى تشكيل أنواع جذرية (بيروكسيلي، ألكوكسيلي)، هيدروكسي بيروكسايد، مركبات أكسدة ثانوية، أو أكسيد بوليمرات. علاوة على ذلك، بالإضافة إلى تشكيل البيرولات التي تم مناقشتها بالفعل أعلاه، يمكن أن تؤدي تفاعلات البني غير الإنزيمي من الفوسفوليبيدات أيضًا إلى تشكيل ألدهيدات ستريكر.
تشمل المنتجات الوسيطة التي تتشكل في مسار التفاعل هذا استرات دهنية كيتونية إبوكسي، وإبوكسي ألكينال، وهيدروكسي ألكينال [235،239]. تم توثيق أنماط وسرعة أكسدة الفوسفوليبيدات بشكل كبير عند التعامل مع أنظمة ليبوسوم للغذاء أو التطبيقات الصيدلانية أو التجميلية. يتأثر الاستقرار الأكسيدي لليبوسومات بشكل كبير بحجمها وتركيبها الجزيئي بالإضافة إلى التركيب الجزيئي للوسط المحيط بها [240]. على سبيل المثال، بالنسبة للفوسفوليبيدات البحرية، فإن هذا التحول سريع جدًا لدرجة أن التكوين المعتاد لهيدروبيروكسايد الدهون والألدهيدات الذي يتم تقييمه من خلال قياس قيمة البيروكسيد (PV)، قيمة الأنيزيدين (AV) أو المواد الثيوباربيتورية (TBARS) لا يمكن اكتشافه، مما قد يؤدي إلى استنتاج خاطئ بعدم حدوث أكسدة للدهون [241]. فيما يتعلق بالمستحلبات التي يتم تثبيتها بواسطة الليسيثينات، على حد علمنا، لا توجد أبحاث حيث تم مقارنة حركيات أكسدة الفوسفوليبيدات مقابل تلك الخاصة بـ TAGs. ومع ذلك، في مثل هذه المستحلبات، حيث تقع الفوسفوليبيدات إما في المنطقة الواجهة أو كتركيبات غروانية في المرحلة المستمرة، يمكن افتراض أنه، مقارنة بقطرات الدهون، ستكون الفوسفوليبيدات أكثر اتصالًا بالمؤكسدات ويمكن أن تتأكسد بشكل أسرع. بالمثل، يمكن الإشارة إلى الدراسات المختلفة التي أجريت على دراسة الاستقرار الأكسيدي في نظام اللحم النموذجي. قام إجن [242] بتقييم تأثير TAGs والفوسفوليبيدات على تطور الرائحة باستخدام ألياف عضلية خالية من الدهون بالاشتراك مع TAGs أو فوسفوليبيدات مضافة. أظهرت النتائج أن كل من TAGs والفوسفوليبيدات تساهم في تطور الرائحة، على الرغم من أن الفوسفوليبيدات كانت الأولى في الأكسدة. لاحقًا، أظهرت نفس مجموعة البحث أن PE و PC كانا حساسين بشكل خاص للأكسدة في اللحم المجمد [243]. أكد آخرون هذه الملاحظة ووجدوا أن نسبة المالدونالديهايد الكلي في الفوسفوليبيدات تشكلت من PC و PE، تليها 16-25% من PI و PS في لحم الدجاج [244]. ينشأ هذا منطقيًا من الوفرة النسبية للفوسفوليبيدات المختلفة، حيث أن PC و PE هما الأكثر شيوعًا في لحم الدجاج. ومع ذلك، تم أيضًا ملاحظة بعض الانحرافات عن التناسب الصارم بين الوفرة النسبية للفوسفوليبيدات المختلفة ومساهمتها في تشكيل MDA؛ على سبيل المثال، تشكلت أكبر كمية من MDA بشكل نسبي في PI [244]. كما ذُكر أعلاه، توجد بيانات قليلة جدًا بشأن تأثير الليسيثينات المؤكسدة على الاستقرار الأكسيدي للمستحلبات. يمكن الإشارة إلى بان وآخرون [245] الذين أظهروا أن اختراق الجذور الحرة عبر سطح قطرات الزيت المثبتة بالليسيثين حدث بشكل أسرع مع الليسيثين المؤكسد مسبقًا مقارنة بالليسيثين الطازج. أدى ذلك إلى تقصير فترة تأخير الأكسدة في حالة المستحلب المثبت بالليسيثين المؤكسد مسبقًا.

ت stabilized العديد من المستحلبات الغذائية بواسطة البروتينات كمواد مستحلبة [246-248]. تمامًا مثل الفوسفوليبيدات، من المعروف أن البروتينات تمتلك نشاطًا مضادًا للأكسدة من خلال آليات التقاط الجذور أو ربط المعادن. من خلال آليات فيزيائية كيميائية أو تفاعلات مع مركبات أخرى موجودة في المستحلب، يمكن أن تسهم البروتينات أيضًا في تحسين الاستقرار الأكسدي للمستحلب المعني. لقد تم توثيق هذه التأثيرات المضادة للأكسدة للبروتينات على نطاق واسع وتتم مناقشتها لاحقًا في هذه المراجعة (القسم 5.2). علاوة على ذلك، نوصي القراء المهتمين بالاطلاع على المراجعات التالية حول هذا الموضوع [4،249-251]. كما أن البروتينات عرضة للتدهور الأكسدي بنفسها. يمكن أن يحدث أكسدة البروتين أثناء إنتاج وتخزين مكونات البروتين أو داخل المستحلب عند استخدامها كمواد مستحلبة [252،253]. تؤدي أكسدة البروتين إلى تعديلات كيميائية وهيكلية للبروتينات مع تعديلات في مجموعات الأحماض الأمينية، وكسر روابط الببتيد، وتفاعلات ربط البروتين. مثل هذه التعديلات تعدل قابليتها للذوبان، وخصائص الاستحلاب، والاستقرار الفيزيائي الناتج للمستحلب المعني [254-258] بالإضافة إلى قابليتها للهضم [259-261]. كما أن أكسدة البروتين لها تأثير على الاستقرار الأكسدي العام للمستحلبات. في الواقع، من المعروف الآن أن أكسدة البروتين وأكسدة الدهون مترابطتان حيث يمكن أن تتفاعل البروتينات مع منتجات أكسدة الدهون مثل الجذور، والهيدروبيروكسيدات أو مع منتجات أكسدة الدهون الثانوية مثل الألدهيدات [262-264].

بالإضافة إلى ذلك، يمكن للجذور البروتينية أن تتفاعل أيضًا مع بروتينات أخرى أو دهون أو أكسجين لتوليد هيدروبيروكسيدات البروتين. أظهرت العديد من الدراسات البحثية أن أكسدة البروتين تحدث في مرحلة مبكرة في المستحلبات، مما يشير إلى دور تضحيه البروتينات لحماية الدهون. على سبيل المثال، قام يانغ وشياو [265] بدراسة معدل التفاعل النسبي لأكسدة البروتين والدهون في مستحلب يحتوي على بروتينات الألياف العضلية. عندما تم تحفيز الأكسدة بواسطة جذر هيدروكسيل، أظهرت علامات أكسدة البروتين (شدة فلورية التريبتوفان، تكوين الكربونيل) تغييرات ملحوظة خلال ساعتين، في حين لم يتم العثور على علامات أكسدة الدهون (الهيدروبيروكسيدات) خلال نفس الفترة؛ يجب الإشارة إلى أن هذا قد يعتمد أيضًا على الحساسية المختلفة للطرق المستخدمة. على سبيل المثال، باستخدام تقنيات تحليلية مختلفة، تمكن بارون وآخرون [266] من اكتشاف منتجات أكسدة الدهون المتطايرة قبل كربونيلات البروتين. علاوة على ذلك، يبدو أن البروتينات الممتصة عند واجهة الزيت والماء أكثر حساسية للأكسدة من البروتينات غير الممتصة، كما اقترح يان وآخرون [267] لمستحلب O/W مستقر بواسطة SPI. وبالمثل، أضاف يي وآخرون [268] توين إلى مستحلب مستقر بالكازينات لتحفيز إزاحة البروتينات الممتصة من الواجهة إلى المرحلة المائية المستمرة. أظهرت المستحلبات المستقرة فقط بالكازينات أكسدة دهون بطيئة نسبيًا، في حين تم أكسدة الكازينات بسرعة. أدى الإزالة التنافسية للكازينات بواسطة السطح النشط إلى تقليل أكسدة البروتين، ولكن بعد ذلك كانت أكسدة الدهون أسرع. كما استنتج المؤلفون أن البروتينات الممتصة كانت أكثر حساسية للأكسدة بنفسها، ولكنها كانت أيضًا أكثر كفاءة في حماية الدهون. قامت نفس مجموعة البحث بإجراء دراسة مماثلة مع مستحلب مستقر بواسطة عزل بروتين مصل اللبن (WPI) ) وزيادة كميات من توين 20 ( 0 إلى ) عند pH 3.0 و pH 7.0 [269]. عند إضافة توين، تم إزاحة بروتينات مصل اللبن من الواجهة بشكل أسهل عند pH 3.0 مقارنةً بـ pH 7.0. كانت أكسدة البروتين أسرع، بينما كانت أكسدة الدهون أبطأ في كلا حالتي pH. هنا مرة أخرى، لاحظ المؤلفون أن إزاحة بروتينات مصل اللبن من الواجهة قللت من أكسدة البروتين ولكنها عززت أكسدة الدهون، مما يشير إلى أن البروتينات الممتصة أكثر عرضة للأكسدة من البروتينات غير الممتصة. تعتمد حركيات أكسدة البروتين والدهون عند الواجهة أيضًا على طبيعة البروتين نفسه. على سبيل المثال، درس سورنسن وآخرون [130] تأثير ظروف التجانس لامولسيونات الحليب الغني بزيت السمك على التغيرات في تركيبة البروتين لغشاء كريات دهون الحليب وثباتية الأكسدة للأنظمة. أدت الضغوط العالية ودرجات الحرارة العالية إلى تقليل أكسدة الدهون، بينما أدت الضغوط المنخفضة ودرجات الحرارة المنخفضة إلى تسريع أكسدة الدهون. تم تفسير هذه النتيجة المثيرة من خلال تحليل تركيبة البروتين عند الواجهة (SDS-PAGE) والميكروهيكل المستحلب (مجهر المسح بالليزر المجهري، CLSM)، والذي أظهر أن درجات الحرارة العالية أدت إلى زيادة في -لاكتوجلوبولين الممتص عند واجهة الزيت والماء، في حين أن الكازين، الذي يكون أكثر عرضة للأكسدة، كان موجودًا عند واجهة الزيت والماء مع زيادة الضغط. يمكن أن تؤثر إضافة المركبات غير البروتينية عند الواجهة أيضًا على مصير الأكسدة للامولسيون. على سبيل المثال، فإن إضافة ( ) من غلوكان مانان الكونجاك (KGM)، وهو بوليسكاريد نباتي محايد، إلى مستحلبات الجوز O/W المغلفة بـ WPI أوقف أكسدة الدهون، ولكنه عزز أكسدة البروتين [270].

قد تحتوي المستحلبات المعتمدة على البروتين أيضًا على كميات صغيرة من الدهون، والتي قد تتأكسد قبل تشكيل المستحلب. وقد لوحظ ذلك من قبل سورنسن وآخرين [271]، الذين وجدوا أن استبدال صفار البيض عالي الجودة ) مع مستحلب قائم على بروتين الحليب ( كجم) أدى إلى زيادة درجة الأكسدة في المايونيز الخفيف، على الرغم من أن المستحلب القائم على بروتين الحليب يحتوي فقط على الحديد مقابل في صفار البيض. أظهرت الأعمال السابقة أن التركيز العالي للحديد في صفار البيض، بالاشتراك مع انخفاض درجة الحموضة في المايونيز، يحفز أكسدة الدهون. وبالتالي، فإن الدرجة الأعلى من الأكسدة في المايونيز مع المستحلب القائم على بروتين الحليب كانت على الأرجح بسبب وجود الدهون المؤكسدة في المستحلب.

تم تقييم الخرائط الكمية والزمنية المكانية للأكسدة المشتركة للدهون والبروتينات مؤخرًا في المايونيز باستخدام مجهر المسح الضوئي التناسبي (CLSM) وصبغة الدهون الفلورية BODIPY 665/676 [74]. تحليل CLSM
كشفت عن توزيع غير متجانس لأكسدة البروتين عند الواجهة مما يشير إلى حبيبات البروتين الدهني التي توجد عادة في صفار البيض. أخيرًا، في غياب التوكوفيرولات (زيت مُنزع)، تم تعزيز أكسدة البروتين سواء عند الواجهة أو في المرحلة المستمرة. وقد تم عزو هذه الزيادة في أكسدة البروتين عند إزالة التوكوفيرول إلى نقل الجذور الحرة الدهنية من قطرات الزيت إلى الواجهة والمرحلة المستمرة. كما قام المؤلفون بتقييم تأثير حمض الأسكوربيك على أكسدة الدهون والبروتين. في وجود التوكوفيرولات، أظهر حمض الأسكوربيك تأثيرًا مضادًا للأكسدة تجاه الدهون، بينما في غياب التوكوفيرولات، تصرف كعامل مؤكسد. ومع ذلك، أظهرت دراسات أخرى أن حمض الأسكوربيك يعمل كعامل محفز قوي لأكسدة الدهون في المايونيز المُعد بمزيج من زيت اللفت وزيت السمك، الذي يحتوي على التوكوفيرولات. فيما يتعلق بأكسدة البروتين، عمل حمض الأسكوربيك كعامل مؤكسد للبروتينات الممتصة عند الواجهة وكذلك لتلك الموجودة في المرحلة المستمرة. ومن المثير للاهتمام، تم الإبلاغ عن سلوكيات متناقضة مع مضادات الأكسدة الأخرى فيما يتعلق بأكسدة الدهون أو البروتين. كان -توكوفيرول والبوليفينول كيرسيتين قادرين على خفض أكسدة الدهون بينما كان تأثيرهما على أكسدة البروتين غير واضح، في حين أن حمض الكارنوسيك (وهو ديتيربين فينولي) لم يكن له أي تأثير على أكسدة الدهون وكان يميل إلى تعزيز أكسدة البروتين. في مستحلب O/W مستقر بواسطة بروتينات مصل اللبن، أظهر تيان وآخرون أن التركيزات العالية من بوليفينولات الشاي يمكن أن تثبط أكسدة الدهون لكنها تعزز أكسدة البروتين. من المعروف أن البوليفينولات قادرة على الارتباط بالبروتينات من خلال تفاعلات غير تساهمية، بطريقة تعتمد على الرقم الهيدروجيني. يؤثر هذا الارتباط على الخصائص الفيزيائية والكيميائية للبروتينات. على وجه الخصوص، يمكن أن تتغير بنيتها وكيمياء سطحها من خلال تشكيل هذه المركبات البوليفينولية-البروتينية، مما يزيد من قابليتها للأكسدة.

مؤخراً جداً، تم دراسة تفاعلات أكسدة الدهون والبروتينات المتزامنة بشكل أكبر على مقاييس متعددة في المايونيز [73]. تم تحديد الجذور الحرة للبروتين عند الواجهة وفي المرحلة المستمرة باستخدام فخ للجذور الحرة مع علامة فلورية. تم استخدام مجهر الإلكترون الناقل بالتبريد (كريو-تيم) ومجهر الضوء في مجال ساطع لمراقبة جزيئات البروتين الدهني منخفض الكثافة (LDL) على مقياس نانومتري بطريقة زمنية. يسبق تراكم فخاخ الجذور الفلورية الظهور المحلي للفلوريسنس الذاتية للبروتين، وبالتالي فهو علامة مبكرة وحساسة لأكسدة البروتين. لذلك، بفضل استخدام فخ للجذور الحرة قابل للذوبان في الماء (CAMPO-AFDye 647)، يمكن اكتشاف تكوين الجذور الحرة للدهون والبروتينات في واجهة الزيت والماء، وتم التأكيد على أن أكسدة البروتين أسرع عند الواجهة مقارنة بالمرحلة المستمرة. ويرجع ذلك إلى وجود الجذور الحرة للدهون عند الواجهة. تم إجراء ملاحظات مماثلة من قبل تشين وآخرون [188] الذين وجدوا أن أكسدة بروتين مصل اللبن كانت أسرع عند واجهة الزيت والماء مقارنة بأكسدة البروتينات غير الممتصة. كما أظهر يانغ وآخرون [73] أن مسار أكسدة البروتين في المرحلة المستمرة مستقل عن أكسدة الدهون في قطرات الزيت. في هذه الحالة، تؤدي أكسدة الدهون في جزيئات LDL إلى إنتاج جذور حرة للدهون التي تحفز تكوين الجذور الحرة للبروتين وأكسدة البروتين. من الجدير بالذكر أنه عند إضافة خالب معدني مثل EDTA، تم تثبيط أكسدة البروتين بشكل أكثر فعالية عند الواجهة مقارنة بالمرحلة المستمرة.

منذ أوائل العقد الأول من القرن الحادي والعشرين، تطور نموذج كفاءة مضادات الأكسدة في المستحلبات O/W بشكل كبير، بينما في نفس الوقت، تقدم استكشاف طرق متنوعة بشكل كبير لإنتاج مضادات أكسدة ليست فعالة فقط بشكل مثالي، ولكنها تلبي أيضًا معايير أصبحت أكثر أهمية، مثل الأصل الطبيعي للمكونات لتلبية اتجاه الملصقات النظيفة.

قبل عقدين من الزمن، كانت النظرية السائدة هي نظرية المفارقة القطبية، التي تقترح أن مضادات الأكسدة القطبية ستكون أكثر فعالية في الدهون السائبة، بينما ستؤدي مضادات الأكسدة غير القطبية بشكل أفضل في المستحلبات O/W. ومع ذلك، تحدت الاكتشافات الجديدة في العقد الأول من القرن الحادي والعشرين هذا النموذج،
مما دفع إلى إعادة تقييم المفارقة القطبية وإدخال مفاهيم ونظريات جديدة [278]. على سبيل المثال، في الزيت السائب، كما تم شرحه سابقًا (القسم 2.4.2)، تم إثبات أن الموقع الحرج للأكسدة ليس هو واجهة الهواء والزيت، كما تم اقتراحه سابقًا في المفارقة القطبية. بدلاً من ذلك، تحدث الأكسدة في الكولودات المرتبطة التي تتكون من آثار من الماء وجزيئات نشطة سطحياً مثل الفوسفوليبيدات. في نفس الفترة، تم إثبات أنه في المستحلبات O/W، ينطبق علاقة غير خطية بين الكارهة للماء وقدرة مضادات الأكسدة [279]. تم دراسة هذا التأثير، المعروف باسم تأثير القطع، بشكل موسع وتم تأكيده، كما هو موضح في ما يلي (القسم 5.1).

في العقد الماضي، كان هناك اتجاه كبير آخر هو البحث عن حلول مضادات أكسدة فعالة في المستحلبات O/W بينما تعتمد على مكونات طبيعية. من بين وفرة الأدبيات ذات الصلة، التي تعتمد غالبًا على أساليب تجريبية، تشمل بعض الاتجاهات الحديثة مساعدة المعلوماتية الحيوية لإنتاج ببتيدات مضادة للأكسدة، والتوطين المنضبط لمضادات الأكسدة الطبيعية باستخدام جزيئات بيكرينغ كخزانات سطحية. يتم مراجعة هذه الجوانب أدناه، مع التركيز على كيفية ضبطها لتعزيز المكونات الطبيعية المستندة إلى البيولوجيا، وحتى المنتجات الثانوية من صناعة الأغذية الزراعية.

في المستحلبات، تعتمد فعالية مضادات الأكسدة في تقليل أكسدة الدهون بشكل كبير على تفاعليتها الكيميائية الجوهرية وقدرتها على التوطين عند واجهة الزيت والماء. بينما يعتمد الأول على قدرتها على التبرع بذرات الهيدروجين أو الإلكترونات، أي خصائصها الأكسدة والاختزال، قد يرتبط الأخير بتوازنها الكاره للماء والمحبة للماء (HLB). نظرًا لأن مضادات الأكسدة الطبيعية مثل الفينولات هي جزيئات قطبية نسبيًا، يمكن تعديل طابعها الأمفيبلي عن طريق زيادة المحبة للدهون. يمكن تحقيق هذا التعديل الهيكلي، الذي يتكون من الربط التساهمي لذيل واحد أو أكثر من الدهون، من خلال تفاعلات كيميائية أو تفاعلات محفزة بالإنزيم مثل الاسترification، أو الأميدation أو الإيثرification. على سبيل المثال، تم تطبيق زيادة المحبة للدهون بنجاح على الأحماض الفينولية [280،281]، وعلى التيروسول/الهيدروكسي تيروسول [282]، عن طريق استرification إما لمجموعة الكربوكسيل الحرة مع الكحوليات الأليفاتية
أو الهيدروكسيل الأولي مع الأحماض الكربوكسيلية الأليفاتية على التوالي. وبالتالي، من خلال الحفاظ على الهيدروكسيل الفينولي، احتفظت الجزيئات الناتجة، التي تُسمى “الفينوليبيدات”، بجميع تفاعليتها مع الجذور الحرة. تعتبر زيادة المحبة للدهون عن طريق الاسترification، التي تُجرى عادةً في ظروف قاسية مع محفزات حمضية قوية (حمض الهيدروكلوريك، حمض الكبريتيك، حمض بارا-تولوين السلفوني، راتنجات الأحماض السلفونية)، فعالة جدًا وكميّة، ويمكن دفعها إلى الاكتمال من خلال التجفيف المستمر للوسط عندما يتم إنتاج الماء. على العكس من ذلك، تسمح الإنزيمات بتخليق الفينوليبيدات في ظروف أكثر اعتدالًا مع اختيار أفضل وأقل تفاعلات جانبية. ومع ذلك، فإن التحفيز الإنزيمي غالبًا ما يكون أبطأ بكثير، وقد يكون عرضة لظواهر التثبيط، وكما تم وصفه مؤخرًا في عدة مراجعات، يتطلب ضبطًا دقيقًا للعديد من المعلمات ليكون فعالًا [283-285].

في أي حال، على الرغم من أنه يمكن العثور على الفينوليبيدات الطبيعية في العديد من النباتات [286-291]، فإن التخليق النصفي المذكور أعلاه يقدم ميزة الوصول السهل والكمي إلى مجموعة واسعة من الجزيئات المصممة خصيصًا، المناسبة بشكل خاص للتحقيق في تأثيرات الأمفيبيلية على النشاط المضاد للأكسدة في أنظمة الدهون. في هذا القسم، نركز بشكل أكثر تحديدًا على سلسلة استرات الألكيل من الأحماض الهيدروكسي بنزويك، والأحماض الهيدروكسي سيناميك، والتيروسول والهيدروكسي تيروسول (الشكل 3)، التي تم دراستها بشكل خاص على مدار العقدين الماضيين وأدت إلى تقدم كبير في هذا المجال.

في عام 2009، أبلغ لاجير عن أول تقييم منهجي لتأثير زيادة الكارهة للماء للفينوليبيدات على نشاطها المضاد للأكسدة في مستحلب نموذجي. من خلال اختبار الكلوروجينات الألكيلية (من C1، ميثيل إلى C20، إيكوسيل) في مستحلب زيت التونغ المنزوع، وجدوا أن النشاط المضاد للأكسدة زاد مع طول سلسلة الألكيل حتى عتبة تتوافق مع استر C12، تليها انهيار في قدرة مضادات الأكسدة لسلاسل الألكيل الأطول. وصف المؤلفون هذا السلوك بأنه تأثير القطع، مشيرين إلى الظاهرة العامة بنفس الاسم التي لوحظت لمختلف الأنشطة البيولوجية في سلاسل من المتجانسات الأمفيبيلية؛ بالإضافة إلى ذلك، تم الإشارة إلى سلسلة الألكيل التي حدثت عندها العتبة باسم “طول السلسلة الحرج” (CCL). لتفسير هذه النتائج غير المتوقعة، بقدر ما تم الوفاء بقواعد المفارقة القطبية جزئيًا فقط، افترض لاجير وآخرون [279] أن توزيعًا مختلفًا لمضادات الأكسدة في المراحل المختلفة من

المستحلب، وفقًا لكل من كره الماء وتركيز المستحلب، يؤثر على نشاطها المضاد للأكسدة.

في السنوات التالية، تم التحقيق في النشاط المضاد للأكسدة لسلاسل أخرى من الفينوليبيدات في مستحلبات مختلفة. بالإضافة إلى تأكيد وجود تأثير القطع بشكل منهجي، أظهرت هذه الدراسات أيضًا أن شدة العتبة المرتبطة (بالنسبة لنشاط الفينول الأصلي غير المعدل) وطول السلسلة الحرج (CCL) كانت محددة لكل نظام تم تقييمه، كما هو موضح في الجدول 1.

كانت النتائج الرئيسية من هذه الدراسات أن فعالية الفينوليبدات (وما يقابلها من CCL) تعتمد ليس فقط على تفاعليتها الخاصة (أي أن تحويلها إلى مواد محبة للدهون له تأثير ضئيل أو معدوم على فعالية جزيئات مضادات الأكسدة الضعيفة)، ولكن أيضًا على الخصائص الفيزيائية والكيميائية للإيمولسيون. وبالتالي، تم اقتراح أن الخصائص الفيزيائية والكيميائية مثل الإيمولسيون الرطب مقابل الجاف، حجم القطرات، الشحنة، المراحل وتركيب الواجهة، نوع وتركز المستحلب، وما إلى ذلك، والمرحلة التي تضاف فيها مضادات الأكسدة تلعب دورًا حاسمًا في توزيع مضادات الأكسدة في الإيمولسيون وخاصة موقعها عند واجهة الزيت والماء. خلال نفس الفترة، تم اختبار العلاقة الافتراضية بين الخصائص السطحية للفينوليبدات وتوزيعها التي صاغها لاجير et al. [279] تجريبيًا في عدة دراسات.

بعد ملاحظة ميدينا وآخرون [292] لوجود تأثير قطع في القدرة المضادة للأكسدة لبعض الفينوليبيدات المستندة إلى الهيدروكسي تيروسول في الأسماك المستحلبات، قامت نفس المجموعة بدراسة الخصائص السطحية النشطة لسلسلتين من ألكانات التيروسيل والهيدروكسي تيروسيل في الماء [300]. في كل سلسلة، كانت الإستر مع HLB من 8-11 فعالة كمواد خافضة للتوتر السطحي، لكن نظائر الهيدروكسي تيروسول أدت أداءً أفضل من نظائر التيروسول. ومن المثير للاهتمام أن فعالية الخافض للتوتر السطحي، كما تم قياسها بواسطة التوتر السطحي عند CMC، ، اتبعت نمطًا غير خطي كدالة لطول سلسلة الألكيل مع عتبة تتوافق مع استر C8 في كلا السلسلتين، أي نفس ما تم العثور عليه في CCL لنشاط مضادات الأكسدة للألكانات الهيدروكسيتيزرول في المستحلب. بعد ثلاث سنوات، قدمت ورقة أساسية من رومستيد وبرافو-دياث [122] نموذج الحركية الزائفة الموصوف في القسم 2.5، وهو نهج قوي قائم على الديناميكا الحرارية يسمح بالوصول إلى التفاعل والتوزيع لمضادات الأكسدة في المستحلبات وفقًا لخصائص النظام ومكوناته الفيزيائية والكيميائية المختلفة.

باستخدام هذا النموذج الحركي الزائف، درس لوسادا باريرو وآخرون [301] (ط) تقسيم حمض الغاليك (GA) وبعض استرات الألكيل (C3،
بروبيل؛ C8، أوكتيل؛ C12، أوكتادسيل) (الشكل 3) في مستحلبات زيت الزيتون أو زيت الذرة في الماء بنسب مختلفة من الزيت: الماء ( ) النسب ومحتويات المستحلب (تويين 20) ، و (ii) قدرة كل مركب فينولي على إبطاء أكسدة الدهون في المستحلبات. وُجدت علاقة إيجابية بين فعالية مضادات الأكسدة للغالات وتركيزها في المنطقة الواجهة، مع تأثير قطع مركزي على استر البروبيلي (C3 GA > C8 > C12). علاوة على ذلك، تم ملاحظة نفس ترتيب مضادات الأكسدة بغض النظر عن نوع الزيت، نسبة الزيت إلى الماء ( إلى )، ونسبة حجم السطح (من 0.005 إلى 0.04). لاحقًا، تم الحصول على نفس العلاقة عند تطبيق النموذج على جالات الألكيل في مستحلبات O/W المنزوعة [302-304]، وكذلك على أحماض الفينوليد الأخرى مثل كافيات الألكيل [305،306] أو ألكانات هيدروكسيتي روزيل [307] (الشكل 3). واحدة من الاستنتاجات الرئيسية لهذه الدراسات هي أن تراكم مضادات الأكسدة في المنطقة الواجهة هو عملية ديناميكية ومتطورة تعتمد على كل من HLB ونسبة حجم السطح. من ناحية، يحدث أعلى إدماج لمضاد الأكسدة عندما يكون HLB في النطاق المتوسط، عادةً ، ومن نفس ترتيب الحجم مثل الواجهة. من ناحية أخرى، تعتمد نسبة حجم الواجهة على محتوى المستحلب الأولي وعدد جزيئات مضادات الأكسدة التي تم دمجها في المنطقة الواجهة. ونتيجة لذلك، فإن زيادة نسبة حجم السطح تعزز دمج مضادات الأكسدة في المنطقة الواجهة وتعدل من HLB العام لها، ولكن مع زيادة حجم الواجهة في الوقت نفسه، قد تتأثر فعالية مضادات الأكسدة سلبًا بسبب تأثيرات التخفيف أو، على العكس، قد تتعزز. بالإضافة إلى ذلك، فإن زيادة محتوى السطح تؤدي إلى انخفاض شدة تأثير القطع، والذي قد يختفي تمامًا مع وجود فائض كبير من المستحلب.

هذا يتماشى مع تشكيل الميكلات من الفاعلات السطحية الزائدة التي تعمل كخزانات قادرة على إذابة مضادات الأكسدة [308] وتعديل توزيعها في المستحلب، مما يؤدي إلى تغيير جذري في قدرتها الظاهرة على مكافحة الأكسدة. يمكن أن يؤدي ذلك إلى انخفاض في قدرة مضادات الأكسدة عندما يتم استخراج الفينوليدات الأمفيلية من الواجهة بواسطة ميكلات الفاعلات السطحية أو، على العكس، إلى تحسين عندما يتم نقل الأنواع الأكثر شحومية من قلب قطرات الزيت إلى المراحل المائية أو الواجهة [79].

نظرًا لأن نموذج الطور الزائف لا يمكنه تمييز المنطقة الواجهة عن قطرات المستحلب أو الميسيلات، فقد تم الكشف عن هذه الظاهرة تجريبيًا في دراسات متنوعة. عند تقييم روما رينات الألكيل (C4-20) في مستحلب زيت الماء المنزوع مع Brij 35 عند

تركيز أقل من CMC الخاص به (بدون ميكيلات السطح النشط)، وجد لاجير وآخرون [293] أن الإستر الأمفيبيل C8، الموجود بشكل تفضيلي عند الواجهة، كان الأفضل في منع أكسدة الدهون، في حين أن الإسترات شديدة الكارهة للماء C16-C20 كانت شبه غير نشطة بسبب تركيزها داخل قطرات الزيت. وأظهروا أيضًا أن الإسترات C16-C20 كانت تذوب تدريجيًا في الطور المائي عند زيادة كمية Brij 35 بشكل يتجاوز CMC الخاص به. وقد لوحظ نفس الظاهرة لاحقًا مع الروزمينات الألكيلية في مستحلب فول الصويا O/W المدعوم بـ Tween 20 حيث، عند تركيز منخفض من السطح النشط، بدا أن الإستر C20 هو الأقل كفاءة كمضاد للأكسدة والإستر C4 هو الأفضل [180]. وأظهروا أن زيادة كمية ميكيلات Tween 20 في المستحلبات أدت إلى زيادة كبيرة في تركيز الإستر C20 في الطور المائي. -fold) وزيادة مصاحبة في نشاطه المضاد للأكسدة. أخيرًا، وجدت دراسة أخرى [169] نتائج متسقة عند التحقيق في تأثيرات تركيز SDS (أدنى وأعلى من CMC الخاص به) وطريقة الإدماج (أي، قبل أو بعد التجانس عالي الضغط emulsion خشن) من جالات الألكيل (C3-C16) على الاستقرار الأكسيدي من مستحلبات زيت اللفت O/W المدعومة بـ SDS. وقد لوحظ أنه بغض النظر عن الحالة، زادت القدرة المضادة للأكسدة للجالات مع طول سلسلة الألكيل حتى تم الوصول إلى مستوى ثابت لجزيء C16. ومع ذلك، كان لإدماج الفينوليد قبل التجانس تأثير إيجابي كبير على فعالية جميع الاسترات، خاصة الأكثر محبة للماء (C0-C3)، وكان هذا التأثير أكثر وضوحًا في وجود ميكيلات SDS. بالإضافة إلى الكمية، فإن طبيعة السطح النشط لها أيضًا أهمية قصوى في تحديد تأثير القطع و CCL المرتبط. على سبيل المثال، عندما تم استخدام جالات الألكيل كمضادات أكسدة في مستحلبات O/W المنزوعة، أدى استبدال المستحلب Tween 20 (مونولاورات بولي أوكسي إيثيلين-سوربات) بـ Tween 80 (مونوأوليئات بولي أوكسي إيثيلين-سوربات) إلى زيادة CCL من 4 إلى 8، مع بقاء جميع العوامل الأخرى متساوية [301-303]. كما قام غونزاليس وآخرون [309] بتقييم جالات الألكيل في الأسماك غير المنزوعة. المستحلبات المدعومة بمستحلبات أنيونية (تويين 20) أو مشحونة (ليسيثين). بينما حدث تأثير قطع واضح عند CCL بالنسبة للمستحلبات المستقرة بالليسيثين، لم يُلاحظ مثل هذا السلوك بالنسبة لتوين 20، حيث زادت فعالية مضادات الأكسدة تدريجياً مع زيادة طول السلسلة الألكيلية. أخيراً، أظهرت جميع الغالات سلوكاً مؤكسداً مع SDS كعامل مستحلب. قام سورنسن وآخرون [310] بالتحقيق في فعالية استرات الكافيين (C0-C16) في مستحلبات السمك O/W المستقرة بتوين 80 أو سيتريم. في وجود توكوفيرولات داخلية، لم يُلاحظ أي تأثير قطع في كل من المستحلبات المستقرة بتوين 80 وسيتريم، في حين كانت استرات الكافيين الألكيلية هي الأكثر فعالية كمضادات أكسدة في المستحلبات المعتمدة على الشد. مستحلبات W المثبتة بـ Tween 20، مع تأثير قطع مركزي على استر C16. اقترح المؤلفون أن وجود التوكوفيرولات قد يكون قد ساعد في تكوين الميسيلات من الكافيات بواسطة المستحلب، مما أدى إلى تقليل أو القضاء على نشاطها المضاد للأكسدة.

من ما سبق، يمكن الاستنتاج أن تأثير القطع لنشاط مضادات الأكسدة للدهون الفينولية في المستحلبات هو ظاهرة عامة، ولكنها تحدث تحت ظروف محددة. إنها تعكس تعقيد التفاعلات والتفاعلات لمضادات الأكسدة مع مكونات النظام، أولاً وقبل كل شيء، المستحلب، الذي يعتبر نوعه وتركيزه أمرًا حاسمًا بشكل خاص. لذلك، من الصعب التنبؤ بدقة بأي مضاد أكسدة سيؤدي بشكل أفضل وفي أي مستوى في نظام معين، ناهيك عن الأنظمة الغذائية الحقيقية المعقدة، وحتى الآن تظل التجربة هي الوسيلة الأكثر فعالية لمعالجة هذه القضية.

خلال العقود الأخيرة، كان هناك تركيز متزايد على إنتاج الببتيدات المضادة للأكسدة من مصادر بروتينية متنوعة مثل المصادر المائية، والنباتات الأرضية، والحيوانات الأرضية، والموارد الألبانية [311،312]. بالإضافة إلى ذلك، ركزت العديد من الدراسات الحديثة على استخدام الجوانب الجانبية الغنية بالبروتين من إنتاج الغذاء للحصول على ببتيدات مضادة للأكسدة. بطريقة مشابهة للفينولات المضادة للأكسدة، يمكن أن تعمل الببتيدات المضادة للأكسدة إما ككواشف للجذور الحرة من خلال نقل الهيدروجين أو تبرع الإلكترونات و/أو يمكن أن تشكل معقدات مع أيونات المعادن.

تقليديًا، تم استخدام نهج من الأعلى إلى الأسفل لإنتاج هيدروكسيلازات/ببتيدات البروتين المضادة للأكسدة. يعتمد هذا النهج على عملية تجريبية تبدأ بتقييم قدرة مجموعة من البروتيازات المختلفة على إنتاج هيدروكسيلازات بدرجات مختلفة من التحلل. تُضاف الإنزيمات بشكل فردي، أو في تركيبات مختلفة بتركيزات مختلفة. بعد ذلك، يتم اختبار الهيدروكسيلازات مباشرة، أو يتم تقسيمها قبل تقييم نشاطها المضاد للأكسدة لتحديد الظروف المثلى في هذا الصدد. قامت معظم الدراسات بتقييم النشاط المضاد للأكسدة للهيدروكسيلازات/الببتيدات باستخدام اختبارات مختلفة في المختبر مثل نشاط التقاط 2،2-دي فينيل-1-بيكريل هيدرازيل (DPPH)، القوة المخفضة، نشاط التقاط 2،2′-أزينوبيس-(3-إيثيل بنزوتيازولين-6-سلفونات) (ABTS) و/أو نشاط الخلب

لقد تم اقتراح أن عدد وموقع الأحماض الأمينية الكارهة للماء (Leu، Val، Ala، Pro، Phe)، والأحماض الأمينية العطرية (Tyr، Trp، His)، والأحماض الأمينية المحتوية على الكبريت (Cys، Met)، والأحماض الأمينية الحمضية (Glu)، والأحماض الأمينية القاعدية (Lys) تؤثر على القدرة المضادة للأكسدة للببتيدات. على وجه الخصوص، تم اقتراح أن الأحماض الأمينية الكارهة للماء تلعب دورًا كبيرًا في قدرة الببتيدات على القضاء على الجذور الحرة [313]. وبالمثل، تم الإبلاغ عن قدرة بقايا Phe وTyr وTrp على العمل كعوامل خلب لأيونات المعادن [314]. ومع ذلك، فإن النشاط المضاد للأكسدة للببتيدات لا يعتمد فقط على الأحماض الأمينية الفردية، ولكن أيضًا على تسلسل الأحماض الأمينية، والطول، والبنية، والشحنة للببتيدات كما سيتم التطرق إليه أدناه.

علاوة على ذلك، قد تمارس الببتيدات خصائص مضادة للأكسدة مختلفة عما لوحظ في التجارب المعملية عند إضافتها إلى أنظمة غذائية معقدة. لقد درست بعض الدراسات قدرة الهيدروكسيلايت/الببتيدات المستخرجة من النهج من الأعلى إلى الأسفل على تثبيط أكسدة الدهون في المستحلبات الزيتية/المائية (مثل [315-317])، ولكن هناك القليل من الدراسات، إن وجدت، حول التطبيق في المستحلبات الغذائية الحقيقية.

مؤخراً، تم تطوير نهج منهجي جديد لاكتشاف الببتيدات المضادة للأكسدة باستخدام أدوات الببتيدوميات والمعلوماتية الحيوية [318]. يشير هذا النهج الجديد إلى أنه يمكن تقليل كمية العمل والموارد المخصصة لهذه العملية باستخدام الأساليب الحاسوبية لتوقع الببتيدات المضادة للأكسدة. تم نشر أداة AnOxPePred في عام 2020 [318] وتقوم بتوقع النشاط المضاد للأكسدة للببتيدات باستخدام شبكة عصبية تلافيفية. إنها مفتوحة المصدر ويمكن الوصول إليها عبر خادمها على الويب.https://services.healthtech.dtu.dk/seتم تدريب النموذج المطور على مجموعة بيانات مختارة تتكون من ببتيدات مضادة للأكسدة وغير مضادة للأكسدة تم اختبارها تجريبيًا، ويستخدم التعلم العميق للتنبؤ. يمكن استخدام أداة AnOxPePred من خلال تقديم بروتينات أو ببتيدات في تسلسل واحد أو عدة تسلسلات دفعة واحدة. يتم الحصول على النتائج كدرجات تنبؤ تشير إلى أنشطة التقاط الجذور المعدنية والت chelation. بعد اختبار الخصائص الوظيفية للببتيدات المختارة من قائمة التنبؤ، يتم تطبيق البروتيوميات من الأسفل إلى الأعلى للحصول على ببتيدات مضادة للأكسدة من مصدر البروتين المعني. يسمح سير العمل البروتيومي بتصميم المعالجة اللاحقة من خلال التحلل المائي الإنزيمي المستهدف عن طريق إطلاق ببتيدات مضادة للأكسدة وفيرة تم التعرف عليها والمستمدة من مصادر بروتينية متنوعة.

في دراسة حديثة، تم تحديد ببتيدات مضادة للأكسدة مشتقة من بروتينات البطاطس، والأعشاب البحرية، والميكروبات، والسبانخ بناءً على النهج الجديد المذكور أعلاه [319]. تم فحص الببتيدات التي حصلت على أعلى الدرجات بناءً على نشاطها في التخلص من الجذور الحرة باستخدام نشاط التخلص من الجذور الحرة DPPH في المختبر (IC50 ) وتم اختيار مجموعة من الببتيدات بناءً على درجات التنبؤ الخاصة بها، ونشاطها في القضاء على الجذور الحرة DPPH في المختبر، ووفرتها النسبية في بروتيناتها الأم، وإمكانية إطلاقها عن طريق التحلل المائي الإنزيمي باستخدام التربسين لمزيد من تقييم نشاطها في نموذج مستحلب O/W مستقر باستخدام Tween 20. تم اتباع نهج مشابه أيضًا لببتيدات خالطة المعادن باستخدام اختبار الفيروزين بدلاً من اختبار القضاء على الجذور الحرة DPPH [319]. ومع ذلك، أظهرت النتائج عوامل تثبيط أقل من وكانت غير متسقة وغير قابلة للتكرار. هذا
أظهرت الدراسة نقص تقنيات الفحص الموثوقة لاختبار خلب المعادن للببتيدات الاصطناعية والحاجة إلى تقنيات متقدمة جديدة. من ناحية أخرى، تم اعتبار معلمات أخرى مهمة لنشاط خلب المعادن مثل النقطة المعزولة والشحنة الصافية عند pH 7.0 لاختيار الببتيدات الخالبة للمعادن. أظهرت النتائج أن جميع الببتيدات قدمت استقرارًا أكسديًا أفضل أو مشابهًا مقارنةً بالإيمولسيون الضابطة بدون مضادات الأكسدة وبالتالي منعت أكسدة الدهون في نظام إيمولسيون نموذجي. بشكل خاص، كانت الببتيدات المشحونة تؤدي بشكل أفضل من الببتيدات المحايدة، وكان طول الببتيدات النشطة يتراوح بين 6 و 14 حمضًا أمينيًا. أظهرت هذه الدراسة إمكانيات المعلوماتية الحيوية والبروتيوميات في تحديد الببتيدات الطبيعية المستدامة الغنية بمضادات الأكسدة الموجودة في البروتينات الأم. تتيح المنهجية استهداف الببتيدات بدقة من خلال التحلل المائي الإنزيمي المصمم، باستخدام خصوصية البروتياز وتحليل تسلسل المعلوماتية الحيوية.

تم تقييم تأثير مضادات الأكسدة للببتيدات المختارة أيضًا في كل من الإيمولسيون منخفض الدهون عند pH 4.0 وفي المايونيز [320]. على الرغم من أن النشاط المضاد للأكسدة للببتيدات كان مختلفًا في كلا النظامين، إلا أن أداء الببتيدات أبرز أهمية التركيز والتكوين والبنية (مثل pI والشحنة) لاستقرار الإيمولسيون. من الجدير بالذكر أن الشحنة الصافية للببتيد أثرت بشكل كبير على خلب المعادن. عززت الببتيدات السالبة الشحنة في المرحلة المائية من الإيمولسيون والمايونيز عند pH 4.0 استقرارها الأكسدي. تؤكد هذه النتائج أن إمكانيات الببتيد لا يمكن تعميمها بين المصفوفات بسبب تعقيد أنظمة الغذاء الحقيقية ووفرة العوامل المؤثرة. بشكل عام، لم تتوافق درجات التنبؤ تمامًا مع النتائج التجريبية؛ ومع ذلك، قد يساعد تصنيف الببتيدات بواسطة نموذج AnOXPePred في استبعاد الببتيدات التي لا تحتوي على نشاط مضاد للأكسدة واستهداف تلك ذات الإمكانيات العالية. لذلك، لا يزال هناك حاجة إلى مزيد من البحث لفهم العلاقة بين التركيب الجزيئي للببتيدات وفعاليتها المضادة للأكسدة في الإيمولسيونات الغذائية.

تقدم ببتيدوميكس رؤى حول التحلل المستهدف من خلال تحديد الإنزيمات ذات مواقع القطع المحددة. يمكن أن يمكّن استخدام التحلل البروتيني في السيلكو من تحديد أكثر الإنزيمات كفاءة لإنتاج تحلل البروتينات المضادة للأكسدة. تم استخدام هذا النهج أيضًا للحصول على ببتيدات مستحلب كما ورد في المراجعة التي أجراها غارسيا-مورينو وآخرون [321]. على الرغم من أن النهج الموصوف أعلاه اعتمد على نموذج AnOXPePred لتوقع كل من نشاط التقاط الجذور ونشاط خلب المعادن، إلا أن هناك أيضًا أدوات توقع أخرى متاحة. على سبيل المثال، تم استخدام نظرية الأحماض القاسية واللينة (HSAB) [322] لتوقع تفاعلات الببتيد-أيون المعدن. يمكن استخدام تمييز الأحماض القاسية/الناعمة لشرح سلوك أيون المعدن في وجود ببتيد. تنص نظرية HSAB على أنه من أجل تشكيل رابطة بين ذرتين، تتصرف إحدى الذرات مثل حمض لويس بينما تتصرف الأخرى مثل قاعدة لويس. أيونات المعادن هي مستقبلات أزواج الإلكترونات، وبالتالي فهي أحماض لويس، بينما الببتيدات هي مانحات أزواج الإلكترونات، وبالتالي فهي قواعد لويس. تتشكل معقدات مستقرة بين حمض لويس وقاعدة لويس ذات نفس الخصائص، أي حمض قاسي مع قاعدة قاسية، وحمض ناعم مع قاعدة ناعمة. يمكن تصنيف أيونات المعادن كأحماض قاسية (مثل Fe(III)، Ca (II) و Mg (II)، أو أحماض لويس ناعمة (مثل )، بينما لها خصائص بينهما. بناءً على تركيب الأحماض الأمينية، يمكن بالتالي توقع تفاعل الأحماض الأمينية مع أيون المعدن.

نظرًا لوجود المعادن النادرة في معظم أنظمة الغذاء، فإن نشاط خلب المعادن لمضادات الأكسدة غالبًا ما يكون مطلوبًا لكي تكون مضادات الأكسدة فعالة في نظام غذائي. لذلك، يعد نشاط خلب المعادن خاصية مهمة يجب فحصها عند تقييم إمكانيات الببتيدات المضادة للأكسدة. ومع ذلك، كما تم الإشارة إليه أعلاه، فإن اختبار الفيروزين له قيود كأداة فحص للببتيدات وفي الواقع، أيضًا للعديد من مضادات الأكسدة الأخرى.

لذلك، نظرت الأبحاث الحديثة في أدوات بديلة أكثر تقدمًا لتقييم خصائص ربط المعادن للببتيدات مثل تقنية الرنين البلازمي السطحي (SPR)، وتكنولوجيا النانو القابلة للتبديل كهربائيًا (switchSENSE®) وكروماتوغرافيا الأيونات المعدنية المثبتة
(IMAC). تعتبر تقنية SPR تقنية بصرية لتحديد ثوابت التفكك ( ) في تفاعلات الربط-المحلل. يتم تثبيت الربط، ويشكل المحلل معقدًا مع الربط المثبت وفقًا لارتباطه ذي الصلة. تعتمد تقنية switchSENSE® على النانو ليبرز القابلة للتبديل كهربائيًا وتستخدم لدراسة تفاعلات الجزيئات الحيوية في الوقت الحقيقي بين البروتينات المثبتة على النانو ليبرز والمحللات مثل البروتينات، الأحماض النووية، أو الجزيئات الصغيرة. تعتمد IMAC بشكل أساسي على التفاعلات بين أيونات المعادن المثبتة ومجموعات مانحة للإلكترونات من الجزيئات التي تتدفق في مرحلة متحركة، وبالتالي يمكن استخدامها لفصل الببتيدات وفقًا لخصائص ربط المعادن الخاصة بها. يُشار إلى القارئ إلى [323] لمزيد من التفاصيل حول هذه التقنيات. تم استخدام SPR و switchSENSE® لفحص التحللات بحثًا عن وجود ببتيدات خالبة للمعادن [324،325] وللتحقيق في تقارب الببتيدات الاصطناعية مع المثبتة . تم استخدام IMAC، على سبيل المثال، لتجزئة ببتيدات خلب المعادن المستمدة من كولاجين جلد البولوك [326] أو لتنقية الببتيدات الخالبة للمعادن من تحلل بروتين المحار [327] وتحلل بروتين اللفت [328].

ومع ذلك، لا يزال يتعين التحقيق في مدى وجود علاقة جيدة بين تصنيف خصائص خلب المعادن للتحللات و/أو الببتيدات التي تم الحصول عليها باستخدام هذه الأدوات وكفاءة مضادات الأكسدة التي تم الحصول عليها في أنظمة الغذاء الحقيقية.

بالإضافة إلى تحديد و/أو توليد جزيئات مضادة للأكسدة جديدة، كما في الأمثلة المذكورة أعلاه، فإن مسارًا آخر لتحسين حماية الدهون المستحلبة ضد الأكسدة هو زيادة كفاءة مضادات الأكسدة المعروفة من خلال التحكم في موضعها في الإيمولسيونات، وخاصة من خلال تثبيتها عند واجهة الزيت والماء. يمكن أن يكون أحد الطرق للقيام بذلك هو احتجاز مضادات الأكسدة في جزيئات بيكرينغ، والتي تم شرح مبدأ استقرار الإيمولسيون فيها في القسم 3.2.2. كما تم توضيحه في هذا الجزء السابق، على الرغم من أن جزيئات بيكرينغ الخالية من مضادات الأكسدة لا تمتلك إمكانيات واضحة في حماية قطرات الزيت ضد الأكسدة من خلال تأثير الحاجز الفيزيائي، إلا أنه لا يزال من الممكن تفعيل مثل هذه الجزيئات للتخفيف من أكسدة الدهون من خلال منحها دورًا إضافيًا كمخزن لمضادات الأكسدة. تم تسجيل هذا المفهوم كبراءة اختراع ونشره شرويدر وآخرون [329،330]. أظهرت هذه الأعمال أن احتواء مضادات الأكسدة مثل -توكوفيرول أو حمض الكارنوسيك داخل جزيئات الدهون الصلبة الكولودية (CLPs) المستخدمة كمثبتات بيكرينغ للامولسيونات O/W حسنت بشكل كبير من الاستقرار الأكسدي مقارنةً بامولسيون بيكرينغ تحكمية ذات تركيبة وهيكل مشابه، ولكن حيث كان المضاد للأكسدة مذابًا في المرحلة السائلة للزيت. في هذا الهيكل الابتكاري للامولسيون، تم إطلاق المضاد للأكسدة تدريجياً من الجزيئات السطحية إلى قلب قطرات الزيت السائل، مما يشير إلى أن CLPs تعمل كخزان للمضادات للأكسدة في المنطقة السطحية الحرجة، وبالتالي تمديد وقت إقامتها السطحية. من المثير للاهتمام، أنه عندما تم إدخال CLPs المحملة بالمضادات للأكسدة فقط في المرحلة المستمرة، لم يكن هناك تأثير ملحوظ لتعزيز المضادات للأكسدة، مما يبرز أهمية موقعها السطحي. لقد تم تطبيق هذا المفهوم لجزيئات بيكرينغ المحملة بالمضادات للأكسدة أيضًا على تركيبات أخرى من جزيئات الحامل والمضادات للأكسدة. أظهرت الجزيئات القائمة على البروتين، مثل زين أو جليادين (أي، برولامينات كارهة للماء من الذرة أو الجلوتين، على التوالي) المدمجة مع الفينولات المحبة للماء، وعدًا في تشكيل جزيئات مركبة من خلال ترسيب مضاد المذيب. على سبيل المثال، أدت جزيئات زين-حمض التانيك وجزيئات جليادين-بروانثوسيانيدين إلى امولسيونات بيكرينغ ذات استقرار أكسدي أعلى بكثير مقارنةً بالزيت السائب أو الامولسيونات المستقرة بالبروتين التحكم. في دراسة أخرى، أظهرت الامولسيونات المستقرة بجزيئات جليادين-بروانثوسيانيدين حماية متفوقة ضد أكسدة الدهون مقارنةً بالامولسيونات التحكم المستقرة بجزيئات خالية من المضادات للأكسدة، وتم الإبلاغ عن تأثيرات واقية مماثلة في الامولسيونات ذات المرحلة الداخلية العالية المستقرة بجزيئات إبيغالوكاتشين غالات-بروتين الصويا. تشمل التطورات الأخيرة كريات السيليكا المسامية الشجرية.
(DMSNs)، التي تعمل كحاملات نانوية لمضادات الأكسدة المحبة للماء أو الكارهة للماء (تم إثبات ذلك بالنسبة للإيبيغالوكتشين غالاتي والريسفيراترول) وكمنظمات بيكرينغ [335]. على الرغم من أن هذا النظام تم اختباره فقط لتثبيت زيت النكهة (وليس زيت غني بالأحماض الدهنية المتعددة غير المشبعة)، إلا أن الجسيمات احتفظت بشكل فعال بمضاد الأكسدة المستهدف داخل هيكلها الداخلي وحمت بشكل كبير السيترال من الأكسدة. لقد أثبتت هذه التصاميم المتقدمة الهرمية للجسيمات البيكرينغ ثنائية الوظيفة مفهوم الخزانات المضادة للأكسدة على الواجهة وتقدم وعدًا لتعزيز فعالية مضادات الأكسدة الطبيعية. ومع ذلك، فإن أحد العيوب الرئيسية التي قد تحد من تطبيقها على نطاق واسع هو التعقيد والتكلفة لمثل هذه الاستراتيجية، والتي قد لا تتماشى مع الاتجاه الحالي نحو أنظمة الغذاء الطبيعية، ذات الملصقات النظيفة، والمعالجة بشكل ضئيل. قد تتضمن نهجًا بديلاً، مع الاستمرار في استخدام مفهوم الجسيمات البيكرينغ المحملة بمضادات الأكسدة، الاستفادة من المحتوى الطبيعي لمضادات الأكسدة في الجسيمات الموجودة بشكل طبيعي (أي، اعتماد نهج “من الأعلى إلى الأسفل” بدلاً من “من الأسفل إلى الأعلى”، كما في الأمثلة السابقة)، مثل الجوانب الجانبية للمنتجات الغذائية والمنتجات المستندة إلى البيولوجيا. بينما سيكون مستوى التحكم في التركيب والبنية لهذه الجسيمات بالضرورة أقل من تلك الجسيمات المركبة المصممة خصيصًا، فإن لديها إمكانات كبيرة من حيث الاستدامة والطبيعية والاحتفاظ بالمضادات الأكسدة على الواجهة [159]. أحد الأمثلة على هذه الاستراتيجية تتضمن المستحلبات البيكرينغ المستقرة بجسيمات الأرز الأحمر المطحون التي تحتوي على الأنثوسيانين [336]. أظهرت هذه الدراسة أن هذه الجسيمات الغنية بالبوليفينول قدمت حماية أفضل لقطرات الزيت المستحلب ضد الأكسدة مقارنة بالمستحلبات المستقرة بالنشا من الأرز الأبيض والزيت السائب. أظهرت دراسة حديثة أخرى تركزت على تحضير المستحلبات البيكرينغ باستخدام جسيمات نباتية متنوعة، أن المستحلبات المستقرة بجسيمات شاي الماتشا وأوراق السبانخ كانت مستقرة للغاية ضد أكسدة الدهون، على عكس المستحلبات المرجعية المستقرة بواسطة المستحلبات التقليدية [337]. من المحتمل أن يُعزى هذا التأثير الوقائي إلى وجود مضادات الأكسدة الذاتية في هذه الفئات، مثل الفينولات التي تلتقط الجذور الحرة والأحماض العضوية المخلبية، على التوالي. يبدو أن استخدام مثل هذه الجسيمات الطبيعية هو نهج واعد لتثبيت المستحلبات ذات الملصقات النظيفة بشكل مادي وأكسدي. نظرًا للوجود الواسع والتنوع لمضادات الأكسدة الفينولية في المواد النباتية المتوافقة مع الغذاء، فلا شك أن هناك العديد من المصادر المحتملة لجسيمات البيكرينغ لاستكشافها.

لكي نكون كاملين، كان هناك تحول ملحوظ في استخدام مصطلح “المستحلبات بيكرينغ”، الذي يشمل الآن مجموعة متنوعة من المستحلبات الغذائية المصنوعة من مجموعة من التجمعات أو الهياكل فوق الجزيئية [16]. وهذا يختلف عن التعريف الأول الذي كان يميز المستحلبات بيكرينغ بأنها مدعومة فقط بجزيئات صلبة مرتبطة بإحكام بواجهة الزيت والماء. معظم المواد الجزيئية الحيوية المعتمدة تظهر تعقيدًا أكبر بشكل فطري مقارنة بالجزيئات النموذجية غير العضوية المستخدمة في المراحل المبكرة من أبحاث بيكرينغ. في حد ذاتها، ليست هذه مشكلة حيث يمكن اعتبار ‘عصر بيكرينغ’ بمثابة دخول رائع لاستكشاف مكونات جديدة قائمة على المواد الحيوية كحلول مضادة للأكسدة، كما هو موضح في القسم التالي (5.4). ومع ذلك، في رأينا، من المهم الاحتفاظ باستخدام مصطلح ‘المستحلبات بيكرينغ’ للأنظمة التي تلبي حقًا التعريف الفيزيائي المذكور أعلاه.

لقد تم استخدام مضادات الأكسدة الفعالة والمناسبة للطعام مثل EDTA لعقود من الزمن، لكنها فقدت شعبيتها لدى المستهلكين بسبب تصورها غير الطبيعي [338]. وقد دفع ذلك إلى البحث عن بدائل طبيعية قائمة على البيولوجيا. بالنسبة للزيوت النباتية العادية، كان استخدام مستخلصات النباتات الطبيعية فعالاً في إبطاء أكسدة الدهون [339] وقد ثبت أنها فعالة أيضاً في المستحلبات الغذائية [340]. وقد تم اقتراح المنتجات الثانوية الزراعية الغذائية كمصادر واعدة محتملة لمكونات ذات خصائص مضادة للأكسدة [341]. وقد أظهرت مجموعة من المكونات الطبيعية والمحتملة ذات العلامات النظيفة فعاليتها كمضادات أكسدة في المستحلبات الغذائية، لكن آليات العمل تم تقييمها عادة على مستوى محتوى الفينول فقط (الجدول 2). معظم المكونات في الجدول 2 هي مستخلصات من المنتجات الطبيعية، وبعضها

ملاحظة: لم يتم إدراج الزيوت النباتية التي تحتوي على نسبة عالية من مضادات الأكسدة الطبيعية.
المصدر من النفايات أو الجوانب الجانبية. بالنسبة لمعظم المكونات في الجدول 2، تم نسب نشاطها المضاد للأكسدة إلى وجود الفينولات في المرحلة المائية من مستحلبات الطعام، ولكن دون إقامة رابط آلي سببي واضح.

في المستحلبات الغذائية، كما تم توضيحه سابقًا، تم اقتراح أن أكثر مضادات الأكسدة فعالية من المحتمل أن تعمل بشكل محدد عند واجهة الزيت والماء، حيث يتم بدء الأكسدة. تم تقديم منتجات تفاعل ميلارد (MRPs) كمضادات أكسدة نشطة على السطح تعمل بشكل محدد عند الواجهات الغروية. تم مؤخرًا إثبات مبدأ استخدام MRPs كمضادات أكسدة لعينات من قهوة التحضير في مستحلبات نموذجية. تم تخصيص دور مضاد أكسدة محدد للميلاويدينات، وهي منتجات تفاعل ميلارد ذات الوزن الجزيئي العالي التي تميل أيضًا إلى الامتصاص واستقرار واجهات القطرات. قد تكون الميلاويدينات مسؤولة أيضًا عن النشاط المضاد للأكسدة لبعض الخل. تم التعرف على تأثير الخل البلسمي المضاد للأكسدة في مرحلة مبكرة، وتبعت ذلك دراسات تختبر فعالية الخل المصنع من مصادر أخرى. غالبًا ما تم نسب الآلية التي يمكن أن تعمل بها الخل كمضادات أكسدة إلى محتواها المنخفض من الوزن الجزيئي من الفينولات، والتي، بسبب قطبيتها، من غير المحتمل أن تكون نشطة مباشرة عند سطح القطرات. بالنسبة للخل البلسمي، تم إثبات أنه مصدر غني بالميلاويدينات، وتم اقتراح نشاطها المضاد للأكسدة في المايونيز في مرحلة مبكرة. ومع ذلك، لا يزال يتعين توضيح ما إذا كانت وكيف يمكن أن تعمل الميلاويدينات الموجودة في الخل كمضادات أكسدة في المستحلبات الغذائية.

من الجدير بالذكر أن الجوانب التنظيمية المتعلقة باستخدام المنتجات الثانوية في الأغذية هي مشهد معقد، يتضح ذلك بشكل خاص داخل الاتحاد الأوروبي حيث تنطبق عادةً توجيهات وتشريعات صارمة. في الاتحاد الأوروبي، تواجه عملية تعزيز قيمة المنتجات الثانوية الغذائية تنظيمًا من خلال أطر تشريعية متنوعة. تنص اللائحة الأوروبية رقم 178/2002 على إرشادات عامة.
ضمان سلامة الغذاء، بما في ذلك المنتجات الثانوية المستخدمة كمكونات غذائية. ومع ذلك، عندما تعمل هذه المنتجات الثانوية كإضافات طبيعية، يصبح الامتثال لائحة الأغذية الجديدة (اللائحة الأوروبية رقم 2015/2283) إلزاميًا. تحدد هذه اللائحة فئات الأغذية الجديدة التي تنشأ من النباتات والحيوانات والميكروبات وتقنيات الإنتاج الجديدة. تتطلب هذه الأغذية الحصول على إذن وإدراجها في قائمة الأغذية الجديدة المصرح بها التي تديرها الهيئة الأوروبية لسلامة الغذاء (EFSA). يجب الإشارة إلى أن عدم وجود تعريف واضح لنفايات الطعام والمنتجات الثانوية يشكل تحديًا، مما يعيق التقييم الدقيق ويعوق التدابير لمعالجة فقدان الطعام والنفايات. لذلك، يبدو أن التعريفات الواضحة لهذه المصطلحات ضرورية للبحوث المستقبلية وبرامج الأعمال لتعزيز الابتكار في نظام الاقتصاد الدائري. توحيد السياسات، وتقليل الأعباء الإدارية، وإرساء تنظيمات مستقرة هي أمور حيوية لتعزيز الاستثمارات وتسهيل تحويل النفايات إلى موارد قيمة. علاوة على ذلك، يعد الكودكس أليمنتاريوس، وهو مبادرة من منظمة الأغذية والزراعة (FAO) ومنظمة الصحة العالمية (WHO)، مرجعًا عالميًا لسلامة الغذاء، حيث يضع معايير وإرشادات دولية. غالبًا ما تتضمن هذه الإرشادات حدودًا مسموح بها للملوثات والإضافات والمغذيات، والتي تعتبر ضرورية لتطوير تنظيمات سلامة غذاء سليمة. تحدد الهيئات التنظيمية مثل إدارة الغذاء والدواء (FDA) في الولايات المتحدة والهيئة الأوروبية لسلامة الغذاء (EFSA) مستويات الاستهلاك اليومي المقبول (ADI) للإضافات لحماية المستهلكين من المواد الضارة. ومع ذلك، لا تزال التحديات قائمة في تقييم ملاءمة وسلامة المنتجات الثانوية بسبب غياب حدود قانونية محددة. لذلك، غالبًا ما تعتمد القيم المرجعية لتقييم المنتجات الثانوية في هذا الصدد على الحدود المحددة للمواد الأصلية أو المصفوفات المماثلة، مما يؤدي إلى تعقيد تفسير النتائج وضمان سلامة المستهلك.

لختم الحديث، بينما توفر اللوائح الحالية إطارًا لتقدير المنتجات الثانوية في الأغذية، لا تزال هناك تحديات في وضع تشريعات شاملة، مما يتطلب تعريفات واضحة وتنسيقًا لتعزيز الابتكار وضمان سلامة الغذاء في استخدام المنتجات الثانوية داخل صناعة الأغذية.

في عام 2000، أشار مكليمينتس وديكر [3] إلى تعقيد التفاعلات المعنية أثناء أكسدة المستحلبات وأهمية البيئة الجزيئية. تسلط المراجعة الحالية الضوء على التقدم الذي تم إحرازه على مدى العقدين الماضيين نحو فهم أفضل لهذا الموضوع. لقد زاد عدد الدراسات التي توضح أكسدة الدهون في المستحلبات الزيتية/المائية بشكل كبير، مما يوفر رؤى جديدة حول “العلاقة بين التركيب الجزيئي للدهون، ومضادات الأكسدة، والعوامل المؤكسدة؛ وتوزيعها بين المناطق الزيتية، والمائية، والحدودية”، و”تأثير خصائص القطرات”، و”أهمية الخصائص الحدية […] لاستراتيجيات جديدة لتأخير أكسدة الدهون”، والتي تم تحديد الحاجة إلى مزيد من البحث فيها كأمر حيوي قبل 20 عامًا [3]. هذه النقطة الأخيرة صحيحة ليس فقط عندما يتعلق الأمر بسطح قطرات الزيت، ولكن أيضًا عندما يتعلق الأمر بالمناطق الحدية من منظور أكثر شمولية، أي بما في ذلك هياكل كولودية أخرى في الطورين الزيت والمائي. وبناءً عليه، يجب أن يتطور النموذج البسيط الذي يعتبر فقط قطرات المستحلب مقابل المستحلبات غير الممتصة. إن تبني منظور دقيق يعترف بتعايش هياكل كولودية متعددة تمتد عبر أحجام مختلفة، بما في ذلك الكيانات الحاملة للدهون، ضمن المشهد الكولودي [24]. إن فهم هذه الهياكل الكولودية المتنوعة أمر بالغ الأهمية لأنها قد تؤثر بشكل كبير وتتحكم في تفاعلات أكسدة الدهون.

بالإضافة إلى ذلك، تم بذل المزيد من الجهود ليس فقط للنظر في أكسدة الدهون بمفردها، ولكن أيضًا للنظر في تفاعلات أخرى (مثل أكسدة البروتين، تفاعلات البني غير الإنزيمية، أكسدة المواد السطحية) التي يمكن أن تؤثر على المسارات الكيميائية المتعددة الأوجه. ومع ذلك، هناك حاجة إلى مزيد من التحقيق لفهم تعقيد أكسدة الدهون في المستحلبات الغذائية الحقيقية بشكل كامل، لا سيما فيما يتعلق بالتفاعلات بين العوامل و/أو الجزيئات المختلفة. بجانب أحدث…
التقدمات المنهجية الرائدة التي هي قيد التطوير النشط، سيكون إنشاء ممارسات موحدة محورياً في معالجة تعقيد تفاعلات أكسدة الدهون. هذا التوافق في المنهجيات عبر الجهود البحثية لن يعزز فقط القابلية للمقارنة ولكن سيسهل أيضاً فهمًا أكثر شمولية لآليات الأكسدة. في الوقت نفسه، فإن تطور تقنيات النمذجة يظهر كحدود حاسمة. سيكون تحسين وتطوير هذه النماذج ضروريًا في التنبؤ ومحاكاة سلوك أكسدة الدهون داخل هذه الأنظمة، مما يساعد في تصميم التجارب وكشف العلاقات المعقدة بين العوامل المعنية.

لذلك، يتطلب المسار المستقبلي للبحث في أكسدة الدهون في المستحلبات O/W نهجًا متكاملًا. إن الجمع بين التقدمات المنهجية، وتقنيات النمذجة المتطورة، وفهمًا مُحسنًا للجوانب الحركية والكلودية المعقدة سيفكك التعقيدات المتأصلة في هذه الظاهرة. ست pave هذه الجهود الطريق لاستراتيجيات مبتكرة للتحكم في تفاعلات الأكسدة والتخفيف منها في المستحلبات الغذائية، مما يضمن تحسين استقرار وجودة المنتج ضمن مشهد متطور من المكونات المستدامة، ذات العلامات النظيفة والمعالجة بشكل خفيف، والتي غالبًا ما تكون أقل نقاءً والتي تم تجاهل المعلومات التركيبية لها حتى الآن.

تلقى هذا العمل تمويلاً من منظمة هولندا للبحث العلمي (NWO) في إطار صندوق الابتكار للكيماويات (رقم المنحة 731.017.301) ومن وزارة الشؤون الاقتصادية في إطار “TKI/PPS-Toeslagregeling”. لم يكن للجهات الممولة أي دور في تصميم الدراسة، أو في جمع البيانات، أو تحليلها، أو تفسيرها، أو في كتابة المخطوطة، أو في اتخاذ قرار نشر المقال. تود CBC أن تعرب عن شكرها لمدينة نانت ومقاطعة باي دو لا لوار (فرنسا) لدعمهما بحثها من خلال منحة “Connect Talent” (VESTA، 2021-2025).

ماري هينيبيل: التصور، التحقيق، إدارة المشروع، الكتابة – المسودة الأصلية، الكتابة – المراجعة والتحرير. بيير فيلنوف: التصور، التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية، الكتابة – المراجعة والتحرير. إروان دوراند: التصور، التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية، الكتابة – المراجعة والتحرير. جيروم لوكونت: التصور، التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية، الكتابة – المراجعة والتحرير. جون فان دوينهوفن: التصور، التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية، الكتابة – المراجعة والتحرير. آن مينييه: التصور، التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية، الكتابة – المراجعة والتحرير. بتول يسيطاس: التصور، التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية، الكتابة – المراجعة والتحرير. شارلوت جاكوبسن: التصور، التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية، الكتابة – المراجعة والتحرير. كلير بيرتون-كارابين: التصور، التحقيق، إدارة المشروع، الكتابة – المسودة الأصلية، الكتابة – المراجعة والتحرير.

JvD موظف في شركة (يونيليفر) التي تصنع وتسوق مستحلبات الطعام.

[1] Xu L, Davis TA, Porter NA. Rate constants for peroxidation of polyunsaturated fatty acids and sterols in solution and in liposomes. J Am Chem Soc 2009;131 (36):13037-44. https://doi.org/10.1021/ja9029076.
[2] Cosgrove JP, Church DF, Pryor WA. The kinetics of the autoxidation of polyunsaturated fatty acids. Lipids. 1987;22(5):299-304. https://doi.org/ 10.1007/BF02533996.
[3] McClements DJ, Decker EA. Lipid oxidation in oil-in-water emulsions: impact of molecular environment on chemical reactions in heterogeneous food systems.

J Food Sci 2000;65(8):1270-82. https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.2000. tb10596.x.
[4] Berton-Carabin CC, Ropers MH, Genot C. Lipid oxidation in oil-in-water emulsions: involvement of the interfacial layer. Comprehen Rev Food Sci Food Safet 2014;13(5):945-77. https://doi.org/10.1111/1541-4337.12097.
[5] ten Klooster S, Boerkamp V, Lazaridi E, Yang S, Takeuchi M, Berton-Carabin C, et al. Lipid oxidation in food emulsions: Analytical challenges and recent developments. In: Bravo-Diaz C, editor. Lipid oxidation in food and biological systems: A physical chemistry perspective. Cham: Springer International Publishing; 2022. p. 3-29. https://doi.org/10.1007/978-3-030-87222-9_1.
[6] Barriuso B, Astiasarán I, Ansorena D. A review of analytical methods measuring lipid oxidation status in foods: a challenging task. Eur Food Res Technol 2013; 236(1):1-15. https://doi.org/10.1007/s00217-012-1866-9.
[7] Laguerre M, Lecomte J, Villeneuve P. Evaluation of the ability of antioxidants to counteract lipid oxidation: existing methods, new trends and challenges. Prog Lipid Res 2007;46(5):244-82. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2007.05.002.
[8] Xia W, Budge SM. Techniques for the analysis of minor lipid oxidation products derived from Triacylglycerols: epoxides, alcohols, and ketones. Compr Rev Food Sci Food Saf 2017;16(4):735-58. https://doi.org/10.1111/1541-4337.12276.
[9] Jacobsen C, García-Moreno PJ, Yesiltas B, Sørensen A-DM. Chapter 9 – lipid oxidation and traditional methods for evaluation. In: García-Moreno PJ, et al., editors. Omega-3 delivery systems. Academic Press; 2021. p. 183-200. https:// doi.org/10.1016/B978-0-12-821391-9.00009-0.
[10] McClements DJ. Food emulsions: Principles, practices, and techniques. 3rd edition ed. Boca Raton: CRC Press; 2015. https://doi.org/10.1201/b18868.
[11] Food emulsifiers and their applications. 3rd edition ed. Springer Cham; 2019. p. 522. https://doi.org/10.1007/978-3-030-29187-7.
[12] Drusch S, Klost M, Kieserling H. Current knowledge on the interfacial behaviour limits our understanding of plant protein functionality in emulsions. Curr Opin Colloid Interface Sci 2021;56:101503. https://doi.org/10.1016/j. cocis.2021.101503.
[13] Dickinson E. Proteins at interfaces and in emulsions stability, rheology and interactions. J Chem Soc Faraday Trans 1998;94(12):1657-69. https://doi.org/ 10.1039/A801167B.
[14] Dickinson E. Use of nanoparticles and microparticles in the formation and stabilization of food emulsions. Trends Food Sci Technol 2012;24(1):4-12. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2011.09.006.
[15] Berton-Carabin CC, Schroen K. Pickering emulsions for food applications: background, trends, and challenges. Annu Rev Food Sci Technol 2015;6:263-97. https://doi.org/10.1146/annurev-food-081114-110822.
[16] Murray BS. Pickering emulsions for food and drinks. Curr Opin Food Sci 2019;27: 57-63. https://doi.org/10.1016/j.cofs.2019.05.004.
[17] Pickering SU. CXCVI.-emulsions. J Chem Soc Trans 1907;91(0):2001-21. https://doi.org/10.1039/CT9079102001.
[18] Tcholakova S, Denkov N, Lips A. Comparison of solid particles, globular proteins and surfactants as emulsifiers. Phys Chem Chem Phys 2008;10(12):1608-27. https://doi.org/10.1039/B715933C.
[19] Berton-Carabin CC, Sagis L, Schroen K. Formation, structure, and functionality of interfacial layers in food emulsions. Annu Rev Food Sci Technol 2018;9:551-87. https://doi.org/10.1146/annurev-food-030117-012405.
[20] Bos MA, van Vliet T. Interfacial rheological properties of adsorbed protein layers and surfactants: a review. Adv Colloid Interface Sci 2001;91(3):437-71. https:// doi.org/10.1016/S0001-8686(00)00077-4.
[21] Murray BS. Rheological properties of protein films. Curr Opin Colloid Interface Sci 2011;16(1):27-35. https://doi.org/10.1016/j.cocis.2010.06.005.
[22] Hinderink EB, Sagis L, Schroën K, Berton-Carabin CC. Behavior of plant-dairy protein blends at air-water and oil-water interfaces. Colloids Surf B Biointerfaces 2020;192:111015. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2020.111015.
[23] Chevalier Y, Bolzinger M-A. Emulsions stabilized with solid nanoparticles: Pickering emulsions. Colloids Surf A Physicochem Eng Asp 2013;439:23-34. https://doi.org/10.1016/j.colsurfa.2013.02.054.
[24] ten Klooster S, Takeuchi M, Schroën K, Tuinier R, Joosten R, Friedrich H, et al. Tiny, yet impactful: detection and oxidative stability of very small oil droplets in surfactant-stabilized emulsions. J Colloid Interface Sci 2023. https://doi.org/ 10.1016/j.jcis.2023.09.005.
[25] Guzey D, McClements DJ. Formation, stability and properties of multilayer emulsions for application in the food industry. Adv Colloid Interface Sci 2006; 128-130:227-48. https://doi.org/10.1016/j.cis.2006.11.021.
[26] Samtlebe M, Yucel U, Weiss J, Coupland JN. Stability of solid lipid nanoparticles in the presence of liquid oil emulsions. J Am Oil Chem Soc 2012;89(4):609-17. https://doi.org/10.1007/s11746-011-1944-3.
[27] Klooster ST, Schroën K, Berton-Carabin C. Lipid oxidation products in model food emulsions: do they stay in or leave droplets, that’s the question. Food Chem 2023; 405:134992. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.134992.
[28] McClements D, Dungan S, German J, Kinsella J. Oil exchange between oil-inwater emulsion droplets stabilised with a non-ionic surfactant. Food Hydrocoll 1992;6(5):415-22. https://doi.org/10.1016/S0268-005X(09)80027-1.
[29] Schaich KM. Lipid oxidation: theoretical aspects. In: Bailey’s Industrial Oil and Fat Products; 2005. https://doi.org/10.1002/047167849X.bio067.
[30] Frankel EN. Chapter 1 – free radical oxidation. In: Frankel EN, editor. Lipid oxidation. 2nd ed. Woodhead Publishing; 2012. p. 15-24. https://doi.org/ 10.1533/9780857097927.15.
[31] Frankel EN. Lipid Oxidation. Elsevier; 2014.
[32] Kerr JA. Bond dissociation energies by kinetic methods. Chem Rev 1966;66(5): 465-500. https://doi.org/10.1021/cr60243a001.
[33] Frankel EN. Volatile lipid oxidation products. Prog Lipid Res 1983;22(1):1-33. https://doi.org/10.1016/0163-7827(83)90002-4.
[34] Schaich KM. Metals and lipid oxidation. Contemporary issues. Lipids. 1992;27(3): 209-18. https://doi.org/10.1007/BF02536181.
[35] Minotti G, Aust SD. Redox cycling of iron and lipid peroxidation. Lipids. 1992;27 (3):219-26. https://doi.org/10.1007/BF02536182.
[36] Mozuraityte R, Kristinova V, Rustad T, Storrø I. The role of iron in peroxidation of PUFA: effect of pH and chelators. Eur J Lipid Sci Technol 2016;118(4):658-68. https://doi.org/10.1002/ejlt.201400590.
[37] Mozuraityte R, Rustad T, Storrø I. The role of iron in peroxidation of polyunsaturated fatty acids in liposomes. J Agric Food Chem 2008;56(2):537-43. https://doi.org/10.1021/jf0716073.
[38] Ingold KU. Inhibition of the autoxidation of organic substances in the liquid phase. Chem Rev 1961;61(6):563-89. https://doi.org/10.1021/cr60214a002.
[39] Jacobsen C, Timm M, Meyer AS. Oxidation in fish oil enriched mayonnaise: ascorbic acid and low pH increase oxidative deterioration. J Agric Food Chem 2001;49(8):3947-56. https://doi.org/10.1021/jf001253e.
[40] Jacobsen C, Let MB, Nielsen NS, Meyer AS. Antioxidant strategies for preventing oxidative flavour deterioration of foods enriched with n-3 polyunsaturated lipids: a comparative evaluation. Trends Food Sci Technol 2008;19(2):76-93. https:// doi.org/10.1016/j.tifs.2007.08.001.
[41] Shahidi F, Ambigaipalan P. Phenolics and polyphenolics in foods, beverages and spices: antioxidant activity and health effects-A review. J Funct Foods 2015;18: 820-97. https://doi.org/10.1016/j.jff.2015.06.018.
[42] Quideau S, Deffieux D, Douat-Casassus C, Pouységu L. Plant polyphenols: chemical properties, biological activities, and synthesis. Angew Chem Int Ed 2011;50(3):586-621. https://doi.org/10.1002/anie.201000044.
[43] Jacobsen C, Hartvigsen K, Thomsen MK, Hansen LF, Lund P, Skibsted LH, et al. Lipid oxidation in fish oil enriched mayonnaise: calcium disodium ethylenediaminetetraacetate, but not gallic acid, strongly inhibited oxidative deterioration. J Agric Food Chem 2001;49(2):1009-19. https://doi.org/10.1021/ jf000729r.
[44] Gumus CE, Decker EA, McClements DJ. Impact of legume protein type and location on lipid oxidation in fish oil-in-water emulsions: lentil, pea, and faba bean proteins. Food Res Int 2017;100(Pt 2):175-85. https://doi.org/10.1016/j. foodres.2017.08.029.
[45] Berton C, M.H.L.N. Ropers, Guibert D, Solé VR, Genot C. Modifications of interfacial proteins in oil-in-water emulsions prior to and during lipid oxidation. J Agric Food Chem 2012;60(35):8659-71. https://doi.org/10.1021/jf300490w.
[46] Schaich KM. Lipid oxidation: new perspectives on an old reaction. In: Bailey’s Industrial Oil and Fat Products; 2020. p. 1-72. https://doi.org/10.1002/ 047167849X.bio067.pub2.
[47] Mubiru E, Shrestha K, Papastergiadis A, De Meulenaer B. Improved gas chromatography-flame ionization detector analytical method for the analysis of epoxy fatty acids. J Chromatogr A 2013;1318:217-25. https://doi.org/10.1016/j. chroma.2013.10.025.
[48] Marmesat S, Velasco J, Dobarganes MC. Quantitative determination of epoxy acids, keto acids and hydroxy acids formed in fats and oils at frying temperatures. J Chromatogr A 2008;1211(1):129-34. https://doi.org/10.1016/j. chroma.2008.09.077.
[49] Velasco J, Berdeaux O, Márquez-Ruiz G, Dobarganes MC. Sensitive and accurate quantitation of monoepoxy fatty acids in thermoxidized oils by gas-liquid chromatography. J Chromatogr A 2002;982(1):145-52. https://doi.org/ 10.1016/S0021-9673(02)01481-4.
[50] Velasco J, Marmesat S, Bordeaux O, Márquez-Ruiz G, Dobarganes C. Formation and evolution of Monoepoxy fatty acids in Thermoxidized olive and sunflower oils and quantitation in used frying oils from restaurants and fried-food outlets. J Agric Food Chem 2004;52(14):4438-43. https://doi.org/10.1021/jf030753f.
[51] Mubiru E, Shrestha K, Papastergiadis A, De Meulenaer B. Development and validation of a gas chromatography-flame ionization detection method for the determination of epoxy fatty acids in food matrices. J Agric Food Chem 2014;62 (13):2982-8. https://doi.org/10.1021/jf405664c.
[52] Grüneis V, Fruehwirth S, Zehl M, Ortner J, Schamann A, J.r. König, and M. Pignitter.. Simultaneous analysis of epoxidized and hydroperoxidized triacylglycerols in canola oil and margarine by LC-MS. J Agric Food Chem 2019; 67(36):10174-84. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.9b03601.
[53] Fruehwirth S, Egger S, Flecker T, Ressler M, Firat N, Pignitter M. Acetone as indicator of lipid oxidation in stored margarine. Antioxidants. 2021;10(1):59. https://doi.org/10.3390/antiox10010059.
[54] Boerkamp VJ, Merkx DW, Wang J, Vincken J-P, Hennebelle M, van Duynhoven JP. Quantitative assessment of epoxide formation in oil and mayonnaise by 1H-13C HSQC NMR spectroscopy. Food Chem 2022;390:133145. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.133145.
[55] Steenhorst-Slikkerveer L, Louter A, Janssen H-G, Bauer-Plank C. Analysis of nonvolatile lipid oxidation products in vegetable oils by normal-phase highperformance liquid chromatography with mass spectrometric detection. J Am Oil Chem Soc 2000;77(8):837. https://doi.org/10.1007/s11746-000-0134-1.
[56] Morales A, Marmesat S, Ruiz-Méndez MV, Márquez-Ruiz G, Velasco J. Formation of oxidation products in edible vegetable oils analyzed as FAME derivatives by HPLC-UV-ELSD. Food Res Int 2014;62:1080-6. https://doi.org/10.1016/j. foodres.2014.05.063.
[57] Morales A, Dobarganes C, Márquez-Ruiz G, Velasco J. Quantitation of Hydroperoxy-, keto- and Hydroxy-dienes during oxidation of FAMEs from highlinoleic and high-oleic sunflower oils. J Am Oil Chem Soc 2010;87(11):1271-9. https://doi.org/10.1007/s11746-010-1624-8.
[58] Morales A, Marmesat S, Dobarganes MC, Márquez-Ruiz G, Velasco J. Quantitative analysis of hydroperoxy-, keto- and hydroxy-dienes in refined vegetable oils. J Chromatogr A 2012;1229:190-7. https://doi.org/10.1016/j. chroma.2012.01.039.
[59] Morales A, Marmesat S, Dobarganes MC, Márquez-Ruiz G, Velasco J. Formation of Hydroperoxy-, keto- and Hydroxy-dienes in FAME from oils: influence of temperature and addition of -tocopherol. J Am Oil Chem Soc 2012;89(4): 675-84. https://doi.org/10.1007/s11746-011-1961-2.
[60] Emami S, Zhang Z, Taha AY. Quantitation of Oxylipins in fish and algae oil supplements using optimized hydrolysis procedures and ultra-high performance liquid chromatography coupled to tandem mass-spectrometry. J Agric Food Chem 2020;68(35):9329-44. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.0c02461.
[61] Richardson CE, Hennebelle M, Otoki Y, Zamora D, Yang J, Hammock BD, et al. Lipidomic analysis of oxidized fatty acids in plant and algae oils. J Agric Food Chem 2017;65(9):1941-51. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.6b05559.
[62] Zhou L, Zhao M, Bindler F, Marchioni E. Identification of oxidation compounds of 1-Stearoyl-2-linoleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine during thermal oxidation. J Agric Food Chem 2015;63(43):9615-20. https://doi.org/10.1021/ acs.jafc.5b03753.
[63] Le Grandois J, Marchioni E, Ennahar S, Giuffrida F, Bindler F. Identification and kinetics of oxidized compounds from phosphatidylcholine molecular species. Food Chem 2010;119(3):1233-8. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2009.08.042.
[64] Parchem K, Kusznierewicz B, Chmiel T, Maciołek P, Bartoszek A. Profiling and qualitative assessment of enzymatically and thermally oxidized egg yolk phospholipids using a two-step high-performance liquid chromatography protocol. J Am Oil Chem Soc 2019;96(6):693-706. https://doi.org/10.1002/ aocs. 12218.
[65] Kato S, Iseki T, Hanzawa Y, Otoki Y, Ito J, Kimura F, et al. Evaluation of the mechanisms of mayonnaise phospholipid oxidation. J Oleo Sci 2017;66(4): 369-74. https://doi.org/10.5650/jos.ess16187.
[66] Laguerre M, Tenon M, Bily A, Birtić S. Toward a spatiotemporal model of oxidation in lipid dispersions: A hypothesis-driven review. Eur J Lipid Sci Technol 2020;122(3):1900209. https://doi.org/10.1002/ejlt.201900209.
[67] Ghelichi S, Hajfathalian M, Yesiltas B, Sørensen ADM, García-Moreno PJ, Jacobsen C. Oxidation and oxidative stability in emulsions. Comprehen Rev Food Sci Food Safet 2023;22(3):1864-901. https://doi.org/10.1111/15414337.13134.
[68] Mei L, McClements DJ, Wu J, Decker EA. Iron-catalyzed lipid oxidation in emulsion as affected by surfactant, pH and NaCl . Food Chem 1998;61(3):307-12. https://doi.org/10.1016/S0308-8146(97)00058-7.
[69] Waraho T, McClements DJ, Decker EA. Mechanisms of lipid oxidation in food dispersions. Trends Food Sci Technol 2011;22(1):3-13. https://doi.org/10.1016/ j.tifs.2010.11.003.
[70] Rampon V, Lethuaut L, Mouhous-Riou N, Genot C. Interface characterization and aging of bovine serum albumin stabilized oil-in-water emulsions as revealed by front-surface fluorescence. J Agric Food Chem 2001;49(8):4046-51. https://doi. org/10.1021/jf001170y.
[71] Chen J, Li X, Cao C, Kong B, Wang H, Zhang H, et al. Effects of different pH conditions on interfacial composition and protein-lipid co-oxidation of whey protein isolate-stabilised O/W emulsions. Food Hydrocoll 2022;131:107752. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2022.107752.
[72] Raudsepp P, Bruggemann DA, Andersen ML. Detection of radicals in single droplets of oil-in-water emulsions with the lipophilic fluorescent probe BODIPY (665/676) and confocal laser scanning microscopy. Free Radic Biol Med 2014;70: 233-40. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2014.02.026.
[73] Yang S, Takeuchi M, Friedrich H, van Duynhoven JP, Hohlbein J. Unravelling mechanisms of protein and lipid oxidation in mayonnaise at multiple length scales. Food Chem 2023;402:134417. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2022.134417.
[74] Yang S, Verhoeff AA, Merkx DWH, van Duynhoven JPM, Hohlbein J. Quantitative spatiotemporal mapping of lipid and protein oxidation in mayonnaise. Antioxidants (Basel) 2020;9(12). https://doi.org/10.3390/antiox9121278.
[75] Berton-Carabin C, Genot C, Gaillard C, Guibert D, Ropers M. Design of interfacial films to control lipid oxidation in oil-in-water emulsions. Food Hydrocoll 2013;33 (1):99-105. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2013.02.021.
[76] Berton C, Genot C, Guibert D, Ropers M-H. Effect of lateral heterogeneity in mixed surfactant-stabilized interfaces on the oxidation of unsaturated lipids in oil-in-water emulsions. J Colloid Interface Sci 2012;377(1):244-50. https://doi. org/10.1016/j.jcis.2012.03.084.
[77] Hohlbein J. Single-molecule localization microscopy as an emerging tool to probe multiscale food structures. Food Struct 2021;30:100236. https://doi.org/ 10.1016/j.foostr.2021.100236.
[78] Jabermoradi A, Yang S, Gobes MI, Van Duynhoven JPM, Hohlbein J. Enabling single-molecule localization microscopy in turbid food emulsions. Philos Trans R Soc A Math Phys Eng Sci 2022;380(2220). https://doi.org/10.1098/ rsta.2020.0164.
[79] Villeneuve P, Bourlieu-Lacanal C, Durand E, Lecomte J, McClements DJ, Decker EA. Lipid oxidation in emulsions and bulk oils: a review of the importance of micelles. Crit Rev Food Sci Nutr 2023;63(20):4687-727. https://doi.org/ 10.1080/10408398.2021.2006138.
[80] Budilarto ES, Kamal-Eldin A. The supramolecular chemistry of lipid oxidation and antioxidation in bulk oils. Eur J Lipid Sci Technol 2015;117(8):1095-137. https://doi.org/10.1002/ejlt.201400200.
[81] Chaiyasit W, Elias RJ, McClements DJ, Decker EA. Role of physical structures in bulk oils on lipid oxidation. Crit Rev Food Sci Nutr 2007;47(3):299-317. https:// doi.org/10.1080/10408390600754248.
[82] Chen B, Han A, McClements DJ, Decker EA. Physical structures in soybean oil and their impact on lipid oxidation. J Agric Food Chem 2010;58(22):11993-9. https://doi.org/10.1021/jf102763p.
[83] Cui L, McClements DJ, Decker EA. Impact of phosphatidylethanolamine on the antioxidant activity of alpha-tocopherol and trolox in bulk oil. J Agric Food Chem 2015;63(12):3288-94. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b00243.
[84] Koga T, Nagao A, Terao J, Sawada K, Mukai K. Synthesis of a phosphatidyl derivative of vitamin E and its antioxidant activity in phospholipid bilayers. Lipids. 1994;29(2):83-9. https://doi.org/10.1007/BF02537147.
[85] Koga T, Terao J. Phospholipids increase radical-scavenging activity of vitamin E in a bulk oil model system. J Agric Food Chem 1995;43(6):1450-4. https://doi. org/10.1021/jf00054a007.
[86] Yoo K, Kim S, Kim M-J, Oh W, Lee J. Effects of association colloidal structures on the oxygen solubility in oil-in-water emulsion matrix. Food Sci Biotechnol 2023: 1-9. https://doi.org/10.1007/s10068-023-01338-6.
[87] Kittipongpittaya K, Panya A, McClements DJ, Decker EA. Impact of free fatty acids and phospholipids on reverse micelles formation and lipid oxidation in bulk oil. J Am Oil Chem Soc 2014;91:453-62. https://doi.org/10.1007/s11746-013-2388-8.
[88] Farhoosh R. Reliable determination of the induction period and critical reverse micelle concentration of lipid hydroperoxides exploiting a model composed of pseudo-first and -second order reaction kinetics. LWT. 2018;98:406-10. https:// doi.org/10.1016/j.lwt.2018.09.003.
[89] Merkx DW, Swager A, van Velzen EJ, van Duynhoven JP, Hennebelle M. Quantitative and predictive modelling of lipid oxidation in mayonnaise. Antioxidants. 2021;10(2):287. https://doi.org/10.3390/antiox10020287.
[90] Laguerre M, Bily A, Roller M, Birtić S. Mass transport phenomena in lipid oxidation and antioxidation. Annu Rev Food Sci Technol 2017;8:391-411. https://doi.org/10.1146/annurev-food-030216-025812.
[91] Raudsepp P, Brüggemann DA, Andersen ML. Evidence for Transfer of Radicals between Oil-in-Water Emulsion Droplets as Detected by the Probe (E,E)-3,5-Bis(4-phenyl-1,3-butadienyl)-4,4-difluoro-4-bora-3a,4a-diaza-s-indacene, BODIPY665/ 676. J Agric Food Chem 2014;62(51):12428-35. https://doi.org/10.1021/ jf504404a.
[92] Raudsepp P, Brüggemann DA, Knudsen JC, Andersen ML. Localized lipid autoxidation initiated by two-photon irradiation within single oil droplets in oil-in-water emulsions. Food Chem 2016;199:760-7. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2015.12.070.
[93] Banerjee C, Breitenbach T, Ogilby PR. Spatially resolved experiments to monitor the singlet oxygen initiated oxidation of lipid droplets in emulsions. ChemPhotoChem. 2018;2(7):586-95. https://doi.org/10.1002/cptc.201800005.
[94] Banerjee C, Westberg M, Breitenbach T, Bregnhøj M, Ogilby PR. Monitoring interfacial lipid oxidation in oil-in-water emulsions using spatially resolved optical techniques. Anal Chem 2017;89(11):6239-47. https://doi.org/10.1021/ acs.analchem.7b01228.
[95] Yesiltas B, García-Moreno PJ, Sørensen A-DM, Banerjee C, Anankanbil S, Guo Z, et al. The use of soy and egg phosphatidylcholines modified with Caffeic acid enhances the oxidative stability of high-fat (70%) fish oil-in-water emulsions. Coll Interf 2023;7(3):60. https://doi.org/10.3390/colloids7030060.
[96] Pryor WA. Oxy-radicals and related species: their formation, lifetimes, and reactions. Annu Rev Physiol 1986;48:657-67. https://doi.org/10.1146/annurev. ph.48.030186.003301.
[97] Termini J. Peroxyl and alkoxyl radical mediated DNA damage. In: Cutler RG, Rodriguez H, editors. Critical Reviews of Oxidative Stress and Aging. Advances in Basic Science, Diagnostics and Intervention. World Scientific Publishing Co. Pte. Ltd.; 2003. p. 39-53. https://doi.org/10.1142/9789812775733_0003.
[98] Coupland JN, Zhu Z, Wan H, McClements DJ, Nawar WW, Chinachoti P. Droplet composition affects the rate of oxidation of emulsified ethyl linoleate. J Am Oil Chem Soc 1996;73(6):795-901. https://doi.org/10.1007/BF02517957.
[99] Malassagne-Bulgarelli N, McGrath KM. Emulsion ageing: effect on the dynamics of oil exchange in oil-in-water emulsions. Soft Matter 2013;9(1):48-59. https:// doi.org/10.1039/C2SM26229K.
[100] Li P, McClements DJ, Decker EA. Application of flow cytometry as novel technology in studying lipid oxidation and mass transport phenomena in oil-inwater emulsions. Food Chem 2020;315:126225. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2020.126225.
[101] Nuchi CD, Hernandez P, McClements DJ, Decker EA. Ability of lipid hydroperoxides to partition into surfactant micelles and alter lipid oxidation rates in emulsions. J Agric Food Chem 2002;50(19):5445-9. https://doi.org/10.1021/ jf020095j.
[102] Verleyen T, Kamal-Eldin A, Dobarganes C, Verhé R, Dewettinck K, Huyghebaert A. Modeling of -tocopherol loss and oxidation products formed during thermoxidation in triolein and tripalmitin mixtures. Lipids. 2001;36(7): 719-26. https://doi.org/10.1007/s11745-001-0777-6.
[103] Barretto ACS, Ida EI, Silva RSF, Torres EAFS, Shimokomaki M. Empirical models for describing poultry meat lipid oxidation inhibition by natural antioxidants. J Food Compos Anal 2003;16(5):587-94. https://doi.org/10.1016/S0889-1575 (03)00023-1.
[104] Høy M, Mozuraityte R, Segtnan V, Storrø I, Bjørn Helge M, Rustad T, et al. The use of experimental design methodology for investigating a lipid oxidation rate assay. Chemom Intel Lab Syst 2008;91(2):164-72. https://doi.org/10.1016/j. chemolab.2007.11.001.
[105] Kerrihard AL, Nagy K, Craft BD, Beggio M, Pegg RB. Oxidative stability of commodity fats and oils: modeling based on fatty acid composition. J Am Oil Chem Soc 2015;92(8):1153-63. https://doi.org/10.1007/s11746-015-2686-4.
[106] Pinchuk I, Lichtenberg D. Analysis of the kinetics of lipid peroxidation in terms of characteristic time-points. Chem Phys Lipids 2014;178:63-76. https://doi.org/ 10.1016/j.chemphyslip.2013.12.001.
[107] Murado MA, Vázquez JA. Mathematical model for the characterization and objective comparison of antioxidant activities. J Agric Food Chem 2010;58(3): 1622-9. https://doi.org/10.1021/jf903709z.
[108] Farhoosh R. A reconsidered approach providing kinetic parameters and rate constants to analyze the oxidative stability of bulk lipid systems. Food Chem 2020;327:127088. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2020.127088.
[109] Farhoosh R. New insights into the kinetic and thermodynamic evaluations of lipid peroxidation. Food Chem 2022;375:131659. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2021.131659.
[110] Li X, Wu G, Huang J, Zhang H, Jin Q, Wang X. Kinetic models to understand the coexistence of formation and decomposition of hydroperoxide during lipid oxidation. Food Res Int 2020;136:109314. https://doi.org/10.1016/j. foodres.2020.109314.
[111] Aragao GMF, Corradini MG, Peleg M. A phenomenological model of the peroxide Value’s rise and fall during lipid oxidation. J Am Oil Chem Soc 2008;85(12):1143. https://doi.org/10.1007/s11746-008-1305-z.
[112] Ozilgen S, Ozilgen M. Kinetic model of lipid oxidation in foods. J Food Sci 1990; 55(2):498-501. https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.1990.tb06795.x.
[113] McPherson PAC, Bole A, Cruz KA, Young IS, McEneny J. A curvilinear approach to the kinetic analysis of linoleate peroxidation in aqueous liposomes by 2,2’azobis (2-amidoinopropane) dihydrochloride. Chem Phys Lipids 2012;165(6):682-8. https://doi.org/10.1016/j.chemphyslip.2012.07.004.
[114] Merkx DW, Hong GS, Ermacora A, Van Duynhoven JP. Rapid quantitative profiling of lipid oxidation products in a food emulsion by 1H NMR. Anal Chem 2018;90(7):4863-70. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.8b00380.
[115] Nguyen KA, Hennebelle M, van Duynhoven JPM, Dubbelboer A, Boerkamp VJP, Wierenga PA. Mechanistic kinetic modelling of lipid oxidation in vegetable oils to estimate shelf-life. Food Chem 2024;433:137266. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2023.137266.
[116] Schroën K, Berton-Carabin CC. A unifying approach to lipid oxidation in emulsions: modelling and experimental validation. Food Res Int 2022;160: 111621. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2022.111621.
[117] Tan CP, Che Man YB, Selamat J, Yusoff MSA. Application of arrhenius kinetics to evaluate oxidative stability in vegetable oils by isothermal differential scanning calorimetry. J Am Oil Chem Soc 2001;78(11):1133-8. https://doi.org/10.1007/ s11746-001-0401-1.
[118] Farhoosh R. Critical kinetic parameters and rate constants representing lipid peroxidation as affected by temperature. Food Chem 2021;340:128137. https:// doi.org/10.1016/j.foodchem.2020.128137.
[119] Sullivan JC, Budge SM, St-Onge M. Modeling the primary oxidation in commercial fish oil preparations. Lipids. 2011;46(1):87-93. https://doi.org/ .
[120] Shim SD, Lee SJ. Shelf-life prediction of perilla oil by considering the induction period of lipid oxidation. Eur J Lipid Sci Technol 2011;113(7):904-9. https://doi. org/10.1002/ejlt.201000325.
[121] Bravo-Diaz C. Advances in the control of lipid peroxidation in oil-in-water emulsions: kinetic approaches(dagger). Crit Rev Food Sci Nutr 2022:1-33. https://doi.org/10.1080/10408398.2022.2029827.
[122] Romsted LS, Bravo-Díaz C. Modeling chemical reactivity in emulsions. Curr Opin Colloid Interface Sci 2013;18(1):3-14. https://doi.org/10.1016/j. cocis.2012.11.001.
[123] Genot C. Distributions of phenolic acid antioxidants between the interfacial and aqueous regions of corn oil emulsions-a commentary. Eur J Lipid Sci Technol 2015;117(11):1684-6. https://doi.org/10.1002/ejlt.201500210.
[124] Nazir A, Schroën K, Boom R. Premix emulsification: A review. J Membr Sci 2010; 362(1):1-11. https://doi.org/10.1016/j.memsci.2010.06.044.
[125] Costa ALR, Gomes A, Andrade CCPD, Cunha RL. Emulsifier functionality and process engineering: Progress and challenges. Food Hydrocoll 2017;68:69-80. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2016.10.012.
[126] Neves MA, Wang Z, Kobayashi I, Nakajima M. Assessment of oxidative stability in fish oil-in-water emulsions: effect of emulsification process, droplet size and storage temperature. J Food Process Eng 2017;40(1):e12316. https://doi.org/ 10.1111/jfpe.12316.
[127] Walker R, Decker EA, McClements DJ. Development of food-grade nanoemulsions and emulsions for delivery of omega-3 fatty acids: opportunities and obstacles in the food industry. Food Funct 2015;6(1):42-55. https://doi.org/10.1039/ c4fo00723a.
[128] Horn AF, Barouh N, Nielsen NS, Baron CP, Jacobsen C. Homogenization pressure and temperature affect protein partitioning and oxidative stability of emulsions. J Am Oil Chem Soc 2013;90(10):1541-50. https://doi.org/10.1007/s11746-013-2292-2.
[129] Let MB, Jacobsen C, Sorensen AD, Meyer AS. Homogenization conditions affect the oxidative stability of fish oil enriched milk emulsions: lipid oxidation. J Agric Food Chem 2007;55(5):1773-80. https://doi.org/10.1021/jf062391s.
[130] Sorensen AD, Baron CP, Let MB, Bruggemann DA, Pedersen LR, Jacobsen C. Homogenization conditions affect the oxidative stability of fish oil enriched milk emulsions: oxidation linked to changes in protein composition at the oil-water interface. J Agric Food Chem 2007;55(5):1781-9. https://doi.org/10.1021/ jf0623900.
[131] Hu M, McClements DJ, Decker EA. Lipid oxidation in corn oil-in-water emulsions stabilized by casein, whey protein isolate, and soy protein isolate. J Agric Food Chem 2003;51(6):1696-700. https://doi.org/10.1021/jf020952j.
[132] Shao Y, Tang C-H. Characteristics and oxidative stability of soy protein-stabilized oil-in-water emulsions: influence of ionic strength and heat pretreatment. Food Hydrocoll 2014;37:149-58. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2013.10.030.
[133] Kellerby SS, Gu YS, McClements DJ, Decker EA. Lipid oxidation in a menhaden oil-in-water emulsion stabilized by sodium Caseinate cross-linked with transglutaminase. J Agric Food Chem 2006;54(26):10222-7. https://doi.org/ 10.1021/jf062143w.
[134] Lesmes U, Sandra S, Decker EA, McClements DJ. Impact of surface deposition of lactoferrin on physical and chemical stability of omega-3 rich lipid droplets stabilised by caseinate. Food Chem 2010;123(1):99-106. https://doi.org/ 10.1016/j.foodchem.2010.04.007.
[135] Chen B, Li H, Ding Y, Rao J. Improvement of physicochemical stabilities of emulsions containing oil droplets coated by non-globular protein-beet pectin complex membranes. Food Res Int 2011;44(5):1468-75. https://doi.org/ 10.1016/j.foodres.2011.03.024.
[136] Gudipati V, Sandra S, McClements DJ, Decker EA. Oxidative stability and in vitro digestibility of fish oil-in-water emulsions containing multilayered membranes. J Agric Food Chem 2010;58(13):8093-9. https://doi.org/10.1021/jf101348c.
[137] McClements DJ, Decker E. Interfacial antioxidants: A review of natural and synthetic emulsifiers and Coemulsifiers that can inhibit lipid oxidation. J Agric Food Chem 2018;66(1):20-35. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.7b05066.
[138] Dickinson E. Mixed biopolymers at interfaces: competitive adsorption and multilayer structures. Food Hydrocoll 2011;25(8):1966-83. https://doi.org/ 10.1016/j.foodhyd.2010.12.001.
[139] García-Moreno PJ, Horn AF, Jacobsen C. Influence of casein-phospholipid combinations as emulsifier on the physical and oxidative stability of fish oil-inwater emulsions. J Agric Food Chem 2014;62(5):1142-52. https://doi.org/ 10.1021/jf405073x.
[140] Yesiltas B, Soria Caindec AM, García-Moreno PJ, Echers SG, Olsen TH, Jones NC, et al. Physical and oxidative stability of fish oil-in-water emulsions stabilized with emulsifier peptides derived from seaweed, methanotrophic bacteria and potato proteins. Colloids Surf A Physicochem Eng Asp 2023;663:131069. https://doi. org/10.1016/j.colsurfa.2023.131069.
[141] Yesiltas B, Torkkeli M, Almásy L, Dudás Z, García-Moreno PJ, Sørensen A-DM, et al. Small-angle neutron scattering study of high fat fish oil-in-water emulsion stabilized with sodium Caseinate and phosphatidylcholine. Langmuir. 2020;36 (9):2300-6. https://doi.org/10.1021/acs.langmuir.9b03269.
[142] Ozturk B, McClements DJ. Progress in natural emulsifiers for utilization in food emulsions. Curr Opin Food Sci 2016;7:1-6. https://doi.org/10.1016/j. cofs.2015.07.008.
[143] Sharif HR, Williams PA, Sharif MK, Abbas S, Majeed H, Masamba KG, et al. Current progress in the utilization of native and modified legume proteins as emulsifiers and encapsulants-A review. Food Hydrocoll 2018;76:2-16. https:// doi.org/10.1016/j.foodhyd.2017.01.002.
[144] Burger TG, Zhang Y. Recent progress in the utilization of pea protein as an emulsifier for food applications. Trends Food Sci Technol 2019;86:25-33. https:// doi.org/10.1016/j.tifs.2019.02.007.
[145] Lam RSH, Nickerson MT. Food proteins: A review on their emulsifying properties using a structure-function approach. Food Chem 2013;141(2):975-84. https:// doi.org/10.1016/j.foodchem.2013.04.038.
[146] Schutyser M, Van der Goot A. The potential of dry fractionation processes for sustainable plant protein production. Trends Food Sci Technol 2011;22(4): 154-64. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2010.11.006.
[147] Faraji H, McClements DJ, Decker EA. Role of continuous phase protein on the oxidative stability of fish oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2004;52(14): 4558-64. https://doi.org/10.1021/jf035346i.
[148] Feng J, Schroën K, Fogliano V, Berton-Carabin C. Antioxidant potential of nonmodified and glycated soy proteins in the continuous phase of oil-in-water emulsions. Food Hydrocoll 2021;114:106564. https://doi.org/10.1016/j. foodhyd.2020.106564.
[149] Hinderink EBA, Schröder A, Sagis L, Schroën K, Berton-Carabin CC. Physical and oxidative stability of food emulsions prepared with pea protein fractions. LWT. 2021;146:111424. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2021.111424.
[150] Liu C, Bhattarai M, Mikkonen KS, Heinonen M. Effects of enzymatic hydrolysis of fava bean protein isolate by Alcalase on the physical and oxidative stability of oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2019;67(23):6625-32. https://doi.org/ 10.1021/acs.jafc.9b00914.
[151] Keuleyan E, Gélébart P, Beaumal V, Kermarrec A, Ribourg-Birault L, Le Gall S, et al. Pea and lupin protein ingredients: new insights into endogenous lipids and the key effect of high-pressure homogenization on their aqueous suspensions. Food Hydrocoll 2023;141:108671. https://doi.org/10.1016/j. foodhyd.2023.108671.
[152] Pei Y, Deng Q, McClements DJ, Li J, Li B. Impact of Phytic acid on the physical and oxidative stability of protein-stabilized oil-in-water emulsions. Food Biophys 2020;15(4):433-41. https://doi.org/10.1007/s11483-020-09641-z.
[153] Dickinson E. Advances in food emulsions and foams: reflections on research in the neo-Pickering era. Curr Opin Food Sci 2020;33:52-60. https://doi.org/10.1016/j. cofs.2019.12.009.
[154] Calabrese V, Courtenay JC, Edler KJ, Scott JL. Pickering emulsions stabilized by naturally derived or biodegradable particles. Curr Opin Green Sustain Chem 2018;12:83-90. https://doi.org/10.1016/j.cogsc.2018.07.002.
[155] Dickinson E. Biopolymer-based particles as stabilizing agents for emulsions and foams. Food Hydrocoll 2017;68:219-31. https://doi.org/10.1016/j. foodhyd.2016.06.024.
[156] Linke C, Drusch S. Pickering emulsions in foods – opportunities and limitations. Crit Rev Food Sci Nutr 2018;58(12):1971-85. https://doi.org/10.1080/ 10408398.2017 .1290578.
[157] Rayner M. Current status on novel ways for stabilizing food dispersions by oleosins, particles and microgels. Curr Opin Food Sci 2015;3:94-109. https://doi. org/10.1016/j.cofs.2015.05.006.
[158] Tavernier I, Wijaya W, Van der Meeren P, Dewettinck K, Patel AR. Food-grade particles for emulsion stabilization. Trends Food Sci Technol 2016;50:159-74. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2016.01.023.
[159] Berton-Carabin C, Schröder A, Schroën K, Laguerre M. Chapter 14 – Lipid oxidation in Pickering emulsions. In: García-Moreno PJ, editor. Omega-3 Delivery Systems. Academic Press; 2021. p. 275-93. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-821391-9.00011-9.
[160] Kargar M, Fayazmanesh K, Alavi M, Spyropoulos F, Norton IT. Investigation into the potential ability of Pickering emulsions (food-grade particles) to enhance the oxidative stability of oil-in-water emulsions. J Colloid Interface Sci 2012;366(1): 209-15. https://doi.org/10.1016/j.jcis.2011.09.073.
[161] Kargar M, Spyropoulos F, Norton IT. The effect of interfacial microstructure on the lipid oxidation stability of oil-in-water emulsions. J Colloid Interface Sci 2011; 357(2):527-33. https://doi.org/10.1016/j.jcis.2011.02.019.
[162] Xiao J, Li C, Huang Q. Kafirin nanoparticle-stabilized Pickering emulsions as Oral delivery vehicles: physicochemical stability and in vitro digestion profile. J Agric Food Chem 2015;63(47):10263-70. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b04385.
[163] Huang X-N, Zhou F-Z, Yang T, Yin S-W, Tang C-H, Yang X-Q. Fabrication and characterization of Pickering high internal phase emulsions (HIPEs) stabilized by chitosan-caseinophosphopeptides nanocomplexes as oral delivery vehicles. Food Hydrocoll 2019;93:34-45. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2019.02.005.
[164] Schröder A, Sprakel J, Boerkamp W, Schroën K, Berton-Carabin CC. Can we prevent lipid oxidation in emulsions by using fat-based Pickering particles? Food Res Int 2019;120:352-63. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2019.03.004.
[165] Okubanjo SS, Loveday SM, Ye A, Wilde PJ, Singh H. Droplet-stabilized oil-inwater emulsions protect unsaturated lipids from oxidation. J Agric Food Chem 2019;67(9):2626-36. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.8b02871.
[166] Timgren A, Rayner M, Dejmek P, Marku D, Sjoo M. Emulsion stabilizing capacity of intact starch granules modified by heat treatment or octenyl succinic anhydride. Food Sci Nutr 2013;1(2):157-71. https://doi.org/10.1002/fsn3.17.
[167] Barden L, Barouh N, Villeneuve P, Decker E. Impact of hydrophobicity on antioxidant efficacy in low-moisture food. J Agric Food Chem 2015;63(24): 5821-7. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b01085.
[168] Barden L, Decker EA. Lipid oxidation in low-moisture food: A review. Crit Rev Food Sci Nutr 2016;56(15):2467-82. https://doi.org/10.1080/ 10408398.2013.848833.
[169] Ferreira da Silveira TF, Laguerre M, Bourlieu-Lacanal C, Lecomte J, Durand E, Figueroa-Espinoza MC, et al. Impact of surfactant concentration and antioxidant mode of incorporation on the oxidative stability of oil-in-water nanoemulsions. LWT. 2021;141:110892. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2021.110892.
[170] Inchingolo R, Bayram I, Uluata S, Kiralan SS, Rodriguez-Estrada MT, McClements DJ, et al. Ability of sodium dodecyl sulfate (SDS) micelles to increase the antioxidant activity of alpha-tocopherol. J Agric Food Chem 2021;69(20): 5702-8. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.1c01199.
[171] McClements DJ, Dungan SR. Factors that affect the rate of oil exchange between oil-in-water emulsion droplets stabilized by a nonionic surfactant: droplet size, surfactant concentration, and ionic strength. J Phys Chem 1993;97(28):7304-8. https://doi.org/10.1021/j100130a030.
[172] Raudsepp P, Brüggemann DA, Lenferink A, Otto C, Andersen ML. Oxidative stabilization of mixed mayonnaises made with linseed oil and saturated mediumchain triglyceride oil. Food Chem 2014;152:378-85. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2013.11.141.
[173] Cho YJ, McClements DJ, Decker EA. Ability of surfactant micelles to alter the physical location and reactivity of iron in oil-in-water emulsion. J Agric Food Chem 2002;50(20):5704-10. https://doi.org/10.1021/jf020433g.
[174] Anton M. Egg yolk: structures, functionalities and processes. J Sci Food Agric 2013;93(12):2871-80. https://doi.org/10.1002/jsfa.6247.
[175] Samaraweera H, Zhang WG, Lee EJ, Ahn DU. Egg yolk phosvitin and functional phosphopeptides. J Food Sci 2011;76(7):R143-50. https://doi.org/10.1111/ j.1750-3841.2011.02291.x.
[176] Hu M, McClements DJ, Decker EA. Impact of whey protein emulsifiers on the oxidative stability of Salmon oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2003;51 (5):1435-9. https://doi.org/10.1021/jf0203794.
[177] Sugiarto M, Ye A, Taylor MW, Singh H. Milk protein-iron complexes: inhibition of lipid oxidation in an emulsion. Dairy Sci Technol 2010;90(1):87-98. https://doi. org/10.1051/dst/2009053.
[178] Villiere A, Viau M, Bronnec I, Moreau N, Genot C. Oxidative stability of bovine serum albumin- and sodium Caseinate-stabilized emulsions depends on metal availability. J Agric Food Chem 2005;53(5):1514-20. https://doi.org/10.1021/ jf0486951.
[179] Elias RJ, Kellerby SS, Decker EA. Antioxidant activity of proteins and peptides. Crit Rev Food Sci Nutr 2008;48(5):430-41. https://doi.org/10.1080/ 10408390701425615.
[180] Panya A, Laguerre M, Bayrasy C, Lecomte J, Villeneuve P, McClements DJ, et al. An investigation of the versatile antioxidant mechanisms of action of rosmarinate alkyl esters in oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2012;60(10):2692-700. https://doi.org/10.1021/jf204848b.
[181] Martinez-Senra T, Losada-Barreiro S, Bravo-Diaz C. Efficiency of delta-tocopherol in inhibiting lipid oxidation in emulsions: effects of surfactant charge and of surfactant concentration. Antioxidants (Basel) 2023;12(6). https://doi.org/ 10.3390/antiox12061158.
[182] Losada-Barreiro S, Paiva-Martins F, Bravo-Diaz C. Partitioning of antioxidants in edible oil-water binary systems and in oil-in-water emulsions. Antioxidants (Basel) 2023;12(4). https://doi.org/10.3390/antiox12040828.
[183] Kiralan SS, Doğu-Baykut E, Kittipongpittaya K, McClements DJ, Decker EA. Increased antioxidant efficacy of tocopherols by surfactant Solubilization in oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2014;62(43):10561-6. https://doi.org/ 10.1021/jf503115j.
[184] Richards MP, Chaiyasit W, McClements DJ, Decker EA. Ability of surfactant micelles to alter the partitioning of phenolic antioxidants in oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2002;50(5):1254-9. https://doi.org/10.1021/ jf011324p.
[185] Dai T, Chen J, McClements DJ, Hu P, Ye X, Liu C, et al. Protein-polyphenol interactions enhance the antioxidant capacity of phenolics: analysis of rice glutelin-procyanidin dimer interactions. Food Funct 2019;10(2):765-74. https:// doi.org/10.1039/c8fo02246a.
[186] Schild K, Sonnichsen FD, Martin D, Garamus VM, Van der Goot AJ, Schwarz K, et al. Unraveling the effects of low protein-phenol binding affinity on the structural properties of beta-lactoglobulin. Food Chem 2023;426:136496. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2023.136496.
[187] Tang L, Cao M, Liao C, Liu R, Chang M, Wang X. Migration of tocopherols from the oil phase to the oil-water interface using phospholipids improved the oxidative stability of O/W emulsions. Food Chem 2023;414:135719. https://doi. org/10.1016/j.foodchem.2023.135719.
[188] Chen J, Li X, Kong B, Chen Q, Liu Q. Comparative study of protein-lipid cooxidation in whey protein isolate-stabilised oil-in-water emulsions prepared by different homogenisation methods. Colloids Surf A Physicochem Eng Asp 2022; 633:127916. https://doi.org/10.1016/j.colsurfa.2021.127916.
[189] Chen J, Zhao J, Kong B, Chen Q, Liu Q, Liu C. Comparative study of oxidative structural modifications of Unadsorbed and adsorbed proteins in whey protein isolate-stabilized oil-in-water emulsions under the stress of primary and secondary lipid oxidation products. Foods. 2021;10(3). https://doi.org/10.3390/ foods10030593.
[190] Donnelly JL, Decker EA, McClements DJ. Iron-catalyzed oxidation of menhaden oil as affected by emulsifiers. J Food Sci 1998;63(6):997-1000. https://doi.org/ 10.1111/j.1365-2621.1998.tb15841.x.
[191] Ma KK, Greis M, Lu J, Nolden AA, McClements DJ, Kinchla AJ. Functional performance of plant proteins. Foods 2022;11:4. https://doi.org/10.3390/ foods11040594.
[192] Donbrow M, Azaz E, Pillersdorf A. Autoxidation of polysorbates. J Pharm Sci 1978;67(12):1676-81. https://doi.org/10.1002/jps.2600671211.
[193] Hamburger R, Azaz E, Donbrow M. Autoxidation of polyoxyethylenic non-ionic surfactants and of polyethylene glycols. Pharm Acta Helv 1975;50(1-2):10-7.
[194] Lever M. Peroxides in detergents as interfering factors in biochemical analysis. Anal Biochem 1977;83(1):274-84. https://doi.org/10.1016/0003-2697(77) 90536-X.
[195] Jaeger J, Sorensen K, Wolff SP. Peroxide accumulation in detergents. J Biochem Biophys Methods 1994;29(1):77-81. https://doi.org/10.1016/0165-022x(94) 90058-2.
[196] Mancuso JR, McClements DJ, Decker EA. The effects of surfactant type, pH , and chelators on the oxidation of salmon oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 1999;47(10):4112-6. https://doi.org/10.1021/jf990203a.
[197] Ha E, Wang W, Wang YJ. Peroxide formation in polysorbate 80 and protein stability. J Pharm Sci 2002;91(10):2252-64. https://doi.org/10.1002/jps.10216.
[198] Segal R, Azaz E, Donbrow M. Peroxide removal from non-ionic surfactants. J Pharm Pharmacol 1979;31(1):39-40. https://doi.org/10.1111/j.20427158.1979.tb13418.x.
[199] Donbrow M, Hamburger R, Azaz E, Pillersdorf A. Development of acidity in nonionic surfactants: formic and acetic acid. Analyst. 1978;103(1225):400-2. https://doi.org/10.1039/AN9780300400.
[200] Kerwin BA. Polysorbates 20 and 80 used in the formulation of protein biotherapeutics: structure and degradation pathways. J Pharm Sci 2008;97(8): 2924-35. https://doi.org/10.1002/jps. 21190.
[201] Yao J, Dokuru DK, Noestheden M, Park SS, Kerwin BA, Jona J, et al. A quantitative kinetic study of polysorbate autoxidation: the role of unsaturated fatty acid ester substituents. Pharm Res 2009;26(10):2303-13. https://doi.org/ 10.1007/s11095-009-9946-7.
[202] Kishore RS, Pappenberger A, Dauphin IB, Ross A, Buergi B, Staempfli A, et al. Degradation of polysorbates 20 and 80: studies on thermal autoxidation and hydrolysis. J Pharm Sci 2011;100(2):721-31. https://doi.org/10.1002/ jps. 22290.
[203] Hvattum E, Yip WL, Grace D, Dyrstad K. Characterization of polysorbate 80 with liquid chromatography mass spectrometry and nuclear magnetic resonance spectroscopy: specific determination of oxidation products of thermally oxidized polysorbate 80. J Pharm Biomed Anal 2012;62:7-16. https://doi.org/10.1016/j. jpba.2011.12.009.
[204] Li X, Wang Z, Zheng B, Wang Y, Zhang J. Novel strategy to rapidly profile and identify oxidized species of Polysorbate 80 using ultra-high-performance liquid chromatography coupled with high-resolution mass spectrometry. Anal Chem 2023;95(24):9156-63. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.2c04956.
[205] Bai L, Zhang Y, Zhang C, Lu Y, Li Z, Huang G, et al. Investigation of excipients impact on polysorbate 80 degradation in biopharmaceutical formulation buffers.

J Pharm Biomed Anal 2023;233:115496. https://doi.org/10.1016/j. jpba.2023.115496.
[206] Mittag JJ, Trutschel ML, Kruschwitz H, Mader K, Buske J, Garidel P. Characterization of radicals in polysorbate 80 using electron paramagnetic resonance (EPR) spectroscopy and spin trapping. Int J Pharm X 2022;4:100123. https://doi.org/10.1016/j.ijpx.2022.100123.
[207] Larson NR, Wei Y, Prajapati I, Chakraborty A, Peters B, Kalonia C, et al. Comparison of Polysorbate 80 hydrolysis and oxidation on the aggregation of a monoclonal antibody. J Pharm Sci 2020;109(1):633-9. https://doi.org/10.1016/ j.xphs.2019.10.069.
[208] Peters BH, Wei Y, Middaugh CR, Schoneich C. Intra-micellar and extra-micellar oxidation in phosphate and histidine buffers containing Polysorbate 80. J Pharm Sci 2022;111(9):2435-44. https://doi.org/10.1016/j.xphs.2022.06.011.
[209] Nuchi CD, McClements DJ, Decker EA. Impact of tween 20 hydroperoxides and iron on the oxidation of methyl linoleate and salmon oil dispersions. J Agric Food Chem 2001;49(10):4912-6. https://doi.org/10.1021/jf010370m.
[210] Schwarz K, Huang SW, German JB, Tiersch B, Hartmann J, Frankel EN. Activities of antioxidants are affected by colloidal properties of oil-in-water and water-in-oil emulsions and bulk oils. J Agric Food Chem 2000;48(10):4874-82. https://doi. org/10.1021/jf991289a.
[211] Mabrouk AF, Dugan Jr L. Kinetic investigation into glucose-, fructose-, and sucrose-activated autoxidation of methyl linoleate emulsion. J Am Oil Chem Soc 1961;38(12):692-5. https://doi.org/10.1007/BF02633057.
[212] Haahr AM, Jacobsen C. Emulsifier type, metal chelation and pH affect oxidative stability of n-3-enriched emulsions. Eur J Lipid Sci Technol 2008;110(10): 949-61. https://doi.org/10.1002/ejlt.200800035.
[213] Kasaikina O, Golyavin A, Krugovov D, Kartasheva Z, Pisarenko L. Micellar catalysis in the oxidation of lipids. Mosc Univ Chem Bull 2010;65:206-9. https:// doi.org/10.3103/S0027131410030193.
[214] Uluata S, McClements DJ, Decker EA. Physical stability, autoxidation, and photosensitized oxidation of omega-3 oils in Nanoemulsions prepared with natural and synthetic surfactants. J Agric Food Chem 2015;63(42):9333-40. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b03572.
[215] Gutiérrez-Méndez N, Chavez-Garay DR, Leal-Ramos MY. Lecithins: A comprehensive review of their properties and their use in formulating microemulsions. J Food Biochem 2022;46(7):e14157. https://doi.org/10.1111/ jfbc. 14157.
[216] Caparosa MH, Hartel RW. Characterizing lecithin interactions in chocolate using interfacial properties and rheology. J Am Oil Chem Soc 2020;97(12):1309-17. https://doi.org/10.1002/aocs.12419.
[217] Alhajj MJ, Montero N, Yarce CJ, Salamanca CH. Lecithins from vegetable, land, and marine animal sources and their potential applications for cosmetic, food, and pharmaceutical sectors. Cosmetics. 2020;7(4):87. https://doi.org/10.3390/ cosmetics7040087.
[218] Robert C, Couëdelo L, Vaysse C, Michalski M-C. Vegetable lecithins: A review of their compositional diversity, impact on lipid metabolism and potential in cardiometabolic disease prevention. Biochimie. 2020;169:121-32. https://doi. org/10.1016/j.biochi.2019.11.017.
[219] Dacaranhe CD, Terao J. A unique antioxidant activity of phosphatidylserine on iron-induced lipid peroxidation of phospholipid bilayers. Lipids. 2001;36(10): 1105-10. https://doi.org/10.1007/s11745-001-0820-7.
[220] Cardenia V, Waraho T, Rodriguez-Estrada MT, Julian McClements D, Decker EA. Antioxidant and Prooxidant activity behavior of phospholipids in stripped soybean oil-in-water emulsions. J Am Oil Chem Soc 2011;88(9):1409-16. https:// doi.org/10.1007/s11746-011-1807-y.
[221] Judde A, Villeneuve P, Rossignol-Castera A, Le Guillou A. Antioxidant effect of soy lecithins on vegetable oil stability and their synergism with tocopherols. J Am Oil Chem Soc 2003;80(12):1209-15. https://doi.org/10.1007/s11746-003-08444.
[222] Hildebrand D, Terao J, Kito M. Phospholipids plus tocopherols increase soybean oil stability. J Am Oil Chem Soc 1984;61(3):552-5. https://doi.org/10.1007/ BF02677029.
[223] Khan MA, Shahidi F. Tocopherols and phospholipids enhance the oxidative stability of borage and evening primrose triacylglycerols. J Food Lipids 2000;7 (3):143-50. https://doi.org/10.1111/j.1745-4522.2000.tb00167.x.
[224] Kashima M, Cha G-S, Isoda Y, Hirano J, Miyazawa T. The antioxidant effects of phospholipids on perilla oil. J Am Oil Chem Soc 1991;68:119-22. https://doi. org/10.1007/BF02662331.
[225] Lee J, Choe E. Effects of phospholipids on the antioxidant activity of alphatocopherol in the singlet oxygen oxidation of canola oil. N Biotechnol 2011;28(6): 691-7. https://doi.org/10.1016/j.nbt.2011.04.013.
[226] Weng X, Gordon MH. Antioxidant synergy between phosphatidyl ethanolamine and -tocopherylquinone. Food Chem 1993;48(2):165-8. https://doi.org/ 10.1016/0308-8146(93)90051-G.
[227] Doert M, Jaworska K, Moersel J-T, Kroh LW. Synergistic effect of lecithins for tocopherols: lecithin-based regeneration of -tocopherol. Eur Food Res Technol 2012;235(5):915-28. https://doi.org/10.1007/s00217-012-1815-7.
[228] Takenaka A, Hosokawa M, Miyashita K. Unsaturated phosphatidylethanolamine as effective synergist in combination with -tocopherol. J Oleo Sci 2007;56(10): 511-6. https://doi.org/10.5650/jos.56.511.
[229] Shimajiri J, Shiota M, Hosokawa M, Miyashita K. Synergistic antioxidant activity of milk sphingomyeline and its sphingoid base with -tocopherol on fish oil triacylglycerol. J Agric Food Chem 2013;61(33):7969-75. https://doi.org/ 10.1021/jf401788j.
[230] Hidalgo FJ, Nogales F, Zamora R. Changes produced in the antioxidative activity of phospholipids as a consequence of their oxidation. J Agric Food Chem 2005;53 (3):659-62. https://doi.org/10.1021/jf0483220.
[231] Bandarra NM, Campos RM, Batista I, Nunes ML, Empis JM. Antioxidant synergy of -tocopherol and phospholipids. J Am Oil Chem Soc 1999;76(8):905-13. https://doi.org/10.1007/s11746-999-0105-4.
[232] Lu FS, Nielsen NS, Baron CP, Diehl BW, Jacobsen C. Oxidative stability of dispersions prepared from purified marine phospholipid and the role of alphatocopherol. J Agric Food Chem 2012;60(50):12388-96. https://doi.org/10.1021/ jf303560f.
[233] Bacot S, Bernoud-Hubac N, Chantegrel B, Deshayes C, Doutheau A, Ponsin G, et al. Evidence for in situ ethanolamine phospholipid adducts with hydroxyalkenals. J Lipid Res 2007;48(4):816-25. https://doi.org/10.1194/jlr.M600340JLR200.
[234] van Nieuwenhuyzen W, Tomás MC. Update on vegetable lecithin and phospholipid technologies. Eur J Lipid Sci Technol 2008;110(5):472-86. https:// doi.org/10.1002/ejlt.200800041.
[235] Lu F, Nielsen NS, Baron CP, Jacobsen C. Marine phospholipids: the current understanding of their oxidation mechanisms and potential uses for food fortification. Crit Rev Food Sci Nutr 2017;57(10):2057-70. https://doi.org/ 10.1080/10408398.2014.925422.
[236] Dong Y, Yong VW. Oxidized phospholipids as novel mediators of neurodegeneration. Trends Neurosci 2022. https://doi.org/10.1016/j. tins.2022.03.002.
[237] Dushianthan A, Postle A. Methodology to detect oxidised phospholipids and their relevance in disease. Biochem Soc Trans 2021;49(3):1241-50. https://doi.org/ 10.1042/BST20200852.
[238] Nie J, Yang J, Wei Y, Wei X. The role of oxidized phospholipids in the development of disease. Mol Aspects Med 2020;76:100909. https://doi.org/ 10.1016/j.mam.2020.100909.
[239] Reis A, Spickett CM. Chemistry of phospholipid oxidation. Biochim Biophys Acta 2012;1818(10):2374-87. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2012.02.002.
[240] Henna Lu FS, Nielsen NS, Timm-Heinrich M, Jacobsen C. Oxidative stability of marine phospholipids in the liposomal form and their applications. Lipids. 2011; 46(1):3-23. https://doi.org/10.1007/s11745-010-3496-y.
[241] Thomsen BR, Haugsgjerd BO, Griinari M, Lu HFS, Bruheim I, Vogt G, et al. Investigation of oxidative degradation and non-enzymatic browning reactions in krill and fish oils. Eur J Lipid Sci Technol 2013;115(12):1357-66. https://doi. org/10.1002/ejlt.201300141.
[242] Igene J, Pearson A, Dugan Jr L, Price J. Role of triglycerides and phospholipids on development of rancidity in model meat systems during frozen storage. Food Chem 1980;5(4):263-76. https://doi.org/10.1016/0308-8146(80)90048-5.
[243] Igene J, Pearson A, Gray J. Effects of length of frozen storage, cooking and holding temperatures upon component phospholipids and the fatty acid composition of meat triglycerides and phospholipids. Food Chem 1981;7(4): 289-303. https://doi.org/10.1016/0308-8146(81)90034-0.
[244] Pikul J, Kummerow FA. Relative role of individual phospholipids on thiobarbituric acid reactive substances formation in chicken meat, skin and swine aorta. J Food Sci 1990;55(5):1243-8. https://doi.org/10.1111/j.13652621.1990.tb03907.x.
[245] Pan Y, Tikekar RV, Nitin N. Effect of antioxidant properties of lecithin emulsifier on oxidative stability of encapsulated bioactive compounds. Int J Pharm 2013; 450(1-2):129-37. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2013.04.038.
[246] Burgos-Díaz C, Wandersleben T, Marqués AM, Rubilar M. Multilayer emulsions stabilized by vegetable proteins and polysaccharides. Curr Opin Colloid Interface Sci 2016;25:51-7. https://doi.org/10.1016/j.cocis.2016.06.014.
[247] McClements DJ. Protein-stabilized emulsions. Curr Opin Colloid Interface Sci 2004;9(5):305-13. https://doi.org/10.1016/j.cocis.2004.09.003.
[248] Zhang M, Fan L, Liu Y, Huang S, Li J. Effects of proteins on emulsion stability: the role of proteins at the oil-water interface. Food Chem 2022;397:133726. https:// doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.133726.
[249] Decker EA. Strategies for manipulating the prooxidative/antioxidative balance of foods to maximize oxidative stability. Trends Food Sci Technol 1998;9(6):241-8. https://doi.org/10.1016/S0924-2244(98)00045-4.
[250] Singh P, Singh TP, Gandhi N. Prevention of lipid oxidation in muscle foods by milk proteins and peptides: A review. Food Rev Intl 2018;34(3):226-47. https:// doi.org/10.1080/87559129.2016.1261297.
[251] Berton-Carabin C, Schroën K. Towards new food emulsions: designing the interface and beyond. Curr Opin Food Sci 2019;27:74-81. https://doi.org/ 10.1016/j.cofs.2019.06.006.
[252] Cheng W, Zheng X, Yang M. Hydrogen peroxide induced protein oxidation during storage and Lyophilization process. J Pharm Sci 2016;105(6):1837-42. https:// doi.org/10.1016/j.xphs.2016.03.034.
[253] Duque-Estrada P, Kyriakopoulou K, de Groot W, van der Goot AJ, BertonCarabin CC. Oxidative stability of soy proteins: from ground soybeans to structured products. Food Chem 2020;318:126499. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2020.126499.
[254] Tan Y, Wang J, Chen F, Niu S, Yu J. Effect of protein oxidation on kinetics of droplets stability probed by microrheology in O/W and W/O emulsions of whey protein concentrate. Food Res Int 2016;85:259-65. https://doi.org/10.1016/j. foodres.2016.05.005.
[255] Li H, Cai Y, Li F, Zhang B, Wu X, Wu W. Rancidity-induced protein oxidation affects the interfacial dynamic properties and the emulsion rheological behavior of rice bran protein. Food Hydrocoll 2022;131:107794. https://doi.org/10.1016/ j.foodhyd.2022.107794.
[256] Zhou Q, Li H, Li F, Zhang B, Wu X, Wu W. Strategy and mechanism of Rice bran protein emulsion stability based on rancidity-induced protein oxidation: an ultrasonic case study. Foods. 2022;11(23). https://doi.org/10.3390/ foods11233896.
[257] Wang J, Tan Y, Xu H, Niu S, Yu J. Effect of 2,2-azobis (2-amidinopropane) dihydrochloride oxidized casein on the microstructure and microrheology properties of emulsions. Food Sci Biotechnol 2016;25(5):1283-90. https://doi. org/10.1007/s10068-016-0202-8.
[258] Hinderink EB, Kaade W, Sagis L, Schroën K, Berton-Carabin CC. Microfluidic investigation of the coalescence susceptibility of pea protein-stabilised emulsions: effect of protein oxidation level. Food Hydrocoll 2020;102:105610. https://doi. org/10.1016/j.foodhyd.2019.105610.
[259] Obando M, Papastergiadis A, Li S, De Meulenaer B. Impact of lipid and protein cooxidation on digestibility of dairy proteins in oil-in-water ( ) emulsions. J Agric Food Chem 2015;63(44):9820-30. https://doi.org/10.1021/acs. jafc.5b03563.
[260] Zhou Q, Wang J, Li H, Wu X, Wu W. Effect of protein oxidation on the emulsion carrier prepared by rice bran protein for improving stability and bioavailability of -carotene. Food Res Int 2023:113166. https://doi.org/10.1016/j. foodres.2023.113166.
[261] Zdanowska-Sąsiadek Z, Damaziak K, Marchewka J, Horbańczuk OK, Jóźwiak A, Wójcik W, et al. Lipid-and protein oxidation during storage and in vitro gastrointestinal digestion of ostrich, beef and chicken jerky snacks. Anim Sci Pap Rep 2022;40:305-16.
[262] Schaich KM. Chapter 8: Co-oxidations of oxidizing lipids: Reactions with proteins. In: Kamal-Eldin A, Min D, editors. Lipid oxidation pathways. AOCS Publishing; 2008. p. 183-274.
[263] Wu W, Hou L, Zhang C, Kong X, Hua Y. Structural modification of soy protein by 13-hydroperoxyoctadecadienoic acid. Eur Food Res Technol 2009;229:771-8. https://doi.org/10.1007/s00217-009-1113-1.
[264] Gürbüz G, Heinonen M. LC-MS investigations on interactions between isolated -lactoglobulin peptides and lipid oxidation product malondialdehyde. Food Chem 2015;175:300-5. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.11.154.
[265] Yang J, Xiong YL. Comparative time-course of lipid and myofibrillar protein oxidation in different biphasic systems under hydroxyl radical stress. Food Chem 2018;243:231-8. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2017.09.146.
[266] Baron CP, Kjaersgard IV, Jessen F, Jacobsen C. Protein and lipid oxidation during frozen storage of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). J Agric Food Chem 2007; 55(20):8118-25. https://doi.org/10.1021/jf070686f.
[267] Yan S, Yao Y, Xie X, Zhang S, Huang Y, Zhu H, et al. Comparison of the physical stabilities and oxidation of lipids and proteins in natural and polyphenol-modified soybean protein isolate-stabilized emulsions. Food Res Int 2022;162(Pt B): 112066. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2022.112066.
[268] Yi J, Ning J, Zhu Z, Cui L, Decker EA, McClements DJ. Impact of interfacial composition on co-oxidation of lipids and proteins in oil-in-water emulsions: competitive displacement of casein by surfactants. Food Hydrocoll 2019;87:20-8. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2018.07.025.
[269] Zhu Z, Zhao C, Yi J, Liu N, Cao Y, Decker EA, et al. Impact of interfacial composition on lipid and protein co-oxidation in oil-in-water emulsions containing mixed Emulisifers. J Agric Food Chem 2018;66(17):4458-68. https:// doi.org/10.1021/acs.jafc.8b00590.
[270] Tian L, Zhang S, Yi J, Zhu Z, Decker EA, McClements DJ. The impact of konjac glucomannan on the physical and chemical stability of walnut oil-in-water emulsions coated by whey proteins. J Sci Food Agric 2022;102(10):4003-11. https://doi.org/10.1002/jsfa. 11748.
[271] Sørensen ADM, Nielsen NS, Hyldig G, Jacobsen C. Influence of emulsifier type on lipid oxidation in fish oil-enriched light mayonnaise. Eur J Lipid Sci Technol 2010;112(9):1012-23. https://doi.org/10.1002/ejlt.200900288.
[272] Jacobsen C, Adler-Nissen J, Meyer AS. Effect of ascorbic acid on iron release from the emulsifier interface and on the oxidative flavor deterioration in fish oil enriched mayonnaise. J Agric Food Chem 1999;47(12):4917-26. https://doi.org/ 10.1021/jf990241u.
[273] Raes K, Doolaege EH, Deman S, Vossen E, De Smet S. Effect of carnosic acid, quercetin and alpha-tocopherol on lipid and protein oxidation in an in vitro simulated gastric digestion model. Int J Food Sci Nutr 2015;66(2):216-21. https://doi.org/10.3109/09637486.2014.959900.
[274] Tian L, Kejing Y, Zhang S, Yi J, Zhu Z, Decker EA, et al. Impact of tea polyphenols on the stability of oil-in-water emulsions coated by whey proteins. Food Chem 2021;343:128448. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2020.128448.
[275] Perez-Gregorio MR, Simal-Gandara J. A critical review of the characterization of polyphenol-protein interactions and of their potential use for improving food quality. Curr Pharm Des 2017;23(19):2742-53. https://doi.org/10.2174/ 1381612823666170202112530.
[276] Quan TH, Benjakul S, Sae-leaw T, Balange AK, Maqsood S. Protein-polyphenol conjugates: antioxidant property, functionalities and their applications. Trends Food Sci Technol 2019;91:507-17. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2019.07.049.
[277] Yan S, Xu J, Zhang S, Zhu H, Qi B, Li Y. Effect of interfacial composition on the physical stability and co-oxidation of proteins and lipids in a soy protein isolate-(-)-epigallocatechin gallate conjugate emulsion. Food Hydrocoll 2022;130: 107720. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2022.107720.
[278] Laguerre M, Bayrasy C, Panya A, Weiss J, McClements DJ, Lecomte J, et al. What makes good antioxidants in lipid-based systems? The next theories beyond the polar paradox. Crit Rev Food Sci Nutr 2015;55(2):183-201. https://doi.org/ 10.1080/10408398.2011.650335.
[279] Laguerre M, Giraldo LJ, Lecomte J, Figueroa-Espinoza MC, Barea B, Weiss J, et al. Chain length affects antioxidant properties of chlorogenate esters in emulsion: the
cutoff theory behind the polar paradox. J Agric Food Chem 2009;57(23): 11335-42. https://doi.org/10.1021/jf9026266.
[280] Figueroa-Espinoza MC, Laguerre M, Villeneuve P, Lecomte J. From phenolics to phenolipids: optimizing antioxidants in lipid dispersions. Lipid Technol 2013;25 (6):131-4. https://doi.org/10.1002/lite.201300277.
[281] Figueroa-Espinoza MC, Villeneuve P. Phenolic acids enzymatic lipophilization. J Agric Food Chem 2005;53(8):2779-87. https://doi.org/10.1021/jf0484273.
[282] Grasso S, Siracusa L, Spatafora C, Renis M, Tringali C. Hydroxytyrosol lipophilic analogues: enzymatic synthesis, radical scavenging activity and DNA oxidative damage protection. Bioorg Chem 2007;35(2):137-52. https://doi.org/10.1016/j. bioorg.2006.09.003.
[283] Farooq S, Abdullah H Zhang, Weiss J. A comprehensive review on polarity, partitioning, and interactions of phenolic antioxidants at oil-water interface of food emulsions. Comprehen Rev Food Sci Food Safet 2021;20(5):4250-77. https://doi.org/10.1111/1541-4337.12792.
[284] Figueroa-Espinoza MC, Bourlieu C, Durand E, Lecomte J, Villeneuve P. Lipophilized antioxidants. In: Melton L, Shahidi F, Varelis P, editors. Encyclopedia of food chemistry. Oxford: Academic Press; 2019. p. 193-201. https://doi.org/10.1016/B978-0-08-100596-5.21673-9.
[285] Kahveci D, Laguerre M, Villeneuve P. 7 – Phenolipids as new antioxidants: Production. In: Ahmad MU, Xu X, editors. Activity, and potential applications, in polar lipids. Elsevier; 2015. p. 185-214. https://doi.org/10.1016/B978-1-63067-044-3.50011-X.
[286] Medina S, Auñón D, Lehoux J, Durand T, Crauste C, Gil-Izquierdo Á. Hydroxytyrosol fatty acid esters as new candidate markers for detecting olive oil inadequate storage conditions by UHPLC-QqQ-MS/MS. Microchem J 2022;181: 107656. https://doi.org/10.1016/j.microc.2022.107656.
[287] Caillol S. Cardanol: A promising building block for biobased polymers and additives. Curr Opin Green Sustain Chem 2018;14:26-32. https://doi.org/ 10.1016/j.cogsc.2018.05.002.
[288] Sonar VP, Corona A, Distinto S, Maccioni E, Meleddu R, Fois B, et al. Natural product-inspired esters and amides of ferulic and caffeic acid as dual inhibitors of HIV-1 reverse transcriptase. Eur J Med Chem 2017;130:248-60. https://doi.org/ 10.1016/j.ejmech.2017.02.054.
[289] Crauste C, Rosell M, Durand T, Vercauteren J. Omega-3 polyunsaturated lipophenols, how and why? Biochimie. 2016;120:62-74. https://doi.org/ 10.1016/j.biochi.2015.07.018.
[290] Choudhary MI, Begum A, Abbaskhan A, Ajaz A, Shafique ur R, Atta ur R. Phenyl polypropanoids from Lindelofia stylosa. Chem Pharm Bull(Tokyo) 2005;53(11): 1469-71. https://doi.org/10.1248/cpb.53.1469.
[291] Saha MM, Mallik UK, Mallik AK. A chromenoflavanone and two caffeic esters fromPongamia glabra. Phytochemistry. 1991;30(11):3834-6. https://doi.org/ 10.1016/0031-9422(91)80130-S.
[292] Medina I, Lois S, Alcantara D, Lucas R, Morales JC. Effect of lipophilization of hydroxytyrosol on its antioxidant activity in fish oils and fish oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2009;57(20):9773-9. https://doi.org/10.1021/ jf9023867.
[293] Laguerre M, López Giraldo LJ, Lecomte J, Figueroa-Espinoza M-C, Baréa B, Weiss J, et al. Relationship between hydrophobicity and antioxidant ability of “Phenolipids” in emulsion: A parabolic effect of the chain length of Rosmarinate esters. J Agric Food Chem 2010;58(5):2869-76. https://doi.org/10.1021/ jf904119v.
[294] Sørensen A-DM, Durand E, Laguerre M, Bayrasy C, Lecomte J, Villeneuve P, et al. Antioxidant properties and efficacies of synthesized alkyl Caffeates, Ferulates, and Coumarates. J Agric Food Chem 2014;62(52):12553-62. https://doi.org/ 10.1021/jf500588s.
[295] Sørensen A-DM, Lyneborg KS, Villeneuve P, Jacobsen C. Alkyl chain length impacts the antioxidative effect of lipophilized ferulic acid in fish oil enriched milk. J Funct Foods 2015;18:959-67. https://doi.org/10.1016/j.jff.2014.04.008.
[296] Alemán M, Bou R, Guardiola F, Durand E, Villeneuve P, Jacobsen C, et al. Antioxidative effect of lipophilized caffeic acid in fish oil enriched mayonnaise and milk. Food Chem 2015;167:236-44. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2014.06.083.
[297] Grajeda-Iglesias C, Salas E, Barouh N, Baréa B, Panya A, Figueroa-Espinoza MC. Antioxidant activity of protocatechuates evaluated by DPPH, ORAC, and CAT methods. Food Chem 2016;194:749-57. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2015.07.119.
[298] Elder AS, Coupland JN, Elias RJ. Effect of alkyl chain length on the antioxidant activity of alkylresorcinol homologues in bulk oils and oil-in-water emulsions. Food Chem 2021;346:128885. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2020.128885.
[299] ten Klooster S, Villeneuve P, Bourlieu-Lacanal C, Durand E, Schroën K, BertonCarabin C. Alkyl chain length modulates antioxidant activity of gallic acid esters in spray-dried emulsions. Food Chem 2022;387:132880. https://doi.org/ 10.1016/j.foodchem.2022.132880.
[300] Lucas R, Comelles F, Alcantara D, Maldonado OS, Curcuroze M, Parra JL, et al. Surface-active properties of lipophilic antioxidants tyrosol and hydroxytyrosol fatty acid esters: a potential explanation for the nonlinear hypothesis of the antioxidant activity in oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2010;58(13): 8021-6. https://doi.org/10.1021/jf1009928.
[301] Losada Barreiro S, Bravo-Diaz C, Paiva-Martins F, Romsted LS. Maxima in antioxidant distributions and efficiencies with increasing hydrophobicity of gallic acid and its alkyl esters. The pseudophase model interpretation of the “cutoff effect”. J Agric Food Chem 2013;61(26):6533-43. https://doi.org/10.1021/ jf400981x.
[302] Costa M, Losada-Barreiro S, Bravo-Diaz C, Vicente AA, Monteiro LS, PaivaMartins F. Influence of AO chain length, droplet size and oil to water ratio on the distribution and on the activity of gallates in fish oil-in-water emulsified systems: emulsion and nanoemulsion comparison. Food Chem 2020;310:125716. https:// doi.org/10.1016/j.foodchem.2019.125716.
[303] Mitrus O, Zuraw M, Losada-Barreiro S, Bravo-Diaz C, Paiva-Martins F. Targeting antioxidants to interfaces: control of the oxidative stability of lipid-based emulsions. J Agric Food Chem 2019;67(11):3266-74. https://doi.org/10.1021/ acs.jafc.8b06545.
[304] Freiria-Gandara J, Losada-Barreiro S, Paiva-Martins F, Bravo-Diaz C. Enhancement of the antioxidant efficiency of gallic acid derivatives in intact fish oil-in-water emulsions through optimization of their interfacial concentrations. Food Funct 2018;9(8):4429-42. https://doi.org/10.1039/c8fo00977e.
[305] Costa M, Losada-Barreiro S, Paiva-Martins F, Bravo-Díaz C. Physical evidence that the variations in the efficiency of homologous series of antioxidants in emulsions are a result of differences in their distribution. J Sci Food Agric 2017;97(2): 564-71. https://doi.org/10.1002/jsfa. 7765.
[306] Costa M, Losada-Barreiro S, Paiva-Martins F, Bravo-Díaz C, Romsted LS. A direct correlation between the antioxidant efficiencies of caffeic acid and its alkyl esters and their concentrations in the interfacial region of olive oil emulsions. The pseudophase model interpretation of the “cut-off” effect. Food Chem 2015;175: 233-42. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.10.016.
[307] Almeida J, Losada-Barreiro S, Costa M, Paiva-Martins F, Bravo-Diaz C, Romsted LS. Interfacial concentrations of Hydroxytyrosol and its lipophilic esters in intact olive oil-in-water emulsions: effects of antioxidant hydrophobicity, surfactant concentration, and the oil-to-water ratio on the oxidative stability of the emulsions. J Agric Food Chem 2016;64(25):5274-83. https://doi.org/ 10.1021/acs.jafc.6b01468.
[308] Stöckmann H, Schwarz K, Huynh-Ba T. The influence of various emulsifiers on the partitioning and antioxidant activity of hydroxybenzoic acids and their derivatives in oil-in-water emulsions. J Am Oil Chem Soc 2000;77(5):535-42. https://doi.org/10.1007/s11746-000-0085-6.
[309] Gonzalez MJ, Medina I, Maldonado OS, Lucas R, Morales JC. Antioxidant activity of alkyl gallates and glycosyl alkyl gallates in fish oil in water emulsions: relevance of their surface active properties and of the type of emulsifier. Food Chem 2015;183:190-6. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2015.03.035.
[310] Sørensen A-DM, Villeneuve P, Jacobsen C. Alkyl caffeates as antioxidants in O/W emulsions: impact of emulsifier type and endogenous tocopherols. Eur J Lipid Sci Technol 2017;119(6):1600276. https://doi.org/10.1002/ejlt.201600276.
[311] Hajfathalian M, Ghelichi S, Garcia-Moreno PJ, Moltke Sorensen AD, Jacobsen C. Peptides: production, bioactivity, functionality, and applications. Crit Rev Food Sci Nutr 2018;58(18):3097-129. https://doi.org/10.1080/ 10408398.2017.1352564.
[312] Lorenzo JM, Munekata PES, Gómez B, Barba FJ, Mora L, Pérez-Santaescolástica C, et al. Bioactive peptides as natural antioxidants in food products – A review. Trends Food Sci Technol 2018;79:136-47. https://doi.org/10.1016/j. tifs.2018.07.003.
[313] Zou TB, He TP, Li HB, Tang HW, Xia EQ. The structure-activity relationship of the antioxidant peptides from natural proteins. Molecules. 2016;21(1):72. https:// doi.org/10.3390/molecules21010072.
[314] Sun JZ, Kaur H, Halliwell B, Li XY, Bolli R. Use of aromatic hydroxylation of phenylalanine to measure production of hydroxyl radicals after myocardial ischemia in vivo. Direct evidence for a pathogenetic role of the hydroxyl radical in myocardial stunning. Circ Res 1993;73(3):534-49. https://doi.org/10.1161/01. res.73.3.534.
[315] Ospina-Quiroga JL, García-Moreno PJ, Guadix A, Guadix EM, AlmécijaRodríguez MDC, Pérez-Gálvez R. Evaluation of plant protein hydrolysates as natural antioxidants in fish oil-in-water emulsions. Antioxidants. 2022;11(8): 1612. https://doi.org/10.3390/antiox11081612.
[316] Liu Y, Qi Y, Wang Q, Yin F, Zhan H, Wang H, et al. Antioxidative effect of chlorella Pyrenoidosa protein hydrolysates and their application in krill oil-inwater emulsions. Mar Drugs 2022;20(6):345. https://doi.org/10.3390/ md20060345.
[317] Ghelichi S, Sørensen A-DM, García-Moreno PJ, Hajfathalian M, Jacobsen C. Physical and oxidative stability of fish oil-in-water emulsions fortified with enzymatic hydrolysates from common carp (Cyprinus carpio) roe. Food Chem 2017;237:1048-57. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2017.06.048.
[318] Olsen TH, Yesiltas B, Marin FI, Pertseva M, García-Moreno PJ, Gregersen S, et al. AnOxPePred: using deep learning for the prediction of antioxidative properties of peptides. Sci Rep 2020;10(1):21471. https://doi.org/10.1038/s41598-020-78319-w.
[319] Yesiltas B, García-Moreno PJ, Gregersen S, Olsen TH, Jones NC, Hoffmann SV, et al. Antioxidant peptides derived from potato, seaweed, microbial and spinach proteins: oxidative stability of 5% fish oil-in-water emulsions. Food Chem 2022; 385:132699. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.132699.
[320] Varona E, García-Moreno PJ, Gregersen Echers S, Olsen TH, Marcatili P, Guardiola F, et al. Antioxidant peptides from alternative sources reduce lipid oxidation in 5% fish oil-in-water emulsions ( pH 4 ) and fish oil-enriched mayonnaise. Food Chem 2023;426:136498. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2023.136498.
[321] García-Moreno PJ, Yesiltas B, Gregersen Echers S, Marcatili P, Overgaard MT, Hansen EB, et al. Recent advances in the production of emulsifying peptides with the aid of proteomics and bioinformatics. Curr Opin Food Sci 2023;51:101039. https://doi.org/10.1016/j.cofs.2023.101039.
[322] Pearson RG. Hard and soft acids and bases. J Am Chem Soc 1963;85(22):3533-9. https://doi.org/10.1021/ja00905a001.
[323] Irankunda R, Camaño Echavarría JA, Paris C, Stefan L, Desobry S, Selmeczi K, et al. Metal-chelating peptides separation using immobilized metal ion affinity chromatography: Experimental methodology and simulation. Separations. 2022;9 (11):370. https://doi.org/10.3390/separations9110370.
[324] Canabady-Rochelle LLS, Selmeczi K, Collin S, Pasc A, Muhr L, Boschi-Muller S. SPR screening of metal chelating peptides in a hydrolysate for their antioxidant properties. Food Chem 2018;239:478-85. https://doi.org/10.1016/j. foodchem. 2017.06.116.
[325] El Hajj S, Irankunda R, Camaño Echavarría JA, Arnoux P, Paris C, Stefan L, et al. Metal-chelating activity of soy and pea protein hydrolysates obtained after different enzymatic treatments from protein isolates. Food Chem 2023;405: 134788. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.134788.
[326] Guo L, Harnedy PA, O’Keeffe MB, Zhang L, Li B, Hou H, et al. Fractionation and identification of Alaska Pollock skin collagen-derived mineral chelating peptides. Food Chem 2015;173:536-42. https://doi.org/10.1016/j. foodchem. 2014.10.055.
[327] Chen D, Liu Z, Huang W, Zhao Y, Dong S, Zeng M. Purification and characterisation of a zinc-binding peptide from oyster protein hydrolysate. J Funct Foods 2013;5(2):689-97. https://doi.org/10.1016/j.jff.2013.01.012.
[328] Xie N, Huang J, Li B, Cheng J, Wang Z, Yin J, et al. Affinity purification and characterisation of zinc chelating peptides from rapeseed protein hydrolysates: possible contribution of characteristic amino acid residues. Food Chem 2015;173: 210-7. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.10.030.
[329] Schröder A, Laguerre M, Sprakel J, Schroën K, Berton-Carabin CC. Pickering particles as interfacial reservoirs of antioxidants. J Colloid Interface Sci 2020;575: 489-98. https://doi.org/10.1016/j.jcis.2020.04.069.
[330] Laguerre M, Sprakel JHB, Birtic S, Schroen CGPH, Berton-Carabin C, Schröder A. Emulsion comprising antioxidant particles. Naturex SA: Wageningen University; 2019.
[331] Zhou B, Gao S, Li X, Liang H, Li S. Antioxidant Pickering emulsions stabilised by zein/tannic acid colloidal particles with low concentration. Int J Food Sci Technol 2020;55(5):1924-34. https://doi.org/10.1111/ijfs.14419.
[332] Zou Y, Zhong J, Pan R, Wan Z, Guo J, Wang J, et al. Zein/tannic acid complex nanoparticles-stabilised emulsion as a novel delivery system for controlled release of curcumin. Int J Food Sci Technol 2017;52(5):1221-8. https://doi.org/ 10.1111/ijfs. 13380.
[333] Zhou FZ, Yan L, Yin SW, Tang CH, Yang XQ. Development of Pickering emulsions stabilized by gliadin/Proanthocyanidins hybrid particles (GPHPs) and the fate of lipid oxidation and digestion. J Agric Food Chem 2018;66(6):1461-71. https:// doi.org/10.1021/acs.jafc.7b05261.
[334] Peng LP, Tang CH. Outstanding antioxidant Pickering high internal phase emulsions by co-assembled polyphenol-soy beta-conglycinin nanoparticles. Food Res Int 2020;136:109509. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2020.109509.
[335] Hu J, Du P, Xu R, Deng W. Supersmall dendritic mesoporous silica Nanospheres as antioxidant Nanocarriers for Pickering emulsifiers. J Agric Food Chem 2021;69 (49):14893-905. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.1c03016.
[336] Lu X, Huang Q. Nano/submicrometer milled red Rice particles-stabilized Pickering emulsions and their Antioxidative properties. J Agric Food Chem 2020; 68(1):292-300. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.9b04827.
[337] Schröder A, Laguerre M, Tenon M, Schroën K, Berton-Carabin CC. Natural particles can armor emulsions against lipid oxidation and coalescence. Food Chem 2021;347:129003. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2021.129003.
[338] Ghorbani Gorji S, Smyth HE, Sharma M, Fitzgerald M. Lipid oxidation in mayonnaise and the role of natural antioxidants: A review. Trends Food Sci Technol 2016;56:88-102. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2016.08.002.
[339] Fadda A, Sanna D, Sakar EH, Gharby S, Mulas M, Medda S, et al. Innovative and sustainable technologies to enhance the oxidative stability of vegetable oils. Sustainability. 2022;14(2):849. https://doi.org/10.3390/su14020849.
[340] Savani P, Puthiyedath A, George S, Prasad PS, Annapure US. Evaluation of the sensory properties and antioxidant activity of clean rosemary extracts for an effective replacement of EDTA in mayonnaise. Appl Food Res 2023;3(1):100302. https://doi.org/10.1016/j.afres.2023.100302.
[341] Faustino M, Veiga M, Sousa P, Costa EM, Silva S, Pintado M. Agro-food byproducts as a new source of natural food additives. Molecules. 2019;24(6): 1056. https://doi.org/10.3390/molecules24061056.
[342] Mangiapelo L, Ianni F, Pagano C, Grispoldi L, Blasi F, Cenci-Goga B, et al. Role of apple pomace in the formulation of a novel healthy mayonnaise. Eur Food Res Technol 2023. https://doi.org/10.1007/s00217-023-04331-9.
[343] Kishk YFM, Elsheshetawy HE. Effect of ginger powder on the mayonnaise oxidative stability, rheological measurements, and sensory characteristics. Ann Agricult Sci 2013;58(2):213-20. https://doi.org/10.1016/j.aoas.2013.07.016.
[344] Altunkaya A, Hedegaard RV, Harholt J, Brimer L, Gökmen V, Skibsted LH. Oxidative stability and chemical safety of mayonnaise enriched with grape seed extract. Food Funct 2013;4(11):1647-53. https://doi.org/10.1039/C3FO60204D.
[345] Alnokkari A. Effect of vinegar on the oxidative stability of mayonnaise during its storage. J Chromatogr Sci 2023. https://doi.org/10.1093/chromsci/bmad036.
[346] Acharya P, Martins SIDFS, Der Maaten V, Vreeker R. EDTA-free mayonnaise and method for the production thereof. US 2015/0181914 A1.Google. Patents 2015.
[347] Khalid MU, Shabbir MA, Mustafa S, Hina S, Quddoos MY, Mahmood S, et al. Effect of apple peel as an antioxidant on the quality characteristics and oxidative stability of mayonnaise. Appl Food Res 2021;1(2):100023. https://doi.org/ 10.1016/j.afres.2021.100023.
[348] Honold PJ, Jacobsen C, Jónsdóttir R, Kristinsson HG, Hermund DB. Potential seaweed-based food ingredients to inhibit lipid oxidation in fish-oil-enriched mayonnaise. Eur Food Res Technol 2016;242:571-84. https://doi.org/10.1007/ s00217-015-2567-y.
[349] Raikos V, McDonagh A, Ranawana V, Duthie G. Processed beetroot (Beta vulgaris L.) as a natural antioxidant in mayonnaise: effects on physical stability, texture and sensory attributes. Food Sci Human Wellness 2016;5(4):191-8. https://doi. org/10.1016/j.fshw.2016.10.002.
[350] Lazăr S, Constantin OE, Horincar G, Andronoiu DG, Stănciuc N, Muresan C, et al. Beetroot by-product as a functional ingredient for obtaining value-added mayonnaise. Processes. 2022;10(2):227. https://doi.org/10.3390/pr10020227.
[351] Blejan AM, Nour V. Physico-chemical characteristics, sensory attributes and oxidative stability of soy Milk mayonnaise enriched in carotenoids from tomato by-products. Appl Sci 2023;13(12):7101. https://doi.org/10.3390/app13127101.
[352] Li C-Y, Kim H-W, Li H, Lee D-C, Rhee H-I. Antioxidative effect of purple corn extracts during storage of mayonnaise. Food Chem 2014;152:592-6. https://doi. org/10.1016/j.foodchem.2013.11.152.
[353] Azhagu Saravana Babu P, Aafrin B Vajiha, Archana G, Sabina K, Sudharsan K, Krishnan K Radha, et al. Polyphenolic and phytochemical content of Cucumis sativus seeds and study on mechanism of preservation of nutritional and quality outcomes in enriched mayonnaise. Int J Food Sci Technol 2016;51(6):1417-24. https://doi.org/10.1111/ijfs.13109.
[354] De Bruno A, Romeo R, Gattuso A, Piscopo A, Poiana M. Functionalization of a vegan mayonnaise with high value ingredient derived from the agro-industrial sector. Foods. 2021;10(11):2684. https://doi.org/10.3390/foods10112684.
[355] Vieira MR, Simões S, Carrera-Sánchez C, Raymundo A. Development of a clean label mayonnaise using fruit flour. Foods. 2023;12(11):2111. https://doi.org/ 10.3390/foods12112111.
[356] De Leonardis A, Macciola V, Iftikhar A, Lopez F. Antioxidant effect of traditional and new vinegars on functional oil/vinegar dressing-based formulations. Eur Food Res Technol 2022;248(6):1573-82. https://doi.org/10.1007/s00217-022-03986-0.
[357] Włodarczyk K, Tymczewska A, Rabiej-Kozioł D, Szydłowska-Czerniak A. Effect of black cumin cake extract, Octyl Caffeate, and active packaging on antioxidant properties of egg-free mayonnaise during storage. Appl Sci 2023;13(10):6245. https://doi.org/10.3390/app13106245.
[358] Feng J, Schroën K, Guyot S, Gacel A, Fogliano V, Berton-Carabin CC. Physical and oxidative stabilization of oil-in-water emulsions by roasted coffee fractions: Interface-and continuous phase-related effects. J Agric Food Chem 2023;71(11): 4717-28. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.2c07365.
[359] De Leonardis A, Macciola V, Iftikhar A, Lopez F. Characterization, sensory and oxidative stability analysis of vegetable mayonnaise formulated with olive leaf vinegar as an active ingredient. Foods. 2022;11(24):4006. https://doi.org/ 10.3390/foods11244006.
[360] Martillanes S, Rocha-Pimienta J, Gil MV, Ayuso-Yuste MC, Delgado-Adámez J. Antioxidant and antimicrobial evaluation of rice bran (Oryza sativa L.) extracts in a mayonnaise-type emulsion. Food Chem 2020;308:125633. https://doi.org/ 10.1016/j.foodchem.2019.125633.
[361] Habinshuti I, Chen X, Yu J, Mukeshimana O, Duhoranimana E, Karangwa E, et al. Antimicrobial, antioxidant and sensory properties of Maillard reaction products (MRPs) derived from sunflower, soybean and corn meal hydrolysates. LWT. 2019; 101:694-702. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2018.11.083.
[362] Feng J, Berton-Carabin CC, Fogliano V, Schroën K. Maillard reaction products as functional components in oil-in-water emulsions: A review highlighting interfacial and antioxidant properties. Trends Food Sci Technol 2022;121: 129-41. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2022.02.008.
[363] Feng J, Berton-Carabin CC, Guyot S, Gacel A, Fogliano V, Schroën K. Coffee melanoidins as emulsion stabilizers. Food Hydrocoll 2023;139:108522. https:// doi.org/10.1016/j.foodhyd.2023.108522.
[364] Verzelloni E, Tagliazucchi D, Conte A. Relationship between the antioxidant properties and the phenolic and flavonoid content in traditional balsamic vinegar. Food Chem 2007;105(2):564-71. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2007.04.014.
[365] Tagliazucchi D, Verzelloni E, Conte A. Contribution of melanoidins to the antioxidant activity of traditional balsamic vinegar during aging. J Food Biochem 2010;34(5):1061-78. https://doi.org/10.1111/j.1745-4514.2010.00349.x.
[366] Verzelloni E, Tagliazucchi D, Conte A. Changes in major antioxidant compounds during aging of traditional balsamic vinegar. J Food Biochem 2010;34(1):152-71. https://doi.org/10.1111/j.1745-4514.2009.00271.x.
[367] Verzelloni E, Tagliazucchi D, Conte A. From balsamic to healthy: traditional balsamic vinegar melanoidins inhibit lipid peroxidation during simulated gastric digestion of meat. Food Chem Toxicol 2010;48(8):2097-102. https://doi.org/ 10.1016/j.fct.2010.05.010.
[368] Smetana S, Pleissner D, Zuin Zeidler V. Waste to Food: Returning Nutrients to the Food Chain. Leiden, The Netherlands: Wageningen Academic; 2023. https://doi. org/10.3920/978-90-8686-929-9.
[369] Ribeiro TB, Voss GB, Coelho MC, Pintado ME. Chapter 33 – food waste and byproduct valorization as an integrated approach with zero waste: Future challenges. In: Bhat R, editor. Future foods. Academic Press; 2022. p. 569-96. https://doi.org/10.1016/B978-0-323-91001-9.00017-7.
[370] Socas-Rodríguez B, Álvarez-Rivera G, Valdés A, Ibáñez E, Cifuentes A. Food byproducts and food wastes: are they safe enough for their valorization? Trends Food Sci Technol 2021;114:133-47. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2021.05.002.
[371] Ahmed Z, Chen J, Tufail T, Latif A, Arif M, Ullah R, et al. Fundamental opportunities and challenges of nutraceutical noodles enriched with Agri-food byproducts. Trends Food Sci Technol 2024;143:104299. https://doi.org/10.1016/j. tifs.2023.104299.
[372] Amft J, Meissner PM, Steffen-Heins A, Hasler M, Stöckmann H, Meynier A, et al. Interlaboratory study on lipid oxidation during accelerated storage trials with rapeseed and sunflower oil analyzed by conjugated dienes as primary oxidation products. Eur J Lipid Sci Technol 2023;125(10):2300067. https://doi.org/ 10.1002/ejlt. 202300067.

Marie Hennebelle, Pierre Villeneuve, Erwann Durand, Jérôme Lecomte, John van Duynhoven, et al.. Lipid oxidation in emulsions: New insights from the past two decades. Progress in Lipid Research, 2024, 94, pp.101275. 10.1016/j.plipres.2024.101275 . hal-04645219

HAL Id: hal-04645219
https://hal.inrae.fr/hal-04645219v1
Submitted on 18 Jul 2024

HAL is a multi-disciplinary open access archive for the deposit and dissemination of scientific research documents, whether they are published or not. The documents may come from teaching and research institutions in France or abroad, or from public or private research centers.

L’archive ouverte pluridisciplinaire HAL, est destinée au dépôt et à la diffusion de documents scientifiques de niveau recherche, publiés ou non, émanant des établissements d’enseignement et de recherche français ou étrangers, des laboratoires publics ou privés.

Lipid oxidation
Emulsions
Lipid droplets
Interface
Antioxidants
Colloids
Co-oxidation

Lipid oxidation plays a critical role in the sensory quality, nutritional value and shelf-life of lipid-rich food products. It is therefore important
to control this phenomenon, in particular in products containing a high amount of (poly)unsaturated fatty acids that are especially sensitive to oxidation [1,2]. Lipid oxidation can occur through three major pathways: enzymatic oxidation via the action of enzymes such as

Although the mechanisms of lipid oxidation have been extensively studied in bulk oils and fats, most of the lipids consumed by the population are in the form of emulsions, in particular oil-in-water (O/W) emulsions, a generic structure found for example in various beverages,
milk, infant formulas, dairy-based goods, mayonnaises, dressings, as well as pharmaceuticals, cosmetics, and personal care products. Such emulsions consist of oil droplets dispersed within a continuous aqueous phase and stabilized by surface-active molecules, which adsorb at the oil-water interface. The oil-water interface is known to play a crucial role by being the location where lipids, oxygen, and pro-oxidants enter into contact (for reviews, see [3,4]). The large interfacial area typically found in emulsions promotes the exposure of lipids to pro-oxidant agents, and thus accelerates lipid oxidation compared to bulk oils. Many factors, such as the droplet size, interfacial composition, emulsifier type, partitioning and reactivity of pro- and antioxidants can impact the lipid oxidation process in emulsified foods, making it a challenge to fully understand and control the reactions, and therefore, to rationalize formulation strategies.

In 2000, a review by McClements and Decker [3] provided a foundational framework for comprehending lipid oxidation in emulsified

systems, highlighting the role of interfacial and droplet characteristics, and interactions with components from the aqueous phase. Since then, advancements in analytical techniques (for reviews, see [5-9]) have provided new insights in the mechanisms of lipid oxidation in emulsified systems, the distribution and reactivity of pro- and antioxidants, the arrangements of molecules at the interface and the role of colloidal structures and transport of lipid oxidation intermediates. Additionally, new insights into the role and reactivity of the emulsifiers (e.g., proteins, phospholipids, or surfactants) have been proposed.

The present review provides an update on our understanding of lipid oxidation in emulsions focusing primarily on autooxidation reactions. After briefly summarizing the classical lipid oxidation pathways, the contribution of less studied oxidation products and the spatiotemporal resolution of these reactions will be discussed. Then, the impact of emulsion formulation and structure will be presented with a focus on the importance of the interfacial layer and emulsifiers. Finally, novel antioxidant strategies that have emerged over the past two decades will be highlighted.

Due to the molecular incompatibility between oil and water, emulsions tend to undergo physical destabilization to minimize the interfacial area, ultimately leading to complete phase separation if the system is not appropriately physically stabilized. Yet, it is possible to produce metastable emulsions that maintain their physical attributes and structure for relevant periods compared to typical storage times. This can be achieved using physical stabilizers, among which emulsifiers, which are molecules – or, sometimes, supramolecular structures – capable of adsorbing at the oil-water interface. Regarding O/W emulsions, which are the focus of this review, three primary categories of food emulsifiers exist (Fig. 1A): (i) low molecular weight emulsifiers (LMWEs), often termed surfactants, which are molecules constituted of a polar or fully charged hydrophilic headgroup and one or more hydrophobic alkyl chains. Examples encompass lecithins (i.e., a mixture containing polar lipids, in particular phospholipids, obtained by degumming of crude vegetable oils) [8], polysorbates, mono- and diacylglycerols, and other fatty acid esters [ 10,11 ]; (ii) amphiphilic biopolymers, which are larger molecules made of distinct hydrophilic and hydrophobic segments; in food applications, proteins are a prominent representative of such emulsifiers [12,13]; (iii) colloidal particles possessing surface characteristics that confer them with partial wettability by both oil and water. This allows them to strongly anchor at the oil-water interface, resulting in so-called Pickering emulsions [14-17].

Selecting an appropriate emulsifier is not a simple task, as the implications stretch beyond preserving the structural integrity of individual droplets. The properties of the formed interfacial layer directly depend on the type of emulsifier [18,19]. For LMWEs, the interface thickness closely aligns with the size of individual molecules ( ), surface load ( ) ranges from to , the formed layer is highly mobile and viscous, and adsorbed molecules display substantial lateral mobility and rapid exchange with excess surfactants in the surrounding aqueous phase [20]. Protein-based interfacial layers, on the other hand, exhibit varying interfacial thicknesses ( 1 to ), which is contingent on the protein type, structure, aggregation state, and homogenization conditions. The surface load for proteins varies as well, from 1 to for monomeric proteins to for aggregates or multiple layers [19]. Adsorbed proteins can establish lateral interprotein interactions, thereby forming a network that imparts mechanical strength and a viscoelastic character to the interfacial film [21,22]. Adsorbed colloidal particles, forming Pickering emulsions, have interfacial thickness and surface load directly tied to the size and density of the adsorbed particles. These values may significantly surpass those of LMWEs and biopolymers by orders of magnitude. These particle layers
can modify droplet density, potentially leading to droplet sedimentation rather than creaming. Attractive lateral capillary forces between trapped particles within the interfacial film stem from the deformation of the fluid interface around particles, granting the interfacial layer high mechanical stability and rigidity. This, combined with the high desorption energy of the particles once adsorbed, confers such emulsions with a high physical stability, in particular regarding resistance to coalescence [15,23].

An important aspect to consider is that food emulsions are often formulated with an excess of emulsifiers, i.e., the amounts used are generally beyond what is strictly necessary for interface coverage and physical stabilization [4]. Consequently, only a fraction of emulsifier actually stabilizes the oil droplets, whereas the excess remains in the continuous phase. This excess fraction might exist as soluble monomeric molecules, or form colloidal structures such as micelles or aggregates, that may even incorporate a fraction of oil [24]. Although often overlooked, the occurrence of these structures has critical implications for the physicochemical stability of emulsions. For instance, high biopolymer concentrations in the continuous phase can induce depletion flocculation [25], and excess surfactant micelles can promote compositional ripening, favoring the droplet-to-droplet transfer of lipophilic molecules [26-28]. This emulsifier-driven ability to solubilize and segregate components may play a significant role in the chemical reactivity of emulsions, particularly in terms of lipid oxidation, as discussed in further detail in sections 2.4 and 3.3.

Lipid oxidation is a complex radical chain reaction (Fig. 1B) that is classically divided into three main stages: initiation, propagation, and termination [29-31]. During the initiation step, an alkyl radical (L•) is formed following the abstraction of a hydrogen atom from a (poly)unsaturated fatty acid (LH) in the presence of a catalyst (e.g., heat, light, metals). This hydrogen abstraction occurs mostly on the carbon next to or between double bonds in mono- and polyunsaturated fatty acids, respectively, which are the bonds with the lowest dissociation energies (74 and , respectively) [32]. During the propagation phase, the highly unstable alkyl radicals quickly react with oxygen ( ) to form peroxyl radicals (LOO•) that in turn, attack neighboring unsaturated fatty acids to form on the one hand, new alkyl radicals that feed the propagation cycle, and on the other hand, lipid hydroperoxides (LOOHs), the first metastable oxidation products, also referred to as primary oxidation products. These lipid hydroperoxides can next degrade, leading to the formation of secondary oxidation products, including volatile compounds that contribute to the characteristic off-flavors of lipid oxidation [33]. The primary pathway of lipid hydroperoxide degradation involves the cleavage of the weak bond in the lipid hydroperoxide structure to form an alkoxyl radical (LO•). Scission reaction of this LO• radical results in the formation of a variety of volatile compounds, such as aldehydes, ketones, alcohols and esters. Finally, during the termination phase, radicals react together to form non-radical products (e.g., dimers and polymers), putting an end to the reaction.

Transition metal ions such as iron and copper play a key role in lipid oxidation and constitute one of the main pro-oxidant factors in foods [34]. Trace amounts of these transition metals can indeed hardly be avoided during food production, whether they come from the raw material itself, contamination during processing, and/or are added for nutritional purposes. Metal ions can contribute to the initiation reaction and as shown in Fig. 1B, they are also key catalysts for the degradation of lipid hydroperoxides, leading to the formation of or radicals through the reaction of (e.g., ferric (FeIII) and cupric (CuII)) or (e.g., ferrous (FeII) and cuprous (CuI)) transition metal ions, respectively, with hydroperoxides [34-37]. These radicals can catalyze hydrogen abstraction much faster than the ab initio hydrogen abstraction from LH [38] and are therefore important contributors to the
propagation cycle of lipid oxidation. The metal redox cycle in Fig. 1B is also strongly modulated by the presence of water-soluble reducing agents, such as ascorbic acid, that aid regenerating bivalent transition metals (mechanism (a) in Fig. 1C) and thus display a pro-oxidant effect [39], or metal chelators (mechanism (b) in Fig. 1C), thus having an antioxidant action in the latter case.

In order to control or prevent lipid oxidation reactions, antioxidants are often used, as previously extensively reviewed [7,40]. Briefly, antioxidants can be divided into two main categories depending on their mode of action: primary antioxidants or chain-breaking antioxidants, which act as radical scavengers, and secondary antioxidants, which block the action of pro-oxidants (e.g., metal chelators, oxygen scavengers). For instance, phenolic compounds that contain a benzene ring with one or more hydroxy groups are effective primary antioxidants, as they can give away one of their protons to stabilize a radical while becoming metastable radicals themselves [41,42]. Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) is strong metal chelator, well-known for its strong antioxidant efficacy in food emulsions [43]; water-soluble proteins that have affinity for metal ions are also known to act as antioxidants [4,44]. Furthermore, covalent and non-covalent binding of reactive secondary lipid oxidation products to water-soluble proteins has been proposed as an antioxidant route [4,45]. Assessing the activity and efficiency of antioxidants is not trivial, as they might have multiple modes of action, act in synergy with other molecules, and be highly influenced by their environment and partitioning.

In most studies revolving around lipid oxidation in model, real food and biobased systems, hydroperoxides and aldehydes have been considered as the main markers for primary and secondary oxidation, respectively. However, several other oxidation products have been described, as highlighted by Schaich [46], that received attention only recently. Among them, epoxides (Fig. 1B) have been proposed as an important missing piece of the lipid oxidation puzzle.

Epoxy fatty acids have been identified and quantified in fresh and thermally oxidized oils [47-50], as well as in other food matrices (e.g., crisps, meat, mayonnaise, biscuits) [51] by gas chromatography-flame ionization (GC-FID) or gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS) following transmethylation and separation (e.g., by solid phase extraction or adsorption chromatography) steps. Methodological advances in liquid chromatography-mass spectrometry (LC-MS) allowed for the semi-quantitative assessment of intact epoxidized triacylglycerols (TAGs), which have been proposed as an early marker for lipid oxidation in canola oil and margarines [52,53]. This claim was, however, not substantiated by a quantitative NMR study showing that in oils and mayonnaise, epoxides should be considered as a reaction product of alkoxyl radicals competing with the formation of aldehydes and therefore as a secondary product of lipid oxidation [54]. In these systems, the concentration of epoxides could reach considerable levels (e.g., higher than aldehydes), but kinetically, these compounds appeared after the formation of lipid hydroperoxides. These observations discard epoxides as minor compounds and also as early markers for lipid oxidation.

In theory, alkoxyl radicals could also lead to the formation of nonvolatile fatty alcohols and ketones [46]. However, despite the increased sensitivity in methodology, only little information on the presence of these oxidized products has been reported, and mostly in vegetable or marine oils after a hydrolysis step of the TAGs [48,55-61]. Recent work reported the detection of acetone by headspace solid phase microextraction (SPME)-GC-MS as a degradation product of epidioxides formed upon lipid oxidation in margarines [53]. Since epidioxides are expected to be cyclization products of hydroperoxides, acetone would therefore be also a late marker for lipid oxidation.

Besides evaluating the contribution of “minor” lipid oxidation markers, it is important to note that most analyses in food products are carried out on total lipid fractions or TAGs, the most abundant lipids in
food products. However, as will be highlighted in further detail in the following sections, the oil-water interface in emulsions plays a critical role and it would be of interest to gain more insights into the oxidation susceptibility and pathways of surface-active lipids, such as phospholipids or di- or monoacylglycerols, which are commonly used as emulsifiers. The formation of hydroperoxides and aldehydes, but also of epoxides, alcohols, and ketones has been reported following thermal oxidation of pure phospholipids [62,63] or of phospholipids in egg yolk [64]. However, only one mention of phospholipid hydroperoxides in food emulsions (mayonnaise, in this case) was found [65]. More work is therefore required to better understand the contribution of these minor, yet reactive surface-active lipids in the process of lipid oxidation in foods.

Although we have so far focused on the chemical dimension of lipid oxidation, the spatiotemporal framework of the reaction is also of utmost importance in multiphase and interface-dominated systems such as emulsions [66]. In the following section, we will develop these aspects (Fig. 1C and D).

As briefly introduced earlier, the oil-water interface plays a key role in the oxidation of emulsions; its composition and structure can influence the contact between oxygen, pro- and antioxidants and lipids. For instance, negatively charged proteins have some affinity for metal cations dissolved in the continuous phase [67], which are key catalysts for the degradation of hydroperoxides as described in section 2.2. When used as emulsifiers, such proteins can contribute bringing these catalytic ions at the oil-water interface close to the dispersed oil phase and therefore catalyzing lipid oxidation reactions (mechanism (c) in Fig. 1C). Similarly, the charge of the surfactants at the interface was reported to influence the extent of iron-catalyzed lipid oxidation [68]. The role of specific emulsifiers will be discussed in more details in section 3.

Primary or chain-breaking antioxidants act by scavenging radicals generated at the oil-water interface (see Section 2.2). A well-known example relates to the lipophilic antioxidant -tocopherol (mechanism (d) in Fig. 1C). The efficacy of such radical scavengers is enhanced by making them more amphiphilic and therefore partitioning closer to the oil-water interface, a route that will be reviewed in more detail in section 5.1.

It has also been demonstrated that proteins adsorbed at droplet interfaces co-oxidize with lipids [69-71] (mechanism (e) in Fig. 1C). Whether the oxidation of proteins at the interface can prevent the subsequent oxidation of lipids via a shielding effect or, on the contrary, trigger interfacial radical oxidation reactions involving lipids needs, however, to be resolved. The evidence for the occurrence of these events was largely circumstantial until imaging techniques recently provided direct visual underpinning, mainly relying on the use of lipophilic radical-sensitive fluorescent probes [72], protein autofluorescence and fluorescent spin traps [73,74]. The use of fluorescent spin traps revealed the appearance of protein radicals upon oxidation of lipids. This provides a clue for scavenging of lipid radicals near the oil-water interface by surface-active proteins (mechanism (e) in Fig. 1C). The role of protein co-oxidation will be discussed in more detail in section 4.3.

Finally, the structural heterogeneity of the interfacial layer has also been put forward as a modulating factor of lipid oxidation in food emulsions [75,76]. Evidence was based on indirect measurements in model emulsions and on reconstituted Langmuir monolayers. Further insights in the impact of interfacial layer heterogeneity on lipid oxidation in complex food emulsions may be obtained by the deployment of super-resolution light microscopy methods, which can spatially resolve the location of proteins at the surface of oil droplets [77,78].

Small colloidal structures are critical to consider when discussing lipid oxidation reactions in oils and in emulsions [79]. In that respect, bulk oils should not be considered as structurally homogeneous liquids. They are dynamic multiphase systems, which evolve over time in terms of structure, composition and reactivity as the oxidation process progresses. The presence of surface-active species at a concentration above their critical micelle concentration (CMC) can give rise to the presence of colloidal particles, also coined as reverse micelles and association colloids (mechanism (f) in Fig. 1D). Such colloidal particles can also be formed by lipid oxidation products such as lipid hydroperoxides (in particular the ones formed from small lipids such as free (i.e., unesterified) fatty acids), which are more surface-active than their nonoxidized counterparts and can contribute to the formation of reverse micelles on their own. The appearance of colloidal structures has been associated with oxidation phenomena in bulk oils [80-85], as they can carry pro-oxidants such as e.g., metals [79]. They might also enhance the solubility of oxygen [86]; however, to which extent this may play a relevant role remains to be demonstrated. Formation of reverse micelles typically triggers acceleration of lipid oxidation reactions, even though direct observations of reverse micelles in oxidizing oils and emulsions are still scarce [82,87]. Evidence for their relevance mostly stems from the acceleration of lipid oxidation kinetics when a critical concentration is reached [79]. A model has been described for determining the CMC of lipid hydroperoxides in oil [88]; this concept has been applied to establish a predictive model for lipid oxidation in mayonnaise [89].

The radicals initially generated at the interface do not only promote further reactions at the droplet interface or in the oil phase, but might also be transported through the aqueous phase to proteins or neighboring oil droplets [79,90]. The proposed mass transport phenomena have recently been detailed and discussed in reviews [66,79,90], which suggest that the mechanisms in liquid food emulsions could occur along three pathways that depend on the molecule and droplet size, composition and rate of diffusion: non-assisted diffusion through the continuous phase ( ), micelle-assisted transfer ( ) (mechanism (g) in Fig. 1D) or inter-droplet collision ( ) (mechanism (h) in Fig. 1D). Thus, water-soluble molecules could easily be exchanged between droplets via the diffusion pathway in the aqueous phase of emulsions, whereas more hydrophobic species are thought to be transferred either by the collision of adjacent droplets or by micelle-assisted mechanisms. The transfer rate would then be faster via the micelleassisted pathway and would depend on the size and micelle concentration [79].

Using the peroxyl radical-sensitive dye BODIPY665/676, interdroplet molecular exchanges of lipid radical species in Tween 20-stabilized emulsions were also demonstrated after formation of peroxyl radicals induced by the lipophilic initiator AMVN ( 2,2 ‘-azobis ( 2,4 dimethylvaleronitrile) [91]. Yet, the same team did not find any spreading of oxidation to neighboring lipid droplets when alkoxyl radicals were generated with di-tert-butyl peroxide [92]. Using a comparable yet complementary imaging approach that allows the spatially resolved excitation by singlet oxygen, a similar observation was reported in cod liver O/W emulsions stabilized with casein [93,94], as well as in high fat (70%) emulsions stabilized by phospholipids [95]. The explanation for this phenomenon may lie in the difference in the respective lifetime of the two radicals: alkoxyl radicals ( ) being much less stable than peroxyl radicals (0.5-7 s) [96]. These lifetime values can be directly converted to a diffusion distance [97], leading to the estimation that a peroxyl radical may travel over a distance of about to (depending on the viscosity), whereas alkoxyl radicals may travel only over 0.1 nm to . Conversely, studies have shown that non-radical lipids, including long-chain hydrocarbons such as
octadecane [26,28,98,99], specific secondary lipid oxidation products bearing a hydroperoxide group (e.g., 4-hydroperoxy 2-nonenal), free fatty acids (e.g., linoleic acid), as well as secondary oxidation compounds (e.g., 2,4-decadienal), can diffuse through the emulsion system and may propagate oxidative reactions to neighboring lipid droplets [27,99-101]. Experiments performed using flow cytometry suggested that micelle-facilitated transport is an active transport mechanism in model O/W emulsions [100]. Studies using carefully prepared model emulsions confirmed that these transport mechanisms are limited to specific lipid oxidation products; for instance, hydroperoxides bound to a TAG backbone are not prone to transport, probably because their insertion into the hydrophobic core of surfactant micelles is not sterically possible, whereas smaller hydrophilic molecules are [27].

As described in section 2.1, food emulsions are typically stabilized with emulsifiers that are used in excess. Thus, non-adsorbed emulsifiers (e.g., LMWEs, proteins) can be present in the water phase in considerable concentrations. These excess emulsifiers can greatly influence lipid oxidation, either by acting as pro- or antioxidant themselves, or by being co-oxidized in the water phase. These aspects will be described in further detail in sections 3.3 and 4.

All these aspects related to the presence and contribution of colloidal structures in both the oil and aqueous phases highlight another interesting aspect that is the definition of interfacial region of emulsified food systems. Should we say that a molecule, either integrated in or just nearby (physically adsorbed) the interfacial layer of a lipid droplet (oilwater), or within surfactant micelles in the aqueous phase, or within association colloids in the lipid phase, belongs to the same “interfacial region”? Moreover, is there a dynamic exchange between all these interfacial domains, which is much faster than the rates of relevant chemical reactions (antioxidant and pro-oxidant), so that each time a molecule undergoes a chemical transformation it is immediately replaced by another molecule to maintain the domains of this interfacial region in thermodynamic equilibrium?

Modelling lipid oxidation reactions in food systems has attracted a lot of attention in the past two decades. Mathematical modelling approaches can indeed be very valuable to help with the interpretation of the data and/or to predict the extent and rate of lipid oxidation. This could help food manufacturers determine the shelf-life of their products and evaluate antioxidant activity in their systems. Various modelling approaches have been employed in that respect.

Statistical models, such as response surface methodology (RSM) and regression analysis, have been applied to identify significant factors affecting lipid oxidation. For example, such models have been applied to estimate the impact of heat treatment temperature and time of the degradation of -tocopherol and the formation of TAG polymers during frying [102], of phytic acid and/or -tocopherol concentration on lipid oxidation inhibition in ground chicken meat [103], of pH , ionic strength, iron and temperature on the oxidation of phospholipid liposomes [104] or to evaluate the role of fatty acid composition on the oxidative stability of various fats and oils [105]. These models can be helpful to identify optimal conditions to prevent oxidation. However, their simplicity often does not fully capture the complex nature of lipid oxidation reactions, in particular in complex multiphasic systems, which might limit their predictive accuracy.

Several (semi-) empirical models have been proposed to describe the accumulation of oxidation products in oils and emulsions (for review, see [106]). These models are based on the experimental observation that the formation of e.g., hydroperoxides usually follow a sigmoidal curve, and can therefore be described with a mathematical function, such as Gompertz, Foubert, Weibull or logistic functions [88,89,107-113]. These models describe well the experimental data, allow the comparison
between samples with specific variations (e.g., different concentrations of antioxidant) and have even been used to predict the shelf-life of emulsions, such as mayonnaise [114]. On the other hand, the interpretation of their parameters can be complex as they do not relate directly to parameters from the system itself (e.g., composition of the samples or conditions of incubation) and they do not consider the full cascade of reactions involved. More recently, a more extensive mechanistic kinetic model has been proposed in bulk oils, taking into consideration the multiple reactions involved in lipid oxidation, the oxygen mass transfer, as well as the initial composition of the oil [115]. This model presents the advantage of enabling the shelf-life prediction of different vegetable oils stored under different oxygen conditions, but remains limited to bulk oils. In O/W emulsions, a kinetic model incorporating reaction kinetics and mass transfer was shown to well describe the oxidation process in emulsions stabilized with five different emulsifiers [116].

Despite the numerous advances in modelling approaches over the past two decades, modelling lipid oxidation in complex multiphase systems such as emulsions remains a challenging task. This is largely due to the high complexity of the systems. First, the conditions of storage or treatment during the shelf-life might differ. A well-known example are the fluctuations in the temperature used. To deal with that, Arrhenius equations have been used in combination with kinetic model to adjust the temperature-dependent kinetic rate constant, in particular in bulk oils [117-120]. Such models should, however, be applied with caution; e.g., Sullivan et al. [119] highlighted that the Arrhenius model can only be applied up to on fish oil. Then, as already highlighted in previous sections and discussed in further details later, multiple factors inherent to the studied systems (e.g., droplet size, (non-)adsorbed emulsifiers, pH , pro- and antioxidants, partitioning of the molecules, transport phenomenon) can influence lipid oxidation and therefore need to be considered to develop robust predictive models. To evaluate the partitioning of different antioxidants in emulsions, a pseudophase kinetic approach, based on the reactivity of a 4-hexadecylarenediazonium probe [121,122] has been developed. Note that since arenediazoniums are cationic species, this model has only been validated with non-ionic surfactants. This is an interesting technique, as it can be performed directly in an opaque emulsion. Yet, this model implies that the system is already at thermodynamic equilibrium, with the rate of the chemical reaction being much slower than the rates of the dynamic processes. Although these two criteria might not necessarily be met depending on the food [123], this is a good approach to evaluate how emulsifiers are affecting distribution of molecules (e.g., phenolic antioxidants) in simple emulsions, and then attempt to link this change to the antioxidant efficiency. For other factors, in particular the transport phenomenon and interactions between multiple factors (e.g., the impact of pro-oxidant concentration in the aqueous phase will be influenced by the droplet size and the pH of the emulsion), a better understanding is needed in order to incorporate them properly in modelling approaches. This brings us to another limitation, namely the availability of a complete dataset that provides the information required to do so.

In industrial settings, high-pressure homogenizers and rotor-stator systems are commonly employed for emulsification, and the number of passes required depends on the degree of recoalescence, and vice versa [19]. High-pressure homogenizers use a narrow constriction to generate turbulent shear forces, which can yield submicron droplets in large-scale equipment. Conversely, lab-scale homogenizers often operate under laminar flow conditions, making it challenging to extrapolate results to larger-scale processes. Colloid mills utilize the velocity
difference between rotating and stationary elements to induce shear for droplet breakup, but they typically have low energy density, making it difficult to create small droplets. Other emulsification methods, such as membrane emulsification, exist but are currently impractical for most commercial applications [124]. Costa et al. [125] highlighted that homogenization, particularly when involving intense mechanical forces, can impact emulsifier molecules or supramolecular structures. The combined influence of temperature and shear on emulsifiers is often overlooked in emulsion research. For example, high pressures can alter the tertiary structure of globular proteins, leading to protein unfolding even when the product temperature remains below the protein denaturation temperature, potentially resulting in protein aggregation. The conditions of emulsification, including the type of equipment and energy input, are also important as they determine the specific droplet size distribution, which directly influences the emulsion’s ability to resist oxidation due to variations in total surface area [126,127]. In principle, smaller droplets, and thus a larger oil-water interfacial area, should promote lipid oxidation. While this effect has often been observed experimentally, there have been conflicting reports, possibly stemming from the challenges of altering droplet size without affecting other emulsion properties [4]. Several studies, in particular by C. Jacobsen’s group, have demonstrated that the homogenization conditions can impact lipid oxidation in various types of emulsions containing fish oil [128-130]. Horn et al. [128] investigated the effect of different homogenization pressures and temperatures on fish emulsions. These emulsions were prepared using either a combination of -lactalbumin and -lactoglobulin or a combination of sodium caseinate and -lactoglobulin. The study found that increasing pressure enhanced the oxidative stability of emulsions containing caseinate and -lactoglobulin, but conversely, it decreased oxidative stability in emulsions with -lactalbumin and -lactoglobulin. In both cases, the distribution of proteins between the interface and the aqueous phase played a crucial role in determining oxidative stability. Let et al. [129] and Sorensen et al. [130] conducted similar studies on the effect of homogenization pressure and temperature on lipid oxidation in fish oil-enriched milk. These studies also emphasized that achieving a favorable partitioning of proteins between the aqueous phase and the interface was more critical for oxidative stability than the droplet size distribution.

It has been frequently suggested that emulsifiers capable of forming a dense layer around lipid droplets might protect against lipid oxidation by creating a steric barrier against pro-oxidants. Early support for this idea came from e.g., Hu et al. [131], who found that emulsions stabilized with casein, a protein known for its ability to create thick and compact interfacial layers, exhibited greater resistance to oxidation compared to emulsions stabilized with other proteins, such as whey proteins. It was also reported that the oxidative stability of soy protein-stabilized emulsions improved when the protein surface coverage was increased through physical treatments such as heat treatment or the addition of salt [132]. Other attempts to modulate the connectivity and thickness of the interfacial layer in emulsions encompassed the enzymatic crosslinking of adsorbed proteins [133] or the design of multilayered films by layer-by-layer deposition [134-136]. The former route did not lead to clear effects on lipid oxidation; the latter did show some effects, but which seemed mostly related to the electrostatic charge of the most external biopolymer layer, rather than to the number of layers. Besides, the layer-by-layer technique presents a major drawback in terms of potential applications due to the difficulty to scale up the preparation process. It is also important to note that all these studies often did not measure the actual interfacial thickness, leaving some of these effects as largely speculative. As highlighted by McClements and Decker [137], experimental approaches aimed at modifying interface thickness often involve other changes, such as alterations in amino acid composition, conformational changes, and the distribution of proteins between the interface and the aqueous phase. Furthermore, the molecular size of prooxidants (such as metal ions and reactive oxygen species) is typically much smaller than the typical structural elements at the interface
(biopolymer loops, pores), raising doubts about whether this parameter plays a decisive role in the oxidation of emulsions.

Because the interface is an area with a high local concentration of solutes, including emulsifiers, it can exhibit enhanced incompatibility, non-miscibility, repulsive interactions, and phase separation when compared to more diluted phases within the bulk [19,138]. Regarding this incompatibility, the impact on lipid oxidation in emulsions stabilized by such layers was analyzed. For example, oil droplets were stabilized by dairy proteins used either alone or in combination with a pure phospholipid (dilauroylphosphatidylcholine, DLPC), with a careful selection of ratios to prevent the displacement of proteins [75]. The microstructure and topography of the interfacial layers, reconstructed as Langmuir-Blodgett (LB) films and investigated using atomic force microscopy (AFM), revealed that the incorporation of DLPC into the casein layer increased the structural heterogeneity of the films. Interestingly, the rate of lipid oxidation in the emulsion stabilized by the casein-DLPC mixture was higher than in the emulsion stabilized solely by the protein. This suggests that the homogeneity of pure protein layers, as opposed to mixed layers, could provide some protection against lipid oxidation. However, this effect likely depends on the type, purity, and quantity of the phospholipid used. García-Moreno et al. [139] found that the incorporation of soybean lecithin (a mixture of phospholipids) as a coemulsifier in caseinate-stabilized emulsions reduced lipid oxidation compared to emulsions with only caseinate. However, this effect was not observed when using pure phospholipids instead of lecithin. In that case, incorporating phospholipids led to a substantial increase in the concentration of non-adsorbed caseinate (more than a 2-fold increase), so a concurrent effect of non-adsorbed caseinate on lipid oxidation cannot be excluded.

The effect of incorporating a co-surfactant into Tween 20-stabilized interfaces on lipid oxidation in emulsions was also investigated [76]. Lipid oxidation occurred earlier in emulsions stabilized with Tween 20-co-surfactant mixtures than in emulsions stabilized solely with Tween 20. This effect was attributed to the non-ideal interfacial behavior of Tween 20 -co-surfactant mixtures, as indicated by surface-pressure isotherms. Such structural heterogeneity of the interfacial layer might enhance the accessibility of the lipid substrate to pro-oxidants present in the aqueous phase. This observation may hold general importance, as most technical emulsifiers used in food applications consist of complex mixtures of molecules (e.g., WPI, sodium caseinates, lecithins, etc.). A challenge in that respect is the difficulty to assess the structural homogeneity/heterogeneity of interfacial films in situ in emulsions model interfaces are of great help, but inevitably raise the question of whether or to which extent the observed structures will also be found at the surface of real emulsion droplets. As suggested earlier (section 2.4.1), the recent advances based in microscopy techniques will certainly be instrumental in making progress on this matter [73,74,77]. The use of scattering techniques or synchrotron radiation circular dichroism (SR-CD) (in the case of protein-based emulsifiers) can also further advance the area [140,141].

Over the past decade, a large amount of research has been conducted to identify and characterize new emulsifiers with potential for current applications in biobased systems and notably food products. This progress has been largely driven by the current clean-label trend aiming to favor the use of natural, ideally plant-based and minimally processed ingredients [142]. Among the noticeable trends that have emerged accordingly, two seem of particular interest: plant-derived protein fractions, and biobased particles (forming so-called Pickering emulsions). These two new categories of emulsifiers have undoubtedly occupied an increasing part of the research on food emulsions lately; for instance, in 2022, the number of publications with the topic and/or keywords “food emulsion, plant protein” or “food emulsion, Pickering” represented and , respectively, of all the publications on food
emulsions (Fig. 2). Twenty years ago, these percentages were only around . Therefore, it seems important to take a closer look at how these new emulsifiers can modulate the sensitivity of the resulting emulsions to oxidation.

As mentioned earlier, amphiphilic biopolymers such as proteins have been widely used as emulsifiers. Conventional proteins for this purpose used to be largely represented by dairy proteins. However, in the current context of the protein transition, increasing interest has been encountered in using plant-based protein ingredients as alternatives [12,143-145]. This has opened a fascinating research field since, from a functionality perspective, this transition is extremely challenging. Indeed, the properties of most of the current plant protein ingredients drastically differ from those of dairy proteins. This is primarily due to the fundamentally different physiological roles of both types of proteins: when dairy proteins are well-soluble in aqueous media, plant storage proteins present in pulses and oilseeds are not. This has consequences on the processes required to yield subsequent ingredients (concentrates, isolates), which may include severe thermomechanical steps and drastic chemical modifications of the proteins. Milder processes (e.g., dry fractionation) are therefore gaining attention as they lead to protein ingredients with less chemical damage and better functionality, even though they cannot yield fractions with a very high protein content [146]. Quite surprisingly, among the plethora of articles that have been published in the past decade on plant protein-stabilized emulsions, only very few investigated lipid oxidation in such systems. Moreover, when checking the available works, some of them did not compare the oxidative stability of such emulsions to that of reference emulsions (e.g., dairy protein-based), making it difficult to assess how and to which extent plant protein ingredient may constitute a mitigating solution to lipid oxidation. To the best of our knowledge, the first articles that addressed this question were by Hu et al. [131] and Faraji et al. [147], who investigated lipid oxidation in emulsions stabilized by soy protein isolate (SPI), sodium caseinate and WPI. Although from the same group, both studies did not lead to a unilateral conclusion regarding the effect of SPI on lipid oxidation in emulsions. In the former study, at pH 3.0 , SPI-based emulsions oxidized more than the dairy protein-based ones; conversely, in the second study, at pH 7.0 , the opposite effect was found. In the latter case, the protective effect of SPI was particularly marked when excess proteins were present in the continuous phase of the emulsions, pointing at the pivotal role of non-adsorbed proteins, as discussed in detail in section 3.3. This agrees with Feng et al. [148], who also highlighted an antioxidant effect of SPI added to the continuous phase of emulsions at pH 7.0 . Apart from soy-based proteins, a few other plant-based protein ingredients have been investigated regarding their effect on lipid oxidation in emulsions. For instance, a better oxidative stability of pea protein isolate-based emulsions compared to a control emulsion with WPI was also recently reported [149]. In another study, lipid oxidation was compared in emulsions prepared with lentil-, pea-, faba bean protein ingredients or WPI [44]. The performance of these different protein ingredients for preventing lipid oxidation was dependent on the addition of exogenous iron – in iron-catalyzed conditions, the WPI-stabilized emulsion was slightly more stable than the plant protein-based ones, whereas without added iron, the onset of lipid oxidation was delayed in the emulsions stabilized by pea or faba bean protein ingredients, compared to the other two. These results suggest that the endogenous content of iron (and/or of metal chelators such as phytates, often found in pulse- and oilseed protein ingredients) is certainly of importance. In addition, this study highlighted that the nonadsorbed protein fraction in these emulsions exhibited a great antioxidant effect, for all tested protein sources. Finally, a few studies showed that the oxidative stability of plant protein ingredient-based emulsions may be modulated by physicochemical treatments applied to the ingredients prior to emulsification. For instance, Shao and Tang [132] found that heat-treating soy proteins improved the oxidative stability of

the resulting emulsion, and Liu et al. [150] showed that a moderate degree of hydrolysis of faba bean proteins was also beneficial in that respect.

Despite the increasing use of plant protein ingredients in model systems and in real food products, a great research gap regarding these ingredients still exists as their detailed composition (in particular, regarding the non-protein constituents) is generally not determined in emulsion studies [151]. Plant protein concentrates and isolates used for food applications typically contain 50-60%wt and > 70%wt of proteins, respectively, the rest consisting of a mix of lipids (notably phospholipids), carbohydrates (including residual amounts of starch for starchcontaining pulses, such as pea) phytochemicals, trace metals, fibers, and ash. This is not only a blind spot when it comes to the technological (e.g., emulsifying) properties of these ingredients, but we expect that these non-protein constituents could largely drive the oxidative fate of emulsions prepared thereof. For example, C. Berton-Carabin’s group recently showed that commercial pea and lupin protein ingredients contain high amounts of lipids, including polar lipids, polyunsaturated fatty acids and highly variable amounts of tocopherols [151]. Other components such as phenolics or phytates may also be present in highly variable amounts depending not only on the botanical source and variety, but also by the processes applied to prepare the ingredients, and are also known to affect lipid oxidation in emulsions [152]. We thus foresee that progress in systematically establishing comprehensive compositional characterization will be key for the future development of oxidatively stable plant protein-based emulsions.

As mentioned earlier, Pickering emulsions refer to emulsions physically stabilized by solid or semi-solid colloidal particles that anchor at the oil-water interface. In the past decade, the interest in biobased particles for this purpose has boomed [153] and a plethora of particles have been identified as potent in that respect. We will not extensively review all the work done in this area as it would reach outside the scope of the present article, and several dedicated reviews are readily available on this topic [15,16,154-158]. Yet, it may be important to recall (i) that such particles may be constituted of various macroconstituents (proteins, polysaccharides, lipids) and of various combinations thereof, along with endogenous or purposely added bioactive components; and (ii) that suitable particles may be built purposely by combined selected ingredients through a controlled process (“bottom-up” route), or may exist endogenously in biobased materials, including certain by-products from the agri-food industry (“top-down” route) [159].

The first investigations into lipid oxidation in Pickering emulsions were conducted in the early 2010s [160,161], i.e., at the onset of the ‘neoPickering era’ [153]. These first studies showed that a Pickering emulsion stabilized by silica particles was more stable to lipid oxidation compared to a conventional Tween 20 -stabilized emulsion. Yet, another control emulsion stabilized by caseinate showed even superior oxidative stability, which was attributed to the protein’s metal chelating properties. The differences in oxidative stability among these emulsions were thought to be associated with interfacial microstructure, possibly due to a physical barrier created by the silica particles. However, this explanation appears unlikely given the size of aqueous phase pro-oxidants (typically around 0.075 nm for iron ions) compared to the particle size ( 12 nm in diameter in this study) and the pore size of such a layer (maximum pore diameter around 1.9 nm , assuming a packed layer of uniform spheres) [161]. A subsequent study by this group [160] explored lipid oxidation in Pickering emulsions stabilized by two types of biobased particles: microcrystalline cellulose and octenyl succinic anhydride (OSA) starch granules. The former system was more stable to lipid oxidation, which was hypothesized to be due to factors such as the free radical scavenging properties of microcrystalline cellulose particles, the formation of a thick interfacial layer, and the formation of a network in the continuous phase which would reduce reactant mobility. However, this study did not include a comparison with conventional emulsions, making it challenging to assess the potential advantages of Pickering particles in mitigating lipid oxidation.

In a later study, another group reported a protective effect of sorghum protein particles used as Pickering stabilizers against lipid oxidation compared to a Tween 80 -stabilized emulsion [162]. Although the control emulsion had smaller droplet size than the Pickering emulsion, making definitive conclusions difficult, the authors suggested that the positive charge of kafirin (the main protein present in sorghum seeds) and its content in antioxidant amino acids could explain their findings. Similarly, particles made of caseinophosphopeptide and chitosan (a chitin-derived polysaccharide) with positive charge and endogenous antioxidant properties were found to contribute to the oxidative stability of high internal phase Pickering emulsions [163]. Another study from C. Berton-Carabin’s group examined the oxidative stability of a Pickering emulsion stabilized by solid fat particles and compared it to two reference emulsions: a conventional caseinatestabilized emulsion and another caseinate-stabilized emulsion containing high melting point fat within the oil droplet core (referred to as the control emulsion) [164]. The advantage of the control emulsion was its identical overall composition to that of the Pickering emulsion but with
a completely different structure, lacking interfacial particles. The findings indicated that the Pickering particles did not, per se, prevent lipid oxidation compared to caseinate-stabilized emulsions, suggesting that these particles did not induce a physical barrier effect at the interface. However, the Pickering emulsion exhibited higher oxidative stability compared to the control emulsion with high melting point fat in the droplet core. This was attributed to intra-droplet lipid crystallization in the latter system, which expelled labile polyunsaturated fatty acids from inside the droplets to the surface, facilitating their contact with aqueous phase pro-oxidants. Other researchers also explored the use of various lipid-based particles to stabilize Pickering emulsions [165]. They highlighted the importance of the lipid type used to form the particles in influencing the oxidation of the oil droplet core. For example, Pickering emulsions made with trimyristin or olive oil particles showed greater resistance to lipid oxidation compared to a conventional proteinstabilized emulsion, whereas those made with palm olein particles did not exhibit a clear advantage. Interestingly, the protective effect of the former particles was only observed when they were present during emulsion homogenization, not when added post-emulsification, which is an important control to ascribe the protective effect of the particles to their interfacial localization. Furthermore, the physical state (crystalline vs. liquid) of the lipid material within the particles did not appear to be a dominant factor affecting the protective effect of the particle layer [165].

Considering these findings, it is questionable whether Pickering particle layers may exert a purely physical barrier effect in preventing lipid oxidation. Achieving a defect-free interface at the scale of the involved reactants is highly challenging, especially without postemulsification modifications. To our knowledge, such modifications have not been tested specifically for preventing lipid oxidation, although they have been demonstrated to delay other reactions related to the lipid phase, such as the gelatinization of adsorbed starch granules in Pickering emulsions induced by post-emulsification heat treatment, which was effective in delaying oil digestion [166].

These examples underscore several pivotal questions regarding the selection of promising Pickering particles for preventing lipid oxidation in emulsions. First, the choice of the reference or control system is crucial, as some studies have used bulk oil for comparison, whereas others have employed conventional emulsions (protein- or surfactantstabilized). Second, it is important to consider not only the interfacial role of the particles but also their presence and structuring effect within the continuous phase of the emulsion. Lastly, the greatest promises of Pickering emulsions with regard to controlling lipid oxidation seem to lie in the potential of the particles to be functionalized with antioxidants; this aspect is further developed and exemplified in section 5.3.

As evoked in section 2.1, only a fraction of the emulsifier used to prepare emulsions does locate at the surface of lipid droplets (“adsorbed”), whereas the rest (“non-adsorbed”) remains in the continuous aqueous phase, as free molecules or as aggregates (e.g., micelles in the case of surfactants) when their concentration exceeds a critical value. Another often overlooked option is the possibility that emulsifiers are embedded either free or in the form of aggregates into the lipid droplets (“non-adsorbed”). Indeed, as described in section 2.4.2, it is now recognized that bulk oil systems are not necessarily homogeneous and that lipid oxidation occurs mainly at the surface of association colloids in bulk oils. It is currently unknown whether the association colloids are preserved when the oil is emulsified. There are two possible scenarios: they could be lost if the surface-active molecules move to the surface of the lipid droplets, or, on the contrary, be maintained or newly formed if some of the emulsifier and water migrate and associate into the lipid droplets during emulsification. To date, almost nothing is known about the relationship between the emulsifier and the existence of those association colloids in the oil phase on the oxidative stability and
antioxidant activity in food emulsions.
The mode of addition of the antioxidant during the preparation of food emulsions is also important [167-169]. For example, the addition of -tocopherol either in the oil (pre-emulsification), or in the aqueous phase (post-emulsification) causes, in the presence of an excess of surfactant ( CMC), differences in its antioxidant activity, which can be correlated with a profound change in its distribution within the interfacial region [170]. Since the beginning of the 2000’s, many studies have confirmed the importance of the interfacial region on lipid oxidation and the preponderant role of the surface activity of a molecule in modulating its antioxidant capacity.

Amphiphilic molecules present in emulsion systems (e.g., lipids, proteins, phenolics, etc.) may associate with emulsifiers surrounding the emulsion droplets or those present in the form of aggregates. The total concentration of added surfactant as well as its nature and partitioning between the droplets and micelles have a significant impact on the oxidative stability because this affects (i) the structure of the oil-water interface, (ii) the distribution/interaction/mobility of molecules, and thus (iii) the chemistry of oxidation and antioxidant pathways (Fig. 1). Point (i) was already discussed in sections 2.1 and 3, therefore this section will focus on the influence of non-adsorbed emulsifiers with respect to (ii) and (iii). As most emulsions contain emulsifiers in quantities above their CMC, the “non-adsorbed” part is readily available to self-assemble or co-assemble in the aqueous phase in the form of (co-) micelles or aggregates, which may then affect the distribution and mobility of molecules, thus orienting the oxidative stability. This effect is the result of a change in the balance of the antioxidant and pro-oxidant pathways. For instance, small aggregates such as micelles are highly dynamic structures, which may alter the partitioning of molecules present in the system, concentrate specific molecules or assist the rapid exchange/transfer of components, as described in section 2.4.3, which may be either pro-oxidants (lipid hydroperoxides, metals, etc.) or antioxidants (phenolics, proteins, etc.).

In this context, an excess of emulsifiers made it possible to intensify the inter-droplet molecular exchange phenomenon of (non-) radical lipids described in section 2.4.3, likely by concentrating and assisting the diffusion of pro-oxidant lipids [28,100,171]. For lipid radical species, the diffusion capacity remains low and inversely proportional to their reactivity, therefore we would not expect a major effect of nonadsorbed emulsifiers to accelerate the oxidation of LO and LOO by assisted diffusion. This is especially true when the oil contains high levels of unsaturated fatty acids, when the food viscosity is high, or when the alkoxyl and peroxyl radicals are bound to TAG, since the oxidation reactions will readily propagate through the interior/surface of the oil droplet under these conditions, instead of spreading to an adjacent and neighboring droplet [91,93]. Regarding non-radical lipid molecules, not all of them can be transferred between droplets, as seems to be the case with TAGs. For example, Coupland et al. [98] found that while hexadecane or octadecane can be relocated in different lipid droplets with an excess of emulsifiers (i.e., compositional ripening), corn oil TAGs cannot. Similarly, it has been shown that saturated and unsaturated TAGs did not mix in mayonnaises containing surfactant micelles [172], and that barely any TAG-bound hydroperoxides were able to transfer from one droplet to another, even with an excess of emulsifiers [27]. It turns out that TAGs cannot diffuse between droplets in O/W emulsions, whether through the continuous phase or associated into micelle structures. This is likely due to their large molecular dimension, making the slow inter-droplet collision pathway their single mode of diffusion. In summary, the bulkier and more hydrophobic a molecule is, the weaker its ability to propagate oxidation to the surrounding droplets. Similarly, the smaller and more polar a molecule is, the greater its ability to be transferred through to a surrounding droplet. Considering that oxidation may decrease the molecular size of lipids via e.g., scission reactions, while making them more polar (addition of oxygen atoms), one would expect that non-adsorbed emulsifiers could concentrate lipid oxidation intermediate species and influence their mobility, which may
participate in accelerating the oxidation of surrounding droplets during the propagation step. Conversely, in the case of very lipophilic lipids (e. g., TAG-OOH, etc.), one may suspect that their potential diffusion will be restricted, which would limit the influence of non-adsorbed emulsifiers and inter-droplet pro-oxidant activity in the early stage of oxidation [27,98]. Finally, hydroperoxides from free fatty acids (FFA-OOH) are more surface-active than their homologues formed on higher molecular weight lipids (TAGs, diacylglycerols, etc.) and more stable than their radicals (FFA-OO•), which have a limited half-life time, making them a serious candidate in the inter-droplet pro-oxidant activity [100]. However, it is unclear whether such a micellization can be achieved by FFAOOH alone or whether an excess of non-adsorbed emulsifiers would be necessary (co-micellization).

Aggregates formed by non-adsorbed emulsifiers can also affect the partitioning, the solubilization of pro-oxidant metals, as well as the metal-ligand interactions [173]. In general, the factors which promote the presence of metals at the oil-water interface increase oxidation rates (e.g., negatively charged emulsifiers). A well-known example are phosvitins, which are proteins abundantly present in egg yolk, the main emulsifier in mayonnaise [174]. Phosvitins have a low affinity for ferrous ions at the low pH of mayonnaise [175], which promotes the formation of peroxyl radicals at the droplet interface. Also for other emulsifying proteins, a low affinity for transition metal ions has been associated with pro-oxidant activity [137]. For example, emulsions prepared with caseins have a higher oxidative stability [176] than those prepared with whey proteins [177], which has been attributed to the higher affinity of caseins for transition metals [137]. The difference in oxidative stability of emulsions prepared with caseinate and bovine serum albumin has also been attributed to the metal affinity of these two proteins [178]. On the contrary, factors that remove metals from the interface (e.g., positively charged emulsifiers or aqueous phase metal chelators) decrease oxidation rates [69]. On the one hand, the solubilization of pro-oxidant metals in micelles or aggregates formed by the non-adsorbed emulsifiers could inhibit lipid oxidation by segregating them away from the sensitive lipid droplets. On the other hand, and in view of the previous observations, this phenomenon could promote oxidation by allowing an individual lipid droplet that is undergoing oxidation to transfer pro-oxidative factors to a second droplet, or to concentrate (bring close together) metals and pro-oxidant lipids (e.g., FFA-OOH) thus accelerating the formation of free radicals. In addition, since transition metal ions at lower valence states (e.g., ) can decompose lipid hydroperoxides much faster than those at higher valence states [34], a co-concentration of a low-redox potential antioxidant with metals (e.g., and ) could trigger the formation of LO• and LOO• radicals [39]. This is an explanation why, especially when the pH decreases, antioxidants may act as pro-oxidants.

Small aggregates formed by non-adsorbed emulsifiers in the continuous aqueous phase of emulsions may also get involved in the inhibition of oxidation propagation. For example, excess emulsifying proteins can provide an antioxidant route by scavenging radicals (mechanism (I) in Fig. 1D) [4,179]. Another example is the case when those dynamic structures modify the distribution of antioxidant molecules, which will positively influence their activity. For instance, while eicosyl rosmarinate (i.e., rosmarinate esterified with a C20 alkyl chain) was shown to be weakly antioxidant in an emulsion of purified soybean oil, the addition of an excess of Tween-20 emulsifier beyond its CMC led to a strong improvement in its antioxidant capacity [180]. This modification in antioxidant action was due to a change in antioxidant location. Indeed, the formation of co-micelles with eicosyl rosmarinate and emulsifiers shifted the distribution of antioxidant towards the interfacial region of emulsion, therefore improving its efficacy. This result was not observed with butyl and dodecyl rosmarinates, likely because the non-adsorbed emulsifiers did not significantly change their partitioning. The pseudophase kinetic approach developed to assess the location of antioxidants (see Section 2.5) confirmed the effect of excess emulsifiers on the antioxidant distribution, since the percentage of
antioxidant molecules such as tocopherols in the interfacial region increased rapidly with increasing surfactant concentration [181,182]. These results, along with a multitude of others [101,173,183,184], highlight the role of micelles on the antioxidant efficacy. According to the literature, for the most lipophilic antioxidants, micellization would promote their effectiveness by improving their diffusion and/or concentration in interfacial region meaning also that the oxidized form at the interface of the lipid droplets could be more quickly replaced. For antioxidants of intermediate polarity and amphiphilic nature, micellization will tend to reduce their action, likely by reducing their concentration at the oil-water interface (“dilution effect”). For highly watersoluble antioxidants, there does not seem to be any definite trend, likely because the effect on antioxidant distribution will be less important than the inter-droplet pro-oxidant effects of lipids and metals.

Another important area of research that is currently poorly understood lies in the impact of the excess of emulsifiers and the ratio of free-to-adsorbed emulsifiers on the competition effects between molecules (e.g., antioxidants vs emulsifiers, emulsifiers vs emulsifiers, etc.). For instance, phenolic-protein [185,186] or tocopherol-phospholipid [187] interactions, either at the oil-water interface or in the continuous aqueous phase, could affect their tridimensional structure (in the case of proteins), their respective partitioning, or/and their antioxidant activity in food emulsions, which may alter oxidative stability.

Last but not least, the raw materials’ selection and the energy level for the preparation of emulsions could alter the physicochemical properties of the system, which may significantly alter the oxidative stability. This is particularly the case when proteins are used as emulsifiers to stabilize emulsions [130,188,189]. The most likely reason lies in the ability of the proteins to change the location of the pro-oxidant metal ions, either close to the oil-water interface or away from it. Thus, lipid oxidation is inhibited by adsorbed proteins at pH values below their isoelectric point due to their capacity to electrostatically repel transition metals, but may be promoted above their isoelectric point due to their aptitude to attract metals [190]. Yet, for non-adsorbed proteins, the opposite effect is expected since negatively charged proteins can pull transition metals away from the droplet surfaces when binding them. Thus, the ratio of free-to-adsorbed proteins and their ionization state, as well as the capacity to bind and alter the electron density of transition metals, are important points that must be better investigated. Also, very often, the preparation of emulsions with very small droplet size requires a great energy input, which can have an importance on both the concentration of oxidized compounds (e.g., hydroperoxides) at “time 0 ” and the ratio of free-to-adsorbed emulsifiers. In addition, small and large droplets do not have the same interfacial properties nor the same curvature properties on their surface, which can alter the accumulation of emulsifiers (e.g., proteins), and the part of non-adsorbed fraction. Finally, at fixed lipid concentration, an increase in droplet size will simultaneously increase the concentration of non-adsorbed emulsifiers, which, depending on their capacity to form aggregates (e.g., micelles), could alter the mechanisms that has been previously detailed, while reducing the average distance between oil droplets. With a reduced distance, one can expect that the exchanges of species (hydroperoxides, radicals, oxidizing species, antioxidants) between neighboring droplets are more noticeable. Finally, since the composition of emerging plant protein ingredients is highly complex, it would be essential to better elucidate the role of minor surface-active components, along with the mechanisms underlying their accumulation during protein fractionation processes in their functional properties (emulsifying properties), and the impact on oxidative stability of processed foods [191]. For instance, Keuleyan et al. [151] found that in commercial pea and lupin protein ingredients, a high pressure homogenization treatment can strongly affect colloidal structures by disrupting large powder aggregates, enhancing the protein solubility and the release of endogenous lipids as small colloidal suspensions. This notion of species diffusion and interactions of the many substances involved in lipid oxidation pathways is very complex and requires further research.

In conclusion, in food emulsions, it is obviously very difficult to predict these behaviors since they are dependent on the composition, concentration of all the molecules present, food processing, etc. and the only rule that seems to prevail is that of case by case. Thus, the effect of emulsifiers, and the trade-off to be found between adsorbed and nonadsorbed fractions, must be apprehended in a systemic way, taking into consideration the multivariate molecular interactions and the resulting variation of oxidation, pro-oxidant and antioxidant mechanisms.

As already discussed in section 3, the different parameters influencing the oxidative stability of emulsions are numerous. Among them, one that is not so often considered is the sensitivity of emulsifiers themselves to oxidation and how it can impact lipid oxidation.

As early as the seventies, the potential oxidation of non-ionic polysorbates esters (Tween) was demonstrated [192,193] as well as the presence of peroxide contaminants in polyether surfactants (e.g., Triton, Tween and Brij series) [194]. In the nineties, the accumulation of peroxides in Tween surfactants (i.e., polysorbates) during storage was confirmed [195]. This accumulation was also observed by Mancuso et al. [196] who showed that non-ionic surfactants containing polyoxyethylene units (Tween or Brij) could accumulate higher peroxide contents ( 4.0 to of peroxide/g of surfactant) than ionic surfactants ( 0.40 to of peroxide/g measured for SDS surfactant). Ha et al. [197] also found that peroxides can be easily generated in Tween surfactants upon light exposure, while storage in the dark and reducing oxygen contact could prevent it. Other authors suggest solvent washing to remove peroxides in surfactants before use [198] or the addition of synthetic antioxidants such as butyl hydroxytoluene (BHT). The oxidation mechanism of polysorbates is partly related to their ethylene oxide moieties [192,199]. However, these surfactants may contain unsaturated fatty acids as their lipophilic tail, which are more prone to oxidation compared to their ethylene oxide moieties [200]. Yao et al. [201] observed that Tween 80 (oleate) was 2.65 times more sensitive to oxidation than Tween 20 (laurate). A deeper mechanistic study was performed by Kishore et al. [202] who showed that radical formation occurs at the polyoxyethylene as well as the olefinic sites. In Tween 80, radical initiation at the olefinic site precedes initiation at the polyoxyethylene site. Later, the oxidative degradation products of Tween 80 were studied by NMR and LC-MS/MS and hydroxyl, ketone or epoxy derivatives from oleic acid were identified [203,204]. Very recently, the presence of secondary oxidation compounds such as aldehydes was also detected in Tween 80 [205]. Using electron paramagnetic resonance spectroscopy, radicals such as and could be identified in bulk polysorbates [206]. Concerning the physical properties of oxidized polysorbates, it is worth noting that some authors showed that oxidation could modify their surface properties, making them more surface-active, but this seems to have little impact on their CMC [207]. Moreover, the extra- and intra-micellar oxidation of polysorbates seems to be independent of the nature of the buffer in which they are added [208].

The presence of peroxides or radicals in surfactants can favor lipid oxidation in emulsions as shown by Nuchi et al. [209]. These authors evaluated the influence of Tween peroxides on the lipid oxidation kinetics in two different systems. In a methyl linoleate micellar system, when using increasing quantities of Tween containing 3.5 and hydroperoxide/g surfactant, a reduction of the lag phase of hexanal formation was observed. The addition of ferrous ion in the presence of surfactant containing the lowest quantities of peroxides ( g) did not accelerate the formation of secondary oxidation compounds, whereas such an acceleration was observed for Tween with higher
quantities ( ). Different results were found when using a salmon oil-in-water emulsion. In that case, the addition of ferrous ions in the emulsion made with low levels of Tween 20 hydroperoxides increased the oxidation kinetics (primary and secondary oxidation compounds). For Tween 20 with high levels of hydroperoxides, the addition of pro-oxidant metals did not significantly modify the lipid oxidation kinetics. The authors suggested that as ferrous ions can promote both the breakdown and formation of hydroperoxides, the balance of these reactions could be influenced by the concentrations of hydroperoxides brought by Tween 20. Similarly, Schwarz et al. [210] also showed a pro-oxidant effect of Tween 20 that was attributed to prooxidant properties of the methyl glucose headgroup of the surfactant [211].

Although not directly correlated to their sensitivity to oxidation, a substantial amount of research has been made to evaluate the interaction of surfactant micelles with pro-oxidants metals or reactive oxidation products and the related impact on lipid oxidation. For example, it was observed [173] that Brij micelles in emulsions were capable of trapping ferric ions and thereby limiting their pro-oxidant effect. Similar metal trapping capacities were also envisaged by Haahr and Jacobsen [212] when studying the oxidative stability of fish oil emulsions stabilized by a nonionic surfactant (Tween 80, i.e., a polysorbate) or an anionic one (Citrem, i.e., a fatty acid ester of citric acid).

Surfactant micelles may also interact with oxidation products. Kasaikina et al. [213] and Uluata et al. [214] showed that surfactants could associate with hydroperoxides as co-micelles. Once the association is made, depending on the charge of the surfactants, this would either favor the decomposition of hydroperoxides into more reactive radical species (acceleration of lipid oxidation kinetics), or, conversely, favor the stabilization of hydroperoxides resulting in a delay in the formation of secondary oxidation products.

Emulsions can also be physically stabilized by lecithins that are recovered during oil refining from the degumming process of vegetable oils (soy, rapeseed, sunflower) or from animal products (egg yolk or milk fat) [215]. Lecithins correspond to a complex mixture of lipids including TAGs, fatty acids, sterols, glycolipids, and phospholipids. Phospholipids are the main lipid species in lecithins (phosphatidylcholine (PC), phosphatidylinositol (PI), phosphatidylethanolamine (PE), phosphatidylserine (PS), phosphatidylglycerol (PG), and phosphatidic acid (PA)) [215]. Depending on the source and method of production, lecithins have various phospholipid contents. Typically, soy lecithins are the richest in phospholipids (60 to 70%), whereas other sources such as sunflower oil, rapeseed oil or dairy fat have lower contents [216]. Crude lecithins can also be fractionated by solvent processes to increase their phospholipid concentration and remove residual TAGs. Depending on the source, lecithins also have varying phospholipids distributions. Crude soybean lecithin mainly contains PC, PE and PI, whereas egg yolk lecithins are particularly rich in PC and PE and dairy lecithins are characterized by the presence of sphingomyelin [216-218]. Lecithins can play a particular role in the oxidative stability of emulsions as phospholipids are known to possess antioxidant activities through different mechanisms [83]. For example, phospholipids are known for their metal chelating properties that can be attributed to the negative charges present on their phosphate headgroup. The iron-binding capacity of individual phospholipids from egg yolk as reported by Dacaranhe and Terao [219] was in the order , but contradicting results have been reported in literature. For example, García-Moreno et al. [139] reported that pure PC had a higher metal chelating activity than pure PE and both were better than lecithin. However, these metal chelating properties are dependent on the pH conditions. When using a soybean emulsion at pH 3.0 [220], which is below the of PC, PC was not charged and thus could not chelate pro-oxidant metals. In contrast, at pH 7.0, a combination of caseinate with either PC, PE or lecithin as
emulsifiers improved the oxidative stability of fish O/W emulsions compared to when caseinate was used alone [139]. Phospholipids are also well known for their synergistic interactions with tocopherols [221-223]. For example, both PE and PS were shown to prolong the oxidation lag phase of perilla oil in the presence of tocopherols, whereas when the oil was depleted in tocopherols, these phospholipids had no antioxidant activity [224]. Similarly, others found that neither PC nor PE had antioxidant activity when added to canola oil depleted from tocopherols, whereas upon the addition of -tocopherol, synergistic activities were observed [225]. The synergistic interactions between phospholipids and tocopherols are generally attributed to the capacity of phospholipids to convert the oxidized form of tocopherols (tocopherylquinone) back to tocopherols [226]. Similarly to the metal chelating properties of phospholipids, their potential regenerative activity on tocopherols is dependent on the phospholipid type. Doert et al. [227] showed that both PE and PS could form complexes with the quinone form of tocopherols. These complexes would then undergo various rearrangements that would regenerate tocopherols. On the contrary, no tocopherol regeneration was observed with PC, which was attributed by the authors to the absence of a primary amino group in PC. The absence of synergistic effect between PC and tocopherols was also reported elsewhere [83,228], whereas others did observe a synergistic effect of this phospholipid with tocopherols [221,223]. These contradictory conclusions could be due to different experimental conditions, different types of tocopherols, phospholipids (or lecithins) and oils used as oxidizable substrate. It is also worth noting that sphingomyelin, which is found in dairy lecithins, may also have synergistic effects with tocopherols, which can be even more pronounced than the ones observed with phospholipids [229]. The formation of Maillard reaction products with phospholipids containing a primary amine group (PE) and secondary lipid oxidation products (aldehydes) is also possible. Indeed, Hidalgo et al. [230] showed that PE could react with 4,5-epoxy-2-heptenal and that the resulting non-enzymatic browning products, in particular pyrroles, contributed to delaying lipid oxidation. Such a reaction was not observed with PC, which does not have a primary amine group but a tertiary one. The formation of pyrroles in the case of PE was also suspected by Bandarra et al. [231] in sardine oil or by Lu et al. [232] to explain the remarkable oxidative stability of marine phospholipids. In biological systems, the reactivity of the polar headgroup of phospholipids such as PE with secondary lipid oxidation products such as hydroxyalkenals has also been shown [233], and could be of relevance in food systems, although this aspect has not been well-documented yet. However, in some studies, phospholipids have also been described as molecular species that can favor lipid oxidation. This pro-oxidant effect could be partly attributed to the high concentration in PUFA in animal and marine phospholipids, but also to a more indirect effect. Indeed, phospholipids would contribute to the modification of the physical structure of the system and/or of the partitioning of molecular species involved in the lipid oxidation pathway [79]. For example, the negative charge of phospholipids could attract metals at the surface of emulsion droplets, favoring their pro-oxidant effect [69].

Due to the presence of unsaturated fatty acids in their structure, lecithins are also prone to oxidation themselves. For example, soy and rapeseed lecithins are particularly rich in linoleic acid, whereas rapeseed phospholipids are rich in oleic acid [234]. Marine phospholipids are known to contain significant amounts of long chain omega-3 fatty acids [235]. The oxidation of phospholipids corresponds to well-known pathways in biology leading to the formation of oxidized phospholipids which are largely documented for their biological activities [236-238]. In terms of chemical mechanisms, the phospholipid oxidation is very comparable to the one of TAGs containing unsaturated fatty acids. Therefore, phospholipid oxidation also leads to the formation of radical species (peroxyl, alkoxyl), hydroxyperoxides, secondary oxidation compounds, or oxypolymers. Moreover, besides the formation of pyrroles that has been already discussed above, non-enzymatic browning reactions from phospholipids can also lead to the formation of Strecker
aldehydes. Intermediate products formed in this reaction pathway include epoxy keto fatty esters, epoxyalkenals and hydroxyalkenals [235,239]. The patterns and kinetics of phospholipid oxidation are largely documented when dealing with liposomal systems for food, pharmaceutical or cosmetic applications. The oxidative stability of liposomes is greatly influenced by their size and molecular composition as well as the molecular composition of their surrounding medium [240]. For example, for marine phospholipids, this transformation is so fast that the usual formation of lipid hydroperoxides and aldehydes evaluated by measurement of peroxide value (PV), anisidine value (AV) or thiobarbituric subtances (TBARS) cannot be detected, which can lead to the erroneous conclusion that no lipid oxidation is taking place [241]. Concerning emulsions that are stabilized by lecithins, to the best of our knowledge, no research work exists where the oxidation kinetics of phospholipids versus the ones of TAGs were compared. Still, in such emulsions, as phospholipids locate either at the interfacial area or as colloidal structures in the continuous phase, one can assume that, compared to the lipid droplets, phospholipids would be more in contact with pro-oxidants and could be then oxidized faster. By analogy, one can cite the various studies made on the study of oxidative stability in model meat system. Igene et al. [242] evaluated the effect of TAGs and phospholipids on development of rancidity using lipid-free muscle fibers in combination with added TAGs or phospholipids. Results showed that both TAGs and phospholipids contribute to development of rancidity, although phospholipids were the first to oxidize. Later, the same research group showed that PE and PC were particularly sensitive to oxidation in frozen meat [243]. Others confirmed this observation and found that of total malondialdehyde in phospholipids was formed from PC and PE, followed by 16-25% from PI and PS in chicken meat [244]. This logically arises from the relative abundance of the different phospholipids, as PC and PE are the major ones in chicken meat. Yet, some deviations from a strict proportionality between the relative abundance of the different phospholipids and their contribution to MDA formation were also noticed; for instance, proportionally, the highest amount of MDA was formed in PI [244]. As mentioned above, very few data exist regarding the impact of oxidized lecithins on the oxidative stability of emulsions. One can cite Pan et al. [245] who showed that free-radical permeation across the surface of lecithinstabilized oil droplets occurred more quickly with pre-oxidized lecithin than with fresh lecithin. This resulted in shorter oxidation lag phase in the case of emulsion stabilized by pre-oxidized lecithin.

Many food emulsions are also stabilized by proteins as emulsifiers [246-248]. Just like phospholipids, proteins are known to possess antioxidant activity through radical scavenging or metal chelating mechanisms. Through physicochemical mechanisms or interactions with other compounds present in the emulsion, proteins can also contribute to a better oxidative stability of the emulsion concerned. These antioxidant effects of proteins have been widely documented and are discussed later in this review (section 5.2). Moreover, we recommend interested readers consulting the following reviews on the topic [4,249-251]. Proteins are also prone to oxidative degradation themselves. Protein oxidation can occur during production and storage of the protein ingredients or within the emulsion when used as emulsifiers [252,253]. Protein oxidation leads to chemical and structural modifications of proteins with amino acid group modifications, peptide bond breakage, and protein cross-linking reactions. Such modifications modulate their solubility, emulsifying properties and the resulting physical stability of the concerned emulsion [254-258] as well as their digestibility [259-261]. Protein oxidation has also an impact on the overall oxidative stability of emulsions. In fact, protein oxidation and lipid oxidation are now known to be interdependent as proteins can react with lipid oxidation products such as radicals, hydroperoxides or with secondary lipid oxidation products such as aldehydes [262-264].

In addition, protein radicals can also react with other proteins, lipids or oxygen to generate protein hydroperoxides. Many research studies showed that protein oxidation occurs at an early stage in emulsions, suggesting a sacrificing role of proteins to protect lipids. For example, Yang and Xiong [265] investigated the relative reaction rate of protein and lipid oxidation in an emulsion containing myofibrillar proteins. When oxidation was induced by a hydroxyl radical, protein oxidation markers (tryptophan fluorescence intensity, carbonyl formation) exhibited significant changes within 2 h , whereas no lipid oxidation markers were found (hydroperoxides) within the same period; it should be pointed out that this may also depend on the different sensitivities of the applied methods. For example, using different analytical techniques, Baron et al. [266] could detect volatile lipid oxidation products before protein carbonyls. Moreover, proteins adsorbed at the oil-water interface seem to be more sensitive to oxidation than non-adsorbed proteins, as suggested by Yan et al. [267] for an O/W emulsion stabilized by a SPI. Similarly, Yi et al. [268] added Tween to a caseinate-stabilized emulsion to induce displacement of the adsorbed proteins from the interface to the continuous aqueous phase. Emulsions stabilized solely by caseinate exhibited relatively slow lipid oxidation, whereas caseinate was rapidly oxidized. Competitive removal of caseinate by the surfactant reduced protein oxidation, but then lipid oxidation was faster. The authors also concluded that adsorbed proteins were more sensitive to oxidation themselves, but also more efficient at protecting lipids. The same research group made a comparable study with an emulsion stabilized by whey protein isolate (WPI) ( ) and increasing amounts of Tween 20 ( 0 to ) at pH 3.0 and pH 7.0 [269]. Upon addition of Tween, whey proteins were displaced from the interface more readily at pH 3.0 than at pH 7.0. Protein oxidation was faster, whereas lipid oxidation was slower at both pH conditions. Here again, the authors observed that the displacement of whey proteins from the interface reduced protein oxidation but promoted lipid oxidation, indicating that adsorbed proteins are more prone to oxidation than non-adsorbed proteins. The kinetics of protein and lipid oxidation at the interface are also dependent on the nature of the protein itself. For example, Sorensen et al. [130] studied the effect of homogenization conditions of fish oilenriched milk emulsions on the changes in the protein composition of the milk fat globule membrane and the oxidative stability of the systems. High pressure and high temperature resulted in less lipid oxidation, whereas low pressure and low temperature resulted in faster lipid oxidation. This intriguing result was explained by analyzing the interfacial protein composition (SDS-PAGE) and emulsion microstructure (confocal laser scanning microscopy, CLSM), which showed that high temperature resulted in an increase in -lactoglobulin adsorbed at the oil-water interface, whereas casein, which is more prone to oxidation, was present at the oil-water interface with increasing pressure. The addition of non-protein compounds at the interface can also modulate the oxidative fate of emulsions. For example, the addition ( ) of konjac glucomannan (KGM), a neutral plant polysaccharide, to walnut O/W emulsions coated by WPI inhibited lipid oxidation, yet promoted protein oxidation [270].

Protein-based emulsifiers may also contain small amounts of lipids, which may be oxidized before emulsion formulation. This was observed by Sørensen et al. [271], who found that replacing high-quality egg yolk ( ) with a milk protein-based emulsifier ( kg) led to an increased degree of oxidation in light mayonnaise, even though the milk protein-based emulsifier contained only iron versus in egg yolk. Previous work had demonstrated that the high concentration of iron in egg yolk in combination with the low pH of mayonnaise catalyzes lipid oxidation [39]. The higher degree of oxidation in mayonnaise with the milk protein-based emulsifier was therefore most likely due to the presence of oxidized lipids in the emulsifier.

The quantitative and spatiotemporal mapping of lipid and protein co-oxidation was recently evaluated in mayonnaise with the use of CLSM and fluorescent lipophilic dye BODIPY 665/676 [74]. CLSM analysis
revealed a heterogeneous distribution of protein oxidation at the interface pointing towards lipoprotein granules that are typically present in egg yolk. Finally, in the absence of tocopherols (stripped oil), protein oxidation was enhanced both at the interface and in the continuous phase. This enhanced protein oxidation upon removal of tocopherol was attributed to the transport of lipid radicals from the oil droplets to the interface and continuous phase. The authors also evaluated the effect of ascorbic acid on lipid and protein oxidation. In the presence of tocopherols, ascorbic acid showed an antioxidant effect towards lipids, whereas in the absence of tocopherols, it behaved as a pro-oxidant. However, other studies have shown that ascorbic acid acts as a strong catalyst of lipid oxidation in mayonnaise prepared with a mixture of rapeseed oil and fish oil, which contained tocopherols [272]. Concerning protein oxidation, ascorbic acid acted as a pro-oxidant for adsorbed proteins at the interface as well as for the ones in the continuous phase. Interestingly, contrasting behaviors with other antioxidants regarding lipid or protein oxidation were also reported. For instance, Raes et al. [273] showed that -tocopherol and the polyphenol quercetin were able to lower lipid oxidation while their effect on protein oxidation was not clear, whereas carnosic acid (a phenolic diterpene) did not have any effect on lipid oxidation and tended to promote protein oxidation. In an O/W emulsion stabilized by whey proteins, Tian et al. [274] showed that high concentrations of tea polyphenols could inhibit lipid oxidation but promoted protein oxidation. Polyphenols are known to be able to bind to proteins through non-covalent interactions, in a pH -dependent manner. Such a binding impacts the physicochemical properties of proteins [275,276]. In particular, their structure and surface chemistry could be altered by the formation of these polyphenol-protein conjugates, thereby increasing their susceptibility to oxidation [277].

Very recently, concomitant lipid and protein oxidation reactions were further studied at multiple scales in mayonnaises [73]. Protein radicals were localized at the interface and in the continuous phase using a fluorescently labelled, free radical spin trap. Cryo-transmission electron microscopy (cryo-TEM) and bright-field light microscopy were used to observe low-density lipoprotein (LDL) particles at the nanometric scale in a time-resolved manner. The accumulation of fluorescent spin traps precedes the local appearance of protein autofluorescence and therefore is an early and sensitive marker of protein oxidation. Therefore, thanks to the use of a water-soluble fluorescent spin trap (CAMPO-AFDye 647), early lipid and protein radical formation at the oil-water interface could be detected and confirmed that protein oxidation is faster at the interface than in the continuous phase. This is due to the presence of lipid radicals at the interface. Similar observations were made by Chen et al. [188] who found that whey protein oxidation was faster at the oil-water interface compared to the oxidation of nonadsorbed proteins. Yang et al. [73] also showed that the pathway for protein oxidation in the continuous phase is independent from lipid oxidation in oil droplets. In that case, lipid oxidation in LDL particles produces lipid radicals that induce protein free radical formation and protein oxidation. Notably, upon addition of a metal chelator such as EDTA, protein oxidation was more effectively inhibited at the interface than in the continuous phase.

Since the early 2000’s, the paradigm of antioxidant efficiency in O/ W emulsions has substantially evolved, while at the same time, exploration of various routes has greatly progressed to yield antioxidants that are not only optimally efficient, but also meet criteria that have become increasingly important, such as the natural origin of the ingredients to meet the clean-label trend.

Two decades ago, the prevalent theory was that of the polar paradox, suggesting that polar antioxidants would be more effective in bulk lipids, while nonpolar antioxidants would perform better in O/W emulsions. However, new findings in the 2000’s challenged this model,
prompting a revaluation of the polar paradox and the introduction of new concepts and hypotheses [278]. For instance, in bulk oil, as explained earlier (section 2.4.2), it was demonstrated that the critical site of oxidation is not the air-oil interface, as previously proposed in the polar paradox. Instead, oxidation occurs at association colloids formed by traces of water and surface-active molecules such as phospholipids. At the same period, it was demonstrated that in O/W emulsions, a nonlinear relationship between hydrophobicity and antioxidant capacity applies [279]. This effect, referred to as the cut-off effect, was then amply further studied and confirmed, as detailed in the following (section 5.1).

In the past decade, another huge trend has been the quest for antioxidant solutions efficient in O/W emulsions while based on natural ingredients. Among the plethora of related literature, often relying on empirical approaches, some recent trends include the aid of bioinformatics to yield antioxidant peptides, and the controlled localization of natural antioxidants using Pickering particles as interfacial reservoirs. These aspects are reviewed below, with a focus on how they can be tuned to potentialize biobased, natural ingredients, and even byproducts from the agro-food industry.

In emulsions, the effectiveness of antioxidants at reducing lipid oxidation is highly dependent on their intrinsic chemical reactivity and their ability to localize at the oil-water interface. While the former is based on their capacity to donate hydrogen atoms or electrons, i.e., their redox properties, the latter may be related to their hydrophilic-lipophilic balance (HLB). Since natural antioxidants such as phenolics are relatively polar molecules, their amphiphilic character can be adjusted by lipophilization. This structural modification, consisting of the covalent attaching of one or more hydrophobic tails, can be achieved by various chemical or enzyme-catalyzed reactions such as esterification, amidation or etherification. For example, lipophilization has been successfully applied to phenolic acids [280,281], and to tyrosol/hydroxytyrosol [282], by esterifying either the free carboxyl group with aliphatic
alcohols or the primary hydroxyl with aliphatic carboxylic acids respectively. Thus, by preserving the phenolic hydroxyl, the resulting molecules, called “phenolipids,” retained all their reactivity with free radicals. Chemical lipophilization by esterification, usually carried out under harsh conditions with strong acid catalysts (hydrochloric acid, sulfuric acid, paratoluene sulfonic acid, sulfonic acid resins), is quite efficient and quantitative, and can be driven to completion by continuous drying of the medium when water is produced. Conversely, enzymes allow the synthesis of phenolipids under milder conditions with better selectivity and fewer side reactions. However, enzymatic catalysis is often much slower, potentially subject to inhibition phenomena, and, as recently described in several reviews, requires the fine-tuning of numerous parameters to be effective [283-285].

In any case, although natural phenolipids can be found in many plants [286-291], the above-mentioned hemisyntheses offer the advantage of easy and quantitative access to a wide range of tailor-made molecules, particularly suitable for investigating the effects of amphiphilicity on antioxidant activity in lipid systems. In this section, we focus more specifically on alkyl ester series of hydroxybenzoic acids, hydroxycinnamic acids, tyrosol and hydroxytyrosol (Fig. 3), which were particularly studied over the last two decades and have led to major advances in the field.

In 2009, Laguerre et al. [279] reported the first systematic evaluation of the effect of increasing the hydrophobicity of phenolipids on their antioxidant activity in a model emulsion. By testing alkyl chlorogenates (from C1, methyl to C20, eicosyl) in a stripped tung O/W emulsion, they found that antioxidant activity increased as the alkyl chain lengthened up to a threshold corresponding to the C12 ester, followed by a collapse in antioxidant capacity for longer alkyl chains. The authors described this behavior as a cut-off effect, referring to the general phenomenon of the same name observed for various biological activities in series of amphiphilic homologues; in addition, the alkyl chain at which the threshold occurred was referred to as the “critical chain length” (CCL). To explain these unexpected results, insofar as the polar paradox rule was only partially fulfilled, Laguerre et al. [279] hypothesized that a different distribution of antioxidants into the different phases of the

emulsion, according to both their hydrophobicity and emulsifier concentration, influences their antioxidant activity.

In the following years, the antioxidant activity of other phenolipids series was investigated in different emulsions. In addition to systematically confirming the presence of a cut-off effect, these studies also showed that the associated threshold intensity (relative to the activity of the unmodified starting phenolic) and critical chain length (CCL) were specific to each system evaluated, as shown in Table 1.

Key findings from these studies were that the efficacy of phenolipids (and corresponding CCL) depends not only on their own reactivity (i.e., lipophilization has little or no effect on the efficacy of weak antioxidant molecules), but also on the physicochemical characteristics of the emulsion. Thus, physicochemical characteristics such as wet versus dry emulsions, droplet size, charge, phases and interface composition, emulsifier type and concentration, etc. and the phase in which antioxidants are added have been suggested to play a critical role in the partitioning of antioxidants in the emulsion and especially their location at the oil-water interface. During the same period, the hypothetical relationship between the surface properties of phenolipids and their distribution formulated by Laguerre et al. [279] was experimentally tested in several studies.

Following the observation of Medina et al. [292] of a cut-off effect in the antioxidant capacity of some hydroxytyrosol-based phenolipids in fish emulsions, the same group investigated the surface-active properties of two series of tyrosyl and hydroxytyrosyl alkanoates in water [300]. In each series, esters with HLB of 8-11 were effective surfactants, but hydroxytyrosol homologues performed better than tyrosol ones. Interestingly, the surfactant effectiveness, as measured by the surface tension at the CMC, , followed a non-linear pattern as a function of the alkyl chain length with a threshold corresponding to C8 ester in both series, i.e., the same as the CCL found for antioxidant activity of hydroxytyrosyl alkanoates in emulsion. Three years later, a foundational paper by Romsted and Bravo-Díaz [122] introduced the pseudophase kinetic model described in section 2.5, a powerful thermodynamic-based approach that allows access to the reactivity and partitioning of antioxidants in emulsions according to different physicochemical properties of the system and its components.

Using this pseudophase kinetic model, Losada Barreiro et al. [301] studied (i) the partitioning of gallic acid (GA) and some alkyl esters (C3,
propyl; C8, octyl; C12, octadecyl) (Fig. 3) in stripped olive or corn oil-inwater emulsions of different oil:water ( ) ratios and emulsifier (Tween 20) contents, and (ii) the ability of each phenolic compound to retard lipid oxidation in the emulsions. A positive correlation was found between the antioxidant efficacy of gallates and their concentration in the interfacial region, with a cut-off effect centered on propyl ester (C3 GA > C8 > C12). Moreover, the same antioxidant ranking was observed regardless of the type of oil, the oil:water ratio ( to ), and the volume fraction of the surfactant (from 0.005 to 0.04). Later, the same correlation was obtained when applying the model to alkyl gallates in various stripped O/W emulsions [302-304], as well as to other phenolipids such as alkyl caffeates [305,306] or hydroxytyrosyl alkanoates [307] (Fig. 3). One of the main conclusions of these studies is that the accumulation of antioxidants in the interfacial region is a dynamic and evolving process depending on both their HLB and surfactant volume fraction. On one hand, the highest incorporation of the antioxidant occurs when their HLB is in the medium range, usually , and of the same order of magnitude as the interface. On the other hand, the interface volume fraction depends on the initial emulsifier content and the number of antioxidant molecules that incorporated into the interfacial region. As a result, increasing the surfactant volume fraction favors the incorporation of the antioxidant into the interfacial region and modifies its overall HLB, but as the interfacial volume simultaneously increases, the effectiveness of the antioxidants may be reduced due to dilution effects or, conversely, enhanced. In addition, increasing the surfactant content results in a decrease of the intensity of the cut-off effect, which may disappear completely with a large excess of emulsifier.

This is consistent with the formation of micelles of excess surfactant which act as reservoirs capable of solubilizing antioxidants [308] and modifying their partitioning in the emulsion with, as a consequence, a drastic change in their apparent antioxidant capacity. This can lead to a decrease in antioxidant capacity when amphiphilic phenolipids are extracted from the interface by surfactant micelles or, conversely, to an improvement when the more lipophilic species are transferred from the core of the oil droplets to the aqueous or interfacial phases [79].

As the pseudophase model cannot distinguish the interfacial region from emulsion droplets or micelles, this phenomenon was experimentally revealed in various studies. When evaluating alkyl rosmarinates (C4-20) in a stripped tung O/W emulsion stabilized with Brij 35 at a

concentration lower than its CMC (no surfactant micelles), Laguerre et al. [293] found that the amphiphilic C8 ester, preferentially located at the interface, was the best at preventing lipid oxidation, whereas highly hydrophobic C16-C20 esters were almost inactive due to their concentration within the oil droplets. They further showed that C16-C20 esters were gradually solubilized in the aqueous phase when increasing Brij 35 amount way above its CMC. The same phenomenon was later observed with alkyl rosmarinates in Tween 20 -stabilized soybean O/W emulsion where, at low surfactant concentration, the C20 ester appeared to be the least efficient antioxidant and the C4 ester the best [180]. They showed that increasing the amount of Tween 20 micelles in emulsions resulted in a dramatic increase in the concentration of C20 ester in the aqueous phase ( -fold) and a concomitant enhancement in its antioxidant activity. Finally, another study [169] found consistent results when investigating the effects of SDS concentration (below and above its CMC) and mode of incorporation (i.e., before or after high-pressure homogenization of a coarse emulsion) of alkyl gallates (C3-C16) on the oxidative stability of SDS-stabilized rapeseed O/W emulsions. They observed that regardless of the situation, the antioxidant capacity of gallates increased with the length of the alkyl chain until a plateau was reached for C16 ester. However, the incorporation of phenolipids before homogenization had a significant positive effect on the efficacy of all the esters, especially the most hydrophilic ones (C0-C3), this effect being much more pronounced in the presence of SDS micelles. In addition to the amount, the nature of the surfactant is also of paramount importance in establishing a cut-off effect and the associated CCL. For example, when alkyl gallates were used as antioxidants in stripped O/W emulsions, replacing the emulsifier Tween 20 (polyoxyethylene-sorbitan monolaurate) with Tween 80 (polyoxyethylene-sorbitan monooleate) increased the CCL from 4 to 8, all other things being equal [301-303]. Gonzalez et al. [309] also evaluated alkyl gallates in non-stripped fish emulsions stabilized with anionic (Tween 20) or charged (lecithin) emulsifiers. While a clear cut-off effect occurred at CCL for lecithin-stabilized emulsions, no such behavior was observed for Tween 20, for which the antioxidant efficacy gradually increased with alkyl chain lengthening. Finally, all gallates showed a pro-oxidant behavior with SDS as emulsifier. Sørensen et al. [310] investigated the efficacy of caffeate esters (C0-C16) in fish O/W emulsions stabilized with Tween 80 or Citrem. In the presence of endogenous tocopherols, no cut-off effect was observed in both Tween 80- and Citrem-stabilized emulsions, whereas alkyl caffeates were the most efficient antioxidants in stripped-based W emulsions stabilized with Tween 20, with a cut-off effect centered on the C16 ester. The authors suggested that the presence of tocopherols may have favored the micellization of caffeates by the emulsifier, thus reducing or eliminating their antioxidant activity.

From the above, it can be concluded that the cut-off effect of the antioxidant activity of phenolipids in emulsions is a generic phenomenon, but one that occurs under specific conditions. It reflects the complexity of the reactions and interactions of antioxidants with system components, first and foremost the emulsifier, whose type and concentration are particularly critical. It is therefore difficult to predict exactly which antioxidant will perform best and at what level in a given system, much less in complex real food systems, and to date experiment remains the most effective means of addressing this issue.

During the last decades, there has been an increasing focus on the production of antioxidant peptides from various protein sources such as aquatic, terrestrial plants, terrestrial animals and dairy resources [311,312]. In addition, many recent studies have focused on the use of protein-rich side-streams from food production to yield antioxidant peptides. In a similar fashion to antioxidant phenolics, antioxidant peptides can function either as free radical scavengers by hydrogen transfer or electron donation and/or they can chelate metal ions.

Traditionally, a top-down approach has been used to produce antioxidant protein hydrolysates/peptides. This approach is based on a trial-and-error process starting with the evaluation of the ability of a range of different proteases to produce hydrolysates with different degrees of hydrolysis. Enzymes are added individually, or in combination in different concentrations. Subsequently, the hydrolysates are tested directly, or they are fractionated before being assessed for their antioxidant activity to determine the optimal conditions in that respect. Most studies have evaluated the antioxidant activity of the hydrolysates/peptides using different in vitro assays such as 2,2-Diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) scavenging activity, reducing power, 2,2′-azinobis-(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonate) (ABTS) scavenging activity and/or chelating activity.

It has been suggested that the number and location of hydrophobic amino acids (Leu, Val, Ala, Pro, Phe), aromatic amino acids (Tyr, Trp, His), sulfur amino acids (Cys, Met), acidic (Glu), and basic (Lys) amino acids influence the antioxidant capacity of peptides. Particularly, hydrophobic amino acids have been suggested to play a large role for the peptides’ ability to scavenge free radicals [313]. Likewise, the ability of Phe, Tyr, and Trp residues to act as chelators of metal ions has been reported [314]. However, the antioxidant activity of peptides is not only dependent on the individual amino acids, but also on the amino acid sequence, length, structure and charge of the peptides as will be further touched upon below.

Moreover, peptides may exert different antioxidant properties than observed in in vitro assays when added into complex food systems. Some studies have investigated the ability of hydrolysates/peptides obtained by the top-down approach to inhibit lipid oxidation in O/W emulsions (e.g., [315-317]), but only few studies, if any, on the application in real food emulsions are available.

Recently, a novel methodological approach was developed for discovering antioxidant peptides using peptidomics and bioinformatics tools [318]. This new approach implies that the amount of work and resources allocated for this process can be reduced using computational approaches for prediction of antioxidant peptides. The AnOxPePred tool was published in 2020 [318] and predicts the antioxidant activity of peptides using a convolutional neural network. It is an open source and can be accessed via its web server (https://services.healthtech.dtu.dk/se rvices/AnOxPePred-1.0/). The developed model was trained on a curated dataset consisting of experimentally tested antioxidant and nonantioxidant peptides and uses deep learning for the prediction. The AnOxPePred tool can be used by submitting proteins or peptides in a single sequence or several sequences at once. The results are obtained as prediction scores indicating the radical scavenging and metal chelating activities. After testing the functional properties of selected peptides from the prediction list, bottom-up proteomics is applied to obtain antioxidant peptides from the protein source of interest. The proteomics workflow allows the design of downstream processing by targeted enzymatic hydrolysis by the release of identified abundant antioxidant peptides derived from various protein sources.

In a recent study, antioxidant peptides derived from potato, seaweed, microbial, and spinach proteins were identified based on the abovementioned novel approach [319]. Peptides that scored the highest based on their radical scavenging activity were screened using in vitro DPPH radical scavenging activity (IC50 ) and a set of peptides was selected based on their prediction scores, in vitro DPPH radical scavenging activity, their relative abundance in their parent proteins and their potential to be released by enzymatic hydrolysis using trypsin for further evaluation of their activity in a model O/W emulsion stabilized with Tween 20. A similar approach was also followed for metal chelator peptides by using the ferrozine assay instead of the DPPH radical scavenging assay [319]. However, the results showed inhibition factors lower than and were inconsistent and not replicable. This
study highlighted the lack of reliable screening techniques for testing the metal chelation of synthetic peptides and the need for new advanced techniques. On the other hand, other important parameters for metal chelating activity were considered such as isoelectric point and net charge at pH 7.0 for the selection of metal chelating peptides. Results showed that all the peptides provided better or similar oxidative stability compared to the control emulsion without antioxidants and thus prevented lipid oxidation in a model emulsion system. Particularly, charged peptides performed better than neutral ones, and active peptides’ lengths ranged between 6 and 14 amino acids. This study demonstrated the potential of bioinformatics and proteomics for identifying natural, sustainable antioxidant peptides abundant in parent proteins. The methodology enables precise peptide targeting through designed enzymatic hydrolysis, using protease specificity and bioinformatics sequence analysis.

The antioxidant effect of the selected peptides was also evaluated in both low-fat emulsion at pH 4.0 and in mayonnaise [320]. Even though the antioxidant activity of peptides was different in both systems, the performance of peptides highlighted the importance of concentration, composition, and structure (e.g., pI and charge) for emulsion stabilization. Notably, peptide net charge significantly influenced metal chelation. Anionic peptides in the aqueous phase of pH 4.0 -emulsions and mayonnaises enhanced their oxidative stability. These results emphasize that peptide potential cannot be extrapolated between matrices due to the complexity of real food systems and the breadth of influencing factors. Overall, the prediction scores did not fully correlate with the experimental results; however, the scoring of the peptides by the AnOXPePred model may help to eliminate peptides without antioxidant activity and target the high-potential ones. Therefore, more research is still needed to fully understand the relationship between the molecular structure of peptides and their antioxidant efficacy in food emulsions.

Peptidomics offers insights into targeted hydrolysis by identifying enzymes with specific cleavage sites. The use of in silico proteolysis can enable the identification of the most efficient enzymes for the production of antioxidant protein hydrolysates. This approach has also been used for obtaining emulsifier peptides as reported in the review by García-Moreno et al. [321]. Although the approach described above relied on the AnOXPePred model for the prediction of both radical scavenging and metal chelation activities, there are also other prediction tools available. For example, the hard and soft acid and base theory (HSAB) [322] has been used to predict peptide-metal ion interactions. The hard/soft acid distinction can be used to explain the metal ion behavior in the presence of a peptide. The HSAB theory states that in order to form a bond between two atoms, one atom behaves like a Lewis acid whereas the other one behaves like a Lewis base. Metal ions are electron pair acceptors, and are thus Lewis acids, whereas peptides are electron pair donors, and thus are Lewis bases. Stable complexes are formed between Lewis acid and Lewis base having the same character, namely hard acid with hard base, and soft acid with soft base. Metal ions can be classified as hard acids (e.g., Fe(III), Ca (II) and Mg (II), or soft Lewis acids (e.g., ), whereas have properties in between. Based on the amino acid composition, the amino acid-metal ion interaction can thus be predicted.

Due to the presence of trace metals in most food systems, the metal chelating activity of antioxidants is often required for an antioxidant to be efficient in a food system. Therefore, metal chelation activity is an important property to screen for when evaluating the potential of antioxidant peptides. However, as evoked above, the ferrozine assay has limitations as a screening tool for peptides and in fact, also for many other antioxidants.

Therefore, recent research has looked into more advanced, alternative tools to evaluate the metal binding properties of peptides such as surface plasmon resonance (SPR), electrically switchable nanolever technology (switchSENSE®) and immobilized metal ion affinity
chromatography (IMAC). The SPR technology is an optical technique for the determination of dissociation constants ( ) in ligand-analyte interactions. The ligand is immobilized, and the analyte forms a complex with the immobilized ligand according to its related affinity. The switchSENSE® technology is based on electro-switchable DNA nanolevers and is used to study biomolecule interactions in real time between proteins immobilized on the nanolevers and analytes such as proteins, nucleic acids, or small molecules. IMAC is mainly based on the interactions between the immobilized metal ions and the electron donor groups of molecules that flow in a mobile phase, thus it can be used to separate peptides according to their metal binding properties. The reader is referred to [323] for more details on these techniques. SPR and switchSENSE® have been used to screen hydrolysates for the presence of metal chelating peptides [324,325] and for investigating the affinity of synthetic peptides for immobilized . IMAC has, for example, been used to fractionate pollock skin collagen-derived mineral chelating peptides [326] or to purify metal chelating peptides from oyster protein hydrolysate [327] and rapeseed protein hydrolysate [328].

However, it remains to be investigated to which extent there is a good correlation between the ranking of the metal chelating properties of hydrolysates and/or peptides obtained with these tools and the antioxidant efficiency obtained in real food systems.

In addition to identifying and/or generating new antioxidant molecules, as in the aforementioned examples, another route to improve the protection of emulsified lipids against oxidation is to increase the efficiency of well-known antioxidants by controlling their localization in emulsions, and in particular, by anchoring them at the oil-water interface. A pathway to do so can be to entrap antioxidants in Pickering particles, of which the emulsion stabilization principle was explained in section 3.2.2. As exemplified in this earlier part, although antioxidantfree Pickering particles do not have obvious intrinsic potential at protecting oil droplets against oxidation through a physical barrier effect, it is still feasible to functionalize such particles to mitigate lipid oxidation by assigning them an additional role as an antioxidant reservoir. This concept was patented and published by Schröder et al. [329,330]. This work demonstrated that encapsulating antioxidants such as -tocopherol or carnosic acid within colloidal solid lipid particles (CLPs) used as Pickering stabilizers for O/W emulsions greatly improved oxidative stability compared to a control Pickering emulsion with a similar overall composition and structure, but where the antioxidant was initially dissolved in the liquid oil phase. In this innovative emulsion structure, the antioxidant was gradually released from the interfacial particles into the core of the liquid oil droplets, suggesting that CLPs act as a reservoir of antioxidants at the critical interfacial zone, thus extending their interfacial residency time. Interestingly, when antioxidant-loaded CLPs were introduced only in the continuous phase, there was no observable antioxidant-enhancing effect, underscoring the significance of their interfacial location [329]. This concept of antioxidant-loaded Pickering particles has also been applied to other combinations of carrier particles and antioxidants. Protein-based particles, such as zein or gliadins (i.e., hydrophobic prolamins from maize or gluten, respectively) combined with hydrophilic phenolics, have shown promise in forming composite particles through antisolvent precipitation. For instance, zein-tannic acid and gliadin-proanthocyanidin particles led to Pickering emulsions with significantly higher oxidative stability compared to bulk oil or control protein-stabilized emulsions [331,332]. In another study, emulsions stabilized by gliadin-proanthocyanidin composite particles exhibited superior protection against lipid oxidation compared to control emulsions stabilized by antioxidant-free particles [333], and similar protective effects were reported in high internal phase emulsions stabilized by epigallocatechin gallate-soy protein particles [334]. A recent development includes dendritic mesoporous silica nanospheres
(DMSNs), which function both as nanocarriers for hydrophilic or hydrophobic antioxidants (demonstrated for epigallocatechin gallate and resveratrol) and as Pickering stabilizers [335]. Although this system was only tested for stabilizing flavor oil (not PUFA-rich oil), the particles effectively retained the targeted antioxidant within their internal structure and significantly protected citral against oxidation. These advanced hierarchical designs for bi-functional Pickering particles have established the proof of concept for interfacial antioxidant reservoirs and offer promise for enhancing the effectiveness of natural antioxidants. However, a major drawback that may limit their widespread application is the complexity and cost of such a strategy, which may not align with the current trend towards natural, clean-label, and minimally processed food systems. An alternative approach, while still utilizing the concept of antioxidant-loaded Pickering particles, could involve leveraging the endogenous antioxidant content of naturally occurring particles (i.e., deploying a “top-down” approach rather than “bottomup”, as in the previous examples), such as food and biobased product side-streams. While the level of control over the composition and structure of such particles will be necessarily lower than that of tailormade composite particles, they hold significant potential in terms of sustainability, naturalness, and interfacial retention of antioxidants [159]. One example of such a strategy involves Pickering emulsions stabilized with milled red rice particles containing anthocyanins [336]. This study showed that these polyphenol-rich particles provided better protection for emulsified oil droplets against oxidation compared to white rice starch-stabilized emulsions and bulk oil. Another recent study focusing on preparing Pickering emulsions using various plant-based particles, demonstrated that emulsions stabilized by matcha tea and spinach leaf particles were highly stable against lipid oxidation, in contrast to reference emulsions stabilized by conventional emulsifiers [337]. This protective effect is likely attributed to the presence of endogenous antioxidants in these fractions, such as free radicalscavenging phenolics and chelating organic acids, respectively. Using such natural particles appears to be a promising approach for physically and oxidatively stabilizing clean-label emulsions. Given the widespread presence and diversity of phenolic antioxidants in food-compatible plant materials, there are undoubtedly numerous prospective sources of Pickering particles to explore.

To be complete, there has been a notable shift in the usage of the term “Pickering emulsions,” now encompassing various food emulsions formulated with a range of aggregates or supramolecular structures [16]. This deviates from the initial definition characterizing Pickering emulsions as solely stabilized by solid particles firmly attached to the oilwater interface. Most biobased particulate materials inherently exhibit greater complexity compared to the inorganic model particles employed in the early stages of Pickering research. In itself, this is not an issue as the ‘Pickering era’ can be seen as a spectacular entrance for exploring new biobased ingredients as antioxidant solutions, as exemplified in the next section (5.4). Nevertheless, in our opinion it is important to reserve the use of the term ‘Pickering emulsions’ to systems that truly meet the aforementioned physical definition.

Effective and food-grade antioxidants such as EDTA have been used for decades but have fallen out of grace by consumers due to their unnatural perception [338]. This has prompted research into natural, biobased alternatives. For plain vegetable oils, the use of natural plant extracts has been effective in retarding lipid oxidation [339] and these have also been proven effective in food emulsions [340]. Agro-food byproducts have been proposed as promising potential sources of ingredients with antioxidant properties [341]. A range of natural and potentially clean-label ingredients have been shown to be effective as antioxidants in food emulsions, but the mechanisms of actions were typically assessed at the level of phenolic content only (Table 2). Most ingredients in Table 2 are extracts of natural products, some of them

Note: Vegetable oils with high natural antioxidant content have not been listed.
originating from waste- or side-streams. For most of the ingredients in Table 2, their antioxidant activity was attributed to presence of phenolics in the water phase of food emulsions, yet without establishing a clear causal mechanistic link.

In food emulsions, as detailed earlier, it has been proposed that the most effective antioxidants are likely to specifically act at the oil-water interface, since this is where oxidation is initiated. Maillard reaction products (MRPs) [361] have been put forward as surface-active antioxidants that specifically act at colloidal interfaces [362]. A proof-ofprinciple of using MRPs as antioxidants has recently been demonstrated for coffee brew fractions in model emulsions [358]. A specific antioxidant role was assigned to melanoidins, which are high molecular weight MRPs [363] that also have a strong tendency to adsorb and stabilize droplet interfaces. Melanoidins may also be responsible for the antioxidant activity of specific vinegars. The antioxidant effect of balsamic vinegar was already recognized at an early stage [346,364] and was followed up by studies testing the efficacy of vinegars manufactured from other sources [356,359]. The mechanism by which vinegars can act as antioxidants has often been ascribed to their low molecular weight phenolic content (Table 2), which, due to their polarity, are not likely to be directly active at the droplet surface. For balsamic vinegars, it has been established that they are a rich source of melanoidins [365-367], and their antioxidant activity in mayonnaise was proposed at an early stage [346]. Whether and how melanoidins present in vinegars can act as antioxidants in food emulsions remains, however, to be elucidated.

It is worth mentioning that regulatory aspects regarding the utilization of by-products in foods is a complex landscape, particularly evident within the European Union (EU) where stringent directives and legislation usually apply. In the EU, the valorization of food by-products encounters regulation through various legislative frameworks [368,369]. EC Regulation No. 178/2002 establishes general guidelines
ensuring food safety, encompassing by-products used as food ingredients. However, when these by-products function as natural additives, compliance with the Novel Food Regulation (EU Regulation No. 2015/2283) becomes mandatory. This regulation delineates novel food categories originating from plants, animals, microorganisms, and novel production technologies. These foods require authorization and indexing on the list of authorized novel foods managed by the European Food Safety Authority (EFSA) [368]. It should be pointed out that the lack of a clear definition of food waste and by-products poses a challenge, hampering accurate assessment and impeding measures to address food loss and waste. Therefore, clear definitions of these terms seem crucial for future research and business programs to promote innovation in a circular economy scheme [368,370]. Harmonizing policies, reducing administrative burdens, and establishing stable regulations are pivotal to foster investments and facilitate the transformation of waste into valuable resources. Furthermore, the Codex Alimentarius, an initiative by the Food and Agriculture Organization (FAO) and the World Health Organization (WHO), serves as a global reference for food safety, establishing international standards and guidelines [371]. These guidelines often include permissible limits for contaminants, additives, and nutrients, which are crucial to develop sound food safety regulations. Regulatory bodies such as the FDA (US) and EFSA determine acceptable daily intake (ADI) levels for additives to safeguard consumers from harmful substances. However, challenges persist in assessing byproducts’ suitability and safety due to the absence of specific legal limits. Therefore, reference values for evaluating by-products in that respect often rely on limits set for original materials or similar matrices, leading to complexity in interpreting results and ensuring consumer safety [370].

To wrap-up, while existing regulations provide a framework for valorizing by-products in foods, challenges remain in establishing comprehensive legislation, necessitating clear definitions and harmonization to promote innovation and ensure food safety in the utilization of by-products within the food industry.

In 2000, McClements and Decker [3] highlighted the complexity of the reactions at stake during the oxidation of emulsions and the importance of the molecular environment. The present review highlights the progress that has been done over the past two decades towards a better understanding of this subject. The number of studies to elucidate lipid oxidation in O/W emulsions has exponentially increased, providing new insights into “the relationship between the molecular structure of lipids, antioxidants, and pro-oxidants; their partitioning between oil, aqueous, and interfacial regions”, “the influence of droplet characteristics”, and “the importance of interfacial characteristics […] to new strategies for retarding lipid oxidation”, for which further research was identified as of pivotal importance 20 years ago [3]. This latter point is not only true when it comes to the surface of the oil droplets, but also when it comes to the interfacial areas from a more holistic perspective, i. e., including other colloidal structures in the oil and aqueous phases. Accordingly, the simplistic paradigm of solely considering emulsion droplets versus non-adsorbed emulsifiers must evolve. Embracing a nuanced perspective acknowledges the coexistence of multiple colloidal structures spanning various sizes, including lipid-bearing entities, within the colloidal landscape [24]. Understanding these diverse colloidal structures is paramount as they may significantly influence and govern lipid oxidation reactions.

On top of that, more effort has been done to not only consider lipid oxidation on its own, but also look at other reactions (e.g., protein oxidation, non-enzymatic browning reactions, surfactant oxidation) that could influence the multifaceted chemical pathways. Still, further investigation is needed to fully understand the complexity of lipid oxidation in real food emulsions, in particular in regard to the interactions between different factors and/or molecules. Next to state-of-
the-art methodological advancements that are currently under active development, the establishment of standardized practices will be pivotal in addressing the complexity of lipid oxidation reactions [372]. This alignment in methodologies across research endeavors will not only enhance comparability but also facilitate a more holistic understanding of oxidation mechanisms. Simultaneously, the evolution of modelling techniques is emerging as a critical frontier. Refinement and development of these models will be indispensable in predicting and simulating the behavior of lipid oxidation within such systems, aiding in experimental design and unravelling complex interrelationships between the involved factors.

Therefore, the future trajectory of research on lipid oxidation in O/W emulsions requires an integrated approach. Combining methodological advancements, sophisticated modelling techniques, and a refined understanding of the intricate kinetic and colloidal aspects will unravel complexities inherent to this phenomenon. Such endeavors will pave the way for innovative strategies to control and mitigate oxidation reactions in food emulsions, ensuring enhanced product stability and quality within an evolving landscape of more sustainable, clean-label and mildly processed ingredients, which are often less pure and for which compositional information has been, so far, overlooked.

This work received funding from the Netherlands Organization for Scientific Research (NWO) in the framework of the Innovation Fund for Chemistry (grant number 731.017. 301) and from the Ministry of Economic Affairs in the framework of the “TKI/PPS-Toeslagregeling”. The funders had no role in the study design, in the collection, analysis, or interpretation of data, in the writing of the manuscript, or in the decision to publish the article. CBC would like to acknowledge Nantes Métropole and Région Pays de la Loire (France) for support of her research through her “Connect Talent” grant (VESTA, 2021-2025).

Marie Hennebelle: Conceptualization, Investigation, Project administration, Writing – original draft, Writing – review & editing. Pierre Villeneuve: Conceptualization, Investigation, Writing – original draft, Writing – review & editing. Erwann Durand: Conceptualization, Investigation, Writing – original draft, Writing – review & editing. Jérôme Lecomte: Conceptualization, Investigation, Writing – original draft, Writing – review & editing. John van Duynhoven: Conceptualization, Investigation, Writing – original draft, Writing – review & editing. Anne Meynier: Conceptualization, Investigation, Writing original draft, Writing – review & editing. Betül Yesiltas: Conceptualization, Investigation, Writing – original draft, Writing – review & editing. Charlotte Jacobsen: Conceptualization, Investigation, Writing – original draft, Writing – review & editing. Claire Berton-Carabin: Conceptualization, Investigation, Project administration, Writing original draft, Writing – review & editing.

JvD is employed by a company (Unilever) that manufactures and markets food emulsions.

[1] Xu L, Davis TA, Porter NA. Rate constants for peroxidation of polyunsaturated fatty acids and sterols in solution and in liposomes. J Am Chem Soc 2009;131 (36):13037-44. https://doi.org/10.1021/ja9029076.
[2] Cosgrove JP, Church DF, Pryor WA. The kinetics of the autoxidation of polyunsaturated fatty acids. Lipids. 1987;22(5):299-304. https://doi.org/ 10.1007/BF02533996.
[3] McClements DJ, Decker EA. Lipid oxidation in oil-in-water emulsions: impact of molecular environment on chemical reactions in heterogeneous food systems.

J Food Sci 2000;65(8):1270-82. https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.2000. tb10596.x.
[4] Berton-Carabin CC, Ropers MH, Genot C. Lipid oxidation in oil-in-water emulsions: involvement of the interfacial layer. Comprehen Rev Food Sci Food Safet 2014;13(5):945-77. https://doi.org/10.1111/1541-4337.12097.
[5] ten Klooster S, Boerkamp V, Lazaridi E, Yang S, Takeuchi M, Berton-Carabin C, et al. Lipid oxidation in food emulsions: Analytical challenges and recent developments. In: Bravo-Diaz C, editor. Lipid oxidation in food and biological systems: A physical chemistry perspective. Cham: Springer International Publishing; 2022. p. 3-29. https://doi.org/10.1007/978-3-030-87222-9_1.
[6] Barriuso B, Astiasarán I, Ansorena D. A review of analytical methods measuring lipid oxidation status in foods: a challenging task. Eur Food Res Technol 2013; 236(1):1-15. https://doi.org/10.1007/s00217-012-1866-9.
[7] Laguerre M, Lecomte J, Villeneuve P. Evaluation of the ability of antioxidants to counteract lipid oxidation: existing methods, new trends and challenges. Prog Lipid Res 2007;46(5):244-82. https://doi.org/10.1016/j.plipres.2007.05.002.
[8] Xia W, Budge SM. Techniques for the analysis of minor lipid oxidation products derived from Triacylglycerols: epoxides, alcohols, and ketones. Compr Rev Food Sci Food Saf 2017;16(4):735-58. https://doi.org/10.1111/1541-4337.12276.
[9] Jacobsen C, García-Moreno PJ, Yesiltas B, Sørensen A-DM. Chapter 9 – lipid oxidation and traditional methods for evaluation. In: García-Moreno PJ, et al., editors. Omega-3 delivery systems. Academic Press; 2021. p. 183-200. https:// doi.org/10.1016/B978-0-12-821391-9.00009-0.
[10] McClements DJ. Food emulsions: Principles, practices, and techniques. 3rd edition ed. Boca Raton: CRC Press; 2015. https://doi.org/10.1201/b18868.
[11] Food emulsifiers and their applications. 3rd edition ed. Springer Cham; 2019. p. 522. https://doi.org/10.1007/978-3-030-29187-7.
[12] Drusch S, Klost M, Kieserling H. Current knowledge on the interfacial behaviour limits our understanding of plant protein functionality in emulsions. Curr Opin Colloid Interface Sci 2021;56:101503. https://doi.org/10.1016/j. cocis.2021.101503.
[13] Dickinson E. Proteins at interfaces and in emulsions stability, rheology and interactions. J Chem Soc Faraday Trans 1998;94(12):1657-69. https://doi.org/ 10.1039/A801167B.
[14] Dickinson E. Use of nanoparticles and microparticles in the formation and stabilization of food emulsions. Trends Food Sci Technol 2012;24(1):4-12. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2011.09.006.
[15] Berton-Carabin CC, Schroen K. Pickering emulsions for food applications: background, trends, and challenges. Annu Rev Food Sci Technol 2015;6:263-97. https://doi.org/10.1146/annurev-food-081114-110822.
[16] Murray BS. Pickering emulsions for food and drinks. Curr Opin Food Sci 2019;27: 57-63. https://doi.org/10.1016/j.cofs.2019.05.004.
[17] Pickering SU. CXCVI.-emulsions. J Chem Soc Trans 1907;91(0):2001-21. https://doi.org/10.1039/CT9079102001.
[18] Tcholakova S, Denkov N, Lips A. Comparison of solid particles, globular proteins and surfactants as emulsifiers. Phys Chem Chem Phys 2008;10(12):1608-27. https://doi.org/10.1039/B715933C.
[19] Berton-Carabin CC, Sagis L, Schroen K. Formation, structure, and functionality of interfacial layers in food emulsions. Annu Rev Food Sci Technol 2018;9:551-87. https://doi.org/10.1146/annurev-food-030117-012405.
[20] Bos MA, van Vliet T. Interfacial rheological properties of adsorbed protein layers and surfactants: a review. Adv Colloid Interface Sci 2001;91(3):437-71. https:// doi.org/10.1016/S0001-8686(00)00077-4.
[21] Murray BS. Rheological properties of protein films. Curr Opin Colloid Interface Sci 2011;16(1):27-35. https://doi.org/10.1016/j.cocis.2010.06.005.
[22] Hinderink EB, Sagis L, Schroën K, Berton-Carabin CC. Behavior of plant-dairy protein blends at air-water and oil-water interfaces. Colloids Surf B Biointerfaces 2020;192:111015. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2020.111015.
[23] Chevalier Y, Bolzinger M-A. Emulsions stabilized with solid nanoparticles: Pickering emulsions. Colloids Surf A Physicochem Eng Asp 2013;439:23-34. https://doi.org/10.1016/j.colsurfa.2013.02.054.
[24] ten Klooster S, Takeuchi M, Schroën K, Tuinier R, Joosten R, Friedrich H, et al. Tiny, yet impactful: detection and oxidative stability of very small oil droplets in surfactant-stabilized emulsions. J Colloid Interface Sci 2023. https://doi.org/ 10.1016/j.jcis.2023.09.005.
[25] Guzey D, McClements DJ. Formation, stability and properties of multilayer emulsions for application in the food industry. Adv Colloid Interface Sci 2006; 128-130:227-48. https://doi.org/10.1016/j.cis.2006.11.021.
[26] Samtlebe M, Yucel U, Weiss J, Coupland JN. Stability of solid lipid nanoparticles in the presence of liquid oil emulsions. J Am Oil Chem Soc 2012;89(4):609-17. https://doi.org/10.1007/s11746-011-1944-3.
[27] Klooster ST, Schroën K, Berton-Carabin C. Lipid oxidation products in model food emulsions: do they stay in or leave droplets, that’s the question. Food Chem 2023; 405:134992. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.134992.
[28] McClements D, Dungan S, German J, Kinsella J. Oil exchange between oil-inwater emulsion droplets stabilised with a non-ionic surfactant. Food Hydrocoll 1992;6(5):415-22. https://doi.org/10.1016/S0268-005X(09)80027-1.
[29] Schaich KM. Lipid oxidation: theoretical aspects. In: Bailey’s Industrial Oil and Fat Products; 2005. https://doi.org/10.1002/047167849X.bio067.
[30] Frankel EN. Chapter 1 – free radical oxidation. In: Frankel EN, editor. Lipid oxidation. 2nd ed. Woodhead Publishing; 2012. p. 15-24. https://doi.org/ 10.1533/9780857097927.15.
[31] Frankel EN. Lipid Oxidation. Elsevier; 2014.
[32] Kerr JA. Bond dissociation energies by kinetic methods. Chem Rev 1966;66(5): 465-500. https://doi.org/10.1021/cr60243a001.
[33] Frankel EN. Volatile lipid oxidation products. Prog Lipid Res 1983;22(1):1-33. https://doi.org/10.1016/0163-7827(83)90002-4.
[34] Schaich KM. Metals and lipid oxidation. Contemporary issues. Lipids. 1992;27(3): 209-18. https://doi.org/10.1007/BF02536181.
[35] Minotti G, Aust SD. Redox cycling of iron and lipid peroxidation. Lipids. 1992;27 (3):219-26. https://doi.org/10.1007/BF02536182.
[36] Mozuraityte R, Kristinova V, Rustad T, Storrø I. The role of iron in peroxidation of PUFA: effect of pH and chelators. Eur J Lipid Sci Technol 2016;118(4):658-68. https://doi.org/10.1002/ejlt.201400590.
[37] Mozuraityte R, Rustad T, Storrø I. The role of iron in peroxidation of polyunsaturated fatty acids in liposomes. J Agric Food Chem 2008;56(2):537-43. https://doi.org/10.1021/jf0716073.
[38] Ingold KU. Inhibition of the autoxidation of organic substances in the liquid phase. Chem Rev 1961;61(6):563-89. https://doi.org/10.1021/cr60214a002.
[39] Jacobsen C, Timm M, Meyer AS. Oxidation in fish oil enriched mayonnaise: ascorbic acid and low pH increase oxidative deterioration. J Agric Food Chem 2001;49(8):3947-56. https://doi.org/10.1021/jf001253e.
[40] Jacobsen C, Let MB, Nielsen NS, Meyer AS. Antioxidant strategies for preventing oxidative flavour deterioration of foods enriched with n-3 polyunsaturated lipids: a comparative evaluation. Trends Food Sci Technol 2008;19(2):76-93. https:// doi.org/10.1016/j.tifs.2007.08.001.
[41] Shahidi F, Ambigaipalan P. Phenolics and polyphenolics in foods, beverages and spices: antioxidant activity and health effects-A review. J Funct Foods 2015;18: 820-97. https://doi.org/10.1016/j.jff.2015.06.018.
[42] Quideau S, Deffieux D, Douat-Casassus C, Pouységu L. Plant polyphenols: chemical properties, biological activities, and synthesis. Angew Chem Int Ed 2011;50(3):586-621. https://doi.org/10.1002/anie.201000044.
[43] Jacobsen C, Hartvigsen K, Thomsen MK, Hansen LF, Lund P, Skibsted LH, et al. Lipid oxidation in fish oil enriched mayonnaise: calcium disodium ethylenediaminetetraacetate, but not gallic acid, strongly inhibited oxidative deterioration. J Agric Food Chem 2001;49(2):1009-19. https://doi.org/10.1021/ jf000729r.
[44] Gumus CE, Decker EA, McClements DJ. Impact of legume protein type and location on lipid oxidation in fish oil-in-water emulsions: lentil, pea, and faba bean proteins. Food Res Int 2017;100(Pt 2):175-85. https://doi.org/10.1016/j. foodres.2017.08.029.
[45] Berton C, M.H.L.N. Ropers, Guibert D, Solé VR, Genot C. Modifications of interfacial proteins in oil-in-water emulsions prior to and during lipid oxidation. J Agric Food Chem 2012;60(35):8659-71. https://doi.org/10.1021/jf300490w.
[46] Schaich KM. Lipid oxidation: new perspectives on an old reaction. In: Bailey’s Industrial Oil and Fat Products; 2020. p. 1-72. https://doi.org/10.1002/ 047167849X.bio067.pub2.
[47] Mubiru E, Shrestha K, Papastergiadis A, De Meulenaer B. Improved gas chromatography-flame ionization detector analytical method for the analysis of epoxy fatty acids. J Chromatogr A 2013;1318:217-25. https://doi.org/10.1016/j. chroma.2013.10.025.
[48] Marmesat S, Velasco J, Dobarganes MC. Quantitative determination of epoxy acids, keto acids and hydroxy acids formed in fats and oils at frying temperatures. J Chromatogr A 2008;1211(1):129-34. https://doi.org/10.1016/j. chroma.2008.09.077.
[49] Velasco J, Berdeaux O, Márquez-Ruiz G, Dobarganes MC. Sensitive and accurate quantitation of monoepoxy fatty acids in thermoxidized oils by gas-liquid chromatography. J Chromatogr A 2002;982(1):145-52. https://doi.org/ 10.1016/S0021-9673(02)01481-4.
[50] Velasco J, Marmesat S, Bordeaux O, Márquez-Ruiz G, Dobarganes C. Formation and evolution of Monoepoxy fatty acids in Thermoxidized olive and sunflower oils and quantitation in used frying oils from restaurants and fried-food outlets. J Agric Food Chem 2004;52(14):4438-43. https://doi.org/10.1021/jf030753f.
[51] Mubiru E, Shrestha K, Papastergiadis A, De Meulenaer B. Development and validation of a gas chromatography-flame ionization detection method for the determination of epoxy fatty acids in food matrices. J Agric Food Chem 2014;62 (13):2982-8. https://doi.org/10.1021/jf405664c.
[52] Grüneis V, Fruehwirth S, Zehl M, Ortner J, Schamann A, J.r. König, and M. Pignitter.. Simultaneous analysis of epoxidized and hydroperoxidized triacylglycerols in canola oil and margarine by LC-MS. J Agric Food Chem 2019; 67(36):10174-84. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.9b03601.
[53] Fruehwirth S, Egger S, Flecker T, Ressler M, Firat N, Pignitter M. Acetone as indicator of lipid oxidation in stored margarine. Antioxidants. 2021;10(1):59. https://doi.org/10.3390/antiox10010059.
[54] Boerkamp VJ, Merkx DW, Wang J, Vincken J-P, Hennebelle M, van Duynhoven JP. Quantitative assessment of epoxide formation in oil and mayonnaise by 1H-13C HSQC NMR spectroscopy. Food Chem 2022;390:133145. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.133145.
[55] Steenhorst-Slikkerveer L, Louter A, Janssen H-G, Bauer-Plank C. Analysis of nonvolatile lipid oxidation products in vegetable oils by normal-phase highperformance liquid chromatography with mass spectrometric detection. J Am Oil Chem Soc 2000;77(8):837. https://doi.org/10.1007/s11746-000-0134-1.
[56] Morales A, Marmesat S, Ruiz-Méndez MV, Márquez-Ruiz G, Velasco J. Formation of oxidation products in edible vegetable oils analyzed as FAME derivatives by HPLC-UV-ELSD. Food Res Int 2014;62:1080-6. https://doi.org/10.1016/j. foodres.2014.05.063.
[57] Morales A, Dobarganes C, Márquez-Ruiz G, Velasco J. Quantitation of Hydroperoxy-, keto- and Hydroxy-dienes during oxidation of FAMEs from highlinoleic and high-oleic sunflower oils. J Am Oil Chem Soc 2010;87(11):1271-9. https://doi.org/10.1007/s11746-010-1624-8.
[58] Morales A, Marmesat S, Dobarganes MC, Márquez-Ruiz G, Velasco J. Quantitative analysis of hydroperoxy-, keto- and hydroxy-dienes in refined vegetable oils. J Chromatogr A 2012;1229:190-7. https://doi.org/10.1016/j. chroma.2012.01.039.
[59] Morales A, Marmesat S, Dobarganes MC, Márquez-Ruiz G, Velasco J. Formation of Hydroperoxy-, keto- and Hydroxy-dienes in FAME from oils: influence of temperature and addition of -tocopherol. J Am Oil Chem Soc 2012;89(4): 675-84. https://doi.org/10.1007/s11746-011-1961-2.
[60] Emami S, Zhang Z, Taha AY. Quantitation of Oxylipins in fish and algae oil supplements using optimized hydrolysis procedures and ultra-high performance liquid chromatography coupled to tandem mass-spectrometry. J Agric Food Chem 2020;68(35):9329-44. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.0c02461.
[61] Richardson CE, Hennebelle M, Otoki Y, Zamora D, Yang J, Hammock BD, et al. Lipidomic analysis of oxidized fatty acids in plant and algae oils. J Agric Food Chem 2017;65(9):1941-51. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.6b05559.
[62] Zhou L, Zhao M, Bindler F, Marchioni E. Identification of oxidation compounds of 1-Stearoyl-2-linoleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine during thermal oxidation. J Agric Food Chem 2015;63(43):9615-20. https://doi.org/10.1021/ acs.jafc.5b03753.
[63] Le Grandois J, Marchioni E, Ennahar S, Giuffrida F, Bindler F. Identification and kinetics of oxidized compounds from phosphatidylcholine molecular species. Food Chem 2010;119(3):1233-8. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2009.08.042.
[64] Parchem K, Kusznierewicz B, Chmiel T, Maciołek P, Bartoszek A. Profiling and qualitative assessment of enzymatically and thermally oxidized egg yolk phospholipids using a two-step high-performance liquid chromatography protocol. J Am Oil Chem Soc 2019;96(6):693-706. https://doi.org/10.1002/ aocs. 12218.
[65] Kato S, Iseki T, Hanzawa Y, Otoki Y, Ito J, Kimura F, et al. Evaluation of the mechanisms of mayonnaise phospholipid oxidation. J Oleo Sci 2017;66(4): 369-74. https://doi.org/10.5650/jos.ess16187.
[66] Laguerre M, Tenon M, Bily A, Birtić S. Toward a spatiotemporal model of oxidation in lipid dispersions: A hypothesis-driven review. Eur J Lipid Sci Technol 2020;122(3):1900209. https://doi.org/10.1002/ejlt.201900209.
[67] Ghelichi S, Hajfathalian M, Yesiltas B, Sørensen ADM, García-Moreno PJ, Jacobsen C. Oxidation and oxidative stability in emulsions. Comprehen Rev Food Sci Food Safet 2023;22(3):1864-901. https://doi.org/10.1111/15414337.13134.
[68] Mei L, McClements DJ, Wu J, Decker EA. Iron-catalyzed lipid oxidation in emulsion as affected by surfactant, pH and NaCl . Food Chem 1998;61(3):307-12. https://doi.org/10.1016/S0308-8146(97)00058-7.
[69] Waraho T, McClements DJ, Decker EA. Mechanisms of lipid oxidation in food dispersions. Trends Food Sci Technol 2011;22(1):3-13. https://doi.org/10.1016/ j.tifs.2010.11.003.
[70] Rampon V, Lethuaut L, Mouhous-Riou N, Genot C. Interface characterization and aging of bovine serum albumin stabilized oil-in-water emulsions as revealed by front-surface fluorescence. J Agric Food Chem 2001;49(8):4046-51. https://doi. org/10.1021/jf001170y.
[71] Chen J, Li X, Cao C, Kong B, Wang H, Zhang H, et al. Effects of different pH conditions on interfacial composition and protein-lipid co-oxidation of whey protein isolate-stabilised O/W emulsions. Food Hydrocoll 2022;131:107752. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2022.107752.
[72] Raudsepp P, Bruggemann DA, Andersen ML. Detection of radicals in single droplets of oil-in-water emulsions with the lipophilic fluorescent probe BODIPY (665/676) and confocal laser scanning microscopy. Free Radic Biol Med 2014;70: 233-40. https://doi.org/10.1016/j.freeradbiomed.2014.02.026.
[73] Yang S, Takeuchi M, Friedrich H, van Duynhoven JP, Hohlbein J. Unravelling mechanisms of protein and lipid oxidation in mayonnaise at multiple length scales. Food Chem 2023;402:134417. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2022.134417.
[74] Yang S, Verhoeff AA, Merkx DWH, van Duynhoven JPM, Hohlbein J. Quantitative spatiotemporal mapping of lipid and protein oxidation in mayonnaise. Antioxidants (Basel) 2020;9(12). https://doi.org/10.3390/antiox9121278.
[75] Berton-Carabin C, Genot C, Gaillard C, Guibert D, Ropers M. Design of interfacial films to control lipid oxidation in oil-in-water emulsions. Food Hydrocoll 2013;33 (1):99-105. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2013.02.021.
[76] Berton C, Genot C, Guibert D, Ropers M-H. Effect of lateral heterogeneity in mixed surfactant-stabilized interfaces on the oxidation of unsaturated lipids in oil-in-water emulsions. J Colloid Interface Sci 2012;377(1):244-50. https://doi. org/10.1016/j.jcis.2012.03.084.
[77] Hohlbein J. Single-molecule localization microscopy as an emerging tool to probe multiscale food structures. Food Struct 2021;30:100236. https://doi.org/ 10.1016/j.foostr.2021.100236.
[78] Jabermoradi A, Yang S, Gobes MI, Van Duynhoven JPM, Hohlbein J. Enabling single-molecule localization microscopy in turbid food emulsions. Philos Trans R Soc A Math Phys Eng Sci 2022;380(2220). https://doi.org/10.1098/ rsta.2020.0164.
[79] Villeneuve P, Bourlieu-Lacanal C, Durand E, Lecomte J, McClements DJ, Decker EA. Lipid oxidation in emulsions and bulk oils: a review of the importance of micelles. Crit Rev Food Sci Nutr 2023;63(20):4687-727. https://doi.org/ 10.1080/10408398.2021.2006138.
[80] Budilarto ES, Kamal-Eldin A. The supramolecular chemistry of lipid oxidation and antioxidation in bulk oils. Eur J Lipid Sci Technol 2015;117(8):1095-137. https://doi.org/10.1002/ejlt.201400200.
[81] Chaiyasit W, Elias RJ, McClements DJ, Decker EA. Role of physical structures in bulk oils on lipid oxidation. Crit Rev Food Sci Nutr 2007;47(3):299-317. https:// doi.org/10.1080/10408390600754248.
[82] Chen B, Han A, McClements DJ, Decker EA. Physical structures in soybean oil and their impact on lipid oxidation. J Agric Food Chem 2010;58(22):11993-9. https://doi.org/10.1021/jf102763p.
[83] Cui L, McClements DJ, Decker EA. Impact of phosphatidylethanolamine on the antioxidant activity of alpha-tocopherol and trolox in bulk oil. J Agric Food Chem 2015;63(12):3288-94. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b00243.
[84] Koga T, Nagao A, Terao J, Sawada K, Mukai K. Synthesis of a phosphatidyl derivative of vitamin E and its antioxidant activity in phospholipid bilayers. Lipids. 1994;29(2):83-9. https://doi.org/10.1007/BF02537147.
[85] Koga T, Terao J. Phospholipids increase radical-scavenging activity of vitamin E in a bulk oil model system. J Agric Food Chem 1995;43(6):1450-4. https://doi. org/10.1021/jf00054a007.
[86] Yoo K, Kim S, Kim M-J, Oh W, Lee J. Effects of association colloidal structures on the oxygen solubility in oil-in-water emulsion matrix. Food Sci Biotechnol 2023: 1-9. https://doi.org/10.1007/s10068-023-01338-6.
[87] Kittipongpittaya K, Panya A, McClements DJ, Decker EA. Impact of free fatty acids and phospholipids on reverse micelles formation and lipid oxidation in bulk oil. J Am Oil Chem Soc 2014;91:453-62. https://doi.org/10.1007/s11746-013-2388-8.
[88] Farhoosh R. Reliable determination of the induction period and critical reverse micelle concentration of lipid hydroperoxides exploiting a model composed of pseudo-first and -second order reaction kinetics. LWT. 2018;98:406-10. https:// doi.org/10.1016/j.lwt.2018.09.003.
[89] Merkx DW, Swager A, van Velzen EJ, van Duynhoven JP, Hennebelle M. Quantitative and predictive modelling of lipid oxidation in mayonnaise. Antioxidants. 2021;10(2):287. https://doi.org/10.3390/antiox10020287.
[90] Laguerre M, Bily A, Roller M, Birtić S. Mass transport phenomena in lipid oxidation and antioxidation. Annu Rev Food Sci Technol 2017;8:391-411. https://doi.org/10.1146/annurev-food-030216-025812.
[91] Raudsepp P, Brüggemann DA, Andersen ML. Evidence for Transfer of Radicals between Oil-in-Water Emulsion Droplets as Detected by the Probe (E,E)-3,5-Bis(4-phenyl-1,3-butadienyl)-4,4-difluoro-4-bora-3a,4a-diaza-s-indacene, BODIPY665/ 676. J Agric Food Chem 2014;62(51):12428-35. https://doi.org/10.1021/ jf504404a.
[92] Raudsepp P, Brüggemann DA, Knudsen JC, Andersen ML. Localized lipid autoxidation initiated by two-photon irradiation within single oil droplets in oil-in-water emulsions. Food Chem 2016;199:760-7. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2015.12.070.
[93] Banerjee C, Breitenbach T, Ogilby PR. Spatially resolved experiments to monitor the singlet oxygen initiated oxidation of lipid droplets in emulsions. ChemPhotoChem. 2018;2(7):586-95. https://doi.org/10.1002/cptc.201800005.
[94] Banerjee C, Westberg M, Breitenbach T, Bregnhøj M, Ogilby PR. Monitoring interfacial lipid oxidation in oil-in-water emulsions using spatially resolved optical techniques. Anal Chem 2017;89(11):6239-47. https://doi.org/10.1021/ acs.analchem.7b01228.
[95] Yesiltas B, García-Moreno PJ, Sørensen A-DM, Banerjee C, Anankanbil S, Guo Z, et al. The use of soy and egg phosphatidylcholines modified with Caffeic acid enhances the oxidative stability of high-fat (70%) fish oil-in-water emulsions. Coll Interf 2023;7(3):60. https://doi.org/10.3390/colloids7030060.
[96] Pryor WA. Oxy-radicals and related species: their formation, lifetimes, and reactions. Annu Rev Physiol 1986;48:657-67. https://doi.org/10.1146/annurev. ph.48.030186.003301.
[97] Termini J. Peroxyl and alkoxyl radical mediated DNA damage. In: Cutler RG, Rodriguez H, editors. Critical Reviews of Oxidative Stress and Aging. Advances in Basic Science, Diagnostics and Intervention. World Scientific Publishing Co. Pte. Ltd.; 2003. p. 39-53. https://doi.org/10.1142/9789812775733_0003.
[98] Coupland JN, Zhu Z, Wan H, McClements DJ, Nawar WW, Chinachoti P. Droplet composition affects the rate of oxidation of emulsified ethyl linoleate. J Am Oil Chem Soc 1996;73(6):795-901. https://doi.org/10.1007/BF02517957.
[99] Malassagne-Bulgarelli N, McGrath KM. Emulsion ageing: effect on the dynamics of oil exchange in oil-in-water emulsions. Soft Matter 2013;9(1):48-59. https:// doi.org/10.1039/C2SM26229K.
[100] Li P, McClements DJ, Decker EA. Application of flow cytometry as novel technology in studying lipid oxidation and mass transport phenomena in oil-inwater emulsions. Food Chem 2020;315:126225. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2020.126225.
[101] Nuchi CD, Hernandez P, McClements DJ, Decker EA. Ability of lipid hydroperoxides to partition into surfactant micelles and alter lipid oxidation rates in emulsions. J Agric Food Chem 2002;50(19):5445-9. https://doi.org/10.1021/ jf020095j.
[102] Verleyen T, Kamal-Eldin A, Dobarganes C, Verhé R, Dewettinck K, Huyghebaert A. Modeling of -tocopherol loss and oxidation products formed during thermoxidation in triolein and tripalmitin mixtures. Lipids. 2001;36(7): 719-26. https://doi.org/10.1007/s11745-001-0777-6.
[103] Barretto ACS, Ida EI, Silva RSF, Torres EAFS, Shimokomaki M. Empirical models for describing poultry meat lipid oxidation inhibition by natural antioxidants. J Food Compos Anal 2003;16(5):587-94. https://doi.org/10.1016/S0889-1575 (03)00023-1.
[104] Høy M, Mozuraityte R, Segtnan V, Storrø I, Bjørn Helge M, Rustad T, et al. The use of experimental design methodology for investigating a lipid oxidation rate assay. Chemom Intel Lab Syst 2008;91(2):164-72. https://doi.org/10.1016/j. chemolab.2007.11.001.
[105] Kerrihard AL, Nagy K, Craft BD, Beggio M, Pegg RB. Oxidative stability of commodity fats and oils: modeling based on fatty acid composition. J Am Oil Chem Soc 2015;92(8):1153-63. https://doi.org/10.1007/s11746-015-2686-4.
[106] Pinchuk I, Lichtenberg D. Analysis of the kinetics of lipid peroxidation in terms of characteristic time-points. Chem Phys Lipids 2014;178:63-76. https://doi.org/ 10.1016/j.chemphyslip.2013.12.001.
[107] Murado MA, Vázquez JA. Mathematical model for the characterization and objective comparison of antioxidant activities. J Agric Food Chem 2010;58(3): 1622-9. https://doi.org/10.1021/jf903709z.
[108] Farhoosh R. A reconsidered approach providing kinetic parameters and rate constants to analyze the oxidative stability of bulk lipid systems. Food Chem 2020;327:127088. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2020.127088.
[109] Farhoosh R. New insights into the kinetic and thermodynamic evaluations of lipid peroxidation. Food Chem 2022;375:131659. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2021.131659.
[110] Li X, Wu G, Huang J, Zhang H, Jin Q, Wang X. Kinetic models to understand the coexistence of formation and decomposition of hydroperoxide during lipid oxidation. Food Res Int 2020;136:109314. https://doi.org/10.1016/j. foodres.2020.109314.
[111] Aragao GMF, Corradini MG, Peleg M. A phenomenological model of the peroxide Value’s rise and fall during lipid oxidation. J Am Oil Chem Soc 2008;85(12):1143. https://doi.org/10.1007/s11746-008-1305-z.
[112] Ozilgen S, Ozilgen M. Kinetic model of lipid oxidation in foods. J Food Sci 1990; 55(2):498-501. https://doi.org/10.1111/j.1365-2621.1990.tb06795.x.
[113] McPherson PAC, Bole A, Cruz KA, Young IS, McEneny J. A curvilinear approach to the kinetic analysis of linoleate peroxidation in aqueous liposomes by 2,2’azobis (2-amidoinopropane) dihydrochloride. Chem Phys Lipids 2012;165(6):682-8. https://doi.org/10.1016/j.chemphyslip.2012.07.004.
[114] Merkx DW, Hong GS, Ermacora A, Van Duynhoven JP. Rapid quantitative profiling of lipid oxidation products in a food emulsion by 1H NMR. Anal Chem 2018;90(7):4863-70. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.8b00380.
[115] Nguyen KA, Hennebelle M, van Duynhoven JPM, Dubbelboer A, Boerkamp VJP, Wierenga PA. Mechanistic kinetic modelling of lipid oxidation in vegetable oils to estimate shelf-life. Food Chem 2024;433:137266. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2023.137266.
[116] Schroën K, Berton-Carabin CC. A unifying approach to lipid oxidation in emulsions: modelling and experimental validation. Food Res Int 2022;160: 111621. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2022.111621.
[117] Tan CP, Che Man YB, Selamat J, Yusoff MSA. Application of arrhenius kinetics to evaluate oxidative stability in vegetable oils by isothermal differential scanning calorimetry. J Am Oil Chem Soc 2001;78(11):1133-8. https://doi.org/10.1007/ s11746-001-0401-1.
[118] Farhoosh R. Critical kinetic parameters and rate constants representing lipid peroxidation as affected by temperature. Food Chem 2021;340:128137. https:// doi.org/10.1016/j.foodchem.2020.128137.
[119] Sullivan JC, Budge SM, St-Onge M. Modeling the primary oxidation in commercial fish oil preparations. Lipids. 2011;46(1):87-93. https://doi.org/ .
[120] Shim SD, Lee SJ. Shelf-life prediction of perilla oil by considering the induction period of lipid oxidation. Eur J Lipid Sci Technol 2011;113(7):904-9. https://doi. org/10.1002/ejlt.201000325.
[121] Bravo-Diaz C. Advances in the control of lipid peroxidation in oil-in-water emulsions: kinetic approaches(dagger). Crit Rev Food Sci Nutr 2022:1-33. https://doi.org/10.1080/10408398.2022.2029827.
[122] Romsted LS, Bravo-Díaz C. Modeling chemical reactivity in emulsions. Curr Opin Colloid Interface Sci 2013;18(1):3-14. https://doi.org/10.1016/j. cocis.2012.11.001.
[123] Genot C. Distributions of phenolic acid antioxidants between the interfacial and aqueous regions of corn oil emulsions-a commentary. Eur J Lipid Sci Technol 2015;117(11):1684-6. https://doi.org/10.1002/ejlt.201500210.
[124] Nazir A, Schroën K, Boom R. Premix emulsification: A review. J Membr Sci 2010; 362(1):1-11. https://doi.org/10.1016/j.memsci.2010.06.044.
[125] Costa ALR, Gomes A, Andrade CCPD, Cunha RL. Emulsifier functionality and process engineering: Progress and challenges. Food Hydrocoll 2017;68:69-80. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2016.10.012.
[126] Neves MA, Wang Z, Kobayashi I, Nakajima M. Assessment of oxidative stability in fish oil-in-water emulsions: effect of emulsification process, droplet size and storage temperature. J Food Process Eng 2017;40(1):e12316. https://doi.org/ 10.1111/jfpe.12316.
[127] Walker R, Decker EA, McClements DJ. Development of food-grade nanoemulsions and emulsions for delivery of omega-3 fatty acids: opportunities and obstacles in the food industry. Food Funct 2015;6(1):42-55. https://doi.org/10.1039/ c4fo00723a.
[128] Horn AF, Barouh N, Nielsen NS, Baron CP, Jacobsen C. Homogenization pressure and temperature affect protein partitioning and oxidative stability of emulsions. J Am Oil Chem Soc 2013;90(10):1541-50. https://doi.org/10.1007/s11746-013-2292-2.
[129] Let MB, Jacobsen C, Sorensen AD, Meyer AS. Homogenization conditions affect the oxidative stability of fish oil enriched milk emulsions: lipid oxidation. J Agric Food Chem 2007;55(5):1773-80. https://doi.org/10.1021/jf062391s.
[130] Sorensen AD, Baron CP, Let MB, Bruggemann DA, Pedersen LR, Jacobsen C. Homogenization conditions affect the oxidative stability of fish oil enriched milk emulsions: oxidation linked to changes in protein composition at the oil-water interface. J Agric Food Chem 2007;55(5):1781-9. https://doi.org/10.1021/ jf0623900.
[131] Hu M, McClements DJ, Decker EA. Lipid oxidation in corn oil-in-water emulsions stabilized by casein, whey protein isolate, and soy protein isolate. J Agric Food Chem 2003;51(6):1696-700. https://doi.org/10.1021/jf020952j.
[132] Shao Y, Tang C-H. Characteristics and oxidative stability of soy protein-stabilized oil-in-water emulsions: influence of ionic strength and heat pretreatment. Food Hydrocoll 2014;37:149-58. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2013.10.030.
[133] Kellerby SS, Gu YS, McClements DJ, Decker EA. Lipid oxidation in a menhaden oil-in-water emulsion stabilized by sodium Caseinate cross-linked with transglutaminase. J Agric Food Chem 2006;54(26):10222-7. https://doi.org/ 10.1021/jf062143w.
[134] Lesmes U, Sandra S, Decker EA, McClements DJ. Impact of surface deposition of lactoferrin on physical and chemical stability of omega-3 rich lipid droplets stabilised by caseinate. Food Chem 2010;123(1):99-106. https://doi.org/ 10.1016/j.foodchem.2010.04.007.
[135] Chen B, Li H, Ding Y, Rao J. Improvement of physicochemical stabilities of emulsions containing oil droplets coated by non-globular protein-beet pectin complex membranes. Food Res Int 2011;44(5):1468-75. https://doi.org/ 10.1016/j.foodres.2011.03.024.
[136] Gudipati V, Sandra S, McClements DJ, Decker EA. Oxidative stability and in vitro digestibility of fish oil-in-water emulsions containing multilayered membranes. J Agric Food Chem 2010;58(13):8093-9. https://doi.org/10.1021/jf101348c.
[137] McClements DJ, Decker E. Interfacial antioxidants: A review of natural and synthetic emulsifiers and Coemulsifiers that can inhibit lipid oxidation. J Agric Food Chem 2018;66(1):20-35. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.7b05066.
[138] Dickinson E. Mixed biopolymers at interfaces: competitive adsorption and multilayer structures. Food Hydrocoll 2011;25(8):1966-83. https://doi.org/ 10.1016/j.foodhyd.2010.12.001.
[139] García-Moreno PJ, Horn AF, Jacobsen C. Influence of casein-phospholipid combinations as emulsifier on the physical and oxidative stability of fish oil-inwater emulsions. J Agric Food Chem 2014;62(5):1142-52. https://doi.org/ 10.1021/jf405073x.
[140] Yesiltas B, Soria Caindec AM, García-Moreno PJ, Echers SG, Olsen TH, Jones NC, et al. Physical and oxidative stability of fish oil-in-water emulsions stabilized with emulsifier peptides derived from seaweed, methanotrophic bacteria and potato proteins. Colloids Surf A Physicochem Eng Asp 2023;663:131069. https://doi. org/10.1016/j.colsurfa.2023.131069.
[141] Yesiltas B, Torkkeli M, Almásy L, Dudás Z, García-Moreno PJ, Sørensen A-DM, et al. Small-angle neutron scattering study of high fat fish oil-in-water emulsion stabilized with sodium Caseinate and phosphatidylcholine. Langmuir. 2020;36 (9):2300-6. https://doi.org/10.1021/acs.langmuir.9b03269.
[142] Ozturk B, McClements DJ. Progress in natural emulsifiers for utilization in food emulsions. Curr Opin Food Sci 2016;7:1-6. https://doi.org/10.1016/j. cofs.2015.07.008.
[143] Sharif HR, Williams PA, Sharif MK, Abbas S, Majeed H, Masamba KG, et al. Current progress in the utilization of native and modified legume proteins as emulsifiers and encapsulants-A review. Food Hydrocoll 2018;76:2-16. https:// doi.org/10.1016/j.foodhyd.2017.01.002.
[144] Burger TG, Zhang Y. Recent progress in the utilization of pea protein as an emulsifier for food applications. Trends Food Sci Technol 2019;86:25-33. https:// doi.org/10.1016/j.tifs.2019.02.007.
[145] Lam RSH, Nickerson MT. Food proteins: A review on their emulsifying properties using a structure-function approach. Food Chem 2013;141(2):975-84. https:// doi.org/10.1016/j.foodchem.2013.04.038.
[146] Schutyser M, Van der Goot A. The potential of dry fractionation processes for sustainable plant protein production. Trends Food Sci Technol 2011;22(4): 154-64. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2010.11.006.
[147] Faraji H, McClements DJ, Decker EA. Role of continuous phase protein on the oxidative stability of fish oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2004;52(14): 4558-64. https://doi.org/10.1021/jf035346i.
[148] Feng J, Schroën K, Fogliano V, Berton-Carabin C. Antioxidant potential of nonmodified and glycated soy proteins in the continuous phase of oil-in-water emulsions. Food Hydrocoll 2021;114:106564. https://doi.org/10.1016/j. foodhyd.2020.106564.
[149] Hinderink EBA, Schröder A, Sagis L, Schroën K, Berton-Carabin CC. Physical and oxidative stability of food emulsions prepared with pea protein fractions. LWT. 2021;146:111424. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2021.111424.
[150] Liu C, Bhattarai M, Mikkonen KS, Heinonen M. Effects of enzymatic hydrolysis of fava bean protein isolate by Alcalase on the physical and oxidative stability of oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2019;67(23):6625-32. https://doi.org/ 10.1021/acs.jafc.9b00914.
[151] Keuleyan E, Gélébart P, Beaumal V, Kermarrec A, Ribourg-Birault L, Le Gall S, et al. Pea and lupin protein ingredients: new insights into endogenous lipids and the key effect of high-pressure homogenization on their aqueous suspensions. Food Hydrocoll 2023;141:108671. https://doi.org/10.1016/j. foodhyd.2023.108671.
[152] Pei Y, Deng Q, McClements DJ, Li J, Li B. Impact of Phytic acid on the physical and oxidative stability of protein-stabilized oil-in-water emulsions. Food Biophys 2020;15(4):433-41. https://doi.org/10.1007/s11483-020-09641-z.
[153] Dickinson E. Advances in food emulsions and foams: reflections on research in the neo-Pickering era. Curr Opin Food Sci 2020;33:52-60. https://doi.org/10.1016/j. cofs.2019.12.009.
[154] Calabrese V, Courtenay JC, Edler KJ, Scott JL. Pickering emulsions stabilized by naturally derived or biodegradable particles. Curr Opin Green Sustain Chem 2018;12:83-90. https://doi.org/10.1016/j.cogsc.2018.07.002.
[155] Dickinson E. Biopolymer-based particles as stabilizing agents for emulsions and foams. Food Hydrocoll 2017;68:219-31. https://doi.org/10.1016/j. foodhyd.2016.06.024.
[156] Linke C, Drusch S. Pickering emulsions in foods – opportunities and limitations. Crit Rev Food Sci Nutr 2018;58(12):1971-85. https://doi.org/10.1080/ 10408398.2017 .1290578.
[157] Rayner M. Current status on novel ways for stabilizing food dispersions by oleosins, particles and microgels. Curr Opin Food Sci 2015;3:94-109. https://doi. org/10.1016/j.cofs.2015.05.006.
[158] Tavernier I, Wijaya W, Van der Meeren P, Dewettinck K, Patel AR. Food-grade particles for emulsion stabilization. Trends Food Sci Technol 2016;50:159-74. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2016.01.023.
[159] Berton-Carabin C, Schröder A, Schroën K, Laguerre M. Chapter 14 – Lipid oxidation in Pickering emulsions. In: García-Moreno PJ, editor. Omega-3 Delivery Systems. Academic Press; 2021. p. 275-93. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-821391-9.00011-9.
[160] Kargar M, Fayazmanesh K, Alavi M, Spyropoulos F, Norton IT. Investigation into the potential ability of Pickering emulsions (food-grade particles) to enhance the oxidative stability of oil-in-water emulsions. J Colloid Interface Sci 2012;366(1): 209-15. https://doi.org/10.1016/j.jcis.2011.09.073.
[161] Kargar M, Spyropoulos F, Norton IT. The effect of interfacial microstructure on the lipid oxidation stability of oil-in-water emulsions. J Colloid Interface Sci 2011; 357(2):527-33. https://doi.org/10.1016/j.jcis.2011.02.019.
[162] Xiao J, Li C, Huang Q. Kafirin nanoparticle-stabilized Pickering emulsions as Oral delivery vehicles: physicochemical stability and in vitro digestion profile. J Agric Food Chem 2015;63(47):10263-70. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b04385.
[163] Huang X-N, Zhou F-Z, Yang T, Yin S-W, Tang C-H, Yang X-Q. Fabrication and characterization of Pickering high internal phase emulsions (HIPEs) stabilized by chitosan-caseinophosphopeptides nanocomplexes as oral delivery vehicles. Food Hydrocoll 2019;93:34-45. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2019.02.005.
[164] Schröder A, Sprakel J, Boerkamp W, Schroën K, Berton-Carabin CC. Can we prevent lipid oxidation in emulsions by using fat-based Pickering particles? Food Res Int 2019;120:352-63. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2019.03.004.
[165] Okubanjo SS, Loveday SM, Ye A, Wilde PJ, Singh H. Droplet-stabilized oil-inwater emulsions protect unsaturated lipids from oxidation. J Agric Food Chem 2019;67(9):2626-36. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.8b02871.
[166] Timgren A, Rayner M, Dejmek P, Marku D, Sjoo M. Emulsion stabilizing capacity of intact starch granules modified by heat treatment or octenyl succinic anhydride. Food Sci Nutr 2013;1(2):157-71. https://doi.org/10.1002/fsn3.17.
[167] Barden L, Barouh N, Villeneuve P, Decker E. Impact of hydrophobicity on antioxidant efficacy in low-moisture food. J Agric Food Chem 2015;63(24): 5821-7. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b01085.
[168] Barden L, Decker EA. Lipid oxidation in low-moisture food: A review. Crit Rev Food Sci Nutr 2016;56(15):2467-82. https://doi.org/10.1080/ 10408398.2013.848833.
[169] Ferreira da Silveira TF, Laguerre M, Bourlieu-Lacanal C, Lecomte J, Durand E, Figueroa-Espinoza MC, et al. Impact of surfactant concentration and antioxidant mode of incorporation on the oxidative stability of oil-in-water nanoemulsions. LWT. 2021;141:110892. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2021.110892.
[170] Inchingolo R, Bayram I, Uluata S, Kiralan SS, Rodriguez-Estrada MT, McClements DJ, et al. Ability of sodium dodecyl sulfate (SDS) micelles to increase the antioxidant activity of alpha-tocopherol. J Agric Food Chem 2021;69(20): 5702-8. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.1c01199.
[171] McClements DJ, Dungan SR. Factors that affect the rate of oil exchange between oil-in-water emulsion droplets stabilized by a nonionic surfactant: droplet size, surfactant concentration, and ionic strength. J Phys Chem 1993;97(28):7304-8. https://doi.org/10.1021/j100130a030.
[172] Raudsepp P, Brüggemann DA, Lenferink A, Otto C, Andersen ML. Oxidative stabilization of mixed mayonnaises made with linseed oil and saturated mediumchain triglyceride oil. Food Chem 2014;152:378-85. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2013.11.141.
[173] Cho YJ, McClements DJ, Decker EA. Ability of surfactant micelles to alter the physical location and reactivity of iron in oil-in-water emulsion. J Agric Food Chem 2002;50(20):5704-10. https://doi.org/10.1021/jf020433g.
[174] Anton M. Egg yolk: structures, functionalities and processes. J Sci Food Agric 2013;93(12):2871-80. https://doi.org/10.1002/jsfa.6247.
[175] Samaraweera H, Zhang WG, Lee EJ, Ahn DU. Egg yolk phosvitin and functional phosphopeptides. J Food Sci 2011;76(7):R143-50. https://doi.org/10.1111/ j.1750-3841.2011.02291.x.
[176] Hu M, McClements DJ, Decker EA. Impact of whey protein emulsifiers on the oxidative stability of Salmon oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2003;51 (5):1435-9. https://doi.org/10.1021/jf0203794.
[177] Sugiarto M, Ye A, Taylor MW, Singh H. Milk protein-iron complexes: inhibition of lipid oxidation in an emulsion. Dairy Sci Technol 2010;90(1):87-98. https://doi. org/10.1051/dst/2009053.
[178] Villiere A, Viau M, Bronnec I, Moreau N, Genot C. Oxidative stability of bovine serum albumin- and sodium Caseinate-stabilized emulsions depends on metal availability. J Agric Food Chem 2005;53(5):1514-20. https://doi.org/10.1021/ jf0486951.
[179] Elias RJ, Kellerby SS, Decker EA. Antioxidant activity of proteins and peptides. Crit Rev Food Sci Nutr 2008;48(5):430-41. https://doi.org/10.1080/ 10408390701425615.
[180] Panya A, Laguerre M, Bayrasy C, Lecomte J, Villeneuve P, McClements DJ, et al. An investigation of the versatile antioxidant mechanisms of action of rosmarinate alkyl esters in oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2012;60(10):2692-700. https://doi.org/10.1021/jf204848b.
[181] Martinez-Senra T, Losada-Barreiro S, Bravo-Diaz C. Efficiency of delta-tocopherol in inhibiting lipid oxidation in emulsions: effects of surfactant charge and of surfactant concentration. Antioxidants (Basel) 2023;12(6). https://doi.org/ 10.3390/antiox12061158.
[182] Losada-Barreiro S, Paiva-Martins F, Bravo-Diaz C. Partitioning of antioxidants in edible oil-water binary systems and in oil-in-water emulsions. Antioxidants (Basel) 2023;12(4). https://doi.org/10.3390/antiox12040828.
[183] Kiralan SS, Doğu-Baykut E, Kittipongpittaya K, McClements DJ, Decker EA. Increased antioxidant efficacy of tocopherols by surfactant Solubilization in oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2014;62(43):10561-6. https://doi.org/ 10.1021/jf503115j.
[184] Richards MP, Chaiyasit W, McClements DJ, Decker EA. Ability of surfactant micelles to alter the partitioning of phenolic antioxidants in oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2002;50(5):1254-9. https://doi.org/10.1021/ jf011324p.
[185] Dai T, Chen J, McClements DJ, Hu P, Ye X, Liu C, et al. Protein-polyphenol interactions enhance the antioxidant capacity of phenolics: analysis of rice glutelin-procyanidin dimer interactions. Food Funct 2019;10(2):765-74. https:// doi.org/10.1039/c8fo02246a.
[186] Schild K, Sonnichsen FD, Martin D, Garamus VM, Van der Goot AJ, Schwarz K, et al. Unraveling the effects of low protein-phenol binding affinity on the structural properties of beta-lactoglobulin. Food Chem 2023;426:136496. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2023.136496.
[187] Tang L, Cao M, Liao C, Liu R, Chang M, Wang X. Migration of tocopherols from the oil phase to the oil-water interface using phospholipids improved the oxidative stability of O/W emulsions. Food Chem 2023;414:135719. https://doi. org/10.1016/j.foodchem.2023.135719.
[188] Chen J, Li X, Kong B, Chen Q, Liu Q. Comparative study of protein-lipid cooxidation in whey protein isolate-stabilised oil-in-water emulsions prepared by different homogenisation methods. Colloids Surf A Physicochem Eng Asp 2022; 633:127916. https://doi.org/10.1016/j.colsurfa.2021.127916.
[189] Chen J, Zhao J, Kong B, Chen Q, Liu Q, Liu C. Comparative study of oxidative structural modifications of Unadsorbed and adsorbed proteins in whey protein isolate-stabilized oil-in-water emulsions under the stress of primary and secondary lipid oxidation products. Foods. 2021;10(3). https://doi.org/10.3390/ foods10030593.
[190] Donnelly JL, Decker EA, McClements DJ. Iron-catalyzed oxidation of menhaden oil as affected by emulsifiers. J Food Sci 1998;63(6):997-1000. https://doi.org/ 10.1111/j.1365-2621.1998.tb15841.x.
[191] Ma KK, Greis M, Lu J, Nolden AA, McClements DJ, Kinchla AJ. Functional performance of plant proteins. Foods 2022;11:4. https://doi.org/10.3390/ foods11040594.
[192] Donbrow M, Azaz E, Pillersdorf A. Autoxidation of polysorbates. J Pharm Sci 1978;67(12):1676-81. https://doi.org/10.1002/jps.2600671211.
[193] Hamburger R, Azaz E, Donbrow M. Autoxidation of polyoxyethylenic non-ionic surfactants and of polyethylene glycols. Pharm Acta Helv 1975;50(1-2):10-7.
[194] Lever M. Peroxides in detergents as interfering factors in biochemical analysis. Anal Biochem 1977;83(1):274-84. https://doi.org/10.1016/0003-2697(77) 90536-X.
[195] Jaeger J, Sorensen K, Wolff SP. Peroxide accumulation in detergents. J Biochem Biophys Methods 1994;29(1):77-81. https://doi.org/10.1016/0165-022x(94) 90058-2.
[196] Mancuso JR, McClements DJ, Decker EA. The effects of surfactant type, pH , and chelators on the oxidation of salmon oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 1999;47(10):4112-6. https://doi.org/10.1021/jf990203a.
[197] Ha E, Wang W, Wang YJ. Peroxide formation in polysorbate 80 and protein stability. J Pharm Sci 2002;91(10):2252-64. https://doi.org/10.1002/jps.10216.
[198] Segal R, Azaz E, Donbrow M. Peroxide removal from non-ionic surfactants. J Pharm Pharmacol 1979;31(1):39-40. https://doi.org/10.1111/j.20427158.1979.tb13418.x.
[199] Donbrow M, Hamburger R, Azaz E, Pillersdorf A. Development of acidity in nonionic surfactants: formic and acetic acid. Analyst. 1978;103(1225):400-2. https://doi.org/10.1039/AN9780300400.
[200] Kerwin BA. Polysorbates 20 and 80 used in the formulation of protein biotherapeutics: structure and degradation pathways. J Pharm Sci 2008;97(8): 2924-35. https://doi.org/10.1002/jps. 21190.
[201] Yao J, Dokuru DK, Noestheden M, Park SS, Kerwin BA, Jona J, et al. A quantitative kinetic study of polysorbate autoxidation: the role of unsaturated fatty acid ester substituents. Pharm Res 2009;26(10):2303-13. https://doi.org/ 10.1007/s11095-009-9946-7.
[202] Kishore RS, Pappenberger A, Dauphin IB, Ross A, Buergi B, Staempfli A, et al. Degradation of polysorbates 20 and 80: studies on thermal autoxidation and hydrolysis. J Pharm Sci 2011;100(2):721-31. https://doi.org/10.1002/ jps. 22290.
[203] Hvattum E, Yip WL, Grace D, Dyrstad K. Characterization of polysorbate 80 with liquid chromatography mass spectrometry and nuclear magnetic resonance spectroscopy: specific determination of oxidation products of thermally oxidized polysorbate 80. J Pharm Biomed Anal 2012;62:7-16. https://doi.org/10.1016/j. jpba.2011.12.009.
[204] Li X, Wang Z, Zheng B, Wang Y, Zhang J. Novel strategy to rapidly profile and identify oxidized species of Polysorbate 80 using ultra-high-performance liquid chromatography coupled with high-resolution mass spectrometry. Anal Chem 2023;95(24):9156-63. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.2c04956.
[205] Bai L, Zhang Y, Zhang C, Lu Y, Li Z, Huang G, et al. Investigation of excipients impact on polysorbate 80 degradation in biopharmaceutical formulation buffers.

J Pharm Biomed Anal 2023;233:115496. https://doi.org/10.1016/j. jpba.2023.115496.
[206] Mittag JJ, Trutschel ML, Kruschwitz H, Mader K, Buske J, Garidel P. Characterization of radicals in polysorbate 80 using electron paramagnetic resonance (EPR) spectroscopy and spin trapping. Int J Pharm X 2022;4:100123. https://doi.org/10.1016/j.ijpx.2022.100123.
[207] Larson NR, Wei Y, Prajapati I, Chakraborty A, Peters B, Kalonia C, et al. Comparison of Polysorbate 80 hydrolysis and oxidation on the aggregation of a monoclonal antibody. J Pharm Sci 2020;109(1):633-9. https://doi.org/10.1016/ j.xphs.2019.10.069.
[208] Peters BH, Wei Y, Middaugh CR, Schoneich C. Intra-micellar and extra-micellar oxidation in phosphate and histidine buffers containing Polysorbate 80. J Pharm Sci 2022;111(9):2435-44. https://doi.org/10.1016/j.xphs.2022.06.011.
[209] Nuchi CD, McClements DJ, Decker EA. Impact of tween 20 hydroperoxides and iron on the oxidation of methyl linoleate and salmon oil dispersions. J Agric Food Chem 2001;49(10):4912-6. https://doi.org/10.1021/jf010370m.
[210] Schwarz K, Huang SW, German JB, Tiersch B, Hartmann J, Frankel EN. Activities of antioxidants are affected by colloidal properties of oil-in-water and water-in-oil emulsions and bulk oils. J Agric Food Chem 2000;48(10):4874-82. https://doi. org/10.1021/jf991289a.
[211] Mabrouk AF, Dugan Jr L. Kinetic investigation into glucose-, fructose-, and sucrose-activated autoxidation of methyl linoleate emulsion. J Am Oil Chem Soc 1961;38(12):692-5. https://doi.org/10.1007/BF02633057.
[212] Haahr AM, Jacobsen C. Emulsifier type, metal chelation and pH affect oxidative stability of n-3-enriched emulsions. Eur J Lipid Sci Technol 2008;110(10): 949-61. https://doi.org/10.1002/ejlt.200800035.
[213] Kasaikina O, Golyavin A, Krugovov D, Kartasheva Z, Pisarenko L. Micellar catalysis in the oxidation of lipids. Mosc Univ Chem Bull 2010;65:206-9. https:// doi.org/10.3103/S0027131410030193.
[214] Uluata S, McClements DJ, Decker EA. Physical stability, autoxidation, and photosensitized oxidation of omega-3 oils in Nanoemulsions prepared with natural and synthetic surfactants. J Agric Food Chem 2015;63(42):9333-40. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b03572.
[215] Gutiérrez-Méndez N, Chavez-Garay DR, Leal-Ramos MY. Lecithins: A comprehensive review of their properties and their use in formulating microemulsions. J Food Biochem 2022;46(7):e14157. https://doi.org/10.1111/ jfbc. 14157.
[216] Caparosa MH, Hartel RW. Characterizing lecithin interactions in chocolate using interfacial properties and rheology. J Am Oil Chem Soc 2020;97(12):1309-17. https://doi.org/10.1002/aocs.12419.
[217] Alhajj MJ, Montero N, Yarce CJ, Salamanca CH. Lecithins from vegetable, land, and marine animal sources and their potential applications for cosmetic, food, and pharmaceutical sectors. Cosmetics. 2020;7(4):87. https://doi.org/10.3390/ cosmetics7040087.
[218] Robert C, Couëdelo L, Vaysse C, Michalski M-C. Vegetable lecithins: A review of their compositional diversity, impact on lipid metabolism and potential in cardiometabolic disease prevention. Biochimie. 2020;169:121-32. https://doi. org/10.1016/j.biochi.2019.11.017.
[219] Dacaranhe CD, Terao J. A unique antioxidant activity of phosphatidylserine on iron-induced lipid peroxidation of phospholipid bilayers. Lipids. 2001;36(10): 1105-10. https://doi.org/10.1007/s11745-001-0820-7.
[220] Cardenia V, Waraho T, Rodriguez-Estrada MT, Julian McClements D, Decker EA. Antioxidant and Prooxidant activity behavior of phospholipids in stripped soybean oil-in-water emulsions. J Am Oil Chem Soc 2011;88(9):1409-16. https:// doi.org/10.1007/s11746-011-1807-y.
[221] Judde A, Villeneuve P, Rossignol-Castera A, Le Guillou A. Antioxidant effect of soy lecithins on vegetable oil stability and their synergism with tocopherols. J Am Oil Chem Soc 2003;80(12):1209-15. https://doi.org/10.1007/s11746-003-08444.
[222] Hildebrand D, Terao J, Kito M. Phospholipids plus tocopherols increase soybean oil stability. J Am Oil Chem Soc 1984;61(3):552-5. https://doi.org/10.1007/ BF02677029.
[223] Khan MA, Shahidi F. Tocopherols and phospholipids enhance the oxidative stability of borage and evening primrose triacylglycerols. J Food Lipids 2000;7 (3):143-50. https://doi.org/10.1111/j.1745-4522.2000.tb00167.x.
[224] Kashima M, Cha G-S, Isoda Y, Hirano J, Miyazawa T. The antioxidant effects of phospholipids on perilla oil. J Am Oil Chem Soc 1991;68:119-22. https://doi. org/10.1007/BF02662331.
[225] Lee J, Choe E. Effects of phospholipids on the antioxidant activity of alphatocopherol in the singlet oxygen oxidation of canola oil. N Biotechnol 2011;28(6): 691-7. https://doi.org/10.1016/j.nbt.2011.04.013.
[226] Weng X, Gordon MH. Antioxidant synergy between phosphatidyl ethanolamine and -tocopherylquinone. Food Chem 1993;48(2):165-8. https://doi.org/ 10.1016/0308-8146(93)90051-G.
[227] Doert M, Jaworska K, Moersel J-T, Kroh LW. Synergistic effect of lecithins for tocopherols: lecithin-based regeneration of -tocopherol. Eur Food Res Technol 2012;235(5):915-28. https://doi.org/10.1007/s00217-012-1815-7.
[228] Takenaka A, Hosokawa M, Miyashita K. Unsaturated phosphatidylethanolamine as effective synergist in combination with -tocopherol. J Oleo Sci 2007;56(10): 511-6. https://doi.org/10.5650/jos.56.511.
[229] Shimajiri J, Shiota M, Hosokawa M, Miyashita K. Synergistic antioxidant activity of milk sphingomyeline and its sphingoid base with -tocopherol on fish oil triacylglycerol. J Agric Food Chem 2013;61(33):7969-75. https://doi.org/ 10.1021/jf401788j.
[230] Hidalgo FJ, Nogales F, Zamora R. Changes produced in the antioxidative activity of phospholipids as a consequence of their oxidation. J Agric Food Chem 2005;53 (3):659-62. https://doi.org/10.1021/jf0483220.
[231] Bandarra NM, Campos RM, Batista I, Nunes ML, Empis JM. Antioxidant synergy of -tocopherol and phospholipids. J Am Oil Chem Soc 1999;76(8):905-13. https://doi.org/10.1007/s11746-999-0105-4.
[232] Lu FS, Nielsen NS, Baron CP, Diehl BW, Jacobsen C. Oxidative stability of dispersions prepared from purified marine phospholipid and the role of alphatocopherol. J Agric Food Chem 2012;60(50):12388-96. https://doi.org/10.1021/ jf303560f.
[233] Bacot S, Bernoud-Hubac N, Chantegrel B, Deshayes C, Doutheau A, Ponsin G, et al. Evidence for in situ ethanolamine phospholipid adducts with hydroxyalkenals. J Lipid Res 2007;48(4):816-25. https://doi.org/10.1194/jlr.M600340JLR200.
[234] van Nieuwenhuyzen W, Tomás MC. Update on vegetable lecithin and phospholipid technologies. Eur J Lipid Sci Technol 2008;110(5):472-86. https:// doi.org/10.1002/ejlt.200800041.
[235] Lu F, Nielsen NS, Baron CP, Jacobsen C. Marine phospholipids: the current understanding of their oxidation mechanisms and potential uses for food fortification. Crit Rev Food Sci Nutr 2017;57(10):2057-70. https://doi.org/ 10.1080/10408398.2014.925422.
[236] Dong Y, Yong VW. Oxidized phospholipids as novel mediators of neurodegeneration. Trends Neurosci 2022. https://doi.org/10.1016/j. tins.2022.03.002.
[237] Dushianthan A, Postle A. Methodology to detect oxidised phospholipids and their relevance in disease. Biochem Soc Trans 2021;49(3):1241-50. https://doi.org/ 10.1042/BST20200852.
[238] Nie J, Yang J, Wei Y, Wei X. The role of oxidized phospholipids in the development of disease. Mol Aspects Med 2020;76:100909. https://doi.org/ 10.1016/j.mam.2020.100909.
[239] Reis A, Spickett CM. Chemistry of phospholipid oxidation. Biochim Biophys Acta 2012;1818(10):2374-87. https://doi.org/10.1016/j.bbamem.2012.02.002.
[240] Henna Lu FS, Nielsen NS, Timm-Heinrich M, Jacobsen C. Oxidative stability of marine phospholipids in the liposomal form and their applications. Lipids. 2011; 46(1):3-23. https://doi.org/10.1007/s11745-010-3496-y.
[241] Thomsen BR, Haugsgjerd BO, Griinari M, Lu HFS, Bruheim I, Vogt G, et al. Investigation of oxidative degradation and non-enzymatic browning reactions in krill and fish oils. Eur J Lipid Sci Technol 2013;115(12):1357-66. https://doi. org/10.1002/ejlt.201300141.
[242] Igene J, Pearson A, Dugan Jr L, Price J. Role of triglycerides and phospholipids on development of rancidity in model meat systems during frozen storage. Food Chem 1980;5(4):263-76. https://doi.org/10.1016/0308-8146(80)90048-5.
[243] Igene J, Pearson A, Gray J. Effects of length of frozen storage, cooking and holding temperatures upon component phospholipids and the fatty acid composition of meat triglycerides and phospholipids. Food Chem 1981;7(4): 289-303. https://doi.org/10.1016/0308-8146(81)90034-0.
[244] Pikul J, Kummerow FA. Relative role of individual phospholipids on thiobarbituric acid reactive substances formation in chicken meat, skin and swine aorta. J Food Sci 1990;55(5):1243-8. https://doi.org/10.1111/j.13652621.1990.tb03907.x.
[245] Pan Y, Tikekar RV, Nitin N. Effect of antioxidant properties of lecithin emulsifier on oxidative stability of encapsulated bioactive compounds. Int J Pharm 2013; 450(1-2):129-37. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2013.04.038.
[246] Burgos-Díaz C, Wandersleben T, Marqués AM, Rubilar M. Multilayer emulsions stabilized by vegetable proteins and polysaccharides. Curr Opin Colloid Interface Sci 2016;25:51-7. https://doi.org/10.1016/j.cocis.2016.06.014.
[247] McClements DJ. Protein-stabilized emulsions. Curr Opin Colloid Interface Sci 2004;9(5):305-13. https://doi.org/10.1016/j.cocis.2004.09.003.
[248] Zhang M, Fan L, Liu Y, Huang S, Li J. Effects of proteins on emulsion stability: the role of proteins at the oil-water interface. Food Chem 2022;397:133726. https:// doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.133726.
[249] Decker EA. Strategies for manipulating the prooxidative/antioxidative balance of foods to maximize oxidative stability. Trends Food Sci Technol 1998;9(6):241-8. https://doi.org/10.1016/S0924-2244(98)00045-4.
[250] Singh P, Singh TP, Gandhi N. Prevention of lipid oxidation in muscle foods by milk proteins and peptides: A review. Food Rev Intl 2018;34(3):226-47. https:// doi.org/10.1080/87559129.2016.1261297.
[251] Berton-Carabin C, Schroën K. Towards new food emulsions: designing the interface and beyond. Curr Opin Food Sci 2019;27:74-81. https://doi.org/ 10.1016/j.cofs.2019.06.006.
[252] Cheng W, Zheng X, Yang M. Hydrogen peroxide induced protein oxidation during storage and Lyophilization process. J Pharm Sci 2016;105(6):1837-42. https:// doi.org/10.1016/j.xphs.2016.03.034.
[253] Duque-Estrada P, Kyriakopoulou K, de Groot W, van der Goot AJ, BertonCarabin CC. Oxidative stability of soy proteins: from ground soybeans to structured products. Food Chem 2020;318:126499. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2020.126499.
[254] Tan Y, Wang J, Chen F, Niu S, Yu J. Effect of protein oxidation on kinetics of droplets stability probed by microrheology in O/W and W/O emulsions of whey protein concentrate. Food Res Int 2016;85:259-65. https://doi.org/10.1016/j. foodres.2016.05.005.
[255] Li H, Cai Y, Li F, Zhang B, Wu X, Wu W. Rancidity-induced protein oxidation affects the interfacial dynamic properties and the emulsion rheological behavior of rice bran protein. Food Hydrocoll 2022;131:107794. https://doi.org/10.1016/ j.foodhyd.2022.107794.
[256] Zhou Q, Li H, Li F, Zhang B, Wu X, Wu W. Strategy and mechanism of Rice bran protein emulsion stability based on rancidity-induced protein oxidation: an ultrasonic case study. Foods. 2022;11(23). https://doi.org/10.3390/ foods11233896.
[257] Wang J, Tan Y, Xu H, Niu S, Yu J. Effect of 2,2-azobis (2-amidinopropane) dihydrochloride oxidized casein on the microstructure and microrheology properties of emulsions. Food Sci Biotechnol 2016;25(5):1283-90. https://doi. org/10.1007/s10068-016-0202-8.
[258] Hinderink EB, Kaade W, Sagis L, Schroën K, Berton-Carabin CC. Microfluidic investigation of the coalescence susceptibility of pea protein-stabilised emulsions: effect of protein oxidation level. Food Hydrocoll 2020;102:105610. https://doi. org/10.1016/j.foodhyd.2019.105610.
[259] Obando M, Papastergiadis A, Li S, De Meulenaer B. Impact of lipid and protein cooxidation on digestibility of dairy proteins in oil-in-water ( ) emulsions. J Agric Food Chem 2015;63(44):9820-30. https://doi.org/10.1021/acs. jafc.5b03563.
[260] Zhou Q, Wang J, Li H, Wu X, Wu W. Effect of protein oxidation on the emulsion carrier prepared by rice bran protein for improving stability and bioavailability of -carotene. Food Res Int 2023:113166. https://doi.org/10.1016/j. foodres.2023.113166.
[261] Zdanowska-Sąsiadek Z, Damaziak K, Marchewka J, Horbańczuk OK, Jóźwiak A, Wójcik W, et al. Lipid-and protein oxidation during storage and in vitro gastrointestinal digestion of ostrich, beef and chicken jerky snacks. Anim Sci Pap Rep 2022;40:305-16.
[262] Schaich KM. Chapter 8: Co-oxidations of oxidizing lipids: Reactions with proteins. In: Kamal-Eldin A, Min D, editors. Lipid oxidation pathways. AOCS Publishing; 2008. p. 183-274.
[263] Wu W, Hou L, Zhang C, Kong X, Hua Y. Structural modification of soy protein by 13-hydroperoxyoctadecadienoic acid. Eur Food Res Technol 2009;229:771-8. https://doi.org/10.1007/s00217-009-1113-1.
[264] Gürbüz G, Heinonen M. LC-MS investigations on interactions between isolated -lactoglobulin peptides and lipid oxidation product malondialdehyde. Food Chem 2015;175:300-5. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.11.154.
[265] Yang J, Xiong YL. Comparative time-course of lipid and myofibrillar protein oxidation in different biphasic systems under hydroxyl radical stress. Food Chem 2018;243:231-8. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2017.09.146.
[266] Baron CP, Kjaersgard IV, Jessen F, Jacobsen C. Protein and lipid oxidation during frozen storage of rainbow trout (Oncorhynchus mykiss). J Agric Food Chem 2007; 55(20):8118-25. https://doi.org/10.1021/jf070686f.
[267] Yan S, Yao Y, Xie X, Zhang S, Huang Y, Zhu H, et al. Comparison of the physical stabilities and oxidation of lipids and proteins in natural and polyphenol-modified soybean protein isolate-stabilized emulsions. Food Res Int 2022;162(Pt B): 112066. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2022.112066.
[268] Yi J, Ning J, Zhu Z, Cui L, Decker EA, McClements DJ. Impact of interfacial composition on co-oxidation of lipids and proteins in oil-in-water emulsions: competitive displacement of casein by surfactants. Food Hydrocoll 2019;87:20-8. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2018.07.025.
[269] Zhu Z, Zhao C, Yi J, Liu N, Cao Y, Decker EA, et al. Impact of interfacial composition on lipid and protein co-oxidation in oil-in-water emulsions containing mixed Emulisifers. J Agric Food Chem 2018;66(17):4458-68. https:// doi.org/10.1021/acs.jafc.8b00590.
[270] Tian L, Zhang S, Yi J, Zhu Z, Decker EA, McClements DJ. The impact of konjac glucomannan on the physical and chemical stability of walnut oil-in-water emulsions coated by whey proteins. J Sci Food Agric 2022;102(10):4003-11. https://doi.org/10.1002/jsfa. 11748.
[271] Sørensen ADM, Nielsen NS, Hyldig G, Jacobsen C. Influence of emulsifier type on lipid oxidation in fish oil-enriched light mayonnaise. Eur J Lipid Sci Technol 2010;112(9):1012-23. https://doi.org/10.1002/ejlt.200900288.
[272] Jacobsen C, Adler-Nissen J, Meyer AS. Effect of ascorbic acid on iron release from the emulsifier interface and on the oxidative flavor deterioration in fish oil enriched mayonnaise. J Agric Food Chem 1999;47(12):4917-26. https://doi.org/ 10.1021/jf990241u.
[273] Raes K, Doolaege EH, Deman S, Vossen E, De Smet S. Effect of carnosic acid, quercetin and alpha-tocopherol on lipid and protein oxidation in an in vitro simulated gastric digestion model. Int J Food Sci Nutr 2015;66(2):216-21. https://doi.org/10.3109/09637486.2014.959900.
[274] Tian L, Kejing Y, Zhang S, Yi J, Zhu Z, Decker EA, et al. Impact of tea polyphenols on the stability of oil-in-water emulsions coated by whey proteins. Food Chem 2021;343:128448. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2020.128448.
[275] Perez-Gregorio MR, Simal-Gandara J. A critical review of the characterization of polyphenol-protein interactions and of their potential use for improving food quality. Curr Pharm Des 2017;23(19):2742-53. https://doi.org/10.2174/ 1381612823666170202112530.
[276] Quan TH, Benjakul S, Sae-leaw T, Balange AK, Maqsood S. Protein-polyphenol conjugates: antioxidant property, functionalities and their applications. Trends Food Sci Technol 2019;91:507-17. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2019.07.049.
[277] Yan S, Xu J, Zhang S, Zhu H, Qi B, Li Y. Effect of interfacial composition on the physical stability and co-oxidation of proteins and lipids in a soy protein isolate-(-)-epigallocatechin gallate conjugate emulsion. Food Hydrocoll 2022;130: 107720. https://doi.org/10.1016/j.foodhyd.2022.107720.
[278] Laguerre M, Bayrasy C, Panya A, Weiss J, McClements DJ, Lecomte J, et al. What makes good antioxidants in lipid-based systems? The next theories beyond the polar paradox. Crit Rev Food Sci Nutr 2015;55(2):183-201. https://doi.org/ 10.1080/10408398.2011.650335.
[279] Laguerre M, Giraldo LJ, Lecomte J, Figueroa-Espinoza MC, Barea B, Weiss J, et al. Chain length affects antioxidant properties of chlorogenate esters in emulsion: the
cutoff theory behind the polar paradox. J Agric Food Chem 2009;57(23): 11335-42. https://doi.org/10.1021/jf9026266.
[280] Figueroa-Espinoza MC, Laguerre M, Villeneuve P, Lecomte J. From phenolics to phenolipids: optimizing antioxidants in lipid dispersions. Lipid Technol 2013;25 (6):131-4. https://doi.org/10.1002/lite.201300277.
[281] Figueroa-Espinoza MC, Villeneuve P. Phenolic acids enzymatic lipophilization. J Agric Food Chem 2005;53(8):2779-87. https://doi.org/10.1021/jf0484273.
[282] Grasso S, Siracusa L, Spatafora C, Renis M, Tringali C. Hydroxytyrosol lipophilic analogues: enzymatic synthesis, radical scavenging activity and DNA oxidative damage protection. Bioorg Chem 2007;35(2):137-52. https://doi.org/10.1016/j. bioorg.2006.09.003.
[283] Farooq S, Abdullah H Zhang, Weiss J. A comprehensive review on polarity, partitioning, and interactions of phenolic antioxidants at oil-water interface of food emulsions. Comprehen Rev Food Sci Food Safet 2021;20(5):4250-77. https://doi.org/10.1111/1541-4337.12792.
[284] Figueroa-Espinoza MC, Bourlieu C, Durand E, Lecomte J, Villeneuve P. Lipophilized antioxidants. In: Melton L, Shahidi F, Varelis P, editors. Encyclopedia of food chemistry. Oxford: Academic Press; 2019. p. 193-201. https://doi.org/10.1016/B978-0-08-100596-5.21673-9.
[285] Kahveci D, Laguerre M, Villeneuve P. 7 – Phenolipids as new antioxidants: Production. In: Ahmad MU, Xu X, editors. Activity, and potential applications, in polar lipids. Elsevier; 2015. p. 185-214. https://doi.org/10.1016/B978-1-63067-044-3.50011-X.
[286] Medina S, Auñón D, Lehoux J, Durand T, Crauste C, Gil-Izquierdo Á. Hydroxytyrosol fatty acid esters as new candidate markers for detecting olive oil inadequate storage conditions by UHPLC-QqQ-MS/MS. Microchem J 2022;181: 107656. https://doi.org/10.1016/j.microc.2022.107656.
[287] Caillol S. Cardanol: A promising building block for biobased polymers and additives. Curr Opin Green Sustain Chem 2018;14:26-32. https://doi.org/ 10.1016/j.cogsc.2018.05.002.
[288] Sonar VP, Corona A, Distinto S, Maccioni E, Meleddu R, Fois B, et al. Natural product-inspired esters and amides of ferulic and caffeic acid as dual inhibitors of HIV-1 reverse transcriptase. Eur J Med Chem 2017;130:248-60. https://doi.org/ 10.1016/j.ejmech.2017.02.054.
[289] Crauste C, Rosell M, Durand T, Vercauteren J. Omega-3 polyunsaturated lipophenols, how and why? Biochimie. 2016;120:62-74. https://doi.org/ 10.1016/j.biochi.2015.07.018.
[290] Choudhary MI, Begum A, Abbaskhan A, Ajaz A, Shafique ur R, Atta ur R. Phenyl polypropanoids from Lindelofia stylosa. Chem Pharm Bull(Tokyo) 2005;53(11): 1469-71. https://doi.org/10.1248/cpb.53.1469.
[291] Saha MM, Mallik UK, Mallik AK. A chromenoflavanone and two caffeic esters fromPongamia glabra. Phytochemistry. 1991;30(11):3834-6. https://doi.org/ 10.1016/0031-9422(91)80130-S.
[292] Medina I, Lois S, Alcantara D, Lucas R, Morales JC. Effect of lipophilization of hydroxytyrosol on its antioxidant activity in fish oils and fish oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2009;57(20):9773-9. https://doi.org/10.1021/ jf9023867.
[293] Laguerre M, López Giraldo LJ, Lecomte J, Figueroa-Espinoza M-C, Baréa B, Weiss J, et al. Relationship between hydrophobicity and antioxidant ability of “Phenolipids” in emulsion: A parabolic effect of the chain length of Rosmarinate esters. J Agric Food Chem 2010;58(5):2869-76. https://doi.org/10.1021/ jf904119v.
[294] Sørensen A-DM, Durand E, Laguerre M, Bayrasy C, Lecomte J, Villeneuve P, et al. Antioxidant properties and efficacies of synthesized alkyl Caffeates, Ferulates, and Coumarates. J Agric Food Chem 2014;62(52):12553-62. https://doi.org/ 10.1021/jf500588s.
[295] Sørensen A-DM, Lyneborg KS, Villeneuve P, Jacobsen C. Alkyl chain length impacts the antioxidative effect of lipophilized ferulic acid in fish oil enriched milk. J Funct Foods 2015;18:959-67. https://doi.org/10.1016/j.jff.2014.04.008.
[296] Alemán M, Bou R, Guardiola F, Durand E, Villeneuve P, Jacobsen C, et al. Antioxidative effect of lipophilized caffeic acid in fish oil enriched mayonnaise and milk. Food Chem 2015;167:236-44. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2014.06.083.
[297] Grajeda-Iglesias C, Salas E, Barouh N, Baréa B, Panya A, Figueroa-Espinoza MC. Antioxidant activity of protocatechuates evaluated by DPPH, ORAC, and CAT methods. Food Chem 2016;194:749-57. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2015.07.119.
[298] Elder AS, Coupland JN, Elias RJ. Effect of alkyl chain length on the antioxidant activity of alkylresorcinol homologues in bulk oils and oil-in-water emulsions. Food Chem 2021;346:128885. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2020.128885.
[299] ten Klooster S, Villeneuve P, Bourlieu-Lacanal C, Durand E, Schroën K, BertonCarabin C. Alkyl chain length modulates antioxidant activity of gallic acid esters in spray-dried emulsions. Food Chem 2022;387:132880. https://doi.org/ 10.1016/j.foodchem.2022.132880.
[300] Lucas R, Comelles F, Alcantara D, Maldonado OS, Curcuroze M, Parra JL, et al. Surface-active properties of lipophilic antioxidants tyrosol and hydroxytyrosol fatty acid esters: a potential explanation for the nonlinear hypothesis of the antioxidant activity in oil-in-water emulsions. J Agric Food Chem 2010;58(13): 8021-6. https://doi.org/10.1021/jf1009928.
[301] Losada Barreiro S, Bravo-Diaz C, Paiva-Martins F, Romsted LS. Maxima in antioxidant distributions and efficiencies with increasing hydrophobicity of gallic acid and its alkyl esters. The pseudophase model interpretation of the “cutoff effect”. J Agric Food Chem 2013;61(26):6533-43. https://doi.org/10.1021/ jf400981x.
[302] Costa M, Losada-Barreiro S, Bravo-Diaz C, Vicente AA, Monteiro LS, PaivaMartins F. Influence of AO chain length, droplet size and oil to water ratio on the distribution and on the activity of gallates in fish oil-in-water emulsified systems: emulsion and nanoemulsion comparison. Food Chem 2020;310:125716. https:// doi.org/10.1016/j.foodchem.2019.125716.
[303] Mitrus O, Zuraw M, Losada-Barreiro S, Bravo-Diaz C, Paiva-Martins F. Targeting antioxidants to interfaces: control of the oxidative stability of lipid-based emulsions. J Agric Food Chem 2019;67(11):3266-74. https://doi.org/10.1021/ acs.jafc.8b06545.
[304] Freiria-Gandara J, Losada-Barreiro S, Paiva-Martins F, Bravo-Diaz C. Enhancement of the antioxidant efficiency of gallic acid derivatives in intact fish oil-in-water emulsions through optimization of their interfacial concentrations. Food Funct 2018;9(8):4429-42. https://doi.org/10.1039/c8fo00977e.
[305] Costa M, Losada-Barreiro S, Paiva-Martins F, Bravo-Díaz C. Physical evidence that the variations in the efficiency of homologous series of antioxidants in emulsions are a result of differences in their distribution. J Sci Food Agric 2017;97(2): 564-71. https://doi.org/10.1002/jsfa. 7765.
[306] Costa M, Losada-Barreiro S, Paiva-Martins F, Bravo-Díaz C, Romsted LS. A direct correlation between the antioxidant efficiencies of caffeic acid and its alkyl esters and their concentrations in the interfacial region of olive oil emulsions. The pseudophase model interpretation of the “cut-off” effect. Food Chem 2015;175: 233-42. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.10.016.
[307] Almeida J, Losada-Barreiro S, Costa M, Paiva-Martins F, Bravo-Diaz C, Romsted LS. Interfacial concentrations of Hydroxytyrosol and its lipophilic esters in intact olive oil-in-water emulsions: effects of antioxidant hydrophobicity, surfactant concentration, and the oil-to-water ratio on the oxidative stability of the emulsions. J Agric Food Chem 2016;64(25):5274-83. https://doi.org/ 10.1021/acs.jafc.6b01468.
[308] Stöckmann H, Schwarz K, Huynh-Ba T. The influence of various emulsifiers on the partitioning and antioxidant activity of hydroxybenzoic acids and their derivatives in oil-in-water emulsions. J Am Oil Chem Soc 2000;77(5):535-42. https://doi.org/10.1007/s11746-000-0085-6.
[309] Gonzalez MJ, Medina I, Maldonado OS, Lucas R, Morales JC. Antioxidant activity of alkyl gallates and glycosyl alkyl gallates in fish oil in water emulsions: relevance of their surface active properties and of the type of emulsifier. Food Chem 2015;183:190-6. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2015.03.035.
[310] Sørensen A-DM, Villeneuve P, Jacobsen C. Alkyl caffeates as antioxidants in O/W emulsions: impact of emulsifier type and endogenous tocopherols. Eur J Lipid Sci Technol 2017;119(6):1600276. https://doi.org/10.1002/ejlt.201600276.
[311] Hajfathalian M, Ghelichi S, Garcia-Moreno PJ, Moltke Sorensen AD, Jacobsen C. Peptides: production, bioactivity, functionality, and applications. Crit Rev Food Sci Nutr 2018;58(18):3097-129. https://doi.org/10.1080/ 10408398.2017.1352564.
[312] Lorenzo JM, Munekata PES, Gómez B, Barba FJ, Mora L, Pérez-Santaescolástica C, et al. Bioactive peptides as natural antioxidants in food products – A review. Trends Food Sci Technol 2018;79:136-47. https://doi.org/10.1016/j. tifs.2018.07.003.
[313] Zou TB, He TP, Li HB, Tang HW, Xia EQ. The structure-activity relationship of the antioxidant peptides from natural proteins. Molecules. 2016;21(1):72. https:// doi.org/10.3390/molecules21010072.
[314] Sun JZ, Kaur H, Halliwell B, Li XY, Bolli R. Use of aromatic hydroxylation of phenylalanine to measure production of hydroxyl radicals after myocardial ischemia in vivo. Direct evidence for a pathogenetic role of the hydroxyl radical in myocardial stunning. Circ Res 1993;73(3):534-49. https://doi.org/10.1161/01. res.73.3.534.
[315] Ospina-Quiroga JL, García-Moreno PJ, Guadix A, Guadix EM, AlmécijaRodríguez MDC, Pérez-Gálvez R. Evaluation of plant protein hydrolysates as natural antioxidants in fish oil-in-water emulsions. Antioxidants. 2022;11(8): 1612. https://doi.org/10.3390/antiox11081612.
[316] Liu Y, Qi Y, Wang Q, Yin F, Zhan H, Wang H, et al. Antioxidative effect of chlorella Pyrenoidosa protein hydrolysates and their application in krill oil-inwater emulsions. Mar Drugs 2022;20(6):345. https://doi.org/10.3390/ md20060345.
[317] Ghelichi S, Sørensen A-DM, García-Moreno PJ, Hajfathalian M, Jacobsen C. Physical and oxidative stability of fish oil-in-water emulsions fortified with enzymatic hydrolysates from common carp (Cyprinus carpio) roe. Food Chem 2017;237:1048-57. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2017.06.048.
[318] Olsen TH, Yesiltas B, Marin FI, Pertseva M, García-Moreno PJ, Gregersen S, et al. AnOxPePred: using deep learning for the prediction of antioxidative properties of peptides. Sci Rep 2020;10(1):21471. https://doi.org/10.1038/s41598-020-78319-w.
[319] Yesiltas B, García-Moreno PJ, Gregersen S, Olsen TH, Jones NC, Hoffmann SV, et al. Antioxidant peptides derived from potato, seaweed, microbial and spinach proteins: oxidative stability of 5% fish oil-in-water emulsions. Food Chem 2022; 385:132699. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.132699.
[320] Varona E, García-Moreno PJ, Gregersen Echers S, Olsen TH, Marcatili P, Guardiola F, et al. Antioxidant peptides from alternative sources reduce lipid oxidation in 5% fish oil-in-water emulsions ( pH 4 ) and fish oil-enriched mayonnaise. Food Chem 2023;426:136498. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2023.136498.
[321] García-Moreno PJ, Yesiltas B, Gregersen Echers S, Marcatili P, Overgaard MT, Hansen EB, et al. Recent advances in the production of emulsifying peptides with the aid of proteomics and bioinformatics. Curr Opin Food Sci 2023;51:101039. https://doi.org/10.1016/j.cofs.2023.101039.
[322] Pearson RG. Hard and soft acids and bases. J Am Chem Soc 1963;85(22):3533-9. https://doi.org/10.1021/ja00905a001.
[323] Irankunda R, Camaño Echavarría JA, Paris C, Stefan L, Desobry S, Selmeczi K, et al. Metal-chelating peptides separation using immobilized metal ion affinity chromatography: Experimental methodology and simulation. Separations. 2022;9 (11):370. https://doi.org/10.3390/separations9110370.
[324] Canabady-Rochelle LLS, Selmeczi K, Collin S, Pasc A, Muhr L, Boschi-Muller S. SPR screening of metal chelating peptides in a hydrolysate for their antioxidant properties. Food Chem 2018;239:478-85. https://doi.org/10.1016/j. foodchem. 2017.06.116.
[325] El Hajj S, Irankunda R, Camaño Echavarría JA, Arnoux P, Paris C, Stefan L, et al. Metal-chelating activity of soy and pea protein hydrolysates obtained after different enzymatic treatments from protein isolates. Food Chem 2023;405: 134788. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.134788.
[326] Guo L, Harnedy PA, O’Keeffe MB, Zhang L, Li B, Hou H, et al. Fractionation and identification of Alaska Pollock skin collagen-derived mineral chelating peptides. Food Chem 2015;173:536-42. https://doi.org/10.1016/j. foodchem. 2014.10.055.
[327] Chen D, Liu Z, Huang W, Zhao Y, Dong S, Zeng M. Purification and characterisation of a zinc-binding peptide from oyster protein hydrolysate. J Funct Foods 2013;5(2):689-97. https://doi.org/10.1016/j.jff.2013.01.012.
[328] Xie N, Huang J, Li B, Cheng J, Wang Z, Yin J, et al. Affinity purification and characterisation of zinc chelating peptides from rapeseed protein hydrolysates: possible contribution of characteristic amino acid residues. Food Chem 2015;173: 210-7. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2014.10.030.
[329] Schröder A, Laguerre M, Sprakel J, Schroën K, Berton-Carabin CC. Pickering particles as interfacial reservoirs of antioxidants. J Colloid Interface Sci 2020;575: 489-98. https://doi.org/10.1016/j.jcis.2020.04.069.
[330] Laguerre M, Sprakel JHB, Birtic S, Schroen CGPH, Berton-Carabin C, Schröder A. Emulsion comprising antioxidant particles. Naturex SA: Wageningen University; 2019.
[331] Zhou B, Gao S, Li X, Liang H, Li S. Antioxidant Pickering emulsions stabilised by zein/tannic acid colloidal particles with low concentration. Int J Food Sci Technol 2020;55(5):1924-34. https://doi.org/10.1111/ijfs.14419.
[332] Zou Y, Zhong J, Pan R, Wan Z, Guo J, Wang J, et al. Zein/tannic acid complex nanoparticles-stabilised emulsion as a novel delivery system for controlled release of curcumin. Int J Food Sci Technol 2017;52(5):1221-8. https://doi.org/ 10.1111/ijfs. 13380.
[333] Zhou FZ, Yan L, Yin SW, Tang CH, Yang XQ. Development of Pickering emulsions stabilized by gliadin/Proanthocyanidins hybrid particles (GPHPs) and the fate of lipid oxidation and digestion. J Agric Food Chem 2018;66(6):1461-71. https:// doi.org/10.1021/acs.jafc.7b05261.
[334] Peng LP, Tang CH. Outstanding antioxidant Pickering high internal phase emulsions by co-assembled polyphenol-soy beta-conglycinin nanoparticles. Food Res Int 2020;136:109509. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2020.109509.
[335] Hu J, Du P, Xu R, Deng W. Supersmall dendritic mesoporous silica Nanospheres as antioxidant Nanocarriers for Pickering emulsifiers. J Agric Food Chem 2021;69 (49):14893-905. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.1c03016.
[336] Lu X, Huang Q. Nano/submicrometer milled red Rice particles-stabilized Pickering emulsions and their Antioxidative properties. J Agric Food Chem 2020; 68(1):292-300. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.9b04827.
[337] Schröder A, Laguerre M, Tenon M, Schroën K, Berton-Carabin CC. Natural particles can armor emulsions against lipid oxidation and coalescence. Food Chem 2021;347:129003. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2021.129003.
[338] Ghorbani Gorji S, Smyth HE, Sharma M, Fitzgerald M. Lipid oxidation in mayonnaise and the role of natural antioxidants: A review. Trends Food Sci Technol 2016;56:88-102. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2016.08.002.
[339] Fadda A, Sanna D, Sakar EH, Gharby S, Mulas M, Medda S, et al. Innovative and sustainable technologies to enhance the oxidative stability of vegetable oils. Sustainability. 2022;14(2):849. https://doi.org/10.3390/su14020849.
[340] Savani P, Puthiyedath A, George S, Prasad PS, Annapure US. Evaluation of the sensory properties and antioxidant activity of clean rosemary extracts for an effective replacement of EDTA in mayonnaise. Appl Food Res 2023;3(1):100302. https://doi.org/10.1016/j.afres.2023.100302.
[341] Faustino M, Veiga M, Sousa P, Costa EM, Silva S, Pintado M. Agro-food byproducts as a new source of natural food additives. Molecules. 2019;24(6): 1056. https://doi.org/10.3390/molecules24061056.
[342] Mangiapelo L, Ianni F, Pagano C, Grispoldi L, Blasi F, Cenci-Goga B, et al. Role of apple pomace in the formulation of a novel healthy mayonnaise. Eur Food Res Technol 2023. https://doi.org/10.1007/s00217-023-04331-9.
[343] Kishk YFM, Elsheshetawy HE. Effect of ginger powder on the mayonnaise oxidative stability, rheological measurements, and sensory characteristics. Ann Agricult Sci 2013;58(2):213-20. https://doi.org/10.1016/j.aoas.2013.07.016.
[344] Altunkaya A, Hedegaard RV, Harholt J, Brimer L, Gökmen V, Skibsted LH. Oxidative stability and chemical safety of mayonnaise enriched with grape seed extract. Food Funct 2013;4(11):1647-53. https://doi.org/10.1039/C3FO60204D.
[345] Alnokkari A. Effect of vinegar on the oxidative stability of mayonnaise during its storage. J Chromatogr Sci 2023. https://doi.org/10.1093/chromsci/bmad036.
[346] Acharya P, Martins SIDFS, Der Maaten V, Vreeker R. EDTA-free mayonnaise and method for the production thereof. US 2015/0181914 A1.Google. Patents 2015.
[347] Khalid MU, Shabbir MA, Mustafa S, Hina S, Quddoos MY, Mahmood S, et al. Effect of apple peel as an antioxidant on the quality characteristics and oxidative stability of mayonnaise. Appl Food Res 2021;1(2):100023. https://doi.org/ 10.1016/j.afres.2021.100023.
[348] Honold PJ, Jacobsen C, Jónsdóttir R, Kristinsson HG, Hermund DB. Potential seaweed-based food ingredients to inhibit lipid oxidation in fish-oil-enriched mayonnaise. Eur Food Res Technol 2016;242:571-84. https://doi.org/10.1007/ s00217-015-2567-y.
[349] Raikos V, McDonagh A, Ranawana V, Duthie G. Processed beetroot (Beta vulgaris L.) as a natural antioxidant in mayonnaise: effects on physical stability, texture and sensory attributes. Food Sci Human Wellness 2016;5(4):191-8. https://doi. org/10.1016/j.fshw.2016.10.002.
[350] Lazăr S, Constantin OE, Horincar G, Andronoiu DG, Stănciuc N, Muresan C, et al. Beetroot by-product as a functional ingredient for obtaining value-added mayonnaise. Processes. 2022;10(2):227. https://doi.org/10.3390/pr10020227.
[351] Blejan AM, Nour V. Physico-chemical characteristics, sensory attributes and oxidative stability of soy Milk mayonnaise enriched in carotenoids from tomato by-products. Appl Sci 2023;13(12):7101. https://doi.org/10.3390/app13127101.
[352] Li C-Y, Kim H-W, Li H, Lee D-C, Rhee H-I. Antioxidative effect of purple corn extracts during storage of mayonnaise. Food Chem 2014;152:592-6. https://doi. org/10.1016/j.foodchem.2013.11.152.
[353] Azhagu Saravana Babu P, Aafrin B Vajiha, Archana G, Sabina K, Sudharsan K, Krishnan K Radha, et al. Polyphenolic and phytochemical content of Cucumis sativus seeds and study on mechanism of preservation of nutritional and quality outcomes in enriched mayonnaise. Int J Food Sci Technol 2016;51(6):1417-24. https://doi.org/10.1111/ijfs.13109.
[354] De Bruno A, Romeo R, Gattuso A, Piscopo A, Poiana M. Functionalization of a vegan mayonnaise with high value ingredient derived from the agro-industrial sector. Foods. 2021;10(11):2684. https://doi.org/10.3390/foods10112684.
[355] Vieira MR, Simões S, Carrera-Sánchez C, Raymundo A. Development of a clean label mayonnaise using fruit flour. Foods. 2023;12(11):2111. https://doi.org/ 10.3390/foods12112111.
[356] De Leonardis A, Macciola V, Iftikhar A, Lopez F. Antioxidant effect of traditional and new vinegars on functional oil/vinegar dressing-based formulations. Eur Food Res Technol 2022;248(6):1573-82. https://doi.org/10.1007/s00217-022-03986-0.
[357] Włodarczyk K, Tymczewska A, Rabiej-Kozioł D, Szydłowska-Czerniak A. Effect of black cumin cake extract, Octyl Caffeate, and active packaging on antioxidant properties of egg-free mayonnaise during storage. Appl Sci 2023;13(10):6245. https://doi.org/10.3390/app13106245.
[358] Feng J, Schroën K, Guyot S, Gacel A, Fogliano V, Berton-Carabin CC. Physical and oxidative stabilization of oil-in-water emulsions by roasted coffee fractions: Interface-and continuous phase-related effects. J Agric Food Chem 2023;71(11): 4717-28. https://doi.org/10.1021/acs.jafc.2c07365.
[359] De Leonardis A, Macciola V, Iftikhar A, Lopez F. Characterization, sensory and oxidative stability analysis of vegetable mayonnaise formulated with olive leaf vinegar as an active ingredient. Foods. 2022;11(24):4006. https://doi.org/ 10.3390/foods11244006.
[360] Martillanes S, Rocha-Pimienta J, Gil MV, Ayuso-Yuste MC, Delgado-Adámez J. Antioxidant and antimicrobial evaluation of rice bran (Oryza sativa L.) extracts in a mayonnaise-type emulsion. Food Chem 2020;308:125633. https://doi.org/ 10.1016/j.foodchem.2019.125633.
[361] Habinshuti I, Chen X, Yu J, Mukeshimana O, Duhoranimana E, Karangwa E, et al. Antimicrobial, antioxidant and sensory properties of Maillard reaction products (MRPs) derived from sunflower, soybean and corn meal hydrolysates. LWT. 2019; 101:694-702. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2018.11.083.
[362] Feng J, Berton-Carabin CC, Fogliano V, Schroën K. Maillard reaction products as functional components in oil-in-water emulsions: A review highlighting interfacial and antioxidant properties. Trends Food Sci Technol 2022;121: 129-41. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2022.02.008.
[363] Feng J, Berton-Carabin CC, Guyot S, Gacel A, Fogliano V, Schroën K. Coffee melanoidins as emulsion stabilizers. Food Hydrocoll 2023;139:108522. https:// doi.org/10.1016/j.foodhyd.2023.108522.
[364] Verzelloni E, Tagliazucchi D, Conte A. Relationship between the antioxidant properties and the phenolic and flavonoid content in traditional balsamic vinegar. Food Chem 2007;105(2):564-71. https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2007.04.014.
[365] Tagliazucchi D, Verzelloni E, Conte A. Contribution of melanoidins to the antioxidant activity of traditional balsamic vinegar during aging. J Food Biochem 2010;34(5):1061-78. https://doi.org/10.1111/j.1745-4514.2010.00349.x.
[366] Verzelloni E, Tagliazucchi D, Conte A. Changes in major antioxidant compounds during aging of traditional balsamic vinegar. J Food Biochem 2010;34(1):152-71. https://doi.org/10.1111/j.1745-4514.2009.00271.x.
[367] Verzelloni E, Tagliazucchi D, Conte A. From balsamic to healthy: traditional balsamic vinegar melanoidins inhibit lipid peroxidation during simulated gastric digestion of meat. Food Chem Toxicol 2010;48(8):2097-102. https://doi.org/ 10.1016/j.fct.2010.05.010.
[368] Smetana S, Pleissner D, Zuin Zeidler V. Waste to Food: Returning Nutrients to the Food Chain. Leiden, The Netherlands: Wageningen Academic; 2023. https://doi. org/10.3920/978-90-8686-929-9.
[369] Ribeiro TB, Voss GB, Coelho MC, Pintado ME. Chapter 33 – food waste and byproduct valorization as an integrated approach with zero waste: Future challenges. In: Bhat R, editor. Future foods. Academic Press; 2022. p. 569-96. https://doi.org/10.1016/B978-0-323-91001-9.00017-7.
[370] Socas-Rodríguez B, Álvarez-Rivera G, Valdés A, Ibáñez E, Cifuentes A. Food byproducts and food wastes: are they safe enough for their valorization? Trends Food Sci Technol 2021;114:133-47. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2021.05.002.
[371] Ahmed Z, Chen J, Tufail T, Latif A, Arif M, Ullah R, et al. Fundamental opportunities and challenges of nutraceutical noodles enriched with Agri-food byproducts. Trends Food Sci Technol 2024;143:104299. https://doi.org/10.1016/j. tifs.2023.104299.
[372] Amft J, Meissner PM, Steffen-Heins A, Hasler M, Stöckmann H, Meynier A, et al. Interlaboratory study on lipid oxidation during accelerated storage trials with rapeseed and sunflower oil analyzed by conjugated dienes as primary oxidation products. Eur J Lipid Sci Technol 2023;125(10):2300067. https://doi.org/ 10.1002/ejlt. 202300067.