إصابة نقص التروية-إعادة التروية: الآليات الجزيئية والأهداف العلاجية Ischemia-reperfusion injury: molecular mechanisms and therapeutic targets

المجلة: Signal Transduction and Targeted Therapy، المجلد: 9، العدد: 1
DOI: https://doi.org/10.1038/s41392-023-01688-x
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38185705
تاريخ النشر: 2024-01-08

إصابة نقص التروية-إعادة التروية: الآليات الجزيئية والأهداف العلاجية

منغ زانغ , تشيان ليو , هوي منغ , هونغشيا دوآن , شين ليو , جيان وو , في غاو , شيجون وانغ , روبين تان و جينشيانغ يوان

الملخص

تحدث إصابة نقص التروية-إعادة التروية (I/R) بشكل متناقض أثناء إعادة التروية بعد نقص التروية، مما يؤدي إلى تفاقم الضرر الأولي في الأنسجة. إن الفهم المحدود للآليات المعقدة التي تكمن وراء إصابة I/R يعيق تطوير تدخلات علاجية فعالة. يظهر مسار إشارة Wnt تداخلًا واسعًا مع مسارات أخرى متعددة، مما يشكل نظام شبكة من مسارات الإشارة المعنية في إصابة I/R. توضح هذه المقالة الاستعراضية الآليات الأساسية المعنية في إشارة Wnt، بالإضافة إلى التفاعل المعقد بين Wnt ومسارات أخرى، بما في ذلك Notch، كيناز الفوسفاتيديلينوزيتول 3/كيناز البروتين B، عامل النمو المحول- , عامل النسخ النووي كابا، بروتين تشكيل العظام، مستقبل N-methyl-D-aspartic acid-Ca -Activin A، بروتين مرتبط بـ Hippo-Yes، مستقبلات شبيهة بالجراثيم 4/مستقبلات إنترلوكين-1 المحتوية على محول تحفيز الإنترفيرون- , وعامل نمو الكبد/عامل الانتقال الظهاري-الميزانشيمي. على وجه الخصوص، نتعمق في مساهماتهم الخاصة في العمليات المرضية الرئيسية، بما في ذلك موت الخلايا المبرمج، الاستجابة الالتهابية، الإجهاد التأكسدي، إعادة تشكيل المصفوفة خارج الخلوية، تكوين الأوعية، تضخم الخلايا، التليف، الموت الحديدي، توليد الأعصاب، وتلف الحاجز الدموي الدماغي أثناء إصابة I/R. تكشف تحليلاتنا الشاملة للآليات المعنية في إشارة Wnt أثناء I/R أن تنشيط مسار Wnt التقليدي يعزز استعادة الأعضاء، بينما يؤدي تنشيط مسارات Wnt غير التقليدية إلى تفاقم الإصابة. علاوة على ذلك، نستكشف أساليب علاجية جديدة بناءً على هذه النتائج الآلية، مع دمج الأدلة من التجارب الحيوانية، والمعايير الحالية، والتجارب السريرية. الهدف من هذه المراجعة هو تقديم رؤى أعمق حول أدوار Wnt ومسارات الإشارة المتداخلة الخاصة بها في العمليات المعتمدة على I/R وعجز الأعضاء، لتسهيل تطوير عوامل علاجية مبتكرة لإصابة I/R.

نقل الإشارة والعلاج المستهدف (2024)9:12 ;https://doi.org/10.1038/s41392-023-01688-x

المقدمة

يمكن أن يكون لنقص تروية الأعضاء عواقب وخيمة مثل احتشاء عضلة القلب (MI) واحتشاء الدماغ، مما يؤدي إلى تلف الأنسجة غير القابل للإصلاح. يتم استخدام إعادة تروية الأنسجة لمنع المزيد من نقص التروية؛ ومع ذلك، في بعض الحالات، قد يؤدي ذلك إلى تفاقم الإصابة من خلال عملية تعرف بإصابة نقص التروية-إعادة التروية (I/R)، والتي يمكن أن تحدث في العديد من الأعضاء وتؤدي إلى اضطرابات إضافية، وعجز، وحتى الموت. تشارك عمليات مرضية متعددة في إصابات I/R، مثل تلف الخلايا (الموت المبرمج، النخر، والموت الحديدي)، الإجهاد التأكسدي، الاستجابة الالتهابية، انهيار الحاجز الدموي الدماغي (BBB)، إعادة تشكيل المصفوفة خارج الخلوية (ECM)، تكوين الأوعية، تضخم خلايا القلب، والتليف. تم تكريس أبحاث واسعة لفك تشفير الآليات والاستراتيجيات العلاجية المرتبطة بمسارات الإشارة المعنية في إصابة I/R. تشمل العديد من المسارات الرئيسية مثل Notch، كيناز الفوسفاتيديلينوزيتول 3-كيناز/كيناز البروتين B (PI3K/Akt)، عامل النمو المحول- (TGF- )، عامل النسخ النووي كابا (NF-кB)، بروتين تشكيل العظام (BMP)، مستقبل N-methyl-D-aspartic acid (NMDAR)-Ca -Activin A، بروتين مرتبط بـ Hippo-Yes (YAP)، مستقبلات شبيهة بالجراثيم 4/مستقبلات إنترلوكين-1
المحتوية على محول تحفيز الإنترفيرون- (TLR4/ TRIF) وعامل نمو الكبد/عامل الانتقال الظهاري-الميزانشيمي (HGF/c-Met)، وWnt، قد ظهرت كلاعبين رئيسيين في هذا السياق. الشكل 1a يوضح المعالم البحثية في استكشاف مسارات الإشارة أثناء إصابة I/R. من بين هذه المسارات، يعتبر مسار إشارة Wnt، الذي جذب الانتباه، يتكون من عدة فروع، حيث تعتبر Wnt التقليدية/ -كاتينين، Wnt غير التقليدية/PCP وWnt/ مسارات مهمة بشكل خاص لإصابة I/R. تشير الأدلة إلى أن فروعًا مختلفة من مسار Wnt تلعب أدوارًا متميزة في عمليات مرضية متنوعة. يتفاعل مسار Wnt مع مسارات إشارة رئيسية مختلفة، مما يخلق شبكة واسعة تنظم بشكل جماعي إصابة I/R كما هو موضح في الشكل 1b. أثناء إصابة I/R، يتفاعل مسار Wnt مع NF-кB أو إشارة HIF-1 a، مما ينظم الاستجابة الالتهابية والإجهاد التأكسدي. بالإضافة إلى ذلك، فإن التداخل بين مسار Wnt ومسارات الإشارة الأخرى، بما في ذلك Notch، PI3K/Akt، TGF- ، وNF-кВ، متورط في تنظيم الموت المبرمج. علاوة على ذلك، فإن التداخل بين إشارة Wnt/BMP متورط في تنظيم توليد الأعصاب، بينما التفاعل المباشر بين
الشكل 1 الشبكة المعقدة للإشارات في مسببات إصابة I/R. رسم بياني زمني للمعالم الرئيسية في أبحاث إصابة I/R: يكشف عن اكتشافات حاسمة ويؤكد على مسارات الإشارة المعقدة. تعقيد مسارات الإشارة في علم الأمراض لإصابة I/R. مشاركة إشارة Wnt والتداخل مع مسارات إشارة متنوعة في العملية المرضية لإصابة I/R: التأثير على إصابة الخلايا، الالتهاب، الأكسدة، التليف، توليد الأعصاب، اللدونة المشبكية، ونفاذية BBB عبر أحداث I/R. I/R نقص التروية-إعادة التروية، NF- عامل النسخ النووي- ، IPC التحضير الإقفاري المسبق، TGF- عامل النمو المحول- ، RIPC التحضير الإقفاري البعيد المدى، NMDAR مستقبل N-Methyl-DAspartate، ActA Activin A، IPOSTC التحضير الإقفاري بعد الإصابة، BMP بروتين تشكيل العظام، HIF- عامل التحفيز بسبب نقص الأكسجين- ، PI3K/Akt كيناز الفوسفاتيديلينوزيتول-3/كيناز البروتين B، HGF/c-Met مستقبل عامل نمو الكبد/عامل الانتقال الظهاري-الميزانشيمي، RIPOSTC التحضير الإقفاري البعيد المدى بعد الإصابة، YAP بروتين مرتبط بـ Yes، TLR4/TRIF مستقبلات شبيهة بالجراثيم 4/مستقبلات إنترلوكين-1 المحتوية على محول تحفيز الإنترفيرون- , BBB الحاجز الدموي الدماغي
NMDAR- -ActA وإشارة Wnt تعدل اللدونة المشبكية. علاوة على ذلك، فإن تداخل مسار Wnt مع Hippo-YAP، TGF- ، HGF/c-Met، NF-кB، ومسارات إشارة أخرى تنظم التليف في الأعضاء مثل القلب، الكلى، والكبد بعد إصابة I/R، مما قد يؤدي إلى نتائج سلبية. تشمل استراتيجيات العلاج الحالية التحضير الإقفاري المسبق، التحضير الإقفاري بعد الإصابة، والتحضير بالعقاقير (الشكل 1a). ومع ذلك، فإن التعقيد المعقد لإصابة I/R، إلى جانب
التداخلات بين مسارات الإشارة المختلفة، لا يزال يمثل تحديًا كبيرًا. لذلك، لا يزال هناك نقص في الإجماع في الأبحاث الحالية، مما يحد من تقدم استراتيجيات العلاج. تقدم هذه المقالة نظرة شاملة على التفاعل المعقد بين إشارة Wnt ومسارات الإشارة الأخرى في الشبكة المعقدة للإشارات المعنية في إصابة I/R (الشكل 1b). تشمل الأدلة دراسات أجريت على المرضى، بالإضافة إلى نتائج من تجارب حيوانية متنوعة و
الشكل 2 مسار إشارة Wnt والعلاج المستهدف للموت المبرمج، الالتهاب، والإجهاد التأكسدي أثناء إصابة I/R القلبية. أ مسار إشارة Wnt المعتمد على الموت المبرمج أثناء إصابة I/R القلبية. أثناء إصابة I/R القلبية، يؤدي تثبيط إشارة Wnt/ -كاتينين إلى تعزيز موت خلايا القلب. ومع ذلك، فإن أدوار مسارات إشارة Wnt غير التقليدية/PCP وWnt/Ca في إصابة I/R القلبية هي عكس ذلك. قد يؤدي تنشيط هذين المسارين من إشارة Wnt إلى تفاقم موت خلايا القلب من خلال تنشيط مسار JNK أو تحفيز زيادة الكالسيوم. ب إشارة Wnt المعتمدة على الالتهاب أثناء إصابة I/R القلبية. يحدث الموت الحديدي لخلايا القلب أثناء مرحلة نقص التروية، وتؤدي الإكسوزومات المستمدة من الخلايا الميتة حديديًا إلى تحويل ماكروفاجات M1 من خلال تنشيط مسار Wnt/ -كاتينين. أثناء مرحلة نقص التروية القلبية، يؤدي تنشيط Wnt/ -إشارات الكاتينين تعزز استقطاب البلعميات نحو النمط الظاهري M1 بينما تقمع النمط الظاهري M2، مما يؤدي في النهاية إلى تفاقم الاستجابة الالتهابية. زيادة تنظيم عوامل Wnt وعائلة DKK في البلعميات تحفز الالتهاب من خلال تنشيط Wnt/ -مسار إشارة الكاتين. خلال عملية إصابة نقص التروية، يحدث زيادة في تعبير RAGE في منطقة حدود الاحتشاء في خلايا القلب للفئران، مصحوبة بانخفاض في تعبير Wnt1 وDvl3. من خلال تثبيط Wnt/ -مسار إشارة الكاتينين، مما يؤدي إلى تعزيز الاستجابة الالتهابية، مما يزيد من موت خلايا القلب. بالإضافة إلى ذلك، فإن تنشيط مسار Wnt/PCP في البلعميات خلال المرحلة الإقفارية يزيد من تعبير السيتوكينات الالتهابية، مما يزيد من التهاب القلب. ج. الإجهاد التأكسدي الناتج عن إشارة Wnt خلال إصابة إقفارية في عضلة القلب. خلال مرحلة إقفار عضلة القلب، فإن تقليل مستوى بروتين Wnt يمنع Wnt/ -إشارات نقل -كاتين، مما يؤدي إلى زيادة نسخ CysC داخل الخلايا. التعبير المرتفع عن CysC يزيد من الإجهاد التأكسدي داخل الخلايا ويعزز توليد أنواع الأكسجين التفاعلية (ROS) مما يؤدي إلى موت خلايا القلب. ملاحظة: الخلفية الوردية تمثل المرحلة الإقفارية، بينما الخلفية الكريمية تمثل مرحلة إعادة التروية. ADMSCs-ex إكسوسومات معزولة من خلايا جذعية ميزانشيمية مشتقة من الدهون، sFRP-5 بروتين مرتبط بالفرازل السري، LRP بروتين مرتبط بمستقبلات البروتين الدهني منخفض الكثافة، ROR مستقبل كيناز التيروزين المعاد تركيبه مثل المستقبل اليتيم، RYK كيناز التيروزين المستقبلي، CaMKII كيناز البروتين المعتمد على الكالمودولين II، ROS أنواع الأكسجين التفاعلية، NOS سينثاز أكسيد النيتريك، RyR مستقبلات ريانودين، TNF- عامل نخر الورم- بروتين جذب المونوسيت MCP-1، APTBP ببتيد من بروتين عمود التونة، CysC سيستاتين C، mPTP ثقب الانتقال النفاذي الميتوكوندري، cyt c سيتوكروم c، iPS-CM وسط مشروط مشتق من خلايا جذعية متعددة القدرات المحفزة
نماذج الخلايا. بالإضافة إلى ذلك، من خلال توضيح الآليات الأساسية، نحدد الاستراتيجيات العلاجية السريرية وما قبل السريرية الحالية التي تستهدف مسار Wnt والشبكات المرتبطة بالإشارات (الشكل 1أ). بالنظر إلى الطبيعة المعقدة لتلف الأعضاء في إصابة نقص التروية/إعادة التروية، فإن استهداف مسارات الإشارات الشبكية أمر حاسم للتدخلات الفعالة. يجب أن تركز الدراسات المستقبلية على تطوير استراتيجيات تعدل هذه الإشارات المترابطة بفعالية للتخفيف من الآثار الضارة لتلف نقص التروية/إعادة التروية.

مسارات WNT وإصابة نقص التروية في الأعضاء

مسارات Wnt

مسار إشارة Wnt هو منظم أساسي مشاركة في أنشطة خلوية متنوعة، بما في ذلك التكاثر، التمايز، الهجرة، والتطور ويتكون من بروتينات الليغاند Wnt، ومستقبلات Wnt، وملحقات نقل الإشارة الأخرى مثل بروتينات المبعثرة (Disheveled، Dsh/Dvl). يمكن تقسيم المسار إلى فئتين بناءً على اعتماده على -كاتين، وهي المسارات الكلاسيكية وغير الكلاسيكية. حاليًا، تم تحديد 19 بروتينًا مختلفًا من عائلة Wnt، حيث يقوم بعضها بتنشيط المسار الكلاسيكي بشكل أساسي (Wnt1، Wnt2، Wnt3، Wnt3a، Wnt8a، Wnt8b، Wnt10a، وWnt10b) بينما يقوم البعض الآخر بتنشيط المسار غير الكلاسيكي بشكل أساسي (Wnt4، Wnt5a، Wnt5b، Wnt6، Wnt7a، Wnt7b، وWnt11). ومع ذلك، تشير الأدلة إلى أن بعض الروابط (مثل Wnt3a وWnt5a وWnt9b) تعمل في كل من المسارات الكلاسيكية وغير الكلاسيكية لـ Wnt. تعمل بروتينات فريزلد كمستقبلات رئيسية لإشارات ونت، وتعمل بالتعاون مع مستقبلات مساعدة مثل بروتين المستقبل المرتبط بالبروتين الدهني منخفض الكثافة 5/6 (LRP5/6) ومستقبلات كيناز التيروزين المساعدة مثل مستقبل كيناز التيروزين المعاد تركيبه (RYK) مثل المستقبل اليتيم 1/2 (ROR1/2) وRYK. في غياب ليفات Wnt، يتم استهداف -كاتينين للتدهور بواسطة “مجمع التدمير” الذي يتكون من أكسين، بروتين البوليبوز الأدينوماتي، كيناز الكازين 1أ، وكيناز الجليكوجين. (جي إس كي ومع ذلك، في وجود ربيطات Wnt، فإن Wnt/ يتم تنشيط مسار -كاتينين من خلال ارتباط الروابط بمستقبلات فريزدلز والمستقبل المساعد LRP5/6. ثم، -كاتين يتجمع في السيتوبلازم وينتقل إلى النواة حيث يرتبط بعامل خلايا T وعامل تعزيز اللمفاويات (TCF/LEF)، بدء نسخ جينات الهدف downstream لـ Wnt. على العكس من ذلك، يعمل مسار إشارة Wnt غير الكنسي بشكل مستقل عن -كاتينين ويشمل مسار Wnt/استقطاب الخلايا المسطحة (PCP) وWnt/Ca مسارات كلاهما يتم تفعيله عندما ترتبط جزيئات Wnt بمستقبلات Frizzled وبروتينات ROR1/2. في مسار Wnt/PCP، يؤدي تنشيط بروتينات G الصغيرة Rho أو Rac1 إلى
تنشيط كيناز جين c-Jun N-terminal (JNK)، الذي يلعب بدوره دورًا حاسمًا في إعادة ترتيب الهيكل الخلوي للأكتين وتنظيم قطبية الخلايا وتعزيز الهجرة. في مسار Wnt/ المسار، يؤدي تنشيط PLC إلى إنتاج IP3، مما يؤدي إلى زيادة كبيرة في داخل الخلية المستويات. هذا يؤدي إلى تفعيل الجزيئات الفعالة المعتمدة على -، بما في ذلك كيناز البروتين المعتمد على الكالمودولين II (CaMKII)، وكيناز البروتين-C (PKC)، وكالكينورين، وعامل النسخ للخلايا التائية المنشطة (NFAT) لبدء نسخ الجينات المرتبطة بـ الإشارات المتعلقة.
مسارات Wnt خلال إصابة نقص التروية القلبية في علاج أمراض القلب والأوعية الدموية، مثل تصلب الشرايين، مرض الشريان التاجي، احتشاء عضلة القلب، عدم انتظام ضربات القلب، تضخم عضلة القلب، وفشل القلب، فإن إعادة تروية عضلة القلب في الوقت المناسب من خلال التحلل الخثاري أو العلاج بالتدخل التاجي عن طريق الجلد أمر بالغ الأهمية. يمكن أن ينقذ عضلة القلب القابلة للحياة، ويحد من مدى احتشاء العضلة القلبية، ويحافظ على وظيفة الانقباض البطيني الأيسر، ويمنع فشل القلب. خلال هذه الفترة، يحدث غالبًا إصابة نقص التروية، مما يؤدي إلى آثار ضارة متنوعة على القلب. مسار إشارة Wnt، الذي كان متورطًا في تطوير القلب في المراحل المبكرة وعادة ما يكون غير نشط في الظروف العادية، يلعب دورًا مهمًا في الأمراض القلبية الوعائية. في سياق إصابة عضلة القلب الناتجة عن نقص التروية، يتم تفعيل مسار Wnt في عمليات مختلفة مرتبطة بنقص التروية، بما في ذلك موت الخلايا المبرمج، استجابات التهابية، إجهاد مؤكسد، إعادة تشكيل المصفوفة extracellulaire، تكوين الأوعية الدموية، تضخم القلب، وتليف. أنواع مختلفة من الخلايا داخل القلب، مثل خلايا السلف القلبية، خلايا العضلة القلبية، الخلايا الليفية، الخلايا البطانية، الإيبيكارديوم، خلايا العضلات الملساء، الخلايا الدهنية، والبلعميات، تلعب أدوارًا رئيسية في إصابة القلب من خلال التواصل بين الخلايا، حيث تعمل مسار إشارة Wnt كمنظم مركزي. مع الزيادة المتزايدة في انتشار أمراض القلب والأوعية الدموية بسبب شيخوخة السكان، فإن معالجة خطر تلف الأعضاء المرتفع الناتج عن نقص التروية القلبية هو أمر في غاية الأهمية.
الموت الخلوي. نقص التروية القلبية يمنع Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين وزيادة تنظيم موت الخلايا المبرمج؛ في حين أن Wnt/PCP وWnt/Ca تم الإشارة أيضًا إلى أن مسارات الإشارة متورطة في تفعيل الاستماتة (الشكل 2أ).
في عضلة القلب للفئران التي تعرضت للإقفار/إعادة التروية (I/R) وخلايا H9C2 التي تعرضت لنقص الأكسجين/إعادة الأكسجة (H/R)، تم ملاحظة زيادة ملحوظة في التعبير عن miR تمت ملاحظته، مما أعاق مسار Wnt/ -إشارة الكاتينين عن طريق تقليل تعبير Wnt1. وبالتالي، فإن تعبير β-catenin، السيكلين D1، C-myc، ونسبة Bcl-2/Bax كانت

تم تنظيمه بشكل سلبي، بينما نسبة الكاسبيز 3 المقسوم و p-GSK جي إس كي تم تنظيمه بشكل إيجابي. أدت هذه التغييرات في النهاية إلى زيادة المنطقة الإقفارية ومعدل موت خلايا القلب في الفئران المعرضة للإقفار/إعادة التروية. وجد زانغ وآخرون أن AZIN1-AS1 كان منخفضًا بشكل ملحوظ وmiR-6838-5p كان مرتفعًا بشكل ملحوظ في عضلة القلب لفئران الإقفار القلبي/إعادة التروية وخلايا H9C2 المعرضة للاحتشاء/إعادة التروية؛ وقد أدى هذا الخلل في التنظيم في النهاية إلى انخفاض تعبير Wnt3a، مما أدى بدوره إلى تثبيط Wnt/ إشارات بيتا-كاتينين واستحثاث الموت الخلوي. بالإضافة إلى ذلك، أظهر كوي وآخرون أن
تثبيط Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين في عضلة القلب للفئران المعرضة للإقفار/إعادة التروية خلايا R H9c2، التي تم تحفيزها من خلال تقليل تعبير Wnt3a، عززت موت خلايا القلب.
داخل مسار إشارة Wnt غير الكنسي، بروتين sFRP-5 المرتبط بالفروزيليد المفرز يعمل كمانع خارج خلوي يتعارض مع مسار الإشارة الذي يتوسطه Wnt5a. JNK، وهو مكون أساسي في إشارة Wnt/PCP، يتم تنشيطه عبر المسار غير الكنسي لـ Wnt. بعد علاج I/R، تم تقليل نسخ sFRP-5 في الدهون المحيطة بالقلب لـ
الشكل 3 مسار إشارة Wnt والعلاج المستهدف في إعادة تشكيل ECM، وتكوين الأوعية، وتضخم القلب، والتليف خلال إصابة نقص تروية القلب. أ إعادة تشكيل ECM بواسطة إشارة Wnt خلال إصابة نقص تروية القلب. خلال مرحلة نقص تروية القلب، يحدث تنشيط كبير لمسار Wnt/ -كاتينين في الخلايا البطانية، مما يؤدي إلى تعزيز التحول الظهاري. تكوين الأوعية الدموية المعتمد على إشارات Wnt خلال إصابة نقص التروية القلبية. خلال مرحلة نقص التروية القلبية، Wnt/ يتم تنشيط إشارة -كاتينين في خلايا البطانة الوعائية، مما يؤثر على تكاثر وهجرة هذه الخلايا خلال عملية تكوين الأوعية الجديدة. وعلى العكس، في منطقة الاحتشاء لدى الفئران المصابة بنقص التروية، تعمل تنشيط المسار الكلاسيكي Wnt على كبح تكوين الأوعية القلبية. NP12، مثبط ألوستيري لـ GSK-3 يعزز تكوين الأوعية الدموية القلبية من خلال تنشيط Wnt/ -إشارات الكاتين. بالإضافة إلى ذلك، فإن نقص GR ينشط Wnt/ -إشارات الكاتين، مما يؤدي إلى زيادة تنظيم السيكلين D1 وفي النهاية تعزيز تكوين الأوعية الدموية القلبية. علاوة على ذلك، يساهم تنشيط Wnt/PCP في تكوين الأوعية الدموية خلال إصابة نقص تروية القلب. ج – تضخم القلب الناتج عن مسار إشارات Wnt خلال إصابة نقص تروية القلب/إعادة التروية. خلال مرحلة نقص تروية القلب، يحفز Wnt5a تنشيط إشارات Wnt/PCP من خلال فسفرة JNK، مما يؤدي بعد ذلك إلى تضخم خلايا عضلة القلب. في نموذج خط خلايا عضلة القلب البشرية AC16 لإصابة نقص تروية القلب/إعادة التروية، Wnt/ -ت signaling يتم تثبيطه، وهذا التثبيط يعزز بشكل تآزري تضخم عضلة القلب بالتعاون مع إشارة YAP. د تليف ناتج عن إشارة Wnt خلال إصابة نقص تروية عضلة القلب. خلال مرحلة نقص تروية عضلة القلب، يتم زيادة تعبير Wnt1، مما يؤدي إلى تنشيط Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين في الخلايا الليفية القلبية. تؤدي هذه التنشيط إلى تكاثر الخلايا الليفية وتساهم في النهاية في إصلاح القلب. كان تعبير miR-145 أقل في مرحلة نقص تروية عضلة القلب. يؤدي انخفاض تنظيم miR-145 إلى استهداف SOX9 مباشرة في الخلايا الليفية، مما يؤدي إلى تليف القلب عن طريق تنشيط Wnt/ -إشارات الكاتين. كل من PRELP و S100A4/FSP1 يعززان تليف عضلة القلب من خلال تنشيط Wnt/ -إشارات الكاتين. من ناحية أخرى، يقوم مضاد Wnt sFRP-4 بتقليل تليف عضلة القلب عن طريق تثبيط Wnt/ -إشارات الكاتين. بالإضافة إلى ذلك، يقوم ALDH2 بتثبيط تليف عضلة القلب عن طريق تثبيط Wnt/ -إشارات الكاتين. ملاحظة: الخلفية الوردية تمثل المرحلة الإقفارية، بينما تمثل الخلفية الكريمية مرحلة إعادة التروية. EMT الانتقال الوعائي-المتوسط، GR مستقبل الجلوكوكورتيكويد، sFRP بروتين فريزلد المرتبط بالإفراز، LRP بروتين مرتبط بمستقبلات البروتين الدهني منخفض الكثافة، ROR مستقبل كيناز التيروزين المعاد التركيب مثل المستقبل اليتيم، RYK كيناز التيروزين المستقبلي، YAP بروتين مرتبط بـ Yes، MYH7 سلسلة الميوسين الثقيلة 7، BNP الببتيد الناتريوي الدماغي، END1 الإندوتيلين 1، SOX9 صندوق تحديد الجنس Y 9، FSP1 بروتين محدد للأرومة الليفية 1، PRELP بروتين غني بالتكرارات من نوع البرولين/الأرجينين.
فئران نشطت البلعميات في القلب المصاب. هذه التنشيط زاد بعد ذلك من تعبير Wnt5a، وزاد من فسفرة JNK، ورفع مستويات تعبير السيتوكينات الالتهابية IL-1. و TNF-α، بالإضافة إلى الكيميائيات MCP1، التي عززت في النهاية موت خلايا القلب عبر تنشيط مسار Wnt/PCP.
أظهر زو وآخرون أن مستويات بروتين Wnt5a وFrizzled2 كانت مرتفعة، بالإضافة إلى زيادة تركيز الكالسيوم داخل الخلايا في عضلة القلب لفئران الإقفار القلبي/إعادة التروية وخلايا H9C2 تحت ظروف نقص الأكسجين/إعادة التروية. لقد تم افتراض أن Wnt/ المسار يتوسط تراكم ويعزز موت الخلايا المبرمج. في الواقع، التحميل الزائد خلال نقص التروية القلبية يحفز إنتاج الكاسبيز 8، والجذور الحرة للأكسجين، وأكسيد النيتريك، مما يغير البيئة الأكسدة والاختزال لبروتينات قنوات الكالسيوم وناقلاتها. لذلك، فإن المرتبط بـ Wnt ت undergo سلسلة من التغيرات خلال نقص التروية القلبية/الإعادة التروية، بما في ذلك التعديل الأكسدي، والفوسفاتة، والنيتروسيلة، مما يؤدي إلى الفتح غير الطبيعي لقنوات مستقبلات الرايانودين الانبساطية، مما يؤدي إلى إعادة تشكيل البطين، وعدم انتظام ضربات القلب، وفشل القلب في وقت غير مناسب.
تشير هذه النتائج إلى أن استهداف الجزيئات العليا في مسار إشارة Wnt أو Wnt نفسه يمكن أن يمنع موت الخلايا المبرمج ويخفف من إصابة عضلة القلب في حالة نقص التروية/إعادة التروية من خلال عكس إشارة Wnt (الشكل 2أ). على سبيل المثال، استهداف أو miR-6838-5p، أو إضافة بروتين Wnt3a قبل أن يتم الإبلاغ عن نقص الأكسجين بأنه يثبط موت خلايا القلب عن طريق زيادة تنظيم Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين. استخدم كوي وآخرون الإكسوزومات المستمدة من الخلايا الجذعية الميزانشيمية المشتقة من الدهون (ADMSC-ex) لعلاج نقص التروية القلبية. هذه الإكسوزومات زادت من تعبير Wnt3a و p-GSK-3 (Ser9)، و -كاتينين، ونت المنشط/ -إشارات بيتا-كاتينين، زادت من تعبير Bcl-2 وcyclin D1، inhibited تعبير Bax ونشاط الكاسبيز 3، عارضت موت خلايا القلب الناتج عن نقص التروية/إعادة التروية، وزادت من معدلات بقاء الخلايا. بدلاً من ذلك، تم الإبلاغ عن أن العلاج ببروتين sFRP-5 المؤتلف ومثبط JNK SP600125 يمنع موت الخلايا المبرمج عن طريق تقليل إشارات Wnt/PCP.
استجابة التهابية. يمكن أن يؤدي الارتفاع الشديد في موت الخلايا خلال فترة قصيرة إلى تحفيز استجابة التهابية وتنشيط مسارات إصلاح الخلايا. تعمل الالتهابات كاستجابة خلوية تكيفية للإصابة. تلعب المسارات الالتهابية المناعية دورًا مهمًا في إصابة القلب وإصلاحه. ومع ذلك، يمكن أن تتسبب الاستجابات الالتهابية المفرطة في أضرار شديدة ودائمة لخلايا عضلة القلب. لقد برز مسار إشارة Wnt كمنظم رئيسي للاستجابات الالتهابية في إصابة عضلة القلب، لا سيما في نماذج احتشاء عضلة القلب الحاد (AMI).
لقد أظهرت الدراسات أن نقص تروية عضلة القلب ينشط مسار Wnt/ -إشارات الكاتينين لتعزيز الاستجابات الالتهابية؛ ومع ذلك، فقد أفادت دراسات متناقضة أن تثبيط Wnt/ تشير إشارات -كاتينين إلى تعزيز مثل هذه الاستجابات. ومع ذلك، هناك أيضًا أدلة على أن تنشيط إشارة Wnt غير الكانونية يعزز الاستجابات الالتهابية. (الشكل 2ب).
بعد الإصابة بالاحتشاء، تلعب البلعميات أدوارًا مميزة في إعادة تشكيل البطين الأيسر. إن استقطاب البلعميات وتصنيفها أمران حاسمان لأدوارها المتنوعة في وظيفة المناعة. إن عدم التوازن بين نشاطات البلعميات المؤيدة للالتهاب (M1) والبلعميات المضادة للالتهاب (M2) يعكس الحالة الالتهابية للبيئة الدقيقة للأنسجة القلبية المحلية. في مرحلة MI المرحلة 1 (مرحلة الالتهاب، أي، 1-4 أيام بعد الاحتشاء الماكروفاجات المستقطبة في منطقة الاحتشاء هي في الغالب من نوع M1، والتي تفرز عوامل مؤيدة للالتهاب مثل TNFa و IL1. IL6 و IL10 لإزالة الحطام الخلوي؛ في المرحلة الثانية من MI (مرحلة الإصلاح، أي، في الفترة من 5 إلى 7 أيام بعد الاحتشاء)، يتم استقطاب الخلايا البلعمية M2 بشكل رئيسي في منطقة الاحتشاء. تساعد تحويل الخلايا البلعمية في تعزيز تراجع الالتهاب وإصلاح عضلة القلب التالفة. ومع ذلك، فإن التحفيز المستمر لاستقطاب نمط الخلايا البلعمية M1 يؤدي إلى تفاقم الاستجابة الالتهابية من خلال إفراز IFN- , مما يؤدي إلى موت خلايا القلب الميوكاردية وتدهور المصفوفة خارج الخلوية. ، مما يؤدي إلى تفاقم إصابة عضلة القلب.
علاوة على ذلك، يمكن أن تعزز كل من مسارات إشارة Wnt الكنسية وغير الكنسية استقطاب البلعميات نحو النمط الظاهري M1 وتثبط استقطاب النمط الظاهري M2. لذلك، قد يؤدي تنشيط إشارة Wnt في خلايا القلب بعد نقص التروية إلى تحفيز موت الخلايا بطريقة تعتمد على البلعميات، مما يؤدي في النهاية إلى تفاقم إصابة عضلة القلب (الشكل 3ب). Wnt/ يتم تنشيط إشارات -كاتينين بواسطة الاستجابة الالتهابية خلال نقص التروية. أظهر سان وآخرون أن محتوى المالونديالديهايد و زاد تركيزه في قلوب الفئران بشكل ملحوظ بعد احتشاء العضلة القلبية، بينما تم تنظيم تعبير علامة القابلية للاحتشاء NOS2 بشكل مرتفع وتم تنظيم علامة الاستقطاب M2 IL-10 بشكل منخفض في البلعميات. اقترح المؤلفون أن موت الخلايا العضلية القلبية بالحديد يحدث خلال مرحلة الإقفار، مصحوبًا باستقطاب البلعميات نحو النمط الظاهري M1، وأكدوا أن خلايا HL-1 المعرضة لنقص الأكسجين تمر بموت الخلايا بالحديد في المختبر وأن الإكسوزومات المستمدة من خلايا HL-1 الميتة بالحديد تحفز تحول البلعميات M1 في خلايا RAW264.7 عن طريق تنشيط مسار Wnt/ مسار -كاتينين.
باستخدام نموذج إقفار الفئران، أظهرت دراسة سابقة أن تم تنشيط الإشارات المتوسطة بواسطة -كاتينين
في البلعميات القلبية، خاصة في الأنماط الفرعية المؤيدة للالتهاب. أكدت التجارب في المختبر أن أظهر تنشيط -كاتينين، ومسار الإشارات المرتبط به، نشاطًا مؤيدًا للالتهابات في خط خلايا البلعميات الفأرية RAW264.7 عند نقله بواسطة فيروس لنتي.
تزداد تعبيرات بروتينات Wnt وأعضاء عائلة DKK بشكل ملحوظ في البلعميات بعد احتشاء العضلة القلبية. يمكن أن يُعزى تنشيط -Catenin إلى هذه الزيادة في تعبير ليغاند Wnt، على الرغم من أن العوامل الدقيقة المعنية في هذه العملية لم يتم تحديدها بعد. يرتبط تعبير المستقبلات المرتبطة بمنتجات الجليكشن المتقدمة بهجرة الخلايا، والتكاثر، والالتهاب، وإصابة نقص التروية/إعادة التروية. حدد بارك وآخرون أن RAGE كان مرتفعًا، بينما كان Wnt1 وDvl3 منخفضين عند حافة الاحتشاء في خلايا عضلة القلب للفئران المعرضة للإقفار/إعادة التروية، مما يعزز الاستجابة الالتهابية ويزيد من موت خلايا عضلة القلب عن طريق تثبيط Wnt/ مسار -كاتينين.
تشير الدراسات أيضًا إلى أن Wnt5a يلعب دورًا في الجهاز المناعي ويزداد تنظيمه في البلعميات المنشطة. وجد باليفسكي وآخرون أن تعبير الليغاندات Wnt، مثل Wnt5a وWnt11، قد زاد بشكل ملحوظ في البلعميات عند النقائل خلال احتشاء العضلة القلبية في الفئران، بينما ظلت مستويات تعبير -كاتين غير متغيرة خلال احتشاء العضلة القلبية. افترض المؤلفون أن الإشارات غير الكانونية لوينت، بدلاً من الإشارات الكانونية لوينت، يتم تنشيطها في البلعميات في مواقع الاحتشاء. بعد الإصابة القلبية في الفئران، زادت تعبير pJNK في البلعميات عند الحافة الإقفارية، وتم تنشيط مسار Wnt/PCP، وWnt/ تم تقليل مسار -كاتين، مما عزز تحول خلايا النخاع إلى حالة مؤيدة للالتهابات، مما زاد من تفاقم احتشاء العضلة القلبية. بينما يتم التعبير عن Wnt5a في خلايا القلب العضلية، أظهرت دراسات زراعة الخلايا في المختبر أن Wnt5a المستمد من البلعميات قد نشط المسار غير التقليدي لـ Wnt/ مسار الإشارة عبر CaMKII وNFAT المنشط خلال الإنتان. هذا المسار الإشاري يحفز تعبير العوامل المؤيدة للالتهابات، مثل IL-1 وIL-6 وIL-8 وMIP-1، ويعزز تنشيط البلعميات الالتهابية.
بشكل عام، تشير هذه النتائج إلى أن استهداف مكونات إشارة Wnt العليا أو Wnt نفسه يمكن أن يثبط الاستجابة الالتهابية من خلال عكس مسار إشارة Wnt (الشكل 2ب). إن الإفراط في التعبير عن عامل تثبيط Wnt 1 بواسطة فيروس مرتبط بالعدوى يثبط تنشيط إشارة Wnt غير الكلاسيكية، مما يقلل من تعبير IL-1b وIL-6، ويؤثر بشكل مضاد للالتهابات في نسيج القلب بعد احتشاء عضلة القلب الحاد. لمنع التعبير عن RAGE الناتج عن نقص التروية/إعادة التروية، استخدم بارك وزملاؤه حمض الديوكسيكوليك المعدل مع بولي إيثيلين أمين كحامل لإدخال siRNA المستهدف لـ RAGE إلى عضلة القلب. أدى علاج خلايا عضلة القلب للفئران المعرضة لنقص التروية/إعادة التروية (خلايا H9C2) بهذا المركب PEI-DA/siRAGE إلى تقليل التعبير عن السيتوكينات الالتهابية IL-6 وTNF-a، وتقليل موت خلايا عضلة القلب، وكبح تسلل/تكاثر غير خلايا عضلة القلب، مما أدى إلى تأثيرات مضادة للموت الخلوي ومضادة للالتهابات عبر مسار Wnt/ تنشيط -كاتينين.
Wntless (WIs) هو بروتين متعدد القنوات عبر الغشاء محفوظ يعزز إفراز ليفات Wnt. في نموذج الفأر مع تم حظر إشارة Wnt في البلعميات القلبية خلال نقص التروية، وتم تثبيط الانتقال الذي تسببه إشارة Wnt نحو النمط الظاهري M1، مما أدى إلى تراكم البلعميات الشبيهة بـ M2 في منطقة احتشاء العضلة القلبية. الفئران التي تفتقر إلى WIs لديها إعادة تشكيل قلبي أقل وتحسن في وظيفة القلب بعد احتشاء العضلة القلبية بسبب التأثيرات المضادة للالتهابات، وتعزيز الإصلاح، وتكوين الأوعية الدموية للبلعميات M2. تظل البيانات حول ما إذا كان يتم تنشيط إشارات Wnt الكنسية أو غير الكنسية في البلعميات القلبية للفئران المصابة بنقص التروية غير متسقة. يمكن أن يُعزى ذلك إلى نماذج البحث المختلفة المستخدمة. في الواقع، تشير الدراسات الحية عادةً إلى أن تنشيط إشارة Wnt غير الكانونية يؤدي إلى استقطاب البلعميات، بينما تشير الدراسات في المختبر غالبًا إلى تنشيط إشارة Wnt الكلاسيكية
في استقطاب البلعميات. بالإضافة إلى ذلك، حتى عند استخدام نماذج in vivo، تختلف النتائج اعتمادًا على المناطق المرضية المعنية. على سبيل المثال، في المنطقة غير المصابة من القلب، يكون إشارات Wnt التقليدية هي السائدة، بينما في منطقة الاحتشاء، تكون إشارات Wnt غير التقليدية أكثر بروزًا. لذلك، قد تكون المسار الإشاري الرئيسي الذي ينظم استقطاب البلعميات داخل منطقة الاحتشاء خلال نقص التروية/إعادة التروية هو المسار الإشاري غير الكلاسيكي لوينت.
الإجهاد التأكسدي. نقص تروية القلب يؤدي إلى Wnt/ تثبيط إشارات -كاتينين، زيادة الإجهاد التأكسدي، وأضرار إضافية لعضلات القلب (الشكل 2c).
في خلايا القلب لالفئران المصابة بنقص التروية، يتم تقليل تعبير بروتين Wnt وWnt/ إشارات بيتا-كاتينين مثبطة. كما أن عندما يتم تحلل -كاتينين في السيتوبلازم، لا يمكنه دخول النواة، مما يمنع تثبيط نسخ السيتوكروم ج (cyt c). الزيادة المقابلة في السيتوكروم c تزيد من الإجهاد التأكسدي داخل الخلايا وتساهم في زيادة أنواع الأكسجين التفاعلية داخل الخلايا (ROS). بدوره، فإن هذا الإنتاج المفرط للجذور الحرة للأكسجين يزيد من نفاذية قنوات نقل الغشاء الميتوكوندري، وفقدان جهد الغشاء الميتوكوندري، وإطلاق السيتوكروم c، مما يؤدي في النهاية إلى تحفيز موت خلايا القلب. حدد قوه وآخرون أن مسار Wnt/ تم تثبيط مسار -كاتينين بشكل مشابه في خلايا H9C2 الإقفارية، مما يؤدي أيضًا إلى الإجهاد التأكسدي.
تشير هذه النتائج إلى أن استهداف الجزيئات العليا في مسار إشارة Wnt أو معالجة Wnt مباشرة يمكن أن يعكس آثار إشارة Wnt ويقلل من الضرر التأكسدي (الشكل 2c). وبالمثل، تم الإبلاغ عن أن إعطاء Wnt3a الخارجي ينشط Wnt/ مسار -كاتينين وتثبيط الإجهاد التأكسدي. بالإضافة إلى ذلك، يمكن للببتيد المستمد من بروتين عمود التونة (APTBP)، المعروف بخصائصه المضادة للأكسدة، أن يلتقط الجذور الحرة. تحت ظروف نقص التروية وإصابة إعادة التروية، يقوم APTBP بإزالة الجذور الحرة للأكسجين، ويستعيد نشاط مسار Wnt/ -كاتينين بطريقة تعتمد على الجرعة، يحمي الميتوكوندريا من الإجهاد التأكسدي، ويحافظ على وظيفة عضلة القلب. بدلاً من ذلك، حدد غوان وآخرون أن تزويد خلايا H9C2 بوسط مشروط مشتق من خلايا جذعية متعددة القدرات المحفزة زاد من تنظيم Wnt/ إشارات -كاتين، عززت تكاثر خلايا القلب، وأعاقت الإجهاد التأكسدي وشيخوخة الخلايا.
إعادة تشكيل ECM. Wnt/ تم تنشيط مسار إشارة -كاتينين في عضلة القلب للفئران المصابة بنقص التروية ويعزز إعادة تشكيل المصفوفة خارج الخلوية (الشكل 3أ).
بعد أربعة أيام من التجربة تم تنظيم -كاتينين بشكل مرتفع وWnt/ تم تعزيز إشارات -كاتينين بشكل ملحوظ في خلايا الأوعية الدموية تحت الإيبيكارديال في الفئران والخلايا الميزنشيمية التي تعبر عن الأكتين العضلي الأملس. وبالمثل، في خلايا البطين الناضجة بعد احتشاء العضلة القلبية، يحدث الانتقال النووي لـ تم العثور على أن -كاتينين، وزيادة منظمات استجابة إشارات Wnt التقليدية، وتفعيل إشارات Wnt التقليدية تثبط علامات البطانة، وتسبب في ظهور أنماط ميزانشيمية، وتزيد من علامات العضلات الملساء والليفية العضلية، والتي قد تكون متورطة في تكوين الأوعية الدموية والتليف. وبالتالي، Wnt/ قد يكون إشارات -كاتينين متورطة في إصلاح الأنسجة القلبية من خلال الانتقال الوعائي-الميزانشيمي (EMT) خلال احتشاء عضلة القلب (الشكل 3أ).
تكوين الأوعية الدموية. خلال نقص التروية القلبية، Wnt/ تنشيط مسار -كاتينين يعزز تكوين الأوعية الدموية، على الرغم من أن بعض الدراسات قد أفادت بأن تنشيط هذا المسار يثبط تكوين الأوعية الدموية. بالإضافة إلى إشارات Wnt التقليدية، فإن تنشيط مسار Wnt/PCP غير التقليدي مفيد لتكوين الأوعية الدموية (الشكل 3ب).
يمكن أن تصلح تكوين الأوعية الدموية الإصابة الناتجة عن إصابة نقص التروية وتخفف من موت الخلايا. هناك أدلة على التوطين داخل الخلايا لـ -كاتينين يشير إلى Wnt/ تشترك إشارات -كاتين في تكاثر وهجرة خلايا بطانة الأوعية الدموية خلال تكوين الأوعية الجديدة. حدد بلانكستين وآخرون أن تم التعبير عن بروتين -كاتينين في الأوعية الدموية الجديدة وخلايا بطانة الأوعية الأصلية.
داخل المنطقة المتعفنة بعد أسبوع من احتشاء القلب؛ بالإضافة إلى ذلك، تعبير البروتين الموجود في أعلى مسار Wnt/ تم تنظيم مسار -كاتينين، DVL1، بشكل مفرط في قلب الجرذ المصاب بالنوبة القلبية. تخيل المؤلفون أن مسار Wnt/ تم تنشيط مسار إشارة -كاتينين في خلايا البطانة الوعائية في المنطقة المتضررة بعد نقص التروية، مما يؤثر على تكاثر وهجرة خلايا البطانة الوعائية خلال تكوين الأوعية الجديدة. في فئران AMI، تم تنشيط مسار Wnt الكلاسيكي في منطقة الاحتشاء، تراكم -كاتينين في خلايا الأوعية الدموية القلبية، وانخفضت كثافة الشعيرات الدموية في الندبة الإقفارية، وتفاقمت أضرار وظيفة القلب.
أثبت وانغ وآخرون أنه بعد ربط الشريان التاجي الأمامي الأيسر (LAD)، انخفض تعبير Wnt11 في نسيج القلب لدى الجرذان بشكل ملحوظ بطريقة تعتمد على الوقت، بينما زاد حجم الاحتشاء؛ بعد إعادة تدفق الدم، تم أيضًا ملاحظة تكوين أنابيب شبيهة بالشعيرات الدموية وتكوين الأوعية الدموية بواسطة خلايا بطانة الوريد السري البشري. افترض المؤلفون أن تنشيط مسار Wnt11/PCP غير النمطي يزيد من تكوين الأوعية الدموية ويحسن من وظيفة القلب.
تشير هذه النتائج إلى أن استهداف مسار إشارة Wnt يمكن أن يعزز تجديد الأوعية الدموية بعد إصابة القلب الناتجة عن نقص التروية (الشكل 3ب). GSK-3 المثبط الألوستيري NP12، الذي يثبت -كاتينين وينشط مسار إشارة ونت، يعزز تكوين الأوعية الدموية، ويحسن وظيفة القلب خلال في خلايا الأوعية الدموية الرئيسية من الفئران، يعزز نقص مستقبلات الجلوكوكورتيكويد (GR) تكوين الأوعية. في هذه الظروف، ينشط نقص GR مسار Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين من خلال تسهيل ارتباط LRP5/6 بـ Wnt3a، مما يؤدي إلى تراكم -كاتينين في النواة مما يؤدي إلى زيادة تنظيم المنظم الوعائي السيكلين D1. بدلاً من ذلك، أدى إضافة Wnt11 إلى تنشيط المسار غير النمطي Wnt11/PCP لزيادة تكوين الأوعية الدموية.
تضخم الخلايا. تخرج خلايا القلب من دورة الخلية وتبدأ في التمايز النهائي بعد فترة وجيزة من الولادة. لذلك، في قلب البالغين، فإن زيادة حجم خلايا القلب العضلية، بدلاً من عددها، تؤدي إلى تضخم القلب. يساعد هذا التضخم في تقليل ضغط الجدران والحفاظ على وظيفة القلب وكفاءته استجابةً لزيادة الحمل. ومع ذلك، يمكن أن يحدث التضخم المرضي تحت ظروف تحفيز سلبية، مثل نقص تروية عضلة القلب، مما يؤدي إلى إعادة تشكيل قلبية غير تكيفية وفشل القلب. في نقص التروية القلبية، Wnt/ يتم تثبيط إشارات -كاتينين وتعزيز تضخم الخلايا بواسطة مسار إشارات Wnt/PCP. (الشكل 3ج).
Dpr1 ضروري لإشارات Wnt5a، التي تحفز تضخم خلايا القلب وت activates إشارات Wnt/PCP في خلايا القلب. توطين مستقبل Wnt/PCP عبر الغشاء Van-Gogh-like-2 (Vangl2) يكون بشكل أساسي داخل الغشاء والسيتوبلازم؛ ومع ذلك، في الخلايا التي تفتقر إلى Dpr1، تم إظهار أن Vangl2 يتجمع بشكل كبير داخل الحويصلات في المنطقة المحيطة بالنواة. خلال الإصابة الإقفارية، يتم تنشيط مسار Wnt5a /PCP بواسطة محور ROR2/Vangl2/JNK، وWnt/ يتم تثبيط إشارات -كاتينين، مما يعزز تضخم عضلة القلب بعد نقص التروية. بعد إصابة I/R، تتفاقم تضخم الخلايا في خلايا عضلة القلب البشرية AC16 في البطين الأيسر. يتم تثبيط إشارات -كاتين، وتزداد بشكل كبير تعبير علامات التضخم، بما في ذلك سلسلة الميوسين الثقيلة 7، وبيبتيد الدماغ المدري، والإندوتيلين 1.
بشكل عام، العلاج الذي يستهدف مسار Wnt/ قد يؤدي مسار إشارة -كاتينين إلى التخفيف من تضخم الخلايا وتقليل إعادة تشكيل عضلة القلب وفشل القلب. على سبيل المثال، العلاج بـ CHIR99021، وهو مثبط لـ GSK-3 مثبط، بعد MI ينشط Wnt/ إشارات -كاتين، التي، بالتعاون مع مسار البروتين المرتبط بـ Yes (YAP)، يمكن أن تخفف من تضخم خلايا القلب.
التليف. في القلب الطبيعي، تبقى الخلايا الليفية ساكنة وتشارك بشكل أساسي في الصيانة اليومية للمصفوفة خارج الخلوية. يتم تنشيط هذه الخلايا وتتوسع بشكل كبير بعد
إصابة عضلة القلب الإقفارية، مما يؤدي إلى بدء إعادة تشكيل المصفوفة خارج الخلوية المفرطة والتليف. ومن المثير للاهتمام أن مسار Wnt/ تم تنشيط مسار إشارة -كاتينين في قلوب الفئران المصابة بنقص التروية ويعزز التليف (الشكل 3ج).
قام تشاو وآخرون بإنشاء نموذج إقفار في الجرذان من خلال ربط الشريان التاجي الأيسر. وأثبت المؤلفون أن مستويات التعبير عن Wnt1، -كاتين، وGSK المثفور كانت أعلى بشكل ملحوظ في هذا النموذج الإقفاري مقارنةً بمجموعة التحكم المقابلة؛ علاوة على ذلك، أظهرت الفئران الإقفارية خللاً في البطين الأيسر، وفشلًا قلبيًا مرضيًا، وعلامات على إعادة تشكيل القلب. نسب المؤلفون هذه التغيرات إلى التنشيط المقابل لمسار Wnt/ إشارات بيتا-كاتينين بعد احتشاء عضلة القلب. وبالمثل، وجد تشيان وآخرون أن مستويات التعبير لـ تم زيادة علامات الفيبروز القلبي و -كاتينين بشكل كبير في الخلايا الليفية القلبية المحفوظة في ظروف نقص الأكسجين في المختبر ونماذج الفئران المصابة بنقص التروية، جنبًا إلى جنب مع ملاحظات تفاقم الفيبروز القلبي، والذي تم نسبه إلى تنشيط مسار Wnt/ إشارات بيتا-كاتينين. بالإضافة إلى ذلك، كان تعبير miR-145 أقل في الفئران المصابة بالنوبة القلبية وخلايا الألياف القلبية في ظروف نقص الأكسجين، مما صاحبه خلل في القلب وتليف مفرط في الجسم الحي، وخلايا الألياف القلبية المنشطة في المختبر. حدد كوي وآخرون أن miR-145 يمكن أن يستهدف مباشرة منطقة تحديد الجنس Y الصندوق 9 (SOX9) في الخلايا الليفية ويقلل من تليف القلب عن طريق تقليل مسار إشارة Wnt التقليدي في نموذج الفئران الإقفاري. علاوة على ذلك، اكتشف ماتسوشيما وآخرون أن جدار البطين الأيسر في قلب الجرذ انخفض في السمك خلال نقص التروية، بينما زاد تجويف البطين الأيسر بشكل ملحوظ؛ وكانت هذه التأثيرات مصحوبة أيضًا بزيادة في GSK-3 غير النشطة. تعبير و نشاط -كاتينين. هذا التنشيط لـ -كاتينين حفز تكاثر خلايا إنتاج الكولاجين عند الحافة الإقفارية، وفي النهاية، عزز التليف. بعد الإصابة الحادة بنقص تروية القلب، يتم تنظيم تعبير Wnt1 بشكل متزايد، مما يحفز تكاثر الخلايا الليفية القلبية، ويزيد من تعبير الجينات المؤيدة للتليف عن طريق تنشيط Wnt. إشارات -كاتين، ويعزز إصلاح القلب. على النقيض، تثبيط Wnt يمكن أن يؤدي إشارات -كاتينين في الخلايا الليفية القلبية إلى تدهور وظيفة القلب وتوسع البطين.
“تشير هذه النتائج في النهاية إلى أن استهداف العوامل التي تقع upstream من Wnt ومسارات الإشارات المقابلة له يمكن أن يقلل من تليف عضلة القلب (الشكل 3d). أنشأ زانغ وزملاؤه نماذج فئران تجريبية ونماذج زراعة خلايا في بيئة نقص الأكسجين والجلوكوز. وُجد أن بروتين تكرار ليوسين الطرفي الغني بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغنية بالبروتينات الغ مسار إشارة -كاتينين وتعزيز تليف عضلة القلب وإعادة تشكيل البطين. أظهرت إزالات S100A4، وهو بروتين مرتبط بالكالسيوم تم ملاحظته في الخلايا الليفية القلبية وخلايا القلب العضلية في الفئران، انخفاضًا كبيرًا في مستويات -كاتينين وتليف القلب. أظهر ماتسوشيما وآخرون أن تم تنظيم التعبير بشكل مفرط في منطقة الحدود الإقفارية لقلوب الجرذان التي تم ربط الشريان التاجي الأيسر. بعد إصابة نقص التروية وإعادة التروية، أدى إعطاء بروتين sFRP-4 لعضلة القلب داخل القلب لدى الجرذان إلى تحسين وظيفة القلب. أظهرت الصبغات النسيجية والمناعية النسيجية لشرائح القلب من الجرذان غير المعالجة (بدون SFRP-4) أنه بعد إصابة I/R، انخفضت سماكة جدار البطين الأيسر، وزاد حجم تجويف البطين الأيسر بشكل كبير، وتم تعطيل GSK-3. زادت المستويات، و تم تنظيم نشاط -كاتينين بشكل متزايد. بشكل عام، أدى ذلك إلى تحفيز تكاثر خلايا إنتاج الكولاجين في منطقة الحدود الإقفارية وعزز التليف. على النقيض من ذلك، لم يزداد حجم تجويف البطين الأيسر في قلوب الجرذان المعالجة بـ sFRP-4؛ علاوة على ذلك، يمكن أن تعيق معالجة sFRP-4 في المراحل المبكرة من الإقفار تكاثر الخلايا وتقلل من التليف القلبي عن طريق تثبيط Wnt/ تنشيط إشارة -كاتينين.
مسارات Wnt خلال إصابة نقص التروية الدماغية
إن التعرف والتدخل في الوقت المناسب للسكتة الدماغية الإقفارية أمر في غاية الأهمية. العلاج الموصى به حاليًا

تشمل استراتيجية السكتة الدماغية الإقفارية التحلل الخثاري، من خلال حقن منشط البلازمينوجين النسيجي المؤتلف (rtPA) خلال 4.5 ساعات من بداية الأعراض، جنبًا إلى جنب مع استئصال الجلطة الميكانيكي خلال 24 ساعة من بداية الأعراض. كان توسيع فترة العلاج محور دراسات سابقة، وقد تم الإبلاغ عن نتائج متضاربة بشأن التأثيرات السريرية لعلاج الجسور (التحلل الخثاري الوريدي باستخدام rtPA قبل إزالة الخثرة الميكانيكية). ؛ مما أدى إلى جدل مستمر.
تحدث إصابة نقص التروية الدماغية عادةً أثناء علاج إعادة التروية للأمراض الوعائية الدماغية مثل السكتة الدماغية الإقفارية. تتحكم مسارات إشارة Wnt في تكاثر الخلايا العصبية وتمايزها وهجرتها، وتطور القمم العصبية، ونمو المحاور والتغصنات، وصيانة تكوين الأوعية الدموية وحاجز الدم في الدماغ داخل الدماغ الجنيني وما بعد الولادة في الثدييات. ومع ذلك، يمكن أن تستمر هذه التنظيمات التي تتوسطها Wnt حتى مرحلة البلوغ. خلال إصابة نقص التروية الدماغية،
الشكل 4 مسار إشارة Wnt والعلاج المستهدف من أجل الموت الخلوي، والفيروبتوز، والالتهاب، والإجهاد التأكسدي خلال إصابة نقص التروية الدماغية. أ. الموت الخلوي الناتج عن إشارة Wnt خلال إصابة نقص التروية الدماغية. خلال مرحلة نقص التروية الدماغية، Wnt/Ca يتم تنشيط الإشارات، مما يؤدي إلى زيادة الكالسيوم داخل الخلايا ومن ثم موت الخلايا النجمية. إن زيادة تنظيم DKK1 تثبط Wnt/ -مسار الكاتينين، مما يؤدي إلى موت الخلايا العصبية. خلال مرحلة نقص التروية الدماغية، يتم تنشيط إشارة Wnt/PCP التي يتم تحفيزها بواسطة Wnt5a، مما يعزز فسفرة c-Jun، ويؤدي إلى إطلاق السيتوكروم c من الميتوكوندريا، ويثبط Wnt/ -إشارات الكاتين، وفي النهاية تؤدي إلى موت الخلايا العصبية. كما أن تقليل التعبير عن Sirtuin3 وmiR-124 وIncRNA NEAT1 يمنع أيضًا Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين. ب-إشارات ونت التي تؤدي إلى الفيروبتوزيس خلال إصابة نقص التروية الدماغية. خلال مرحلة نقص التروية الدماغية، يتم التعبير عن circ-AFF1 بشكل مرتفع ويستهدف مباشرة miR-140-5p لزيادة تعبير GSK-3. جزيء GSK-3 المعبر عنه بشكل كبير يمنع Wnt -إشارات الكاتين. تثبيط Wnt إشارات بيتا-كاتينين تؤدي إلى تراكم مفرط لـ ، ROS وMDA، وكبت تعبير GSH وGPX4، مما يؤدي إلى تفاقم الفيروبتوسيس العصبي. ج الإلتهاب الناتج عن إشارة Wnt خلال إصابة الإقفار الدماغي. خلال مرحلة الإقفار الدماغي، Wnt/ يتم تنشيط إشارة -كاتينين، مما يعزز استقطاب الميكروغليا التفاعلية إلى نمط M2، ويزيد من عدد الخلايا النجمية من النوع A2، ويقلل من عدد الخلايا النجمية من النوع A1، مما يلعب دورًا وقائيًا ويقلل من الاستجابة الالتهابية الناتجة عن نقص تروية الدماغ. خلال مرحلة نقص تروية الدماغ/إعادة التروية، يؤدي انخفاض مستوى miR-499a إلى تثبيط Wnt/ -إشارات الكاتين، مما يؤدي إلى تفاقم الاستجابة الالتهابية. يتم تنشيط إشارات Wnt/PCP التي تتوسطها Wnt5a خلال نقص التروية الدماغية، مما يؤدي إلى زيادة مستوى السيتوكينات المؤيدة للالتهاب، وبالتالي تفاقم الاستجابة الالتهابية خلال نقص التروية الدماغية. د. الإجهاد التأكسدي الذي تتوسطه إشارات Wnt خلال إصابة نقص التروية الدماغية. خلال مرحلة نقص التروية الدماغية، Wnt/ إشارات -كاتينين مثبطة مما يؤدي إلى موت الخلايا العصبية عبر خلل في الميتوكوندريا. يتم تحفيز تعبير نور77 في بيئة الإجهاد التأكسدي خلال نقص التروية/إعادة التروية الدماغية، مما يؤدي إلى تجزئة الميتوكوندريا من خلال تعزيز فوسفوريلation بيتا-كاتينين وتعبير INF2. الحقن الوريدي للألبومين البشري ينشط مسار Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين، مما يزيد من نشاط المركب الأول في الميتوكوندريا، ويقلل من توليد الجذور الحرة، ويكبح الإجهاد التأكسدي، ويلعب دورًا علاجيًا خلال نقص التروية/إعادة التروية الدماغية. ملاحظة: الخلفية الوردية تمثل المرحلة الإقفارية، بينما الخلفية الكريمية تمثل مرحلة إعادة التروية. LRP بروتين مرتبط بمستقبلات البروتين الدهني منخفض الكثافة، ROR مستقبل كيناز التيروزين المعاد تركيبه مثل مستقبل اليتيم، RYK مستقبل كيناز التيروزين، ATP أدينوزين ثلاثي الفوسفات، جهد الغشاء، DKK1 ديكوكب-1، سيتوكروم ج سيتوكروم-ج، GSH غلوتاثيون، GPX4 غلوتاثيون بيروكسيداز 4، GSK-3 كيناز جليكوجين سينثاز JNK1 كيناز أمينو الطرف c-Jun 1، TNF- عامل نخر الورم- TWS119 a GSK- مثبط ينشط Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين، مستقبل هرمون نووي نور77 NUR/77، INF2 فورمين مقلوب 2، mPTP ثقب انتقال نفاذية الميتوكوندريا
يتحول مسار إشارة Wnt من حالة نشطة إلى حالة مثبطة مع زيادة وقت الإقفار، ويتم تنظيمه بواسطة العديد من العمليات مثل البلعمة الذاتية. مسار إشارة Wnt المثبط مرتبط بشكل أساسي بالاستماتة، والفيروبتوز، وتكوين الأعصاب، وتكوين الأوعية، وتلف الحاجز الدموي الدماغي، والاستجابات الالتهابية، والإجهاد التأكسدي. تم ملاحظة تنشيط غير طبيعي أو تثبيط لمسار إشارة Wnt في أنواع مختلفة من الخلايا داخل الجهاز العصبي، بما في ذلك الخلايا العصبية، والميكروغليا، والأستروسيت، والأوليغودينروسايت، والخلايا البطانية. لذلك، فإن استهداف هذا المسار يحمل إمكانيات لتخفيف نقص تروية الدماغ وإصابة إعادة التروية اللاحقة.
الموت الخلوي المبرمج. إصابة نقص التروية الدماغية تثبط مسار Wnt/ إشارات -كاتين، التي تساهم في موت الخلايا العصبية. ومع ذلك، فإن التنشيط التعويضي لمسار Wnt/ يمكن أن يحدث مسار إشارة -كاتينين خلال نقص التروية المبكر لمواجهة موت الخلايا المبرمج. أظهرت الدراسات السابقة أنه خلال إصابة نقص التروية الدماغية، يتم تنشيط إشارة Wnt/PCP في البداية قبل أن يتم تثبيطها، مما يمكن أن يتعارض مع Wnt/ إشارات -كاتينين وتسريع موت الخلايا المبرمج. قد يكون هذا التنشيط المبكر لإشارات Wnt/PCP عاملاً مهماً يساهم في تثبيط Wnt/ إشارات بيتا-كاتينين. التغيرات في Wnt/ تظل الإشارات خلال إصابة نقص التروية الدماغية غير واضحة؛ ومع ذلك، فإن زيادة الكالسيوم داخل الخلايا الناتجة عن تنشيطها هي آلية حاسمة لموت الخلايا المبرمج. (الشكل 4أ).
في الساعات إلى الأيام التي تلي نقص التروية الدماغية الحادة أو إصابة الدماغ الرضحية، يتم بدء موت الخلايا العصبية وخلايا الدبق، بشكل رئيسي في منطقة الظل الإقفاري؛ بينما يحدث نخر الخلايا السريع في هذه المنطقة الإقفارية الأساسية. DKK1، منظم سلبي لمسار Wnt/ إشارات -كاتين، مرتفعة في بلازما المرضى الذين يعانون من السكتة الدماغية الإقفارية وفي الخلايا العصبية لنماذج الحيوانات للإقفار الدماغي. على وجه التحديد، تم الإبلاغ عن أن DKK1 يرتبط بـ LRP5/6، وينشط GSK-3 تثبيط Wnt/ إشارات -كاتين، وتعزز موت الخلايا العصبية من خلال زيادة تعبير البروتين المؤيد لموت الخلايا Bax وتقليل تعبير البروتين المثبط لموت الخلايا Bcl-2. خلال نقص التروية الدماغية، Wnt/ يتم تثبيط إشارات -كاتينين من خلال انخفاض مستويات سيرتوين 3 وانخفاض تنظيم miR-124 و IncRNA NEAT1، مما يؤدي في النهاية إلى موت الخلايا العصبية.
الدراسات السابقة التي استخدمت نقص التروية الدماغية في الفئران والجرذان والخلايا H/ أبلغت النماذج أن تقليل أو تعطيل Wnt/ يمكن أن يؤدي إشارات -كاتينين إلى تحفيز تعبير البروتين المؤيد للموت الخلوي باكس وتقليل تنظيم البروتين المضاد للموت الخلوي بسل-2، مما يعزز موت الخلايا العصبية.
على وجه التحديد، يعزز باكس إطلاق السيتو من الميتوكوندريا، في حين أن Bcl-xL و Bcl-2 يثبطان هذه العملية. أثناء إصابة نقص التروية الدماغية، يتم تثبيط مسار Wnt/ إشارات بيتا-كاتينين تؤدي إلى تلف الميتوكوندريا، بما في ذلك الانقسام المفرط للميتوكوندريا، إطلاق السيتوكروم c، تنشيط الكاسبيز 9 وتفعيل الكاسبيز ثلاثة لاحقًا، مما يؤدي في النهاية إلى موت الخلايا. أظهر et al. أن علاج حرمان الخلايا العصبية من الأكسجين والجلوكوز/إعادة الأكسجة (OGD/R) في المختبر نشط مسار Wnt/ -مسار إشارة الكاتينين ونتج عنه تثبيط الموت الخلوي وتحسين بقاء الخلايا العصبية. وبناءً عليه، اقترح المؤلفون أن هذا قد يكون استجابة تكيفية مبكرة لإصابة نقص التروية الدماغية.
مسار Wnt/PCP غير الكنسي وWnt/ تلعب مسارات الإشارة أيضًا أدوارًا رئيسية في الموت الخلوي المبرمج بعد إصابة نقص التروية الدماغية. JNK3 هو نوع رئيسي من JNK يتم تنشيطه في نقص التروية الدماغية، بينما -أريستين2 هو بروتين هيكلي يشارك في تنظيم إشارات JNK3. أظهر وي وآخرون أن تعبير Wnt5a زاد بعد نقص التروية الدماغية في الجرذان ولكنه انخفض بعد 24 ساعة. بالإضافة إلى ذلك، فإن التفاعل بين Dvl-1، -أريستين2، وJNK3 تم تعزيزها بعد 3 ساعات من إعادة التروية. Wnt5a يعزز تجميع وحدة Dvl-1-arrestin2-JNK3، مما يؤدي إلى تنشيط JNK3 وتعزيز فسفرة c-Jun. سواء كانت إشارات JNK المرتبطة تعزز أو تثبط موت الخلايا المبرمج يعتمد على ظروف مختلفة. تنشيط JNK3 يعزز إطلاق السيتوكروم c الميتوكوندري ويحفز نسخ البروتينات المؤيدة لموت الخلايا المبرمج، مثل Bim وFas، وجينات مستقبلاتها المقابلة، مما يؤدي إلى موت الخلايا العصبية. أظهر زانغ وآخرون أن تنشيط مسار JNK/cJun يمكن أن يحفز التعبير عن DKK1، مما يؤدي إلى تثبيط المسار الكلاسيكي Wnt. إن زيادة تعبير Wnt5a لا تنشط فقط مسار Wnt/PCP، بل تزيد أيضًا من تنظيم DKK1 – الذي له تأثير مضاد على إشارات Wnt التقليدية – مما يساهم بشكل مشترك في حدوث الموت الخلوي ويزيد من تفاقم إصابة الدماغ الناتجة عن نقص التروية. أبلغ نيو وآخرون أن تنشيط Wnt أدى إلى فرط تحميل الكالسيوم وموت الخلايا في الخلايا النجمية بمنطقة الحُصين. نقص تروية الدماغ يزيد المستويات في خلايا الدماغ، مما يفتح قنوات الأيونات الحساسة للأحماض. قناة الأيونات الحساسة للأحماض هي قناة مزدوجة الربط تستخدم و ؛ لذلك، فإن تفعيله يؤدي إلى حمولة زائدة في خلايا الدماغ خلال نقص التروية الدماغية. مستويات غير طبيعية مرتفعة من إزالة الفسفرة التأكسدية الميتوكوندرية، تقليل جهد الغشاء الميتوكوندري ومحتوى الأدينوزين ثلاثي الفوسفات، تنشيط الفوسفوليباز والبروتياز، والتسبب في أضرار لا رجعة فيها لخلايا الدماغ.
بشكل عام، يمكن أن يستهدف مسار إشارة Wnt التخفيف من الموت الخلوي الناتج عن إصابة نقص التروية الدماغية (الشكل 4أ). الإيزوفلوران، وهو مخدر استنشاقي، يظهر تأثيرات واقية للأعصاب في إصابات الدماغ الإقفارية والناجمة عن نقص الأكسجين. في نموذج إصابة نقص التروية في دماغ الجرذان، يعتبر العلاج بعد التعرض للإيزوفلوران (استنشاق) الإيزوفلورين لمدة 60 دقيقة بعد إعادة التروية) يمكن أن ينشط مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين ومنع موت الخلايا العصبية. بالإضافة إلى ذلك، تم الإبلاغ عن تأثيرات مماثلة في نماذج حيوانية وخلوية من نقص التروية الدماغية التي تم علاجها بمشتق جينكوليد B XQ-1H عن طريق التغذية عن طريق الفم. وأوكسي ماترين عن طريق الحقن داخل البطن.
فيروبتوزيس. الفيروبتوزيس هو شكل من أشكال موت الخلايا المدفوع بالإجهاد التأكسدي وزيادة الحديد. يتم تنظيم الفيروبتوزيس الذي يبدأ بإصابة نقص التروية الدماغية بواسطة Wnt/ -إشارات الكاتين. لذلك، Wnt/ إشارات -كاتينين هي هدف واعد لعلاج إصابة الدماغ الناتجة عن نقص التروية (الشكل 4ب).
أظهر يان وآخرون أن الموت الخلوي الحديدي حدث أثناء إعادة تدفق الدم بعد نقص التروية الدماغية. يرتبط الموت الخلوي الحديدي بزيادة في الثرومبين المشتق من الدماغ، بدلاً من المشتق من الدم، والإفراج اللاحق عن حمض الأراكيدونيك. يمكن لإنزيم أسيل كوا (ACSL4) من عائلة طويلة السلسلة أن يحفز تكوين كوا من حمض الأراكيدونيك، مما يؤدي إلى تراكم بيروكسيدات الدهون، وفي النهاية، يؤدي إلى تحفيز الفيروبتوز. التقليل في الوقت المناسب من ACSL4 خلال نقص التروية الدماغية يظهر دورًا واقيًا من خلال بدء أو تثبيط ارتفاع الثرومبين، مما يمكن أن يقلل من الفيروبتوز اللاحق للخلايا العصبية. بالإضافة إلى ذلك، فإن موت الخلايا العصبية الناتج عن الفيروبتوزيس يسبب زيادة الحديد. ويقلل من تعبير GPX4 في نسيج الدماغ خلال نقص تروية الدماغ. تطبيق مخلبات الحديد أو الأدوية التي تحسن من استقلاب الحديد، مثل الليكوبين، تقليل مستويات الحديد في الدماغ يمكن أن يخفف من إصابة الدماغ الناتجة عن نقص التروية. ومن الجدير بالذكر أن السيلينيوم يمكن أن يعزز اندماج الميتوكوندريا من خلال تحفيز تعبير Mfn1، مما يحسن من الإجهاد التأكسدي والفيروبوتوسيس الناتج عن نقص التروية في الدماغ لدى الفئران.
في إصابة النزيف الدماغي، يتم تقليل تنظيم Wnt/ إشارات -كاتينين تساهم في موت الخلايا العصبية الناتج عن الفيروبتوز. عامل النسخ المرتبط بالحديد النووي 2 (Nrf2) هو عامل نسخ مرتبط بالإجهاد المضاد للأكسدة. GSK- يقلل من تعبير GPX 4 ويحفز توليد ROS، الذي يبدأ استجابة سامة للخلايا ناتجة عن الإجهاد التأكسدي خلال تقدم موت الخلايا العصبية الدوبامينية من خلال تثبيط إشارة Nrf2.
استهداف GSK- لتفعيل مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين هو استراتيجية علاجية محتملة للحد من الفيروبتوز في إصابة الدماغ الناتجة عن نقص التروية (الشكل 4ب). على سبيل المثال، يمكن أن يؤدي تقليل التعبير عن جين circAFF1 إلى زيادة مستوى miR-140-5p، مما يقلل من GSK. التعبير، الذي بدوره ينشط مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين. Wnt المنشط مسار إشارة بيتا-كاتينين يقلل من تراكم ROS ومالونديالديهايد، ويحفز تعبير الجلوتاثيون وGPX4، وبالتالي يمنع موت الخلايا العصبية الناتج عن الفيروبتوز. أظهر وانغ وآخرون أن الإزالة المباشرة لجين GSK- يمكن أن يقلل من تعبير جينات الناقل المعدني الثنائي، سلسلة الحديد الثقيلة، وبوليببتيد سلسلة الحديد الثقيلة 1، ويقلل من عدد الحديد الحر داخل الخلايا، ويبدأ آليات مضادة للفيروبتوز. نسب المؤلفون هذه النتائج إلى GSK- إسكات يمنع تنشيط مسار Wnt downstream إشارات بيتا-كاتينين.
استجابة التهابية. Wnt/ مسار إشارة -كاتينين يتم تثبيته خلال نقص التروية الدماغية، مما يزيد من الاستجابة الالتهابية. كما يتم تنشيط مسار إشارة Wnt/PCP غير الكلاسيكي بعد نقص التروية الدماغية وقد يؤدي أيضًا إلى تفاقم الالتهاب عبر آليات غير واضحة (الشكل 4c).
تظهر الاستجابة الالتهابية بعد نقص تروية الدماغ دورًا مزدوجًا. من جهة، يؤدي إطلاق الوسائط الالتهابية إلى حدوث اضطراب حاد في الحاجز الدموي الدماغي وتلف الخلايا العصبية، بينما من جهة أخرى، تلعب الالتهابات دورًا حيويًا في عملية الإصلاح.
أثناء نقص التروية. تم تحديد أن التعبير السريع لعوامل الالتهاب المتعددة في المرضى الذين يعانون من السكتة الدماغية الإقفارية يؤدي إلى تفاقم إصابة الحاجز الدموي الدماغي. هذا الحاجز الدموي المتضرر هو موقع تسرب العدلات والوحيدات وإطلاق ميتالوبروتيناز 9 (MMP9). الميكروغليا، خلايا المناعة الفطرية الفعالة في الجهاز العصبي المركزي، يتم تنشيطها خلال السكتة الدماغية الإقفارية. في المرحلة المبكرة من نقص تروية الدماغ، تخضع الخلايا الدبقية الصغيرة لتغيير في النمط الظاهري من النمط الظاهري المضاد للالتهابات M2 إلى النمط الظاهري المؤيد للالتهابات M1. مسار إشارة Wnt متورط في استجابة الجهاز المناعي في الجهاز العصبي المركزي التي تتوسطها مستقبلات التعرف على الأنماط (TLR).
يتم التعبير عن بروتين Wnt في الخلايا الدبقية الصغيرة. على سبيل المثال، يعزز تعبير Wnt5a في الخلايا الدبقية الصغيرة مسار الإشارات Wnt غير التقليدي، الذي يبدأ استجابة مناعية ضد إصابة الأعصاب من خلال زيادة التعبير الجيني لـ TNF-a و IL-6 و IL-1. . تقوم الخلايا الدبقية الصغيرة في حالات تنشيط مختلفة بإفراز بروتينات Wnt مميزة؛ على سبيل المثال، تقوم الخلايا الدبقية الصغيرة من نمط M1 بإفراز Wnt5a، بينما تقوم الخلايا الدبقية الصغيرة من نمط M2 بإفراز Wnt7a. لقد تم الإشارة إلى مسار إشارة Wnt في تنظيم الالتهاب العصبي الناتج عن إصابة نقص التروية الدماغية. في التصلب المتعدد التجريبي، يتم تنشيط Wnt/ أدى إشارات -كاتين إلى تقليل تسرب العدلات وحيدات النواة وقيّد تقدم الالتهاب العصبي. وينت/ يتم تثبيط إشارات -كاتين في مرضى السكتة الدماغية الإقفارية ونماذج الفئران المقابلة، مما يساهم في إطلاق عوامل الالتهاب TNF-a وIL-1 وIL-6 وIL-8، ويزيد من حدة الاستجابة الالتهابية. أثناء نقص التروية الدماغية، يقلل انخفاض مستوى miR-499a من تثبيط الهدف downstream DKK1، مما يثبط بدوره مسار Wnt/ إشارات بيتا-كاتينين وتفاقم الاستجابة الالتهابية. في في الخلايا العصبية المعالجة، يتم تنشيط مسار الإشارة Wnt/PCP الذي يتوسطه Wnt5a ويتم فسفرة JNK1؛ وبالتالي، يحدث زيادة في تعبير السيتوكينات المؤيدة للالتهابات TNF- وتمت ملاحظة IL-6، الذي يعزز الاستجابات الالتهابية. بدلاً من ذلك، Wnt/ تنشيط إشارة -كاتينين يمنع الاستجابة الالتهابية خلال نقص التروية/إعادة التروية؛ ومع ذلك، لا يزال الآلية التي تنظم بها مسار إشارة Wnt/PCP غير الكنسي الالتهاب العصبي خلال إصابة نقص التروية الدماغية غير واضحة؛ لذلك، هناك حاجة لمزيد من البحث. إحدى الاحتمالات هي أن Wnt5a يدفع مسار الإشارة Wnt غير الكنسي ويحفز الالتهاب من خلال تعزيز استقطاب الخلايا الدبقية الصغيرة نحو النمط الظاهري M1.
استهداف مسار إشارة Wnt أو البروتينات المرتبطة به هو استراتيجية محتملة لتقليل الضرر الناتج عن الاستجابة الالتهابية في إصابة نقص التروية الدماغية (الشكل 4c). TWS119 هو مثبط GSK- مثبط ينشط Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين. في اليومين 14 و21 بعد السكتة الدماغية الإقفارية التجريبية، عزز علاج TWS119 استقطاب الخلايا الدبقية الصغيرة من خلال تنشيط مسار Wnt/ إشارات -كاتين، التي أدت في النهاية إلى تحسين البيئة الميكروية الالتهابية المحلية خلال المرحلة المزمنة من السكتة الدماغية الإقفارية. وترافق هذه الملاحظات مع تكوين الأوعية الدموية المحيطة بمنطقة الاحتشاء.
بدلاً من ذلك، أدى الإعطاء الأنفي لـ Wnt3a إلى تقليل حجم السكتة الدماغية وعدد الخلايا الميتة بعد 72 ساعة من انسداد الشريان الدماغي الأوسط المؤقت (MCAO) في نماذج الفئران. بالإضافة إلى ذلك، عزز هذا العلاج استقطاب الميكروغليا التفاعلية نحو النمط الظاهري M2؛ وزاد من عدد الخلايا النجمية من النمط الظاهري A2 ذات التأثيرات العصبية الواقية؛ قلل من عدد الخلايا النجمية السامة عصبيًا من النمط الظاهري A1؛ بدأ التأثيرات المضادة للالتهابات والعصبية الواقية للميكروغليا والخلايا النجمية؛ قلل من الالتهاب العصبي بعد نقص التروية الدماغية، والذي قد يُعزى إلى تنشيط Wnt3a المعتمد على Wnt/ مسار إشارة -كاتينين. أخيرًا، أظهرت المعالجة بالكركمين فعالية في عكس الاستجابة الالتهابية الناتجة عن تنشيط إشارة Wnt/PCP في الخلايا العصبية المعرضة لـ
الإجهاد التأكسدي. يلعب الإجهاد التأكسدي دورًا حاسمًا في إصابة الدماغ بعد إصابة نقص التروية الدماغية، وتثبيط
12
Wnt/ مسار إشارة -كاتينين هو عامل رئيسي في المرضية (الشكل 4د).
أظهرت دراسة أن إصابة نقص التروية في دماغ الجرذان تثبط مسار Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين؛ إن تثبيط هذه الإشارة قلل من نشاط المركب الميتوكوندري I وتسبب في حالة من الإجهاد التأكسدي من خلال زيادة إنتاج الجذور الحرة، مما ساهم في إصابة الدماغ. خلال إعادة التروية، تزداد معدل إنتاج أنواع الأكسجين التفاعلية الميتوكوندرية، مما يؤدي إلى فتح الميتوكوندريا
مسام الانتقال النفاذية والموت الخلوي اللاحق. علاوة على ذلك، فإن نقص تروية الدماغ يقلل من مستويات مضادات الأكسدة ويؤدي إلى إنتاج مفرط لROS الميتوكوندري، مما يتسبب في تلف غشاء الميتوكوندريا، ويحفز إطلاق السيتوكروم c وتعبير الكاسبيز 9، وفي النهاية يؤدي إلى موت الخلايا العصبية.
البروتين المعكوس فورمين 2 مطلوب لزيادة الانقسام الميتوكوندري في خلايا الثدييات. في بيئة الإجهاد التأكسدي الناتجة عن نقص التروية الدماغية، يتم التعبير عن النواة
الشكل 5 مسار إشارة Wnt والعلاج المستهدف للتكوين العصبي، وتكوين الأوعية الدموية، وحاجز الدم في الدماغ خلال إصابة نقص التروية الدماغية. أ. التكوين العصبي الذي يتوسطه إشارة Wnt خلال إصابة نقص التروية الدماغية. خلال مرحلة نقص التروية الدماغية، يحدث ارتفاع في تخليق IncRNA MEG والبيروكسي نيتريت. إن IncRNA MEG المعبر عنه بشكل مرتفع يعيق عملية Wnt/ -مسار إشارة الكاتين. على النقيض، فإن المستويات المرتفعة من البيروكسينيتريت تنشط مسار Wnt/ -مسار إشارة الكاتينين. في المرحلة التالية من مرحلة نقص التروية الدماغية، يتم تنشيط مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين يلعب دورًا حاسمًا في تعزيز تكوين الأعصاب. مالوتوس أوبلونغيفوليوس، حمض الإيلاجيك، والكركمين يعززون تنشيط Wnt/ -إشارات الكاتين، مما يؤدي إلى تعزيز تكوين الأعصاب وممارسة تأثيرات علاجية على نقص تروية الدماغ أو إصابة نقص التروية/إعادة التروية. ب-إشارات Wnt المتوسطة لتكوين الأوعية خلال إصابة نقص تروية الدماغ. بعد نقص تروية الدماغ، تقوم خلايا سلف الدبقية في الدماغ بإفراز Wnt7a، مما يحفز تنشيط Wnt/ -إشارات الكاتين في خلايا البطانية بشكل خاص. هذا التنشيط، بدوره، يسهل عملية تكوين الأوعية الدموية. تنشيط مسار Wnt/ -مسار إشارة الكاتينين يعزز تحويل الميكروغليا إلى النمط الظاهري M2، مما يسهل تكوين الأوعية الدموية بعد السكتة الدماغية الإقفارية. بعد نقص التروية الدماغية، يتم تنشيط مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين يزيد من تعبير VEGF ومستقبلات VEGF. تعزز هذه التactivation تكوين الأوعية الدموية وتحفز تكاثر ونمو خلايا البطانة الوعائية. إشارات Wnt تؤثر على الحاجز الدموي الدماغي خلال إصابة الإقفار/إعادة التروية الدماغية. تؤدي الطفرة أو الحذف في GPR124 إلى تقليل تجنيد DVL1 إلى غشاء الخلية. ونتيجة لذلك، يضعف ذلك نقل إشارة Wnt/ -إشارات الكاتين، مما يؤدي إلى تقليل تعبير بروتينات الوصل بين خلايا البطانة الدقيقة للأوعية الدموية. ونتيجة لذلك، فإنه يزيد من الضرر الذي يلحق بالحاجز الدموي الدماغي بعد نقص التروية الدماغية. علاوة على ذلك، خلال مرحلة نقص التروية الدماغية، يحدث زيادة في NHE1، الذي يثبط Wnt/ -إشارات الكاتينين وت disrupts وظيفة الخلايا الدبقية. هذه الاضطرابات ضرورية للحفاظ على سلامة الحاجز الدموي الدماغي. في سياق نقص تروية الدماغ، يحدث زيادة في NHE1، مما يثبط لاحقًا Wnt/ -إشارات الكاتينين وت disrupts وظيفة الخلايا النجمية. تؤدي هذه الاضطرابات في النهاية إلى ضعف سلامة الحاجز الدموي الدماغي. خلال مرحلة نقص التروية الدماغية، يحدث تثبيط لمسار Wnt/ -إشارات الكاتينين، مما يؤدي إلى زيادة في تعبير MMP-9. هذا التعبير المرتفع لـ MMP-9 يقوم بعد ذلك بتفكيك بروتينات الوصل الضيق بين خلايا بطانة الدماغ، مما يعطل سلامة الحاجز الدموي الدماغي. ملاحظة: الخلفية الوردية تمثل المرحلة الإقفارية، بينما تمثل الخلفية الكريمية مرحلة إعادة التروية. LRP بروتين مرتبط بمستقبلات البروتين الدهني منخفض الكثافة، VEGF عامل نمو بطانة الأوعية الدموية، BBB الحاجز الدموي الدماغي، GPR124 مستقبل مرتبط بالبروتين G 124، بروتين TJ بروتين الوصل الضيق، MMP-9 ميتالوبروتيناز المصفوفة-9، NHE1 البروتين المشفر بواسطة جين Nhe1
يتم تحفيز مستقبل الهرمون نور77، مما يعزز فوسفاتة -كاتينين وزيادة لاحقة في تعبير الفورمين المقلوب اثنين، مما يؤدي إلى تجزؤ الميتوكوندريا، زيادة مفرطة في انقسام الميتوكوندريا وتثبيط الاندماج. هذه الظاهرة تؤدي إلى تلف الميتوكوندريا والخلايا العصبية خلال نقص التروية الدماغية، وبالتالي تزيد من تفاقم إصابة الدماغ. يمكن أن يؤدي الحقن الوريدي للألبومين البشري إلى تنشيط مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين وتقليل إصابة الإجهاد التأكسدي المبكر بعد إصابة نقص التروية الدماغية في الجرذان.
تكوين الأعصاب. تنشيط Wnt/ -إشارات الكاتينين تعزز تكوين الأعصاب خلال المرحلة المبكرة من نقص تروية الدماغ وإصابة الإقفار/إعادة التروية. ومع ذلك، فإن تثبيط Wnt/ مسار إشارة -كاتينين يعيق التأثير الوقائي. لذلك، فإن استهداف Wnt/ مسار إشارة -كاتينين هو علاج محتمل لاستعادة تكوين الأعصاب بعد إصابة نقص التروية الدماغية (الشكل 5أ).
مسار إشارة Wnt هو مسار تنظيمي رئيسي في تكوين الأعصاب. في نسيج الدماغ الأمامي للفئران الجنينية في اليوم 14.5 من الحمل، يعزز تجديد الخلايا الجذعية العصبية، ويمنع تمايز الخلايا الجذعية العصبية، ويحتفظ بقدرتها على التعددية، مما يسمح للخلايا بالتمايز إلى خلايا عصبية، وخلايا دبقية، وخلايا قليلة التغصن. مسار إشارة Wnt الكنسي يعزز أيضًا تمايز خلايا قشرة الدماغ في الفئران في اليوم العاشر والنصف من التطور الجنيني. بالإضافة إلى ذلك، فإن مسار الإشارات غير الكنسي Wnt/PCP، الذي يتم تفعيله بواسطة مستقبلات كيناز التيروزين، ينظم إنتاج أنواع فرعية مختلفة من الخلايا العصبية القشرية الداخلية الموجودة في البروز العقدي الوسيط خلال التطور الجنيني. “لذا، فإن مسار إشارة Wnt ضروري لتكاثر خلايا الجذع العصبي الجنيني وتمايز الخلايا العصبية. في الدماغ البالغ، يحدث تكوين الأعصاب في المنطقة تحت البطينية (SVZ) من البطين الجانبي والمنطقة تحت الحبيبية من التلافيف المسننة في الحُصين وينت/ تم تنشيط إشارة -كاتينين في هذه المناطق ويساهم في تكوين الأعصاب. لاحظ جين وآخرون زيادة ملحوظة في خلايا إيجابية لمستضد Ki67 المرتبطة بالتكاثر في منطقة الظل الإقفاري في أنسجة الدماغ المأخوذة من تشريح جثث مرضى بالغين مصابين بسكتة دماغية إقفارية، إلى جانب تعبير عن بروتينات خط الخلايا العصبية مثل دوبلكورتين، وبروتين عائلة tOAD/Ulip/CRMP 4، و الأنابيب III. أظهرت دراسة أخرى أن تكاثر الخلايا كان نشطًا في منطقة SVZ لدى المرضى المسنين الذين توفوا بسبب السكتة الدماغية الإقفارية؛ مما يشير إلى أن الإصابة الإقفارية الدماغية التي تسببها يمكن أن تؤدي إلى تكوين خلايا عصبية جديدة لدى البالغين. ومن الجدير بالذكر أن مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين يتم تفعيله على نطاق واسع خلال إصابة نقص التروية الدماغية، لربما لتعزيز تكوين الأعصاب عبر
زيادة تنظيم جزيئات مختلفة في مجرى العمل. يعزز تكوين الأعصاب من شفاء إصابات الدماغ من خلال مكافحة موت الخلايا المبرمج.
تزيد إصابة الدماغ الناتجة عن نقص الأكسجين ونقص التروية من إنتاج البيروكسينيتريت وتعزز تكاثر خلايا الجذع العصبي وتمايز الخلايا العصبية. وقد تم نسب ذلك جزئيًا إلى تنشيط البيروكسينيتريت لمسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين؛ ومع ذلك، عندما يصل إنتاج البيروكسينيتريت إلى عتبة معينة، فإنه يمارس تأثيرًا سميًا على الخلايا. بدلاً من ذلك، تنشيط مسار Wnt بشكل مصطنع يمكن أن يعزز مسار إشارة -كاتينين التعبير عن الأهداف السفلية، مثل السيكلين D1، Ngn2، Pax6، وNeuroD1، مما يعزز تكوين الأعصاب دون التأثيرات السامة للخلايا الناتجة عن البيروكسينيتريت. السيكلين D1 و باكس6 تعزيز تكاثر خلايا الجذع العصبي، يعزز Neuro D1 تكوين الأعصاب في البالغين ويحافظ على بقاء الخلايا العصبية، و Ngn2 يعزز تكوين الأعصاب. بالإضافة إلى ذلك، Wnt/ إشارات -كاتينين تنشط إفراز BDNF من الخلايا الدبقية وتحمي الخلايا العصبية المجاورة. بشكل عام، فإن زيادة تنظيم BDNF بواسطة Wnt/ تشير إشارات -كاتينين إلى مساهمتها في إصلاح الأعصاب خلال السكتة الدماغية الإقفارية من خلال تعزيز تكوين الأعصاب وبقاء الخلايا العصبية.
عدة مواد، مثل مالوتوس أوبلونغيفوليوس، حمض الإيلاجيك والكركمين، لقد تم إظهار أنها تعزز Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين خلال نقص تروية الدماغ وإصابة نقص تروية الدماغ، مما يعزز تكوين الأعصاب من خلال تنشيط الأهداف downstream مثل السيكلين D1 وNgn2 وPax6 وNeuroD1. بدلاً من ذلك، يزداد تعبير RNA غير المشفر الطويل MEG3 (IncRNA MEG3) خلال نقص تروية الدماغ، ويؤدي انخفاض تعبير IncRNA MEG3 إلى تنشيط مسار Wnt/ إشارات -كاتينين وتعزز تكوين الأعصاب.
تكوين الأوعية الدموية. خلال إصابة نقص التروية الدماغية، يتم تفعيل اصطناعي لمسار Wnt/ يمكن أن يعزز مسار إشارة -كاتينين تكوين الأوعية الدموية (الشكل 5ب). بشكل محدد، في الدماغ الأمبريوني الثديي، يعتمد تكوين الأوعية الدموية على تنشيط إشارة Wnt في خلايا الأوعية الدموية، المدفوعة بـ Wnt7a وWnt7b. يتم بدء تكوين الأوعية الدموية في الدماغ الخلفي من خلال ارتباط الليغاند نورين بمستقبل Frizzled 4، مما ينشط الـ مسار إشارة -كاتينين وتعزيز تكوين الأوعية الدموية. أظهر زانغ وآخرون أن تنشيط مسار Wnt/ يمكن أن يعزز إشارات -كاتينين خلال نقص التروية الدماغية (I/R) التعبير عن عامل نمو بطانة الأوعية الدموية (VEGF)، الذي يلعب دورًا مزدوجًا في نقص تروية الدماغ من خلال تدمير الحاجز الدموي الدماغي بشكل مؤقت وتعزيز تكوين الأوعية الدموية. وينت/ إشارات -كاتينين تعزز تكاثر ونمو خلايا بطانة الأوعية الدموية وتزيد من تعبير مستقبلات VEGF، مما يعزز تكوين الأوعية الدموية داخل الجهاز العصبي المركزي. وينت/ -كاتين
الإشارات تحفز استقطاب الميكروغليا التفاعلية نحو النمط الظاهري M2. تقوم الخلايا الدبقية الصغيرة M2 بإفراز الإكسوزومات التي تحتوي على miRNA-26a، والتي تستهدف الخلايا البطانية وتعزز تكوين الأوعية الدموية خلال السكتة الدماغية الإقفارية. تزداد عملية تكوين الأوعية الدموية في منطقة الظل الناتجة عن نقص التروية الدماغية المبكرة لدى المرضى الذين يعانون من السكتة الدماغية الإقفارية بشكل ملحوظ وترتبط ببقاء المرضى على قيد الحياة. وينت/ تنشيط إشارة بيتا-كاتينين خلال الدماغ هي استراتيجية محتملة لتعزيز تكوين الأوعية الدموية. خلال نقص تروية الدماغ، تقوم خلايا سلف الدبقية المترجمة بإفراز Wnt7a بطريقة باراكرين؛ يمكن أن ينشط Wnt7a خلايا بطانة الأوعية الدموية Wnt/ إشارات -كاتينين وتعزيز تكوين الأوعية الدموية والتعافي العصبي. بدلاً من ذلك، فإن العلاج بعد التعرض للإيزوفلوران (استنشاق) الإيزوفلورين لمدة 60 دقيقة بعد إعادة التروية) يمكن أن ينشط مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين وتعزيز تعبير بروتين الهدف VEGF، الذي قد يعزز تكوين الأوعية الدموية.
تثبيط Wnt/ -إشارات الكاتينين تزيد من تلف الحاجز الدموي الدماغي خلال نقص التروية الدماغية (الشكل 5c). Wnt/ يتم تنشيط إشارات -كاتين في خلايا بطانة الأوعية الدموية الدماغية من المرحلة الجنينية حتى تشكيل الحاجز الدموي الدماغي بعد الولادة؛ ومع ذلك، فإن نقلها يتناقص مع نضوج الحاجز الدموي الدماغي. وينت/ إشارات -كاتينين صامتة في خلايا بطانة الأوعية الشعرية داخل الأعضاء المحيطة بالبطينين بسبب الحفاظ على الأوعية الشعرية ذات النفاذية العالية في هذه المنطقة. الوذمة الوعائية خلال السكتة الدماغية الإقفارية هي مساهم رئيسي في انهيار الحاجز الدموي الدماغي. يتميز خلل الحاجز الدموي الدماغي بزيادة النفاذية التي تسمح بدخول السوائل والمواد الكيميائية المشتقة من الدم إلى نسيج الدماغ، مما يؤدي في النهاية إلى الوذمة الدماغية. أظهر et al. أن اثنين من تعدد أشكال النوكليوتيدات المفردة في Wnt7a وثلاثة من تعدد أشكال النوكليوتيدات المفردة في مستقبلات G البروتين المرتبطة بالالتصاق GPR124 كانت مرتبطة بزيادة خطر التحول النزفي بعد علاج rtPA في المرضى الذين يعانون من السكتة الدماغية الإقفارية الحادة. على وجه التحديد، فإن طفرة GPR124 c.3587G>A قللت من توظيف GPR124 الكافي لـ DVL1 من السيتوبلازم إلى غشاء الخلية، مما قلل من التفاعل بين DVL1 ومستقبلات Wnt وضعف مسار إشارة Wnt. بالإضافة إلى ذلك، فإن حذف جين GPR124 داخل خلايا البطانية يزيد من تلف الحاجز الدموي الدماغي خلال نقص التروية الدماغية. عن طريق تقليل تنظيم Wnt/ إشارات -كاتينين؛ ومع ذلك، فإن هذا التأثير يتناقص تدريجياً في الفئران التي تعاني من انسداد الشريان الدماغي المؤقت من خلال تساقط الخلايا المحيطية وإعادة تدفق الدم من اليوم 3-5.
وبالمثل، فإن انخفاض تعبير بروتين TJ يعيق سلامة الحاجز الدموي الدماغي ويزيد من خطر التحول النزفي بعد إعادة التروية. في نماذج الحيوانات، Wnt/ يُقال إن إشارات -كاتينين تتضاءل خلال الدماغ ، مما يؤدي إلى زيادة نفاذية الحاجز الدموي الدماغي وتلف بسبب تقليل تنظيم بروتينات الوصل الضيق في خلايا الأوعية الدقيقة. تعتبر خلايا البطانية الشعرية المكونات الرئيسية للحاجز الدموي الدماغي، حيث يتم ملاحظة الوصلات الضيقة بين هذه الخلايا البطانية. على وجه التحديد، تحدد الخلايا البطانية نفاذية الحاجز الدموي الدماغي من خلال تثبيط القنوات بين الخلايا والنقل غير المحدد عبر الخلايا. تتكون الوصلات الضيقة من الأوكلاودين، والكلودينات، والتريسلولين، وبروتينات أخرى. “; انخفاض مستوى بروتينات الوصلات الضيقة خلال نقص التروية يزيد من نفاذية الحاجز الدموي الدماغي. خلال نقص التروية الدماغية، يساهم زيادة تعبير MMP9 في تدهور بروتينات الوصلات الضيقة بين خلايا بطانة الدماغ، مما يؤدي إلى مزيد من الضرر للحاجز الدموي الدماغي. بشكل عام، يتم تنظيم هذه العملية سلبًا بواسطة Wnt/ إشارات بيتا-كاتينين.
بروتين NHE1 يعزز الـ التبادل في الخلايا النجمية. خلال نقص تروية الدماغ، يتم تنشيط NHE1، مما يؤدي إلى التحميل الزائد وانتفاخ الخلايا في الخلايا النجمية؛ هذا يلغي الوظيفة المقابلة لصيانة الحاجز الدموي الدماغي للخلايا النجمية، مما يؤدي إلى تلف الحاجز الدموي الدماغي. أظهر سونغ وآخرون أن تعبير Wnt7a/7b قد زاد وتم إصلاح الحاجز الدموي الدماغي، بعد حذف جين Nhel في الخلايا الدبقية لجرذان الدماغ المصابة بنقص التروية. يمكن للخلايا الدبقية التي تم حذف NHE1 منها تنشيط Wnt/ إشارات -كاتينين، مما يظهر دورًا وقائيًا في نقص تروية الدماغ. علاوة على ذلك، أظهر سونغ وزملاؤه أن زيادة تعبير Wnt7a/7b في الخلايا النجمية تعزز Wnt/ تنشيط إشارة -كاتينين ويسهل إصلاح الحاجز الدموي الدماغي.

مسارات Wnt خلال إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية

إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية هي مضاعفة خطيرة وحتمية بعد زراعة الكلى. والعامل الرئيسي الذي يعزز إصابة الكلى الحادة (AKI) ويقلل من معدلات بقاء الطعوم الكلوية على المدى الطويل. في الكلى الطبيعية للبالغين، نشاط Wnt/ إشارات -كاتينين منخفضة نسبيًا. ومع ذلك، عندما يتعرض الكلى للتلف، Wnt/ -كاتينين وWnt/ يتم تعزيز الإشارات، مما يؤدي إلى إلحاق مزيد من الضرر بالكلى عبر شيخوخة الخلايا، وتليف الكلى، والإجهاد التأكسدي، والموت الخلوي المبرمج، وطرق الفيروبتوز، مما يسبب الفشل الكلوي الحاد أو مرض الكلى المزمن. بشكل عام، تتضمن هذه العملية التواصل بين الخلايا بين الظهارة الأنبوبيّة الكلوية والأرومات الليفية البينية.
الموت الخلوي المبرمج. في نقص تروية الكلى، يتم تنشيط مسار Wnt/ تم اقتراح أن مسار إشارة -كاتينين يعزز موت الخلايا المبرمج، بينما اقترح آخرون عكس ذلك (الشكل 6أ). استخدم ليو وآخرون خلايا HK-2 لبناء نموذج إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية في المختبر وأظهروا أن تعبير Inc MEG3 في خلايا HK-2 قد زاد بشكل ملحوظ بعد إصابة نقص التروية. أدى الجمع بين Inc MEG3 وmiR-145-5p إلى تقليل محتوى miR-145-5p، وزيادة تعبير هدفه downstream RTKN، وتفعيل مسار Wnt/ مسار -كاتينين وفعاله السفلي مايك، عززوا تعبير إنك MEG3، وزادوا من إصابة الكلى. بدلاً من ذلك، فإن كتم MEG3 في خلايا HK-2 تحت ضغط نقص التروية/إعادة التروية (I/R) قد أوقف مسار Wnt/ إشارات بيتا-كاتينين، تعبير مايك، الميتوفاجي، والموت الخلوي، وقللت من إصابة الأنابيب الكلوية. ومع ذلك، أشارت أدلة أخرى إلى أنه بعد يوم واحد من الإصابة الحادة في الكلى الناتجة عن نقص التروية، كانت تعبير تم تنظيم -كاتينين في خلايا الأنابيب الكلوية بشكل كبير، مما قلل من موت خلايا الأنابيب الكلوية، وبالتالي exerting تأثير وقائي. أكدت التجارب في المختبر أن Wnt1 ينشط -كاتين، يعزز فسفرة Akt وتعبير السورفاين، ويثبط تعبير باكس وp53، وبالتالي ينشط الآلية المضادة للاستماتة ويقلل من إصابة الكلى الحادة بعد إصابة نقص التروية الكلوية.
عند أخذها معًا، فإن آثار تنشيط Wnt/ إشارات -كاتينين خلال إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية لا تزال مثيرة للجدل، لذلك هناك حاجة لمزيد من التحقيقات. ومع ذلك، نحن أكثر ميلاً لقبول نتائج الدراسة التي أجراها زو وآخرون. على وجه التحديد، قام ليو وآخرون بتقييم دور IncRNA MEG3 باستخدام تجارب خلوية؛ وأشار المؤلفون إلى أن مسار إشارات Wnt قد يكون مجرد مسار واحد من المسارات السفلية ولم يشيروا إلى أن Wnt/ -كاتينين يؤدي في النهاية إلى الضرر. بالمقابل، استخدم زو وآخرون تجارب في المختبر وتجارب حية لإظهار الآلية التي من خلالها يعمل مسار Wnt/ مسار -كاتين يحمي من إصابة الكلى المبكرة الناتجة عن نقص التروية.
فيروبتوزيس. ونت/ مسار إشارة -كاتينين مرتبط بالفيروبتوزيس بعد إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية؛ ومع ذلك، فإن الاتصال المحدد بين هذين الآليتين لا يزال غير واضح. الفيروبتوزيس يزيد من حدة إصابة الكلى الحادة ويؤخر وظيفة الطعم بعد إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية. باستخدام تحليل LASSO، حدد وي وآخرون أن عامل تحويل تنشيط الجين للاستجابة الطارئة 3 (ATF3) كان جينًا عالي المخاطر مرتبطًا بالوفاة الخلوية الحديدية (ferroptosis) خلال إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية (I/R). وقد تم الإبلاغ عن أن ATF3 معبر عنه بشكل كبير داخل مسار Wnt/ مسار -كاتينين ومرتبط بتنظيم المسارات المرتبطة بالكيموكينات. بشكل عام، تشير هذه النتائج إلى أن الموت الخلوي الناتج عن الحديد المرتبط بـ DGF مرتبط بـ Wnt/ إشارات -كاتينين؛ ومع ذلك، لا تزال الآليات الدقيقة بحاجة إلى التوضيح.
الإجهاد التأكسدي. تنشيط مسار Wnt/ إشارات -كاتينين خلال نقص التروية والرجوع الدموي الكلوي تعزز الإجهاد التأكسدي (الشكل 6ب). قد يكون هذا الارتفاع في الإجهاد التأكسدي وانخفاض مضادات الأكسدة هو السبب الرئيسي للإصابة الكلوية اللاحقة. أظهرت الدراسات أن تثبيط Wnt/ يمكن أن يقلل إشارات -كاتينين من الإجهاد التأكسدي والاستجابات الالتهابية التي تتوسطها إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية.
كونه RNA غير مشفر، يشارك miR-144-5p في تنظيم التعبير الجيني بعد النسخ. أظهر شو وآخرون أن
الشكل 6 مسار إشارة Wnt والعلاج المستهدف خلال إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية. أ. موت الخلايا المبرمج الناتج عن إشارة Wnt خلال إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية. خلال مرحلة نقص تروية الكلى، يحدث زيادة في التعبير عن IncRNA MEG3، مما يؤدي إلى تنشيط Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين. هذا التنشيط، بدوره، يعزز الميتوفاجي ويحفز موت الخلايا المبرمج في خلايا الكلى. إشارات Wnt المرتبطة بالإجهاد التأكسدي خلال إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية. في مرحلة نقص تروية الكلى، يحدث انخفاض في مستوى miR-144-5p، مما يؤدي بدوره إلى تنشيط Wnt/ -مسار إشارة الكاتين. يؤدي هذا التنشيط إلى زيادة الإجهاد التأكسدي وموت الخلايا المبرمج في خلايا الكلى. بالإضافة إلى ذلك، يساهم circ-AKT3 بشكل أكبر في تقليل تعبير miR-144-5p، مما يؤدي إلى تفاقم موت خلايا الكلى. ج – الشيخوخة الخلوية الناجمة عن إشارة Wnt وموت الخلايا الليفية الكلوية أثناء إصابة نقص التروية/إعادة التروية الكلوية. خلال مرحلة نقص التروية/إعادة التروية الكلوية، فإن Wnt/ يتم تنشيط مسار إشارة -كاتينين، مما يؤدي إلى تعزيز موت خلايا الكلى وتطور التليف. بالإضافة إلى ذلك، يتم تنشيط Wnt/ الإشارات خلال هذه العملية تساهم في إصابة الكلى المزمنة. ملاحظة: الخلفية الوردية تمثل المرحلة الإقفارية، بينما تمثل الخلفية الكريمية مرحلة إعادة التروية. LRP بروتين مرتبط بمستقبلات البروتين الدهني منخفض الكثافة، ROR مستقبلات كيناز التيروزين المعاد تركيبها مثل مستقبل اليتيم، RYK كيناز التيروزين المستقبلي، MDA مالونديالديهايد، SOD سوبر أكسيد ديسموتاز، CAT كاتالاز، CaMKII كيناز البروتين المعتمد على الكالمودولين II، AKI إصابة الكلى الحادة، CKD مرض الكلى المزمن.
في خلايا HK2 من الجرذان في حالة نقص الأكسجين، تم تقليل تعبير miR-144-5p، مما أدى إلى تنشيط مسار Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين. أدت هذه التنشيط إلى زيادة تعبير باكس وكاسبيز 3، مع تقليل التعبير، مما يؤدي في النهاية إلى إصابة الخلايا والموت المبرمج. لقد أظهرت Circ-AKT3 أنها إسفنجة فعالة لـ miR-144-5p التي يمكن أن تقلل بشكل أكبر من تعبير miR- بعد إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية في الجرذان. وبالتالي، فإن هذا الميكرو RNA- تزيد المثبطات بشكل كبير من محتوى المالونديالديهايد وأيون السوبر أوكسيد، بالإضافة إلى تقليل نشاط سوبر أوكسيد ديسموتاز (SOD) وكاتالاز (CAT). بشكل عام، يؤدي ذلك إلى الإجهاد التأكسدي، والاستماتة، وتفاقم إصابة الكلى. لذلك، يسبب circ-AKT3 موت الخلايا المبرمج ويزيد من إصابة الكلى عن طريق تنشيط Wnt/ إشارات بيتا-كاتينين وزيادة الإجهاد التأكسدي.
شيخوخة الخلايا وتليف الكلى. مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين يتم تفعيله بعد الكلى الإصابة وتعزز الشيخوخة وتليف الكلى. Wnt/ تنشيط مسار الإشارة يؤدي أيضًا إلى تعزيز شيخوخة الخلايا وتليف الكلى (الشكل 6c). التوقف عن نمو الخلايا، والأضرار الهيكلية في الحمض النووي مزدوج الشريط، وتراكم البروتينات المرتبطة بالشيخوخة هي الخصائص الرئيسية لشيخوخة الخلايا. يتم الوساطة في تراكم البروتينات المرتبطة بالشيخوخة بشكل أساسي بواسطة إشارات p16INK4A-Rb وARF-p53-p21.
مسار إشارة Wnt هو مشارك مهم في تليف الكلى الذي يسرع من شيخوخة الخلايا، خاصة من خلال تنظيم بنية الحمض النووي مزدوج الشريط والتوازن بين بروتينات شيخوخة الخلايا وبروتينات مكافحة الشيخوخة، مما يؤدي في النهاية إلى تليف الكلى. مع تفاقم إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية/ إعادة التروية، يحدث تنشيط مستمر لمسار Wnt/ تشير إشارات -كاتينين إلى تعزيز نسخ الجينات الليفية السفلية، بما في ذلك SNAI1 وTWIST وPAI1 وMMP7، والتي يمكن أن تحفز تليف الكلى وتسريع تقدم إصابة الكلى الحادة إلى مرض الكلى المزمن.
قام لو وآخرون بتقييم نموذج الفئران المصابة بأمراض الكلى المزمنة مع إصابة نقص التروية الأحادية وأثبتوا أن مستويات Wnt9a زادت قليلاً بعد يوم واحد من الإصابة الشديدة بنقص التروية وزادت بشكل ملحوظ بعد 3 أيام. كانت هذه المستويات من Wnt9a مرتبطة إيجابياً بزيادة في p16INK4A و үH2AX (علامة انتقائية لكسر مزدوج في الحمض النووي) وانخفاض في بروتين كلوثو المضاد للشيخوخة (علامة لإصابة الأنابيب الكلوية وأمراض الكلى المزمنة). زيادة تعبير الليغاند Wnt9a ينشط Wnt/ إشارات -كاتين، التي تعزز التعبير عن الأهداف البروفيبرينية والتعبيرية downstream التي تفاقم التليف الكلوي.
في نموذج زراعة الكلى في الجرذان، لاحظ تورني وآخرون مرض الكبيبات، وضعف الأنسجة الأنبوبية والليفية الكلوية في كلى الجرذان المزروعة، مشابهة لمواقع إصابة الأعضاء المزروعة المزمنة بعد زراعة الكلى البشرية. أجرى صن وآخرون دراسة مستقبلية متعددة المراكز محكومة وأفادوا أن الخلايا الجذعية المولدة من الأنسجة الغريبة قللت بشكل كبير من ضعف وظيفة الكلى الحاد، والرفض الحاد، وأطالت البقاء على قيد الحياة على المدى الطويل في زراعة الكلى. علاوة على ذلك، مع تقدم إصابة الكلى، تم زيادة مستويات التعبير للجينات المرتبطة بمسار Wnt الكلاسيكي Fn1 و Cd44 و Mmp7 و Nos2، وكذلك كانت مستويات Wnt. الجينات المرتبطة بالمسار Prkcb1 و Prkch و Nfact1_pred و Nfact2. بالإضافة إلى ذلك، زادت تعبير بروتين CaMKII في تسلل العدلات، وزادت فوسفاتة هذا البروتين بشكل ملحوظ مع تطور التليف. افترض المؤلفون أن هذا التغير الشكلي كان مرتبطًا بتنشيط إشارة Wnt التقليدية وWnt غير التقليدية. الإشارات في الكلية المزروعة، مما يساهم في إصابة الكلى المزمنة بعد زراعة الكلى. ومع ذلك، لا يزال دور مسار Wnt/PCP في شيخوخة الخلايا وتليف الكلى بعد زراعة الكلى غير محدد.

مسارات Wnt خلال إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية/إعادة التروية

إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية هي حدث فسيولوجي مرضي يحدث بعد جراحة الكبد أو زراعته ويؤثر بشكل عميق
تشخيص وظيفة الكبد. يتأثر مدى إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية بالحرارة ومدة نقص التروية والنطاق. تكون إصابة خلايا الكبد الناتجة عن نقص التروية الدافئ أكثر شدة من تلك الناتجة عن نقص التروية الباردة، بينما تكون إصابة خلايا الأوعية الشعرية الكبدية على العكس من ذلك. تحت الظروف الفسيولوجية، ينظم مسار إشارة Wnt وظائف الخلايا الكبدية مثل التكاثر، والبقاء، والتمثيل الغذائي، والتجديد، وتوازن الكبد، والتلاصق بين الخلايا. بشكل عام، تتضمن العملية المرضية لإصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية (I/R) تلفًا في الخلايا البطانية الجيبية، وخلايا الكبد، والخلايا النجمية الكبدية، وخلايا أخرى. تشارك مسار إشارة Wnt في تنظيم الموت الخلوي، والتموت، والاستجابات الالتهابية، والإجهاد التأكسدي، والتكاثر خلال إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية.
الالتهاب والموت الخلوي. خلال إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية/ إعادة التروية، Wnt/ إشارات -كاتينين مثبطة، مما يزيد من الالتهاب والموت الخلوي، بينما يتم تنشيط مسار الإشارة ويعزز المزيد من الاستماتة (الشكل 7أ). خلال إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية، تقوم خلايا بطانة الجيب الوريدي وخلايا الكبد بإطلاق DAMPS، مما يؤدي إلى تحفيز استجابة التهابية. في نقص الأكسجين وخلايا الكبد H/R، كل من Wnt/ تم تثبيط إشارات -كاتينين وإشارات HIF1a، الذي زاد بشكل تآزري من إجهاد الأكسدة في الكبد وعزز موت الخلايا المبرمج. حدد ليو وآخرون أنه في نسيج الكبد للفئران غير القاتلة المصابة بنقص تروية الكبد وإعادة التروية وخلايا الكبد المعرضة لإعادة التروية، كان هناك انخفاض في تنظيم Wnt3a و تعبير -كاتينين، و تثبيط مسار ونت/ أدى إشارات -كاتين إلى تفاقم موت خلايا الكبد، والتموت، والاستجابة الالتهابية. أثبت شيا وآخرون أن تعبير miR1246 كان منخفضًا بشكل ملحوظ في أنسجة كبد الفئران المعرضة للإقفار/إعادة التروية وخلايا LO2 المعالجة بالإقفار/إعادة التروية. من خلال استهداف التنظيم السلبي لـ GSK-3 جي إس كيه-3 يمكن أن تكون مستويات البروتين مرتفعة بشكل كبير، بينما تم تقليل تعبير -كاتين، مما أعاق مسار ونت/ مسار -كاتينين وزيادة موت خلايا الكبد.
مسار Wnt غير الكنسي مسار الإشارة متورط أيضًا في تنظيم الموت الخلوي خلال إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية. وجد ساكون وآخرون زيادة في نشاط الكالباين في عينات خزعة الأعضاء المزروعة المأخوذة من مرضى يعانون من ضعف الوظيفة بعد زراعة الكبد. هذا الارتفاع في نشاط الكالباين يتوافق مع زيادة مماثلة في تركيز أثناء نقص تروية الكبد. أظهر هو وآخرون أن تنشيط Wnt الإشارات التي تعزز موت الخلايا المبرمج في خلايا الكبد الطبيعية من الجرذان BRL-3A تحت ظروف نقص الأكسجين وإعادة الأكسجة. بالإضافة إلى ذلك، في نموذج إصابة نقص التروية/إعادة التروية لخلايا H9c2 من الجرذان، وجد زو وآخرون أن زيادة تنظيم مسار Wnt5/Frizzled-2 في نسيج الكبد أدت إلى زيادة النشاط والموت الخلوي المبرمج.
استهداف العناصر العليا من Wnt ومسار الإشارات المقابل يمكن أن يخفف من التهاب الخلايا الكبدية ويمنع موت الخلايا المبرمج بعد نقص تروية الكبد (الشكل 7أ). يمكن أن يحسن التيرليبرسين، وهو نظير اصطناعي لهرمون مضاد للإدرار، من بقاء المرضى الذين يعانون من تليف الكبد المتقدم. ترليبرسين يرتبط بشكل انتقائي بمستقبل V1 في كبد الإنسان. لذلك، فإن علاج التيرليبرسين ينشط مسار Wnt/ -مسار الكاتينين/FoxO3a/AKT من خلال زيادة مستوى مستقبل V1، مما يحسن بشكل كبير من موت خلايا الكبد الناجم عن نقص التروية/إعادة التروية، والتموت، والالتهاب، وفي النهاية يحمي الكبد. أجرى كوهلر وآخرون تجربة عشوائية مزدوجة التعمية خاضعة للرقابة الوهمية شملت 150 مريضًا خضعوا لاستئصال الكبد الكبير الانتقائي، ووجدوا أن التيرليبرسين المحيطي لم يؤثر على نقطة النهاية المتعلقة بمضاعفات الكبد، ولكنه منع بشكل كبير تدهور وظيفة الكبد بعد الجراحة. تمت ملاحظة نتائج مشابهة أيضًا من قبل هون. بدلاً من ذلك، أدت حقن الإكسوزومات المستمدة من خلايا جذعية مزنخية من دم الحبل السري البشري عن طريق الوريد في الوريد البابي لفئران الكبد المعرضة للإقفار/إعادة التروية إلى زيادة تعبير miR-1246 وتنشيط مسار Wnt/ -مسار الكاتينين من خلال استهداف وتنظيم GSK سلبًا- لذلك، فإن هذا العلاج يمارس تأثيرات مضادة للاستماتة ويخفف من إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية. الأغمتين (AGM) هو بولي أمين داخلي يمنح تأثيرًا واقيًا على إصابة في الـ
الشكل 7 مسار إشارة Wnt والعلاج المستهدف أثناء إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية. أ التهاب وموت الخلايا المبرمج الناتج عن إشارة Wnt أثناء إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية. أثناء إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية، فإن Wnt/ مسار إشارة -كاتينين يتم قمعه، مما يؤدي إلى تعزيز التهاب الكبد وموت الخلايا المبرمج. في الوقت نفسه، Wnt/ يتم تنشيط الإشارات، مما يؤدي إلى تفاقم موت الخلايا المبرمج. ب. الإجهاد التأكسدي الناتج عن إشارات Wnt خلال إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية / إعادة التروية. خلال إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية / إعادة التروية، يتم تفعيل مسار Wnt/ يتم تثبيط إشارات -كاتين، مما يؤدي إلى تفاقم الإجهاد التأكسدي. ومع ذلك، يمكن أن يساعد العلاج بالمنوسكلين والعلاج باللوسارتان في تخفيف الإجهاد التأكسدي داخل الخلايا من خلال تنشيط مسار Wnt/ -مسار إشارة الكاتين. ج. تكاثر الخلايا المعتمد على إشارة Wnt خلال إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية. خلال إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية، فإن Wnt/ يتم تثبيط إشارات -كاتينين، مما يؤدي إلى انخفاض في نسخ الجين المستهدف AXIN2 في الأسفل وتثبيط لاحق لانقسام الخلايا. ومع ذلك، فإن تنشيط Wnt/ يمكن أن يعزز الإشارات عبر -كاتينين من خلال استخدام منبهات Wnt وADMSCs-ex تكاثر الخلايا في هذا السياق. ملاحظة: الخلفية الكريمية تمثل مرحلة إعادة التروية. LRP بروتين مرتبط بمستقبلات البروتين الدهني منخفض الكثافة، ROR مستقبل كيناز التيروزين الموصوف مثل مستقبل اليتيم، RYK كيناز التيروزين المستقبلي، DKK-1 ديكوكب-1، HIF-1 عامل تحفيز نقص الأكسجين إكسوسومات الخلايا الجذعية المشتقة من الدهون ADMSC-ex
الدماغ، الكلى، القلب، وأنسجة وأعضاء أخرى. لقد لوحظ أن الحقن داخل الصفاق لـ AGM يثبط الالتهاب والموت الخلوي بعد نقص التروية الكبدية في الفئران من خلال تنشيط مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين. بدلاً من ذلك، أدى إدخال siRNA الخاص بـ Frizzled-2 إلى خلايا كبد الجرذان BRL-3A إلى كتم تعبير جين Frizzled-2؛ مما قلل من التركيز داخل الخلايا زيادة التركيز الناتجة عن وونت المثبط الإشارات، وفي النهاية تقليل السمية الخلوية والموت الخلوي المبرمج.
الإجهاد التأكسدي. تثبيط مسار Wnt/ يساهم مسار إشارة -كاتينين خلال نقص التروية وإعادة التروية الكبدي في الإجهاد التأكسدي في الخلايا الكبدية (الشكل 7ب). أظهر دونغ وزملاؤه أن مستويات الترانسأميناز بعد العملية، ومعدل الحدوث الكلي، ومعدل حدوث فشل الكبد في 1,267 مريضًا ذكراً خضعوا لاستئصال الكبد كانت أعلى بشكل ملحوظ من تلك الموجودة في 508 مريضة أنثى. وخلصت إلى أن الذكور أكثر عرضة لإصابة نقص التروية/إعادة التروية من الإناث. جين تحديد الجنس الثديي، يزداد بشكل ملحوظ في إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية. بعد نقص التروية الدموية الكبدي، يتفاعل SRY المرتفع مع GSK- و -كاتينين، يعزز الفسفرة والتحلل لـ -كاتين، ويثبط Wnt/ إشارات بيتا-كاتينين، التي تزيد من التهاب الكبد، والإجهاد التأكسدي، واحتضار الخلايا. علاوة على ذلك، فإن عدم تنظيم Wnt3a، -كاتين، وHIF-1α، بالإضافة إلى أنشطة إنزيمات مضادات الأكسدة (Mn-SOD، -SOD، الجلوتاثيون وCAT)، يعزز بشكل تآزري الإجهاد التأكسدي من خلال تثبيط Wnt/ مسارات الإشارات -كاتينين و HIF-1 ألفا في الكبد خلال إصابة نقص التروية/إعادة التروية.
بشكل عام، تشير هذه النتائج إلى أن تنشيط مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين يقلل من الإجهاد التأكسدي بعد نقص التروية الكبدية (الشكل 7ب). إدارة مينو، وهو مضاد حيوي له خصائص مضادة للالتهابات، ومضادة للاستماتة، ومضادة للأكسدة، خفض تعبير بروتين DKK1، وزيادة -تعبير بروتين الكاتينين، وتفعيل مسار إشارة Wnt/ -مسار إشارة الكاتينين، مما يحمي الكبد من إصابة نقص التروية/إعادة التروية. يمكن أن يحفز Ang II، وهو الببتيد الفعال الرئيسي في نظام الرينين-أنجيوتنسين، خلايا الكبد النجمية وخلايا كوبفر لتفاقم الإجهاد التأكسدي. يتم توجيه نشاط Ang II في الكبد بشكل أساسي بواسطة مستقبلات AT 1Rs (مستقبل Ang II من النوع الأول). وبالمثل، فإن لوسارتان، وهو مضاد لمستقبلات AT 1Rs، يحمي من إصابة نقص التروية/إعادة التروية من خلال زيادة تنظيم Wnt/ -الكاتينين وإشارات HIF-1a، مما يقلل من الإجهاد التأكسدي ويحمي الكبد.
تكاثر الخلايا. يمنع نقص التروية/إعادة التروية الكبدي تكاثر الخلايا الكبدية وإصلاح إصابة الكبد من خلال تقليل مسار إشارة Wnt/ -الكاتينين (الشكل 7c). يلعب هذا التسلسل الإشاري دورًا محوريًا في تكاثر الخلايا الكبدية وتجديد الكبد. يؤدي تقليل تنظيم مسار إشارة Wnt/ -الكاتينين خلال نقص التروية/إعادة التروية الكبدي إلى تقليل نسخ الجين المستهدف Axin2، مما يؤدي إلى انخفاض لاحق في تكاثر الخلايا الكبدية وإصلاح إصابة الكبد. لحسن الحظ، يمكن أن تعاكس استخدام منبهات Wnt هذا التثبيط وتعزز زيادة تنظيم تسلسل Wnt/ -الكاتينين، مما يحفز تكاثر الخلايا الكبدية ويسهل إصلاح إصابة الكبد. أظهر صن وآخرون أن آليات تجديد الكبد تم عرضها في الخلايا الكبدية في جميع أنحاء العضو بعد استئصال الكبد الجزئي، وأن زيادة تنظيم Axin2 ساهمت بشكل خاص في هذا التكاثر الخلوي. يتفاعل Axin2 مع -الكاتينين/CTNNB1، وهو بروتين هيكلي داخل الخلايا، على الرغم من أن الاعتماد الدقيق لزيادة تنظيم Axin2 على إشارة Wnt/ -الكاتينين بعد استئصال الكبد الجزئي لا يزال غامضًا. ومع ذلك، بعد نقص التروية/إعادة التروية المجمعة مع استئصال الكبد في الجرذان، أدى تقليل تنظيم Wnt2، -الكاتينين، وcyclin D1، بالإضافة إلى تثبيط مسار Wnt/ -الكاتينين، إلى إعاقة تكاثر خلايا الكبد وتجديدها.
تؤكد هذه النتائج مجتمعة على أهمية زيادة تنظيم مسار إشارة Wnt/ -الكاتينين لدفع تكاثر خلايا الكبد بعد نقص التروية/إعادة التروية الكبدي (الشكل 7c). يمكن أن يؤدي الحقن داخل الصفاق لمنبهات Wnt في الجرذان التي تعاني من نقص التروية/إعادة التروية الكبدي إلى رفع فعال لمسار إشارة Wnt/ -الكاتينين، مما يؤدي إلى
زيادة ملحوظة في تكاثر الخلايا الكبدية مع تقليل الموت الخلوي والنخر في الوقت نفسه. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن يؤدي الحقن الوريدي لـ ADMSC-ex في الجرذان التي تعاني من نقص التروية/إعادة التروية الكبدي إلى تنشيط مسار إشارة Wnt/ -الكاتينين، وزيادة تنظيم تعبير العوامل المرتبطة بالتجديد مثل Cyclin D1 وVEGF، وتعزيز تكاثر وتجديد خلايا الكبد.

التداخل بين إشارة WNT ومسارات أخرى مرتبطة بنقص التروية/إعادة التروية

إشارة Notch
يمثل مسار إشارة Notch، وهو مسار محفوظ تطوريًا بشكل كبير ويشارك في تطوير الأجنة وإصلاح الأنسجة، مسارًا مهمًا في تطوير وتوقع إصابة الأعضاء بسبب نقص التروية/إعادة التروية. يساهم التداخل بين مسارات إشارة Notch وWnt في عمليات خلوية متنوعة، بما في ذلك تكاثر الخلايا، الموت الخلوي، التليف، تكوين الأورام، والنقائل. كشفت الدراسات حول نقص التروية/إعادة التروية القلبية والدماغية أن التفاعل بين مسارات إشارة Notch وWnt ينسق تنظيم العمليات المرضية مثل الموت الخلوي والاستجابات الالتهابية. ومع ذلك، لا يزال يتعين التحقيق فيما إذا كان هذا التداخل يحدث خلال نقص التروية/إعادة التروية الكبدي أو الكلوي.
يتكون مسار إشارة Notch من مسارات تقليدية وغير تقليدية. يتكون المسار التقليدي لـ Notch من خمسة لجنات Notch، وهي jagged1 وjagged2 وDelta-like1-4، وأربعة مستقبلات، وهي Notch1-4. يتم تنشيط مسار إشارة Notch التقليدي عندما ترتبط لجنات Notch بمستقبلات Notch، والتي تطلق بعد ذلك المجالات الداخلية المقابلة؛ ثم تنتقل هذه المجالات الداخلية إلى النواة وترتبط بعامل النسخ الفوسفوليبيد الاصطناعي (CSL)، مما يحفز نسخ الجينات المستهدفة في الأسفل. في هذه الأثناء، فإن المسار غير التقليدي لـ Notch مستقل عن CSL وبدلاً من ذلك ينظم نسخ الجينات المستهدفة من خلال التآزر مع مسارات إشارة متعددة.
خلال نقص التروية القلبية وإصابة نقص التروية/إعادة التروية، undergoes مسار إشارة Notch تنشيط. يساهم هذا التنشيط في تقليل موت خلايا القلب، وتقليل حجم الاحتشاء، وتحسين وظيفة القلب. تتمتع أسماك الزرد بالقدرة الرائعة على تجديد عضلة القلب التالفة تمامًا من خلال تمكين تكاثر خلايا القلب المحفوظة. في دراسة استخدمت نموذج أسماك الزرد لإصابة بطانة القلب، اكتشف زهاو وآخرون أن إشارة Notch المنشطة يمكن أن تثبط إشارة Wnt في القلب المصاب. بالإضافة إلى ذلك، لاحظ المؤلفون أن حقن مثبط Wnt IWR-1-endo في نموذج قلب أسماك الزرد الذي يفتقر إلى Notch يمكن أن يستعيد جزئيًا تكاثر خلايا القلب المقابلة (الشكل 8a). نتيجة لذلك، اقترح المؤلفون علاقة تنافسية بين إشارة Notch وإشارة Wnt خلال إصلاح القلب. وبالمثل، خلال نقص التروية الدماغية وإصابة نقص التروية/إعادة التروية، يتم تنشيط إشارة Notch. يعزز تنشيط إشارة Notch1 تكاثر خلايا الجذع العصبي ويثبط الموت الخلوي، بينما يسهل تنشيط مسار إشارة Notch3 تمايز خلايا EC الوعائية. يؤدي ذلك إلى تحسين التكيف الوعائي مع الظروف نقص الأكسجة-نقص التروية وبالتالي يقلل من الإصابة العصبية. ومع ذلك، تم الإبلاغ أيضًا عن أن إشارة Notch تظهر آثارًا سامة عصبية خلال السكتة الدماغية الإقفارية، والتي تشمل تحفيز الموت الخلوي، وتنشيط الخلايا الدبقية، وتعزيز تسرب الخلايا الالتهابية. في نموذج نقص التروية الدماغية في الجرذان حديثة الولادة، تم تنشيط مسار إشارة Notch بينما تم تثبيط مسار Wnt/ -الكاتينين، وقد ساهمت هذان الإشارتان بشكل متآزر في تعزيز الموت الخلوي من خلال التداخل الذي ينطوي على GSK-3 (الشكل 8a).
تشير هذه النتائج إلى جزيئات وسيطة في كل من مسارات إشارة Wnt وNotch كأهداف محتملة للعلاج الفعال لإصابة الأعضاء بسبب نقص التروية/إعادة التروية. أظهر العلاج بمثبط GSK- TWS119 آثارًا متزامنة لزيادة تنظيم مسار إشارة Wnt/ -الكاتينين وتثبيط مسار إشارة Notch

. تؤدي هذه التعديلات المزدوجة إلى بروتينات مشبكية وتقليل الموت الخلوي في الجرذان حديثة الولادة المصابة بنقص التروية الدماغية. في نموذج الجرذان لإصابة نقص التروية الدماغية، أدى العلاج بالطب الصيني التقليدي (TCM) L-Borneolum خلال فترة التعافي
إلى تثبيط مسارات إشارة Wnt3a/ -الكاتينين وNotch-1. أدى هذا النهج العلاجي إلى زيادة تدفق الدم الدماغي بشكل فعال، وتعزيز تمايز الخلايا الدبقية إلى خلايا عصبية في منطقة النواة، وتخفيف الاحتشاء الدماغي والدماغ.
الشكل 8 تفاعل مسارات إشارة Wnt وNotch وPI3K/Akt خلال إصابة نقص التروية/إعادة التروية: رؤى من آليات التداخل. أ تداخل بين مسار إشارة Wnt وNotch خلال إصابة نقص التروية/إعادة التروية. خلال إصابة نقص التروية/إعادة التروية القلبية في أسماك الزرد، تثبط إشارة Notch المنشطة نقل إشارة Wnt واستعادة قدرة تكاثر بعض خلايا القلب. في عملية نقص التروية الدماغية، يتم تثبيط إشارة Wnt/ -الكاتينين بينما يتم تنشيط إشارة Notch. تتداخل هاتان الإشارتان من خلال GSK- لتعزيز الموت الخلوي. بالإضافة إلى ذلك، يتم زيادة تنظيم مسار الإشارة الذي يتداخل مع إشارة Notch لتعزيز نشاط إشارة Notch. ب تداخل بين مسار إشارة Wnt وPI3K/Akt خلال إصابة نقص التروية/إعادة التروية. خلال إصابة نقص التروية/إعادة التروية القلبية، يتم تقليل كل من مسارات إشارة PI3K/Akt وWnt/ -الكاتينين. يؤدي هذا التثبيط إلى إعاقة التداخل بين هذه المسارات، مما يؤدي في النهاية إلى موت خلايا القلب وخلل في البطين الأيسر. وبالمثل، خلال إصابة نقص التروية/إعادة التروية الدماغية، يتم تقليل كل من مسارات إشارة PI3K/Akt وWnt/ -الكاتينين. في هذا السياق، تتداخل هذه المسارات من خلال GSK- لتعزيز موت الخلايا، مما يساهم في الفيزيولوجيا المرضية لإصابة نقص التروية/إعادة التروية الدماغية. خلال إصابة نقص التروية/إعادة التروية الكبدي، يتم زيادة تنظيم تعبير مستقبل الهرمون المضاد لإدرار البول 1 (V1R) في الخلايا الكبدية. تلعب هذه الزيادة دورًا وقائيًا من خلال تنشيط Wnt/ -كاتينين / FoxO3a / مسار Akt، ثم يخفي موت الخلايا المبرمج الناتج عن تنشيط FoxO3a. ج التداخل بين Wnt و HIF-1 مسار الإشارة خلال نقص التروية أو إصابة I/R. في سياق نقص تروية الدماغ ونقص الأكسجة، تلعب زيادة نشاط HIF- مسار الإشارة دورًا في تعزيز تكاثر وتمايز الخلايا العصبية من الخلايا الجذعية العصبية من خلال تنشيط Wnt/ -كاتينين. خلال المراحل المبكرة من العملية المرضية، يقوم HIF بإحداث اضطراب في بروتينات TJ، مما يؤدي بعد ذلك إلى زيادة نفاذية الحاجز الدموي الدماغي. مع تقدم العملية المرضية إلى المراحل اللاحقة، يقوم HIF- بتعزيز تكوين الأوعية الدموية. في نموذج AKI الناتج عن H/R، أظهر تنشيط Wnt/ -كاتينين أن له تأثيرًا وقائيًا معززًا لـ HIF، في الوقت نفسه، يزيد HIF من تعبير -كاتينين وجينات الهدف التابعة له. يساهم هذا التفاعل والتداخل بين HIF و Wnt/ -كاتينين في إصلاح الكلى المبكر بعد AKI. في سياق نقص الأكسجة الكبدي أو لديه القدرة على الارتباط بشكل تنافسي مع -كاتينين، مما يؤدي إلى تعزيز نقل إشارة HIF- هذا التفاعل يعمل على تقليل موت الخلايا المبرمج وتعزيز بقاء الخلايا في خلايا الكبد. LRP بروتين مرتبط بمستقبلات البروتين الدهني منخفض الكثافة، ROR مستقبلات كيناز التيروزين المعاد تركيبها مثل مستقبلات اليتيم، RYK كيناز التيروزين المستقبل، CaMKII كيناز البروتين المعتمد على الكالمودولين II، PI3K/Akt كيناز الفوسفاتيديلينوسيتول 3 / كيناز البروتين B، BBB الحاجز الدموي الدماغي، بروتين TJ بروتين الوصل الضيق، AKI إصابة الكلى الحادة، I/R نقص التروية-إعادة التروية، V1R مستقبل هرمون مضاد لإدرار البول 1، NSC خلايا جذعية عصبية
ضمور. بالإضافة إلى ذلك، في نموذج إصابة الخلايا البطانية الوعائية الدقيقة في الدماغ الناتج عن OGD/R، أدى العلاج بـ Zhongfenggao إلى تنشيط مسارات الإشارة Notch و Wnt. أدى هذا التنشيط إلى زيادة كبيرة في تعبير VEGF وعزز تكوين الأوعية الدموية. بناءً على هذه النتائج، اقترح المؤلفون أن Zhongfenggao يحمل إمكانات كمرشح علاجي لعلاج إصابة الدماغ الناتجة عن I/R.
إشارة PI3K/Akt
يمثل مسار إشارة PI3K/Akt، الذي سمي على اسم مكوناته الرئيسية، كيناز الفوسفاتيديلينوسيتول 3 (PI3K) و AKT (المعروف أيضًا باسم كيناز البروتين )، دورًا حاسمًا في تنظيم تكاثر الخلايا وبقائها وعمليات الموت الخلوي المبرمج. التداخل بين مسارات إشارة PI3K/Akt و Wnt يؤثر على تكاثر وتمايز الخلايا العظمية وتطور السرطان. تم تحديد التداخل بين PI3K/Akt/Wnt كعملية مرضية حاسمة في إصابة I/R للقلب والدماغ والكبد، مما يؤثر على الموت الخلوي المبرمج وتكوين الأوعية الدموية. ومع ذلك، فإن فهمنا الحالي بشأن تداخل PI3K/Akt/Wnt في I/R الكلوي لا يزال محدودًا.
لدى PI3K ثلاثة أشكال متباينة، وهي الأنواع I-III. يؤدي تنشيط PI3K إلى تحويل الفوسفاتيديلينوسيتول 3،4-ثنائي الفوسفات إلى الفوسفاتيديلينوسيتول 3،4،5-ثلاثي الفوسفات. الفوسفاتيديلينوسيتول 3،4،5-ثلاثي الفوسفات هو رسول ثانوي يعزز انتقال البروتين التابع AKT إلى غشاء الخلية. AKT هو كيناز بروتين سيرين/ثريونين، وله عدة أشكال متباينة: AKT1 و AKT2 و AKT3. يؤدي تنشيط الفسفرة لـ AKT إلى انتقال AKT من غشاء الخلية إلى السيتوبلازم أو النواة للسماح بمزيد من تنظيم الأهداف التابعة مثل mTOR و NF-KB و Bad.
في نموذج خنازير من I/R القلبي المزمن، أدى تثبيط نشاط الكالبين إلى زيادة تعبير كل من مسارات PI3K و Wnt/ -كاتينين. ونتيجة لذلك، لوحظ زيادة في كثافة الأوعية الدموية في كل من الأنسجة القلبية الإقفارية وغير الإقفارية. في النهاية، ساهمت هذه الزيادة في التوعية الدموية في بقاء خلايا عضلة القلب. في خلايا عضلة القلب من الجرذان المعالجة بـ H/R، أدى التعبير المفرط عن Akt1 و Wnt11 إلى تقليل موت خلايا عضلة القلب. ومع ذلك، يمكن حجب هذا التأثير الوقائي بواسطة الأجسام المضادة المحايدة ضد Wnt11 أو مثبطات Akt1 (الشكل 8ب).
يشير هذا إلى أن الآلية التآزرية لهذين المسارين الإشاريين تلعب أيضًا دورًا في إصابة I/R للدماغ والكبد (الشكل 8ب). يعمل مسار PI3K/Akt كآلية وقائية فطرية من خلال تعزيز تعبير Bcl-2، مما يؤدي بدوره إلى تأثير
مضاد للموت الخلوي المبرمج. يحدث التفاعل بين PI3K/Akt و Wnt/ -كاتينين من خلال GSK- . يؤدي تنشيط مسار إشارة PI3K/Akt إلى الفسفرة وعدم تنشيط GSK- , مما يؤدي بعد ذلك إلى تنشيط Wnt/ -كاتينين ويمارس تأثيرًا وقائيًا ضد إصابة I/R الدماغية (الشكل 8ب). FoxO3a هو في مجرى PI3K/AKT. أجرى Liu وزملاؤه دراسة باستخدام نموذج فأر من I/R الكبدي ووجدوا أن تنشيط مسار Wnt/ -كاتينين و Akt كان له تأثير مهدئ على إصابة الكبد الناتجة عن الإجهاد التأكسدي بعد I/R الكبدي. بالإضافة إلى ذلك، لاحظوا أن هذا التنشيط أخفى بفعالية الأحداث المميتة الناتجة عن ارتفاع مستوى FoxO3a. تسلط هذه النتائج الضوء على إمكانات مسار Wnt/ -كاتينين و Akt في الحماية من تلف الكبد وكبح عمليات الموت الخلوي المبرمج في سياق I/R الكبدي.
نظرًا لأن مسار إشارة PI3K/AKT/GSK-3 يقع في أعلى مسار إشارة Wnt/ -كاتينين؛ فإن العلاجات التي تنشط PI3K/AKT/GSK-3 ، مثل دكسمديتوميدين أو يوجينول، لديها القدرة على تنشيط مسار Wnt/ -كاتينين في نفس الوقت. لذلك، فإن هذه العوامل العلاجية هي استراتيجيات واعدة لعلاج إصابة الأعضاء الناتجة عن I/R. على سبيل المثال، في نموذج جرذان نقص تروية الدماغ، أدى إعطاء دكسمديتوميدين إلى زيادة بقاء الخلايا العصبية وتقليل حجم السكتة الدماغية. وبالمثل، أظهر العلاج بـ XQ-1H القدرة على تعزيز تكوين الأوعية الدموية واستعادة الوظيفة العصبية بعد السكتة الدماغية الإقفارية. أخيرًا، عند إعطائه عن طريق الفم لمدة 30 يومًا، خفف Phyllanthus emblica من تلف عضلة القلب الناتج عن I/R في الجرذان التي خضعت لجراحة I/R القلبي.
إشارة HIF-1a
يمثل مسار إشارة عامل نقص الأكسجة-1a (HIF-1a) المسؤول عن منح التكيف مع الظروف منخفضة الأكسجين ويلعب دورًا حاسمًا في تكوين الأوعية الدموية والإجهاد التأكسدي وعمليات التمثيل الغذائي الخلوي في ظل ظروف نقص الأكسجة. من الجدير بالذكر أن هناك تداخلًا كبيرًا بين مسارات إشارة HIF-1a و Wnt، والتي تنظم معًا عمليات مثل تكوين العظام وتكوين الأوعية الدموية وتطور وهجرة أنواع مختلفة من السرطانات. أوضحت الدراسات الحديثة مشاركة تداخل مسار إشارة HIF-1a و Wnt في تنظيم تكاثر الخلايا وتمايزها، ونفاذية BBB، والموت الخلوي المبرمج خلال إصابة I/R التي تؤثر على الدماغ والكبد والكلى وأعضاء أخرى.
HIF-1 هو عضو في عائلة HIF ويتكون من وحدات فرعية HIF-1a و HIF-1 . HIF-1 هو بروتين يعتمد على الأكسجين
ويظهر عمر نصف قصير في ظل ظروف الأكسجين العالي ويتم تكسيره بسرعة بواسطة البروتيازومات. ومع ذلك، فإنه مستقر في ظل ظروف نقص الأكسجة؛ في ظل هذه الظروف، ينتقل HIF-1 إلى النواة، ويتعاون مع HIF-1 لتشكيل هيتيروديمر، ويرتبط بعناصر الاستجابة لنقص الأكسجة لتعزيز تعبير عوامل النسخ التابعة مثل VEGF وناقل الجلوكوز-1.
أظهرت الأبحاث أنه في ظل ظروف نقص تروية الدماغ ونقص الأكسجة، يتم تنشيط مسار إشارة HIF-1a. يمكن أن يؤدي مسار إشارة HIF-1a المرتفع إلى تنشيط مسار إشارة Wnt/ -كاتينين، مما يعزز تكاثر الخلايا الجذعية العصبية وتمايزها (الشكل 8ج). يمكنه أيضًا إحداث اضطراب في بروتينات TJ، مما يؤدي إلى زيادة نفاذية BBB وزيادة تعبير الجين المستهدف VEGF، مما يؤدي إلى تفاقم تسرب الأوعية الدموية. استنادًا إلى الدور المزدوج لـ VEGF، فإن ارتفاع VEGF يعزز تكوين الأوعية الدموية خلال المرحلة المتأخرة من نقص التروية ونقص الأكسجة (الشكل 8ج). في المقابل، أظهرت دراسة حول نقص تروية الدماغ أن مسار إشارة HIF-1a/VEGF تم تقليله خلال فترة العلاج؛ هذا التثبيط، بدوره، نشط مسار إشارة Wnt/ -كاتينين، مما أدى إلى تحسين البيئة الدقيقة للدماغ في الجرذان المصابة بـ MCAO. يمكن أن تُعزى النتائج المتضاربة لهذه الاكتشافات إلى التفاعل المعقد والتعقيد في الآليات بين هذه المسارات الإشارية.
وبالمثل، فإن التداخل بين HIF-1a وWnt/ مسارات إشارات -كاتينين في إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية تعزز بشكل تآزري تقليل الإجهاد التأكسدي بعد الكبد (الشكل 8ج). بعد نقص تروية الكبد أو إعادة التروية، مستوى التعبير عن -كاتين ينظم نشاط إشارة HIF-1α، وانعدام -كاتين يؤدي إلى تثبيط نقل إشارة HIF-1a بعد نقص الأكسجين في الكبد. تحت ظروف نقص الأكسجين أو ظروف نقص الأكسجين/إعادة التروية، يمكن لـ HIF-1a أن يثبط بشكل تنافسي التفاعل بين TCF4 و -كاتين، الذي يعزز نقل إشارة HIF-1α، يقلل من موت الخلايا المبرمج، ويعزز بقاء الخلايا. علاوة على ذلك، التداخل بين HIF و Wnt/ تم الإبلاغ عن مسار إشارة -كاتين في إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية وإعادة التروية. أظهر شو وزملاؤه أنه في نموذج خلوي لإصابة نقص الأكسجة/إعادة الأكسجة، تم تنشيط Wnt/ مسارات الإشارات -كاتينين و HIF دعمت بعضها البعض وزادت من تعبير الجينات المستهدفة downstream لـ Wnt/ مسار إشارة -كاتينين، الذي يعزز بشكل تآزري الإصلاح الكلوي المبكر بعد إصابة الكلى الحادة (الشكل 8ج).
تشير الأدلة الجماعية إلى أن التفاعل المتبادل بين HIF-1α وWnt/ تؤدي مسارات إشارات -كاتينين دورًا حاسمًا في التخفيف من تلف الأعضاء الناجم عن إصابة نقص التروية. وقد لوحظ هذا التأثير المفيد في عدة أعضاء، بما في ذلك الدماغ والكلى والكبد. في بيئة نقص الأكسجين، يؤدي إنتاج بيروكسي نيتريت إلى تنشيط HIF-1، والذي يرتبط بمسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين، مما يؤدي إلى تعزيز تكاثر خلايا الجذع العصبي، والتجديد الذاتي، والتمايز العصبي. علاوة على ذلك، فإن تنشيط HIF يعزز تكاثر الخلايا ويثبط موت الخلايا المبرمج في الفشل الكلوي الحاد الناتج عن نقص التروية، ويمكن عكس هذه التأثيرات من خلال العلاج بـ مثبط بيتا-كاتينين IWR-1endo، مما يشير إلى تفاعل بين HIF وWnt/ مسار إشارة -كاتينين في توفير الحماية الكلوية. بالإضافة إلى ذلك، فإن مضاد مستقبلات الأنجيوتنسين II من النوع 1 لوسارتان يعزز HIF-1a وWnt/ إشارات -كاتين، مما يخفف من ضرر الكبد الناتج عن نقص التروية وإعادة التروية عن طريق استعادة HIF-1a و -محتوى الكاتينين. تسلط هذه النتائج الضوء على الإمكانيات العلاجية لتعديل التفاعل بين HIF-1a وWnt/ مسارات إشارات -كاتينين كاستراتيجية لحماية الأعضاء من إصابة نقص التروية واستعادة عافيتها.

تي جي إف- إشارة

الـ TGF- تشير مسارات الإشارة، التي تتكون من مسارات تعتمد على Smad وأخرى غير معتمدة عليه، إلى دور تنظيمي حاسم في التطور الجنيني المبكر وكذلك في حالات المرض مثل التليف والسرطان. من الجدير بالذكر أنه تم ملاحظة تداخل بين TGF- وطرق إشارات Wnt، حيث Smad3
يشكل معقدًا مع -كاتينين، مما يمنع تحلله ويسهل انتقاله إلى النواة، وبالتالي ينشط مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين. لقد تم ربط هذا التداخل في الإشارات بإصابة نقص التروية في القلب والدماغ والكبد والكلى، مما يساهم في العمليات المرضية مثل موت الخلايا المبرمج والتليف.
ت R-I-III هي الأنواع الثلاثة من TGF- المستقبلات. بروتينات عائلة سماد هي في الأسفل من TGF- مسار الإشارة، ويشمل Smads المنظمة بواسطة المستقبلات، وSmads المسار الشائع، وSmads المثبطة. في المسار المعتمد على Smad، يرتبط TGF- إلى مستقبلاتها يؤدي إلى فسفرة Smads المنظمة للمستقبلات. ثم تشكل R-mads المفسفرة مجمعات مع Co-Smads وتنتقل إلى النواة لتنظيم نسخ الجينات المستهدفة في الأسفل بشكل أكبر. بدلاً من ذلك، تستخدم المسار المستقل عن Smad TGF- لتفعيل مجموعة متنوعة من السلاسل اللاحقة، مثل مسارات إشارات كيناز البروتين المنشط بواسطة الميتوجين (MAPK)، PI3K/AKT، Rho-like، ومسارات إشارات JNK، لكن ليس إشارات سماد.
TGF- يمكن أن ينشط مباشرة مسار Wnt/ -إشارات الكاتين، بينما Wnt/ -مسار إشارة الكاتين يساعد في استقرار TGF- إشارات Smad. لذلك، تعمل هاتان الطريقتان بشكل متكامل لتسهيل وظائفهما الخاصة. بعد MI، التداخل بين TGF- و Wnt/ تشير مسارات إشارات -كاتينين إلى تعزيز تقدم تليف عضلة القلب (الشكل 9أ).
وبالمثل، في حالات نقص تروية الدماغ وإعادة التروية، يتم تنشيط TGF الإشارات تؤدي إلى تنشيط إشارات Wnt. العمل المشترك لـ TGF- سماد ووينت تساعد مسارات إشارات -كاتينين في تقليل موت الخلايا العصبية القشرية الناتج عن نقص تروية الدماغ، مما يقلل من إصابة الدماغ. (الشكل 9أ). في حالة إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية، فإن مسار Wnt/ -كاتينين/TGF- تشير التداخلات الإشارية إلى تعزيز التليف الكلوي (الشكل 9أ). أظهر تشين وآخرون أن تثبيط مسار Wnt/ -إشارات الكاتينين، TGF- الإشارات، والتفاعل بين هذه المسارات الإشارية قلل من تليف الكلى في نموذج نقص التروية وإعادة التروية الكلوية في الجرذان. يعد التحول الظهاري للأنابيب الكلوية آلية مهمة وراء تليف الكلى. وكأحد المشاركين الرئيسيين في عملية التحول الظهاري، فإن TGF- يتم تنشيط مسار الإشارة بعد نقص تروية الكلى، والتواصل مع مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين يزيد من حدة هذه العملية التليفية.
التأثيرات الليفية لـ TGF- الاعتماد على الربط بـ β-catenin و Smad3 في النواة. يمكن أن يعمل -كاتينين كعامل مساعد في النسخ لـ Smad3، مما ينشط نسخ الجينات المستهدفة downstream ويعزز EMT. بالإضافة إلى ذلك، TGF- يمكن أن ينشط Wnt/ مسار إشارة -كاتينين عن طريق تثبيط تعبير DKK1، وهو منظم سلبي لإشارة Wnt. في الحالات المرضية مثل مرض الكلى المزمن، تؤدي المستويات المرتفعة من Wnt9a إلى شيخوخة خلايا الأنابيب الكلوية وبدء TGF- الإنتاج. TGF- يعزز تكاثر الخلايا الليفية الميزنشيمية وتحولها إلى خلايا ليفية عضلية، بينما يحفز أيضًا الخلايا الليفية النشطة على إنتاج Wnt9a، وبذلك يتم إنشاء حلقة تواصل بين الخلايا من خلال مسارات إشارة مختلفة تستمر في التليف الكلوي. التفاعل بين Wnt و TGF- تم تأسيس مسارات الإشارة في تليف الكبد، ولكن فيما يتعلق بأهميتها في نقص تروية الكبد من حيث TGF- في approaches العلاج المتعلقة، لاحظ زانغ وآخرون زيادة في تنظيم Wnt3a، -كاتينين، VEGF، وCyclin D1، بالإضافة إلى تقليل تنظيم GSK-3 و الكاسبيز 3 في نموذج الفأر من انسداد الشريان الدماغي الأوسط بعد حقن الإيزوفلوران. وقد صاحب ذلك تقليل في حجم السكتة الدماغية وموت الخلايا العصبية. العلاج باستخدام TGF- المثبط LY2157299 قبل تحفيز MCAO قلل بشكل كبير تعبير -كاتين في نموذج الفأر. وعلى العكس، لم يؤثر مثبط Wnt DKK-1 على مستويات تعبير TGF- و Smad3. تشير هذه النتائج إلى أن TGF- قد يكون لمسار إشارات Smad3 تأثير وقائي من خلال تعزيز تعبير -كاتينين وتقليل موت الخلايا المبرمج. قد يحمي العلاج بالميلاتونين وحمض البوريا الكلى عن طريق تثبيط فسفرة Smad3، مما يتداخل مع إشارات نقل بيتا-كاتينين، مما يثبط الأهداف الليفية downstream -مسار الكاتينين، مما يعطل التفاعل بين سماد3 و -كاتينين، ومواجهة البرو-
٢٢





التأثيرات الليفية الناتجة عن التفاعل المتبادل بين TGF- سماد و Wnt/ مسارات إشارات -كاتينين في الانتقال من الفشل الكلوي الحاد إلى الفشل الكلوي المزمن. تقدم هذه النتائج طرق علاجية واعدة لتخفيف تليف الكلى.
NF- إشارة
تم تأسيس NF-кB في البداية كعامل نسخي مهم في تحفيز استجابات المناعة والالتهابات المختلفة.
الشكل 9 التفاعل بين Wnt و TGF- ، NF- ب، هيبو-ياب، بي إم بي، إن إم دي إيه آر-كالسيوم -مسارات الإشارات ActA و TLR4/TRIF و HGF/c-Met خلال نقص التروية أو إصابة الإقفار/إعادة التروية. تداخل بين Wnt و TGF- مسار الإشارة خلال إصابة نقص التروية. بعد نقص تروية عضلة القلب، هناك زيادة في تعبير TGF- “، مما ينشط بعد ذلك مسار Wnt/ -مسار إشارة الكاتين. تعمل هذان المساران بشكل متزامن لتعزيز عملية تليف عضلة القلب. خلال نقص تروية الدماغ وإصابة الإقفار/إعادة التروية، فإن TGF- مسار إشارات Smad يتم تفعيله ويتعاون مع Wnt/ -مسار إشارة الكاتينين لتقليل موت الخلايا المبرمج في الخلايا العصبية القشرية الناتج عن نقص تروية الدماغ. وبالمثل، في إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية وإعادة التروية، فإن TGF- يتم تنشيط مسار الإشارة ويتفاعل مع Wnt/ مسار إشارة -كاتينين، مما يساهم في تقدم التليف. خلال هذه العملية، -كاتينين يعمل كعامل مساعد في النسخ لـ Smad3، مما يعزز نسخ الجينات المستهدفة downstream ويسهل EMT. ب التفاعل بين Wnt و NF- В مسار الإشارة خلال نقص التروية أو إصابة I/R. خلال نقص تروية عضلة القلب، يعزز مسار إشارة Wnt/ -كاتينين تنشيط مسار إشارة NF- B من خلال تعزيز الانتقال النووي لـ p65، هذا التنشيط يحفز هجرة الخلايا الليفية القلبية. بالإضافة إلى ذلك، يعزز مسار إشارة Wnt/ -كاتينين تحلل الفوسفوريلated من خلال ، مما يعزز لاحقًا الانتقال النووي لـ ، مما يؤدي إلى تليف عضلة القلب وموت الخلايا المبرمج. على النقيض من ذلك، في عملية إصابة الكبد I/R، يتم تثبيط مسار إشارة Wnt/ -كاتينين، بينما يتم تنشيط مسار إشارة NF- يتم تنظيم نسخ NF- بشكل إيجابي بواسطة GSK- ، مما يعزز الالتهاب. يتم تثبيط مسار إشارة Wnt -كاتينين، بينما يتم تنشيط مسار الإشارة يتم تنظيم الانتقال النووي لـ بشكل إيجابي بواسطة GSK-3 ، مما يعزز الالتهاب. ج التفاعل بين Wnt ومسار إشارة Hippo-YAP خلال إصابة I/R. بعد إصابة عضلة القلب I/R، يتم تقليل مسار إشارة Wnt/ -كاتينين، مما يؤدي إلى تثبيط نسخ YAP1. وبالتالي، يتم قمع نشاط مسار إشارة Hippo-YAP. يساهم هذا التأثير التعاوني بين مساري الإشارة في تعزيز تضخم عضلة القلب. د التفاعل بين Wnt ومسار إشارة BMP خلال إصابة نقص التروية. خلال نقص الأكسجة الدماغية، هناك زيادة في التعبير عن BMP4، بينما يتم تثبيط مسار إشارة Wnt/ -كاتينين. تثبيط Wnt/ -كاتينين يقلل من تعبير بروتين BMP2؛ وبالتالي، فإن تثبيط مسار إشارة Wnt/ -كاتينين ومسار إشارة BMP بشكل متزامن يمنع تمايز خلايا الجذع العصبي إلى خلايا عصبية وخلايا دعامية، مما يؤدي إلى تفاقم إصابة نقص التروية الدماغية. هـ التفاعل بين Wnt ومسار إشارة NMDAR-Ca -ActA خلال إصابة I/R. خلال نقص تروية الدماغ، يتم زيادة تعبير ActA، مما يؤدي إلى تدفق خلال النقل المشبكي ويمكن أيضًا تنشيط مسار إشارة Wnt/ -كاتينين، مما ينظم بشكل متزامن اللدونة المشبكية. ومع ذلك، فإن التدفق الذي يتم بوساطة تنشيط NMDAR يمكن أن يؤدي أيضًا إلى تنشيط الكالباين. هذا التنشيط للكالباين يؤدي لاحقًا إلى انقسام -كاتينين، مما يؤدي إلى انخفاض في استقرار المشبك. التفاعل بين Wnt ومسار إشارة TLR4/TRIF خلال إصابة I/R. خلال إصابة الكبد I/R، يؤدي زيادة تعبير WISP1 إلى تنشيط مسار إشارة TLR4/TRIF، مما يعزز إصابة الكبد. ج التفاعل بين Wnt ومسار إشارة HGF/c-Met خلال إصابة I/R. خلال إصابة الكلى I/R، يعزز HGF المنشط فوسفوريلات LRP5/6 ويؤدي إلى تأثير مضاد للموت الخلوي من خلال تنشيط مسار إشارة Wnt/ -كاتينين. يؤدي AKI إلى زيادة مستويات بروتين Wnt داخل خلايا الظهارة الأنبوبية الكلوية، مما ينشط بالتالي مسار إشارة Wnt/ -كاتينين. يمنع مسار إشارة Wnt/ -كاتينين المنشط إفراز HGF وHGF/c-Met في الخلايا الليفية البينية الكلوية. من خلال هذا التنظيم المنسق، يلعب كل من مسار إشارة Wnt/ -كاتينين ومسار إشارة HGF/c-Met دورًا في تعديل عمليات الموت الخلوي في سياق AKI. LRP بروتين مرتبط بمستقبلات البروتين الدهني منخفض الكثافة، TGF- عامل النمو المحول- ، NF-кВ عامل نووي-кВ، YAP بروتين مرتبط بـ Yes، TLR مستقبل شبيه بالجراثيم، HGF/c-Met مستقبل عامل نمو الكبد/عامل الانتقال الظهاري-الم mesenchymal، BMP بروتين مكون العظام، NMDAR مستقبل N-Mيثيل-D-Aspartate، ActA Activin A؛ I/R نقص التروية-إعادة التروية
ومع ذلك، فإن التفاعل بين مسارات إشارة Wnt وNF-кВ قد جذب الانتباه بسبب دوره التنظيمي في الأحداث المرتبطة بالالتهاب مثل تكاثر الخلايا، الموت الخلوي، تمايز الورم، والهجرة. علاوة على ذلك، يرتبط مسار NF-кВ ارتباطًا وثيقًا بتقدم وإسقاط إصابة الأعضاء I/R. سلطت الدراسات الحديثة الضوء على التفاعل بين Wnt وNF-кВ في عمليات مثل الموت الخلوي، الالتهاب، الإجهاد التأكسدي، والتليف بعد إصابة القلب الإقفارية وإصابة الكبد I/R.
تتكون عائلة NF-KB من خمسة مونومرات بروتينية، بما في ذلك p65/RelA، RelB، cRel، p50، وp52، التي تشكل ثنائيات متجانسة أو غير متجانسة ترتبط بـ DNA. يتم تنظيم إشارة NF-KB بواسطة مسارين: (1) المسار الكلاسيكي المعتمد على NEMO، حيث يعمل NF كمنظم حاسم لـ NEMO، و(2) المسار غير الكلاسيكي المستقل عن NEMO. في المسار الكلاسيكي، تؤدي السيتوكينات الالتهابية، أنماط الجزيئات المرتبطة بالعوامل الممرضة، أو تحفيز المستضد/الأجسام المضادة إلى تحفيز فوسفوريلات IKK، مما ينشط سيرين محدد على الطرف N لـ البروتين، مما يتسبب في يوبكويتين وتدهور بروتيني لاحق. بعد إطلاق ، يخضع وحدة NF-кB لمجموعة متنوعة من التعديلات بعد الترجمة التي تمكنها من الارتباط بمواقع محددة على DNA. يعتمد المسار غير الكلاسيكي، من ناحية أخرى، على كيناز NF-кВ المحفز وIKKa لتنشيطه.
تكون مستويات Wnt2 وWnt4 مرتفعة في المرضى الذين يعانون من نقص التروية الحاد. تؤدي زيادة هذه الروابط Wnt إلى تنشيط إشارة Wnt/ -كاتينين، مما يؤدي إلى الانتقال النووي لـ p65، وتنشيط إشارة NF-кВ، وهجرة الخلايا الليفية، وفي النهاية تليف عضلة القلب. في نسيج القلب الالتهابي للمرضى الذين يعانون من AMI rates والفئران البدينة، أدى زيادة تعبير -كاتينين إلى تنشيط NFкВ وتوطين نووي، مما أدى إلى تليف عضلة القلب وموت الخلايا المبرمج (الشكل 9ب). يلعب البروتين الوسيط -بروتين يحتوي على تكرار نقل ( TrCP) دورًا حاسمًا في آلية التفاعل بين Wnt/ -كاتينين ومسار NF-
кВ . في MI، يعزز تنشيط Wnt/ -كاتينين الانتقال النووي لـ NF-кB من خلال تحلل TrCP للبروتين الفوسفوريلated ومع ذلك، قد يكون هناك تناقض بين مسارات إشارة Wnt/ -كاتينين وNF-кВ خلال الكبد I/R (الشكل 9ب).
يتم تثبيط مسار إشارة Wnt -كاتينين المرتبط بتجديد الكبد خلال إصابة الكبد I/R، بينما يتم تنشيط مسار إشارة NF-кB المرتبط بالالتهاب. ومع ذلك، تتطلب آلية التفاعل بين هذين المسارين خلال إصابة الكبد I/R مزيدًا من الاستكشاف. يتم تنظيمه بشكل إيجابي بواسطة GSK- على المستوى النسخي، بينما يعمل GSK- كمنظم سلبي لمسار إشارة Wnt/ -كاتينين، مما يفسر على الأرجح هذه العلاقة المتناقضة.
استنادًا إلى آلية التفاعل بين Wnt وNF-кВ، قد تثبط مثبطات مسار إشارة Wnt، مثل حبوب Huoxin، إشارة NF-кB في نفس الوقت لتخفيف MI. تم استكشاف نهج مماثل باستخدام مثبط Wnt DKK1 في علاج سرطان الثدي لتثبيط تفاعل إشارة Wnt/Ca -CaMKII-NF-кB. في إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية في المساريق، أظهرت Mangiferin أنها تنظم الإجهاد التأكسدي، الالتهاب، والموت الخلوي من خلال مسار إشارة Wnt/ -كاتينين/NF-кВ، والذي يتضمن زيادة تعبير -كاتينين وتقليل تعبير NF-кB. نقص فيتامين D هو عامل خطر وهدف علاجي محتمل لـ AKI، الناتج عن آليات مرضية مثل إصابة الكلى I/R. في نموذج الفئران لإصابة الكلى I/R، كان للعلاج المشترك مع بيوجليتازون وفيتامين تأثير مضاد للالتهاب من خلال تثبيط مسار إشارة NF-кВ. علاوة على ذلك، أظهر فيتامين D أنه ينشط مسار إشارة Wnt -كاتينين خلال المرحلة المبكرة من I/R الكلوي ويخفف من زيادة إشارة Wnt4/ -كاتينين في المرحلة اللاحقة لتحفيز تليف الكلى. ومع ذلك، فإن الآلية الجزيئية الدقيقة لهذا التفاعل المستهدف لم تُفهم بعد بشكل كامل. يتضمن نهج آخر إعطاء الإكسوزومات المستمدة من خلايا جذعية دهنية، والتي تثبط فوسفوريلات NF-кВ
بينما تنشط مسار إشارة Wnt2/ -كاتينين. لقد أظهرت هذه التدخلات وعدًا في عكس الالتهاب والاحتضار الناتج عن إصابة الكبد I/R، وتعزيز تجديد الكبد في إصابة الكبد I/R.

إشارة Hippo-YAP

مسار إشارة هيبو-ياب، المتعلق بتطور القلب والمرض، يشارك في التفاعل الثنائي الاتجاه مع مسار إشارة Wnt، وينظم بشكل مشترك تطور عضلة القلب وإصابتها تحت الظروف الفسيولوجية وظروف الضغط. مسار إشارة هيبوYAP هو عامل مهم في إصابة نقص التروية/إعادة التروية في القلب والدماغ والكلى والكبد وأعضاء أخرى.
تتحكم هذه المسار الإشاري في عمليات أساسية مثل تكاثر الخلايا، الالتهاب، ووظيفة الحاجز الدموي الدماغي بعد إصابة نقص التروية/إعادة التروية. مؤخراً، تم الإبلاغ عن تداخل بين مسارات إشارة هيبو-ياب ومسارات إشارة ونت في إصابة القلب الناتجة عن نقص التروية، حيث ينظم هذا التداخل تضخم عضلة القلب، والتليف، والالتهاب. ومع ذلك، نادراً ما تم الإبلاغ عن تداخل بين هذين المسارين في إصابات نقص التروية في أعضاء أخرى.
تشكل مسار الإشارات هيبو-ياب في الثدييات سلسلة من الكينازات تتضمن مكونات أساسية مثل كينازات ست20 الشبيهة بالثدييات 1/2، سلفادور، مثبط الورم الكبير المتجانس 1/2، وبروتين الهيكل النمطي المنشط للكيناز 1A/B. تعمل العوامل المساعدة للنسخ YAP و PDZ binding motif (TAZ) كعوامل فعالة حاسمة في هذا المسار. إشارات الهيبو تفتقر إلى مستقبلات متخصصة أو جزيئات ربط خارج الخلوية في الأعلى وتعتمد على مسارات إشارات أخرى لتنظيم تنشيطها. ومع ذلك، عند التنشيط، فإن مسار إشارة هيبو-ياب يمنع الانتقال النووي لياب والنشاط النسخي، مما يؤدي إلى تحلل ياب.
بعد إصابة نقص التروية القلبية، يتم تنشيط مسار Wnt/ يمكن أن يعزز إشارات -كاتينين نسخ YAP1، مما يؤدي إلى تثبيط إشارات هيبو-YAP وبالتالي قمع تضخم الخلايا الناتج عن إصابة نقص التروية القلبية. (الشكل 9ج). بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن يؤدي تثبيط مسار إشارة هيبو-YAP أيضًا إلى تقليل تليف عضلة القلب، مما يبدأ تجديد القلب واستعادة الأضرار الناتجة عن احتشاء عضلة القلب. في قلوب حديثي الولادة بعد احتشاء العضلة القلبية، يقوم YAP بتنشيط مسار إشارة Wnt غير الكلاسيكي في خلايا عضلة القلب عبر الجين المستهدف في الأسفل Wls، ويثبط تعبير NFAT وCol1a1 وPostn وFn1، مما يؤدي إلى قمع تكاثر الخلايا الليفية القلبية، وتكوين الكولاجين، والاستجابة الالتهابية. بالإضافة إلى ذلك، يشارك YAP/TAZ في تكوين مجمعات التدمير ضمن مسار إشارة Wnt الكنسي، مما يعدل تراكم أو تحلل -كاتينين استجابةً لتنشيط أو تثبيط إشارة ونت، على التوالي. بشكل عام، يوفر هذا نظرة على الآلية الكامنة وراء تداخل إشارات Wnt/Hippo-YAP.
استهداف التداخل بين مسار هيبو/YAP ومسار ونت/ تشير مسارات إشارات -كاتينين إلى نهج علاجي محتمل لإصابة الإقفار والاحتشاء القلبي والدماغي. على سبيل المثال، لقد أظهرت الميلاتونين الخارجي أنه ينظم تعبير miR-143. “، مما ينشط الجينات المستهدفة في مجرى الدم Yap و Ctnnd1. قد يؤدي ارتفاع مستوى Ctnnd1 إلى تنشيط مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين، مما يعزز تكوين معقدات -كاتينين وياب وزيادة تكاثر خلايا القلب بعد احتشاء العضلة القلبية. علاوة على ذلك، يمكن أن يؤدي التداخل بين YAP ومسار إشارة Wnt غير الكنسي (Wnt/ROR1/2) إلى تأخير عملية تليف القلب أثناء احتشاء العضلة القلبية. صممت أماني وآخرون أجسام مضادة أحادية النسيلة ضد مستقبل الترانسفيرين (OX26) نانوية من السيلينيوم مغلفة بالبولي إيثيلين جلايكول التي عززت Wnt3a/ تنشيط -كاتين. عند دمجه مع YAP1، يمكن للجزيئات النانوية تعزيز تعبير FoxO1، وتوفير الحماية العصبية ضد الإجهاد التأكسدي، مما يعزز بقاء الخلايا العصبية بعد السكتة الدماغية.

إشارات BMP

BMP، عضو في TGF- العائلة، هي لاعب حاسم في التطور الجنيني ويتفاعل مع الـ Wnt
مسار الإشارة. في نقص التروية الدماغية، يتولى التداخل بين إشارات BMP وWnt تنظيم تكوين الأعصاب وتمايز الخلايا العصبية، وهو عملية أساسية لإصلاح إصابات الدماغ. ومع ذلك، لا يزال التداخل بين هذين المسارين غير مستكشف في أعضاء أخرى.
يمكن تصنيف مسار إشارات BMP إلى مسارات تقليدية أو غير تقليدية. في الثدييات، يتكون هذا المسار من أكثر من 20 ليفاند، و4 مستقبلات من النوع الأول، و3 مستقبلات من النوع الثاني. في المسار الكنسي، ترتبط مستقبلات BMP من النوع الثاني بالليغاندات وتقوم بفوسفرة مستقبلات النوع الأول. تقوم مستقبلات النوع الأول المفسفرة بتجنيد وفوسفرة مستقبلات Smad1/5/8، التي ترتبط بـ Smad4 لتشكيل مجمعات تنتقل إلى النواة لتنظيم التعبير عن العديد من الجينات المستهدفة في الأسفل. في المسار غير الكنسي، تقوم مستقبلات النوع الأول بتنشيط مسار MAPK في الأسفل، مما يؤدي إلى الانتقال والفوسفرة لبروتينات إشارة MAPK (p38، ERK1/2، وJNK). تؤدي هذه الفوسفرة إلى تنشيط ATF2 وc-JUN وc-FOS، التي تتحكم في نسخ الجينات المستهدفة في الأسفل.
يمكن أن يعزز مسار إشارة Wnt تكوين الأعصاب ويحفز إنتاج BMP في الخلايا العصبية المتمايزة، مما يسهل تمايز الخلايا الدبقية ويعيق تمايز الخلايا الدبقية قليلة التغصن. يساعد BMP2، بالتعاون مع Wnt1 أو Wnt3، في الحفاظ على الحالة غير المتمايزة لخلايا القمة العصبية في جذع الفأر ويعزز تكوين خلايا جذعية مشتقة من القمة العصبية. تمتلك خلايا القمة العصبية في حالة غير متمايزة قدرات متعددة القدرات ويمكن أن تتمايز إلى خلايا عصبية أو خلايا دبقية أو خلايا عضلية ملساء. تم ملاحظة تغييرات في مسار إشارة BMP في تلف الدماغ الناتج عن نقص الأكسجة والإقفار، مع زيادة إشارة BMP4 في أدمغة حديثي الولادة التي تعاني من نقص الأكسجة. والآثار العصبية الواقية لبروتين BMP7 بعد الإصابة الإقفارية الدماغية. في نموذج الفأر لاعتلال الدماغ الناتج عن نقص الأكسجة والإقفار، عززت إشارات Wnt تمايز خلايا الجذع العصبي إلى خلايا عصبية وخلايا دبقية قليلة التفرع من خلال زيادة تعبير بروتين BMP2، مما ساعد في إصلاح إصابة الدماغ الإقفارية. ومع ذلك، فإن تنشيط مسار Wnt/ يمكن لمسار إشارة -كاتينين أن يقلل من تعبير BMP4، مما يعزز تكوين الأعصاب في النواة المذنبة خلال إصابة نقص تروية الدماغ. تشير هذه النتائج إلى وجود تأثيرات تآزرية وتضادية بين الـ Wnt/ مسارات إشارات -كاتينين و BMP خلال نقص تروية الدماغ أو إعادة التروية (الشكل 9d).
إندوغلين، مستقبل مساعد لعامل النمو المحول بيتا العائلة، لا غنى عنها خلال تكوين الدم المبكر ويمكن أن ينظم BMP/Smad1 وWnt/ مسارات إشارات -كاتينين وتستهدف Jdp2 لتعزيز تكامل خلايا السلالة الدموية وخلايا السلالة القلبية في القلب ونظام النخاع العظمي الدموي. علاوة على ذلك، تثبيط GSK-3 بواسطة MLT و T63 ينشط مسار BMP/ Smad و Wnt/ مسارات إشارات -كاتينين، مما يبدأ تكوين العظام.

NMDAR- -إشارات ActA

NMDAR هو قناة أيونية مهمة لنقل الإشارات المشجعة في المشابك، و ActA ينظم اللدونة المشبكية من خلال تنشيط الفسفرة لـ NMDAR. تدفق. أظهرت الدراسات الأخيرة التفاعل بين مستقبلات NMDA- ActA و Wnt/ مسارات إشارات -كاتينين في تنظيم اللدونة المشبكية خلال نقص التروية الدماغية.
تحتوي مستقبلات NMDAR التي تحتوي على وحدة GluN2A على تأثير وقائي عصبي، بينما تؤدي مستقبلات NMDAR التي تحتوي على GluN2B إلى سمية عصبية مثيرة بعد إصابة نقص التروية/إعادة التروية، مما يساهم في زيادة الكالسيوم داخل الخلايا. في نموذج جرذان للاحتشاء الدماغي المزمن، مستقبلات NMDA- -أكتين وWnt/ أظهرت مسارات إشارات -كاتينين تداخلًا (الشكل 9e). علاوة على ذلك، يمكن أن يؤدي تدفق الكالسيوم الناتج عن تنشيط مستقبلات NMDA إلى تحفيز تنشيط الكالباين. الكالباين المنشط ثم يقطع -كاتين، مما يسمح بتجزئة الناتج -كاتينين لتجنب التحلل الذي تسببه المعقدات التالفة والانتقال إلى النواة لتعزيز نسخ جينات TCF downstream.
ومع ذلك، هذا انقسم -كاتينين لا يمكنه الارتباط بالكاديرين، مما يؤدي إلى انخفاض استقرار المشابك. باختصار، تنشيط مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين بواسطة NMDAR- -مسار إشارة ActA يؤثر على النقل المشبكي من جانبين، ولا تزال تأثيراته المفيدة على نقص التروية الدماغية بحاجة إلى تحديد.
استهدفت الأبحاث السابقة مستقبل NMDAR كمستقبل رئيسي لعلاج إصابة نقص التروية الدماغية في نماذج حيوانية. تعزيز نشاط مستقبلات NMDA العصبية له تأثير وقائي عصبي على نقص تروية الدماغ. تقليل محتوى مستقبلات NMDA المرتبطة والحفاظ على الوظيفة الفسيولوجية لمستقبلات NMDA الحرة. وبالتالي، يمكن أن يقلل علاج مستقبلات NMDA من حجم السكتة الدماغية الناتجة عن إصابة نقص التروية/إعادة التروية. معًا، فإن التداخل بين NMDAR- -أكتين وWnt/ تشير مسارات -كاتينين إلى نهج علاجي واعد لإصابة نقص التروية/إعادة التروية.

إشارات TLR4/TRIF

تلعب عائلة TLR دورًا أساسيًا في جهاز المناعة البشري، وقد تم الإشارة إلى مسارها في تقدم إصابة نقص التروية/إعادة التروية للأعضاء. التداخل بين مسارات إشارات Wnt و TLR يؤثر على تكاثر الخلايا المرتبط بالالتهابات، وتكاثر خلايا سرطان الرئة، والغزو، والنقائل. أفادت النتائج الأخيرة بوجود إشارات Wnt خلال إصابة الكبد الناتجة عن نقص التروية، مما يظهر التداخل بين مسارات إشارات Wnt وTLR.
تتكون عائلة TLR من 10 أعضاء وتشارك في الالتهاب. يتكون مسار إشارات TLR من مسارات تعتمد على MyD88 وأخرى غير معتمدة على MyD88، خاصة بـ TLR3 وTLR4 على التوالي. في المسار المعتمد على MyD88، يقوم MyD88 بتجنيد كيناز مرتبط بمستقبل IL-1 إلى مجاله الهيكلي TIR في الطرف C، مما يؤدي إلى فسفرة كيناز مرتبط بمستقبل IL-1 وتنشيط JNK وNF-кB.
توغ وآخرون أظهروا أنه عند تلقي الكبد كانت مستويات الترانساميناز في مصل الفئران من النوع البري C1 مرتفعة بشكل ملحوظ عند معالجتها ببروتين WISP1 المؤتلف. ومع ذلك، في الفئران التي تم علاجها بـ WISP1 والتي تفتقر إلى TLR4 أو التي تم تحفيزها بواسطة الإنترفيرون. في الفئران المعدلة وراثيًا (TRIF) لم تكن هذه المستويات مرتفعة. استنتج المؤلفون أن WISP1 يسبب تلف الكبد الناتج عن نقص التروية/إعادة التروية في الفئران من خلال إشارة TLR4/TRIF، وأن كلا العاملين يلعبان دورًا تآزريًا في نقص تروية الكبد. (الشكل 9f).
علاوة على ذلك، حدد مارك وآخرون تعبير Wnt5a داخل الآفات التصلبية الشريانية في البشر والفئران باستخدام فئران ناقصة بروتين الأبوليبوبروتين e، واستنتجوا أن تنشيط سلسلة إشارات TLR4 يحفز تعبير Wnt5a، وأن التفاعل بين TLR-4 وأعضاء عائلة Wnt غير النمطية، بما في ذلك Wnt5a، يساهم بشكل متضافر في تصلب الشرايين. بالإضافة إلى ذلك، تم تحديد مسار TLR4/AKT الذي يتوسط تعبير Wnt5a في خلايا جذع لب الأسنان البشرية.
على الرغم من استكشاف الدور العلاجي لاستهداف تفاعل TLR4/TRIF من خلال مسار إشارة Wnt في إصابات القلب والاضطرابات العصبية، إلا أن الأبحاث المتعلقة بآلية هذا التفاعل في إصابة نقص التروية/إعادة التروية لا تزال محدودة. وقد حددت سالوة وآخرون أن الفلافونويد بايكالين قلل من فرط التعبير عن TLR4 في القلب، وقام بتقليل التعبير عن التعبير، تثبيط الالتهاب، تقليل تليف القلب، وممارسة تأثيرات وقائية على القلب في نموذج فأر لإصابة القلب ناجم عن دوكسوروبيسين. بالإضافة إلى ذلك، حسّن البيكالين اعتلال عضلة القلب الناتج عن الدوبيزوسين من خلال تقليل مستويات البروتين السري DKK1 في القلب بشكل كبير، وزيادة تنظيم مسار Wnt/ نشاط -كاتين، وتقليل الالتهاب القلبي والإجهاد التأكسدي. مسار Wnt/ تم اقتراح أن مسار -كاتينين يلعب دورًا معاديًا مع TLR4 في إصابة القلب. بدلاً من ذلك، أدى حرمان النوم REM إلى تنشيط مسار TLR4/NF-кВ وقام بتثبيط Wnt/ “-مسار الكاتينين في الجرذان، مما أدى إلى تلف عصبي واضطراب إدراكي في منطقة CA1 من الحصينُُُُ
اضطراب وضعف إدراكي ناتج عن حرمان من نوم حركة العين السريعة.

إشارات HGF/c-Met

مسار إشارة HGF/c-Met مرتبط بتكاثر الخلايا، البقاء، الموت الخلوي، الهجرة، وتكوين الأجنة. وينظم تكاثر الخلايا والعمليات التليفية خلال نقص التروية/إعادة التروية الكلوية من خلال التفاعل المشترك الذي يتوسطه GSK3 مع مسار Wnt/ -مسار إشارة الكاتينين. ومع ذلك، تظل البيانات حول ما إذا كان هذا الآلية التبادلية متورطة في إصابة الإقفار في القلب أو الدماغ أو الكبد محدودة.
HGF يتكون من و سلاسل مرتبطة عبر روابط ثنائية الكبريت، بينما c-Met هو من عائلة MET RYK. يتم تفعيل نشاط c-Met عندما سلسلة HGF ترتبط بمنطقة Sema من c-Met. يتعرض c-Met المنشط لعملية ثنائي التكوين والفوسفات الذاتية، مما يؤدي إلى استقطاب بروتين ربط مستقبلات عوامل النمو داخل الخلايا 2 و PI3K، بالإضافة إلى تنشيط مسارات الإشارة السفلية.
يحدث التداخل بين HGF/c-Met و Wnt/ مسارات إشارات -كاتينين خلال نقص التروية والرجوع في الكلى (الشكل 9g). يرتبط HGF بمستقبل c-Met وينشط Akt في الأسفل، مما يعزز GSK-3 فوسفاتة السيرين 9 في الطرف الأميني، تثبط GSK-3 النشاط، ويقوم بتنشيط مسار Wnt/ -مسار إشارة الكاتين. لقد تم إثبات أن العلاج المشترك مع مضاد TNF-α وHGF يقلل من تليف الكلى الناتج عن إصابة نقص التروية في الكلى في الفئران. بعد إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية، تكون خلايا الظهارة الأنبوبية الكلوية المتبقية حاسمة في إصلاح وحدات الكلى المصابة. أفاد كوريشي وآخرون أنه في حالة نقص تروية الكلى المبكر، يعزز HGF المنشط فسفرة LRP5/6 في خلايا الظهارة الأنبوبي غير المتمايزة. الـ LRP5/6 المثفور هو الذي يعطل معقد التدمير، مما يؤدي إلى تراكمه وانتقاله إلى النواة -كاتينين، مما يؤدي إلى تنشيط مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين ويمارس تأثيرات مضادة للاستماتة. تعتمد هذه الفسفرة لـ LRP5/6 على تنشيط مستقبل c-Met، الذي يجذب GSK3 النشط إلى LRP5/6، بدلاً من أن يتم تحفيزه بواسطة بروتين Wnt. علاوة على ذلك، -كاتين ينظم إفراز HGF، والتواصل بين Wnt/ -كاتينين ومسارات إشارات HGF/c-Met تعزز التواصل بين الخلايا. بروتينات Wnt المستمدة من خلايا الظهارة الأنبوبية الكلوية تتواصل مع الألياف الم mesenchymal عبر الإفراز الباراكري. يزيد الفشل الكلوي الحاد من بروتينات Wnt المستمدة من خلايا الظهارة الأنبوبية الكلوية، والتي تستهدف الألياف المتوسطة وتفعّل مسار Wnt. مسار إشارة -كاتينين. تثبيط Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين تحفز إفراز HGF من الألياف الميسنشيمية بعد إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية. يقوم HGF بتنشيط مسار الإشارات HGF/c-Met، مما يعزز بقاء خلايا الأنابيب الكلوية وتكاثرها. هذا يشير إلى تأثير تنظيمي سلبي لـ -كاتينين على HGF، والتواصل بين هذين المسارين الإشاريين يسهل الاتصال بين خلايا الأنابيب الكلوية والليفية الميزنشيمية، مما يؤدي في النهاية إلى تفاقم إصابة الكلى الحادة بعد إصابة نقص التروية الكلوية.
تلعب مسار إشارة HGF/c-Met أيضًا دورًا مهمًا في علاج نقص تروية الدماغ. في نموذج ضربة الفأر، أدى حقن محلول HGF في النواة المذنبة إلى تعزيز تكاثر الخلايا وتعطيل نشاط MMP، مما حافظ على سلامة الحاجز الدموي الدماغي. لقد وُجد أيضًا أنه يحمي من الاستماتة والالتهام الذاتي في الجرذان التي تعاني من انسداد الشريان الدماغي المؤقت. وتحفز تكوين الأعصاب في خلايا الجذع العصبي في المنطقة الجانبية الجانبية عندما يتم حقنها مباشرة في النسيج الدماغي. علاوة على ذلك، يمكن لجزيء BB3، وهو جزيء صغير له نشاط مشابه لـ HGF، عبور الحاجز الدموي الدماغي وتحسين الوظيفة العصبية بعد السكتة الدماغية الإقفارية من خلال تحفيز مسار HGF. في تجارب إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية، تم تقليل التعبير عن -كاتينين في الخلايا الليفية نشط مسار إشارة HGF/c-Met وعزز تكاثر خلايا الأنابيب الكلوية. استنادًا إلى هذه النتائج وآليات التداخل المحددة بين إشارات HGF/c-Met وWnt، قد يحمل استهداف مسارات الإشارات المتداخلة وعدًا كنهج علاجي فعال لإصابة نقص التروية في الأعضاء.

استراتيجيات علاجية

إصابة نقص التروية (I/R) هي سبب رئيسي للوفاة في الأمراض الإقفارية، مما يشكل تحديًا كبيرًا للأطباء في تطوير استراتيجيات علاجية فعالة. يمكن أن تحدث هذه المضاعفات في كل من السيناريوهات الجراحية وغير الجراحية، وعلى الرغم من تطوير مجموعة متنوعة من الأساليب العلاجية مثل العوامل المضادة للصفيحات والعوامل المضادة للتخثر، إلا أن فعاليتها في تقليل إصابة نقص التروية تظل محدودة. لذلك، هناك حاجة ملحة لاستراتيجيات علاجية جديدة لمعالجة الأمراض الإقفارية بشكل أكثر فعالية. يظهر مسار إشارة Wnt، جنبًا إلى جنب مع تفاعله مع مسارات الإشارة الأخرى، كمنظم حاسم لحدوث وتقدم إصابة نقص التروية. وبالتالي، فإن استهداف هذه الشبكة الإشارية يحمل وعدًا كاستراتيجية علاجية مبتكرة لهذه الحالة.
استراتيجيات علاجية محتملة تستهدف إشارات Wnt في إصابة نقص التروية/إعادة التروية
لقد أظهرت عدة أساليب علاجية تركز على إشارات Wnt، بما في ذلك العلاج بالخلايا والعلاج بالإكسوزومات، والعلاج الجيني، والعلاج البروتيني، والعلاج الدوائي، آفاقًا واعدة للتطبيق السريري. تلخص الجدول 1 الاستراتيجيات العلاجية المستهدفة لإشارات Wnt لعلاج إصابة نقص التروية/إعادة التروية.
دراسات ما قبل السريرية حول استراتيجيات العلاج المستهدفة لـ Wnt في I/ إصابة. أظهرت تجربة سريرية حديثة استخدام مثبط GSK-3 Tideglusib جدوى استهداف GSK-3 في الأمراض البشرية. علاوة على ذلك، لم يظهر الليثيوم، وهو مثبط آخر لـ GSK-3 يستخدم لعلاج الاضطراب ثنائي القطب، أي آثار جانبية سلبية ملحوظة على القلب. قام وين-بين فو وآخرون بمراجعة شاملة للتأثيرات العلاجية لمثبط مسار Wnt في علاج احتشاء العضلة القلبية. عدة مثبطات، بما في ذلك بيرفينيوم، UM206، ICG-001، وونت-974 CGX1321 و GNF-6231 لقد ثبت أنها آمنة في التجارب السريرية وتظهر إمكانيات لعلاج احتشاء العضلة القلبية. بالإضافة إلى ذلك، فإن مثبطات مسار Wnt الجديدة مثل Cardionogen و IWR1، تم تطويرها أيضًا. علاوة على ذلك، حصلت مثبطات مسار Wnt مؤخرًا على اهتمام كأدوية محتملة لمكافحة الأورام، ويتم حاليًا التحقيق فيها في تجارب سريرية جارية. لقد أثارت هذه التطورات مزيدًا من الاهتمام في استكشاف آثار مثبطات مسار Wnt. في إصابة نقص التروية العضوي ومع ذلك، فإن تطوير مثبطات جديدة لمسار Wnt ذات سمية سريرية منخفضة وتأثيرات فريدة على القلب لا يزال في غاية الأهمية.
تعزيز الاستراتيجيات العلاجية من خلال استهداف مسار الإشارات Wnt/crosstalk في إصابة نقص التروية/إعادة التروية
في سعيهم للتغلب على إصابات نقص التروية وإعادة التروية، يقوم الأطباء حاليًا باستخدام أساليب ما قبل التكييف وما بعد التكييف. لقد أظهرت هذه الاستراتيجيات تأثيرات علاجية واعدة من خلال استهداف الشبكة المعقدة من مسارات الإشارات المرتبطة بمرض نقص التروية وإعادة التروية.
التحضير المسبق. تم استخدام طرق التحضير المسبق للتخفيف من إصابة نقص التروية/إعادة التروية (I/R) وتشمل (IPC) والتحضير المسبق الإقفاري عن بُعد (RIPC) والتحضير المسبق الدوائي. يعالج علاج IPC بشكل فعال إنتاج وإفراز مجموعة متنوعة من الروابط الذاتية، بما في ذلك الأدينوزين، براديكينين الأفيونات نورإبينفرين والأسيتيل كولين. لقد أظهرت هذه الاستراتيجيات العلاجية السابقة فعالية في منع إصابة نقص التروية/إعادة التروية. عند إعطاء IPC، يرتبط الجزيء المرتبط الخاص به بمستقبله. مما يؤدي بعد ذلك إلى بدء سلاسل الإشارات في الاتجاه السفلي. لقد أظهرت معالجة ما قبل التكييف أنها تنشط مسارات محتملة متنوعة، بما في ذلك مسار Wnt/ -كاتين PI3K أكت PKC، eNOS جي إس كي الفوسفوريلATION، ERK1/2، p38، MAPK، وإشارات JAKSTAT3. أظهرت الأبحاث السابقة أن التأثيرات الواقية للقلب يمكن تحقيقها من خلال استهداف GSK-3 عبر مسار إشارة Wnt. افترض كوريا-كوستا وآخرون أن إشارة Wnt قد تلعب دورًا حاسمًا في الحماية ضد
إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية عندما يتم تطبيق استراتيجية علاج نقص التروية باستخدام العلاج الوقائي.
حالياً، يُعتبر RIPC تقنية تأهيل آمنة وجذابة للغاية لتقليل الأضرار الإضافية الناتجة عن نقص التروية. وقد أظهر أنه يزيد من تعبير VEGF، يليه تنشيط عامل النسخ البطاني Id1، Wnt2، و تعبير -كاتين هذا يشير إلى أن RIPC يمارس تأثيراته الوقائية على الأعضاء، على الأقل جزئيًا، من خلال تعديل مسار إشارة Wnt. علاوة على ذلك، يقلل RIPC من إصابة القلب الناتجة عن نقص التروية عن طريق تنشيط مسار JAK/STAT من خلال مشاركة الجريلين غير الأسيل. ومع ذلك، فإن أحد عيوب استراتيجيات علاج IPC وRIPC هو أنه يجب إعطاؤها قبل حدوث حدث إقفاري، والذي يمكن أن يكون غير متوقع في السيناريوهات السريرية. وبالتالي، قام الباحثون بتطوير استراتيجيات علاج ما بعد التكييف للتغلب على هذه القيود.
التكييف بعد الإقفار. يشمل التكييف بعد الإقفار تقنيات مختلفة، وهي التكييف الإقفاري بعد الإقفار (IPOSTC)، والتكييف الإقفاري البعيد بعد الإقفار (RIPOSTC)، والتكييف الدوائي بعد الإقفار (PPC). يُعتبر IPOSTC، وهو طريقة حديثة نسبيًا، قابلاً للتطبيق خلال بدء إعادة تدفق الدم لتقليل حجم النوبة القلبية. تُعزى تأثيرات حماية الأعضاء الناتجة عن IPOSTC إلى تنشيط مسارات نقل الإشارات الشبكية، بما في ذلك PI3K/Akt، PI3K/Akt/eNOS/NO، MAPK، NF-kB، Gluk2/PSD95/MLK3/MKK7/JNK3، JAK2/STAT3، eNOS، MEK1/2/Erk1/2، GSK-3. ، -كاتينين، كيناز إنقاذ إصابة إعادة التروية، ومسارات Akt/pkB. RIPOSTC هي تقنية تتضمن تعريض عضو بعيد لفترة قصيرة من الزمن عند بدء إعادة التروية في العضو المتأثر. تعتبر RIPOSTC أكثر ملاءمة في الإعدادات السريرية حيث يمكن تنفيذها على الأعضاء غير الحيوية، مما يقلل من خطر تلف العضو المتأثر الناتج عن علاج إعادة التروية بعد نقص التروية. هذه الطريقة السريرية مناسبة أيضًا لإعادة التأهيل على المدى الطويل. تؤثر RIPOSTC على حماية الأعضاء من خلال تنشيط مسارات الإشارات الشبكية، بما في ذلك eNOS وPI3K وAkt وGSK-3. ، ومسارات بروتين كيناز المشتقة من خلايا T-LAK. كما أنه يعزز نشاط إنزيمات مضادات الأكسدة الذاتية، ويثبط -PKC. تعتبر PPC استراتيجية علاجية تُطبق بعد حدث إقفاري شديد أو عند بدء إعادة التروية. تم استخدام أدوية متنوعة، بما في ذلك المورفين، والبروبوفول، والسوفينتانيل، في الممارسة السريرية كجزء من PPC لمنع إصابة I/R. أظهرت الدراسات السابقة أن المورفين يمكن أن ينشط Wnt/ إشارات بيتا-كاتينين ؛ البروبوفول له تأثير علاجي ضد سرطان المريء، سرطان المعدة سرطان الخلايا الكبدية وسرطان القولون عن طريق حجب Wnt/ -إشارات الكاتينين؛ سيفينتانيل يثبط تكاثر خلايا سرطان الرئة عن طريق قمع مسار ونت/ إشارات بيتا-كاتينين. خلال PPC، Wnt/ قد يكون إشارات -كاتينين واحدة من المسارات الجزيئية المعنية في حماية الأعضاء من المزيد من الضرر.
لقد أظهرت استراتيجيات ما قبل التكييف وما بعد التكييف فعالية في منع إصابة نقص التروية / إعادة التروية في البيئات السريرية. ومع ذلك، فإن الجدوى السريرية لما قبل التكييف محدودة، بينما يحمل ما بعد التكييف وعدًا أكبر للتطبيق في الممارسة السريرية. لذلك، يجب أن تعطي الأبحاث المستقبلية الأولوية للتحقيق في الآليات الجزيئية الكامنة وراء ما بعد التكييف لترجمة هذه النتائج إلى استراتيجيات سريرية فعالة.

النقاش والآفاق

تشمل مسارات إشارة Wnt فروعًا إشارية متنوعة، من بينها Wnt/ -كاتينين، Wnt/PCP، وWnt/ هي المسارات الرئيسية المتورطة في إصابة الأعضاء الناتجة عن نقص التروية وإعادة التروية. من خلال تحليل شامل للأدبيات المتاحة، تم إثبات أن كل من مسارات إشارة Wnt التقليدية وغير التقليدية تظهر أنماطًا متسقة خلال عملية نقص التروية وإعادة التروية. على وجه التحديد، فإن Wnt التقليدي/ يتم تنشيط مسار -كاتينين خلال المرحلة الإقفارية. يلعب هذا التنشيط للمسار الكلاسيكي دورًا مفيدًا في
الجدول 1. استراتيجيات علاجية تستهدف إشارات Wnt لعلاج إصابة نقص التروية/إعادة التروية
استراتيجية علاجية مسارات الهدف استراتيجية/جزيئية/أدوية عضو آثار المراجع
علاج الخلايا وينت النشط/ مسار -كاتينين الإكسوزومات المعزولة من خلايا جذعية ميزانشيمية مشتقة من الدهون، ADMSCs-EX قلب تنظيم Wnt3a بشكل إيجابي؛ تثبيط الموت الخلوي المبرمج 95
زراعة خلايا سلف الأليغودندروسايت دماغ تعزيز تكوين الأوعية الدموية؛ إصلاح سلامة الحاجز الدموي الدماغي 239
إكسوزومات خلايا الدهون الجذعية المزروعة (ADSCsExo) كبد تثبيط مسار NF-кB؛ تقليل البيروبتوزيس في الكبد التالف ٢٩٦
العلاج الجيني وينت النشط/ مسار -كاتينين الميكرو RNA-148b المنخفض قلب تنظيم Wnt1 بشكل إيجابي؛ تثبيط الموت الخلوي المبرمج والأضرار التأكسدية 93
تنظيم مفرط لـ LncRNA AZIN1-AS1 قلب الـ LncRNA AZIN1-AS1/miR-6838-5p ينشط Wnt3a -كاتين; تثبيط الموت الخلوي 94
إزالة جين نور77 دماغ تثبيط تجزئة الميتوكوندريا ١٧٦
زيادة التعبير عن LncRNA NEAT1 دماغ Wnt3a المستقر؛ تثبيط الموت الخلوي 174
تنظيم تنازلي لـ IncRNA MEG دماغ تعزيز تكوين الأعصاب ٢٣٢,٢٥٢
العلاج الجزيئي تثبيط مسارات Wnt غير التقليدية زيادة تنظيم Sfrp5 قلب تثبيط Wnt5a/JNK وWnt/PCP؛ تثبيط الموت الخلوي والالتهاب ٩٦-٩٩، ١٠٢
دواء وينت النشط/ مسار -كاتينين بولي ببتيد من بروتين ساق التونة، APTBP قلب تثبيط موت الخلايا المبرمج 127,128
فيلانثوس إمبليكا (P. إمبليكا) قلب نشاط PI3K/Akt/GSK3 -كاتين؛ تثبيط الموت الخلوي والتليف الكولاجيني ٣٣٤
CHIR99021 (GSK3 مثبط) قلب مسار الهيبو النشط؛ تثبيط الموت الخلوي وتضخم الخلايا ١٣٧
إيزوفلوران دماغ تثبيط موت الخلايا المبرمج 165
XQ-1H؛ غاسترودين دماغ تثبيط الموت الخلوي؛ تعزيز تكوين الأعصاب ١٧٥,٢٥٢
بيروكسينيترايت؛ مالوتوس أوبلونغيفوليوس؛ حمض الإيلاجيك دماغ تعزيز تكوين الأعصاب ٢٢١، ٢٢٩، ٢٣٠
الكركمين دماغ تعزيز تكوين الأعصاب؛ تثبيط موت الخلايا المبرمج؛ تخفيف الالتهاب ٢٠٨، ٢١١، ٢٣١
TWS119 دماغ إصلاح الحاجز الدموي الدماغي؛ تقليل الالتهاب العصبي ٢٠٩
TWS119 دماغ تثبيط نوتش؛ تثبيط الموت الخلوي المبرمج 318
كويرسيتين دماغ إصلاح BBB ٢٤٦,٢٥٤
ألبومين مصل الإنسان دماغ تقليل الإجهاد التأكسدي ٢١٢
غالانجين دماغ تثبيط HIF-1 /VEGF؛ تحسين بيئة الوحدة العصبية الوعائية الدقيقة 343
ديكسمديتوميدين دماغ تنشيط PI3K/AKT؛ تقليل حجم السكتة الدماغية؛ تعزيز بقاء الخلايا العصبية ٣٣٣,٣٣٤
منشط Wnt (بيريميدين صناعي) كلى تثبيط الاستجابة الالتهابية والإجهاد التأكسدي ٢٩٣
مينوسكلين كبد تقليل الإجهاد التأكسدي؛ تثبيط إفراز السيتوكينات المؤيدة للالتهابات 287
أغماطين كبد تعزيز تكاثر الخلايا؛ تقليل الالتهاب والموت الخلوي ٢٨٢
لوسارتان كبد زيادة تنظيم HIF-1 و Wnt/ -مسارات إشارات الكاتينين؛ زيادة تنظيم IL-6، IFN- ، وWnt3a؛ تقليل تدفق الدم إلى الكبد؛ تقليل احتقان الكبد، التخلخل والتموت ٢٨٥
تثبيط Wnt/ مسار -كاتينين ديكساميثازون، ديكس قلب مي آر-208ب-3ب/ميد13/وينت/ -كاتين؛ LncRNA CCAT1/miR-8063/Wnt/ -كاتينين؛ تثبيط Wnt3a وWnt5a؛ تثبيط الموت الخلوي ٣٣٣,٣٣٤
بايكاين قلب تقليل الضرر التأكسدي لعضلات القلب 414
حبوب هوكسين قلب تثبيط NF-кB؛ تثبيط الالتهاب ١٠٧٣٦٦
الميلاتونين كلى تحسين تليف الكلى 385
تثبيط مسارات Wnt غير التقليدية الكركمين دماغ تثبيط Wnt/PCP؛ تعزيز تكوين الأعصاب؛ تثبيط موت الخلايا المبرمج؛ تخفيف الالتهاب ٢١١,٢٣١
الجدول 2. تأثيرات مسارات إشارات Wnt خلال إصابة نقص التروية / إعادة التروية في أربعة أعضاء مختلفة
مرحلة مسار إشارة Wnt نشاط عضو أثر المراجع
نقص التروية Wnt/ -كاتين مفعل قلب تعزيز الالتهاب، إعادة تشكيل المصفوفة خارج الخلوية، تكوين الأوعية الدموية، التليف ١١٥-١١٧، ١٢٩، ١٣٠، ١٣٨-١٤١
دماغ تعزيز تكوين الأعصاب (في المختبر) 221
كلى تعزيز موت الخلايا المبرمج والإجهاد التأكسدي 256
مُثبَط قلب تعزيز الإجهاد التأكسدي 78,126
دماغ تعزيز الموت الخلوي المبرمج، الموت الحديدي، الالتهاب، تثبيط تكوين الأعصاب، تثبيط تكوين الأوعية الدموية، تدمير الحاجز الدموي الدماغي 169-171، 173، 193، 209، 210، 228، 239، 242، 248، 343، 395
Wnt/PCP مفعل قلب تعزيز الالتهاب، تضخم الخلايا 146
Wnt/ مفعل دماغ تعزيز الاستماتة (في المختبر) 167
إعادة التروية Wnt/ -كاتين مُثبَط قلب تعزيز الالتهاب المسبب للموت الخلوي، تضخم الخلايا 93-95,120,137
دماغ تعزيز موت الخلايا المبرمج، الالتهاب، الإجهاد التأكسدي، تثبيط تكوين الأعصاب، تثبيط تكوين الأوعية الدموية، تدمير الحاجز الدموي الدماغي ١٠١٦٤١٦٥١٧٤١٧٥٢٠٧٢٣٢٢٤٤٢٤٦
كبد تعزيز موت الخلايا المبرمج، الإجهاد التأكسدي، الالتهاب، تثبيط تكاثر الخلايا 267-271، 283، 285، 293، 296
مفعل دماغ تثبيط موت الخلايا المبرمج (في المختبر) 166
كلى تثبيط موت الخلايا المبرمج، تعزيز موت الخلايا المبرمج (في المختبر)، الميتوفاجي، الالتهام الذاتي للخلايا، شيخوخة الخلايا وتليف الكلى ٢٥،٢٥٢،٢٥٣،٢٥٨-٢٦٣
Wnt/PCP مفعل قلب تعزيز موت الخلايا المبرمج، الالتهاب، تكوين الأوعية الدموية ٥٠,١٠٢
دماغ تعزيز موت الخلايا المبرمج، الالتهاب ٢٩,٢٠٨
Wnt/ مفعل قلب تعزيز موت الخلايا المبرمج ١٠٣
كلى تعزيز تليف الكلى 264
كبد تعزيز الاستماتة ١٠٣,٢٧٢,٢٧٣
الأعضاء المصابة من خلال عمليات مختلفة مثل الالتهاب، وإعادة تشكيل المصفوفة خارج الخلوية، وتكوين الأوعية الدموية، والتليف، وتجديد الأعصاب. داخل أعضاء مختلفة، يعمل كاستجابة وقائية تعويضية تهدف إلى التخفيف من الأضرار الناجمة عن نقص التروية وتعزيز إصلاح الإصابات الناتجة. ومع ذلك، عندما تصبح هذه الآليات غير متوازنة، تحدث عمليات مرضية متCorresponding. أظهرت التجارب في المختبر أن معالجة الخلايا العصبية بنقص الأكسجين وإعادة التروية يمكن أن تنشط مسار Wnt/ -إشارات بيتا-كاتينين، مسار لتثبيط الموت الخلوي وتحسين بقاء الخلايا العصبية، تؤكد أكثر على فكرة أن تنشيط Wnt/ -وظيفة الكاتينين لحماية الأعضاء. أظهرت الدراسات أنه مع تقدم الإقفار، فإن Wnt/ يتم تثبيط إشارات -كاتين في القلب والدماغ والكبد خلال مرحلة إعادة التروية. يؤدي هذا التثبيط إلى عمليات ضارة تشمل موت الخلايا المبرمج، والفيروبتوز، والالتهاب، وتثبيط تجديد الأعصاب وتكوين الأوعية، وتعطيل الحاجز الدموي الدماغي. تساهم هذه الأحداث المرضية في تعزيز تلف الأعضاء. باختصار، فإن تنشيط مسار Wnt التقليدي مسار -كاتينين خلال نقص التروية يعمل كآلية حماية، بينما يساهم تثبيطه خلال إعادة التروية في تلف الأعضاء. من ناحية أخرى، يساهم تنشيط المسار غير الكلاسيكي Wnt في تلف الأعضاء خلال كل من نقص التروية وإعادة التروية. في حالة نقص تروية عضلة القلب، يتم تنشيط مسار إشارة Wnt/PCP، بينما خلال نقص تروية الدماغ، يتم… مسار الإشارة مفعل.
توجد تقارير متضاربة بشأن دور Wnt/ -إشارات الكاتين خلال مراحل نقص التروية وإعادة التروية. أظهرت بعض الدراسات أن Wnt/ تم تثبيط -كاتينين في القلب خلال مرحلة الإقفار، على عكس تفعيله، بينما أفادت دراسات أخرى أن Wnt/ تم تنشيط -كاتينين خلال مرحلة إعادة التروية في إصابة الكلى الناتجة عن نقص التروية، بدلاً من أن يتم تثبيطه. يمكن أن تُعزى هذه النتائج المتناقضة إلى التأثيرات المتنوعة لـ Wnt/ بيتا-كاتينين داخل أعضاء مختلفة أو أنواع خلايا مختلفة داخل نفس العضو. هناك حاجة لمزيد من التحقيق للحصول على
فهم شامل لدور Wnt/ -كاتين في سياقات مختلفة. في الملخص، تدعم مراجعتنا الفكرة القائلة بأن تنشيط مسار Wnt التقليدي مسار -كاتينين يعمل كعامل وقائي، بينما تعمل المسارات غير الكانونية كآليات تعزز تلف الأعضاء. ومع ذلك، فإن الدور الدقيق لـ Wnt/ يتطلب الإشارات عبر -كاتينين خلال نقص التروية وإعادة التروية مزيدًا من التحقيق لتسوية التقارير المتضاربة وتأسيس فهم أوضح لتداعياته في إصابة نقص التروية/إعادة التروية. المعلومات التفصيلية حول تأثيرات مسارات إشارات Wnt خلال إصابة نقص التروية/إعادة التروية في أربعة أعضاء مختلفة مدرجة في الجدول 2.
تظهر مسارات إشارات Wnt تداخلًا مع مجموعة متنوعة من مسارات الإشارات الرئيسية، مما يشكل شبكة تلعب دورًا واسعًا في تنظيم إصابة نقص التروية/إعادة التروية. بالإضافة إلى مسارات الإشارات المتداخلة المذكورة، نفترض أن مسارات إشارات أخرى قد تكون أيضًا متورطة في هذه الآلية، من بينها، بروتين كيناز Rho/ المرتبط بـ Rho. MAPK/ERK جاك/ستات إنزيم Nrf2 و AMPK تستحق مسارات الإشارة مزيدًا من التحقيق.
استهداف مسارات إشارات Wnt ومسارات الإشارات المتقاطعة الخاصة بها يمثل استراتيجية علاجية واعدة لإصابة نقص التروية/إعادة التروية. في السنوات الأخيرة، أصبحت الطب التقليدي الصيني محور بحث لعلاج إصابة الأعضاء الناتجة عن نقص التروية/إعادة التروية بسبب تأثيراته العلاجية المحتملة، وآثاره الجانبية المحدودة، والنتائج الواعدة في إعادة التأهيل السريري. نظرًا لمكونات الطب التقليدي الصيني المتنوعة، غالبًا ما تشمل أهدافه العلاجية مسارات إشارات متعددة. دراسات قام بها تشاو وآخرون. ولي وآخرون أبلغت عن الآثار المفيدة لمكونات الطب التقليدي الصيني مثل الأستراجالوس، سالڤيا ميلتيوهريزا أنجيليكا سينيensis هارباكيد إيكارين حمض باكيميك تشاو وآخرون ولي وآخرون لقد أظهرت الدراسات أن العلاج مع الأستراجالوس، سالڤيا ميلتيوهريزا أنجيليكا سينيensis هارباكيد إيكارين حمض باكيميك والليكوبين تمنح تأثيرات علاجية ضد إصابة نقص التروية/إعادة التروية في القلب والدماغ وأعضاء أخرى. علاوة على ذلك، زهاو وآخرون. أفاد أن الطب التقليدي الصيني مثل التريسين، بلاتيكودين د بايكالين لوبول بايونيفلورين وبوهينيا تشامبيوني يمكن أن
تفعيل مسار إشارة PI3K/Akt وتخفيف إصابة الدماغ الناتجة عن نقص التروية. بالإضافة إلى ذلك، تم العثور على أن هذه العلاجات التقليدية الصينية تعدل أيضًا نشاط مسار Wnt/ مسار إشارة -كاتينين في سياقات تنموية أو مرضية مختلفة. علاوة على ذلك، أظهرت الطب التقليدي الصيني تنشيط مسار PI3K/Akt، NF-кB هيف-1أ وطرق إشارات نوتش أثناء علاج إصابة الأعضاء، مما يشير إلى قدرتها على تخفيف إصابة نقص التروية/إعادة التروية من خلال استهداف مسارات الإشارة المتعددة. لقد أظهرت إعادة التأهيل القلبي المعتمدة على التمارين فوائد عديدة للمرضى الذين يعانون من أمراض القلب، بما في ذلك تقليل خطر الإصابة بالنوبة القلبية. أظهرت أبحاثنا السابقة أن التمارين المبرمجة يمكن أن تثبط تضخم البطين المرضي وتعبير جينات تليف عضلة القلب من خلال قمع إشارة PKC-a/NFAT في نموذج الفأر. علاوة على ذلك، في نموذج الفئران لاعتلال عضلة القلب الناتج عن عدم انتظام ضربات القلب، أعاد تمرين المشي على جهاز المشي مستويات النسخ لمعظم الجينات المعبر عنها بشكل مختلف وحسن المسارات البيولوجية غير الوظيفية المرتبطة ب EMT، والالتهاب، وإشارات Wnt، مما يشير إلى وجود صلة بين التمرين وتعديل الإشارات. لذلك، نقترح أن العلاج المشترك الذي يتضمن استهداف مسارات الإشارات الشبكية ذات الصلة وتدخل التمرين قد يفيد في تعافي المرضى الذين يعانون من إصابة قلبية أو إصابة في أعضاء أخرى.
بشكل عام، تؤكد هذه المراجعة الشاملة لشبكات مسارات الإشارات Wnt/التواصل المرتبطة بإصابة الأعضاء الناتجة عن نقص التروية على الحاجة إلى استراتيجيات علاجية جديدة في إصابة نقص التروية.
حاليًا، تستهدف معظم التدخلات العلاجية مسارات الإشارات الفردية، متجاهلة تعقيد الشبكة. لذلك، يجب توجيه جهود البحث المستقبلية نحو تطوير أساليب تعدل هذا النظام الإشاري الشبكي كوحدة متماسكة. إن مثل هذا النهج الشامل يحمل إمكانات سريرية هائلة وله القدرة على تعزيز معدلات بقاء المرضى بشكل كبير وتحسين نوعية حياتهم. سيساعد فهم واستهداف مسارات الإشارات المترابطة في تسهيل تطوير تدخلات علاجية فعالة وشاملة في إدارة إصابة الأعضاء الناتجة عن نقص التروية.

شكر وتقدير

يود المؤلفون أن يعبروا عن شكرهم لدعم فريق البحث في جامعة جينينغ الطبية الذي يعمل على الآليات الجزيئية والتدخل في احتشاء العضلة القلبية. يود المؤلفون أن يعبروا عن شكرهم للدكتور يوانتشاو يي (معهد السكري بجامعة واشنطن، قسم الطب، جامعة واشنطن، سياتل، واشنطن، 98109، الولايات المتحدة، yuancye@uw.edu)، والدكتور هوبينغ شيا (مختبر تغذية الحيوان وصحة الإنسان، كلية علوم الحياة، جامعة هنان العادية، تشانغشا، هنان، 410081، الصين؛ مختبر هنان الدولي المشترك لبيئة الأمعاء الحيوانية وصحتها، مختبر تغذية الحيوان وصحة الإنسان، كلية علوم الحياة، جامعة هنان العادية، تشانغشا، هنان، 410081، الصين، hpxie@hunnu.edu.cn)، والدكتور لي وي جيا (قسم علم الأمراض، مركز UT Southwestern الطبي، دالاس، الولايات المتحدة، wccjia@gmail.com)، تشيانشوي يوي (جامعة جينينغ الطبية، جينينغ، شاندونغ، 272067، الصين، yu0203182022@163.com)، وينجيه تشين (جامعة جينينغ الطبية، جينينغ، شاندونغ، 272067، الصين، qinwenjie2023@163.com)، والدكتور جين لي (قسم الأيض، الغدد الصماء والسكري وقسم الطب الباطني، جامعة ميتشيغان، آن آربر، ميشيغان، 48105، الولايات المتحدة، jinlix@umich.edu)، والدكتور إيرجي زانغ (قسم جراحة القلب، جامعة كاليفورنيا، لوس أنجلوس، الولايات المتحدة، ErgeZhang@mednet.ucla.edu) لقراءتهم النقدية واقتراحاتهم حول المخطوطة. كما يود المؤلفون أن يعبروا عن امتنانهم لـ Editage (https:// www.editage.com/) للخدمات اللغوية المتخصصة. شكرًا لـ “freescience” لتقديم الإرشادات في الرسم.

مساهمات المؤلفين

J.Y. و R.T. و S.W.: التصور والموارد، إعداد المسودة الأصلية. M.Z. و Q.L. و H.M.: إعداد المسودة الأصلية، جمع البيانات، والتحليل، والمراجعة، والتحرير. H.D. و X.L.: المراجعة والتحرير. J.W.: جمع البيانات والمراجعة. F.G.: تصميم المشروع والإشراف. جميع المؤلفين قرأوا ووافقوا على النسخة النهائية من المخطوطة.

تمويل

يود المؤلفون أن يعبروا عن شكرهم لصندوق بدء البحث في جامعة جينينغ الطبية (المرجع: 600791001، J.Y.); مؤسسة العلوم الطبيعية الوطنية في الصين (81700055، R.T.)، تمويل البحث للمواهب المتميزة في جامعة شوزو الطبية (D2016021، R.T.)، مؤسسة العلوم الطبيعية في مقاطعة جيانغسو (BK20160229، R.T.); مؤسسة العلوم الطبيعية الوطنية في الصين (82170255، S.W.)، برنامج شنغهاي بوجيانغ (21PJD013، S.W.); مشروع خطة العلوم والتكنولوجيا للتعليم العالي في مقاطعة شاندونغ (J18KA177، M.Z.)، فريق الابتكار الشبابي في جامعة شاندونغ، الصين (2022KJ102، M.Z.); مؤسسة العلوم الطبيعية الوطنية في الصين (82170389، J.W.)، منحة مؤسسة علوم الحيوان المخبرية التابعة للجنة العلوم والتكنولوجيا في شنغهاي (21140904400، J.W.).

معلومات إضافية

معلومات إضافية النسخة الإلكترونية تحتوي على مواد إضافية متاحة على https://doi.org/10.1038/s41392-023-01688-x.
المصالح المتنافسة: يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

REFERENCES

  1. Frangogiannis, N. G. Pathophysiology of myocardial infarction. Compr. Physiol. 5, 1841-1875 (2015).
  2. Zhao, Y., Zhang, X., Chen, X. & Wei, Y. Neuronal injuries in cerebral infarction and ischemic stroke: from mechanisms to treatment (Review). Int. J. Mol. Med. 49, 15 (2022).
  3. Yapca, O. E., Borekci, B. & Suleyman, H. Ischemia-reperfusion damage. Eurasia. J. Med. 45, 126-127 (2013).
  4. Eltzschig, H. K. & Eckle, T. Ischemia and reperfusion-from mechanism to translation. Nat. Med. 17, 1391-1401 (2011).
  5. Wu, M. Y. et al. Current mechanistic concepts in ischemia and reperfusion injury. Cell. Physiol. Biochem. 46, 1650-1667 (2018).
  6. Hosohata, K., Harnsirikarn, T. & Chokesuwattanaskul, S. Ferroptosis: a potential therapeutic target in acute kidney injury. Int. J. Mol. Sci. 23, 6583 (2022).
  7. Tan, H., Chen, L. & Ma, J. Penehyclidine hydrochloride post-conditioning reduces ischemia/reperfusion-induced cardiomyocyte apoptosis in rats. Exp. Ther. Med 14, 4272-4278 (2017).
  8. Liu, H. et al. Inhibition of Brd4 alleviates renal ischemia/reperfusion injuryinduced apoptosis and endoplasmic reticulum stress by blocking FoxO4mediated oxidative stress. Redox Biol. 24, 101195 (2019).
  9. Guo, Z. et al. NLRP3 is involved in ischemia/reperfusion injury. CNS Neurol. Disord. Drug Targets 15, 699-712 (2016).
  10. Ji, Y. B. et al. Lithium alleviates blood-brain barrier breakdown after cerebral ischemia and reperfusion by upregulating endothelial Wnt/ -catenin signaling in mice. Neuropharmacology 186, 108474 (2021).
  11. Burke, R. M., Burgos Villar, K. N. & Small, E. M. Fibroblast contributions to ischemic cardiac remodeling. Cell Signal 77, 109824 (2021).
  12. Wu, X., Reboll, M. R., Korf-Klingebiel, M. & Wollert, K. C. Angiogenesis after acute myocardial infarction. Cardiovasc. Res. 117, 1257-1273 (2021).
  13. Smiley, D. et al. Increased fibrosis and progression to heart failure in MRL mice following ischemia/reperfusion injury. Cardiovasc. Pathol. 23, 327-334 (2014).
  14. Salminen, A., Liu, P. K. & Hsu, C. Y. Alteration of transcription factor binding activities in the ischemic rat brain. Biochem. Biophys. Res. Commun. 212, 939-944 (1995).
  15. Werling, L. L. et al. Increased activation of L-type voltage-dependent calcium channels is associated with glycine enhancement of N-methyl-D-aspartate-stimulated dopamine release in global cerebral ischemia/reperfusion. J. Neurochem. 63, 215-221 (1994).
  16. Lefer, A. M. Mechanisms of the protective effects of transforming growth factorbeta in reperfusion injury. Biochem. Pharm. 42, 1323-1327 (1991).
  17. Tacchini, L., Radice, L. & Bernelli-Zazzera, A. Differential activation of some transcription factors during rat liver ischemia, reperfusion, and heat shock. J. Cell Physiol. 180, 255-262 (1999).
  18. Vukicevic, S. et al. Osteogenic protein-1 (bone morphogenetic protein-7) reduces the severity of injury after ischemic acute renal failure in rat. J. Clin. Investig. 102, 202-214 (1998).
  19. Mockridge, J. W., Marber, M. S. & Heads, R. J. Activation of Akt during simulated ischemia/reperfusion in cardiac myocytes. Biochem. Biophys. Res. Commun. 270, 947-952 (2000).
  20. Sakakura, Y. et al. Recombinant human hepatocyte growth factor protects the liver against hepatic ischemia and reperfusion injury in rats. J. Surg. Res. 92, 261-266 (2000).
Ischemia-reperfusion injury: molecular mechanisms and therapeutic targets Zhang et al. 30
21. Arumugam, T. V. et al. Gamma secretase-mediated Notch signaling worsens brain damage and functional outcomes in ischemic stroke. Nat. Med. 12, 621-623 (2006).
22. Terada, Y. et al. Expression and function of the developmental gene Wnt-4 during experimental acute renal failure in rats. J. Am. Soc. Nephrol. 14, 1223-1233 (2003).
23. Shao, D. et al. A functional interaction between Hippo-YAP signaling and FoxO1 mediates the oxidative stress response. Nat. Commun. 5, 3315 (2014).
24. Pulskens, W. P. et al. Toll-like receptor-4 coordinates the innate immune response of the kidney to renal ischemia/reperfusion injury. PLoS One 3, e3596 (2008).
25. Dong, Q. et al. Wnt/ -catenin signaling pathway promotes renal ischemiareperfusion injury by inducing oxidative stress and inflammation response. J. Recept. Signal Transduct. Res. 41, 15-18 (2021).
26. Meyer, I. S. et al. Blockade of Wnt Secretion Attenuates Myocardial IschemiaReperfusion Injury by Modulating the Inflammatory Response. Int. J. Mol. Sci. 23, 12252 (2022).
27. Liu, J., Zheng, X., Zhang, C., Zhang, C. & Bu, P. Lcz696 alleviates myocardial fibrosis after myocardial infarction through the sFRP-1/Wnt/ -catenin signaling pathway. Front. Pharm. 12, 724147 (2021).
28. Fuping, Z. et al. Tao-Hong-Si-Wu decoction reduces ischemia reperfusion rat myoblast cells calcium overloading and inflammation through the Wnt/IP3R/ CAMKII pathway. J. Cell. Biochem. 120, 13095-13106 (2019).
29. Wei, X. et al. Targeting the Dvl-1/ -arrestin2/JNK3 interaction disrupts Wnt5aJNK3 signaling and protects hippocampal CA1 neurons during cerebral ischemia reperfusion. Neuropharmacology 135, 11-21 (2018).
30. Gao, C. & Chen, Y. G. Dishevelled: the hub of Wnt signaling. Cell. Signal 22, 717-727 (2010).
31. Ben-Ghedalia-Peled, N. & Vago, R. Wnt Signaling in the Development of Bone Metastasis. Cells. 11, 3934 (2022).
32. Carmon, K. S., Gong, X., Lin, Q., Thomas, A. & Liu, Q. R-spondins function as ligands of the orphan receptors LGR4 and LGR5 to regulate Wnt/beta-catenin signaling. Proc. Natl Acad. Sci. USA 108, 11452-11457 (2011).
33. de Lau, W. et al. Lgr5 homologues associate with Wnt receptors and mediate R-spondin signalling. Nature 476, 293-297 (2011).
34. Kasai, M., Satoh, K. & Akiyama, T. Wnt signaling regulates the sequential onset of neurogenesis and gliogenesis via induction of BMPs. Genes Cells 10, 777-783 (2005).
35. Trifan, G., Biller, J. & Testai, F. D. Mechanical thrombectomy vs bridging therapy for anterior circulation large vessel occlusion stroke: systematic review and meta-analysis. Neurology 98, e1361-e1373 (2022).
36. Kalogeris, T., Baines, C. P., Krenz, M. & Korthuis, R. J. Ischemia/reperfusion. Compr. Physiol. 7, 113-170 (2016).
37. Peng, T. I. & Jou, M. J. Oxidative stress caused by mitochondrial calcium overload. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1201, 183-188 (2010).
38. Salvadori, M., Rosso, G. & Bertoni, E. Update on ischemia-reperfusion injury in kidney transplantation: pathogenesis and treatment. World J. Transpl. 5, 52-67 (2015).
39. Malis, C. D. & Bonventre, J. V. Mechanism of calcium potentiation of oxygen free radical injury to renal mitochondria. a model for post-ischemic and toxic mitochondrial damage. J. Biol. Chem. 261, 14201-14208 (1986).
40. Nieuwenhuijs-Moeke, G. J. et al. Ischemia and reperfusion injury in kidney transplantation: relevant mechanisms in injury and repair. J Clin Med. 9, 253 (2020).
41. Gujral, J. S., Bucci, T. J., Farhood, A. & Jaeschke, H. Mechanism of cell death during warm hepatic ischemia-reperfusion in rats: apoptosis or necrosis? Hepatology 33, 397-405 (2001).
42. Glinka, A. et al. LGR4 and LGR5 are R-spondin receptors mediating Wnt/ -catenin and Wnt/PCP signalling. EMBO Rep. 12, 1055-1061 (2011).
43. de Lau, W., Peng, W. C., Gros, P. & Clevers, H. The R-spondin/Lgr5/Rnf43 module: regulator of Wnt signal strength. Genes Dev. 28, 305-316 (2014).
44. Molenaar, M. et al. XTcf-3 transcription factor mediates beta-catenin-induced axis formation in Xenopus embryos. Cell 86, 391-399 (1996).
45. Pell, V. R. et al. Ischemic preconditioning protects against cardiac ischemia reperfusion injury without affecting succinate accumulation or oxidation. J. Mol. Cell Cardiol. 123, 88-91 (2018).
46. Lee, S. M., Hutchinson, M., Staikopoulos, V. & Saint, D. A. Amitriptyline pharmacologically preconditions rat hearts against cardiac ischemic-reperfusion injury. Int. J. Cardiol. 190, 353-359 (2015).
47. Li, Y., Cai, M., Xu, Y., Swartz, H. M. & He, G. Late phase ischemic preconditioning preserves mitochondrial oxygen metabolism and attenuates post-ischemic myocardial tissue hyper oxygenation. Life Sci. 88, 57-64 (2011).
48. Sárközy, M. et al. Ischemic preconditioning protects the heart against ischemiareperfusion injury in chronic kidney disease in both males and females. Biol. Sex. Differ. 12, 49 (2021).
49. Nusse, R. & Clevers, H. Wnt/ -catenin signaling, disease, and emerging therapeutic modalities. Cell 169, 985-999 (2017).
50. Wang, J. et al. WNT11-conditioned medium promotes angiogenesis through the activation of non-canonical WNT-PKC-JNK signaling pathway. Genes 11, 1277 (2020).
51. Gajos-Michniewicz, A. & Czyz, M. WNT Signaling in Melanoma. Int. J. Mol. Sci. 21, 4852 (2020).
52. Rim, E. Y., Clevers, H. & Nusse, R. The Wnt pathway: from signaling mechanisms to synthetic modulators. Annu. Rev. Biochem 91, 571-598 (2022).
53. Wang, H. et al. The Wnt signaling pathway in diabetic nephropathy. Front. Cell. Dev. Biol. 9, 701547 (2021).
54. Malik, S. A., Modarage, K. & Goggolidou, P. The Role of Wnt Signalling in Chronic Kidney Disease (CKD). Genes 11, 496 (2020).
55. Wang, H. Y., Liu, T. & Malbon, C. C. Structure-function analysis of Frizzleds. Cell. Signal 18, 934-941 (2006).
56. Joiner, D. M., Ke, J., Zhong, Z., Xu, H. E. & Williams, B. O. LRP5 and LRP6 in development and disease. Trends Endocrinol. Metab. 24, 31-39 (2013).
57. Menck, K., Heinrichs, S., Baden, C. & Bleckmann, A. The WNT/ROR Pathway in Cancer: From Signaling to Therapeutic Intervention. Cells. 10, 142 (2021).
58. Jung, Y. S. & Park, J. I. Wnt signaling in cancer: therapeutic targeting of Wnt signaling beyond -catenin and the destruction complex. Exp. Mol. Med. 52, 183-191 (2020).
59. Chae, W. J. & Bothwell, A. L. M. Canonical and non-canonical Wnt signaling in immune cells. Trends Immunol. 39, 830-847 (2018).
60. Tran, F. H. & Zheng, J. J. Modulating the wnt signaling pathway with small molecules. Protein Sci. 26, 650-661 (2017).
61. Akoumianakis, I., Polkinghorne, M. & Antoniades, C. Non-canonical WNT signaling in cardiovascular disease: mechanisms and therapeutic implications. Nat. Rev. Cardiol. 19, 783-797 (2022).
62. Jin, Z. et al. Neuroprotective effects of irisin against cerebral ischemia/ reperfusion injury via Notch signaling pathway. Biomed. Pharmacother. 120, 109452 (2019).
63. Gordon, M. D. & Nusse, R. Wnt signaling: multiple pathways, multiple receptors, and multiple transcription factors. J. Biol. Chem. 281, 22429-22433 (2006).
64. Veeman, M. T., Axelrod, J. D. & Moon, R. T. A second canon. Functions and mechanisms of beta-catenin-independent Wnt signaling. Dev. Cell. 5, 367-377 (2003).
65. Kikuchi, A. & Yamamoto, H. Tumor formation due to abnormalities in the beta-catenin-independent pathway of Wnt signaling. Cancer Sci. 99, 202-208 (2008).
66. Shi, D. L. Decoding dishevelled-mediated Wnt signaling in vertebrate early development. Front. Cell Dev. Biol. 8, 588370 (2020).
67. Lerner, U. H. & Ohlsson, C. The WNT system: background and its role in bone. J. Intern. Med. 277, 630-649 (2015).
68. VanderVorst, K. et al. Wnt/PCP signaling contribution to carcinoma collective cell migration and metastasis. Cancer Res. 79, 1719-1729 (2019).
69. Frenquelli, M. & Tonon, G. WNT signaling in hematological malignancies. Front. Oncol. 10, 615190 (2020).
70. Cho, S. J. et al. Wip1 directly dephosphorylates NLK and increases Wnt activity during germ cell development. Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. 1863, 1013-1022 (2017).
71. Xiao, Q., Chen, Z., Jin, X., Mao, R. & Chen, Z. The many postures of noncanonical Wnt signaling in development and diseases. Biomed. Pharmacother. 93, 359-369 (2017).
72. Ma, L. & Wang, H. Y. Mitogen-activated protein kinase p38 regulates the Wnt/ cyclic GMP/Ca2+ non-canonical pathway. J. Biol. Chem. 282, 28980-28990 (2007).
73. Hausenloy, D. J. & Yellon, D. M. Myocardial ischemia-reperfusion injury: a neglected therapeutic target. J. Clin. Investig. 123, 92-100 (2013).
74. Vaage, J. & Valen, G. Pathophysiology and mediators of ischemia-reperfusion injury with special reference to cardiac surgery. A review. Scand. J. Thorac. Cardiovasc Surg. Suppl. 41, 1-18 (1993).
75. Tanaka, M. et al. Cardiomyocyte-specific Bcl-2 overexpression attenuates ischemia-reperfusion injury, immune response during acute rejection, and graft coronary artery disease. Blood 104, 3789-3796 (2004).
76. Kleinbongard, P., Heusch, G. & Schulz, R. TNFalpha in atherosclerosis, myocardial ischemia/reperfusion and heart failure. Pharm. Ther. 127, 295-314 (2010).
77. Frohlich, G. M., Meier, P., White, S. K., Yellon, D. M. & Hausenloy, D. J. Myocardial reperfusion injury: looking beyond primary PCl . Eur. Heart J. 34, 1714-1722 (2013).
78. Shen, J. et al. Wnt 3a protects myocardial injury in elderly acute myocardial infarction by inhibiting serum cystatin C/ROS-induced mitochondrial damage. Front. Physiol. 13, 950960 (2022).
79. Piper, H. M., García-Dorado, D. & Ovize, M. A fresh look at reperfusion injury. Cardiovasc. Res. 38, 291-300 (1998).
80. Yellon, D. M. & Hausenloy, D. J. Myocardial reperfusion injury. N. Engl. J. Med 357, 1121-1135 (2007).
81. Logue, S. E., Gustafsson, A. B., Samali, A. & Gottlieb, R. A. Ischemia/reperfusion injury at the intersection with cell death. J. Mol. Cell Cardiol. 38, 21-33 (2005).
82. Gottlieb, R. A. Cell death pathways in acute ischemia/reperfusion injury. J. Cardiovasc. Pharm. Ther. 16, 233-238 (2011).
83. Chen, Y. et al. Ferroptosis: a novel therapeutic target for ischemia-reperfusion injury. Front. Cell Dev. Biol. 9, 688605 (2021).
84. Hamacher-Brady, A., Brady, N. R. & Gottlieb, R. A. The interplay between prodeath and pro-survival signaling pathways in myocardial ischemia/reperfusion injury: apoptosis meets autophagy. Cardiovasc Drugs Ther. 20, 445-462 (2006).
85. Deb, A. Cell-cell interaction in the heart via Wnt/beta-catenin pathway after cardiac injury. Cardiovasc. Res. 102, 214-223 (2014).
86. Lorenzon, A. et al. Wnt/beta-catenin pathway in arrhythmogenic cardiomyopathy. Oncotarget 8, 60640-60655 (2017).
87. Bergmann, M. W. WNT signaling in adult cardiac hypertrophy and remodeling: lessons learned from cardiac development. Circ. Res. 107, 1198-1208 (2010).
88. Oerlemans, M. I. et al. Active Wnt signaling in response to cardiac injury. Basic Res. Cardiol. 105, 631-641 (2010).
89. Haybar, H., Khodadi, E. & Shahrabi, S. Wnt/ -catenin in ischemic myocardium: interactions and signaling pathways as a therapeutic target. Heart Fail. Rev. 24, 411-419 (2019).
90. Litvinukova, M. et al. Cells of the adult human heart. Nature 588, 466-472 (2020).
91. Bastakoty, D. et al. Temporary, Systemic inhibition of the WNT/beta-catenin pathway promotes regenerative cardiac repair following myocardial infarct. Cell Stem Cells Regen. Med. 2, 16966 (2016).
92. Haybar, H., Khodadi, E. & Shahrabi, S. Wnt/beta-catenin in ischemic myocardium: interactions and signaling pathways as a therapeutic target. Heart Fail Rev. 24, 411-419 (2019).
93. Yang, M., Kong, D. Y. & Chen, J. C. Inhibition of miR-148b ameliorates myocardial ischemia/reperfusion injury via regulation of Wnt/beta-catenin signaling pathway. J. Cell Physiol. 234, 17757-17766 (2019).
94. Zhang, G. et al. LncRNA AZIN1-AS1 ameliorates myocardial ischemia-reperfusion injury by targeting miR-6838-5p/WNT3A axis to activate Wnt-beta/catenin signaling pathway. Vitr. Cell Dev. Biol. Anim. 58, 54-68 (2022).
95. Cui, X. et al. Exosomes from adipose-derived mesenchymal stem cells protect the myocardium against ischemia/reperfusion injury through Wnt/beta-catenin signaling pathway. J. Cardiovasc. Pharm. 70, 225-231 (2017).
96. Finch, P. W. et al. Purification and molecular cloning of a secreted, Frizzledrelated antagonist of Wnt action. Proc. Natl Acad. Sci. USA 94, 6770-6775 (1997).
97. Bovolenta, P., Esteve, P., Ruiz, J. M., Cisneros, E. & Lopez-Rios, J. Beyond Wnt inhibition: new functions of secreted Frizzled-related proteins in development and disease. J. Cell Sci. 121, 737-746 (2008).
98. Ouchi, N. et al. Sfrp5 is an anti-inflammatory adipokine that modulates metabolic dysfunction in obesity. Science 329, 454-457 (2010).
99. Li, Y. et al. Sfrp5 coordinates foregut specification and morphogenesis by antagonizing both canonical and noncanonical Wnt11 signaling. Genes Dev. 22, 3050-3063 (2008).
100. Kikuchi, R. et al. An antiangiogenic isoform of VEGF-A contributes to impaired vascularization in peripheral artery disease. Nat. Med 20, 1464-1471 (2014).
101. Fuster, J. J. et al. Noncanonical Wnt signaling promotes obesity-induced adipose tissue inflammation and metabolic dysfunction independent of adipose tissue expansion. Diabetes 64, 1235-1248 (2015).
102. Nakamura, K. et al. Secreted Frizzled-related protein 5 diminishes cardiac inflammation and protects the heart from ischemia/reperfusion injury. J. Biol. Chem. 291, 2566-2575 (2016).
103. Zhou, S. S., He, F., Chen, A. H., Hao, P. Y. & Song, X. D. Suppression of rat Frizzled2 attenuates hypoxia/reoxygenation-induced accumulation in rat H 9 c 2 cells. Exp. Cell Res. 318, 1480-1491 (2012).
104. Zhang, L. et al. Inhibition of Rac1 reduces store overload-induced calcium release and protects against ventricular arrhythmia. J. Cell Mol. Med. 20, 1513-1522 (2016).
105. Belevych, A. E. et al. Redox modification of ryanodine receptors underlies calcium alternans in a canine model of sudden cardiac death. Cardiovasc Res 84, 387-395 (2009).
106. Fauconnier, J. et al. Ryanodine receptor leak mediated by caspase- 8 activation leads to left ventricular injury after myocardial ischemia-reperfusion. Proc. Natl Acad. Sci. USA 108, 13258-13263 (2011).
107. He, J. et al. Huoxin pill prevents excessive inflammation and cardiac dysfunction following myocardial infarction by inhibiting adverse Wnt/betacatenin signaling activation. Phytomedicine 104, 154293 (2022).
108. Hu, Y. et al. Class A scavenger receptor attenuates myocardial infarction-induced cardiomyocyte necrosis through suppressing M1 macrophage subset polarization. Basic Res. Cardiol. 106, 1311-1328 (2011).
109. Cutolo, M., Campitiello, R., Gotelli, E. & Soldano, S. The role of M1/M2 macrophage polarization in rheumatoid arthritis synovitis. Front. Immunol. 13, 867260 (2022).
110. Zhang, R. Y. K., Cochran, B. J., Thomas, S. R. & Rye, K. A. Impact of reperfusion on temporal immune cell dynamics after myocardial infarction. J. Am. Heart Assoc. 12, e027600 (2023).
111. Prabhu, S. D. & Frangogiannis, N. G. The biological basis for cardiac repair after myocardial infarction: from inflammation to fibrosis. Circ. Res. 119, 91-112 (2016).
112. Nahrendorf, M. et al. The healing myocardium sequentially mobilizes two monocyte subsets with divergent and complementary functions. J. Exp. Med. 204, 3037-3047 (2007).
113. Cheng, B., Chen, H. C., Chou, I. W., Tang, T. W. & Hsieh, P. C. Harnessing the early post-injury inflammatory responses for cardiac regeneration. J. Biomed. Sci. 24, 7 (2017).
114. Huang, C. K. et al. Lgr4 governs a pro-inflammatory program in macrophages to antagonize post-infarction cardiac repair. Circ. Res. 127, 953-973 (2020).
115. Zhao, G. et al. CXCR6 deficiency ameliorated myocardial ischemia/reperfusion injury by inhibiting infiltration of monocytes and IFN- -dependent autophagy. Int. J. Cardiol. 168, 853-862 (2013).
116. Gombozhapova, A. et al. Macrophage activation and polarization in postinfarction cardiac remodeling. J. Biomed. Sci. 24, 13 (2017).
117. Yuan, C. et al. Modulation of Wnt/ -catenin signaling in IL-17A-mediated macrophage polarization of RAW264.7 cells. Braz. J. Med. Biol. Res. 53, e9488 (2020).
118. Palevski, D. et al. Loss of macrophage Wnt secretion improves remodeling and function after myocardial infarction in mice. J. Am. Heart Assoc. 6, e004387 (2017).
119. Frangogiannis, N. G. The inflammatory response in myocardial injury, repair, and remodeling. Nat. Rev. Cardiol. 11, 255-265 (2014).
120. Sun, S., Wu, Y., Maimaitijiang, A., Huang, Q. & Chen, Q. Ferroptotic cardiomyocyte-derived exosomes promote cardiac macrophage M1 polarization during myocardial infarction. PeerJ. 10, e13717 (2022).
121. Huang, L., Xiang, M., Ye, P., Zhou, W. & Chen, M. Beta-catenin promotes macrophage-mediated acute inflammatory response after myocardial infarction. Immunol. Cell. Biol. 96, 100-113 (2018).
122. Aisagbonhi, O. et al. Experimental myocardial infarction triggers canonical Wnt signaling and endothelial-to-mesenchymal transition. Dis. Model Mech. 4, 469-483 (2011).
123. Aleshin, A. et al. RAGE modulates myocardial injury consequent to LAD infarction via impact on JNK and STAT signaling in a murine model. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 294, H1823-H1832 (2008).
124. Bucciarelli, L. G. et al. Receptor for advanced-glycation end products: key modulator of myocardial ischemic injury. Circulation 113, 1226-1234 (2006).
125. Park, H. et al. RAGE siRNA-mediated gene silencing provides cardioprotection against ventricular arrhythmias in acute ischemia and reperfusion. J. Control Release 217, 315-326 (2015).
126. Rauner, M. et al. WNT5A is induced by inflammatory mediators in bone marrow stromal cells and regulates cytokine and chemokine production. J. Bone Min. Res. 27, 575-585 (2012).
127. Meyer, I. S. et al. The cardiac microenvironment uses non-canonical WNT signaling to activate monocytes after myocardial infarction. EMBO Mol. Med. 9, 1279-1293 (2017).
128. Moon, J. et al. Blockade to pathological remodeling of infarcted heart tissue using a porcupine antagonist. Proc. Natl Acad. Sci. USA 114, 1649-1654 (2017).
129. Pereira, C., Schaer, D. J., Bachli, E. B., Kurrer, M. O. & Schoedon, G. Wnt5A/CaMKII signaling contributes to the inflammatory response of macrophages and is a target for the antiinflammatory action of activated protein C and interleukin-10. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 28, 504-510 (2008).
130. Port, F. et al. Wingless secretion promotes and requires retromer-dependent cycling of Wntless. Nat. Cell Biol. 10, 178-185 (2008).
131. Guo, X. et al. Induced pluripotent stem cell-conditional medium inhibits H9C2 cardiomyocytes apoptosis via autophagy flux and Wnt/beta-catenin pathway. J. Cell. Mol. Med 23, 4358-4374 (2019).
132. Je, J. Y., Qian, Z. J., Byun, H. G. & Kim, S. K. Purification and characterization of an antioxidant peptide obtained from tuna backbone protein by enzymatic hydrolysis. Process Biochem. 42, 840-846 (2007).
133. Zhang, L. et al. The restoration of Wnt/ -catenin signaling activity by a tuna backbone-derived peptide ameliorates hypoxia-induced cardiomyocyte injury. Am. J. Transl. Res. 12, 5221-5236 (2020).
134. Blankesteijn, W. M., van Gijn, M. E., Essers-Janssen, Y. P., Daemen, M. J. & Smits, J. F. Beta-catenin, an inducer of uncontrolled cell proliferation and migration in malignancies, is localized in the cytoplasm of vascular endothelium during neovascularization after myocardial infarction. Am. J. Pathol. 157, 877-883 (2000).
Ischemia-reperfusion injury: molecular mechanisms and therapeutic targets Zhang et al.
32
135. Barandon, L. et al. Reduction of infarct size and prevention of cardiac rupture in transgenic mice overexpressing FrzA. Circulation 108, 2282-2289 (2003).
136. Baruah, J. et al. The allosteric glycogen synthase kinase-3 inhibitor NP12 limits myocardial remodeling and promotes angiogenesis in an acute myocardial infarction model. J. Biol. Chem. 292, 20785-20798 (2017).
137. Liu, B. et al. Loss of endothelial glucocorticoid receptor promotes angiogenesis via upregulation of Wnt/beta-catenin pathway. Angiogenesis 24, 631-645 (2021).
138. MacLellan, W. R. & Schneider, M. D. Genetic dissection of cardiac growth control pathways. Annu. Rev. Physiol. 62, 289-319 (2000).
139. Nakamura, M. & Sadoshima, J. Mechanisms of physiological and pathological cardiac hypertrophy. Nat. Rev. Cardiol. 15, 387-407 (2018).
140. Shimizu, I. & Minamino, T. Physiological and pathological cardiac hypertrophy. J. Mol. Cell Cardiol. 97, 245-262 (2016).
141. Hagenmueller, M. et al. Dapper-1 is essential for Wnt5a induced cardiomyocyte hypertrophy by regulating the Wnt/PCP pathway. FEBS Lett. 588, 2230-2237 (2014).
142. Khan, K., Makhoul, G., Yu, B., Schwertani, A. & Cecere, R. The cytoprotective impact of yes-associated protein 1 after ischemia-reperfusion injury in AC16 human cardiomyocytes. Exp. Biol. Med. 244, 802-812 (2019).
143. Zhao, X. et al. Aldehyde dehydrogenase-2 protects against myocardial infarction-related cardiac fibrosis through modulation of the Wnt/beta-catenin signaling pathway. Ther. Clin. Risk Manag. 11, 1371-1381 (2015).
144. Qian, L. et al. Downregulation of S100A4 Alleviates Cardiac Fibrosis via Wnt/beta -Catenin Pathway in Mice. Cell Physiol. Biochem 46, 2551-2560 (2018).
145. Cui, S. et al. miR-145 attenuates cardiac fibrosis through the AKT/GSK-3beta/ beta-catenin signaling pathway by directly targeting SOX9 in fibroblasts. J. Cell Biochem. 122, 209-221 (2021).
146. Matsushima, K. et al. Secreted frizzled related protein 4 reduces fibrosis scar size and ameliorates cardiac function after ischemic injury. Tissue Eng. Part A 16, 3329-3341 (2010).
147. Duan, J. et al. Wnt1/betacatenin injury response activates the epicardium and cardiac fibroblasts to promote cardiac repair. EMBO J. 31, 429-442 (2012).
148. Zhang, Y. et al. PRELP promotes myocardial fibrosis and ventricular remodeling after acute myocardial infarction by the wnt/ -catenin signalling pathway. Cardiovasc J. Afr. 33, 228-233 (2022).
149. Jean LeBlanc, N. et al. Canonical Wnt pathway maintains blood-brain barrier integrity upon ischemic stroke and its activation ameliorates tissue plasminogen activator therapy. Mol. Neurobiol. 56, 6521-6538 (2019).
150. Abuelazm, M. et al. The efficacy and safety of tenecteplase versus alteplase for acute ischemic stroke: an updated systematic review, pairwise, and network meta-analysis of randomized controlled trials. J. Thromb. Thrombolysis 55, 322-338 (2023).
151. Berge, E. et al. European Stroke Organisation (ESO) guidelines on intravenous thrombolysis for acute ischaemic stroke. Eur Stroke J. 6, I-Ixii (2021).
152. Emberson, J. et al. Effect of treatment delay, age, and stroke severity on the effects of intravenous thrombolysis with alteplase for acute ischaemic stroke: a meta-analysis of individual patient data from randomized trials. Lancet 384, 1929-1935 (2014).
153. Xiong, Y., Wakhloo, A. K. & Fisher, M. Advances in Acute Ischemic Stroke Therapy. Circ. Res. 130, 1230-1251 (2022).
154. Katsanos, A. H. et al. Intravenous thrombolysis prior to mechanical thrombectomy in large vessel occlusions. Ann. Neurol. 86, 395-406 (2019).
155. Fischer, U. et al. Primary thrombectomy in tPA (Tissue-Type Plasminogen Activator) eligible stroke patients with proximal intracranial occlusions. Stroke 49, 265-269 (2018).
156. Rai, A. T. et al. Intravenous thrombolysis before endovascular therapy for large vessel strokes can lead to significantly higher hospital costs without improving outcomes. J. Neurointerv. Surg. 10, 17-21 (2018).
157. Goyal, N. et al. Impact of pretreatment with intravenous thrombolysis on reperfusion status in acute strokes treated with mechanical thrombectomy. J. Neurointerv Surg. 11, 1073-1079 (2019).
158. Rossi, R. et al. Does prior administration of rtPA influence acute ischemic stroke clot composition? Findings from the analysis of clots retrieved with mechanical thrombectomy from the RESTORE registry. J. Neurol. 269, 1913-1920 (2022).
159. Muroyama, Y., Kondoh, H. & Takada, S. Wnt proteins promote neuronal differentiation in neural stem cell culture. Biochem. Biophys. Res. Commun. 313, 915-921 (2004).
160. Maretto, S. et al. Mapping Wnt/beta-catenin signaling during mouse development and in colorectal tumors. Proc. Natl Acad. Sci. USA 100, 3299-3304 (2003).
161. McKenzie, M. G. et al. Non-canonical Wnt signaling through Ryk regulates the generation of somatostatin- and parvalbumin-expressing cortical interneurons. Neuron 103, 853-864.e854 (2019).
162. Lewis, J. L. et al. Reiterated Wnt signaling during zebrafish neural crest development. Development 131, 1299-1308 (2004).
163. Hutchins, B. I., Li, L. & Kalil, K. Wnt-induced calcium signaling mediates axon growth and guidance in the developing corpus callosum. Sci. Signal. 5, pt1 (2012).
164. Rosso, S. B., Sussman, D., Wynshaw-Boris, A. & Salinas, P. C. Wnt signaling through Dishevelled, Rac, and JNK regulates dendritic development. Nat. Neurosci. 8, 34-42 (2005).
165. Liebner, S. et al. Wnt/beta-catenin signaling controls development of the bloodbrain barrier. J. Cell Biol. 183, 409-417 (2008).
166. Benz, F. et al. Low wnt/ -catenin signaling determines leaky vessels in the subfornical organ and affects water homeostasis in mice. Elife 8, e43818 (2019).
167. Shi, Z. Y. et al. Protective effect of autophagy in neural ischemia and hypoxia: negative regulation of the Wnt/ -catenin pathway. Int J. Mol. Med. 40, 1699-1708 (2017).
168. Ji, Y. B., Wang, T. X., Gao, Q., Huang, X. W. & Chang, J. Normalization of noncanonical Wnt signalings does not compromise blood-brain barrier protection conferred by upregulating endothelial Wnt/ -catenin signaling following ischemic stroke. CNS Neurosci. Ther. 27, 1085-1096 (2021).
169. Zhao, H. et al. Sirt3 inhibits cerebral ischemia-reperfusion injury through normalizing Wnt -catenin pathway and blocking mitochondrial fission. Cell Stress Chaperones 23, 1079-1092 (2018).
170. Zhang, G. et al. Wnt/ -catenin signaling pathway contributes to isoflurane postconditioning against cerebral ischemia-reperfusion injury and is possibly related to the transforming growth factor Smad3 signaling pathway. Biomed. Pharmacother. 110, 420-430 (2019).
171. Li, T. et al. DIXDC1 prevents oxygen-glucose deprivation/reoxygenation-induced injury in hippocampal neurons in vitro by promoting Wnt/ -catenin signaling. Eur. Rev. Med. Pharm. Sci. 22, 5678-5687 (2018).
172. Niu, L. J., Xu, R. X., Zhang, P., Du, M. X. & Jiang, X. D. Suppression of Frizzled-2mediated Wnt/ signaling significantly attenuates intracellular calcium accumulation in vitro and in a rat model of traumatic brain injury. Neuroscience 213, 19-28 (2012).
173. Kunz, A., Dirnagl, U. & Mergenthaler, P. Acute pathophysiological processes after ischaemic and traumatic brain injury. Best. Pr. Res. Clin. Anaesthesiol. 24, 495-509 (2010).
174. Seifert-Held, T. et al. Circulating Dickkopf-1 in acute ischemic stroke and clinically stable cerebrovascular disease. Atherosclerosis 218, 233-237 (2011).
175. Cappuccio, I. et al. Induction of Dickkopf-1, a negative modulator of the Wnt pathway, is required for the development of ischemic neuronal death. J. Neurosci. 25, 2647-2657 (2005).
176. Mastroiacovo, F. et al. Induction of the Wnt antagonist, Dickkopf-1, contributes to the development of neuronal death in models of brain focal ischemia. J. Cereb. Blood Flow. Metab. 29, 264-276 (2009).
177. Scali, C. et al. Inhibition of Wnt signaling, modulation of Tau phosphorylation and induction of neuronal cell death by DKK1. Neurobiol. Dis. 24, 254-265 (2006).
178. Che, Q. Q., Huang, T., Zhang, Y. D. & Qian, X. J. Effect of miR-124 on neuronal apoptosis in rats with cerebral infarction through Wnt/ -catenin signaling pathway. Eur. Rev. Med. Pharm. Sci. 23, 6657-6664 (2019).
179. Zhou, Z., Ren, X., Zheng, L., Li, A. & Zhou, W. LncRNA NEAT1 stabilized Wnt3a via U2AF2 and activated Wnt/ -catenin pathway to alleviate ischemia stroke induced injury. Brain Res. 1788, 147921 (2022).
180. Xu, D. et al. XQ-1H alleviates cerebral ischemia in mice through inhibition of apoptosis and promotion of neurogenesis in a Wnt/ -catenin signaling dependent way. Life Sci. 235, 116844 (2019).
181. Zhao, H., Pan, W., Chen, L., Luo, Y. & Xu, R. Nur77 promotes cerebral ischemiareperfusion injury via activating INF2-mediated mitochondrial fragmentation. J. Mol. Histol. 49, 599-613 (2018).
182. Chong, Z. Z. & Maiese, K. Targeting WNT, protein kinase B, and mitochondrial membrane integrity to foster cellular survival in the nervous system. Histol. Histopathol. 19, 495-504 (2004).
183. Guo, C. & Whitmarsh, A. J. The beta-arrestin-2 scaffold protein promotes c-Jun N -terminal kinase- 3 activation by binding to its nonconserved N terminus. J. Biol. Chem. 283, 15903-15911 (2008).
184. Kuan, C. Y. et al. A critical role of neural-specific JNK3 for ischemic apoptosis. Proc. Natl Acad. Sci. USA 100, 15184-15189 (2003).
185. Zhang, Q. G., Wang, R., Khan, M., Mahesh, V. & Brann, D. W. Role of Dickkopf-1, an antagonist of the Wnt/beta-catenin signaling pathway, in estrogen-induced neuroprotection and attenuation of tau phosphorylation. J. Neurosci. 28, 8430-8441 (2008).
186. Cheng, Y. L. et al. Evidence that collaboration between HIF-1a and Notch-1 promotes neuronal cell death in ischemic stroke. Neurobiol. Dis. 62, 286-295 (2014).
187. Burchell, S. R., Dixon, B. J., Tang, J. & Zhang, J. H. Isoflurane provides neuroprotection in neonatal hypoxic ischemic brain injury. J. Investig. Med. 61, 1078-1083 (2013).
188. Lan, X. B. et al. Neuroprotective effects of oxymatrine on hypoxic-ischemic brain damage in neonatal rats by activating the Wnt/ -catenin pathway. Biomed. Pharmacother. 159, 114266 (2023).
189. Yan, H. F., Tuo, Q. Z., Yin, Q. Z. & Lei, P. The pathological role of ferroptosis in ischemia/reperfusion-related injury. Zool. Res. 41, 220-230 (2020).
190. Li, D. & Li, Y. The interaction between ferroptosis and lipid metabolism in cancer. Signal Transduct. Target Ther. 5, 108 (2020).
191. Li, L., Li, Y. W., Zhao, J. Y., Liu, Y. Z. & Holscher, C. Quantitative analysis of iron concentration and expression of ferroportin 1 in the cortex and hippocampus of rats induced by cerebral ischemia. J. Clin. Neurosci. 16, 1466-1472 (2009).
192. Won, S. M. et al. Iron mediates endothelial cell damage and blood-brain barrier opening in the hippocampus after transient forebrain ischemia in rats. Exp. Mol. Med. 43, 121-128 (2011).
193. Hällgren, R., Terent, A., Wide, L., Bergström, K. & Birgegård, G. Cerebrospinal fluid ferritin in patients with cerebral infarction or bleeding. Acta Neurol. Scand. 61, 384-392 (1980).
194. Shi, Y. et al. Selenium alleviates cerebral ischemia/reperfusion injury by regulating oxidative stress, mitochondrial fusion and ferroptosis. Neurochem. Res. 47, 2992-3002 (2022).
195. Groenendaal, F., Shadid, M., McGowan, J. E., Mishra, O. P. & van Bel, F. Effects of deferoxamine, a chelator of free iron, on NA(+), K(+)-ATPase activity of cortical brain cell membrane during early reperfusion after hypoxia-ischemia in newborn lambs. Pediatr. Res. 48, 560-564 (2000).
196. Shadid, M. et al. Effect of deferoxamine and allopurinol on non-protein-bound iron concentrations in plasma and cortical brain tissue of newborn lambs following hypoxia-ischemia. Neurosci. Lett. 248, 5-8 (1998).
197. Zhao, Y. et al. Nano-liposomes of lycopene reduces ischemic brain damage in rodents by regulating iron metabolism. Free Radic. Biol. Med. 124, 1-11 (2018).
198. Yin, M. et al. circAFF1 enhances intracerebral hemorrhage induced neuronal ferroptosis by targeting miR-140-5p to regulate GSK-3 mediated Wnt/ -catenin signal pathway. Brain Res. Bull. 189, 11-21 (2022).
199. Wu, X. et al. Regulation of GSK3 Nrf2 signaling pathway modulated erastininduced ferroptosis in breast cancer. Mol. Cell Biochem. 473, 217-228 (2020).
200. Armagan, G. et al. Regulation of the Nrf2 Pathway by Glycogen Synthase Kinase in MPP+-Induced Cell Damage. Molecules. 24, 1377 (2019).
201. Wang, L., Ouyang, S., Li, B., Wu, H. & Wang, F. GSK-3 manipulates ferroptosis sensitivity by dominating iron homeostasis. Cell Death Discov. 7, 334 (2021).
202. Candelario-Jalil, E., Dijkhuizen, R. M. & Magnus, T. Neuroinflammation, stroke, blood-brain barrier dysfunction, and imaging modalities. Stroke 53, 1473-1486 (2022).
203. Lengfeld, J. E. et al. Endothelial Wnt/ -catenin signaling reduces immune cell infiltration in multiple sclerosis. Proc. Natl Acad. Sci. USA 114, E1168-e1177 (2017).
204. Liu, Z. & Chopp, M. Astrocytes, therapeutic targets for neuroprotection and neurorestoration in ischemic stroke. Prog. Neurobiol. 144, 103-120 (2016).
205. Ma, Y., Wang, J., Wang, Y. & Yang, G. Y. The biphasic function of microglia in ischemic stroke. Prog. Neurobiol. 157, 247-272 (2017).
206. Kanazawa, M., Ninomiya, I., Hatakeyama, M., Takahashi, T. & Shimohata, T. Microglia and Monocytes/Macrophages Polarization Reveal Novel Therapeutic Mechanism against Stroke. Int. J. Mol. Sci. 18, 2135 (2017).
207. Wang, Y. et al. Antioxidants & Redox Signaling. Antioxid. Redox Signal. 32, 213-214 (2020).
208. Zolezzi, J. M. & Inestrosa, N. C. Wnt/TLR Dialog in Neuroinflammation, Relevance in Alzheimer’s Disease. Front. Immunol. 8, 187 (2017).
209. Yeh, H., Woodbury, M. E., Ingraham Dixie, K. L., Ikezu, T. & Ikezu, S. Microglial WNT5A supports dendritic spines maturation and neuronal firing. Brain Behav. Immun. 107, 403-413 (2023).
210. Mecha, M. et al. Involvement of Wnt7a in the role of M2c microglia in neural stem cell oligodendrogenesis. J. Neuroinflamm 17, 88 (2020).
211. Xie, K., Cai, Y., Yang, P., Du, F. & Wu, K. Upregulating microRNA-874-3p inhibits CXCL12 expression to promote angiogenesis and suppress inflammatory response in ischemic stroke. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 319, C579-c588 (2020).
212. Zhao, J., Li, L. & Fang, G. Salvianolic acid A attenuates cerebral ischemia/ reperfusion injury induced rat brain damage, inflammation, and apoptosis by regulating miR-499a/DDK1. Am. J. Transl. Res. 12, 3288-3301 (2020).
213. Zhou, J., Wu, N. & Lin, L. Curcumin suppresses apoptosis and inflammation in hypoxia/reperfusion-exposed neurons via Wnt Signaling pathway. Med Sci. Monit. 26, e920445 (2020).
214. Song, D. et al. Wnt canonical pathway activator TWS119 drives microglial antiinflammatory activation and facilitates neurological recovery following experimental stroke. J. Neuroinflamm 16, 256 (2019).
215. Zhao, B., Wang, P., Yu, J. & Zhang, Y. MicroRNA-376b-5p targets SOX7 to alleviate ischemic brain injury in a mouse model through activating Wnt/ -catenin signaling pathway. Life Sci. 270, 119072 (2021).
216. Kalogeris, T., Bao, Y. & Korthuis, R. J. Mitochondrial reactive oxygen species: a double edged sword in ischemia/reperfusion vs preconditioning. Redox Biol. 2, 702-714 (2014).
217. Tang, Y., Shen, J., Zhang, F., Yang, F. Y. & Liu, M. Human serum albumin attenuates global cerebral ischemia/reperfusion-induced brain injury in a Wnt/ -Catenin/ROS signaling-dependent manner in rats. Biomed. Pharmacother. 115, 108871 (2019).
218. Ten, V. S. & Starkov, A. Hypoxic-ischemic injury in the developing brain: the role of reactive oxygen species originating in mitochondria. Neurol. Res. Int. 2012, 542976 (2012).
219. Korobova, F., Ramabhadran, V. & Higgs, H. N. An actin-dependent step in mitochondrial fission mediated by the ER-associated formin INF2. Science 339, 464-467 (2013).
220. Alvarez-Buylla, A. & Garcia-Verdugo, J. M. Neurogenesis in adult subventricular zone. J. Neurosci. 22, 629-634 (2002).
221. Alvarez-Buylla, A. & Lim, D. A. For the long run: maintaining germinal niches in the adult brain. Neuron 41, 683-686 (2004).
222. Adachi, K. et al. Beta-catenin signaling promotes proliferation of progenitor cells in the adult mouse subventricular zone. Stem Cells 25, 2827-2836 (2007).
223. Lie, D. C. et al. Wnt signaling regulates adult hippocampal neurogenesis. Nature 437, 1370-1375 (2005).
224. Jin, K. et al. Evidence for stroke-induced neurogenesis in the human brain. Proc. Natl Acad. Sci. USA 103, 13198-13202 (2006).
225. Martí-Fàbregas, J. et al. Proliferation in the human ipsilateral subventricular zone after ischemic stroke. Neurology 74, 357-365 (2010).
226. Chen, X. et al. Peroxynitrite enhances self-renewal, proliferation, and neuronal differentiation of neural stem/progenitor cells through activating HIF-1a and Wnt/ -catenin signaling pathway. Free Radic. Biol. Med 117, 158-167 (2018).
227. Tiwari, S. K. et al. Inhibitory effects of Bisphenol-A on neural stem cells proliferation and differentiation in the rat brain are dependent on Wnt/ -catenin pathway. Mol. Neurobiol. 52, 1735-1757 (2015).
228. Gan, Q. et al. Pax6 mediates ß-catenin signaling for self-renewal and neurogenesis by neocortical radial glial stem cells. Stem Cells 32, 45-58 (2014).
229. Kuwabara, T. et al. Wnt-mediated activation of NeuroD1 and retro-elements during adult neurogenesis. Nat. Neurosci. 12, 1097-1105 (2009).
230. Gao, Z. et al. Neurod1 is essential for the survival and maturation of adult-born neurons. Nat. Neurosci. 12, 1090-1092 (2009).
231. Joksimovic, M. & Awatramani, R. Wnt/ -catenin signaling in midbrain dopaminergic neuron specification and neurogenesis. J. Mol. Cell Biol. 6, 27-33 (2014).
232. Yi, H., Hu, J., Qian, J. & Hackam, A. S. Expression of brain-derived neurotrophic factor is regulated by the Wnt signaling pathway. Neuroreport 23, 189-194 (2012).
233. Wei, Z. Z. et al. Neuroprotective and regenerative roles of intranasal Wnt-3a administration after focal ischemic stroke in mice. J. Cereb. Blood Flow. Metab. 38, 404-421 (2018).
234. Li, S. R. et al. Mallotus oblongifolius extracts ameliorate ischemic nerve damage by increasing endogenous neural stem cell proliferation through the Wnt/ -catenin signaling pathway. Food Funct. 11, 1027-1036 (2020).
235. Liu, Q. et al. Ellagic acid improves endogenous neural stem cells proliferation and neurorestoration through Wnt/ -catenin signaling in vivo and in vitro. Mol. Nutr. Food Res. 61, 1600587 (2017).
236. Yang, X. et al. Curcumin promotes neurogenesis of hippocampal dentate gyrus via Wnt/ -catenin signal pathway following cerebral ischemia in mice. Brain Res 1751, 147197 (2021).
237. You, D. & You, H. Repression of long non-coding RNA MEG3 restores nerve growth and alleviates neurological impairment after cerebral ischemiareperfusion injury in a rat model. Biomed. Pharmacother. 111, 1447-1457 (2019).
238. Stenman, J. M. et al. Canonical Wnt signaling regulates organ-specific assembly and differentiation of CNS vasculature. Science 322, 1247-1250 (2008).
239. Zhou, Y. & Nathans, J. Gpr124 controls CNS angiogenesis and blood-brain barrier integrity by promoting ligand-specific canonical wnt signaling. Dev. Cell 31, 248-256 (2014).
240. Hu, Y., Zheng, Y., Wang, T., Jiao, L. & Luo, Y. VEGF, a Key Factor for Blood Brain Barrier Injury After Cerebral Ischemic Stroke. Aging Dis. 13, 647-654 (2022).
241. Green, D. R. Caspases and Their Substrates. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 14, a041012 (2022).
242. Tian, Y. et al. IL-4-polarized BV2 microglia cells promote angiogenesis by secreting exosomes. Adv. Clin. Exp. Med. 28, 421-430 (2019).
243. Krupinski, J., Kaluza, J., Kumar, P., Kumar, S. & Wang, J. M. Role of angiogenesis in patients with cerebral ischemic stroke. Stroke 25, 1794-1798 (1994).
244. Wang, L. P. et al. Oligodendrocyte precursor cell transplantation promotes angiogenesis and remyelination via Wnt/ -catenin pathway in a mouse model of middle cerebral artery occlusion. J. Cereb. Blood Flow. Metab. 42, 757-770 (2022).
Ischemia-reperfusion injury: molecular mechanisms and therapeutic targets Zhang et al. 34
245. Jiang, X. et al. Blood-brain barrier dysfunction and recovery after ischemic stroke. Prog. Neurobiol. 163-164, 144-171 (2018).
246. Ta, S. et al. Variants of WNT7A and GPR124 are associated with hemorrhagic transformation following intravenous thrombolysis in ischemic stroke. CNS Neurosci. Ther. 27, 71-81 (2021).
247. Chang, J. et al. Gpr124 is essential for blood-brain barrier integrity in central nervous system disease. Nat. Med. 23, 450-460 (2017).
248. Hussain, B. et al. Endothelial -catenin deficiency causes blood-brain barrier breakdown via enhancing the paracellular and transcellular permeability. Front. Mol. Neurosci. 15, 895429 (2022).
249. Chen, X. Y. et al. Inhibition of the immunoproteasome LMP2 ameliorates ischemia/hypoxia-induced blood-brain barrier injury through the Wnt/ -catenin signaling pathway. Mil. Med. Res. 8, 62 (2021).
250. Langen, U. H., Ayloo, S. & Gu, C. Development and cell biology of the bloodbrain barrier. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 35, 591-613 (2019).
251. Jin, Z., Ke, J., Guo, P., Wang, Y. & Wu, H. Quercetin improves blood-brain barrier dysfunction in rats with cerebral ischemia reperfusion via Wnt signaling pathway. Am. J. Transl. Res. 11, 4683-4695 (2019).
252. Kintner, D. B. et al. Increased tolerance to oxygen and glucose deprivation in astrocytes from exchanger isoform 1 null mice. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 287, C12-C21 (2004).
253. Song, S. et al. Activation of endothelial Wnt/ -catenin signaling by protective astrocytes repairs BBB damage in ischemic stroke. Prog. Neurobiol. 199, 101963 (2021).
254. Zhao, H., Alam, A., Soo, A. P., George, A. J. T. & Ma, D. Ischemia-reperfusion injury reduces long term renal graft survival: mechanism and beyond. EBioMedicine 28, 31-42 (2018).
255. Wang, W., Sai, W. L. & Yang, B. [The role of macrophage polarization and interaction with renal tubular epithelial cells in ischemia-reperfusion induced acute kidney injury]. Sheng Li Xue Bao 74, 28-38 (2022).
256. He, W. et al. Wnt/beta-catenin signaling promotes renal interstitial fibrosis. J. Am. Soc. Nephrol. 20, 765-776 (2009).
257. Liu, D., Liu, Y., Zheng, X. & Liu, N. c-MYC-induced long noncoding RNA MEG3 aggravates kidney ischemia-reperfusion injury through activating mitophagy by upregulation of RTKN to trigger the Wnt/ -catenin pathway. Cell Death Dis. 12, 191 (2021).
258. Zhou, D. et al. Tubule-specific ablation of endogenous -catenin aggravates acute kidney injury in mice. Kidney Int. 82, 537-547 (2012).
259. Wang, Y. et al. Quercetin alleviates acute kidney injury by inhibiting ferroptosis. J. Adv. Res. 28, 231-243 (2021).
260. Wei, X. et al. Identification of subtypes and a delayed graft function predictive signature based on ferroptosis in renal ischemia-reperfusion injury. Front. Cell Dev. Biol. 10, 800650 (2022).
261. Xu, Y. et al. circ-AKT3 aggravates renal ischaemia-reperfusion injury via regulating miR-144-5p /Wnt/ -catenin pathway and oxidative stress. J. Cell Mol. Med. 26, 1766-1775 (2022).
262. Sturmlechner, I., Durik, M., Sieben, C. J., Baker, D. J. & van Deursen, J. M. Cellular senescence in renal aging and disease. Nat. Rev. Nephrol. 13, 77-89 (2017).
263. Xiao, L. et al. Sustained Activation of Wnt/ -Catenin Signaling Drives AKI to CKD Progression. J. Am. Soc. Nephrol. 27, 1727-1740 (2016).
264. Zhou, L. et al. Multiple genes of the renin-angiotensin system are novel targets of Wnt/ -catenin signaling. J. Am. Soc. Nephrol. 26, 107-120 (2015).
265. Zhou, D. et al. Matrix metalloproteinase-7 is an urinary biomarker and pathogenic mediator of kidney fibrosis. J. Am. Soc. Nephrol. 28, 598-611 (2017).
266. He, W. et al. Plasminogen activator inhibitor-1 is a transcriptional target of the canonical pathway of Wnt/beta-catenin signaling. J. Biol. Chem. 285, 24665-24675 (2010).
267. Simon-Tillaux, N. & Hertig, A. Snail and kidney fibrosis. Nephrol. Dial. Transpl. 32, 224-233 (2017).
268. Luo, C. et al. Wnt9a promotes renal fibrosis by accelerating cellular senescence in tubular epithelial cells. J. Am. Soc. Nephrol. 29, 1238-1256 (2018).
269. von Toerne, C. et al. Wnt pathway regulation in chronic renal allograft damage. Am. J. Transpl. 9, 2223-2239 (2009).
270. Sun, Q. et al. Allogeneic mesenchymal stem cells as induction therapy are safe and feasible in renal allografts: pilot results of a multicenter randomized controlled trial. J. Transl. Med. 16, 52 (2018).
271. Peralta, C., Jiménez-Castro, M. B. & Gracia-Sancho, J. Hepatic ischemia and reperfusion injury: effects on the liver sinusoidal milieu. J. Hepatol. 59, 1094-1106 (2013).
272. Russell, J. O. & Monga, S. P. Wnt/ -catenin signaling in liver development, homeostasis, and pathobiology. Annu. Rev. Pathol. 13, 351-378 (2018).
273. Dar, W. A., Sullivan, E., Bynon, J. S., Eltzschig, H. & Ju, C. Ischaemia reperfusion injury in liver transplantation: cellular and molecular mechanisms. Liver Int. 39, 788-801 (2019).
274. Lehwald, N. et al. Wnt- -catenin signaling protects against hepatic ischemia and reperfusion injury in mice. Gastroenterology 141, 707-718 (2011).
275. Liu, X. et al. Signaling through hepatocyte vasopressin receptor 1 protects mouse liver from ischemia-reperfusion injury. Oncotarget 7, 69276-69290 (2016).
276. Xie, K., Liu, L., Chen, J. & Liu, F. Exosomes derived from human umbilical cord blood mesenchymal stem cells improve hepatic ischemia reperfusion injury via delivering miR-1246. Cell Cycle 18, 3491-3501 (2019).
277. Sakon, M., Ariyoshi, H., Umeshita, K. & Monden, M. Ischemia-reperfusion injury of the liver with special reference to calcium-dependent mechanisms. Surg. Today 32, 1-12 (2002).
278. Hu, X. et al. Inhibition of Frizzled-2 by small interfering RNA protects rat hepatic BRL-3A cells against cytotoxicity and apoptosis induced by Hypoxia/Reoxygenation. Gastroenterol. Hepatol. 43, 107-116 (2020).
279. Yim, S. Y. et al. Risk factors for developing hyponatremia during terlipressin treatment: a retrospective analyses in variceal bleeding. J. Clin. Gastroenterol. 49, 607-612 (2015).
280. Koshimizu, T. A. et al. Vasopressin V1a and V1b receptors: from molecules to physiological systems. Physiol. Rev. 92, 1813-1864 (2012).
281. Kohler, A., Perrodin, S., De Gottardi, A., Candinas, D. & Beldi, G. Effectiveness of terlipressin for prevention of complications after major liver resection-A randomized placebo-controlled trial. HPB 22, 884-891 (2020).
282. Hong, S. H. et al. Perioperative assessment of terlipressin infusion during living donor liver transplantation. J. Int. Med. Res. 40, 225-236 (2012).
283. Reis, D. J. & Regunathan, S. Is agmatine a novel neurotransmitter in brain? Trends Pharm. Sci. 21, 187-193 (2000).
284. Kim, D. J. et al. Protective effect of agmatine on a reperfusion model after transient cerebral ischemia: Temporal evolution on perfusion MR imaging and histopathologic findings. AJNR Am. J. Neuroradiol. 27, 780-785 (2006).
285. Sugiura, T. et al. Protective effect of agmatine on ischemia/reperfusion-induced renal injury in rats. J. Cardiovasc. Pharm. 51, 223-230 (2008).
286. Greenberg, S. et al. The effect of agmatine administration on ischemicreperfused isolated rat heart. J. Cardiovasc. Pharm. Ther. 6, 37-45 (2001).
287. Han, Z. et al. Agmatine attenuates liver ischemia reperfusion injury by activating Wnt/ -catenin signaling in mice. Transplantation 104, 1906-1916 (2020).
288. Dong, J. et al. SRY is a Key Mediator of Sexual Dimorphism in Hepatic Ischemia/ Reperfusion Injury. Ann. Surg. 276, 345-356 (2022).
289. O’Neill, M. J. & O’Neill, R. J. Whatever happened to SRY? Cell Mol. Life Sci. 56, 883-893 (1999).
290. Yang, Y. Y. et al. Involvement of the HIF-1a and Wnt/ -catenin pathways in the protective effects of losartan on fatty liver graft with ischaemia/reperfusion injury. Clin. Sci. 126, 163-174 (2014).
291. Griffin, M. O., Ceballos, G. & Villarreal, F. J. Tetracycline compounds with nonantimicrobial organ protective properties: possible mechanisms of action. Pharm. Res. 63, 102-107 (2011).
292. Li, Y., Li, T., Qi, H. & Yuan, F. Minocycline protects against hepatic ischemia/ reperfusion injury in a rat model. Biomed. Rep. 3, 19-24 (2015).
293. Bataller, R. et al. Prolonged infusion of angiotensin II into normal rats induces stellate cell activation and proinflammatory events in liver. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 285, G642-G651 (2003).
294. Kanno, K., Tazuma, S., Nishioka, T., Hyogo, H. & Chayama, K. Angiotensin II participates in hepatic inflammation and fibrosis through MCP-1 expression. Dig. Dis. Sci. 50, 942-948 (2005).
295. Bataller, R. et al. NADPH oxidase signal transduces angiotensin II in hepatic stellate cells and is critical in hepatic fibrosis. J. Clin. Investig. 112, 1383-1394 (2003).
296. Harrison, D. G., Cai, H., Landmesser, U. & Griendling, K. K. Interactions of angiotensin II with NAD(P)H oxidase, oxidant stress and cardiovascular disease. J. Renin Angiotensin Aldosterone Syst. 4, 51-61 (2003).
297. Guo, L. et al. Role of the renin-angiotensin system in hepatic ischemia reperfusion injury in rats. Hepatology 40, 583-589 (2004).
298. Kuncewitch, M. et al. Wnt agonist attenuates liver injury and improves survival after hepatic ischemia/reperfusion. Shock 39, 3-10 (2013).
299. Sun, T. et al. AXIN2(+) Pericentral hepatocytes have limited contributions to liver homeostasis and regeneration. Cell Stem Cell 26, 97-107.e106 (2020).
300. Katoh, M. Multi-layered prevention and treatment of chronic inflammation, organ fibrosis and cancer associated with canonical WNT/ -catenin signaling activation (Review). Int J. Mol. Med. 42, 713-725 (2018).
301. Piao, C. et al. Effects of Exosomes Derived from Adipose-Derived Mesenchymal Stem Cells on Pyroptosis and Regeneration of Injured Liver. Int. J. Mol. Sci. 23, 12065 (2022).
302. Zhou, B. et al. Notch signaling pathway: architecture, disease, and therapeutics. Signal Transduct. Target. Ther. 7, 95 (2022).
303. Kopan, R. & llagan, M. X. The canonical Notch signaling pathway: unfolding the activation mechanism. Cell 137, 216-233 (2009).
304. Chen, G. et al. The canonical Notch signaling was involved in the regulation of intestinal epithelial cells apoptosis after intestinal ischemia/reperfusion injury. Int. J. Mol. Sci. 15, 7883-7896 (2014).
305. Guo, P. et al. Dexmedetomidine alleviates myocardial ischemia-reperfusion injury by down-regulating miR-34b-3p to activate the Jagged1/Notch signaling pathway. Int. Immunopharmacol. 116, 109766 (2023).
306. Li, H. et al. Botch protects neurons from ischemic insult by antagonizing Notchmediated neuroinflammation. Exp. Neurol. 321, 113028 (2019).
307. Pei, H. et al. Notch1 cardioprotection in myocardial ischemia/reperfusion involves reduction of oxidative/nitrative stress. Basic Res. Cardiol. 108, 373 (2013).
308. Yu, H. C. et al. Canonical notch pathway protects hepatocytes from ischemia/ reperfusion injury in mice by repressing reactive oxygen species production through JAK2/STAT3 signaling. Hepatology 54, 979-988 (2011).
309. Chatterjee, S. & Sil, P. C. Targeting the crosstalks of Wnt pathway with Hedgehog and Notch for cancer therapy. Pharm. Res. 142, 251-261 (2019).
310. Patni, A. P. et al. Comprehending the crosstalk between Notch, Wnt, and Hedgehog signaling pathways in oral squamous cell carcinoma – clinical implications. Cell Oncol. 44, 473-494 (2021).
311. Kim, H. A. et al. Notch1 counteracts WNT/ -catenin signaling through chromatin modification in colorectal cancer. J. Clin. Investig. 122, 3248-3259 (2012).
312. Kim, W. et al. Hippo signaling interactions with Wnt/ -catenin and Notch signaling repress liver tumorigenesis. J. Clin. Investig. 127, 137-152 (2017).
313. Sprinzak, D. & Blacklow, S. C. Biophysics of Notch Signaling. Annu. Rev. Biophys. 50, 157-189 (2021).
314. Gude, N. A. et al. Activation of Notch-mediated protective signaling in the myocardium. Circ. Res. 102, 1025-1035 (2008).
315. Ashton, K. J., Willems, L., Holmgren, K., Ferreira, L. & Headrick, J. P. Ageassociated shifts in cardiac gene transcription and transcriptional responses to ischemic stress. Exp. Gerontol. 41, 189-204 (2006).
316. Zhao, L. et al. Notch signaling regulates cardiomyocyte proliferation during zebrafish heart regeneration. Proc. Natl Acad. Sci. USA 111, 1403-1408 (2014).
317. Zhao, L., Ben-Yair, R., Burns, C. E. & Burns, C. G. Endocardial Notch signaling promotes cardiomyocyte proliferation in the regenerating zebrafish heart through wnt pathway antagonism. Cell Rep. 26, 546-554.e545 (2019).
318. Zhang, H. P. et al. The neuroprotective effects of isoflurane preconditioning in a murine transient global cerebral ischemia-reperfusion model: the role of the Notch signaling pathway. Neuromolecular Med. 16, 191-204 (2014).
319. Yang, Q. et al. Activation of canonical notch signaling pathway is involved in the ischemic tolerance induced by sevoflurane preconditioning in mice. Anesthesiology 117, 996-1005 (2012).
320. Zhang, H. et al. [Expressions of Notch3, Notch4, Frizzled2, and Tead1 in rats with focal cerebral ischemia-reperfusion]. Zhonghua Yi Xue Za Zhi 95, 3766-3769 (2015).
321. Arboleda-Velasquez, J. F. et al. Linking Notch signaling to ischemic stroke. Proc. Natl Acad. Sci. USA 105, 4856-4861 (2008).
322. Arumugam, T. V. et al. Notch signaling and neuronal death in stroke. Prog. Neurobiol. 165-167, 103-116 (2018).
323. Gao, L., Yang, L. & Cui, H. GSK-3 inhibitor TWS119 alleviates hypoxic-ischemic brain damage via a crosstalk with Wnt and Notch signaling pathways in neonatal rats. Brain Res. 1768, 147588 (2021).
324. Ma, R. et al. l-Borneol and d-Borneol promote transdifferentiation of astrocytes into neurons in rats by regulating Wnt/Notch pathway to exert neuroprotective effect during recovery from cerebral ischemia. Phytomedicine 109, 154583 (2023).
325. Huang, S. et al. Zhongfenggao protects brain microvascular endothelial cells from oxygen-glucose deprivation/reoxygenation-induced injury by angiogenesis. Biol. Pharm. Bull. 42, 222-230 (2019).
326. Zhang, Z., Yao, L., Yang, J., Wang, Z. & Du, G. PI3K/Akt and HIF-1 signaling pathway in hypoxia-ischemia (Review). Mol. Med. Rep. 18, 3547-3554 (2018).
327. Dong, J., Xu, X., Zhang, Q., Yuan, Z. & Tan, B. The PI3K/AKT pathway promotes fracture healing through its crosstalk with Wnt/ -catenin. Exp. Cell Res. 394, 112137 (2020).
328. Deng, S. et al. PI3K/AKT signaling tips the balance of cytoskeletal forces for cancer progression. Cancers 14, 1652 (2022).
329. Papadimitrakopoulou, V. Development of PI3K/AKT/mTOR pathway inhibitors and their application in personalized therapy for non-small-cell lung cancer. J. Thorac. Oncol. 7, 1315-1326 (2012).
330. Tewari, D., Patni, P., Bishayee, A., Sah, A. N. & Bishayee, A. Natural products targeting the PI3K-Akt-mTOR signaling pathway in cancer: A novel therapeutic strategy. Semin. Cancer Biol. 80, 1-17 (2022).
331. Xiao, C. L. et al. The role of PI3K/Akt signaling pathway in spinal cord injury. Biomed. Pharmacother. 156, 113881 (2022).
332. Potz, B. A. et al. Calpain inhibition modulates glycogen synthase kinase pathways in ischemic myocardium: a proteomic and mechanistic analysis. J. Thorac. Cardiovasc Surg. 153, 342-357 (2017).
333. Chen, B. et al. Co-expression of Akt1 and Wnt11 promotes the proliferation and cardiac differentiation of mesenchymal stem cells and attenuates hypoxia/ reoxygenation-induced cardiomyocyte apoptosis. Biomed. Pharmacother. 108, 508-514 (2018).
334. Zhuang, Q. et al. Stimulated CB1 cannabinoid receptor inducing ischemic tolerance and protecting neurons from cerebral ischemia. Cent. Nerv. Syst. Agents Med. Chem. 17, 141-150 (2017).
335. Blankesteijn, W. M., van de Schans, V. A., ter Horst, P. & Smits, J. F. The Wnt/ frizzled/GSK-3 beta pathway: a novel therapeutic target for cardiac hypertrophy. Trends Pharm. Sci. 29, 175-180 (2008).
336. Hur, E. M. & Zhou, F. Q. GSK3 signaling in neural development. Nat. Rev. Neurosci. 11, 539-551 (2010).
337. Xing, X. S., Liu, F. & He, Z. Y. Akt regulates -catenin in a rat model of focal cerebral ischemia-reperfusion injury. Mol. Med. Rep. 11, 3122-3128 (2015).
338. Li, P., Zhang, Y. & Liu, H. The role of Wnt/ß-catenin pathway in the protection process by dexmedetomidine against cerebral ischemia/reperfusion injury in rats. Life Sci. 236, 116921 (2019).
339. Thirunavukkarasu, M. et al. Protective effects of Phyllanthus emblica against myocardial ischemia-reperfusion injury: the role of PI3-kinase/glycogen synthase kinase -catenin pathway. J. Physiol. Biochem. 71, 623-633 (2015).
340. Fei, Y., Zhao, B., Zhu, J., Fang, W. & Li, Y. XQ-1H promotes cerebral angiogenesis via activating PI3K/Akt/GSK3 -catenin/VEGF signal in mice exposed to cerebral ischemic injury. Life Sci. 272, 119234 (2021).
341. Martínez-Sánchez, G. & Giuliani, A. Cellular redox status regulates hypoxia inducible factor-1 activity. Role in tumor development. J. Exp. Clin. Cancer Res. 26, 39-50 (2007).
342. Semenza, G. L. Hypoxia-inducible factor 1 and cardiovascular disease. Annu. Rev. Physiol. 76, 39-56 (2014).
343. Tan, Z. et al. Lithium and copper induce the osteogenesis-angiogenesis coupling of bone marrow mesenchymal stem cells via crosstalk between canonical Wnt and HIF-1a signaling pathways. Stem Cells Int. 2021, 6662164 (2021).
344. Tang, K. et al. HIF-1a stimulates the progression of oesophageal squamous cell carcinoma by activating the Wnt/ -catenin signaling pathway. Br. J. Cancer 127, 474-487 (2022).
345. Zhang, Q. et al. Wnt/ -catenin signaling enhances hypoxia-induced epithelialmesenchymal transition in hepatocellular carcinoma via crosstalk with hif-1a signaling. Carcinogenesis 34, 962-973 (2013).
346. DeFrates, K. G., Franco, D., Heber-Katz, E. & Messersmith, P. B. Unlocking mammalian regeneration through hypoxia inducible factor one alpha signaling. Biomaterials 269, 120646 (2021).
347. Engelhardt, S., Al-Ahmad, A. J., Gassmann, M. & Ogunshola, O. O. Hypoxia selectively disrupts brain microvascular endothelial tight junction complexes through a hypoxia-inducible factor-1 (HIF-1) dependent mechanism. J. Cell Physiol. 229, 1096-1105 (2014).
348. Wu, C. et al. Wnt/ -catenin coupled with HIF-1a/VEGF signaling pathways involved in galangin neurovascular unit protection from focal cerebral ischemia. Sci. Rep. 5, 16151 (2015).
349. Kaidi, A., Williams, A. C. & Paraskeva, C. Interaction between beta-catenin and HIF-1 promotes cellular adaptation to hypoxia. Nat. Cell Biol. 9, 210-217 (2007).
350. Xu, Z. H. et al. Hypoxia-inducible factor protects against acute kidney injury via the Wnt/ -catenin signaling pathway. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 322, F611-f624 (2022).
351. Peng, D., Fu, M., Wang, M., Wei, Y. & Wei, X. Targeting TGF- signal transduction for fibrosis and cancer therapy. Mol. Cancer 21, 104 (2022).
352. Li, T. F. et al. Transforming growth factor-beta stimulates cyclin D1 expression through activation of beta-catenin signaling in chondrocytes. J. Biol. Chem. 281, 21296-21304 (2006).
353. Liu, J., Jin, J., Liang, T. & Feng, X. H. To Ub or not to Ub: a regulatory question in TGF- signaling. Trends Biochem. Sci. 47, 1059-1072 (2022).
354. Działo, E., Tkacz, K. & Błyszczuk, P. Crosstalk between the TGF- and WNT signaling pathways during cardiac fibrogenesis. Acta Biochim. Pol. 65, 341-349 (2018).
355. Eid, R. A. et al. Exendin-4 Attenuates Remodeling in the Remote Myocardium of Rats After an Acute Myocardial Infarction by Activating -Arrestin-2, Protein Phosphatase 2A, and Glycogen Synthase Kinase-3 and Inhibiting -Catenin. Cardiovasc. Drugs Ther. 35, 1095-1110 (2021).
356. Wang, S. et al. Transforming growth-beta 1 contributes to isoflurane postconditioning against cerebral ischemia-reperfusion injury by regulating the c-Jun N-terminal kinase signaling pathway. Biomed. Pharmacother. 78, 280-290 (2016).
Ischemia-reperfusion injury: molecular mechanisms and therapeutic targets Zhang et al. 36
357. Chen, D. Q. et al. Combined melatonin and poricoic acid A inhibits renal fibrosis through modulating the interaction of Smad3 and -catenin pathway in AKI-toCKD continuum. Ther. Adv. Chronic Dis. 10, 2040622319869116 (2019).
358. Tian, X. et al. Association of -catenin with P-Smad3 but not LEF-1 dissociates in vitro profibrotic from anti-inflammatory effects of TGF- . J. Cell Sci. 126, 67-76 (2013).
359. Vallée, A. & Lecarpentier, Y. TGF- in fibrosis by acting as a conductor for contractile properties of myofibroblasts. Cell Biosci. 9, 98 (2019).
360. Huber, N. et al. Age-related decrease in proteasome expression contributes to defective nuclear factor-kappaB activation during hepatic ischemia/reperfusion. Hepatology 49, 1718-1728 (2009).
361. Liang, W. et al. Preactivation of Notch1 in remote ischemic preconditioning reduces cerebral ischemia-reperfusion injury through crosstalk with the NF-кB pathway. J. Neuroinflamm. 16, 181 (2019).
362. Ling, H. et al. Calmodulin-dependent protein kinase mediates myocardial ischemia/reperfusion injury through nuclear factor-kB. Circ. Res. 112, 935-944 (2013).
363. Sakai, N. et al. Receptor activator of nuclear factor- ligand (RANKL) protects against hepatic ischemia/reperfusion injury in mice. Hepatology 55, 888-897 (2012).
364. Oeckinghaus, A., Hayden, M. S. & Ghosh, S. Crosstalk in NF-kB signaling pathways. Nat. Immunol. 12, 695-708 (2011).
365. Mitchell, S., Vargas, J. & Hoffmann, A. Signaling via the NFкB system. Wiley Interdiscip. Rev. Syst. Biol. Med 8, 227-241 (2016).
366. Yu, H., Lin, L., Zhang, Z., Zhang, H. & Hu, H. Targeting NF-кВ pathway for the therapy of diseases: mechanism and clinical study. Signal Transduct. Target Ther. 5, 209 (2020).
367. Yin, C. et al. Elevated Wnt2 and Wnt4 activate NF-кB signaling to promote cardiac fibrosis by cooperation of Fzd4/2 and LRP6 following myocardial infarction. EBioMedicine 74, 103745 (2021).
368. Lin, J. C. et al. Enhancement of beta-catenin in cardiomyocytes suppresses survival protein expression but promotes apoptosis and fibrosis. Cardiol. J. 24, 195-205 (2017).
369. Lin, J. C. et al. -Catenin overexpression causes an increase in inflammatory cytokines and NF-кВ activation in cardiomyocytes. Cell. Mol. Biol. 63, 17-22 (2016).
370. Spiegelman, V. S. et al. Wnt/beta-catenin signaling induces the expression and activity of betaTrCP ubiquitin ligase receptor. Mol. Cell 5, 877-882 (2000).
371. He, J. et al. Huoxin pill prevents excessive inflammation and cardiac dysfunction following myocardial infarction by inhibiting adverse Wnt/ -catenin signaling activation. Phytomedicine 104, 154293 (2022).
372. Winston, J. T. et al. The SCFbeta-TRCP-ubiquitin ligase complex associates specifically with phosphorylated destruction motifs in IkappaBalpha and betacatenin and stimulates IkappaBalpha ubiquitination in vitro. Genes Dev. 13, 270-283 (1999).
373. Noubissi, F. K. et al. CRD-BP mediates stabilization of betaTrCP1 and c-myc mRNA in response to beta-catenin signaling. Nature 441, 898-901 (2006).
374. Hoeflich, K. P. et al. Requirement for glycogen synthase kinase-3beta in cell survival and NF-kappaB activation. Nature 406, 86-90 (2000).
375. Zhuang, X. et al. Differential effects on lung and bone metastasis of breast cancer by Wnt signaling inhibitor DKK1. Nat. Cell Biol. 19, 1274-1285 (2017).
376. El-Sayyad, S. M., Soubh, A. A., Awad, A. S. & El-Abhar, H. S. Mangiferin protects against intestinal ischemia/reperfusion-induced liver injury: Involvement of PPAR- , GSK- and Wnt/ -catenin pathway. Eur. J. Pharm. 809, 80-86 (2017).
377. Jiang, S., Huang, L., Zhang, W. & Zhang, H. Vitamin D/VDR in acute kidney injury: a potential therapeutic target. Curr. Med. Chem. 28, 3865-3876 (2021).
378. Ali, R. M., Al-Shorbagy, M. Y., Helmy, M. W. & El-Abhar, H. S. Role of Wnt4/ -catenin, Ang II/TGF , ACE2, NF-кB, and IL-18 in attenuating renal ischemia/ reperfusion-induced injury in rats treated with Vit D and pioglitazone. Eur. J. Pharm. 831, 68-76 (2018).
379. Wang, J., Liu, S., Heallen, T. & Martin, J. F. The Hippo pathway in the heart: pivotal roles in development, disease, and regeneration. Nat. Rev. Cardiol. 15, 672-684 (2018).
380. Zhou, Q., Li, L., Zhao, B. & Guan, K. L. The hippo pathway in heart development, regeneration, and diseases. Circ. Res. 116, 1431-1447 (2015).
381. Heallen, T. et al. Hippo pathway inhibits Wnt signaling to restrain cardiomyocyte proliferation and heart size. Science 332, 458-461 (2011).
382. Gong, P. et al. Hippo/YAP signaling pathway mitigates blood-brain barrier disruption after cerebral ischemia/reperfusion injury. Behav. Brain Res. 356, 8-17 (2019).
383. Yu, H. et al. RRM2 improves cardiomyocyte proliferation after myocardial ischemia reperfusion injury through the hippo-YAP pathway. Dis. Mark. 2021, 5089872 (2021).
384. Zheng, Z. et al. Hippo-YAP/MCP-1 mediated tubular maladaptive repair promote inflammation in renal failed recovery after ischemic AKI. Cell Death Dis. 12, 754 (2021).
385. Zhou, J. et al. TNFAIP3 interacting protein 3 is an activator of Hippo-YAP signaling protecting against hepatic ischemia/reperfusion injury. Hepatology 74, 2133-2153 (2021).
386. Zheng, A., Chen, Q. & Zhang, L. The Hippo-YAP pathway in various cardiovascular diseases: focusing on the inflammatory response. Front. Immunol. 13, 971416 (2022).
387. Nishina, H. Physiological and pathological roles of the Hippo-YAP/TAZ signaling pathway in liver formation, homeostasis, and tumorigenesis. Cancer Sci. 113, 1900-1908 (2022).
388. Liu, S. et al. Yap promotes noncanonical Wnt signals from cardiomyocytes for heart regeneration. Circ. Res. 129, 782-797 (2021).
389. Azzolin, L. et al. YAP/TAZ incorporation in the -catenin destruction complex orchestrates the Wnt response. Cell 158, 157-170 (2014).
390. Ma, W. Y. et al. Melatonin promotes cardiomyocyte proliferation and heart repair in mice with myocardial infarction via miR-143-3p/Yap/Ctnnd1 signaling pathway. Acta Pharm. Sin. 42, 921-931 (2021).
391. Amani, H. et al. Selenium nanoparticles for targeted stroke therapy through modulation of inflammatory and metabolic signaling. Sci. Rep. 9, 6044 (2019).
392. Kanzler, B., Foreman, R. K., Labosky, P. A. & Mallo, M. BMP signaling is essential for development of skeletogenic and neurogenic cranial neural crest. Development 127, 1095-1104 (2000).
393. Mabie, P. C., Mehler, M. F. & Kessler, J. A. Multiple roles of bone morphogenetic protein signaling in the regulation of cortical cell number and phenotype. J. Neurosci. 19, 7077-7088 (1999).
394. Baker, J. C., Beddington, R. S. & Harland, R. M. Wnt signaling in Xenopus embryos inhibits bmp4 expression and activates neural development. Genes Dev. 13, 3149-3159 (1999).
395. Antebi, Y. E. et al. Combinatorial signal perception in the BMP pathway. Cell 170, 1184-1196.e1124 (2017).
396. Zhang, Y. & Que, J. BMP signaling in development, stem cells, and diseases of the gastrointestinal tract. Annu. Rev. Physiol. 82, 251-273 (2020).
397. Fujita, K., Ogawa, R., Kawawaki, S. & Ito, K. Roles of chromatin remodelers in maintenance mechanisms of multipotency of mouse trunk neural crest cells in the formation of neural crest-derived stem cells. Mech. Dev. 133, 126-145 (2014).
398. Dizon, M. L., Maa, T. & Kessler, J. A. The bone morphogenetic protein antagonist noggin protects white matter after perinatal hypoxia-ischemia. Neurobiol. Dis. 42, 318-326 (2011).
399. Guan, J. et al. Bone morphogenetic protein-7 (BMP-7) mediates ischemic preconditioning-induced ischemic tolerance via attenuating apoptosis in rat brain. Biochem. Biophys. Res. Commun. 441, 560-566 (2013).
400. Chen, C., Yang, Y. & Yao, Y. HBO promotes the differentiation of neural stem cells via interactions between the Wnt3/ -catenin and BMP2 signaling pathways. Cell Transpl. 28, 1686-1699 (2019).
401. Lei, Z. N., Liu, F., Zhang, L. M., Huang, Y. L. & Sun, F. Y. Bcl-2 increases strokeinduced striatal neurogenesis in adult brains by inhibiting BMP-4 function via activation of -catenin signaling. Neurochem. Int. 61, 34-42 (2012).
402. Baik, J., Borges, L., Magli, A., Thatava, T. & Perlingeiro, R. C. Effect of endoglin overexpression during embryoid body development. Exp. Hematol. 40, 837-846 (2012).
403. Zhang, L. et al. Modulation of TGF- signaling by endoglin in murine hemangioblast development and primitive hematopoiesis. Blood 118, 88-97 (2011).
404. Borges, L. et al. A critical role for endoglin in the emergence of blood during embryonic development. Blood 119, 5417-5428 (2012).
405. Baik, J. et al. Endoglin integrates BMP and Wnt signalling to induce haematopoiesis through JDP2. Nat. Commun. 7, 13101 (2016).
406. Ahmadi, A. et al. Recent advances on small molecules in osteogenic differentiation of stem cells and the underlying signaling pathways. Stem Cell Res. Ther. 13, 518 (2022).
407. Zhang, X., Shi, X., Wang, J., Xu, Z. & He, J. Enriched environment remedies cognitive dysfunctions and synaptic plasticity through NMDAR- -Activin A circuit in chronic cerebral hypoperfusion rats. Aging (Albany NY) 13, 20748-20761 (2021).
408. Liu, S. et al. Icaritin alleviates cerebral ischemia-reperfusion injury by regulating NMDA receptors through ERK signaling. Eur. J. Pharm. 941, 175492 (2023).
409. Abe, K. & Takeichi, M. NMDA-receptor activation induces calpain-mediated betacatenin cleavages for triggering gene expression. Neuron 53, 387-397 (2007).
410. Villmann, C. & Becker, C. M. On the hypes and falls in neuroprotection: targeting the NMDA receptor. Neuroscientist 13, 594-615 (2007).
411. Jolly, S. et al. G protein-coupled receptor 37-like 1 modulates astrocyte glutamate transporters and neuronal NMDA receptors and is neuroprotective in ischemia. Glia 66, 47-61 (2018).
412. Luo, Y. et al. Focal cerebral ischemia and reperfusion induce brain injury through a28-1-Bound NMDA receptors. Stroke 49, 2464-2472 (2018).
413. Kawai, T. & Akira, S. TLR signaling. Semin. Immunol. 19, 24-32 (2007).
414. Tong, Y. et al. WISP1 mediates hepatic warm ischemia reperfusion injury via TLR4 signaling in mice. Sci. Rep. 6, 20141 (2016).
415. Undi, R. B., Sarvothaman, S., Narasaiah, K., Gutti, U. & Gutti, R. K. Toll-like receptor 2 signalings: significance in megakaryocyte development through wnt signalling cross-talk and cytokine induction. Cytokine 83, 245-249 (2016).
416. Martín-Medina, A. et al. TLR/WNT: A Novel Relationship in Immunomodulation of Lung Cancer. Int. J Mol Sci. 23, 6539 (2022).
417. Christman, M. A. 2nd et al. Wnt5a is expressed in murine and human atherosclerotic lesions. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 294, H2864-H2870 (2008).
418. He, W. et al. Lipopolysaccharide enhances Wnt5a expression through toll-like receptor 4, myeloid differentiating factor 88, phosphatidylinositol 3-OH kinase/ AKT and nuclear factor kappa B pathways in human dental pulp stem cells. J. Endod. 40, 69-75 (2014).
419. El-Ela, S. R. A., Zaghloul, R. A. & Eissa, L. A. Promising cardioprotective effect of baicalin in doxorubicin-induced cardiotoxicity through targeting toll-like receptor nuclear factor- KB and Wnt/ -catenin pathways. Nutrition 102, 111732 (2022).
420. Liu, B., Li, F., Xu, Y., Wu, Q. & Shi, J. Gastrodin improves cognitive dysfunction in REM Sleep-deprived rats by regulating TLR4/NF-кB and Wnt/ -catenin signaling pathways. Brain Sci. 13, 179 (2023).
421. Tanaka, R., Terai, M., Londin, E. & Sato, T. The role of HGF/MET signaling in metastatic uveal melanoma. Cancers 13, 5457 (2021).
422. Demkova, L. & Kucerova, L. Role of the HGF/c-MET tyrosine kinase inhibitors in metastasic melanoma. Mol. Cancer 17, 26 (2018).
423. Zhang, Y. et al. Function of the c-Met receptor tyrosine kinase in carcinogenesis and associated therapeutic opportunities. Mol. Cancer 17, 45 (2018).
424. Liu, S. et al. A self-assembling peptide hydrogel-based drug co-delivery platform to improve tissue repair after ischemia-reperfusion injury. Acta Biomater. 103, 102-114 (2020).
425. Humphreys, B. D. et al. Intrinsic epithelial cells repair the kidney after injury. Cell Stem Cell 2, 284-291 (2008).
426. Koraishy, F. M., Silva, C., Mason, S., Wu, D. & Cantley, L. G. Hepatocyte growth factor (Hgf) stimulates low density lipoprotein receptor-related protein (Lrp) 5/6 phosphorylation and promotes canonical Wnt signaling. J. Biol. Chem. 289, 14341-14350 (2014).
427. Maarouf, O. H. et al. Paracrine Wnt1 drives interstitial fibrosis without inflammation by tubulointerstitial cross-talk. J. Am. Soc. Nephrol. 27, 781-790 (2016).
428. Zhou, D. et al. Fibroblast-specific -catenin signaling dictates the outcome of AKI. J. Am. Soc. Nephrol. 29, 1257-1271 (2018).
429. Doeppner, T. R. et al. Acute hepatocyte growth factor treatment induces longterm neuroprotection and stroke recovery via mechanisms involving neural precursor cell proliferation and differentiation. J. Cereb. Blood Flow. Metab. 31, 1251-1262 (2011).
430. Shang, J. et al. Antiapoptotic and anti autophagic effects of glial cell line-derived neurotrophic factor and hepatocyte growth factor after transient middle cerebral artery occlusion in rats. J. Neurosci. Res. 88, 2197-2206 (2010).
431. Nakaguchi, K. et al. Growth factors released from gelatin hydrogel microspheres increase new neurons in the adult mouse brain. Stem Cells Int. 2012, 915160 (2012).
432. Chaparro, R. E. et al. Sustained functional improvement by hepatocyte growth factor-like small molecule BB3 after focal cerebral ischemia in rats and mice. J. Cereb. Blood Flow. Metab. 35, 1044-1053 (2015).
433. Matsunaga, S., Fujishiro, H. & Takechi, H. Efficacy and Safety of Glycogen Synthase Kinase 3 Inhibitors for Alzheimer’s Disease: A Systematic Review and Meta-Analysis. J. Alzheimers Dis. 69, 1031-1039 (2019).
434. del Ser, T. et al. Treatment of Alzheimer’s disease with the GSK-3 inhibitor tideglusib: a pilot study. J. Alzheimers Dis. 33, 205-215 (2013).
435. O’Leary, O. & Nolan, Y. Glycogen synthase kinase-3 as a therapeutic target for cognitive dysfunction in neuropsychiatric disorders. CNS Drugs 29, 1-15 (2015).
436. Singh, A. P. et al. Inhibition of GSK-3 to induce cardiomyocyte proliferation: a recipe for in situ cardiac regeneration. Cardiovasc. Res. 115, 20-30 (2019).
437. Fu, W. B., Wang, W. E. & Zeng, C. Y. Wnt signaling pathways in myocardial infarction and the therapeutic effects of Wnt pathway inhibitors. Acta Pharm. Sin. 40, 9-12 (2019).
438. Saraswati, S. et al. Pyrvinium, a potent small molecule Wnt inhibitor, promotes wound repair and post-MI cardiac remodeling. PLoS One 5, e15521 (2010).
439. Laeremans, H. et al. Blocking of frizzled signaling with a homologous peptide fragment of wnt3a/wnt5a reduces infarct expansion and prevents the development of heart failure after myocardial infarction. Circulation 124, 1626-1635 (2011).
440. Sasaki, T., Hwang, H., Nguyen, C., Kloner, R. A. & Kahn, M. The small molecule Wnt signaling modulator ICG-001 improves contractile function in chronically infarcted rat myocardium. PLoS One 8, e75010 (2013).
441. Jiang, J. et al. A novel porcupine inhibitor blocks WNT pathways and attenuates cardiac hypertrophy. Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. 1864, 3459-3467 (2018).
442. Xie, S. et al. Discovering small molecules as Wnt inhibitors that promote heart regeneration and injury repair. J. Mol. Cell Biol. 12, 42-54 (2020).
443. Ni, T. T. et al. Discovering small molecules that promote cardiomyocyte generation by modulating Wnt signaling. Chem. Biol. 18, 1658-1668 (2011).
444. Kumar, K., Singh, N., Jaggi, A. S. & Maslov, L. Clinical applicability of conditioning techniques in ischemia-reperfusion injury: a review of the literature. Curr. Cardiol. Rev. 17, 306-318 (2021).
445. Liu, G. S. et al. Protection against infarction afforded by preconditioning is mediated by A1 adenosine receptors in rabbit heart. Circulation 84, 350-356 (1991).
446. Goto, M. et al. Role of bradykinin in protection of ischemic preconditioning in rabbit hearts. Circ. Res. 77, 611-621 (1995).
447. Cohen, M. V. et al. Preconditioning-mimetics bradykinin and DADLE activate PI3kinase through divergent pathways. J. Mol. Cell Cardiol. 42, 842-851 (2007).
448. Schultz, J. E., Rose, E., Yao, Z. & Gross, G. J. Evidence for involvement of opioid receptors in ischemic preconditioning in rat hearts. Am. J. Physiol. 268, H2157-H2161 (1995).
449. Banerjee, A. et al. Preconditioning against myocardial dysfunction after ischemia and reperfusion by an alpha 1-adrenergic mechanism. Circ. Res. 73, 656-670 (1993).
450. Yao, Z. & Gross, G. J. Role of nitric oxide, muscarinic receptors, and the ATPsensitive channel in mediating the effects of acetylcholine to mimic preconditioning in dogs. Circ. Res. 73, 1193-1201 (1993).
451. Kim, J. et al. Adenosine and Cordycepin Accelerate Tissue Remodeling Process through Adenosine Receptor Mediated Wnt/ -Catenin Pathway Stimulation by Regulating GSK3b Activity. Int J Mol Sci. 22 (2021).
452. Kim, J., Shin, J. Y., Choi, Y. H., Kang, N. G. & Lee, S. Anti-Hair Loss Effect of Adenosine Is Exerted by cAMP Mediated Wnt/ -catenin Pathway Stimulation via Modulation of Gsk3 Activity in Cultured Human Dermal Papilla Cells. Molecules 27, 2184 (2022).
453. Borhani, S., Corciulo, C., Larranaga-Vera, A. & Cronstein, B. N. Adenosine A(2A) receptor (A2AR) activation triggers Akt signaling and enhances nuclear localization of -catenin in osteoblasts. FASEB J. 33, 7555-7562 (2019).
454. Yan, L., Yao, X., Bachvarov, D., Saifudeen, Z. & El-Dahr, S. S. Genome-wide analysis of gestational gene-environment interactions in the developing kidney. Physiol. Genom. 46, 655-670 (2014).
455. Liu, Y. et al. Wnt/ -catenin signaling plays an essential role in nicotinic receptor-mediated neuroprotection of dopaminergic neurons in a mouse Parkinson’s disease model. Biochem. Pharm. 140, 115-123 (2017).
456. Li, Y. et al. Propoxyphene mediates oxyhemoglobin-induced injury in rat cortical neurons through up-regulation of active- -catenin. Front. Pharm. 10, 1616 (2019).
457. Wang, J. et al. Pentazocine Protects SN4741 Cells Against MPP(+)-Induced Cell Damage via Up-Regulation of the Canonical Wnt/ -Catenin Signaling Pathway. Front. Aging Neurosci. 9, 196 (2017).
458. Guan, M., Huang, Y. & Lin, X. Sufentanil inhibits the proliferation and epithelial mesenchymal transition of lung cancer cells through Wnt/beta-catenin signaling pathway. Bioengineered 13, 10857-10865 (2022).
459. Mocanu, M. M., Bell, R. M. & Yellon, D. M. PI3 kinase and not p42/p44 appears to be implicated in the protection conferred by ischemic preconditioning. J. Mol. Cell Cardiol. 34, 661-668 (2002).
460. Jonassen, A. K., Mjøs, O. D. & Sack, M. N. p70s6 kinase is a functional target of insulin activated Akt cell-survival signaling. Biochem. Biophys. Res. Commun. 315, 160-165 (2004).
461. Tong, H., Chen, W., Steenbergen, C. & Murphy, E. Ischemic preconditioning activates phosphatidylinositol-3-kinase upstream of protein kinase C. Circ. Res. 87, 309-315 (2000).
462. Juhaszova, M. et al. Glycogen synthase kinase-3beta mediates convergence of protection signaling to inhibit the mitochondrial permeability transition pore. J. Clin. Investig. 113, 1535-1549 (2004).
463. Barandon, L. et al. Involvement of FrzA/sFRP-1 and the Wnt/frizzled pathway in ischemic preconditioning. Circ. Res. 96, 1299-1306 (2005).
464. Vigneron, F. et al. GSK-3 at the crossroads in the signalling of heart preconditioning: implication of mTOR and Wnt pathways. Cardiovasc. Res. 90, 49-56 (2011).
465. Correa-Costa, M. et al. Transcriptome analysis of renal ischemia/reperfusion injury and its modulation by ischemic pre-conditioning or hemin treatment. PLoS One 7, e49569 (2012).
Ischemia-reperfusion injury: molecular mechanisms and therapeutic targets Zhang et al. 38
466. Przyklenk, K., Bauer, B., Ovize, M., Kloner, R. A. & Whittaker, P. Regional ischemic ‘preconditioning’ protects remote virgin myocardium from subsequent sustained coronary occlusion. Circulation 87, 893-899 (1993).
467. Kambakamba, P. et al. Novel benefits of remote ischemic preconditioning through VEGF-dependent protection from resection-induced liver failure in the mouse. Ann. Surg. 268, 885-893 (2018).
468. Sawashita, Y. et al. Remote ischemic preconditioning reduces myocardial ischemia-reperfusion injury through unacylated ghrelin-induced activation of the JAK/STAT pathway. Basic Res. Cardiol. 115, 50 (2020).
469. Sörensson, P. et al. Effect of postconditioning on infarct size in patients with ST elevation myocardial infarction. Heart 96, 1710-1715 (2010).
470. Woo, J. S. et al. Cardioprotective effects of exenatide in patients with ST-segment-elevation myocardial infarction undergoing primary percutaneous coronary intervention: results of exenatide myocardial protection in revascularization study. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 33, 2252-2260 (2013).
471. Koyama, T. et al. Impact of postconditioning with lactate-enriched blood on inhospital outcomes of patients with ST-segment elevation myocardial infarction. Int. J. Cardiol. 220, 146-148 (2016).
472. Zhu, M. et al. Ischemic postconditioning protects remodeled myocardium via the PI3K-PKB/Akt reperfusion injury salvage kinase pathway. Cardiovasc. Res. 72, 152-162 (2006).
473. Wagner, C., Tillack, D., Simonis, G., Strasser, R. H. & Weinbrenner, C. Ischemic post-conditioning reduces infarct size of the in vivo rat heart: role of PI3-K, mTOR, GSK-3beta, and apoptosis. Mol. Cell. Biochem. 339, 135-147 (2010).
474. Guo, J. Y. et al. Ischemic postconditioning attenuates liver warm ischemiareperfusion injury through Akt-eNOS-NO-HIF pathway. J. Biomed. Sci. 18, 79 (2011).
475. Darling, C. E. et al. Postconditioning via stuttering reperfusion limits myocardial infarct size in rabbit hearts: role of ERK1/2. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 289, H1618-H1626 (2005).
476. Tsang, A., Hausenloy, D. J., Mocanu, M. M. & Yellon, D. M. Postconditioning: a form of “modified reperfusion” protects the myocardium by activating the phosphatidylinositol 3-kinase-Akt pathway. Circ. Res. 95, 230-232 (2004).
477. Hausenloy, D. J., Tsang, A. & Yellon, D. M. The reperfusion injury salvage kinase pathway: a common target for both ischemic preconditioning and postconditioning. Trends Cardiovasc. Med. 15, 69-75 (2005).
478. Díaz-Ruíz, J. L. et al. Redox signaling in ischemic postconditioning protection involves PKCɛ and Erk1/2 pathways and converges indirectly in Nrf2 activation. Cell Signal 64, 109417 (2019).
479. He, N. et al. Remote ischemic perconditioning prevents liver transplantationinduced ischemia/reperfusion injury in rats: role of ROS/RNS and eNOS. World J. Gastroenterol. 23, 830-841 (2017).
480. Qiu, Y. et al. Hyperglycemia-Induced Overexpression of PH Domain Leucine-Rich Repeat Protein Phosphatase 1 (PHLPP1) Compromises the Cardioprotective Effect of Ischemic Postconditioning Via Modulation of the Akt/Mst1 Pathway Signaling. Cardiovasc. Drugs Ther. https://doi.org/10.1007/s10557-022-07349-5 (2022).
481. Chen, H., Shen, J. & Zhao, H. Ischemic postconditioning for stroke treatment: current experimental advances and future directions. Cond. Med. 3, 104-115 (2020).
482. Xue, R. et al. Selective inhibition of PTEN preserves ischaemic post-conditioning cardioprotection in STZ-induced Type 1 diabetic rats: role of the PI3K/Akt and JAK2/STAT3 pathways. Clin. Sci. 130, 377-392 (2016).
483. Kerendi, F. et al. Remote postconditioning. Brief renal ischemia and reperfusion applied before coronary artery reperfusion reduces myocardial infarct size via endogenous activation of adenosine receptors. Basic Res. Cardiol. 100, 404-412 (2005).
484. Sun, J. et al. Protective effect of delayed remote limb ischemic postconditioning: role of mitochondrial K(ATP) channels in a rat model of focal cerebral ischemic reperfusion injury. J. Cereb. Blood Flow. Metab. 32, 851-859 (2012).
485. Hu, X., Lv, T., Yang, S. F., Zhang, X. H. & Miao, Y. F. Limb remote ischemic post-conditioning reduces injury and improves long-term behavioral recovery in rats following subarachnoid hemorrhage: possible involvement of the autophagic process. Mol. Med. Rep. 17, 21-30 (2018).
486. Peng, B. et al. Remote ischemic postconditioning protects the brain from global cerebral ischemia/reperfusion injury by up-regulating endothelial nitric oxide synthase through the PI3K/Akt pathway. Brain Res. 1445, 92-102 (2012).
487. Qi, Z. F. et al. AKT/GSK3 -dependent autophagy contributes to the neuroprotection of limb remote ischemic postconditioning in the transient cerebral ischemic rat model. CNS Neurosci. Ther. 18, 965-973 (2012).
488. Gao, S. et al. Remote ischemic postconditioning protects against renal ischemia/ reperfusion injury by activation of T-LAK-cell-originated protein kinase (TOPK)/ PTEN/Akt signaling pathway mediated anti-oxidation and anti-inflammation. Int. Immunopharmacol. 38, 395-401 (2016).
489. Danielisová, V., Némethová, M., Gottlieb, M. & Burda, J. The changes in endogenous antioxidant enzyme activity after postconditioning. Cell. Mol. Neurobiol. 26, 1181-1191 (2006).
490. Wang, Q. et al. Limb remote postconditioning alleviates cerebral reperfusion injury through reactive oxygen species-mediated inhibition of delta protein kinase C in rats. Anesth. Analg. 113, 1180-1187 (2011).
491. Niu, D. G. et al. Morphine promotes cancer stem cell properties, contributing to chemoresistance in breast cancer. Oncotarget 6, 3963-3976 (2015).
492. Wang, K. P., Bai, Y., Wang, J. & Zhang, J. Z. Morphine protects SH-SY5Y human neuroblastoma cells against Dickkopf1-induced apoptosis. Mol. Med. Rep. 11, 1174-1180 (2015).
493. Zhou, Z., Liu, T. & Zhang, J. Morphine activates blast-phase chronic myeloid leukemia cells and alleviates the effects of tyrosine kinase inhibitors. Biochem. Biophys. Res. Commun. 520, 560-565 (2019).
494. Xue, J. J. et al. Protective effect of propofol on hydrogen peroxide-induced human esophageal carcinoma via blocking the Wnt/ -catenin signaling pathway. Iran. J. Basic Med. Sci. 21, 1297-1304 (2018).
495. Zhan, K., Song, X., Zhang, Q., Yang, J. & Lu, S. Propofol-Induced miR-493-3p Inhibits Growth and Invasion of Gastric Cancer through Suppression of DKK1Mediated Wnt/ -Catenin Signaling Activation. Dis. Mark. 2023, 7698706 (2023).
496. Gong, T. et al. Propofol-induced miR-219-5p inhibits growth and invasion of hepatocellular carcinoma through suppression of GPC3-mediated Wnt/ -catenin signalling activation. J. Cell Biochem. 120, 16934-16945 (2019).
497. Zhang, Y. F., Li, C. S., Zhou, Y. & Lu, X. H. Effects of propofol on colon cancer metastasis through STAT3/HOTAIR axis by activating WIF-1 and suppressing Wnt pathway. Cancer Med. 9, 1842-1854 (2020).
498. Lin, X. H. et al. Norepinephrine-stimulated HSCs secrete sFRP1 to promote HCC progression following chronic stress via augmentation of a Wnt16B/ -catenin positive feedback loop. J. Exp. Clin. Cancer Res. 39, 64 (2020).
499. Zhao, X. et al. Aldehyde dehydrogenase-2 protects against myocardial infarction-related cardiac fibrosis through modulation of the Wnt/ -catenin signaling pathway. Ther. Clin. Risk Manag. 11, 1371-1381 (2015).
500. Qian, L. et al. Downregulation of S100A4 alleviates cardiac fibrosis via Wnt/ -catenin pathway in mice. Cell. Physiol. Biochem. 46, 2551-2560 (2018).
501. Cui, S. et al. miR-145 attenuates cardiac fibrosis through the AKT/GSK-3 / -catenin signaling pathway by directly targeting SOX9 in fibroblasts. J. Cell. Biochem. 122, 209-221 (2021).
502. Guo, X. et al. Induced pluripotent stem cell-conditional medium inhibits H9C2 cardiomyocytes apoptosis via autophagy flux and Wnt/ -catenin pathway. J. Cell. Mol. Med. 23, 4358-4374 (2019).
503. Liu, C. & Li, Y. Propofol relieves inflammation in MIRI rats by inhibiting Rho/Rock signaling pathway. Eur. Rev. Med. Pharm. Sci. 25, 976-984 (2021).
504. Chen, F. et al. Activation of EphA4 induced by EphrinA1 exacerbates disruption of the blood-brain barrier following cerebral ischemia-reperfusion via the Rho/ ROCK signaling pathway. Exp. Ther. Med. 16, 2651-2658 (2018).
505. Zhou, D., Zhang, M., Min, L., Jiang, K. & Jiang, Y. Cerebral ischemia-reperfusion is modulated by macrophage-stimulating 1 through the MAPK-ERK signaling pathway. J. Cell Physiol. 235, 7067-7080 (2020).
506. Zhang, F., Cao, X., Zhao, C., Chen, L. & Chen, X. Empagliflozin activates JAK2/ STAT3 signaling and protects cardiomyocytes from hypoxia/reoxygenation injury under high glucose conditions. J. Thromb. Thrombolysis 55, 116-125 (2023).
507. Li, Z. et al. Theaflavin ameliorates renal ischemia/reperfusion injury by activating the Nrf2 signaling pathway in vivo and in vitro. Biomed. Pharmacother. 134, 111097 (2021).
508. Wu, J. W., Hu, H., Hua, J. S. & Ma, L. K. ATPase inhibitory factor 1 protects the heart from acute myocardial ischemia/reperfusion injury through activating AMPK signaling pathway. Int J. Biol. Sci. 18, 731-741 (2022).
509. Zhao, N., Gao, Y., Jia, H. & Jiang, X. Anti-apoptosis effect of traditional Chinese medicine in the treatment of cerebral ischemia-reperfusion injury. Apoptosis. 28, 702-729 (2023).
510. Dong, L. et al. Research Progress of Chinese Medicine in the Treatment of Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury. Am. J. Chin. Med. 51, 1-17 (2023).
511. Yin, B., Hou, X. W. & Lu, M. L. Astragaloside IV attenuates myocardial ischemia/ reperfusion injury in rats via inhibition of calcium-sensing receptor-mediated apoptotic signaling pathways. Acta Pharm. Sin. 40, 599-607 (2019).
512. Jiang, M. et al. Astragaloside IV Attenuates Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury from Oxidative Stress by Regulating Succinate, Lysophospholipid Metabolism, and ROS Scavenging System. Oxid. Med. Cell. Longev. 2019, 9137654 (2019).
513. Song, M., Huang, L., Zhao, G. & Song, Y. Beneficial effects of a polysaccharide from Salvia miltiorrhiza on myocardial ischemia-reperfusion injury in rats. Carbohydr. Polym. 98, 1631-1636 (2013).
514. Zeng, H. et al. Activated PKB/GSK- synergizes with PKC- signaling in attenuating myocardial ischemia/reperfusion injury via potentiation of NRF2
activity: Therapeutic efficacy of dihydrotanshinone-I. Acta Pharm. Sin. B 11, 71-88 (2021).
515. Huang, C. Y. et al. Protective effect of Danggui (Radix Angelicae Sinensis) on angiotensin II-induced apoptosis in H9c2 cardiomyoblast cells. BMC Complement Alter. Med. 14, 358 (2014).
516. Zhang, S. et al. Extraction, chemical analysis of Angelica sinensis polysaccharides and antioxidant activity of the polysaccharides in ischemia-reperfusion rats. Int. J. Biol. Macromol. 47, 546-550 (2010).
517. Wang, K., Lou, Y., Xu, H., Zhong, X. & Huang, Z. Harpagide from Scrophularia protects rat cortical neurons from oxygen-glucose deprivation and reoxygenation-induced injury by decreasing endoplasmic reticulum stress. J. Ethnopharmacol. 253, 112614 (2020).
518. Mo, Z. T., Liao, Y. L., Zheng, J. & Li, W. N. Icariin protects neurons from endoplasmic reticulum stress-induced apoptosis after OGD/R injury via suppressing IRE1a-XBP1 signaling pathway. Life Sci. 255, 117847 (2020).
519. Pang, Y., Zhu, S. & Pei, H. Pachymic acid protects against cerebral ischemia/ reperfusion injury by the PI3K/Akt signaling pathway. Metab. Brain Dis. 35, 673-680 (2020).
520. Tong, C. et al. Intravenous administration of lycopene, a tomato extract, protects against myocardial ischemia-reperfusion injury. Nutrients 8, 138 (2016).
521. Wu, S. et al. Effects of lycopene attenuating injuries in ischemia and reperfusion. Oxid. Med. Cell. Longev. 2022, 9309327 (2022).
522. Liu, Y., Qu, X., Yan, M., Li, D. & Zou, R. Tricin attenuates cerebral ischemia/ reperfusion injury through inhibiting nerve cell autophagy, apoptosis and inflammation by regulating the PI3K/Akt pathway. Hum. Exp. Toxicol. 41, 9603271221125928 (2022).
523. Wang, G., Guo, H. & Wang, X. Platycodin D protects cortical neurons against oxygen-glucose deprivation/reperfusion in neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. J. Cell. Biochem 120, 14028-14034 (2019).
524. Yang, S. et al. Baicalein administered in the subacute phase ameliorates ischemia-reperfusion-induced brain injury by reducing neuroinflammation and neuronal damage. Biomed. Pharmacother. 117, 109102 (2019).
525. Wang, Z. et al. Lupeol alleviates cerebral ischemia-reperfusion injury in correlation with modulation of PI3K/Akt pathway. Neuropsychiatr. Dis. Treat. 16, 1381-1390 (2020).
526. Wang, P. C. et al. Combination of paeoniflorin and calycosin-7-glucoside alleviates ischaemic stroke injury via the PI3K/AKT signaling pathway. Pharm. Biol. 60, 1469-1477 (2022).
527. Jian, J., Xuan, F., Qin, F. & Huang, R. Bauhinia championii flavone inhibits apoptosis and autophagy via the PI3K/Akt pathway in myocardial ischemia/ reperfusion injury in rats. Drug Des. Dev. Ther. 9, 5933-5945 (2015).
528. Zhang, H. & Li, H. Tricin enhances osteoblastogenesis through the regulation of Wnt/ -catenin signaling in human mesenchymal stem cells. Mech. Dev. 152, 38-43 (2018).
529. Lee, H., Bae, S., Kim, Y. S. & Yoon, Y. WNT/ß-catenin pathway mediates the antiadipogenic effect of platycodin D , a natural compound found in Platycodon grandiflorum. Life Sci. 89, 388-394 (2011).
530. Xia, X. et al. Baicalein blocked cervical carcinoma cell proliferation by targeting CCND1 via Wnt/ -catenin signaling pathway. Artif. Cells Nanomed. Biotechnol. 47, 2729-2736 (2019).
531. Tarapore, R. S., Siddiqui, I. A., Adhami, V. M., Spiegelman, V. S. & Mukhtar, H. The dietary terpene lupeol targets colorectal cancer cells with constitutively active Wnt/ -catenin signaling. Mol. Nutr. Food Res. 57, 1950-1958 (2013).
532. Wang, Y. et al. Construing the biochemical and molecular mechanism underlying the in vivo and in vitro chemotherapeutic efficacy of ruthenium-baicalein complex in colon cancer. Int. J. Biol. Sci. 15, 1052-1071 (2019).
533. Tarapore, R. S. et al. Specific targeting of Wnt/ -catenin signaling in human melanoma cells by a dietary triterpene lupeol. Carcinogenesis 31, 1844-1853 (2010).
534. Zhang, L., Tu, Y., He, W., Peng, Y. & Qiu, Z. A novel mechanism of hepatocellular carcinoma cell apoptosis induced by lupeol via Brain-derived neurotrophic factor inhibition and glycogen synthase kinase 3 beta reactivation. Eur. J. Pharm. 762, 55-62 (2015).
535. Wu, X. T. et al. The enhanced effect of lupeol on the destruction of gastric cancer cells by NK cells. Int. Immunopharmacol. 16, 332-340 (2013).
536. Zhou, Y. et al. Paeoniflorin Affects Hepatocellular Carcinoma Progression by Inhibiting Wnt/ -Catenin Pathway through Downregulation of 5-HT1D. Curr. Pharm. Biotechnol. 22, 1246-1253 (2021).
537. Li, H. et al. Bauhinia championi (Benth.) Benth. polysaccharides upregulate Wnt/ -catenin signaling in chondrocytes. Int. J. Mol. Med. 32, 1329-1336 (2013).
538. Zhang, C. et al. Asiaticoside alleviates cerebral ischemia-reperfusion injury via NOD2/Mitogen-Activated Protein Kinase (MAPK)/Nuclear Factor kappa B (NF-кB) Signaling Pathway. Med. Sci. Monit. 26, e920325 (2020).
539. Ye, B. et al. Emodin alleviates myocardial ischemia/reperfusion injury by inhibiting gasdermin D-mediated pyroptosis in cardiomyocytes. Drug Des. Dev. Ther. 13, 975-990 (2019).
540. Pan, J. et al. Ginkgetin attenuates cerebral ischemia-reperfusion induced autophagy and cell death via modulation of the NF-кB/p53 signaling pathway. Biosci. Rep. 39, BSR20191452 (2019).
541. Cao, W., Feng, S. J. & Kan, M. C. Naringin Targets NFKB1 to Alleviate OxygenGlucose Deprivation/Reoxygenation-Induced Injury in PC12 Cells Via Modulating HIF-1a/AKT/mTOR-Signaling Pathway. J. Mol. Neurosci. 71, 101-111 (2021).
542. An, B. et al. Crocin regulates the proliferation and migration of neural stem cells after cerebral ischemia by activating the Notch1 pathway. Folia Neuropathol. 58, 201-212 (2020).
543. Dibben, G. et al. Exercise-based cardiac rehabilitation for coronary heart disease. Cochrane Database Syst. Rev. 11, Cd001800 (2021).
544. Wang, H. et al. Programmed exercise attenuates familial hypertrophic cardiomyopathy in transgenic E22K mice via inhibition of PKC-a/NFAT pathway. Front. Cardiovasc. Med. 9, 808163 (2022).
545. Cheedipudi, S. M. et al. Exercise restores dysregulated gene expression in a mouse model of arrhythmogenic cardiomyopathy. Cardiovasc. Res. 116, 1199-1213 (2020).
Open Access This article is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License, which permits use, sharing, adaptation, distribution and reproduction in any medium or format, as long as you give appropriate credit to the original author(s) and the source, provide a link to the Creative Commons license, and indicate if changes were made. The images or other third party material in this article are included in the article’s Creative Commons license, unless indicated otherwise in a credit line to the material. If material is not included in the article’s Creative Commons license and your intended use is not permitted by statutory regulation or exceeds the permitted use, you will need to obtain permission directly from the copyright holder. To view a copy of this license, visit http:// creativecommons.org/licenses/by/4.0/.
© The Author(s) 2023

  1. The Collaborative Innovation Center, Jining Medical University, Jining, Shandong 272067, China; Clinical Medical College, Jining Medical University, Jining, Shandong 272067, China; Second Clinical Medical College, Jining Medical University, Jining, Shandong 272067, China; Shanghai Institute of Cardiovascular Diseases, Zhongshan Hospital and Institutes of Biomedical Sciences, Fudan University, Shanghai, China; Institute of Zoology, Chinese Academy of Sciences, Beijing, China and Department of Physiology, Basic medical school, Xuzhou Medical University, Xuzhou 221004, China
    Correspondence: Shijun Wang (shijun_w@126.com) or Rubin Tan (tanrubin11@126.com) or Jinxiang Yuan (yuanjinxiang18@163.com)
    These authors contributed equally: Meng Zhang, Qian Liu, Hui Meng

Journal: Signal Transduction and Targeted Therapy, Volume: 9, Issue: 1
DOI: https://doi.org/10.1038/s41392-023-01688-x
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38185705
Publication Date: 2024-01-08

Ischemia-reperfusion injury: molecular mechanisms and therapeutic targets

Meng Zhang , Qian Liu , Hui Meng , Hongxia Duan , Xin Liu , Jian Wu , Fei Gao , Shijun Wang , Rubin Tan and Jinxiang Yuan

Abstract

Ischemia-reperfusion (I/R) injury paradoxically occurs during reperfusion following ischemia, exacerbating the initial tissue damage. The limited understanding of the intricate mechanisms underlying I/R injury hinders the development of effective therapeutic interventions. The Wnt signaling pathway exhibits extensive crosstalk with various other pathways, forming a network system of signaling pathways involved in I/R injury. This review article elucidates the underlying mechanisms involved in Wnt signaling, as well as the complex interplay between Wnt and other pathways, including Notch, phosphatidylinositol 3-kinase/protein kinase B, transforming growth factor- , nuclear factor kappa, bone morphogenetic protein, N-methyl-D-aspartic acid receptor-Ca -Activin A, Hippo-Yes-associated protein, toll-like receptor 4/toll-interleukine-1 receptor domain-containing adapter-inducing interferon- , and hepatocyte growth factor/mesenchymal-epithelial transition factor. In particular, we delve into their respective contributions to key pathological processes, including apoptosis, the inflammatory response, oxidative stress, extracellular matrix remodeling, angiogenesis, cell hypertrophy, fibrosis, ferroptosis, neurogenesis, and blood-brain barrier damage during I/R injury. Our comprehensive analysis of the mechanisms involved in Wnt signaling during I/R reveals that activation of the canonical Wnt pathway promotes organ recovery, while activation of the non-canonical Wnt pathways exacerbates injury. Moreover, we explore novel therapeutic approaches based on these mechanistic findings, incorporating evidence from animal experiments, current standards, and clinical trials. The objective of this review is to provide deeper insights into the roles of Wnt and its crosstalk signaling pathways in I/R-mediated processes and organ dysfunction, to facilitate the development of innovative therapeutic agents for I/R injury.

Signal Transduction and Targeted Therapy (2024)9:12 ; https://doi.org/10.1038/s41392-023-01688-x

INTRODUCTION

Ischemia of organs can have severe consequences such as myocardial infarction (MI) and cerebral infarction, leading to irreversible tissue damage. Tissue reperfusion is employed to prevent further ischemia; however, in some cases, it may worsen the injury through a process known as ischemia-reperfusion (I/R) injury, which can occur in many organs and result in additional disorders, disability, and even death. Multiple pathological processes are involved in I/R injuries, such as cell damage (apoptosis, necrosis, and ferroptosis), oxidative stress, inflammatory response, blood-brain barrier (BBB) breakdown, extracellular matrix (ECM) remodeling, angiogenesis, cardiomyocyte hypertrophy, and fibrosis. Extensive research has been dedicated to unraveling the mechanisms and therapeutic strategies associated with signaling pathways implicated in I/R injury. Several key pathways including Notch, phosphatidylinositol 3 -kinase/protein kinase B (PI3K/Akt), transforming growth factor- (TGF- ), nuclear factor kappa (NF-кB), bone morphogenetic protein (BMP), N-methyl-D-aspartic acid receptor (NMDAR)-Ca -Activin A, hippo-yes-associated protein (YAP), toll-like receptor 4/toll-interleukine-1
receptor domain-containing adapter-inducing interferon- (TLR4/ TRIF) and hepatocyte growth factor/mesenchymal-epithelial transition factor (HGF/c-Met), and Wnt, have emerged as crucial players in this context. Fig. 1a depicts the research milestones in the exploration of signaling pathways during I/R injury. Among these pathways, the Wnt signaling pathway, which has attracted attention, consists of multiple branches, with the canonical Wnt/ -catenin, non-canonical Wnt/PCP and Wnt/ pathways being particular important for I/R injury. Evidence suggests that different branches of the Wnt pathway play distinct roles in various pathological processes. The Wnt pathway interacts with various key signaling pathways, creating an extensive network that collectively regulates I/R injury as shown in Fig. 1b. During and through I/R injury, the Wnt pathway interacts with NF-кB or HIF-1 a signaling, thereby regulating inflammation and oxidative stress responses. Additionally, the crosstalk between the Wnt pathway and other signaling pathways, including Notch, PI3K/Akt, TGF- , and NF-кВ, is implicated in the regulation of apoptosis. Moreover, the Wnt/BMP signaling crosstalk is involved in regulating neurogenesis, while direct interaction between
Fig. 1 The intricate signaling network in I/R injury pathogenesis. a Timeline diagram of key milestones in I/R Injury research: revealing crucial discoveries and emphasizing complex signaling pathways. The complexity of signaling pathways in I/R injury Pathology. Involvement of Wnt signaling and crosstalk with diverse signaling pathways in the pathological process of I/R injury: impact on cellular injury, inflammation, oxidation, fibrosis, neurogenesis, synaptic plasticity, and BBB permeability across organs I/R events. I/R ischemia-reperfusion, NF- nuclear factor- , IPC ischemic preconditioning, TGF- transforming growth factor- , RIPC remote ischemic preconditioning, NMDAR N-Methyl-DAspartate Receptor, ActA Activin A, IPOSTC ischemic postconditioning, BMP bone morphogenetic protein, HIF- hypoxia-inducible factor- , PI3K/Akt phosphoinositide-3 kinase/protein kinase B, HGF/c-Met hepatocyte growth factor receptor/mesenchymal-epithelial transition factor, RIPOSTC remote ischemic postconditioning, YAP Yes-associated protein, TLR4/TRIF toll-like receptor 4/toll-interleukine-1 receptor domaincontaining adapter-inducing interferon- , BBB blood-brain barrier
NMDAR- -ActA and Wnt signaling modulates synaptic plasticity. Furthermore, the Wnt pathway crosstalk with Hippo-YAP, TGF- , HGF/c-Met, NF-кB, and other signaling pathways regulate fibrosis in organs like the heart, kidney, and liver following I/R injury, which can potentially lead to adverse outcomes. The current treatment strategies include pre-ischemic preconditioning, post-ischemic preconditioning, and medicine preconditioning (Fig. 1a). However, the intricate complexity of I/R injury, along with
the interconnections among various signaling pathways, remains significantly challenging. Therefore, there remains a lack of consensus in current research, which limits the advancement of treatment strategies. This article provides a comprehensive overview of the intricate interplay between Wnt signaling and other signaling pathways in the complex signaling network involved in I/R injury (Fig. 1b). The evidence encompasses studies conducted on patients, as well as findings from various animal and
Fig. 2 Wnt signaling pathway and targeted therapy for apoptosis, inflammation, and oxidative stress during myocardial I/R injury. a Wnt signaling pathway-mediated apoptosis during myocardial I/R injury. During myocardial I/R injury, the inhibition of Wnt/ -catenin signaling promotes cardiomyocytes apoptosis. However, the roles of non-canonical Wnt/PCP and Wnt/Ca signaling pathways in myocardial I/R injury are the opposite. The activation of these two Wnt signaling pathways may exacerbate cardiomyocyte apoptosis through the activation of the JNK pathway or the induction of calcium overload. b Wnt signaling-mediated inflammation during myocardial I/R injury. Cardiomyocyte ferroptosis occurs during the ischemia phase, and the exosomes derived from the ferroptotic cells induce M1 macrophage transformation by activating the Wnt/ -catenin pathway. During myocardial ischemic phase, the activation of Wnt/ -catenin signaling promotes the polarization of macrophages towards the M1 phenotype while suppressing the M2 phenotype, ultimately exacerbating the inflammatory response. Upregulation of Wnt ligands and DKK family members in macrophages stimulates inflammation by activating the Wnt/ -catenin signaling pathway. During the process I/R injury, there is an upregulation of RAGE expression in the infarct border zone of rat cardiomyocytes, accompanied by downregulation of Wnt1 and Dvl3 expression. By inhibiting the Wnt/ -catenin signaling pathway, this leads to the promotion of inflammatory response, exacerbating cardiomyocyte apoptosis. Additionally, activation of the Wnt/PCP pathway in macrophages during the ischemic phase increases the expression of inflammatory cytokines, which aggravates cardiac inflammation. c Wnt signaling-mediated oxidative stress during myocardial I/R injury. During myocardial ischemia phase, the downregulation of Wnt protein inhibits Wnt/ -catenin signaling transduction, resulting in increased transcription of intracellular CysC. The elevated expression of CysC exacerbates intracellular oxidative stress and promotes the generation of ROS leading to cardiomyocyte apoptosis. Note: The pink background represents the ischemic phase, while the cream background represents the reperfusion phase. ADMSCs-ex exosomes isolated from adipose-derived mesenchymal stem cells, sFRP-5 secretory frizzled-related protein 5, LRP low-density lipoprotein receptor-related protein, ROR recombinant receptor tyrosine kinase like orphan receptor, RYK receptor tyrosine kinase, CaMKII calmodulin-dependent protein kinase II, ROS reactive oxygen species, NOS nitric oxide synthase, RyR ryanodine receptors, TNF- tumor necrosis factor- , MCP-1 monocyte chemoattractant protein-1, APTBP a peptide from tuna backbone protein, CysC cystatin C, mPTP mitochondrial permeability transition pore, cyt c cytochrome c, iPS-CM induced plenipotentiary stem cell-derived conditioned medium
cell models. Additionally, by elucidating the underlying mechanisms, we outline current clinical and preclinical therapeutic strategies that target the Wnt pathway and interconnected signaling pathway networks (Fig. 1a). Considering the complex nature of organ damage in I/R injury, targeting network signaling pathways is crucial for effective interventions. Future studies should focus on developing strategies that effectively modulate these interconnected signals to mitigate the detrimental effects of I/R damage.

WNT PATHWAYS AND ORGAN I/R INJURY

Wnt pathways

The Wnt signaling pathway is an essential regulator involved in various cell activities, including proliferation, differentiation, migration, and development and consists of Wnt ligand proteins, Wnt receptors, and other signal transduction accessories such as scattered (Disheveled, Dsh/Dvl) proteins. The pathway can be divided into two categories base on its dependence on -catenin, namely canonical and non-canonical pathways. Currently, 19 different Wnt ligand proteins have been identified, with some predominantly activating the canonical pathway (Wnt1, Wnt2, Wnt3, Wnt3a, Wnt8a, Wnt8b, Wnt10a, and Wnt10b) and others primarily activating the noncanonical pathway (Wnt4, Wnt5a, Wnt5b, Wnt6, Wnt7a, Wnt7b, and Wnt11). However, evidence suggests that some ligands (such as Wnt3a, Wnt5a, and Wnt9b) function in both the canonical and noncanonical Wnt pathways. Frizzled proteins serve as the primary receptors for Wnt signals, and function in conjunction with coreceptors such as low-density lipoprotein receptor-related protein 5/6 (LRP5/6) and tyrosine kinase co-receptors like recombinant receptor tyrosine kinase (RYK) like orphan receptor 1/2 (ROR1/2) and RYK. In the absence of Wnt ligands, -catenin is targeted for degradation by a “destruction complex” consisting of Axin, adenomatous polyposis coli protein, Casein kinase 1a, and glucogen synthase kinase (GSK However, in the presence of the Wnt ligands, the Wnt/ -catenin pathway is activated through binding the ligands to Frizzleds receptor and co-receptor LRP5/6. Then, -catenin accumulates in the cytoplasm and is translocated to the nucleus where it binds to the T-cell factor and lymphoid enhancer factor (TCF/LEF), initiating the transcription of Wnt downstream target genes. Conversely, the non-canonical Wnt signaling pathway operates independently of -catenin and includes the Wnt/planar cell polarity (PCP) and Wnt/Ca pathways, both of which are activated when Wnt ligands bind to Frizzleds protein and ROR1/2. In the Wnt/ PCP pathway, the activation of small G proteins Rho or Rac1 triggers
the activation of c-Jun N-terminal kinase (JNK), which in turn plays a critical role in the rearrangement of the actin cytoskeleton and regulating cell polarity and promoting migration. In the Wnt/ pathway, activated PLC induces IP3 production, leading to a substantial increase in intracellular levels. This triggers the activation of -dependent effector molecules, including calmodulin-dependent protein kinase II (CaMKII), protein kinase-C (PKC), and calcineurin, and the nuclear factor of activated T cells (NFAT) to initiate the transcription of genes associated with related signaling.
Wnt pathways during myocardial I/R injury In the treatment of heart and vascular diseases, such as atherosclerosis, coronary artery disease, MI, arrhythmia, myocardial hypertrophy, and heart failure, timely myocardial reperfusion through thrombolysis or percutaneous coronary intervention therapy is crucial. It can salvage viable myocardium, limit the extent of MI, preserve left ventricular systolic function, and prevent heart failure, during which I/R injury often occurs, leading to various detrimental effects on the heart. The Wnt signaling pathway, initially involved in early heart development and typically inactive under normal conditions, plays a significant role in cardiovascular diseases. In the context of myocardial I/R injury, the Wnt pathway is engaged in various I/R-associated processes, including apoptosis, inflammatory responses, oxidative stress, ECM remodeling, angiogenesis, cardiac hypertrophy, and fibrosis. Various cell types within the heart, such as cardiac precursor cells, cardiomyocytes, fibroblasts, endothelial cells (ECs), epicardium, smooth muscle cells, adipocytes, and macrophages, play key roles in heart injury via cell-to-cell communication, in which the Wnt signaling pathway serve as a central regulator. With the increasing prevalence of cardiovascular diseases due to population aging, addressing the elevated risk of organ damage resulting from myocardial I/R is of utmost importance.
Apoptosis. Myocardial I/R inhibits Wnt/ -catenin signaling and upregulates apoptosis; meanwhile, Wnt/PCP and Wnt/Ca signaling pathways have also been implicated in apoptosis activation (Fig. 2a).
In the myocardium of I/R-induced rats and hypoxia/reoxygenation (H/R)-induced H9C2 cells, a significant upregulation of miR was observed, which inhibited the Wnt/ -catenin signaling by downregulating Wnt1 expression. Consequently, the expression of -catenin, cyclin D1, C-myc, and the ratio of Bcl-2/Bax was

downregulated, while the ratio of cleaved caspase 3 and p-GSK GSK- was upregulated. These changes ultimately increased ischemic area and cardiomyocyte apoptosis rate in I/R rats. Zhang et al. found that AZIN1-AS1 was significantly downregulated and miR-6838-5p was significantly upregulated in the myocardium of myocardial I/R rats and H/R H9C2 cells; this dysregulation ultimately led to the downregulation of Wnt3a expression, which in turn inhibited Wnt/ -catenin signaling and induced apoptosis. Additionally, Cui et al. established that the
inhibition of Wnt/ -catenin signaling in I/R rat myocardium and R H9c2 cells, initiated by the downregulation of Wnt3a, promoted cardiomyocyte apoptosis.
Within the non-canonical Wnt signaling pathway, secreted frizzled-related protein 5 (sFRP-5) acts as an extracellular inhibitor that counteracts Wnt5a-mediated signaling pathway. JNK, an essential component of Wnt/PCP signaling, is activated via the non-canonical Wnt pathway. Following I/R treatment, the downregulation of sFRP-5 transcription in the pericardial fat of
Fig. 3 Wnt signaling pathway and targeted therapy in ECM remodeling, angiogenesis, cardiac hypertrophy, and fibrosis during myocardial I/R injury. a Wnt signaling-mediated ECM remodeling during myocardial I/R injury. During myocardial ischemic phase, there is a substantial activation of Wnt/ -catenin in endothelial cells, which leads to the promotion of EMT. Wnt signaling-mediated angiogenesis during myocardial I/R injury. During myocardial ischemic phase, Wnt/ -catenin signaling is activated in vascular endothelial cells, which affects the proliferation and migration of these cells during the process of neovascularization. Conversely, in the infarct region of ischemic mice, the activation of the canonical Wnt pathway functions to suppress cardiac angiogenesis. NP12, an allosteric inhibitor of GSK-3 promotes cardiac angiogenesis by activating Wnt/ -catenin signaling. Additionally, the deficiency of GR activates Wnt/ -catenin signaling, leading to the upregulation of cyclin D1 and ultimately promoting cardiac angiogenesis. Moreover, Wnt/PCP activation contributes to angiogenesis during myocardial ischemia injury. c Wnt signaling pathway-mediated cardiac hypertrophy during myocardial I/R injury. During myocardial ischemic phase, Wnt5a triggers the activation of Wnt/PCP signaling through JNK phosphorylation, which subsequently induces induces cardiomyocyte hypertrophy. In the AC16 human cardiomyocyte cell line model of I/R injury, Wnt/ -catenin signaling is inhibited, and this inhibition synergistically exacerbates myocardial hypertrophy in cooperates with YAP signaling. d Wnt signaling-mediated fibrosis during myocardial I/R injury. During myocardial ischemic phase, the expression of Wnt1 is increased, resulting in the activation of Wnt/ -catenin signaling in cardiac fibroblasts. This activation leads to the proliferation of fibroblasts and ultimately contributes to cardiac repair. MiR-145 expression was lower in myocardial ischemic phase. The down-regulation of miR-145 directly targets SOX9 in fibroblasts, leading to cardiac fibrosis by activating Wnt/ -catenin signaling. Both PRELP and S100A4/FSP1 promote myocardial fibrosis by activating Wnt/ -catenin signaling. On the other hand, the Wnt antagonist sFRP-4 reduces myocardial fibrosis by inhibiting Wnt/ -catenin signaling. Additionally, ALDH2 suppresses myocardial fibrosis by inhibiting Wnt/ -catenin signaling. Note: The pink background represents the ischemic phase, while the cream background represents the reperfusion phase. EMT endothelial-mesenchymal transition, GR glucocorticoid receptor, sFRP secretory frizzled-related protein, LRP lowdensity lipoprotein receptor-related protein, ROR recombinant receptor tyrosine kinase like orphan receptor, RYK receptor tyrosine kinase, YAP Yes-associated protein, MYH7 myosin heavy chain 7, BNP brain natriuretic peptide, END1 endothelin 1, SOX9 sex-determining region Y box 9, FSP1 fibroblast-specific protein 1, PRELP proline/arginine-terminal leucine-rich repeat protein
mice activated macrophage in the injured heart. This activation subsequently upregulated Wnt5a expression, increased JNK phosphorylation, and elevated the expression levels of inflammatory cytokines IL-1 and TNF-a, as well as the chemokine MCP1, which ultimately promoted cardiomyocyte apoptosis via Wnt/PCP pathway activation.
Zhou et al. demonstrated that the protein levels of Wnt5a and Frizzled2 were elevated, along with the increased intracellular calcium concentration in the myocardium of cardiac I/R rats and H/R H9C2 cells. It has been postulated that the Wnt/ pathway mediates accumulation and promotes apoptosis. Indeed, overload during myocardial I/R triggers the production of caspase 8, oxygen free radicals, and nitric oxide, which alters the redox environment of calcium channel proteins and transporters. Therefore, the Wnt-associated channels, known as ryanodine receptors, undergo a series of changes during myocardial I/R, including redox modification, phosphorylation, and nitrosation, thereby inducing the dysfunctional opening of diastolic ryanodine receptors channels, leading to ventricular remodeling, arrhythmia, and untimely heart failure.
These findings suggest that targeting the upstream molecules of the Wnt signaling pathway or Wnt itself can inhibit apoptosis and ameliorate myocardial injury in I/R by reversing Wnt signaling (Fig. 2a). For instance, targeting or miR-6838-5p, or adding Wnt3a protein before hypoxia has been reported to inhibit cardiomyocyte apoptosis by upregulating Wnt/ -catenin signaling. Cui et al. utilized adipose-derived mesenchymal stem cell exosomes (ADMSC-ex) to treat myocardial I/R. These exosomes upregulated Wnt3a, p-GSK-3 (Ser9), and -catenin, activated Wnt/ -catenin signaling, upregulated Bcl-2 and cyclin D1, inhibited Bax expression and caspase3 activity, antagonized I/ R-induced cardiomyocyte apoptosis, and increased the cell survival rates. Alternatively, treatment with recombinant sFRP-5 protein and the JNK inhibitor SP600125 has been reported to inhibit apoptosis by downregulating Wnt/PCP signaling.
Inflammatory response. An intense surge in cell death over a short period can trigger an inflammatory response and activate cell repair-related pathways. Inflammation serves as an adaptive cellular response to injury. Immune inflammatory pathways play an important role in cardiac injury and repair. However, excessive inflammatory responses can cause severe and irreversible damage to cardiomyocytes. The Wnt signaling pathway has emerged as a key regulator of inflammatory responses in myocardial injury, particularly in acute myocardial infarction (AMI) models. Previous
studies have shown that myocardial I/R activates Wnt/ -catenin signaling to promote inflammatory responses; however, contrasting studies have reported that inhibition of Wnt/ -catenin signaling promotes such responses. Nonetheless, there is also evidence that non-canonical Wnt signal activation promotes inflammatory responses (Fig. 2b).
Following MI, macrophages play distinct roles in left ventricular remodeling. Macrophage polarization and classification are critical for their diverse roles in immune function. An imbalance between pro-inflammatory macrophage (M1) and anti-inflammatory macrophage (M2) activities reflects the inflammatory state of the local cardiac tissue microenvironment. “In MI stage phase 1 (inflammatory phase, i.e., 1-4 days after infarction ), the macrophages recruited in the infarct area are predominantly M1 type, which secrete pro-inflammatory factors such as TNFa, IL1 , IL6, IL10 to remove cell debris; In the stage phase 2 of MI (reparative phase, i.e., the 5 -7days after infarction), M2 macrophages are predominantly recruited in the infarct area. The transformation of macrophages helps to promote the regression of inflammation and the repair of damaged myocardium. However, persistent induction of macrophage M1 phenotype polarization aggravates the inflammatory response through the secretion of IFN- , leading to cardiomyocyte apoptosis and ECM degradation. , thereby aggravating myocardial injury.”
Further, both canonical and non-canonical Wnt signaling pathways can promote the polarization of macrophages toward the M1 phenotype and inhibit M2 phenotype polarization. Therefore, Wnt signaling activation in cardiomyocytes following ischemia may induce cell death in a macrophage-dependent manner, ultimately aggravating myocardial injury (Fig. 3b). Wnt/ -catenin signaling is activated by the inflammatory response during ischemia. Sun et al. demonstrated that the malondialdehyde content and concentration in the hearts of mice significantly increased following MI, while the expression of ischemia-susceptibility marker NOS2 was upregulated and that of the M2-polarization marker IL-10 was downregulated in macrophages. The authors suggested that cardiomyocyte ferroptosis occurs during the ischemia phase, accompanied by macrophage polarization toward the M1 phenotype and verified that hypoxic HL-1 cells undergo ferroptosis in vitro and the exosomes derived from ferroptotic HL-1 cells induce M1 macrophage transformation in RAW264.7 cells by activating the Wnt/ -catenin pathway.
Using a mouse ischemia model, a previous study has demonstrated that -catenin-mediated signaling was activated
in cardiac macrophages, especially in pro-inflammatory subsets. In vitro experiments confirmed that -catenin activation, and its associated signal transduction pathway, exhibited proinflammatory activity in the mouse macrophage cell line RAW264.7 when transduced by lentivirus.
The expression of Wnt ligands and DKK family members is significantly upregulated in macrophages following MI. -Catenin activation could potentially be attributed to this increase in Wnt ligand expression, although the precise factors involved in this process are yet to be determined. The expression of receptors associated with advanced glycation end products is associated with cell migration, proliferation, inflammation, and I/R injury. Park et al. determined that RAGE was upregulated, while Wnt1 and Dvl3 were downregulated at the infarct edge of rat I/R cardiomyocytes, consequently promoting the inflammatory response and exacerbating cardiomyocyte apoptosis by inhibiting the Wnt/ -catenin pathway.
Studies have also indicated that Wnt5a plays a role in the immune system and is upregulated in activated macrophages. Palevski et al. found that the expression of Wnt ligands, such as Wnt5a and Wnt11, was significantly increased in macrophages at infarcts during MI in mice, while the -catenin expression levels remained unchanged during MI . The authors hypothesized that non-canonical Wnt signaling, rather than canonical Wnt signaling, is activated in macrophages at infarct sites. Following MI in mice, pJNK expression was increased in macrophages at the ischemic edge, the Wnt/PCP pathway was activated, and the Wnt/ -catenin pathway was downregulated, which promoted the transformation of myeloid cells toward a proinflammatory state, thereby aggravating MI. While Wnt5a is expressed in cardiomyocytes, in vitro cell culture studies have shown that macrophage-derived Wnt5a activated the noncanonical Wnt/ signaling pathway via CaMKII and activated NFAT during sepsis. This signaling pathway induces the expression of pro-inflammatory factors, such as IL-1, IL-6, IL-8, and MIP-1, and enhances inflammatory macrophage activation.
Overall, these findings suggest that targeting the upstream Wnt signaling components or Wnt itself can inhibit the inflammatory response by reversing the Wnt signaling pathway (Fig. 2b). Adenoassociated virus-mediated overexpression of Wnt Inhibitory Factor 1 inhibits the activation of non-canonical Wnt signaling, thereby lowering the expression of IL-1b and IL-6, and exerting an antiinflammatory effect in heart tissue following acute MI. To inhibit the expression of RAGE induced by I/R, Park et al. used deoxycholic acid-modified polyethyleneimine as a carrier to introduce RAGE-targeting siRNA into the myocardium. Treatment of rat I/R cardiomyocytes (H9C2 cells) with this PEI-DA/siRAGE complex downregulated the expression of pro-inflammatory cytokines IL-6 and TNF-a, reduced cardiomyocyte apoptosis, and suppressed the infiltration/proliferation of non-cardiomyocytes, exerting anti-apoptotic and anti-inflammatory effects via Wnt/ -catenin activation.
Wntless (WIs) is a conserved multi-channel transmembrane protein that promotes the release of Wnt ligands. In a mouse model with myeloid cells, Wnt signaling was blocked in cardiac macrophages during ischemia and Wnt signaling-mediated macrophage transition toward the M1 phenotype was inhibited, resulting in an accumulation of M2-like macrophages in the MI region. WIs-deficient mice have reduced cardiac remodeling and improved cardiac function following MI due to the anti-inflammatory, repair-promoting, and angiogenesis effects of M2 macrophage. Data on whether canonical or noncanonical Wnt signaling is activated in the cardiac macrophages of ischemic mice remain inconsistent, possibly attributed to the different research models used. Indeed, in vivo studies typically indicate that the activation of non-canonical Wnt signaling leads to macrophage polarization, whereas in vitro studies often implicate canonical Wnt signaling activation
in macrophage polarization. In addition, even when in vivo models are used, the results differ depending on the pathological regions of interest. For example, in the non-infarcted area of the heart, canonical Wnt signaling is dominant, whereas, in the infarct area, non-canonical Wnt signaling is more prominent ; therefore, the primary signaling pathway that regulates macrophage polarization within the infarct area during I/R may be the non-canonical Wnt signaling pathway.
Oxidative stress. Cardiac ischemia leads to Wnt/ -catenin signaling inhibition, oxidative stress elevation, and additional damage to cardiomyocytes (Fig. 2c).
In the cardiomyocytes of ischemic mice, Wnt protein expression is reduced and Wnt/ -catenin signaling is inhibited. As the -catenin in the cytoplasm is degraded, it cannot enter the nucleus, which blocks the inhibition of the transcription of cytochrome c (cyt c). The corresponding increase in cyt c aggravates oxidative stress within the cells and mediates an increase in intracellular reactive oxygen species (ROS). In turn, this excessive production of ROS increases mitochondrial membrane transport channel permeability, mitochondrial membrane potential loss, and cyt c release, ultimately inducing cardiomyocyte apoptosis. Guo et al. determined that the Wnt/ -catenin pathway was similarly inhibited in ischemic H9C2 cells and also leads to oxidative stress.
These findings suggest that targeting the upstream molecules of the Wnt signaling pathway or directly addressing Wnt can reverse the effects of Wnt signaling and reduce oxidative damage (Fig. 2c). Correspondingly, exogenous Wnt3a administration has been reported to activate the Wnt/ -catenin pathway and inhibit oxidative stress. Additionally, a peptide derived from tuna backbone protein (APTBP), known for its antioxidant properties, can scavenge ROS. Under ischemia and I/R injury conditions, APTBP eliminates ROS, restores the activity of Wnt/ -catenin in a dose-dependent manner, protects mitochondria from oxidative stress, and maintains myocardial function. Alternatively, Guo et al. determined that supplementation of H9C2 cells with induced pluripotent stem cell-derived conditioned medium upregulated Wnt/ -catenin signaling, promoted cardiomyocyte proliferation, and inhibited oxidative stress and cell senescence.
ECM remodeling. The Wnt/ -catenin signaling pathway is activated in the myocardium of ischemic mice and promotes ECM remodeling (Fig. 3a).
Four days following experimental -catenin was upregulated and Wnt/ -catenin signaling was significantly enhanced in mouse subepicardial ECs and mesenchymal cells expressing smooth muscle actin. Similarly, in mature ECs following MI, the nuclear translocation of -catenin, upregulation of canonical Wnt signaling response promoters, and activation of canonical Wnt signaling were found to inhibit endothelial markers, induce mesenchymal phenotypes, and upregulate smooth muscle and myofibroblast markers, which are potentially involved in angiogenesis and fibrosis. Thus, Wnt/ -catenin signaling may be involved in cardiac tissue repair via endothelial-mesenchymal transition (EMT) during MI (Fig. 3a).
Angiogenesis. During myocardial I/R, Wnt/ -catenin pathway activation promotes angiogenesis, although some studies have reported that activation of this pathway inhibits angiogenesis. In addition to canonical Wnt signaling, activation of the noncanonical Wnt/PCP pathway is beneficial to angiogenesis (Fig. 3b).
Angiogenesis can repair the injury caused by I/R injury and mitigate cell death. Evidence of intracellular localization of -catenin indicates that Wnt/ -catenin signaling participates in the proliferation and migration of vascular ECs during neovascularization. Blankesteijn et al. determined that -catenin protein was expressed in new blood vessels and original vascular ECs
within the infarcted area one-week post Ml; additionally, expression of the protein upstream of the Wnt/ -catenin pathway, DVL1, was upregulated in the infarcted rat heart. The authors speculated that the Wnt/ -catenin signaling pathway is activated in the vascular endothelial cells in the infarcted area following ischemia, influencing the proliferation and migration of vascular ECs during neovascularization. In AMI mice, the canonical Wnt pathway was activated at the infarct area, -catenin accumulated in the cardiac vascular cells, the capillary density of the ischemic scar was reduced, and cardiac function damage was aggravated.
Wang et al. established that after the left anterior descending coronary artery (LAD) ligation, Wnt11 expression in rat myocardial tissue significantly decreased in a time-dependent manner, while infarct size increased; following reperfusion, capillary-like tube formation and human umbilical vein endothelial cells angiogenesis were also observed. The authors postulated that the activation of atypical Wnt11/PCP pathway increases angiogenesis and improves cardiac function.
These findings suggest that targeting the Wnt signaling pathway can promote vascular regeneration following cardiac I/R injury (Fig. 3b). The GSK-3 allosteric inhibitor NP12, which stabilizes -catenin and activates the Wnt signaling pathway, promotes angiogenesis, and improves cardiac function during In primary mouse aortic ECs, glucocorticoid receptor (GR) deficiency promotes angiogenesis. Under these conditions, GR deficiency activates Wnt/ -catenin signaling by facilitating the binding of LRP5/6 to Wnt3a, leading to the accumulation of -catenin in the nucleus and resulting in the upregulation of the angiogenic regulator cyclin D1. Alternatively, the addition of Wnt11 activated the atypical Wnt11/PCP pathway to upregulated angiogenesis.
Cell hypertrophy. Cardiomyocytes exit the cell cycle and begin terminal differentiation shortly after birth. Therefore, in the adult heart, the increase in cardiomyocyte size, rather than number, induces hypertrophy. This hypertrophy helps to reduce wall pressure and maintain cardiac function and efficiency in response to increased workload. However, pathological hypertrophy can occur under adverse stimulation conditions, such as myocardial ischemia, and lead to maladaptive cardiac remodeling and heart failure. In myocardial I/R, Wnt/ -catenin signaling is inhibited and cell hypertrophy is promoted, by the Wnt/PCP signaling pathway (Fig. 3c).
Dpr1 is necessary for Wnt5a signaling, which induces cardiomyocyte hypertrophy and activates Wnt/PCP signaling in cardiomyocytes. Localization of the Wnt/PCP transmembrane receptor Van-Gogh-like-2 (Vangl2) is predominantly within the membrane and cytoplasm; however, in cells without Dpr1, Vangl2 has been shown to significantly accumulate within vesicles in the perinuclear region. During ischemic injury, the Wnt5a /PCP pathway is activated by the ROR2/Vangl2/JNK axis, and Wnt/ -catenin signaling is inhibited, thus promoting post-ischemic myocardial hypertrophy. Following I/R injury, the cell hypertrophy of AC16 human left ventricular cardiomyocytes is exacerbated, Wnt/ -catenin signaling is inhibited, and the expression of hypertrophy markers, including myosin heavy chain 7, brain natriuretic peptide, and endothelin 1, is significantly increased.
Overall, therapy targeting the Wnt/ -catenin signaling pathway may potentially mitigate cellular hypertrophy and reduce myocardial remodeling and heart failure. For instance, treatment with CHIR99021, a GSK-3 inhibitor, following MI activates Wnt/ -catenin signaling, which, in conjunction with the Yesassociated protein (YAP) pathway, can alleviate cardiomyocyte hypertrophy.
Fibrosis. In the normal heart, fibroblasts remain quiescent and are predominantly involved in the daily maintenance of the ECM. These cells are activated and significantly expand following
ischemic myocardial injury, thereby initiating excessive ECM remodeling and fibrosis. Interestingly, the Wnt/ -catenin signaling pathway is activated in the hearts of ischemic mice and promotes fibrosis (Fig. 3c).
Zhao et al. established a rat ischemia model via ligation of LAD ligation model. The authors established that the expression levels of Wnt1, -catenin, and phosphorylated GSK- were significantly higher in this ischemic model than those in the corresponding control group; further, ischemic rats exhibited left ventricular dysfunction, pathological heart failure, and signs of cardiac remodeling. The authors attributed these changes to the corresponding activation of Wnt/ -catenin signaling after MI. Similarly, Qian et al. found that the expression levels of -catenin and cardiac fibrosis markers were significantly increased in hypoxic cardiac fibroblasts cultured in vitro and ischemia mouse models, alongside observations of aggravated myocardial fibrosis, which was attributed to the activation of Wnt/ -catenin signaling. In addition, miR-145 expression was lower in MI rats and hypoxic CFs, which was accompanied by cardiac dysfunction and excessive fibrosis in vivo, and activated CFs in vitro. Cui et al. determined that miR-145 could directly target sex-determining region Y box 9 (SOX9) in fibroblasts and reduce cardiac fibrosis by downregulating the canonical Wnt signaling pathway in an ischemic rat model. Further, Matsushima et al. discovered that the left ventricular wall of the rat heart decreased on thickness during ischemia, while the left ventricular cavity increased significantly; these effects were similarly accompanied by an increase in inactivated GSK-3 expression and -catenin activity. This activation of -catenin stimulated the proliferation of collagen-producing cells at the ischemic edge and, ultimately, promoted fibrosis. Following acute ischemic heart injury, Wnt1 expression is upregulated, which induces the proliferation of cardiac fibroblasts, increases the expression of pro-fibrotic genes by activating Wnt -catenin signaling, and promotes cardiac repair. In contrast, inhibition of Wnt -catenin signaling in cardiac fibroblasts can impair cardiac function and ventricular dilatation.
These findings ultimately suggest that targeting factors upstream of Wnt and its corresponding signaling pathways can reduce myocardial fibrosis (Fig. 3d). Zhang et al. established AMI mouse and cell culture models within an oxygen-glucose deprivation environment. Proline/arginine-rich terminal leucine repeat protein was found to increase myocardial infarct size following ischemia, both in vivo and in vitro, by activating the downstream Wnt/ -catenin signaling pathway and promoting myocardial fibrosis and ventricular remodeling. Knockouts of S100A4, a calcium-binding protein observed in mouse cardiac fibroblasts and cardiomyocytes, showed a significant reduction in -catenin levels and cardiac fibrosis. Matsushima et al. demonstrated that expression was upregulated in the ischemic border region of LAD-ligated rat hearts. Following ischemia and reperfusion injury, administration of sFRP-4 protein to rat intracardiac muscle improved cardiac function. Histological and immunohistochemical staining of cardiac sections from the untreated (without SFRP-4) rats indicated that following I/R injury, the left ventricular wall thickness decreased, left ventricular cavity size significantly increased, deactivated GSK-3 levels increased, and -catenin activity was upregulated. Overall, this stimulated the proliferation of collagen-producing cells at the ischemic border region and promoted fibrosis. In contrast, the size of the left ventricular cavity in sFRP-4-treated rat hearts did not increase in size; further, sFRP-4 treatment at the early stages of ischemia could inhibit cell proliferation and reduce cardiac fibrosis by inhibiting Wnt/ -catenin signaling activation.
Wnt pathways during cerebral I/R injury
The timely identification and intervention of ischemic stroke are of utmost importance. The current recommended therapeutic

strategy for ischemic stroke involves thrombolysis, via recombinant tissue plasminogen activator (rtPA) injection within 4.5 h post onset, alongside mechanical thrombectomy within 24 h post onset. Extending the treatment time window has been a focus of previous studies, and conflicting results on the clinical effects of bridging therapy (intravenous thrombolysis with rtPA before mechanical thrombectomy) have been reported ; leading to ongoing controversy.
Cerebral I/R injury usually occurs during reperfusion therapy for cerebrovascular diseases such as ischemic stroke. The Wnt signaling pathway controls the proliferation, differentiation, and migration of neurons, the development of neural crests, the growth of axons and dendrites, and the maintenance of angiogenesis and the BBB within the mammalian embryonic and postnatal brain. Nonetheless, this Wnt-mediated regulation can continue into adulthood. During cerebral I/R injury,
Fig. 4 Wnt signaling pathway and targeted therapy for apoptosis, ferroptosis, inflammation, and oxidative stress during cerebral I/R injury. a Wnt signaling-mediated apoptosis during cerebral I/R injury. During cerebral ischemic phase, Wnt/Ca signaling is activated, leading to intracellular calcium overload and and subsequent astrocyte apoptosis. The upregulation of DKK1 inhibits Wnt/ -catenin pathway, leading to neuronal apoptosis. During cerebral I/R phase, Wnt5a-mediated Wnt/PCP signaling is activated, promoting c-Jun phosphorylation, inducing cyt c release from mitochondria, inhibiting Wnt/ -catenin signaling, and ultimately leads to neuronal apoptosis. Downregulation of Sirtuin3, miR-124 and IncRNA NEAT1 also inhibit Wnt/ -catenin signaling. b Wnt signaling-mediated ferroptosis during cerebral I/R injury. During cerebral ischemia phase, circ-AFF1 is highly expressed and directly targets miR-140-5p to upregulate GSK-3 . The highly expressed GSK-3 inhibits Wnt -catenin signaling. The inhibition of Wnt -catenin signaling leads to excessive accumulation of , ROS and MDA, and suppression of GSH and GPX4 expression, thereby aggravating neuronal ferroptosis. c Wnt signaling-mediated inflammation during cerebral I/ R injury. During cerebral ischemic phase, Wnt/ -catenin signaling is activated, which promotes the polarization of reactive microglia to M 2 phenotype, increases the number of A2 type of astrocytes, and reduces the number of A1 type of astrocytes, thereby playing a protective effect and reducing the inflammatory response caused by cerebral ischemia. During cerebral I/R phase, downregulation of miR-499a leads to inhibition of Wnt/ -catenin signaling, thereby aggravating the inflammatory response. Wnt5a-mediated Wnt/PCP signaling is activated during cerebral I/R, leading to upregulation of the pro-inflammatory cytokines, thus aggravates the inflammatory response during cerebral I/R. d Wnt signaling-mediated oxidative stress during cerebral I/R injury. During cerebral I/R phase, Wnt/ -catenin signaling is inhibited which lead to neuronal apoptosis via mitochondria dysfunction. The expression of Nur77 is stimulated in the oxidative stress environment during cerebral I/ R , which leads to mitochondrial fragmentation by promoting -catenin phosphorylation and INF2 expression. Intravenous injection of human serum albumin activates Wnt/ -catenin signaling, thereby increasing mitochondrial complex I activity, reducing ROS generation, suppressing oxidative stress, and playing a therapeutic role during cerebral I/R. Note: The pink background represents the ischemic phase, while the cream background represents the reperfusion phase. LRP low-density lipoprotein receptor-related protein, ROR recombinant receptor tyrosine kinase like orphan receptor, RYK receptor tyrosine kinase, ATP adenosine triphosphate, membrane potential, DKK1 Dickkopf-1, cyt c cytochrome-c, GSH glutathione, GPX4 glutathione peroxidase 4, GSK-3 glucogen synthase kinase , JNK1 c-Jun amino-terminal kinase1, TNF- tumor necrosis factor- , TWS119 a GSK- inhibitor that activates Wnt/ -catenin signaling, Nur77 nuclear hormone receptor NUR/77, INF2 inverted formin 2, mPTP mitochondrial permeability transition pore
the Wnt signaling pathway transitions from an activated state to an inhibited state as ischemia time increases, and is regulated by many processes such as autophagy. The inhibitory Wnt signaling pathway is primarily associated with apoptosis, ferroptosis, neurogenesis, angiogenesis, BBB damage, inflammatory responses, and oxidative stress. Abnormal activation or inhibition of the Wnt signaling pathway has been observed in different cell types within the nervous system, including neurons, microglia, astrocytes, oligodendrocytes, and ECs. Therefore, targeting this pathway holds potential for mitigating cerebral ischemia and subsequent reperfusion injury.
Apoptosis. Cerebral I/R injury inhibits Wnt/ -catenin signaling, which contributes to neuronal apoptosis. However, compensatory activation of the Wnt/ -catenin signaling pathway can occur during early ischemia to counteract apoptosis. Previous studies have shown that during cerebral I/R injury, Wnt/PCP signaling is initially activated before being inhibited, which can antagonize Wnt/ -catenin signaling and accelerate apoptosis. This early activation of Wnt/PCP signaling may be a significant factor contributing to the inhibition of Wnt/ -catenin signaling. Changes in Wnt/ signaling during cerebral I/R injury remain unclear; however, the intracellular calcium overload induced by its activation is a crucial mechanism of apoptosis (Fig. 4a).
In the hours to days following acute cerebral ischemia or traumatic brain injury, neuronal and glial cell apoptosis is initiated, predominantly in the ischemic penumbra; while rapid cell necrosis occurs in this ischemic core. DKK1, a negative regulator of Wnt/ -catenin signaling, is elevated in the plasma of patients with ischemic stroke and in the neurons of cerebral ischemia animal models. Specifically, DKK1 has been reported to bind to LRP5/6, activate GSK-3 , inhibit Wnt/ -catenin signaling, and promote neuronal apoptosis by increasing the expression of the pro-apoptotic protein Bax and reducing the expression of the antiapoptotic protein Bcl-2. During cerebral I/R, Wnt/ -catenin signaling is inhibited by a decrease in Sirtuin3 levels and downregulation of miR-124 and IncRNA NEAT1, ultimately leading to neuronal apoptosis.
Previous studies using mouse and rat cerebral I/R and cellular H/ models have reported that the downregulation or inactivation of Wnt/ -catenin signaling can induce the expression of the proapoptotic protein Bax and downregulate the anti-apoptotic protein Bcl-2, promoting neuronal apoptosis.
Specifically, Bax promotes the release of cyt from the mitochondria, whereas Bcl-xL and Bcl-2 inhibit this process. During cerebral I/R injury, the inhibition of Wnt/ -catenin signaling leads to mitochondrial damage, including excessive mitochondrial fission, cyt c release, caspase 9 activation, and subsequent caspase three activation, ultimately resulting in cell apoptosis. et al. demonstrated that in vitro neuronal oxygenglucose deprivation/reoxygenation (OGD/R) treatment activated the Wnt/ -catenin signaling pathway and resulted in apoptosis inhibition and improved neuronal survival. Correspondingly, the authors suggested that this may be an early adaptive response to cerebral I/R injury.
The non-canonical Wnt/PCP and Wnt/ signaling pathways also play key roles in apoptosis following cerebral I/R injury. JNK3 is a major JNK subtype activated in cerebral ischemia, while -arrestin2 is a scaffold protein involved in the regulation of JNK3 signaling. Wei et al. showed that Wnt5a expression increased after cerebral I/R in rats but decreased 24 h later. Additionally, the interaction between Dvl-1, -arrestin2, and JNK3 was enhanced 3 h post-reperfusion. Wnt5a promotes the assembly of the Dvl-1-arrestin2-JNK3 module, thereby activating JNK3 and promoting c-Jun phosphorylation. Whether JNKrelated signals promote or inhibit apoptosis depends on various conditions. JNK3 activation promotes the release of mitochondrial cyt c and induces the transcription of pro-apoptotic proteins, such as Bim and Fas, and their corresponding receptor genes, resulting in neuronal apoptosis. Zhang et al. demonstrated that JNK/cJun pathway activation can induce the expression of DKK1, thus inhibiting the canonical Wnt pathway. The increased expression of Wnt5a not only activates the Wnt/PCP pathway, but also upregulates DKK1-which has an antagonistic effect on canonical Wnt signaling-jointly mediating the occurrence of apoptosis and aggravating cerebral I/R injury. Niu et al. reported that activation of Wnt signaling during brain injury resulted in calcium overload and cell death in hippocampal astrocytes. Cerebral ischemia increases levels in brain cells, thereby opening acidsensitive ion channels. The acid-sensing ion channel is a dualligand gated channel using and ; therefore, its activation leads to overload in brain cells during cerebral ischemia. Abnormally high levels of eliminate mitochondrial oxidative phosphorylation, reduce mitochondrial membrane potential and adenosine triphosphate content, activate phospholipases and proteases, and cause irreversible damage to brain cells.
Overall, targeting the Wnt signaling pathway can potentially mitigate apoptosis caused by cerebral I/R injury (Fig. 4a). Isoflurane, an inhalational anesthetic, exhibits neuroprotective effects in ischemic and hypoxic brain injury. In a rat cerebral I/R injury model, isoflurane postconditioning (inhalation of isoflurane for 60 min following reperfusion) could activate the Wnt/ -catenin signaling pathway and inhibit neuronal apoptosis. In addition, similar effects have been reported in animal and cell models of cerebral I/R that were treated with ginkgolide B derivative XQ-1H by gavage and oxymatrine via intraperitoneal injection.
Ferroptosis. Ferroptosis is a form of cell death driven by oxidative stress and iron overload. Cerebral I/R injury-initiated ferroptosis is regulated by Wnt/ -catenin signaling. Therefore, Wnt/ -catenin signaling is a promising target for cerebral I/R injury treatment (Fig. 4b).
Yan et al. demonstrated that neuronal ferroptosis occurred during the reperfusion of cerebral I/R. Ferroptosis is associated with an increase in brain-derived, rather than blood-derived, thrombin and the subsequent release of arachidonic acid. AcylCoA synthetase long-chain family member 4 (ACSL4) can catalyze the formation of CoA from arachidonic acid, resulting in an accumulation of lipid peroxides and, ultimately, triggering ferroptosis. Timely downregulation of ACSL4 during cerebral I/R exhibits a protective role via the initiation or inhibition of thrombin elevation, which can reduce subsequent neuronal ferroptosis. Additionally, neuronal ferroptosis causes iron overload and decreases GPX4 expression in the brain tissue during cerebral ischemia. The application of iron chelators or drugs that improve iron metabolism, such as lycopene, to reduce brain iron levels can alleviate cerebral I/R injury. Notably, selenium can promote mitochondrial fusion by inducing Mfn1 expression, thereby improving the oxidative stress and ferroptosis caused by brain I/R in mice.
In cerebral hemorrhage injury, downregulation of Wnt/ -catenin signaling contributes to neuronal ferroptosis. Nuclear erythroid 2-related factor 2 (Nrf2) is a transcription factor associated with antioxidant stress. GSK- reduces the expression of GPX 4 and induces ROS generation, which initiates a cytotoxic response caused by oxidative stress during dopaminergic neuronal death progression via the inhibition of Nrf2 signaling.
Targeting GSK- to activate the Wnt/ -catenin signaling pathway is a potential therapeutic strategy to curb ferroptosis in cerebral I/R injury (Fig. 4b). For example, the knockdown of the circAFF1 gene can upregulate miR-140-5p, thereby reducing GSK expression, which in turn activates the Wnt/ -catenin signaling pathway. The activated Wnt/ -catenin signaling pathway reduces the accumulation of , ROS and malondialdehyde, and induces the expression of glutathione and GPX4, thus inhibits neuronal ferroptosis. Wang et al. demonstrated that direct knockout of GSK- could downregulate the expression of the divalent metal transporter 1, ferritin heavy chain, and ferritin heavy chain polypeptide 1 genes, reduce the number of intracellular free iron, and initiate anti-ferroptosis mechanisms. The authors attributed these findings to the GSK- knockout preventing the activation of downstream Wnt/ -catenin signaling.
Inflammatory response. The Wnt/ -catenin signaling pathway is inhibited during cerebral I/R, which exacerbates the proinflammatory response. The non-canonical Wnt/PCP signaling pathway is also activated following cerebral I/R and may also aggravate inflammation via unclear mechanisms (Fig. 4c).
The inflammatory response following cerebral ischemia exhibits a dual role. On one hand, the release of inflammatory mediators initiates acute BBB disruption and neuronal damage, while on the other hand, inflammation plays a vital role in the repair process
during ischemia. The rapid expression of multiple inflammatory factors in patients with ischemic stroke has been determined to aggravate BBB injury. This damaged BBB is the site of neutrophil and monocyte infiltration and matrix metalloproteinase 9 (MMP9) release. Microglia, the innate immune effector cells of the central nervous system, are activated during ischemic stroke. In the early stage of cerebral ischemia, microglia undergo a phenotype switch from the anti-inflammatory M2 phenotype to the pro-inflammatory M1 phenotype. The Wnt signaling pathway is involved in the toll-like receptor (TLR)mediated central nervous system immune response.
Wnt protein is expressed in microglia. For instance, Wnt5a expression in microglia activates the non-canonical Wnt signaling pathway, which initiates an immune response against nerve injury by increasing the genetic expression of TNF-a, IL-6, and IL-1 . Microglia in different activation states secrete distinct Wnt proteins; for example, M1 phenotype microglia secrete Wnt5a, whereas M2 phenotype microglia secrete Wnt7a. The Wnt signaling pathway has been implicated in the regulation of the neuro-inflammation caused by cerebral I/R injury. In experimental multiple sclerosis, activation of Wnt/ -catenin signaling reduced neutrophil and monocyte infiltration and limited the progression of neuro-inflammation. Wnt/ -catenin signaling is inhibited in ischemic stroke patients and corresponding mouse models, which contributes to the release of inflammatory factors TNF-a, IL-1, IL-6, and IL-8, and aggravates the inflammatory response. During cerebral I/R, miR-499a downregulation mitigates the inhibition of downstream target DKK1, which further suppresses Wnt/ -catenin signaling and exacerbates the inflammatory response. In treated neurons, the Wnt5a-mediated Wnt/PCP signaling pathway is activated and JNK1 is phosphorylated; consequently, an increase in the expression of pro-inflammatory cytokines TNF- and IL- 6 is observed, which amplifies the inflammatory responses. Alternatively, Wnt/ -catenin signaling activation inhibits the inflammatory response during I/R; however, the mechanism by which the non-canonical Wnt/PCP signaling pathway regulates neuroinflammation during cerebral I/R injury remains unclear; therefore, further research is warranted. One possibility is that Wnt5a drives the non-canonical Wnt signaling pathway and induces inflammation by promoting microglial polarization toward the M1 phenotype.
Targeting the Wnt signaling pathway or related proteins is a potential strategy to reduce the damage caused by the inflammatory response in cerebral I/R injury (Fig. 4c). TWS119 is a GSK- inhibitor that activates Wnt/ -catenin signaling. On days 14 and 21 following experimental ischemic stroke, TWS119 treatment promoted microglial polarization by activating Wnt/ -catenin signaling, which ultimately improved the local inflammatory microenvironment during the chronic phase of ischemic stroke. These observations are accompanied by angiogenesis surrounding the infarct area.
Alternatively, intranasal administration of Wnt3a reduced the volume of cerebral infarction and the number of apoptotic cells 72 h post-transient middle cerebral artery occlusion (MCAO) in mouse models. Additionally, this treatment promoted the polarization of reactive microglia toward the M2 phenotype; increased the number of A2 phenotype astrocytes with neuroprotective effects; reduced the number of neurotoxic A1 phenotype astrocytes; initiated the anti-inflammatory and neuroprotective effects of microglia and astrocytes; reduced the neuroinflammation following cerebral ischemia, which may be attributed to the Wnt3amediated activation of the Wnt/ -catenin signaling pathway. Finally, treatment with curcumin has shown efficacy in reversing the inflammatory response caused by Wnt/PCP signaling activation in neuronal cells subjected to
Oxidative stress. Oxidative stress plays a crucial role in brain injury following cerebral I/R injury, and inhibition of the
12
Wnt/ -catenin signaling pathway is a key factor in the pathogenesis (Fig. 4d).
One study demonstrated that rat cerebral I/R injury inhibited Wnt/ -catenin signaling; this signal inhibition decreased the activity of mitochondrial complex I and caused an oxidative stress state via excessive ROS generation, which contributed to brain injury. During reperfusion, the rate of mitochondrial ROS production increases, resulting in the opening of mitochondrial
permeability transition pores and subsequent cell death. Further, brain I/R reduces antioxidant levels and leads to excessive production of mitochondrial ROS, which damages the mitochondrial membrane, triggers the release of cyt c and expression of caspase 9, and ultimately induces neuronal apoptosis.
The inverted formin two protein is required for excessive mitochondrial fission in mammalian cells. In the oxidative stress environment of cerebral I/R, the expression of the nuclear
Fig. 5 Wnt signaling pathway and targeted therapy for neurogenesis, angiogenesis, and BBB during cerebral I/R injury. a Wnt signalingmediated neurogenesis during cerebral I/R injury. During cerebral ischemia phase, there is an elevation in the synthesis of IncRNA MEG and peroxynitrite. The highly expressed IncRNA MEG hampers the process of the Wnt/ -catenin signaling pathway. In contrast, increased levels of peroxynitrite activate the Wnt/ -catenin signaling pathway. In the subsequent phase of cerebral I/R phase, the activation of the Wnt/ -catenin signaling pathway plays a crucial role in promoting neurogenesis. Mallotus oblongifolius, ellagic acid, and curcumin enhance the activation of the Wnt/ -catenin signaling, leading to the promotion of neurogenesis and the exertion of therapeutic effects on cerebral ischemia or I/R injury. b Wnt signaling-mediated angiogenesis during cerebral I/R injury. Following cerebral ischemia, oligodendrocyte precursor cells within the brain secrete Wnt7a, which triggers the activation of Wnt/ -catenin signaling specifically in endothelial cells. This activation, in turn, facilitates the process of angiogenesis. Activation of the Wnt/ -catenin signaling pathway induces the conversion of microglia into the M2 phenotype, thereby facilitating angiogenesis following an ischemic stroke. Following cerebral I/R, the activation of the Wnt/ -catenin signaling pathway upregulates the expression of VEGF and VEGF receptors. This activation promotes angiogenesis and stimulates the proliferation and sprouting of vascular endothelial cells. Wnt signaling-mediated the BBB during cerebral I/R injury. The mutation or deletion of GPR124 leads to a reduction in the recruitment of DVL1 to the cell membrane. Consequently, this weakens the transduction of Wnt/ -catenin signaling, resulting in the downregulation of TJ protein expression between microvascular endothelial cells. As a consequence, it exacerbates the damage to the BBB following cerebral ischemia. Moreover, during the cerebral ischemic phase, there is an upregulation of NHE1, which inhibits Wnt/ -catenin signaling and disrupts astrocyte function. This disruption is necessary to maintain the integrity of the BBB. In the context of cerebral ischemia, NHE1 undergoes upregulation, which subsequently inhibits Wnt/ -catenin signaling and disrupts the function of astrocytes. This disruption ultimately results in impaired BBB integrity. During the cerebral I/R phase, there is inhibition of Wnt/ -catenin signaling, leading to an increase in the expression of MMP-9. This elevated MMP-9 expression subsequently degrades the TJ proteins between brain endothelial cells, disrupting the integrity of the BBB. Note: The pink background represents the ischemic phase, while the cream background represents the reperfusion phase. LRP low-density lipoprotein receptor-related protein, VEGF vascular endothelial growth factor, BBB blood-brain barrier, GPR124 G protein-coupled receptor 124, TJ protein tight junction protein, MMP-9 matrix metalloproteinase-9, NHE1 the protein encoded by the Nhe1 gene
hormone receptor Nur77 is stimulated, promoting -catenin phosphorylation and a subsequent increase in inverted formin two expression, which leads to mitochondrial fragmentation, an overactivation of mitochondrial fission and inhibition of fusion. This phenomenon mediates mitochondrial and neuronal cell damage during cerebral I/R, and consequently aggravates brain injury. Intravenous injection of human serum albumin can activate the Wnt/ -catenin signaling pathway and reduce early oxidative stress injury following cerebral I/R injury of rats.
Neurogenesis. The activation of Wnt/ -catenin signaling promotes neurogenesis during the early stage of cerebral ischemia and I/R injury. However, the inhibition of Wnt/ -catenin signaling pathway hinders the protective effect. Therefore, targeting the Wnt/ -catenin signaling pathway is a potential treatment for restoring neurogenesis following cerebral I/R injury (Fig. 5a).
The Wnt signaling pathway is a key regulatory pathway of neurogenesis. In the forebrain tissue of embryonic mice on embryonic day 14.5, it promotes the self-renewal of neural stem cells, inhibits neural stem cell differentiation, and retains the pluripotency of neural stem cells, which allows the cells to differentiate into neurons, astrocytes, and oligodendrocytes. The canonical Wnt signaling pathway also promotes the differentiation of mice cortical neurons on embryonic day 10.5. Additionally, the non-canonical Wnt/PCP signaling pathway, activated by tyrosine kinase receptors, regulates the production of different subtypes of cortical interneurons located in the medial ganglion eminence during embryonic development. Thus, the Wnt signaling pathway is essential for embryonic neural stem cell proliferation and neuronal differentiation. In the adult brain, neurogenesis occurs in the subventricular zone (SVZ) of the lateral ventricle and subgranular zone of the dentate gyrus in the hippocampus. Wnt/ -catenin signaling is activated in these regions and is involved in neurogenesis. Jin et al. observed a significant increase in proliferation-related Ki67 antigen-positive cells in the ischemic penumbra in the autopsy brain tissue of adult patients with ischemic stroke, alongside the expression of neuronal lineage doublecortin, tOAD/Ulip/CRMP family protein 4, and III tubulin. Another study demonstrated that cell proliferation was active in the SVZ region in elderly patients who died of ischemic stroke; which indicated that cerebral ischemic injury-induced adult neurogenesis is possible. Notably, the Wnt/ -catenin signaling pathway is widely activated during cerebral I/R injury, to possibly promote neurogenesis via
the upregulation of various downstream molecules. Neurogenesis alleviates brain injury by combating apoptosis.
Cerebral hypoxic-ischemic injury increases peroxynitrite production and promotes neural stem cell proliferation and neuronal differentiation. This has been partially attributed to peroxynitrite activating the Wnt/ -catenin signaling pathway; however, when peroxynitrite production reaches a specific threshold, it exerts a cytotoxic effect. Instead, artificially activating the Wnt/ -catenin signaling pathway can promote the expression of the downstream targets, cyclin D1, Ngn2, Pax6, and NeuroD1, thereby promoting neurogenesis without the cytotoxic effects of peroxynitrite. Cyclin D1 and Pax6 promote neural stem cell proliferation, Neuro D1 promotes adult neurogenesis and maintains neuronal survival, and Ngn2 promotes neurogenesis. Additionally, Wnt/ -catenin signaling activates BDNF secretion from glial cells and protects adjacent neurons. Overall, this upregulation of BDNF by Wnt/ -catenin signaling contributes to nerve repair during an ischemic stroke by promoting neurogenesis and neuronal survival.
Several substances, such as Mallotus oblongifolius, ellagic acid, and curcumin, have been shown to upregulate Wnt/ -catenin signaling during cerebral ischemia and cerebral I/R injury, promoting neurogenesis by activating the downstream targets cyclin D1, Ngn2, Pax6, and NeuroD1. Alternatively, long non-coding RNA MEG3 (IncRNA MEG3) expression increases during cerebral ischemia, and the downregulation of IncRNA MEG3 expression activates Wnt/ -catenin signaling and promotes neurogenesis.
Angiogenesis. During cerebral I/R injury, artificial activation of the Wnt/ -catenin signaling pathway can promote angiogenesis (Fig. 5b). Specifically, in the mammalian embryonic forebrain, angiogenesis relies on the activation of Wnt signaling in vascular ECs, driven by Wnt7a and Wnt7b. Angiogenesis in the hindbrain is initiated by the binding of the Norrin ligand to the Frizzled 4 receptor, activating the -catenin signaling pathway and promoting angiogenesis. Zhang et al. demonstrated that activation of Wnt/ -catenin signaling during cerebral I/R could promote the expression of vascular endothelial growth factor (VEGF), which plays a dual role in cerebral ischemia by transiently destroying the BBB and promoting angiogenesis. Wnt/ -catenin signaling promotes the proliferation and sprouting of vascular ECs and increases the expression of VEGF receptors, thereby promoting angiogenesis within the central nervous system. Wnt/ -catenin
signaling induces the polarization of reactive microglia toward the M2 phenotype. M2 microglia secretes exosomes containing miRNA-26a, which targets ECs and promote angiogenesis during ischemic stroke. Angiogenesis in the penumbra of early cerebral ischemia in patients with ischemic stroke is significantly increased and correlated with patient survival. Wnt/ -catenin signaling activation during cerebral is a potential strategy for enhancing angiogenesis. During cerebral ischemia, transplanted oligodendrocyte precursor cells secrete Wnt7a in a paracrine manner; Wnt7a can activate EC Wnt/ -catenin signaling and promote angiogenesis and neurological recovery. Alternatively, isoflurane postconditioning (inhalation of isoflurane for 60 minutes after reperfusion) can activate the Wnt/ -catenin signaling pathway and promote the expression of target protein VEGF, which may promote angiogenesis.
. Inhibition of Wnt/ -catenin signaling exacerbates BBB damage during cerebral I/R (Fig. 5c). Wnt/ -catenin signaling is activated in cerebral vessel ECs from the embryonic stage to postpartum BBB formation; however, its transduction is reduced as the BBB matures. Wnt/ -catenin signaling is silent in capillary ECs within circumventricular organs owing to the maintenance of highly permeable capillaries in this region. Vascular edema during ischemic stroke is a primary contributor of BBB breakdown. BBB dysfunction is characterized by increased permeability that allows blood-derived fluids and chemicals to enter the brain parenchyma, ultimately resulting in brain edema. et al. demonstrated that two single-nucleotide polymorphisms in Wnt7a and three single-nucleotide polymorphisms in the adhesion G protein-coupled receptor GPR124 were associated with an increased risk of hemorrhagic transformation following rtPA thrombolysis in patients with acute ischemic stroke. Specifically, a GPR124 c.3587G>A mutation reduced GPR124-mediated recruitment of sufficient DVL1 from the cytoplasm to the cell membrane, thereby reducing the interaction between DVL1 and Wnt receptors and weakening the Wnt signaling pathway. Additionally, GPR124 gene deletion within ECs worsens BBB damage during cerebral ischemia by downregulating Wnt/ -catenin signaling; nonetheless, this effect gradually diminishes in transient MCAO mice through pericyte shedding and reperfusion from day 3-5.
Correspondingly, a decrease in TJ protein expression disrupts BBB integrity and increases the risk of hemorrhagic transformation following reperfusion. In animal models, Wnt/ -catenin signaling is reportedly attenuated during cerebral , leading to increased BBB permeability and damage due to the downregulation of TJ protein in microvascular ECs. Capillary ECs are the main components of the BBB, with TJs being observed between these ECs. Specifically, ECs limit BBB permeability by inhibiting paracellular channels and non-specific transcellular transport. TJs consist of occludin, claudins, tricellulins, and other proteins ; a decrease in TJ protein level during ischemia increases BBB permeability. During cerebral I/R, the upregulation of MMP9 expression contributes to the degradation of TJ proteins between brain ECs, further damaging the BBB. Overall, this process is negatively regulated by Wnt/ -catenin signaling.
NHE1 protein promotes the exchange in astrocytes. During cerebral ischemia, NHE1 is activated, resulting in overload and cell swelling in astrocytes; this eliminates the corresponding BBB maintenance function of astrocytes, leading to BBB damage. Song et al. demonstrated that Wnt7a/7b expression was upregulated and the BBB was repaired, after knocking out the Nhel gene in the astrocytes of cerebral ischemic mice. Astrocytes with the NHE1 knockout can activate Wnt/ -catenin signaling, thereby exhibiting a protective role in cerebral ischemia. Furthermore, Song et al. demonstrated that the upregulation of Wnt7a/7b expression in astrocytes promotes Wnt/ -catenin signaling activation and facilitates BBB repair.

Wnt pathways during renal I/R injury

Renal I/R injury is an inevitable and serious complication following renal transplantation and the main factor that promotes acute kidney injury (AKI) and reduces long-term renal graft survival rates. In normal adult kidneys, the activity of Wnt/ -catenin signaling is relatively low. However, when the kidney undergoes damage, Wnt/ -catenin and Wnt/ signaling is promoted, which further damages the kidney via cell senescence, renal fibrosis, oxidative stress, apoptosis, and ferroptosis pathways, thereby causing AKI or chronic kidney disease (CKD). Overall, this process involves intercellular communication between the renal tubular epithelium and interstitial fibroblasts.
Apoptosis. In renal I/R, the activation of Wnt/ -catenin signaling pathway has been suggested to promote apoptosis, while others have suggested otherwise (Fig. 6a). Liu et al. used HK-2 cells to construct a mouse renal I/R injury in vitro model and demonstrated that the expression of Inc MEG3 in HK-2 cells was significantly upregulated following I/R injury. The combination of Inc MEG3 and miR-145-5p reduced miR-145-5p content, upregulated the expression of its downstream target RTKN, activated the Wnt/ -catenin pathway and its downstream effector Myc, promoted the expression of Inc MEG3, and aggravated renal injury. Alternatively, silencing Inc MEG3 in HK-2 cells with I/R stress inhibited Wnt/ -catenin signaling, Myc expression, mitophagy, and apoptosis, and alleviated renal tubular injury. However, other evidence indicated that after 1 day of renal I/R-induced AKI, the expression of -catenin in renal tubular cells was significantly upregulated, which reduced renal tubular cell apoptosis, thereby exerting a protective effect. In vitro experiments have confirmed that Wnt1 activates -catenin, promotes the phosphorylation of Akt and the expression of survivin, and inhibits the expression of Bax and p53, and therefore activates the anti-apoptotic mechanism and reduces AKI following renal I/R injury.
Taken together, the effects of activating Wnt/ -catenin signaling during renal I/R injury remain controversial, therefore further investigations are warranted. Nonetheless, we are more inclined to accept the findings of the study conducted by Zhou et al. Specifically, Liu et al. only evaluated the role of IncRNA MEG3 using cell experiments; the authors indicated that the Wnt signaling pathway might be only one downstream pathway and did not indicate that Wnt/ -catenin eventually leads to damage. In contrast, Zhou et al. used both in vitro and in vivo experiments to demonstrate the mechanism by which the Wnt/ -catenin pathway protects against early renal I/R injury.
Ferroptosis. The Wnt/ -catenin signaling pathway is associated with ferroptosis following renal I/R injury; however, the specific connection between these two mechanisms remains unclear. Ferroptosis aggravates AKI and delays graft function (DGF) following renal I/R injury. Utilizing LASSO analysis, Wei et al. determined that the emergency response gene activation transformation factor 3 (ATF3) was a high-risk gene for ferroptosis-associated DGF during renal I/R injury. ATF3 was reported to be highly expressed within the Wnt/ -catenin pathway and implicated in the regulation of chemokineassociated pathways. Overall, these results indicate that DGFassociated ferroptosis is linked to Wnt/ -catenin signaling; however, the precise mechanisms remain yet to be elucidated.
Oxidative stress. The activation of Wnt/ -catenin signaling during renal I/R promotes oxidative stress (Fig. 6b). This increase in oxidative stress and decrease in antioxidants may be the primary cause of subsequent renal injury. Studies have shown that inhibition of Wnt/ -catenin signaling can reduce the oxidative stress and inflammatory responses mediated by renal I/R injury.
As a non-coding RNA, miR-144-5p is involved in the regulation of gene expression after transcription. Xu et al. demonstrated that
Fig. 6 Wnt signaling pathway and targeted therapy during renal I/R injury. a Wnt signaling-mediated apoptosis during renal I/R injury. During the renal I/R phase, there is an upregulation of IncRNA MEG3, which leads to the activation of Wnt/ -catenin signaling. This activation, in turn, promotes mitophagy and induces apoptosis in renal cells. Wnt signaling-mediated oxidative stress during renal I/R injury. In the renal ischemic phase, there is a downregulation of miR-144-5p, which in turn activates the Wnt/ -catenin signaling pathway. This activation leads to increased oxidative stress and apoptosis in renal cells. Additionally, circ-AKT3 further contributes to the reduction of miR-144-5p expression, thereby exacerbating renal cell apoptosis. c Wnt signaling-mediated cell senescence and renal fibrosis apoptosis during renal I/R injury. During the phase of renal I/R, the Wnt/ -catenin signaling pathway is activated, leading to the promotion of renal cell apoptosis and the development of fibrosis. Additionally, the activation of Wnt/ signaling during this process contributes to chronic kidney injury. Note: The pink background represents the ischemic phase, while the cream background represents the reperfusion phase. LRP low-density lipoprotein receptor-related protein, ROR recombinant receptor tyrosine kinase like orphan receptor, RYK receptor tyrosine kinase, MDA malondialdehyde, SOD superoxide dismutase, CAT catalase, CaMKII calmodulin-dependent protein kinase II, AKI acute kidney injury, CKD chronic kidney disease
in hypoxic rat HK2 cells, miR-144-5p expression was downregulated, leading to activation of Wnt/ -catenin signaling. This activation resulted in increased expression of Bax and caspase 3, along with reduced expression, ultimately leading to cell injury and apoptosis. Circ-AKT3 has been shown to be an effective miR-144-5p sponge that can further reduce the expression of miR- following renal I/R injury in rats. Consequently, this miR- inhibition significantly increases the malondialdehyde and superoxide ion content, as well as reduced activity of superoxide dismutase (SOD) and catalase (CAT). Overall, this induces in oxidative stress, apoptosis, and the aggravation of renal injury. Therefore, circ-AKT3 causes apoptosis and aggravates renal injury by activating Wnt/ -catenin signaling and increasing oxidative stress.
Cell senescence and renal fibrosis. The Wnt/ -catenin signaling pathway is activated after renal injury and promotes senescence and renal fibrosis. Wnt/ signaling pathway activation also results in the promotion of cell senescence and renal fibrosis (Fig. 6c). Cell growth arrest, DNA double-strand structural damage, and the accumulation of senescenceassociated proteins are the main characteristics of cell senescence. The accumulation of senescence-associated proteins is predominantly mediated by p16INK4A-Rb and ARF-p53-p21 signaling.
The Wnt signaling pathway is an important participant in renal fibrosis that accelerates cell senescence, especially by regulating the DNA double-stranded structure and the balance between cellular senescence proteins and anti-aging proteins, which ultimately leads to renal fibrosis. With the aggravation of renal I/ R injury, sustained activation of Wnt/ -catenin signaling promotes the transcription of downstream fibrogenic genes, including SNAI1, TWIST, PAI1, and MMP7, which can induce renal fibrosis and accelerate the progression of AKI to CKD.
Luo et al. evaluated a CKD mouse model with unilateral I/R and established that Wnt9a levels increased slightly 1 day after severe I/R injury and significantly increased 3 days later. These Wnt9a levels were positively correlated with an increase in p16INK4A and үH2AX (a selective marker of DNA double-strand break) and a decrease in the anti-aging protein Klotho (a marker of renal tubular injury and CKD). Increased Wnt9a ligand expression activates Wnt/ -catenin signaling, which promotes the expression of downstream profibrogenic and transcriptional targets that exacerbate renal fibrosis.
In a kidney transplantation rat model, Toerne et al. observed glomerular disease, impaired tubulointerstitium and renal fibrosis in transplanted rat kidneys, similar to chronic allograft injury sites after human kidney transplantation. Sun et al. conducted a prospective multicenter controlled study and reported that allogeneic mesenchymal stem cells significantly reduced DGF, acute rejection, and prolong long-term survival in renal transplantation. Furthermore, with the progression of renal injury, the expression levels of canonical Wnt pathway-related genes Fn1, Cd44, Mmp7, and Nos2 were upregulated, and so were those of the Wnt pathway-related genes Prkcb1, Prkch, Nfact1_pred, and Nfact2. Additionally, the expression of CaMKII protein in monocyte infiltration increased, and the phosphorylation of this protein increased significantly with the development of fibrosis. The authors hypothesized that this morphological change was related to the activation of canonical Wnt signaling and non-canonical Wnt signaling in the transplanted kidney, contributing to chronic kidney injury following renal transplantation. However, the role of the Wnt/PCP pathway in cell senescence and renal fibrosis following renal transplantation is yet to be determined.

Wnt pathways during hepatic I/R injury

Hepatic I/R injury is a pathophysiological event that occurs following liver surgery or transplantation and profoundly affects
the prognosis of liver function. The degree of liver I/R injury is influenced by temperature, ischemic time, and range. The injury of liver cells caused by warm ischemia is more severe than that caused by cold ischemia, whereas the injury to liver sinusoidal ECs is the opposite. Under physiological conditions, the Wnt signaling pathway regulates hepatocyte functions such as proliferation, survival, metabolism, regeneration, liver homeostasis, and cell-cell adhesion. In general, the pathological process of hepatic I/R injury involves damage to sinusoidal ECs, liver cells, hepatic stellate, and other cells. The Wnt signaling pathway participates in the regulation of apoptosis, necrosis, inflammatory responses, oxidative stress, and proliferation during hepatic I/R injury.
Inflammation and apoptosis. During hepatic I/R injury, Wnt/ -catenin signaling is inhibited, aggravating inflammation and apoptosis, while the signaling pathway is activated and further promotes apoptosis (Fig. 7a). During hepatic I/R injury, sinusoidal ECs and hepatocytes release DAMPS, which trigger an inflammatory response. In hypoxia and H/R liver cells, both Wnt/ -catenin signaling and HIF1a signaling were inhibited, which synergistically aggravated liver oxidative stress and promoted apoptosis. Liu et al. determined that in the liver tissue of non-lethal hepatic I/R mice and H/R hepatocytes, downregulation of Wnt3a and -catenin expression, and inhibition of Wnt/ -catenin signaling aggravated liver apoptosis, necrosis, and the inflammatory response. Xie et al. established that miR1246 expression was significantly downregulated in I/R mouse liver tissues and H/R-treated LO2 cells. By targeting the negative regulation of GSK-3 , GSK-3 protein levels could be significantly upregulated, while -catenin expression downregulated, which inhibited the Wnt/ -catenin pathway and upregulated hepatocyte apoptosis.
The non-canonical Wnt/ signaling pathway is also involved in the regulation of apoptosis during hepatic I/R injury. Sakon et al. found elevated calpain activity in allograft biopsy specimens collected from patients with poor function after liver transplantation. This increase in calpain activity corresponded to a similar increase in concentration during liver I/R. Hu et al. demonstrated that activation of Wnt signaling promoted apoptosis in normal rat hepatocytes BRL-3A under conditions of hypoxia-reoxygenation. Additionally, in an I/R injury model of rat H9c2 cells, Zhou et al. found that upregulation of the Wnt5/ Frizzled-2 pathway in liver tissue led to increased activity and apoptosis.
Targeting the upstream elements of Wnt and its corresponding signaling pathway could alleviate hepatocyte inflammation and inhibit apoptosis following hepatic I/R (Fig. 7a). Terlipressin, a synthetic antidiuretic hormone analog, can improve the survival of patients with advanced cirrhosis. Terlipressin selectively binds to the V1 receptor in the human liver. Therefore, terlipressin treatment activates the Wnt/ -catenin/FoxO3a/AKT pathway by upregulating V1 receptor, which significantly improves I/R-induced hepatocyte apoptosis, necrosis, and inflammation, and ultimately protects the liver. Kohler et al. conducted a randomized, double-blind, placebo-controlled trial involving 150 patients who underwent selective large hepatectomy and determined that perioperative terlipressin did not affect the endpoint of liver-specific complications, but did significantly prevent postoperative liver function degradation. Similar findings were also observed by Hong. Alternatively, intravenous injection of human umbilical cord blood mesenchymal stem cellderived exosomes into the portal vein of hepatic I/R mice upregulated the expression of miR-1246 and activate the Wnt/ -catenin pathway by targeting and negatively regulating GSK- ; therefore, this treatment exerts anti-apoptotic effects and alleviates hepatic I/R injury. Agmatine (AGM) is an endogenous polyamine that confers a protective effect on injury in the
Fig. 7 Wnt signaling pathway and targeted therapy during hepatic I/R injury. a Wnt signaling-mediated inflammation and apoptosis during hepatic I/R injury. During hepatic I/R injury, the Wnt/ -catenin signaling pathway is suppressed, leading to the promotion of liver inflammation and apoptosis. Concurrently, Wnt/ signaling is activated, exacerbating cell apoptosis. b Wnt signaling-mediated oxidative stress during hepatic I/R injury. During hepatic I/R injury, the Wnt/ -catenin signaling is inhibited, resulting in the aggravation of oxidative stress. However, treatment with minocycline and losartan treatment can alleviate intracellular oxidative stress by activating the Wnt/ -catenin signaling pathway. c Wnt signaling-mediated cell proliferation during hepatic I/R injury. During hepatic I/R injury, the Wnt/ -catenin signaling is inhibited, leading to a decrease in the transcription of the downstream target gene AXIN2 and subsequent inhibition of cell proliferation. However, the activation of Wnt/ -catenin signaling through the use of Wnt agonists and ADMSCs-ex can promote cell proliferation in this context. Note: the cream background represents the reperfusion phase. LRP low-density lipoprotein receptor-related protein, ROR recombinant receptor tyrosine kinase like orphan receptor, RYK receptor tyrosine kinase, DKK-1 Dickkopf-1, HIF-1 hypoxia-inducible factor , ADMSC-ex adipose-derived mesenchymal stem cell exosomes
brain, kidney, heart, and other tissues and organs. Intraperitoneal injection of AGM has been observed to inhibit inflammation and apoptosis following hepatic I/R in mice via activation of the Wnt/ -catenin signaling pathway. Alternatively, transfection of Frizzled-2 siRNA into rat liver BRL-3A cells silenced Frizzled-2 gene expression; this reduced the intracellular concentration increase induced by , inhibited Wnt signaling, and ultimately reduced cytotoxicity and apoptosis.
Oxidative stress. The inhibition of the Wnt/ -catenin signaling pathway during hepatic I/R contributes to oxidative stress in hepatocytes (Fig. 7b). Dong et al. established that the postoperative transaminase levels, total incidence, and incidence of liver failure in 1,267 male patients undergoing hepatectomy were significantly higher than those in 508 female patients and concluded that males are more prone to I/R injury than females. , a mammalian sex determination gene, is significantly upregulated in hepatic I/R injury. Following hepatic I/R, upregulated SRY interacts with GSK- and -catenin, promotes the phosphorylation and degradation of -catenin, and inhibits Wnt/ -catenin signaling, which aggravates liver inflammation, oxidative stress, and cell necrosis. Furthermore, dysregulation of Wnt3a, -catenin, and HIF-1a, as well as antioxidant enzyme activities (Mn-SOD, -SOD, glutathione and CAT), synergistically promotes oxidative stress by inhibiting the Wnt/ -catenin and HIF-1 a signaling pathways in the liver during I/R injury.
Overall, these findings suggest that activation of the Wnt/ -catenin signaling pathway reduces oxidative stress following hepatic I/R (Fig. 7b). Administration of Mino, an antibiotic with anti-inflammatory, anti-apoptotic, and anti-oxidative properties, reduced DKK1 protein expression, increased -catenin protein expression, and activated the Wnt/ -catenin signaling pathway, thereby protecting the liver from I/R injury. Ang II, the main effector peptide of the renin-angiotensin system, can stimulate hepatic stellate cells and Kupffer cells to exacerbate oxidative stress. The activity of Ang II in the liver is primarily mediated by AT 1Rs (Ang II type I receptor). Similarly, losartan, an AT 1Rs antagonist, protects against I/R injury by upregulating Wnt/ -catenin and HIF-1a signaling, mitigating oxidative stress and safeguarding the liver.
Cell proliferation. Hepatic I/R inhibits hepatocyte proliferation and liver injury repair by dampening the Wnt/ -catenin signaling pathway (Fig. 7c). This signaling cascade plays a pivotal role in hepatocyte proliferation and liver regeneration. The downregulation of Wnt/ -catenin signaling during hepatic I/R curtails the transcription of downstream target gene Axin2, leading to a subsequent decline in hepatocyte proliferation and liver injury repair. Fortunately, the use of Wnt agonists can counteract this inhibition and promote the upregulation of the Wnt/ -catenin cascade, thereby stimulating hepatocyte proliferation and facilitating the repair of liver injury. Sun et al. demonstrated that liver regeneration mechanisms were exhibited in hepatocytes throughout the entire organ after partial hepatectomy, and the upregulation of Axin2 specifically contributed to this hepatocyte proliferation. Axin2 interacts with -catenin/CTNNB1, an intracellular scaffold protein, although the precise dependence of Axin2 upregulation on Wnt/ -catenin signaling post-partial hepatectomy remains nebulous. Nonetheless, following I/R combined with hepatectomy in rats, the downregulation of Wnt2, -catenin, and cyclin D1, as well as the inhibition of the Wnt/ -catenin pathway, hindered liver cell proliferation and regeneration.
Collectively, these findings underscore the significance of upregulating the Wnt/ -catenin signaling pathway to drive liver cell proliferation following hepatic I/R (Fig. 7c). Intraperitoneal injection of Wnt agonists in rats undergoing hepatic I/R can effectively elevate Wnt/ -catenin signaling, resulting in a
remarkable increase in hepatocyte proliferation while concurrently reducing apoptosis and necrosis. Additionally, intravenous injection of ADMSC-ex into hepatic I/R rats can activate the Wnt/ -catenin signaling pathway, upregulate the expression of the regeneration-related factors such as Cyclin D1 and VEGF, and foster the proliferation and regeneration of liver cells.

CROSSTALK BETWEEN WNT SIGNALING AND OTHER I/RASSOCIATED PATHWAYS

Notch signaling
The Notch signaling pathway, a highly evolutionarily conserved pathway involved in embryonic development and tissue injury repair, is an important pathway in the development and prognosis of organ I/R. The crosstalk between the Notch and Wnt signaling pathways contributes to various cellular processes, including cell proliferation, apoptosis, fibrosis, tumorigenesis, and metastasis. Studies on cardiac and cerebral I/R have revealed that the interaction between the Notch and Wnt signaling pathways coordinates the regulation of pathological processes such as apoptosis and inflammatory responses. However, whether such crosstalk occurs during liver or kidney I/R remains to be investigated.
The Notch signaling pathway is composed of both canonical and non-canonical pathways. The canonical Notch pathway consists of five Notch ligands, namely jagged1, jagged2, and Delta-like1-4, and four receptors, namely Notch1-4. The canonical Notch signaling pathway is activated when Notch ligands bind to Notch receptors, which then release corresponding intracellular domains; these intracellular domains then translocate to the nucleus and bind to the transcription factor cardiolipin synthetic lecithin (CSL), which induces the transcription of downstream target genes. Meanwhile, the non-canonical Notch pathway is independent of CSL and instead regulates the transcription of target genes by synergizing with multiple signaling pathways.
During myocardial ischemia and I/R injury, the Notch signaling pathway undergoes activation. This activation contributes to the reduction of cardiomyocyte death, the decrease in infarct volume, and the improvement of cardiac function. Zebrafish have the remarkable ability to completely regenerate damaged myocardium by enabling the proliferation of preserved cardiomyocytes. In a study using zebrafish model of endocardial injury, Zhao et al. discovered that the activated Notch signaling could inhibit Wnt signaling in the injured heart. Additionally, the authors observed that injecting the Wnt inhibitor IWR-1-endo into a Notch-deficient zebrafish heart model could partially restore the corresponding proliferation of cardiomyocytes (Fig. 8a). As a result, the authors proposed an antagonistic relationship between Notch signaling and Wnt signaling during cardiac repair. Similarly, during cerebral ischemia and I/R, the Notch signaling is activated. The activation of Notch1 signaling promotes the proliferation of neural stem cells and inhibits apoptosis, while activation of the Notch3 signaling pathway facilitates vascular EC differentiation. This leads to improved vascular adaptation to hypoxic-ischemic conditions and subsequently reduces neural injury. However, Notch signaling has also been reported to exhibit neurotoxic effects during ischemic stroke, which includes inducing apoptosis, activating microglia, and promoting inflammatory cell infiltration. In the neonatal rat cerebral ischemia model, the Notch signaling pathway was activated while the Wnt/ -catenin pathway was inhibited, and these two signals synergistically promoted apoptosis through crosstalk involving GSK-3 (Fig. 8a).
These findings suggest intermediate molecules in both the Wnt and Notch signaling pathways as potential targets for the effective treatment of organ I/R injury. Treatment with the GSK- inhibitor TWS119 showed simultaneous effects of upregulating the Wnt/ -catenin signaling pathway and inhibiting the Notch signaling

pathway. This dual modulation results in synaptic proteins and reduced apoptosis in neonatal rats with cerebral ischemia. In a rat model of brain I/R injury, treatment with the traditional Chinese medicine (TCM) L-Borneolum during the recovery period
inhibited the Wnt3a/ -catenin and Notch-1 signaling pathways. This treatment approach effectively increased cerebral blood flow, promoted the differentiation of astrocytes into neurons in the striatum region, and alleviated cerebral infarction and brain
Fig. 8 Interplay of Wnt, Notch, and PI3K/Akt signaling pathways during I/R Injury: Insights from Crosstalk Mechanisms. a Crosstalk between Wnt and Notch signaling pathway during I/R injury. During zebrafish myocardial I/R injury, the activated Notch signaling inhibites the Wnt signaling transduction and restored the proliferation ability of certain cardiomyocytes. In the process of cerebral ischemia phase, Wnt/ -catenin signaling is inhibited while Notch signaling is activated. These two signals crosstalk through GSK- to promote apoptosis. Additionally, the signaling pathway is concurrently upregulated, which crosstalks with Notch signaling to enhance the Notch signaling activity. b Crosstalk between Wnt and PI3K/Akt signaling pathway during I/R injury. During myocardial I/R injury, both PI3K/Akt and Wnt/ -catenin signaling pathways are downregulated. This downregulation inhibits the crosstalk between these pathways, ultimately resulting in cardiomyocyte apoptosis and left ventricular dysfunction. Similarly, during cerebral I/R injury, both PI3K/Akt and Wnt/ -catenin signal pathways are downregulated. In this context, these pathways crosstalk through GSK- to promote cell apoptosis, thereby contributing to the pathophysiology of cerebral I/R injury. During hepatic I/R injury, the expression of antidiuretic hormone receptor 1 (V1R) in hepatocytes is upregulated. This upregulation plays a protective role by activating Wnt/ -catenin/FoxO3a/Akt pathway, and then conceals apoptosis induced by FoxO3a activation. c Crosstalk between Wnt and HIF-1 signaling pathway during ischemia or I/R injury. In the context of cerebral ischemia and hypoxia, the increased activity of the HIF- signaling pathway plays a role in enhancing the proliferation and neuronal differentiation of neural stem cells by activating the Wnt/ -catenin signaling pathway. During the early stages of the pathological process, HIF disrupts TJ proteins, which subsequently leads to an elevated permeability of the BBB. As the pathological process progresses to the later stages, HIF- promotes angiogenesis. In the model AKI induced by H/R, the activation of Wnt/ -catenin signaling pathway has been shown to enhance the protective effect of HIF, Simultaneously, HIF increases the expression of -catenin and its downstream target genes. This interaction and crosstalk between HIF and Wnt/ -catenin signaling pathway contribute to early renal repair after AKI. In context of hepatic hypoxia or has the ability to competitively bind to -catenin, leading to enhanced HIF- signaling transduction. This interaction serves to reduce apoptosis and promote cell survival in hepatic cells. LRP low-density lipoprotein receptor-related protein, ROR recombinant receptor tyrosine kinase like orphan receptor, RYK receptor tyrosine kinase, CaMKII calmodulin-dependent protein kinase II, PI3K/Akt phosphoinositide-3 kinase/protein kinase B, BBB blood-brain barrier, TJ protein tight junction protein, AKI acute kidney injury, I/R ischemia-reperfusion, V1R antidiuretic hormone receptor 1, NSC neural stem cells
atrophy. Additionally, in a brain microvascular endothelial cell injury model induced by OGD/R, treatment with Zhongfenggao activated the Notch and Wnt signaling pathways. This activation resulted in a significant increase in VEGF expression and promoted angiogenesis. Based on these findings, the authors proposed that Zhongfenggao holds potential as a therapeutic candidate for the treatment of brain I/R injury.
PI3K/Akt signaling
The PI3K/Akt signaling pathway, named after its key components, phosphatidylinositol 3-kinase (PI3K) and AKT (also known as protein kinase ), plays a crucial role in regulating cell proliferation, survival, and apoptotic processes. Crosstalk between the PI3K/Akt and Wnt signaling pathways influences osteoblast proliferation, differentiation, and cancer development. The PI3K/Akt/Wnt signaling crosstalk has been identified as a critical pathological process in I/R injury of the heart, brain, and liver, impacting apoptosis and angiogenesis. However, our current understanding regarding PI3K/Akt/Wnt crosstalk in renal I/R remains limited.
PI3K has three isoforms, namely types I-III. PI3K activation induces the conversion of phosphatidylinositol 3,4-bisphosphate to phosphatidylinositol 3,4,5-trisphosphate. Phosphatidylinositol 3,4,5-trisphosphate is a secondary messenger that promotes the translocation of the downstream protein AKT to the cell membrane. AKT is a serine/threonine protein kinase, with several isoforms: AKT1, AKT2, and AKT3. AKT phosphorylation activation results in the translocation of AKT from the cell membrane to the cytoplasm or nucleus to allow further regulation of downstream targets such as mTOR, NF-KB, and Bad.
In a porcine model of chronic myocardial I/R, the inhibition of calpain activity resulted in the upregulation of both PI3K and Wnt/ -catenin pathways. As a result, there was an increase in blood vessel density observed in both the ischemic and non-ischemic myocardial tissue. Ultimately, this enhanced vascularization contributed to the survival of cardiomyocytes. In H/R-treated rat cardiomyocytes, overexpression of Akt1 and Wnt11 reduced cardiomyocyte apoptosis. However, this protective effect could be blocked by neutralizing antibodies against Wnt11 or inhibitors of Akt1 (Fig. 8b).
This suggests that the synergistic mechanism of these two signaling pathways also plays a role in I/R injury of the brain and liver (Fig. 8b). The PI3K/Akt pathway acts as an inherent protective mechanism by enhancing Bcl-2 expression, which in turn exerts an
anti-apoptotic effect. The interaction between PI3K/Akt and Wnt/ -catenin signaling occurs through GSK- . Activation of PI3K/Akt signaling pathway leads to phosphorylation and inactivation of GSK- , subsequently activating Wnt/ -catenin signaling and exerting a protective effect against cerebral I/R injury (Fig. 8b). FoxO3a is in the downstream of the PI3K/AKT pathway. Liu et al. conducted a study using a mouse model of hepatic I/R and found that activating the Wnt/ -catenin and Akt pathway had a mitigating effect on liver injury resulting from oxidative stress following hepatic I/R. Additionally, they observed that this activation effectively masked apoptotic events induced by elevated FoxO3a level. These findings highlight the potential of the Wnt/ -catenin and Akt pathway in protecting against liver damage and suppressing apoptotic processes in the context of hepatic I/R.
As the PI3K/AKT/GSK-3 signaling pathway is positioned upstream of Wnt/ -catenin signaling; therapeutics that activate PI3K/AKT/GSK-3 , such as dexmedetomidine or eugenol, have the potential to simultaneously activate Wnt/ -catenin signaling. Therefore, these therapeutic agents are promising strategies for treating organ I/R injury. For instance, in a cerebral ischemia rat model, the administration of dexmedetomidine increased neuronal survival and reduced cerebral infarct size. Similarly, treatment with XQ-1H demonstrated the ability to promote angiogenesis and to restore neurological function following ischemic stroke. Lastly, when administered orally for 30 days, Phyllanthus emblica mitigated myocardial damage resulting from I/R in rats undergoing cardiac I/R surgery.
HIF-1a signaling
The hypoxia-inducible factor-1a (HIF-1a) signaling pathway is responsible for conferring adaptation to hypoxic conditions and plays a crucial role in angiogenesis, oxidative stress, and cell metabolism under hypoxic conditions. Notably, there is a significant crosstalk between the HIF-1a and Wnt signaling pathways, which jointly regulate processes such as osteogenesis, angiogenesis, and the development and migration of various cancers. Recent studies have elucidated the involvement of the HIF-1a and Wnt signaling pathway crosstalk in the regulation in regulation of cell proliferation differentiation, BBB permeability, and apoptosis during I/R injury affecting the brain, liver, kidney, and other organs.
HIF-1 is a member of the HIF family and consists of the HIF-1a and HIF-1 subunits. HIF-1 is an oxygen-dependent protein that
exhibits a short half-life under high oxygen conditions and is rapidly degraded by proteasomes. It is, however, stable under hypoxic conditions; under such conditions, HIF-1 translocates to the nucleus, co-polymerizes with HIF-1 to form a heterodimer, and binds to hypoxic response elements to promote the expression of the downstream transcription factors VEGF and glucose transporter-1.
Research has shown that under conditions of cerebral ischemia and hypoxia, the HIF-1a signaling pathway is activated. The upregulated HIF-1a signaling pathway can induce the activation of the Wnt/ -catenin signaling pathway, promoting the proliferation of neural stem cells and neuronal differentiation (Fig. 8c). It can also disrupt TJ proteins, leading to increased permeability of the BBB and upregulation of the target gene VEGF, thereby exacerbating vascular leakage. Based on the dual role of VEGF, the elevation of VEGF promotes angiogenesis during the late stage of ischemia and hypoxia (Fig. 8c). In contrast, a study on cerebral ischemia revealed that the HIF-1a/VEGF signaling pathway was downregulated during the treatment period; this suppression, in turn, activated the Wnt/ -catenin signaling pathway, thereby improving brain microenvironment in rats with MCAO. The conflicting outcomes of these findings can be attributed to the intricate interplay and complexity of mechanisms between these signaling pathways.
Similarly, the crosstalk between the HIF-1a and Wnt/ -catenin signaling pathways in liver I/R injury synergistically reduces oxidative stress following hepatic (Fig. 8c). After hepatic ischemia or reperfusion, the expression level of -catenin regulates the activity of the HIF-1a signal, and the lack of -catenin leads to the inhibition of HIF-1a signal transduction after hepatocyte hypoxia. Under hypoxia or H/R conditions, HIF-1a can competitively inhibit the interaction between TCF4 and -catenin, which enhances HIF-1a signal transduction, reduces apoptosis, and promotes cell survival. Furthermore, Crosstalk between HIF and Wnt/ -catenin signaling pathway has also been reported in renal I/R. Xu et al. demonstrated that in a cellular model of H/R injury, activated Wnt/ -catenin and HIF signaling pathways promoted each other and enhanced the expression of downstream target genes of Wnt/ -catenin signaling pathway, synergistically promoted early renal repair following AKI (Fig. 8c).
Collective evidence suggests that that the crosstalk between the HIF-1a and Wnt/ -catenin signaling pathways plays a crucial role in mitigating organ damage caused by organ I/R injury. This beneficial effect has been observed in various organs, including the brain, kidneys, and liver. In a hypoxic environment, peroxynitrite production activates HIF-1, which is associated with the Wnt/ -catenin signaling pathway, leading to the promotion of neural stem cell proliferation, self-renewal, and neuronal differentiation. Moreover, HIF activation promotes cell proliferation and inhibits apoptosis in renal IR-induced AKI, and these effects can be reversed by treatment with the -catenin inhibitor IWR-1endo, indicating interaction between HIF and the Wnt/ -catenin signaling pathway in providing renal protection. Additionally, the angiotensin II type 1 receptor antagonist losartan enhances HIF-1a and Wnt/ -catenin signaling, thereby alleviating liver I/R damage by restoring HIF-1a and -catenin content. These findings highlight the therapeutic potential of modulating the crosstalk between HIF-1a and Wnt/ -catenin signaling pathways as a strategy to protect organs from I/R injury and promote their recovery.

TGF- signaling

The TGF- signaling pathway, comprising both Smad-dependent and Smad-independent pathways, plays a crucial regulatory role in early embryonic development as well as in disease states such as fibrosis and cancer. Notably, crosstalk has been observed between the TGF- and Wnt signaling pathways, where Smad3
forms a complex with -catenin, inhibiting its degradation and facilitating its nuclear translocation, thus activating the Wnt/ -catenin signaling pathway. This crosstalk has been implicated in heart, brain, liver, and kidney I/R injury, contributing to pathological processes such as apoptosis and fibrosis.
T R-I-III are the three types of TGF- receptors. Smad family proteins are downstream of the TGF- signaling pathway, and include receptor-regulated Smads, common pathway Smads, and inhibitory Smads. In the Smad-dependent pathway, the binding of TGF- to its receptors leads to phosphorylation of receptorregulated Smads. Phosphorylated R-mads then forms complexes with Co-Smads and translocates to the nucleus to further regulate the transcription of downstream target genes. Alternatively, the Smad-independent pathway utilizes TGF- to activate a variety of downstream cascades, such as mitogen-activated protein kinase (MAPK), PI3K/AKT, Rho-like, and JNK signaling pathways, but not Smad signaling.
TGF- can directly activate the Wnt/ -catenin signaling, while the Wnt/ -catenin signaling pathway helps to stabilize the TGF- / Smad signaling. Therefore, these two pathways work synergistically to facilitate their respective functions. Following MI, the crosstalk between the TGF- and Wnt/ -catenin signaling pathways promotes the progression of myocardial fibrosis (Fig. 9a).
Similarly, in cases of cerebral ischemia and I/R, activation of TGF signaling leads to the activation of Wnt signaling. The combined action of the TGF- Smad and Wnt -catenin signaling pathways helps to decrease cortical neuron apoptosis resulting from cerebral ischemia, thus reducing brain injury (Fig. 9a). In case of renal I/R injury, the Wnt/ -catenin/TGF- signaling crosstalk promotes renal fibrosis (Fig. 9a). Chen et al. demonstrated that inhibition of Wnt/ -catenin signaling, TGF- signaling, and the interaction between these signaling pathways reduced renal fibrosis in renal I/R model in rats. EMT of renal tubular epithelial cells is an important mechanism underlying renal fibrosis. As a major participant in the EMT process, the TGF- signaling pathway is activated after renal I/R, and the crosstalk with the Wnt/ -catenin signaling pathway exacerbates this fibrotic process.
The fibrotic effects of TGF- rely on the binding of -catenin and Smad3 in the nucleus. -catenin can act as a transcriptional co-factor for Smad3, activating the transcription of downstream target genes and promoting EMT. Additionally, TGF- can activate the Wnt/ -catenin signaling pathway by inhibiting DKK1 expression, a negative regulator of Wnt signaling. In pathological conditions such as CKD, increased levels of Wnt9a lead to renal tubular cell senescence and the initiation of TGF- production. TGF- promotes the proliferation of mesenchymal fibroblasts and their transformation into myofibroblasts, while also inducing activated fibroblasts to produce Wnt9a, thus establishing an intercellular communication loop through different signaling pathways that perpetuates renal fibrosis. The interplay between Wnt and TGF- signaling pathways has been established in liver fibrosis, but as for its relevance to liver I/R in terms of TGF- -related treatment approaches, Zhang et al. observed an upregulation of Wnt3a, -catenin, VEGF, and Cyclin D1, as well as a downregulation of GSK-3 and caspase 3 in a rat model of MCAO following isoflurane injection. This was accompanied by a reduction in infarct size and neuronal apoptosis. Treatment with TGF- inhibitor LY2157299 before inducing MCAO significantly reduced -catenin expression in a rat model. Conversely, the Wnt inhibitor DKK-1 did not impact the expression levels of TGF- and Smad3. These findings suggest that the TGF- Smad3 signaling pathway may have a protective effect by promoting -catenin expression and reducing apoptosis. Treatment with Melatonin and Poria acid A may protect the kidneys by inhibiting Smad3 phosphorylation, interfering with -catenin signaling transduction, suppressing downstream fibrotic targets of the -catenin pathway, disrupting the interaction between Smad3 and -catenin, and counteracting the pro-
22





fibrotic effects resulting from the crosstalk between TGF- Smad and Wnt/ -catenin signaling pathways in the transition from AKI to CKD. These findings offer promising therapeutic approaches for attenuating kidney fibrosis.
NF- signaling
NF-кB was initially established as an important transcription factor in the induction of various immune and inflammatory responses.
Fig. 9 Interplay between Wnt, TGF- , NF- B, Hippo-YAP, BMP, NMDAR-Ca -ActA, TLR4/TRIF and HGF/c-Met signaling pathways during ischemia or I/R injury. a Crosstalk between Wnt and TGF- signaling pathway during ischemia injury. After myocardial ischemia, there is an increased expression of TGF- , which subsequently activates the Wnt/ -catenin signaling pathway. These two pathways work synergistically to promote the process of myocardial fibrosis. During cerebral ischemia and I/R injury, the TGF- Smad signaling pathway is activated and collaborates with the Wnt/ -catenin signaling pathway to reduce the apoptosis in cortical neuronal caused by cerebral ischemia. Similarly, in renal I/R injury, the TGF- signaling pathway is activated and interacts with the Wnt/ -catenin signaling pathway, contributing to the progression of fibrosis. During this process, -catenin functions as a transcription cofactor of Smad3, promoting the transcription of downstream target genes and facilitating EMT. b Crosstalk between Wnt and NF- В signaling pathway during ischemia or I/R injury. During myocardial ischemia, the upregulated Wnt/ -catenin signaling pathway facilitates the activation of NF- B signaling pathway by promoting nuclear translocation of p65, this activation induces the migration of cardiac fibroblasts. Additionally, the activated Wnt/ -catenin signaling promotes the degradation of phosphorylated mediated through , subsequently promoting the nuclear translocation of , leading to myocardial fibrosis and apoptosis. In contrast, In the process of liver I/R injury, the Wnt/ -catenin signaling pathway is inhibited, while NF- signaling pathway is activated. The transcription of NF- is positively regulated by GSK- , which promoted inflammation. the Wnt -catenin signaling pathway is inhibited, while the signaling pathway is activated. The nuclear translocation of is positively regulated by GSK-3 , thereby promoting inflammation. c Crosstalk between Wnt and Hippo-YAP signaling pathway during I/R injury. Following myocardial I/R injury, the Wnt/ -catenin signaling is downregulated, leading to the inhibition of YAP1 transcription. Consequently, the activity of the Hippo-YAP signaling pathway is suppressed. This cooperative effect between the two signaling pathways contributes to the promotion of myocardial hypertrophy. d Crosstalk between Wnt and BMP signaling pathway during ischemia injury. During cerebral hypoxia, there is an upregulation in the expression of BMP4, while the Wnt/ -catenin signaling is inhibited. Inhibition of Wnt/ -catenin downregulates BMP2 protein expression; thus, the suppressed Wnt/ -catenin signaling and BMP signaling synergistically inhibit the differentiation of neural stem cells into neurons and oligodendrocytes, thereby aggravating cerebral ischemic injury. e Crosstalk between Wnt and NMDAR-Ca -ActA signaling pathway during I/R injury. During cerebral ischemia, ActA expression is upregulated, which leads to the influx during synaptic transmission and can also activate the Wnt/ -catenin signaling pathway, synergistically regulating synaptic plasticity. However, influx mediated by NMDAR activation can also trigger the activation of calpain. This activation of calpain subsequently induces cleavage of -catenin, resulting in a decrease in synaptic stability. Crosstalk between Wnt and TLR4/TRIF signaling pathway during I/R injury. During hepatic I/R injury, upregulated WISP1 expression activates the TLR4/TRIF signaling pathway, promoting liver injury. g Crosstalk between Wnt and HGF/c-Met signaling pathway during I/R injury. During renal I/R injury, activated HGF promotes the phosphorylation of LRP5/6 and plays an anti-apoptotic effect by activating the Wnt/ -catenin signaling pathway. AKI induces an elevation in Wnt protein levels within renal tubular epithelial cells, consequently activating the Wnt/ -catenin signaling pathway. The activated Wnt/ -catenin signaling inhibits the secretion of HGF and HGF/c-Met in renal interstitial fibroblasts. Through this coordinated regulation, both the Wnt/ -catenin signaling pathway and the HGF/c-Met signaling pathway play a role in the modulation of apoptosis processes in the context of AKI. LRP low-density lipoprotein receptorrelated protein, TGF- transforming growth factor- , NF-кВ nuclear factor-кВ, YAP Yes-associated protein, TLR Toll-like receptor, HGF/c-Met hepatocyte growth factor receptor/mesenchymal-epithelial transition factor, BMP bone morphogenetic protein, NMDAR N-Methyl-DAspartate Receptor, ActA Activin A; I/R ischemia-reperfusion
Nonetheless, the interplay between Wnt and NF-кВ signaling pathways has attracted attention due to its regulatory role in inflammation-associated events such as cell proliferation, apoptosis, tumor differentiation, and migration. Moreover, the NF-кВ pathway is intricately linked to the progression and prognosis of organ I/R injury. Recent studies have shed light on the crosstalk between Wnt and NF-кВ signaling in processes like apoptosis, inflammation, oxidative stress, and fibrosis following ischemic heart injury and liver I/R injury.
The NF-KB family comprises five protein monomers, including p65/RelA, RelB, cRel, p50, and p52, which form homodimers or heterodimers that bind DNA. NF-KB signaling is regulated by two pathways: (1) the NEMO-dependent canonical pathway, where NF acts as a critical modulator of NEMO, and (2) the NEMOindependent non-canonical pathway. In the canonical pathway, inflammatory cytokines, pathogen-associated molecular patterns, or antigen/antibody stimulation trigger IKK phosphorylation, which activates a specific serine on the N-terminus of protein, thereby causing ubiquitination and subsequent proteasomal degradation of Following the release of , the NF-кB subunit undergoes various post-translational modifications that enable it to bind to specific sites on DNA. The noncanonical pathway, on the other hand, relies on NF-кВ-inducingkinase and IKKa for its activation.
Serum Wnt2 and Wnt4 are elevated in patients with acute ischemia. The upregulation of these Wnt ligands activates Wnt/ -catenin signaling, resulting in p65 nuclear translocation, NF-кВ signaling activation, fibroblast migration, and ultimately myocardial fibrosis. In the inflammatory heart tissue of patients with AMI and obese rats, increased expression of -catenin induced NFкВ activation and nuclear localization, resulting in myocardial fibrosis and apoptosis (Fig. 9b). The intermediate protein -transducing repeat-containing protein ( TrCP) plays a crucial role in the crosstalk mechanism between Wnt/ -catenin and NF-
кВ pathway . In MI, the activation of Wnt/ -catenin signaling promotes NF-кB nuclear translocation through TrCP-mediated degradation of phosphorylated However, there may be antagonism between the Wnt/ -catenin and NF-кВ signaling pathways during liver I/R (Fig. 9b).
The Wnt -catenin signaling pathway associated with liver regeneration is inhibited during liver I/R injury, whereas inflammation-associated NF-кB signaling is activated. However, the crosstalk mechanism between these two pathways during liver I/R injury requires further exploration. is positively regulated by GSK- at the transcriptional level, while GSK- acts as a negative regulator of the Wnt/ -catenin signaling pathway, potentially explaining this antagonistic relationship.
Based on the crosstalk mechanism of Wnt and NF-кВ signaling, Wnt signaling pathway inhibitors, such as Huoxin pill, may simultaneously inhibit NF-кB signaling to alleviate MI. A similar approach utilizing the Wnt inhibitor DKK1 has been explored in breast cancer treatment to inhibit Wnt/Ca -CaMKII-NF-кB signaling crosstalk. In mesenteric I/R-induced liver injury, Mangiferin has been shown to regulate oxidative stress, inflammation, and apoptosis through the Wnt/ -catenin/NF-кВ signaling pathway, which involves upregulation of -catenin and downregulation of NF-кB. Vitamin D deficiency is a risk factor and potential therapeutic target for AKI, caused by pathological mechanisms such as renal I/R injury. In a rat model of renal I/R injury, combination therapy with pioglitazone and vitamin exerted an anti-inflammatory effect by inhibiting the NF-кВ signaling pathway. Moreover, vitamin D has been shown to activate the Wnt -catenin signaling pathway during the early stage of renal I/R and mitigate excessive Wnt4/ -catenin signaling in the later stage to induce renal fibrosis. However, the precise molecular mechanism of this targeted crosstalk is not yet fully understood. Another approach involves the administration of exosomes derived from fatty mesenchymal stem cells, which inhibit NF-кВ
phosphorylation while activating the Wnt2/ -catenin signaling pathway. This intervention has shown promise in reversing the inflammation and pyroptosis caused by hepatic I/R injury, and promoting liver regeneration in hepatic I/R injury.

Hippo-YAP signaling

The Hippo-YAP signaling pathway, involved in heart development and disease, engages in bidirectional crosstalk with the Wnt signaling pathway, jointly regulating myocardial development and injury under physiological and stress conditions. The HippoYAP signaling pathway is an important factor of I/R injury in the heart, brain, kidney, liver, and other organs.
This signaling pathway governs essential processes such as cell proliferation, inflammation, and BBB function following I/R injury. Recently, crosstalk between the Hippo-YAP and Wnt signaling pathways has been reported in myocardial I/R injury, in which this crosstalk mechanism regulates myocardial hypertrophy, fibrosis, and inflammation. However, crosstalk between these two pathways has rarely been reported in other organ I/R injuries.
The mammalian Hippo-YAP signaling pathway constitutes a kinase cascade involving core components such as mammalian Ste20-like kinases 1/2, Salvador, large tumor suppressor homolog 1/2, and scaffolding protein MOB domain kinase activator 1A/ B. The transcription coactivators YAP and PDZ binding motif (TAZ) serve as pivotal downstream effectors of this pathway. Hippo signaling lacks specialized receptors or extracellular ligands upstream and relies on other signaling pathways to regulate its activation. Nonetheless, upon activation, the Hippo-YAP signaling pathway inhibits downstream YAP nuclear translocation and transcriptional activity, leading to YAP degradation.
After myocardial I/R injury, the activation of Wnt/ -catenin signaling can promote YAP1 transcription, thereby inhibiting Hippo-YAP signaling and subsequently suppressing cell hypertrophy induced by myocardial I/R injury (Fig. 9c). In addition, inhibition of the Hippo-YAP signaling pathway can also attenuate myocardial fibrosis, initiating heart regeneration and restoration of MI-induced heart damage. In post-MI neonatal hearts, YAP activates the non-canonical Wnt signaling pathway in cardiomyocytes via the downstream target gene Wls, and inhibits the expression of NFAT, Col1a1, Postn, and Fn1, thereby suppressing cardiac fibroblast proliferation, collagen formation, and the inflammatory response. Additionally, YAP/TAZ participates in the composition of destruction complexes within the canonical Wnt signaling pathway, modulating the accumulation or degradation of -catenin in response to Wnt signaling activation or inhibition, respectively. Overall, this provides insight into the mechanism underlying Wnt/Hippo-YAP signal crosstalk.
Targeting the crosstalk between the Hippo/YAP and Wnt/ -catenin signaling pathways is a potential therapeutic approach for myocardial and cerebral I/R injury. For instance, exogenous melatonin has been shown to regulate the expression of miR-143 , activating downstream target genes Yap and Ctnnd1. Upregulated Ctnnd1 may activate the Wnt/ -catenin signaling pathway, promoting the formation of -catenin and Yap complexes and enhancing cardiomyocytes proliferation postMI. Further, crosstalk between YAP and the non-canonical Wnt signaling pathway (Wnt/ROR1/2) can delay the process of cardiac fibrosis during MI. Amani et al. designed and synthesized anti-transferrin receptor monoclonal antibody (OX26)-polyethylene glycolated selenium nanoparticles that promoted Wnt3a/ -catenin activation. When combined with YAP1, the nanoparticles can enhance FoxO1 expression, and provide neuroprotection against oxidative stress, promoting neuronal survival after stroke.

BMP signaling

BMP, a member of the TGF- family, is a crucial player in embryonic development and interacts with the Wnt
signaling pathway. In brain I/R, the crosstalk between BMP and Wnt signaling regulates neurogenesis and neuronal differentiation, which is an essential process for brain injury repair. However, crosstalk between these two pathways remains unexplored in other organs.
The BMP signaling pathway can be categorized into either canonical or non-canonical pathways. In mammals, this pathway comprises over 20 ligands, 4 type I receptors, and 3 type II receptors. In the canonical pathway, BMP type II receptors bind to ligands and phosphorylate type I receptors. Phosphorylated type I receptors recruit and phosphorylate Smad1/5/8 receptors, which bind Smad4 to form complexes that translocate to the nucleus to regulate the expression of multiple downstream target genes. In the non-canonical pathway, type I receptors activate the downstream MAPK pathway, resulting in the translocation and phosphorylation of MAPK signaling proteins (p38, ERK1/2, and JNK). This phosphorylation triggers the activation of ATF2, c-JUN, and c-FOS, which controls the transcription of downstream target genes.
The Wnt signaling pathway can promote neurogenesis and induce BMP production in differentiated neurons, facilitating astrocyte differentiation and inhibiting oligodendrocyte differentiation. BMP2, in conjunction with Wnt1 or Wnt3, helps to maintain the undifferentiated state of mouse trunk neural crest cells and promotes the formation of neural crest-derived stem cells. Neural crest cells in an undifferentiated state possess pluripotent capabilities and can differentiate into neurons, glial cells, or smooth muscle cells. Changes in the BMP signaling pathway have been observed in hypoxic-ischemic brain damage, with upregulated BMP4 signaling in perinatal hypoxic brains and neuroprotective effects of BMP7 following cerebral ischemic injury. In a rat model of hypoxic-ischemic encephalopathy, Wnt signaling promoted the differentiation of neural stem cells into neurons and oligodendrocytes by upregulating BMP2 protein expression, aiding in the repair of cerebral ischemic injury. However, activation of the Wnt/ -catenin signaling pathway can downregulate BMP4 expression, promoting striatal neurogenesis during cerebral ischemic injury. These findings suggest synergistic and antagonistic effects between the Wnt/ -catenin and BMP signaling pathways during cerebral ischemia or reperfusion (Fig. 9d).
Endoglin, a co-receptor of the TGF- family, is indispensable during early hematopoiesis and can regulate BMP/Smad1 and Wnt/ -catenin signaling pathways and target Jdp2 to promote the integration of hematopoietic and cardiac progenitor cells in the heart and hematopoietic myeloid system. Furthermore, inhibition of GSK-3 by MLT and T63 activates the BMP/ Smad and Wnt/ -catenin signaling pathways, initiating osteogenesis.

NMDAR- -ActA signaling

NMDAR is an important ion channel for excitatory synaptic transmission, and ActA regulates synaptic plasticity through NMDAR phosphorylation activation and influx. Recent studies have highlighted the interplay between the NMDAR- ActA and Wnt/ -catenin signaling pathways in regulating synaptic plasticity during cerebral ischemia.
NMDAR containing the GluN2A subunit exhibits a neuroprotective effect, while GluN2B-containing NMDAR induces excitatory neurotoxicity following ischemic I/R injury, contributing to intracellular calcium overload. In a rat model of chronic cerebral ischemia, the NMDAR- -ActA and Wnt/ -catenin signaling pathways exhibited crosstalk (Fig. 9e). Furthermore, NMDAR activation-mediated calcium influx can trigger calpain activation. Activated calpain then cleaves -catenin, allowing the resulting fragmented -catenin to evade-degradation mediated by damaged complex and translocate into the nucleus to promote downstream TCF gene transcription.
However, this cleaved -catenin cannot bind to cadherin, resulting in decreased synaptic stability. In summary, the activation of the Wnt/ -catenin signaling pathway by the NMDAR- -ActA signaling pathway influences synaptic transmission in two aspects, its beneficial effects on cerebral I/R remains to be determined.
Previous research has targeted NMDAR as a key receptor for the treatment of cerebral I/R injury in animal models. Enhancing neuronal NMDAR activity exerts a neuroprotective effect on cerebral ischemia, reducing the content of bound NMDAR and preserving the physiological function of free NMDAR. Consequently, NMDAR treatment can reduce the infarct volume of ischemic I/R injury. Taken together, the crosstalk between NMDAR- -ActA and Wnt/ -catenin pathways presents a promising therapeutic approach for I/R injury.

TLR4/TRIF signaling

The TLR family plays an integral role in the human immune system, and its pathway has been implicated in the progression of organ I/R injury. The crosstalk between the Wnt and TLR signaling pathways influences inflammation-associated cell proliferation, lung cancer cell proliferation, invasion, and metastasis. Recent findings have reported the presence of Wnt signaling during liver I/R injury, demonstrating crosstalk between Wnt and TLR signaling pathways.
The TLR family consists of 10 members and is involved in inflammation. The TLR signaling pathway comprises MyD88dependent and MyD88-independent pathways, specific to TLR3 and TLR4, respectively. In MyD88-dependent pathway, MyD88 recruits IL-1 receptor-associated kinase to its C-terminal TIR structural domain, leading to phosphorylation of IL-1 receptorassociated kinase and activation of JNK and NF-кB.
Tong et al. established that when receiving liver , the serum transaminase levels of C1 wild-type mice were significantly elevated when treated with recombinant WISP1 protein. However, in WISP1-treated TLR4 knockout or junction-induced interferon (TRIF) knockout mice, these levels were not elevated. The authors concluded that WISP1 causes liver I/R damage in mice through TLR4/TRIF signaling, and both factors play a synergistic role in hepatic IRI (Fig. 9f).
Furthermore, Mark et al. identified the expression of Wnt5a within human and mouse atherosclerotic lesions using apolipoprotein e-deficient mice and concluded that activation of the TLR4 signaling cascade induces Wnt5a expression, and the crosstalk between TLR-4 and atypical Wnt family members, including Wnt5a, synergistically contributes to atherosclerosis. Additionally, a TLR4/AKT pathway that mediates Wnt5a expression has also been identified in human dental pulp stem cells.
Although the therapeutic role of targeting TLR4/TRIF crosstalk through the Wnt signaling pathway has been explored in cardiac injury and neurological disorders, research regarding this crosstalk mechanism in I/R injury remains limited. Salwa et al. determined that the flavonoid baicalin reduced cardiac TLR4 overexpression, downregulated expression, inhibited inflammation, attenuated cardiac fibrosis, and exerted cardioprotective effects in a doxorubicin-induced cardiotoxicity mouse model of heart injury. In addition, baicalin ameliorated dobiezosin-induced cardiomyopathy by significantly reducing cardiac levels of the secretory protein DKK1, upregulating Wnt/ -catenin activity, and attenuating cardiac inflammation and oxidative stress. The Wnt/ -catenin pathway has been suggested to play an antagonistic role with TLR4 in cardiac injury. Alternatively, REM sleep deprivation activated the TLR4/NF-кВ pathway and inhibited the Wnt/ -catenin pathway in rats, resulting in neuronal damage and cognitive dysfunction in the CA1 region of the hippocampus and cerebral cortex. Nonetheless, oral administration of asparagine reversed this effect in rats and ameliorated the associated sleep
disturbance and cognitive dysfunction induced by REM sleep deprivation.

HGF/c-Met signaling

The HGF/c-Met signaling pathway is associated with cell proliferation, survival, apoptosis, migration, and embryogenesis and regulates cell proliferation and fibrotic processes during renal I/R through GSK3-mediated crosstalk with the Wnt/ -catenin signaling pathway. However, data on whether this crosstalk mechanism is involved in heart, brain, or liver I/R injury remain limited.
HGF consists of and chains that are bound via disulfide bonds, while c-Met is a MET family RYK. The activity of c-Met is initiated when the chain of HGF binds to the Sema region of c-Met. Activated c-Met undergoes dimerization and autophosphorylation, leading to the recruitment of intracellular growth factor receptor binding protein 2 and PI3K, as well as activation of downstream signaling pathways.
Crosstalk occurs between the HGF/c-Met and Wnt/ -catenin signaling pathways during renal I/R (Fig. 9g). HGF binds to the c-Met receptor and activates downstream Akt, which promotes GSK-3 amino-terminal Ser9 phosphorylation, inhibits GSK-3 activity, and activates the Wnt/ -catenin signaling pathway. Combined treatment with anti-TNF-a and HGF has been demonstrated to attenuate renal fibrosis caused by renal I/R injury in mice. After renal I/R injury, the remaining renal tubular epithelial cells are crucial for repairing the injured renal units. Koraishy et al. reported that, in early renal ischemia, activated HGF promotes LRP5/6 phosphorylation in dedifferentiated tubular epithelial cells. The phosphorylated LRP5/6 disrupts the destruction complex, leading to the accumulation and nuclear translocation of -catenin, thereby activating the Wnt/ -catenin signaling pathway and exerting anti-apoptotic effects. This phosphorylation of LRP5/6 depends on the activation of the c-Met receptor, which recruits active GSK3 to LRP5/6, rather than being stimulated by Wnt protein. Further, -catenin regulates HGF secretion, and the crosstalk between Wnt/ -catenin and HGF/c-Met signaling pathways enhances intercellular communication. Renal tubular epithelial cell-derived Wnt proteins communicate with mesenchymal fibroblasts via paracrine secretion. AKI increases renal tubular epithelial cell-derived Wnt proteins, which target mesenchymal fibroblasts and activate the Wnt -catenin signaling pathway. Inhibition of Wnt/ -catenin signaling induces HGF secretion from mesenchymal fibroblasts following renal I/R injury. HGF activates the HGF/c-Met signaling pathway, promoting renal tubular cell survival and proliferation. This suggests a negative regulatory effect of -catenin on HGF, and the crosstalk between these two signaling pathways facilitates communication between renal tubular cells and mesenchymal fibroblasts, ultimately exacerbating AKI following renal I/R injury.
The HGF/c-Met signaling pathway also plays an important role in the treatment of cerebral ischemia. In a mouse stroke model, intrastriatal injection of HGF solution promoted cell proliferation and inactivate MMP activity, maintaining BBB integrity. It has also been found to protect against apoptosis and autophagy in rats with transient MCAO and stimulate neurogenesis in neural stem cells of the SVZ when directly injected into the cerebral parenchyma. Furthermore, BB3, a small molecule with HGF-like activity, can cross the BBB and improve neurological function after ischemic stroke by stimulating the HGF pathway. In renal I/R injury experiments, knockdown of -catenin in fibroblasts activated the HGF/c-Met signaling pathway and promoted renal tubular cell proliferation. Based on these findings and the identified crosstalk mechanisms between HGF/c-Met and Wnt signaling, targeting crosstalk signaling pathways may hold promise as an effective therapeutic approach for organ I/R injury.

THERAPEUTIC STRATEGIES

I/R injury is a leading cause of death in ischemic diseases, posing a significant challenge for clinicians in developing effective treatment strategies. This complication can arise in both surgical and non-surgical scenarios, and despite the development of various therapeutic approaches such as antiplatelet and antithrombotic agents, their effectiveness in reducing I/R injury remains limited. Therefore, there is a pressing need for novel treatment strategies to address ischemic diseases more effectively. The Wnt signaling pathway, along with its interplay with other signaling pathways, emerges as a critical regulator of the occurrence and progression of I/R injury. Consequently, targeting this signaling network holds promise as an innovative therapeutic strategy for this condition.
Potential therapeutic strategies targeting Wnt signaling in I/R injury
Several therapeutic approaches focusing on Wnt signaling, including cell and exosome therapy, gene therapy, protein therapy, and drug therapy, have shown promising prospects for clinical application. Table 1 summarizes the therapeutic strategies targeting Wnt signaling for the treatment of I/R injury.
Preclinical Studies on therapeutic strategies targeting Wnt in I/ injury. A recent clinical trial utilizing the GSK-3 inhibitor Tideglusib has demonstrated the feasibility of targeting GSK-3 in human diseases. Furthermore, lithium, another GSK-3 inhibitor used for bipolar disorder, has shown no significant adverse effects on the heart. Wen-Bin Fu et al. have extensively reviewed the therapeutic effects of Wnt pathway inhibitor in the treatment of MI. Several inhibitors, including pyrvinium, UM206, ICG-001, Wnt-974, CGX1321, and GNF-6231 have proven to be safe in clinical trials and exhibit potential for MI treatment. Additionally, Novel Wnt pathway inhibitors like Cardionogen and IWR1, have also been developed. Moreover, Wnt pathway inhibitors have recently garnered attention as potential anti-tumor medicine and are currently being investigated in ongoing clinical trials. These advancements have sparked further interest in exploring the effects of Wnt pathway inhibitors on organ I/R injury ; however, the development of novel Wnt pathway inhibitors with minimal clinical toxicity and unique effects on heart remains of utmost importance.
Enhancing therapeutic strategies by targeting the Wnt/crosstalk signaling pathway in I/R injury
In the pursuit of overcoming I/R injuries, clinicians are currently utilizing preconditioning and postconditioning approaches. These strategies have shown promising therapeutic effects by specifically targeting the intricate network of signaling pathways implicated in I/R pathology.
Preconditioning. Preconditioning methods have been employed to mitigate I/R injury encompass (IPC), remote ischemic preconditioning (RIPC), and pharmacological preconditioning. IPC treatment effectively triggers the production and release of various endogenous ligands, including adenosine, bradykinin, opioids, norepinephrine, and acetylcholine. These pharmacological pretreatment strategies have demonstrated efficacy in preventing I/R injury. Upon administration of IPC, the respective ligand binds to its receptor subsequently initiating downstream signaling cascades. The Preconditioning treatment has been shown to activate various potential pathways, including the Wnt/ -catenin, PI3K, Akt, PKC, eNOS, GSK- phosphorylation, ERK1/2, p38, MAPK, and JAKSTAT3 signaling. Previous research suggested that the cardioprotective effects can be achieved through targeting of GSK-3 via Wnt signaling pathway. Correa-Costa et al. postulated that Wnt signaling might play a crucial role in protection against the
renal I/R injury when the ischemic IPC treatment strategy is applied.
Currently, RIPC is considered a safe and highly appealing conditioning technique for minimizing additional damage caused by ischemic and has been shown to upregulate VEGF expression, followed by activation of endothelial transcription factor Id1, Wnt2, and -catenin expression. This suggests that RIPC exerts its protective effects on organs, at least in part, by modulating the Wnt signaling pathway. Furthermore, RIPC decreases myocardial I/R injury by activating the JAK/STAT pathway through the involvement unacylated ghrelin. However, a drawback of both IPC and RIPC treatment strategies is that they must be administered prior to the onset of an ischemic event, which can be unpredictable in clinical scenarios. Consequently, researchers have developed postconditioning treatment strategies to overcome this limitation.
Postconditioning. Postconditioning encompasses different techniques, namely ischemic postconditioning (IPOSTC), remote ischemic postconditioning (RIPOSTC), and pharmacological postconditioning (PPC). IPOSTC, a relatively recent method, can be applied during reperfusion initiation to reduce infarct size. The organ protection effects of IPOSTC are mediated by the activation of network transduction pathways, including the PI3K/ Akt, PI3K/Akt/eNOS/NO, MAPK, NF-kB, Gluk2/PSD95/MLK3/MKK7/ JNK3, JAK2/STAT3, eNOS, MEK1/2/Erk1/2, GSK-3 , -catenin, reperfusion injury salvage kinase, and Akt/pkB pathways. RIPOSTC is a technique that entails subjecting a distant organ to brief at the onset of reperfusion in the affected organ. RIPOSTC is more applicable in clinical settings as it can be performed on non-vital organs, minimizing the risk of damage to the affected organ caused by reperfusion therapy following ischemia. This clinical approach is also suitable for long-term rehabilitation. RIPOSTC exerts its organ protection effects through the activation of network signaling pathways, including the eNOS, PI3K, Akt, GSK-3 , and T-LAK-cell-originated protein kinase pathways. It also enhances endogenous antioxidant enzyme activity, and inhibit -PKC. PPC is a therapeutic strategy applied after a severe ischemic event or at the onset of reperfusion. Various medications, including morphine, propofol, and sufentanil, have been used in clinical practice as part of PPC to prevent I/R injury. Previous studies have shown that morphine can activate Wnt/ -catenin signaling ; propofol has a therapeutic effect against esophageal cancer, gastric cancer, hepatocelIular carcinoma, and colon cancer by blocking Wnt/ -catenin signaling; Sufentanil inhibits the proliferation of lung cancer cells by suppressing Wnt/ -catenin signaling. During PPC, Wnt/ -catenin signaling may be one of the molecular pathways involved in protecting organs from further damage.
Preconditioning and postconditioning strategies have demonstrated efficacy in preventing I/R in injury in clinical settings. However, the clinical feasibility of preconditioning is limited, while postconditioning holds more promise for application in clinical practice. Therefore, future research should prioritize investigating the molecular mechanisms underlying postconditioning to translate these findings into effective clinical strategies.

DISCUSSION AND PERSPECTIVES

The Wnt signaling pathway encompasses various signaling branches, among which Wnt/ -catenin, Wnt/PCP, and Wnt/ are the principal pathways implicated in organ I/R injury. Through a comprehensive analysis of available literature, it has been established that both canonical and non-canonical Wnt signaling pathways exhibit consistent patterns during the process of ischemia and reperfusion. Specifically, the canonical Wnt/ -catenin pathway is activated during the ischemic phase. This activation of the canonical pathway plays a beneficial role in
Table 1. Therapeutic strategies targeting Wnt signaling for the treatment of I/R injury
Therapeutic strategy Target pathways Strategy/Molecular/ Drugs Organ Effects References
Cell therapy Active Wnt/ -catenin pathway Exosomes isolated from adipose-derived mesenchymal stem cells, ADMSCs-EX Heart Up-regulate Wnt3a; Inhibiting apoptosis 95
Oligodendrocyte precursor cell transplantation Brain Promoting angiogenesis; Repair BBB integrity 239
Transplanted adipose stem cell exosomes (ADSCsExo) Liver Inhibit NF-кB pathway; Reducing pyroptosis of damaged liver 296
Gene therapy Active Wnt/ -catenin pathway Down-regulated miR-148b Heart Up-regulate Wnt1; Inhibiting apoptosis and oxidative damage 93
Up-regulation of LncRNA AZIN1-AS1 Heart LncRNA AZIN1-AS1/miR-6838-5p active Wnt3a / -catenin; Inhibiting apoptosis 94
Nur77 gene ablation Brain Inhibiting mitochondrial fragmentation 176
Overexpression of LncRNA NEAT1 Brain Stable Wnt3a; Inhibiting apoptosis 174
Down-regulation of IncRNA MEG Brain Promoting neurogenesis 232,252
Molecular therapy Inhibit Wnt noncanonical pathways Up-regulation of Sfrp5 Heart Inhibit Wnt5a/JNK and Wnt/PCP; Inhibiting apoptosis and inflammation 96-99,102
Medication Active Wnt/ -catenin pathway A polypeptide of tuna stem protein, APTBP Heart Inhibiting apoptosis 127,128
Phyllanthus emblica (P. emblica) Heart Active PI3K/Akt/GSK3 -catenin; Inhibiting apoptosis and collagen fibrosis 334
CHIR99021 (GSK3 inhibitor) Heart Active Hippo pathway; Inhibiting apoptosis and cell hypertrophy 137
Isoflurane Brain Inhibiting apoptosis 165
XQ-1H; gastrodin Brain Inhibiting apoptosis; Promoting neurogenesis 175,252
Peroxynitrite; Mallotus oblongifolius;ellagic acid Brain Promoting neurogenesis 221,229,230
Curcumin Brain Promoting neurogenesis; Inhibiting apoptosis; Relieving inflammation 208,211,231
TWS119 Brain Repairing BBB; Reducing neuroinflammation 209
TWS119 Brain Inhibit Notch; Inhibiting apoptosis 318
Quercetin Brain Repairing BBB 246,254
Human serum albumin Brain Reducing oxidative stress 212
Galangin Brain nhibit HIF-1 /VEGF; Improving the neurovascular unit microenvironment 343
Dexmedetomidine Brain Active PI3K/AKT; Reducing cerebral infarct volume; Promoting neuronal survival 333,334
Wnt agonist (a synthetic pyrimidine) Kidney Inhibiting inflammatory response and oxidative stress 293
Minocycline Liver Reducing oxidative stress; Inhibiting the release of proinflammatory cytokines 287
Agmatine Liver Promoting cell proliferation; Reducing inflammation and apoptosis 282
Losartan Liver Up-regulate HIF-1 and Wnt/ -catenin signaling pathways; Up-regulate IL-6, IFN- , and Wnt3a; Reducing liver blood flow; Reducing liver congestion, vacuolization and necrosis 285
Inhibit Wnt/ -catenin pathway Dexamethasone, Dex Heart MiR-208b-3p/Med13/Wnt/ -catenin; LncRNA CCAT1/miR-8063/Wnt/ -catenin; Inhibit Wnt3a and Wnt5a; Inhibitingapoptosis 333,334
Baicalin Heart Reducing oxidative damage to cardiomyocytes 414
Huoxin pill Heart Inhibit NF-кB; Inhibiting inflammation 107,366
Melatonin Kidney Improving renal fibrosis 385
Inhibit Wnt noncanonical pathways Curcumin Brain Inhibit Wnt/PCP; Promoting neurogenesis; Inhibiting apoptosis; Relieving inflammation 211,231
Table 2. Effects of Wnt signaling pathways during I/R injury in four different organs
Phase Wnt signaling pathway Activity Organ Effect References
Ischemia Wnt/ -catenin Activated Heart Promoting inflammation, ECM remodeling, angiogenesis, fibrosis 115-117,129,130,138-141
Brain Promoting neurogenesis (in vitro) 221
Kidney Promoting apoptosis and oxidative stress 256
Inhibited Heart Promoting oxidative stress 78,126
Brain Promoting apoptosis, ferroptosis, inflammation, inhibiting neurogenesis, inhibiting angiogenesis, destroying BBB 169-171,173,193,209,210,228,239,242,248,343,395
Wnt/PCP Activated Heart Promoting inflammation, cell hypertrophy 146
Wnt/ Activated Brain Promoting apoptosis (in vitro) 167
Reperfusion Wnt/ -catenin Inhibited Heart Promoting apoptosis inflammation, cell hypertrophy 93-95,120,137
Brain Promoting apoptosis, inflammation, oxidative stress, inhibiting neurogenesis, inhibiting angiogenesis, destroying BBB 10,164,165,174,175,207,232,244,246
Liver Promoting apoptosis, oxidative stress, inflammation, inhibiting cell proliferation 267-271,283,285,293,296
Activated Brain Inhibiting apoptosis (in vitro) 166
Kidney Inhibiting apoptosis, promoting apoptosis (in vitro), mitophagy, cell autophagy, cell aging and renal fibrosis 25,252,253,258-263
Wnt/PCP Activated Heart Promoting apoptosis, inflammation, angiogenesis 50,102
Brain Promote apoptosis, inflammation 29,208
Wnt/ Activated Heart Promoting apoptosis 103
Kidney Promoting renal fibrosis 264
Liver Promoting apoptosis 103,272,273
injured organs through various processes such as inflammation, ECM remodeling, angiogenesis, fibrosis, and nerve regeneration. Within different organs, it serves as a compensatory protective response aimed at mitigating damage caused by ischemia and promoting the repair of resulting injuries. However, when these mechanisms become decompensated, corresponding pathological processes occur. In vitro experiments showed that neuronal OGD/R treatment can activate the Wnt/ -catenin signaling, pathway to inhibit apoptosis and improve neuronal survival, further confirm the idea that activation of Wnt/ -catenin function to organ protect. Studies have demonstrated that as ischemia progresses, that Wnt/ -catenin signaling is inhibited in the heart, brain, and liver during the reperfusion phase. This inhibition leads to detrimental processes including apoptosis, ferroptosis, inflammation, inhibition of nerve regeneration and angiogenesis, and disruption of BBB. These pathological events contribute to organ damage promotion. In summary, the activation of the canonical Wnt/ -catenin pathway during ischemia serves as a protective mechanism, while its inhibition during reperfusion contributes to organ damage. On the other hand, activation of the non-canonical Wnt pathway contributes to organ damage during both ischemia and reperfusion. In the case of myocardial ischemia, the Wnt/PCP signaling pathway is activated, while during cerebral ischemia, the Wnt/ signaling pathway is activated.
Conflicting reports exist regarding the role of Wnt/ -catenin signaling during ischemia and reperfusion phases. Some studies showed that Wnt/ -catenin was inhibited in the heart during ischemia phase, contrary to its activation, while other studies reported that Wnt/ -catenin was activated during the reperfusion phase in renal I/R injury, instead of being inhibited. These contradictory findings may be attributed to the varying effects of Wnt/ -catenin within different organs or different cell types within the same organ. Further investigation is required to gain a
comprehensive understanding of the role of Wnt/ -catenin in different contexts. In summary, our review supports the notion that activation of the canonical Wnt/ -catenin pathway serves as a protective factor, while non-canonical pathways act as mechanisms that promote organ damage. However, the precise role of Wnt/ -catenin signaling during ischemia and reperfusion requires further investigation to reconcile the conflicting reports and establish a clearer understanding of its implications in I/R injury. Detailed information on the effects of Wnt signaling pathways during I/R injury in four different organs are listed in Table 2.
The Wnt signaling pathways exhibit crosstalk with a various key signaling pathways, forming a network that play a broad role in the regulation of I/R injury. Besides the mentioned crosstalk signaling pathways, we hypothesize that other signaling pathways may also be involved in this mechanism, among them, the Rho/ Rho-associated protein kinase, MAPK/ERK, JAK/ STAT, Nrf2, and AMPK signaling pathways deserve further investigation.
Co-targeting Wnt signaling pathways and their crosstalk signaling pathways presents a promising therapeutic strategy for I/R injury. In recent years, TCM has emerged as a research focus for treating organ I/R injury due to its potential therapeutic effects, minimal side effects, and promising outcomes in clinical rehabilitation. Given the diverse components of TCM, its therapeutic targets often involve multiple signaling pathways. Studies by Zhao et al. and Li et al. reported the beneficial effects of TCM components such as Astragalus, Salvia Miltiorrhiza, Angelica Sinensis, Harpagide, Icariin, pachymic acid. Zhao et al. and Li et al. have shown that treatment with Astragalus, Salvia Miltiorrhiza, Angelica Sinensis, Harpagide, Icariin, pachymic acid, and Lycopene confer therapeutic effects against I/R injury in the heart, brain, and other organs. Moreover, Zhao et al. reported that TCM like Tricin, Platycodin D, Baicalein, Lupeol, Paeoniflorin, and Bauhinia Championii could
activate the PI3K/Akt signaling pathway and mitigate brain I/R injury. Additionally, these TCM treatments have also been found to modulate the activity of the Wnt/ -catenin signaling pathway in different developmental or pathological contexts. Moreover, TCM have shown activation of PI3K/Akt, NF-кB, HIF-1a, and Notch signaling pathways during organ injury treatment, indicating their potential to alleviate I/R injury by targeting multiple signaling pathways. Exercise-based cardiac rehabilitation has demonstrated numerous benefits for patients with cardiac disease, including a reduced risk of MI. Our previous research has shown that programmed exercise can inhibit pathological ventricular hypertrophy and myocardial fibrosis gene expression through the suppression of PKC-a/NFAT signaling in a mouse model. Furthermore, in an arrhythmogenic cardiomyopathy mouse model, treadmill exercise restored transcriptional levels of most differentially expressed genes and improved dysfunctional biological pathways associated with EMT, inflammation, and Wnt signaling, indicating a connection between exercise and signaling modulation. Therefore, we propose that a combined therapy involving targeting related network signaling pathways and exercise intervention may benefit the recovery of patients with cardiac or other organ I/R injury.
Overall, this comprehensive review of the Wnt/crosstalk signaling pathways network implicated in organ I/R injury underscores the need for novel treatment strategies in I/R injury.
Currently, most therapeutic interventions target individual signaling pathways, neglecting the complexity of the network. Therefore, future research efforts should be directed toward developing approaches that modulate this network signaling system as a cohesive unit. Such a comprehensive approach holds immense clinical potential and has the capacity to significantly enhance patient survival rates and improve their quality of life. Understanding and targeting the interconnected signaling pathways will help to facilitate the development of effective and holistic therapeutic interventions in the management of organ I/R injury.

ACKNOWLEDGEMENTS

The authors would like to acknowledge the support of the research team at Jining Medical University working on the molecular mechanisms and intervention of MI. The authors would like to acknowledge Dr. Yuanchao Ye (UW Medicine Diabetes Institute, Department of Medicine, University of Washington, Seattle, WA, 98109, USA., yuancye@uw.edu), Dr. Huaping Xie (Animal Nutrition and Human Health Laboratory, School of Life Sciences, Hunan Normal University, Changsha, Hunan, 410081, China; Hunan International Joint Laboratory of Animal Intestinal Ecology and Health, Laboratory of Animal Nutrition and Human Health, School of Life Sciences, Hunan Normal University, Changsha, Hunan, 410081, China, hpxie@hunnu.edu.cn), Dr. Liwei Jia (Department of pathology, UT Southwestern Medical Center, Dallas, USA, wccjia@gmail.com), Qianxue Yu (Jining Medical University, Jining, Shandong, 272067, China, yu0203182022@163.com), Wenjie Qin (Jining Medical University, Jining, Shandong, 272067, China, qinwenjie2023@163.com), Dr. Jin Li (Division of Meyabolism, Endocrinology & Diabetes and Department of Internal Medicine, University of Michigan, Ann Arbor, MI, 48105, USA., jinlix@umich.edu), and Dr. Erge Zhang (Department of cardiac surgery, University of California, Los Angeles, USA., ErgeZhang@mednet.ucla.edu) for for their critical reading and suggestions on the manuscript. The authors would also like to express their gratitude to Editage (https:// www.editage.com/) for the expert linguistic services. Thanks to “freescience” for providing guidance in drawing.

AUTHOR CONTRIBUTIONS

J.Y., R.T., and S.W.: conceptualization and resources, original draft preparation. M.Z., Q.L., and H.M.: original draft preparation, data collection, and analysis, review, and editing. H.D. and X.L.: review and editing. J.W.: data collection and revision. F.G.: project design and supervision. All authors have read and approved the final version of the manuscript.

FUNDING

The authors would like to acknowledge the Research Start up Fund of Jining Medical University (Reference: 600791001, J.Y.); the National Natural Science Foundation of China (81700055, R.T.), the Outstanding Talent Research Funding of Xuzhou Medical University (D2016021, R.T.), the Natural Science Foundation of Jiangsu Province (BK20160229, R.T.); the National Nature Science Foundation of China (82170255, S.W.), Shanghai Pujiang Program (21PJD013, S.W.); Shandong Provincial Higher Education Science and Technology Plan Project (J18KA177, M.Z.), Shandong Provincial University Youth Innovation Team, China (2022KJ102, M.Z.); the National Natural Science Foundation of China (82170389, J.W.), Laboratory Animal Science Foundation of Shanghai Committee of Science and Technology grant (21140904400, J.W.).

ADDITIONAL INFORMATION

Supplementary information The online version contains supplementary material available at https://doi.org/10.1038/s41392-023-01688-x.
Competing interests: The authors declare no competing interests.

REFERENCES

  1. Frangogiannis, N. G. Pathophysiology of myocardial infarction. Compr. Physiol. 5, 1841-1875 (2015).
  2. Zhao, Y., Zhang, X., Chen, X. & Wei, Y. Neuronal injuries in cerebral infarction and ischemic stroke: from mechanisms to treatment (Review). Int. J. Mol. Med. 49, 15 (2022).
  3. Yapca, O. E., Borekci, B. & Suleyman, H. Ischemia-reperfusion damage. Eurasia. J. Med. 45, 126-127 (2013).
  4. Eltzschig, H. K. & Eckle, T. Ischemia and reperfusion-from mechanism to translation. Nat. Med. 17, 1391-1401 (2011).
  5. Wu, M. Y. et al. Current mechanistic concepts in ischemia and reperfusion injury. Cell. Physiol. Biochem. 46, 1650-1667 (2018).
  6. Hosohata, K., Harnsirikarn, T. & Chokesuwattanaskul, S. Ferroptosis: a potential therapeutic target in acute kidney injury. Int. J. Mol. Sci. 23, 6583 (2022).
  7. Tan, H., Chen, L. & Ma, J. Penehyclidine hydrochloride post-conditioning reduces ischemia/reperfusion-induced cardiomyocyte apoptosis in rats. Exp. Ther. Med 14, 4272-4278 (2017).
  8. Liu, H. et al. Inhibition of Brd4 alleviates renal ischemia/reperfusion injuryinduced apoptosis and endoplasmic reticulum stress by blocking FoxO4mediated oxidative stress. Redox Biol. 24, 101195 (2019).
  9. Guo, Z. et al. NLRP3 is involved in ischemia/reperfusion injury. CNS Neurol. Disord. Drug Targets 15, 699-712 (2016).
  10. Ji, Y. B. et al. Lithium alleviates blood-brain barrier breakdown after cerebral ischemia and reperfusion by upregulating endothelial Wnt/ -catenin signaling in mice. Neuropharmacology 186, 108474 (2021).
  11. Burke, R. M., Burgos Villar, K. N. & Small, E. M. Fibroblast contributions to ischemic cardiac remodeling. Cell Signal 77, 109824 (2021).
  12. Wu, X., Reboll, M. R., Korf-Klingebiel, M. & Wollert, K. C. Angiogenesis after acute myocardial infarction. Cardiovasc. Res. 117, 1257-1273 (2021).
  13. Smiley, D. et al. Increased fibrosis and progression to heart failure in MRL mice following ischemia/reperfusion injury. Cardiovasc. Pathol. 23, 327-334 (2014).
  14. Salminen, A., Liu, P. K. & Hsu, C. Y. Alteration of transcription factor binding activities in the ischemic rat brain. Biochem. Biophys. Res. Commun. 212, 939-944 (1995).
  15. Werling, L. L. et al. Increased activation of L-type voltage-dependent calcium channels is associated with glycine enhancement of N-methyl-D-aspartate-stimulated dopamine release in global cerebral ischemia/reperfusion. J. Neurochem. 63, 215-221 (1994).
  16. Lefer, A. M. Mechanisms of the protective effects of transforming growth factorbeta in reperfusion injury. Biochem. Pharm. 42, 1323-1327 (1991).
  17. Tacchini, L., Radice, L. & Bernelli-Zazzera, A. Differential activation of some transcription factors during rat liver ischemia, reperfusion, and heat shock. J. Cell Physiol. 180, 255-262 (1999).
  18. Vukicevic, S. et al. Osteogenic protein-1 (bone morphogenetic protein-7) reduces the severity of injury after ischemic acute renal failure in rat. J. Clin. Investig. 102, 202-214 (1998).
  19. Mockridge, J. W., Marber, M. S. & Heads, R. J. Activation of Akt during simulated ischemia/reperfusion in cardiac myocytes. Biochem. Biophys. Res. Commun. 270, 947-952 (2000).
  20. Sakakura, Y. et al. Recombinant human hepatocyte growth factor protects the liver against hepatic ischemia and reperfusion injury in rats. J. Surg. Res. 92, 261-266 (2000).
Ischemia-reperfusion injury: molecular mechanisms and therapeutic targets Zhang et al. 30
21. Arumugam, T. V. et al. Gamma secretase-mediated Notch signaling worsens brain damage and functional outcomes in ischemic stroke. Nat. Med. 12, 621-623 (2006).
22. Terada, Y. et al. Expression and function of the developmental gene Wnt-4 during experimental acute renal failure in rats. J. Am. Soc. Nephrol. 14, 1223-1233 (2003).
23. Shao, D. et al. A functional interaction between Hippo-YAP signaling and FoxO1 mediates the oxidative stress response. Nat. Commun. 5, 3315 (2014).
24. Pulskens, W. P. et al. Toll-like receptor-4 coordinates the innate immune response of the kidney to renal ischemia/reperfusion injury. PLoS One 3, e3596 (2008).
25. Dong, Q. et al. Wnt/ -catenin signaling pathway promotes renal ischemiareperfusion injury by inducing oxidative stress and inflammation response. J. Recept. Signal Transduct. Res. 41, 15-18 (2021).
26. Meyer, I. S. et al. Blockade of Wnt Secretion Attenuates Myocardial IschemiaReperfusion Injury by Modulating the Inflammatory Response. Int. J. Mol. Sci. 23, 12252 (2022).
27. Liu, J., Zheng, X., Zhang, C., Zhang, C. & Bu, P. Lcz696 alleviates myocardial fibrosis after myocardial infarction through the sFRP-1/Wnt/ -catenin signaling pathway. Front. Pharm. 12, 724147 (2021).
28. Fuping, Z. et al. Tao-Hong-Si-Wu decoction reduces ischemia reperfusion rat myoblast cells calcium overloading and inflammation through the Wnt/IP3R/ CAMKII pathway. J. Cell. Biochem. 120, 13095-13106 (2019).
29. Wei, X. et al. Targeting the Dvl-1/ -arrestin2/JNK3 interaction disrupts Wnt5aJNK3 signaling and protects hippocampal CA1 neurons during cerebral ischemia reperfusion. Neuropharmacology 135, 11-21 (2018).
30. Gao, C. & Chen, Y. G. Dishevelled: the hub of Wnt signaling. Cell. Signal 22, 717-727 (2010).
31. Ben-Ghedalia-Peled, N. & Vago, R. Wnt Signaling in the Development of Bone Metastasis. Cells. 11, 3934 (2022).
32. Carmon, K. S., Gong, X., Lin, Q., Thomas, A. & Liu, Q. R-spondins function as ligands of the orphan receptors LGR4 and LGR5 to regulate Wnt/beta-catenin signaling. Proc. Natl Acad. Sci. USA 108, 11452-11457 (2011).
33. de Lau, W. et al. Lgr5 homologues associate with Wnt receptors and mediate R-spondin signalling. Nature 476, 293-297 (2011).
34. Kasai, M., Satoh, K. & Akiyama, T. Wnt signaling regulates the sequential onset of neurogenesis and gliogenesis via induction of BMPs. Genes Cells 10, 777-783 (2005).
35. Trifan, G., Biller, J. & Testai, F. D. Mechanical thrombectomy vs bridging therapy for anterior circulation large vessel occlusion stroke: systematic review and meta-analysis. Neurology 98, e1361-e1373 (2022).
36. Kalogeris, T., Baines, C. P., Krenz, M. & Korthuis, R. J. Ischemia/reperfusion. Compr. Physiol. 7, 113-170 (2016).
37. Peng, T. I. & Jou, M. J. Oxidative stress caused by mitochondrial calcium overload. Ann. N. Y. Acad. Sci. 1201, 183-188 (2010).
38. Salvadori, M., Rosso, G. & Bertoni, E. Update on ischemia-reperfusion injury in kidney transplantation: pathogenesis and treatment. World J. Transpl. 5, 52-67 (2015).
39. Malis, C. D. & Bonventre, J. V. Mechanism of calcium potentiation of oxygen free radical injury to renal mitochondria. a model for post-ischemic and toxic mitochondrial damage. J. Biol. Chem. 261, 14201-14208 (1986).
40. Nieuwenhuijs-Moeke, G. J. et al. Ischemia and reperfusion injury in kidney transplantation: relevant mechanisms in injury and repair. J Clin Med. 9, 253 (2020).
41. Gujral, J. S., Bucci, T. J., Farhood, A. & Jaeschke, H. Mechanism of cell death during warm hepatic ischemia-reperfusion in rats: apoptosis or necrosis? Hepatology 33, 397-405 (2001).
42. Glinka, A. et al. LGR4 and LGR5 are R-spondin receptors mediating Wnt/ -catenin and Wnt/PCP signalling. EMBO Rep. 12, 1055-1061 (2011).
43. de Lau, W., Peng, W. C., Gros, P. & Clevers, H. The R-spondin/Lgr5/Rnf43 module: regulator of Wnt signal strength. Genes Dev. 28, 305-316 (2014).
44. Molenaar, M. et al. XTcf-3 transcription factor mediates beta-catenin-induced axis formation in Xenopus embryos. Cell 86, 391-399 (1996).
45. Pell, V. R. et al. Ischemic preconditioning protects against cardiac ischemia reperfusion injury without affecting succinate accumulation or oxidation. J. Mol. Cell Cardiol. 123, 88-91 (2018).
46. Lee, S. M., Hutchinson, M., Staikopoulos, V. & Saint, D. A. Amitriptyline pharmacologically preconditions rat hearts against cardiac ischemic-reperfusion injury. Int. J. Cardiol. 190, 353-359 (2015).
47. Li, Y., Cai, M., Xu, Y., Swartz, H. M. & He, G. Late phase ischemic preconditioning preserves mitochondrial oxygen metabolism and attenuates post-ischemic myocardial tissue hyper oxygenation. Life Sci. 88, 57-64 (2011).
48. Sárközy, M. et al. Ischemic preconditioning protects the heart against ischemiareperfusion injury in chronic kidney disease in both males and females. Biol. Sex. Differ. 12, 49 (2021).
49. Nusse, R. & Clevers, H. Wnt/ -catenin signaling, disease, and emerging therapeutic modalities. Cell 169, 985-999 (2017).
50. Wang, J. et al. WNT11-conditioned medium promotes angiogenesis through the activation of non-canonical WNT-PKC-JNK signaling pathway. Genes 11, 1277 (2020).
51. Gajos-Michniewicz, A. & Czyz, M. WNT Signaling in Melanoma. Int. J. Mol. Sci. 21, 4852 (2020).
52. Rim, E. Y., Clevers, H. & Nusse, R. The Wnt pathway: from signaling mechanisms to synthetic modulators. Annu. Rev. Biochem 91, 571-598 (2022).
53. Wang, H. et al. The Wnt signaling pathway in diabetic nephropathy. Front. Cell. Dev. Biol. 9, 701547 (2021).
54. Malik, S. A., Modarage, K. & Goggolidou, P. The Role of Wnt Signalling in Chronic Kidney Disease (CKD). Genes 11, 496 (2020).
55. Wang, H. Y., Liu, T. & Malbon, C. C. Structure-function analysis of Frizzleds. Cell. Signal 18, 934-941 (2006).
56. Joiner, D. M., Ke, J., Zhong, Z., Xu, H. E. & Williams, B. O. LRP5 and LRP6 in development and disease. Trends Endocrinol. Metab. 24, 31-39 (2013).
57. Menck, K., Heinrichs, S., Baden, C. & Bleckmann, A. The WNT/ROR Pathway in Cancer: From Signaling to Therapeutic Intervention. Cells. 10, 142 (2021).
58. Jung, Y. S. & Park, J. I. Wnt signaling in cancer: therapeutic targeting of Wnt signaling beyond -catenin and the destruction complex. Exp. Mol. Med. 52, 183-191 (2020).
59. Chae, W. J. & Bothwell, A. L. M. Canonical and non-canonical Wnt signaling in immune cells. Trends Immunol. 39, 830-847 (2018).
60. Tran, F. H. & Zheng, J. J. Modulating the wnt signaling pathway with small molecules. Protein Sci. 26, 650-661 (2017).
61. Akoumianakis, I., Polkinghorne, M. & Antoniades, C. Non-canonical WNT signaling in cardiovascular disease: mechanisms and therapeutic implications. Nat. Rev. Cardiol. 19, 783-797 (2022).
62. Jin, Z. et al. Neuroprotective effects of irisin against cerebral ischemia/ reperfusion injury via Notch signaling pathway. Biomed. Pharmacother. 120, 109452 (2019).
63. Gordon, M. D. & Nusse, R. Wnt signaling: multiple pathways, multiple receptors, and multiple transcription factors. J. Biol. Chem. 281, 22429-22433 (2006).
64. Veeman, M. T., Axelrod, J. D. & Moon, R. T. A second canon. Functions and mechanisms of beta-catenin-independent Wnt signaling. Dev. Cell. 5, 367-377 (2003).
65. Kikuchi, A. & Yamamoto, H. Tumor formation due to abnormalities in the beta-catenin-independent pathway of Wnt signaling. Cancer Sci. 99, 202-208 (2008).
66. Shi, D. L. Decoding dishevelled-mediated Wnt signaling in vertebrate early development. Front. Cell Dev. Biol. 8, 588370 (2020).
67. Lerner, U. H. & Ohlsson, C. The WNT system: background and its role in bone. J. Intern. Med. 277, 630-649 (2015).
68. VanderVorst, K. et al. Wnt/PCP signaling contribution to carcinoma collective cell migration and metastasis. Cancer Res. 79, 1719-1729 (2019).
69. Frenquelli, M. & Tonon, G. WNT signaling in hematological malignancies. Front. Oncol. 10, 615190 (2020).
70. Cho, S. J. et al. Wip1 directly dephosphorylates NLK and increases Wnt activity during germ cell development. Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. 1863, 1013-1022 (2017).
71. Xiao, Q., Chen, Z., Jin, X., Mao, R. & Chen, Z. The many postures of noncanonical Wnt signaling in development and diseases. Biomed. Pharmacother. 93, 359-369 (2017).
72. Ma, L. & Wang, H. Y. Mitogen-activated protein kinase p38 regulates the Wnt/ cyclic GMP/Ca2+ non-canonical pathway. J. Biol. Chem. 282, 28980-28990 (2007).
73. Hausenloy, D. J. & Yellon, D. M. Myocardial ischemia-reperfusion injury: a neglected therapeutic target. J. Clin. Investig. 123, 92-100 (2013).
74. Vaage, J. & Valen, G. Pathophysiology and mediators of ischemia-reperfusion injury with special reference to cardiac surgery. A review. Scand. J. Thorac. Cardiovasc Surg. Suppl. 41, 1-18 (1993).
75. Tanaka, M. et al. Cardiomyocyte-specific Bcl-2 overexpression attenuates ischemia-reperfusion injury, immune response during acute rejection, and graft coronary artery disease. Blood 104, 3789-3796 (2004).
76. Kleinbongard, P., Heusch, G. & Schulz, R. TNFalpha in atherosclerosis, myocardial ischemia/reperfusion and heart failure. Pharm. Ther. 127, 295-314 (2010).
77. Frohlich, G. M., Meier, P., White, S. K., Yellon, D. M. & Hausenloy, D. J. Myocardial reperfusion injury: looking beyond primary PCl . Eur. Heart J. 34, 1714-1722 (2013).
78. Shen, J. et al. Wnt 3a protects myocardial injury in elderly acute myocardial infarction by inhibiting serum cystatin C/ROS-induced mitochondrial damage. Front. Physiol. 13, 950960 (2022).
79. Piper, H. M., García-Dorado, D. & Ovize, M. A fresh look at reperfusion injury. Cardiovasc. Res. 38, 291-300 (1998).
80. Yellon, D. M. & Hausenloy, D. J. Myocardial reperfusion injury. N. Engl. J. Med 357, 1121-1135 (2007).
81. Logue, S. E., Gustafsson, A. B., Samali, A. & Gottlieb, R. A. Ischemia/reperfusion injury at the intersection with cell death. J. Mol. Cell Cardiol. 38, 21-33 (2005).
82. Gottlieb, R. A. Cell death pathways in acute ischemia/reperfusion injury. J. Cardiovasc. Pharm. Ther. 16, 233-238 (2011).
83. Chen, Y. et al. Ferroptosis: a novel therapeutic target for ischemia-reperfusion injury. Front. Cell Dev. Biol. 9, 688605 (2021).
84. Hamacher-Brady, A., Brady, N. R. & Gottlieb, R. A. The interplay between prodeath and pro-survival signaling pathways in myocardial ischemia/reperfusion injury: apoptosis meets autophagy. Cardiovasc Drugs Ther. 20, 445-462 (2006).
85. Deb, A. Cell-cell interaction in the heart via Wnt/beta-catenin pathway after cardiac injury. Cardiovasc. Res. 102, 214-223 (2014).
86. Lorenzon, A. et al. Wnt/beta-catenin pathway in arrhythmogenic cardiomyopathy. Oncotarget 8, 60640-60655 (2017).
87. Bergmann, M. W. WNT signaling in adult cardiac hypertrophy and remodeling: lessons learned from cardiac development. Circ. Res. 107, 1198-1208 (2010).
88. Oerlemans, M. I. et al. Active Wnt signaling in response to cardiac injury. Basic Res. Cardiol. 105, 631-641 (2010).
89. Haybar, H., Khodadi, E. & Shahrabi, S. Wnt/ -catenin in ischemic myocardium: interactions and signaling pathways as a therapeutic target. Heart Fail. Rev. 24, 411-419 (2019).
90. Litvinukova, M. et al. Cells of the adult human heart. Nature 588, 466-472 (2020).
91. Bastakoty, D. et al. Temporary, Systemic inhibition of the WNT/beta-catenin pathway promotes regenerative cardiac repair following myocardial infarct. Cell Stem Cells Regen. Med. 2, 16966 (2016).
92. Haybar, H., Khodadi, E. & Shahrabi, S. Wnt/beta-catenin in ischemic myocardium: interactions and signaling pathways as a therapeutic target. Heart Fail Rev. 24, 411-419 (2019).
93. Yang, M., Kong, D. Y. & Chen, J. C. Inhibition of miR-148b ameliorates myocardial ischemia/reperfusion injury via regulation of Wnt/beta-catenin signaling pathway. J. Cell Physiol. 234, 17757-17766 (2019).
94. Zhang, G. et al. LncRNA AZIN1-AS1 ameliorates myocardial ischemia-reperfusion injury by targeting miR-6838-5p/WNT3A axis to activate Wnt-beta/catenin signaling pathway. Vitr. Cell Dev. Biol. Anim. 58, 54-68 (2022).
95. Cui, X. et al. Exosomes from adipose-derived mesenchymal stem cells protect the myocardium against ischemia/reperfusion injury through Wnt/beta-catenin signaling pathway. J. Cardiovasc. Pharm. 70, 225-231 (2017).
96. Finch, P. W. et al. Purification and molecular cloning of a secreted, Frizzledrelated antagonist of Wnt action. Proc. Natl Acad. Sci. USA 94, 6770-6775 (1997).
97. Bovolenta, P., Esteve, P., Ruiz, J. M., Cisneros, E. & Lopez-Rios, J. Beyond Wnt inhibition: new functions of secreted Frizzled-related proteins in development and disease. J. Cell Sci. 121, 737-746 (2008).
98. Ouchi, N. et al. Sfrp5 is an anti-inflammatory adipokine that modulates metabolic dysfunction in obesity. Science 329, 454-457 (2010).
99. Li, Y. et al. Sfrp5 coordinates foregut specification and morphogenesis by antagonizing both canonical and noncanonical Wnt11 signaling. Genes Dev. 22, 3050-3063 (2008).
100. Kikuchi, R. et al. An antiangiogenic isoform of VEGF-A contributes to impaired vascularization in peripheral artery disease. Nat. Med 20, 1464-1471 (2014).
101. Fuster, J. J. et al. Noncanonical Wnt signaling promotes obesity-induced adipose tissue inflammation and metabolic dysfunction independent of adipose tissue expansion. Diabetes 64, 1235-1248 (2015).
102. Nakamura, K. et al. Secreted Frizzled-related protein 5 diminishes cardiac inflammation and protects the heart from ischemia/reperfusion injury. J. Biol. Chem. 291, 2566-2575 (2016).
103. Zhou, S. S., He, F., Chen, A. H., Hao, P. Y. & Song, X. D. Suppression of rat Frizzled2 attenuates hypoxia/reoxygenation-induced accumulation in rat H 9 c 2 cells. Exp. Cell Res. 318, 1480-1491 (2012).
104. Zhang, L. et al. Inhibition of Rac1 reduces store overload-induced calcium release and protects against ventricular arrhythmia. J. Cell Mol. Med. 20, 1513-1522 (2016).
105. Belevych, A. E. et al. Redox modification of ryanodine receptors underlies calcium alternans in a canine model of sudden cardiac death. Cardiovasc Res 84, 387-395 (2009).
106. Fauconnier, J. et al. Ryanodine receptor leak mediated by caspase- 8 activation leads to left ventricular injury after myocardial ischemia-reperfusion. Proc. Natl Acad. Sci. USA 108, 13258-13263 (2011).
107. He, J. et al. Huoxin pill prevents excessive inflammation and cardiac dysfunction following myocardial infarction by inhibiting adverse Wnt/betacatenin signaling activation. Phytomedicine 104, 154293 (2022).
108. Hu, Y. et al. Class A scavenger receptor attenuates myocardial infarction-induced cardiomyocyte necrosis through suppressing M1 macrophage subset polarization. Basic Res. Cardiol. 106, 1311-1328 (2011).
109. Cutolo, M., Campitiello, R., Gotelli, E. & Soldano, S. The role of M1/M2 macrophage polarization in rheumatoid arthritis synovitis. Front. Immunol. 13, 867260 (2022).
110. Zhang, R. Y. K., Cochran, B. J., Thomas, S. R. & Rye, K. A. Impact of reperfusion on temporal immune cell dynamics after myocardial infarction. J. Am. Heart Assoc. 12, e027600 (2023).
111. Prabhu, S. D. & Frangogiannis, N. G. The biological basis for cardiac repair after myocardial infarction: from inflammation to fibrosis. Circ. Res. 119, 91-112 (2016).
112. Nahrendorf, M. et al. The healing myocardium sequentially mobilizes two monocyte subsets with divergent and complementary functions. J. Exp. Med. 204, 3037-3047 (2007).
113. Cheng, B., Chen, H. C., Chou, I. W., Tang, T. W. & Hsieh, P. C. Harnessing the early post-injury inflammatory responses for cardiac regeneration. J. Biomed. Sci. 24, 7 (2017).
114. Huang, C. K. et al. Lgr4 governs a pro-inflammatory program in macrophages to antagonize post-infarction cardiac repair. Circ. Res. 127, 953-973 (2020).
115. Zhao, G. et al. CXCR6 deficiency ameliorated myocardial ischemia/reperfusion injury by inhibiting infiltration of monocytes and IFN- -dependent autophagy. Int. J. Cardiol. 168, 853-862 (2013).
116. Gombozhapova, A. et al. Macrophage activation and polarization in postinfarction cardiac remodeling. J. Biomed. Sci. 24, 13 (2017).
117. Yuan, C. et al. Modulation of Wnt/ -catenin signaling in IL-17A-mediated macrophage polarization of RAW264.7 cells. Braz. J. Med. Biol. Res. 53, e9488 (2020).
118. Palevski, D. et al. Loss of macrophage Wnt secretion improves remodeling and function after myocardial infarction in mice. J. Am. Heart Assoc. 6, e004387 (2017).
119. Frangogiannis, N. G. The inflammatory response in myocardial injury, repair, and remodeling. Nat. Rev. Cardiol. 11, 255-265 (2014).
120. Sun, S., Wu, Y., Maimaitijiang, A., Huang, Q. & Chen, Q. Ferroptotic cardiomyocyte-derived exosomes promote cardiac macrophage M1 polarization during myocardial infarction. PeerJ. 10, e13717 (2022).
121. Huang, L., Xiang, M., Ye, P., Zhou, W. & Chen, M. Beta-catenin promotes macrophage-mediated acute inflammatory response after myocardial infarction. Immunol. Cell. Biol. 96, 100-113 (2018).
122. Aisagbonhi, O. et al. Experimental myocardial infarction triggers canonical Wnt signaling and endothelial-to-mesenchymal transition. Dis. Model Mech. 4, 469-483 (2011).
123. Aleshin, A. et al. RAGE modulates myocardial injury consequent to LAD infarction via impact on JNK and STAT signaling in a murine model. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 294, H1823-H1832 (2008).
124. Bucciarelli, L. G. et al. Receptor for advanced-glycation end products: key modulator of myocardial ischemic injury. Circulation 113, 1226-1234 (2006).
125. Park, H. et al. RAGE siRNA-mediated gene silencing provides cardioprotection against ventricular arrhythmias in acute ischemia and reperfusion. J. Control Release 217, 315-326 (2015).
126. Rauner, M. et al. WNT5A is induced by inflammatory mediators in bone marrow stromal cells and regulates cytokine and chemokine production. J. Bone Min. Res. 27, 575-585 (2012).
127. Meyer, I. S. et al. The cardiac microenvironment uses non-canonical WNT signaling to activate monocytes after myocardial infarction. EMBO Mol. Med. 9, 1279-1293 (2017).
128. Moon, J. et al. Blockade to pathological remodeling of infarcted heart tissue using a porcupine antagonist. Proc. Natl Acad. Sci. USA 114, 1649-1654 (2017).
129. Pereira, C., Schaer, D. J., Bachli, E. B., Kurrer, M. O. & Schoedon, G. Wnt5A/CaMKII signaling contributes to the inflammatory response of macrophages and is a target for the antiinflammatory action of activated protein C and interleukin-10. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 28, 504-510 (2008).
130. Port, F. et al. Wingless secretion promotes and requires retromer-dependent cycling of Wntless. Nat. Cell Biol. 10, 178-185 (2008).
131. Guo, X. et al. Induced pluripotent stem cell-conditional medium inhibits H9C2 cardiomyocytes apoptosis via autophagy flux and Wnt/beta-catenin pathway. J. Cell. Mol. Med 23, 4358-4374 (2019).
132. Je, J. Y., Qian, Z. J., Byun, H. G. & Kim, S. K. Purification and characterization of an antioxidant peptide obtained from tuna backbone protein by enzymatic hydrolysis. Process Biochem. 42, 840-846 (2007).
133. Zhang, L. et al. The restoration of Wnt/ -catenin signaling activity by a tuna backbone-derived peptide ameliorates hypoxia-induced cardiomyocyte injury. Am. J. Transl. Res. 12, 5221-5236 (2020).
134. Blankesteijn, W. M., van Gijn, M. E., Essers-Janssen, Y. P., Daemen, M. J. & Smits, J. F. Beta-catenin, an inducer of uncontrolled cell proliferation and migration in malignancies, is localized in the cytoplasm of vascular endothelium during neovascularization after myocardial infarction. Am. J. Pathol. 157, 877-883 (2000).
Ischemia-reperfusion injury: molecular mechanisms and therapeutic targets Zhang et al.
32
135. Barandon, L. et al. Reduction of infarct size and prevention of cardiac rupture in transgenic mice overexpressing FrzA. Circulation 108, 2282-2289 (2003).
136. Baruah, J. et al. The allosteric glycogen synthase kinase-3 inhibitor NP12 limits myocardial remodeling and promotes angiogenesis in an acute myocardial infarction model. J. Biol. Chem. 292, 20785-20798 (2017).
137. Liu, B. et al. Loss of endothelial glucocorticoid receptor promotes angiogenesis via upregulation of Wnt/beta-catenin pathway. Angiogenesis 24, 631-645 (2021).
138. MacLellan, W. R. & Schneider, M. D. Genetic dissection of cardiac growth control pathways. Annu. Rev. Physiol. 62, 289-319 (2000).
139. Nakamura, M. & Sadoshima, J. Mechanisms of physiological and pathological cardiac hypertrophy. Nat. Rev. Cardiol. 15, 387-407 (2018).
140. Shimizu, I. & Minamino, T. Physiological and pathological cardiac hypertrophy. J. Mol. Cell Cardiol. 97, 245-262 (2016).
141. Hagenmueller, M. et al. Dapper-1 is essential for Wnt5a induced cardiomyocyte hypertrophy by regulating the Wnt/PCP pathway. FEBS Lett. 588, 2230-2237 (2014).
142. Khan, K., Makhoul, G., Yu, B., Schwertani, A. & Cecere, R. The cytoprotective impact of yes-associated protein 1 after ischemia-reperfusion injury in AC16 human cardiomyocytes. Exp. Biol. Med. 244, 802-812 (2019).
143. Zhao, X. et al. Aldehyde dehydrogenase-2 protects against myocardial infarction-related cardiac fibrosis through modulation of the Wnt/beta-catenin signaling pathway. Ther. Clin. Risk Manag. 11, 1371-1381 (2015).
144. Qian, L. et al. Downregulation of S100A4 Alleviates Cardiac Fibrosis via Wnt/beta -Catenin Pathway in Mice. Cell Physiol. Biochem 46, 2551-2560 (2018).
145. Cui, S. et al. miR-145 attenuates cardiac fibrosis through the AKT/GSK-3beta/ beta-catenin signaling pathway by directly targeting SOX9 in fibroblasts. J. Cell Biochem. 122, 209-221 (2021).
146. Matsushima, K. et al. Secreted frizzled related protein 4 reduces fibrosis scar size and ameliorates cardiac function after ischemic injury. Tissue Eng. Part A 16, 3329-3341 (2010).
147. Duan, J. et al. Wnt1/betacatenin injury response activates the epicardium and cardiac fibroblasts to promote cardiac repair. EMBO J. 31, 429-442 (2012).
148. Zhang, Y. et al. PRELP promotes myocardial fibrosis and ventricular remodeling after acute myocardial infarction by the wnt/ -catenin signalling pathway. Cardiovasc J. Afr. 33, 228-233 (2022).
149. Jean LeBlanc, N. et al. Canonical Wnt pathway maintains blood-brain barrier integrity upon ischemic stroke and its activation ameliorates tissue plasminogen activator therapy. Mol. Neurobiol. 56, 6521-6538 (2019).
150. Abuelazm, M. et al. The efficacy and safety of tenecteplase versus alteplase for acute ischemic stroke: an updated systematic review, pairwise, and network meta-analysis of randomized controlled trials. J. Thromb. Thrombolysis 55, 322-338 (2023).
151. Berge, E. et al. European Stroke Organisation (ESO) guidelines on intravenous thrombolysis for acute ischaemic stroke. Eur Stroke J. 6, I-Ixii (2021).
152. Emberson, J. et al. Effect of treatment delay, age, and stroke severity on the effects of intravenous thrombolysis with alteplase for acute ischaemic stroke: a meta-analysis of individual patient data from randomized trials. Lancet 384, 1929-1935 (2014).
153. Xiong, Y., Wakhloo, A. K. & Fisher, M. Advances in Acute Ischemic Stroke Therapy. Circ. Res. 130, 1230-1251 (2022).
154. Katsanos, A. H. et al. Intravenous thrombolysis prior to mechanical thrombectomy in large vessel occlusions. Ann. Neurol. 86, 395-406 (2019).
155. Fischer, U. et al. Primary thrombectomy in tPA (Tissue-Type Plasminogen Activator) eligible stroke patients with proximal intracranial occlusions. Stroke 49, 265-269 (2018).
156. Rai, A. T. et al. Intravenous thrombolysis before endovascular therapy for large vessel strokes can lead to significantly higher hospital costs without improving outcomes. J. Neurointerv. Surg. 10, 17-21 (2018).
157. Goyal, N. et al. Impact of pretreatment with intravenous thrombolysis on reperfusion status in acute strokes treated with mechanical thrombectomy. J. Neurointerv Surg. 11, 1073-1079 (2019).
158. Rossi, R. et al. Does prior administration of rtPA influence acute ischemic stroke clot composition? Findings from the analysis of clots retrieved with mechanical thrombectomy from the RESTORE registry. J. Neurol. 269, 1913-1920 (2022).
159. Muroyama, Y., Kondoh, H. & Takada, S. Wnt proteins promote neuronal differentiation in neural stem cell culture. Biochem. Biophys. Res. Commun. 313, 915-921 (2004).
160. Maretto, S. et al. Mapping Wnt/beta-catenin signaling during mouse development and in colorectal tumors. Proc. Natl Acad. Sci. USA 100, 3299-3304 (2003).
161. McKenzie, M. G. et al. Non-canonical Wnt signaling through Ryk regulates the generation of somatostatin- and parvalbumin-expressing cortical interneurons. Neuron 103, 853-864.e854 (2019).
162. Lewis, J. L. et al. Reiterated Wnt signaling during zebrafish neural crest development. Development 131, 1299-1308 (2004).
163. Hutchins, B. I., Li, L. & Kalil, K. Wnt-induced calcium signaling mediates axon growth and guidance in the developing corpus callosum. Sci. Signal. 5, pt1 (2012).
164. Rosso, S. B., Sussman, D., Wynshaw-Boris, A. & Salinas, P. C. Wnt signaling through Dishevelled, Rac, and JNK regulates dendritic development. Nat. Neurosci. 8, 34-42 (2005).
165. Liebner, S. et al. Wnt/beta-catenin signaling controls development of the bloodbrain barrier. J. Cell Biol. 183, 409-417 (2008).
166. Benz, F. et al. Low wnt/ -catenin signaling determines leaky vessels in the subfornical organ and affects water homeostasis in mice. Elife 8, e43818 (2019).
167. Shi, Z. Y. et al. Protective effect of autophagy in neural ischemia and hypoxia: negative regulation of the Wnt/ -catenin pathway. Int J. Mol. Med. 40, 1699-1708 (2017).
168. Ji, Y. B., Wang, T. X., Gao, Q., Huang, X. W. & Chang, J. Normalization of noncanonical Wnt signalings does not compromise blood-brain barrier protection conferred by upregulating endothelial Wnt/ -catenin signaling following ischemic stroke. CNS Neurosci. Ther. 27, 1085-1096 (2021).
169. Zhao, H. et al. Sirt3 inhibits cerebral ischemia-reperfusion injury through normalizing Wnt -catenin pathway and blocking mitochondrial fission. Cell Stress Chaperones 23, 1079-1092 (2018).
170. Zhang, G. et al. Wnt/ -catenin signaling pathway contributes to isoflurane postconditioning against cerebral ischemia-reperfusion injury and is possibly related to the transforming growth factor Smad3 signaling pathway. Biomed. Pharmacother. 110, 420-430 (2019).
171. Li, T. et al. DIXDC1 prevents oxygen-glucose deprivation/reoxygenation-induced injury in hippocampal neurons in vitro by promoting Wnt/ -catenin signaling. Eur. Rev. Med. Pharm. Sci. 22, 5678-5687 (2018).
172. Niu, L. J., Xu, R. X., Zhang, P., Du, M. X. & Jiang, X. D. Suppression of Frizzled-2mediated Wnt/ signaling significantly attenuates intracellular calcium accumulation in vitro and in a rat model of traumatic brain injury. Neuroscience 213, 19-28 (2012).
173. Kunz, A., Dirnagl, U. & Mergenthaler, P. Acute pathophysiological processes after ischaemic and traumatic brain injury. Best. Pr. Res. Clin. Anaesthesiol. 24, 495-509 (2010).
174. Seifert-Held, T. et al. Circulating Dickkopf-1 in acute ischemic stroke and clinically stable cerebrovascular disease. Atherosclerosis 218, 233-237 (2011).
175. Cappuccio, I. et al. Induction of Dickkopf-1, a negative modulator of the Wnt pathway, is required for the development of ischemic neuronal death. J. Neurosci. 25, 2647-2657 (2005).
176. Mastroiacovo, F. et al. Induction of the Wnt antagonist, Dickkopf-1, contributes to the development of neuronal death in models of brain focal ischemia. J. Cereb. Blood Flow. Metab. 29, 264-276 (2009).
177. Scali, C. et al. Inhibition of Wnt signaling, modulation of Tau phosphorylation and induction of neuronal cell death by DKK1. Neurobiol. Dis. 24, 254-265 (2006).
178. Che, Q. Q., Huang, T., Zhang, Y. D. & Qian, X. J. Effect of miR-124 on neuronal apoptosis in rats with cerebral infarction through Wnt/ -catenin signaling pathway. Eur. Rev. Med. Pharm. Sci. 23, 6657-6664 (2019).
179. Zhou, Z., Ren, X., Zheng, L., Li, A. & Zhou, W. LncRNA NEAT1 stabilized Wnt3a via U2AF2 and activated Wnt/ -catenin pathway to alleviate ischemia stroke induced injury. Brain Res. 1788, 147921 (2022).
180. Xu, D. et al. XQ-1H alleviates cerebral ischemia in mice through inhibition of apoptosis and promotion of neurogenesis in a Wnt/ -catenin signaling dependent way. Life Sci. 235, 116844 (2019).
181. Zhao, H., Pan, W., Chen, L., Luo, Y. & Xu, R. Nur77 promotes cerebral ischemiareperfusion injury via activating INF2-mediated mitochondrial fragmentation. J. Mol. Histol. 49, 599-613 (2018).
182. Chong, Z. Z. & Maiese, K. Targeting WNT, protein kinase B, and mitochondrial membrane integrity to foster cellular survival in the nervous system. Histol. Histopathol. 19, 495-504 (2004).
183. Guo, C. & Whitmarsh, A. J. The beta-arrestin-2 scaffold protein promotes c-Jun N -terminal kinase- 3 activation by binding to its nonconserved N terminus. J. Biol. Chem. 283, 15903-15911 (2008).
184. Kuan, C. Y. et al. A critical role of neural-specific JNK3 for ischemic apoptosis. Proc. Natl Acad. Sci. USA 100, 15184-15189 (2003).
185. Zhang, Q. G., Wang, R., Khan, M., Mahesh, V. & Brann, D. W. Role of Dickkopf-1, an antagonist of the Wnt/beta-catenin signaling pathway, in estrogen-induced neuroprotection and attenuation of tau phosphorylation. J. Neurosci. 28, 8430-8441 (2008).
186. Cheng, Y. L. et al. Evidence that collaboration between HIF-1a and Notch-1 promotes neuronal cell death in ischemic stroke. Neurobiol. Dis. 62, 286-295 (2014).
187. Burchell, S. R., Dixon, B. J., Tang, J. & Zhang, J. H. Isoflurane provides neuroprotection in neonatal hypoxic ischemic brain injury. J. Investig. Med. 61, 1078-1083 (2013).
188. Lan, X. B. et al. Neuroprotective effects of oxymatrine on hypoxic-ischemic brain damage in neonatal rats by activating the Wnt/ -catenin pathway. Biomed. Pharmacother. 159, 114266 (2023).
189. Yan, H. F., Tuo, Q. Z., Yin, Q. Z. & Lei, P. The pathological role of ferroptosis in ischemia/reperfusion-related injury. Zool. Res. 41, 220-230 (2020).
190. Li, D. & Li, Y. The interaction between ferroptosis and lipid metabolism in cancer. Signal Transduct. Target Ther. 5, 108 (2020).
191. Li, L., Li, Y. W., Zhao, J. Y., Liu, Y. Z. & Holscher, C. Quantitative analysis of iron concentration and expression of ferroportin 1 in the cortex and hippocampus of rats induced by cerebral ischemia. J. Clin. Neurosci. 16, 1466-1472 (2009).
192. Won, S. M. et al. Iron mediates endothelial cell damage and blood-brain barrier opening in the hippocampus after transient forebrain ischemia in rats. Exp. Mol. Med. 43, 121-128 (2011).
193. Hällgren, R., Terent, A., Wide, L., Bergström, K. & Birgegård, G. Cerebrospinal fluid ferritin in patients with cerebral infarction or bleeding. Acta Neurol. Scand. 61, 384-392 (1980).
194. Shi, Y. et al. Selenium alleviates cerebral ischemia/reperfusion injury by regulating oxidative stress, mitochondrial fusion and ferroptosis. Neurochem. Res. 47, 2992-3002 (2022).
195. Groenendaal, F., Shadid, M., McGowan, J. E., Mishra, O. P. & van Bel, F. Effects of deferoxamine, a chelator of free iron, on NA(+), K(+)-ATPase activity of cortical brain cell membrane during early reperfusion after hypoxia-ischemia in newborn lambs. Pediatr. Res. 48, 560-564 (2000).
196. Shadid, M. et al. Effect of deferoxamine and allopurinol on non-protein-bound iron concentrations in plasma and cortical brain tissue of newborn lambs following hypoxia-ischemia. Neurosci. Lett. 248, 5-8 (1998).
197. Zhao, Y. et al. Nano-liposomes of lycopene reduces ischemic brain damage in rodents by regulating iron metabolism. Free Radic. Biol. Med. 124, 1-11 (2018).
198. Yin, M. et al. circAFF1 enhances intracerebral hemorrhage induced neuronal ferroptosis by targeting miR-140-5p to regulate GSK-3 mediated Wnt/ -catenin signal pathway. Brain Res. Bull. 189, 11-21 (2022).
199. Wu, X. et al. Regulation of GSK3 Nrf2 signaling pathway modulated erastininduced ferroptosis in breast cancer. Mol. Cell Biochem. 473, 217-228 (2020).
200. Armagan, G. et al. Regulation of the Nrf2 Pathway by Glycogen Synthase Kinase in MPP+-Induced Cell Damage. Molecules. 24, 1377 (2019).
201. Wang, L., Ouyang, S., Li, B., Wu, H. & Wang, F. GSK-3 manipulates ferroptosis sensitivity by dominating iron homeostasis. Cell Death Discov. 7, 334 (2021).
202. Candelario-Jalil, E., Dijkhuizen, R. M. & Magnus, T. Neuroinflammation, stroke, blood-brain barrier dysfunction, and imaging modalities. Stroke 53, 1473-1486 (2022).
203. Lengfeld, J. E. et al. Endothelial Wnt/ -catenin signaling reduces immune cell infiltration in multiple sclerosis. Proc. Natl Acad. Sci. USA 114, E1168-e1177 (2017).
204. Liu, Z. & Chopp, M. Astrocytes, therapeutic targets for neuroprotection and neurorestoration in ischemic stroke. Prog. Neurobiol. 144, 103-120 (2016).
205. Ma, Y., Wang, J., Wang, Y. & Yang, G. Y. The biphasic function of microglia in ischemic stroke. Prog. Neurobiol. 157, 247-272 (2017).
206. Kanazawa, M., Ninomiya, I., Hatakeyama, M., Takahashi, T. & Shimohata, T. Microglia and Monocytes/Macrophages Polarization Reveal Novel Therapeutic Mechanism against Stroke. Int. J. Mol. Sci. 18, 2135 (2017).
207. Wang, Y. et al. Antioxidants & Redox Signaling. Antioxid. Redox Signal. 32, 213-214 (2020).
208. Zolezzi, J. M. & Inestrosa, N. C. Wnt/TLR Dialog in Neuroinflammation, Relevance in Alzheimer’s Disease. Front. Immunol. 8, 187 (2017).
209. Yeh, H., Woodbury, M. E., Ingraham Dixie, K. L., Ikezu, T. & Ikezu, S. Microglial WNT5A supports dendritic spines maturation and neuronal firing. Brain Behav. Immun. 107, 403-413 (2023).
210. Mecha, M. et al. Involvement of Wnt7a in the role of M2c microglia in neural stem cell oligodendrogenesis. J. Neuroinflamm 17, 88 (2020).
211. Xie, K., Cai, Y., Yang, P., Du, F. & Wu, K. Upregulating microRNA-874-3p inhibits CXCL12 expression to promote angiogenesis and suppress inflammatory response in ischemic stroke. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 319, C579-c588 (2020).
212. Zhao, J., Li, L. & Fang, G. Salvianolic acid A attenuates cerebral ischemia/ reperfusion injury induced rat brain damage, inflammation, and apoptosis by regulating miR-499a/DDK1. Am. J. Transl. Res. 12, 3288-3301 (2020).
213. Zhou, J., Wu, N. & Lin, L. Curcumin suppresses apoptosis and inflammation in hypoxia/reperfusion-exposed neurons via Wnt Signaling pathway. Med Sci. Monit. 26, e920445 (2020).
214. Song, D. et al. Wnt canonical pathway activator TWS119 drives microglial antiinflammatory activation and facilitates neurological recovery following experimental stroke. J. Neuroinflamm 16, 256 (2019).
215. Zhao, B., Wang, P., Yu, J. & Zhang, Y. MicroRNA-376b-5p targets SOX7 to alleviate ischemic brain injury in a mouse model through activating Wnt/ -catenin signaling pathway. Life Sci. 270, 119072 (2021).
216. Kalogeris, T., Bao, Y. & Korthuis, R. J. Mitochondrial reactive oxygen species: a double edged sword in ischemia/reperfusion vs preconditioning. Redox Biol. 2, 702-714 (2014).
217. Tang, Y., Shen, J., Zhang, F., Yang, F. Y. & Liu, M. Human serum albumin attenuates global cerebral ischemia/reperfusion-induced brain injury in a Wnt/ -Catenin/ROS signaling-dependent manner in rats. Biomed. Pharmacother. 115, 108871 (2019).
218. Ten, V. S. & Starkov, A. Hypoxic-ischemic injury in the developing brain: the role of reactive oxygen species originating in mitochondria. Neurol. Res. Int. 2012, 542976 (2012).
219. Korobova, F., Ramabhadran, V. & Higgs, H. N. An actin-dependent step in mitochondrial fission mediated by the ER-associated formin INF2. Science 339, 464-467 (2013).
220. Alvarez-Buylla, A. & Garcia-Verdugo, J. M. Neurogenesis in adult subventricular zone. J. Neurosci. 22, 629-634 (2002).
221. Alvarez-Buylla, A. & Lim, D. A. For the long run: maintaining germinal niches in the adult brain. Neuron 41, 683-686 (2004).
222. Adachi, K. et al. Beta-catenin signaling promotes proliferation of progenitor cells in the adult mouse subventricular zone. Stem Cells 25, 2827-2836 (2007).
223. Lie, D. C. et al. Wnt signaling regulates adult hippocampal neurogenesis. Nature 437, 1370-1375 (2005).
224. Jin, K. et al. Evidence for stroke-induced neurogenesis in the human brain. Proc. Natl Acad. Sci. USA 103, 13198-13202 (2006).
225. Martí-Fàbregas, J. et al. Proliferation in the human ipsilateral subventricular zone after ischemic stroke. Neurology 74, 357-365 (2010).
226. Chen, X. et al. Peroxynitrite enhances self-renewal, proliferation, and neuronal differentiation of neural stem/progenitor cells through activating HIF-1a and Wnt/ -catenin signaling pathway. Free Radic. Biol. Med 117, 158-167 (2018).
227. Tiwari, S. K. et al. Inhibitory effects of Bisphenol-A on neural stem cells proliferation and differentiation in the rat brain are dependent on Wnt/ -catenin pathway. Mol. Neurobiol. 52, 1735-1757 (2015).
228. Gan, Q. et al. Pax6 mediates ß-catenin signaling for self-renewal and neurogenesis by neocortical radial glial stem cells. Stem Cells 32, 45-58 (2014).
229. Kuwabara, T. et al. Wnt-mediated activation of NeuroD1 and retro-elements during adult neurogenesis. Nat. Neurosci. 12, 1097-1105 (2009).
230. Gao, Z. et al. Neurod1 is essential for the survival and maturation of adult-born neurons. Nat. Neurosci. 12, 1090-1092 (2009).
231. Joksimovic, M. & Awatramani, R. Wnt/ -catenin signaling in midbrain dopaminergic neuron specification and neurogenesis. J. Mol. Cell Biol. 6, 27-33 (2014).
232. Yi, H., Hu, J., Qian, J. & Hackam, A. S. Expression of brain-derived neurotrophic factor is regulated by the Wnt signaling pathway. Neuroreport 23, 189-194 (2012).
233. Wei, Z. Z. et al. Neuroprotective and regenerative roles of intranasal Wnt-3a administration after focal ischemic stroke in mice. J. Cereb. Blood Flow. Metab. 38, 404-421 (2018).
234. Li, S. R. et al. Mallotus oblongifolius extracts ameliorate ischemic nerve damage by increasing endogenous neural stem cell proliferation through the Wnt/ -catenin signaling pathway. Food Funct. 11, 1027-1036 (2020).
235. Liu, Q. et al. Ellagic acid improves endogenous neural stem cells proliferation and neurorestoration through Wnt/ -catenin signaling in vivo and in vitro. Mol. Nutr. Food Res. 61, 1600587 (2017).
236. Yang, X. et al. Curcumin promotes neurogenesis of hippocampal dentate gyrus via Wnt/ -catenin signal pathway following cerebral ischemia in mice. Brain Res 1751, 147197 (2021).
237. You, D. & You, H. Repression of long non-coding RNA MEG3 restores nerve growth and alleviates neurological impairment after cerebral ischemiareperfusion injury in a rat model. Biomed. Pharmacother. 111, 1447-1457 (2019).
238. Stenman, J. M. et al. Canonical Wnt signaling regulates organ-specific assembly and differentiation of CNS vasculature. Science 322, 1247-1250 (2008).
239. Zhou, Y. & Nathans, J. Gpr124 controls CNS angiogenesis and blood-brain barrier integrity by promoting ligand-specific canonical wnt signaling. Dev. Cell 31, 248-256 (2014).
240. Hu, Y., Zheng, Y., Wang, T., Jiao, L. & Luo, Y. VEGF, a Key Factor for Blood Brain Barrier Injury After Cerebral Ischemic Stroke. Aging Dis. 13, 647-654 (2022).
241. Green, D. R. Caspases and Their Substrates. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 14, a041012 (2022).
242. Tian, Y. et al. IL-4-polarized BV2 microglia cells promote angiogenesis by secreting exosomes. Adv. Clin. Exp. Med. 28, 421-430 (2019).
243. Krupinski, J., Kaluza, J., Kumar, P., Kumar, S. & Wang, J. M. Role of angiogenesis in patients with cerebral ischemic stroke. Stroke 25, 1794-1798 (1994).
244. Wang, L. P. et al. Oligodendrocyte precursor cell transplantation promotes angiogenesis and remyelination via Wnt/ -catenin pathway in a mouse model of middle cerebral artery occlusion. J. Cereb. Blood Flow. Metab. 42, 757-770 (2022).
Ischemia-reperfusion injury: molecular mechanisms and therapeutic targets Zhang et al. 34
245. Jiang, X. et al. Blood-brain barrier dysfunction and recovery after ischemic stroke. Prog. Neurobiol. 163-164, 144-171 (2018).
246. Ta, S. et al. Variants of WNT7A and GPR124 are associated with hemorrhagic transformation following intravenous thrombolysis in ischemic stroke. CNS Neurosci. Ther. 27, 71-81 (2021).
247. Chang, J. et al. Gpr124 is essential for blood-brain barrier integrity in central nervous system disease. Nat. Med. 23, 450-460 (2017).
248. Hussain, B. et al. Endothelial -catenin deficiency causes blood-brain barrier breakdown via enhancing the paracellular and transcellular permeability. Front. Mol. Neurosci. 15, 895429 (2022).
249. Chen, X. Y. et al. Inhibition of the immunoproteasome LMP2 ameliorates ischemia/hypoxia-induced blood-brain barrier injury through the Wnt/ -catenin signaling pathway. Mil. Med. Res. 8, 62 (2021).
250. Langen, U. H., Ayloo, S. & Gu, C. Development and cell biology of the bloodbrain barrier. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 35, 591-613 (2019).
251. Jin, Z., Ke, J., Guo, P., Wang, Y. & Wu, H. Quercetin improves blood-brain barrier dysfunction in rats with cerebral ischemia reperfusion via Wnt signaling pathway. Am. J. Transl. Res. 11, 4683-4695 (2019).
252. Kintner, D. B. et al. Increased tolerance to oxygen and glucose deprivation in astrocytes from exchanger isoform 1 null mice. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 287, C12-C21 (2004).
253. Song, S. et al. Activation of endothelial Wnt/ -catenin signaling by protective astrocytes repairs BBB damage in ischemic stroke. Prog. Neurobiol. 199, 101963 (2021).
254. Zhao, H., Alam, A., Soo, A. P., George, A. J. T. & Ma, D. Ischemia-reperfusion injury reduces long term renal graft survival: mechanism and beyond. EBioMedicine 28, 31-42 (2018).
255. Wang, W., Sai, W. L. & Yang, B. [The role of macrophage polarization and interaction with renal tubular epithelial cells in ischemia-reperfusion induced acute kidney injury]. Sheng Li Xue Bao 74, 28-38 (2022).
256. He, W. et al. Wnt/beta-catenin signaling promotes renal interstitial fibrosis. J. Am. Soc. Nephrol. 20, 765-776 (2009).
257. Liu, D., Liu, Y., Zheng, X. & Liu, N. c-MYC-induced long noncoding RNA MEG3 aggravates kidney ischemia-reperfusion injury through activating mitophagy by upregulation of RTKN to trigger the Wnt/ -catenin pathway. Cell Death Dis. 12, 191 (2021).
258. Zhou, D. et al. Tubule-specific ablation of endogenous -catenin aggravates acute kidney injury in mice. Kidney Int. 82, 537-547 (2012).
259. Wang, Y. et al. Quercetin alleviates acute kidney injury by inhibiting ferroptosis. J. Adv. Res. 28, 231-243 (2021).
260. Wei, X. et al. Identification of subtypes and a delayed graft function predictive signature based on ferroptosis in renal ischemia-reperfusion injury. Front. Cell Dev. Biol. 10, 800650 (2022).
261. Xu, Y. et al. circ-AKT3 aggravates renal ischaemia-reperfusion injury via regulating miR-144-5p /Wnt/ -catenin pathway and oxidative stress. J. Cell Mol. Med. 26, 1766-1775 (2022).
262. Sturmlechner, I., Durik, M., Sieben, C. J., Baker, D. J. & van Deursen, J. M. Cellular senescence in renal aging and disease. Nat. Rev. Nephrol. 13, 77-89 (2017).
263. Xiao, L. et al. Sustained Activation of Wnt/ -Catenin Signaling Drives AKI to CKD Progression. J. Am. Soc. Nephrol. 27, 1727-1740 (2016).
264. Zhou, L. et al. Multiple genes of the renin-angiotensin system are novel targets of Wnt/ -catenin signaling. J. Am. Soc. Nephrol. 26, 107-120 (2015).
265. Zhou, D. et al. Matrix metalloproteinase-7 is an urinary biomarker and pathogenic mediator of kidney fibrosis. J. Am. Soc. Nephrol. 28, 598-611 (2017).
266. He, W. et al. Plasminogen activator inhibitor-1 is a transcriptional target of the canonical pathway of Wnt/beta-catenin signaling. J. Biol. Chem. 285, 24665-24675 (2010).
267. Simon-Tillaux, N. & Hertig, A. Snail and kidney fibrosis. Nephrol. Dial. Transpl. 32, 224-233 (2017).
268. Luo, C. et al. Wnt9a promotes renal fibrosis by accelerating cellular senescence in tubular epithelial cells. J. Am. Soc. Nephrol. 29, 1238-1256 (2018).
269. von Toerne, C. et al. Wnt pathway regulation in chronic renal allograft damage. Am. J. Transpl. 9, 2223-2239 (2009).
270. Sun, Q. et al. Allogeneic mesenchymal stem cells as induction therapy are safe and feasible in renal allografts: pilot results of a multicenter randomized controlled trial. J. Transl. Med. 16, 52 (2018).
271. Peralta, C., Jiménez-Castro, M. B. & Gracia-Sancho, J. Hepatic ischemia and reperfusion injury: effects on the liver sinusoidal milieu. J. Hepatol. 59, 1094-1106 (2013).
272. Russell, J. O. & Monga, S. P. Wnt/ -catenin signaling in liver development, homeostasis, and pathobiology. Annu. Rev. Pathol. 13, 351-378 (2018).
273. Dar, W. A., Sullivan, E., Bynon, J. S., Eltzschig, H. & Ju, C. Ischaemia reperfusion injury in liver transplantation: cellular and molecular mechanisms. Liver Int. 39, 788-801 (2019).
274. Lehwald, N. et al. Wnt- -catenin signaling protects against hepatic ischemia and reperfusion injury in mice. Gastroenterology 141, 707-718 (2011).
275. Liu, X. et al. Signaling through hepatocyte vasopressin receptor 1 protects mouse liver from ischemia-reperfusion injury. Oncotarget 7, 69276-69290 (2016).
276. Xie, K., Liu, L., Chen, J. & Liu, F. Exosomes derived from human umbilical cord blood mesenchymal stem cells improve hepatic ischemia reperfusion injury via delivering miR-1246. Cell Cycle 18, 3491-3501 (2019).
277. Sakon, M., Ariyoshi, H., Umeshita, K. & Monden, M. Ischemia-reperfusion injury of the liver with special reference to calcium-dependent mechanisms. Surg. Today 32, 1-12 (2002).
278. Hu, X. et al. Inhibition of Frizzled-2 by small interfering RNA protects rat hepatic BRL-3A cells against cytotoxicity and apoptosis induced by Hypoxia/Reoxygenation. Gastroenterol. Hepatol. 43, 107-116 (2020).
279. Yim, S. Y. et al. Risk factors for developing hyponatremia during terlipressin treatment: a retrospective analyses in variceal bleeding. J. Clin. Gastroenterol. 49, 607-612 (2015).
280. Koshimizu, T. A. et al. Vasopressin V1a and V1b receptors: from molecules to physiological systems. Physiol. Rev. 92, 1813-1864 (2012).
281. Kohler, A., Perrodin, S., De Gottardi, A., Candinas, D. & Beldi, G. Effectiveness of terlipressin for prevention of complications after major liver resection-A randomized placebo-controlled trial. HPB 22, 884-891 (2020).
282. Hong, S. H. et al. Perioperative assessment of terlipressin infusion during living donor liver transplantation. J. Int. Med. Res. 40, 225-236 (2012).
283. Reis, D. J. & Regunathan, S. Is agmatine a novel neurotransmitter in brain? Trends Pharm. Sci. 21, 187-193 (2000).
284. Kim, D. J. et al. Protective effect of agmatine on a reperfusion model after transient cerebral ischemia: Temporal evolution on perfusion MR imaging and histopathologic findings. AJNR Am. J. Neuroradiol. 27, 780-785 (2006).
285. Sugiura, T. et al. Protective effect of agmatine on ischemia/reperfusion-induced renal injury in rats. J. Cardiovasc. Pharm. 51, 223-230 (2008).
286. Greenberg, S. et al. The effect of agmatine administration on ischemicreperfused isolated rat heart. J. Cardiovasc. Pharm. Ther. 6, 37-45 (2001).
287. Han, Z. et al. Agmatine attenuates liver ischemia reperfusion injury by activating Wnt/ -catenin signaling in mice. Transplantation 104, 1906-1916 (2020).
288. Dong, J. et al. SRY is a Key Mediator of Sexual Dimorphism in Hepatic Ischemia/ Reperfusion Injury. Ann. Surg. 276, 345-356 (2022).
289. O’Neill, M. J. & O’Neill, R. J. Whatever happened to SRY? Cell Mol. Life Sci. 56, 883-893 (1999).
290. Yang, Y. Y. et al. Involvement of the HIF-1a and Wnt/ -catenin pathways in the protective effects of losartan on fatty liver graft with ischaemia/reperfusion injury. Clin. Sci. 126, 163-174 (2014).
291. Griffin, M. O., Ceballos, G. & Villarreal, F. J. Tetracycline compounds with nonantimicrobial organ protective properties: possible mechanisms of action. Pharm. Res. 63, 102-107 (2011).
292. Li, Y., Li, T., Qi, H. & Yuan, F. Minocycline protects against hepatic ischemia/ reperfusion injury in a rat model. Biomed. Rep. 3, 19-24 (2015).
293. Bataller, R. et al. Prolonged infusion of angiotensin II into normal rats induces stellate cell activation and proinflammatory events in liver. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 285, G642-G651 (2003).
294. Kanno, K., Tazuma, S., Nishioka, T., Hyogo, H. & Chayama, K. Angiotensin II participates in hepatic inflammation and fibrosis through MCP-1 expression. Dig. Dis. Sci. 50, 942-948 (2005).
295. Bataller, R. et al. NADPH oxidase signal transduces angiotensin II in hepatic stellate cells and is critical in hepatic fibrosis. J. Clin. Investig. 112, 1383-1394 (2003).
296. Harrison, D. G., Cai, H., Landmesser, U. & Griendling, K. K. Interactions of angiotensin II with NAD(P)H oxidase, oxidant stress and cardiovascular disease. J. Renin Angiotensin Aldosterone Syst. 4, 51-61 (2003).
297. Guo, L. et al. Role of the renin-angiotensin system in hepatic ischemia reperfusion injury in rats. Hepatology 40, 583-589 (2004).
298. Kuncewitch, M. et al. Wnt agonist attenuates liver injury and improves survival after hepatic ischemia/reperfusion. Shock 39, 3-10 (2013).
299. Sun, T. et al. AXIN2(+) Pericentral hepatocytes have limited contributions to liver homeostasis and regeneration. Cell Stem Cell 26, 97-107.e106 (2020).
300. Katoh, M. Multi-layered prevention and treatment of chronic inflammation, organ fibrosis and cancer associated with canonical WNT/ -catenin signaling activation (Review). Int J. Mol. Med. 42, 713-725 (2018).
301. Piao, C. et al. Effects of Exosomes Derived from Adipose-Derived Mesenchymal Stem Cells on Pyroptosis and Regeneration of Injured Liver. Int. J. Mol. Sci. 23, 12065 (2022).
302. Zhou, B. et al. Notch signaling pathway: architecture, disease, and therapeutics. Signal Transduct. Target. Ther. 7, 95 (2022).
303. Kopan, R. & llagan, M. X. The canonical Notch signaling pathway: unfolding the activation mechanism. Cell 137, 216-233 (2009).
304. Chen, G. et al. The canonical Notch signaling was involved in the regulation of intestinal epithelial cells apoptosis after intestinal ischemia/reperfusion injury. Int. J. Mol. Sci. 15, 7883-7896 (2014).
305. Guo, P. et al. Dexmedetomidine alleviates myocardial ischemia-reperfusion injury by down-regulating miR-34b-3p to activate the Jagged1/Notch signaling pathway. Int. Immunopharmacol. 116, 109766 (2023).
306. Li, H. et al. Botch protects neurons from ischemic insult by antagonizing Notchmediated neuroinflammation. Exp. Neurol. 321, 113028 (2019).
307. Pei, H. et al. Notch1 cardioprotection in myocardial ischemia/reperfusion involves reduction of oxidative/nitrative stress. Basic Res. Cardiol. 108, 373 (2013).
308. Yu, H. C. et al. Canonical notch pathway protects hepatocytes from ischemia/ reperfusion injury in mice by repressing reactive oxygen species production through JAK2/STAT3 signaling. Hepatology 54, 979-988 (2011).
309. Chatterjee, S. & Sil, P. C. Targeting the crosstalks of Wnt pathway with Hedgehog and Notch for cancer therapy. Pharm. Res. 142, 251-261 (2019).
310. Patni, A. P. et al. Comprehending the crosstalk between Notch, Wnt, and Hedgehog signaling pathways in oral squamous cell carcinoma – clinical implications. Cell Oncol. 44, 473-494 (2021).
311. Kim, H. A. et al. Notch1 counteracts WNT/ -catenin signaling through chromatin modification in colorectal cancer. J. Clin. Investig. 122, 3248-3259 (2012).
312. Kim, W. et al. Hippo signaling interactions with Wnt/ -catenin and Notch signaling repress liver tumorigenesis. J. Clin. Investig. 127, 137-152 (2017).
313. Sprinzak, D. & Blacklow, S. C. Biophysics of Notch Signaling. Annu. Rev. Biophys. 50, 157-189 (2021).
314. Gude, N. A. et al. Activation of Notch-mediated protective signaling in the myocardium. Circ. Res. 102, 1025-1035 (2008).
315. Ashton, K. J., Willems, L., Holmgren, K., Ferreira, L. & Headrick, J. P. Ageassociated shifts in cardiac gene transcription and transcriptional responses to ischemic stress. Exp. Gerontol. 41, 189-204 (2006).
316. Zhao, L. et al. Notch signaling regulates cardiomyocyte proliferation during zebrafish heart regeneration. Proc. Natl Acad. Sci. USA 111, 1403-1408 (2014).
317. Zhao, L., Ben-Yair, R., Burns, C. E. & Burns, C. G. Endocardial Notch signaling promotes cardiomyocyte proliferation in the regenerating zebrafish heart through wnt pathway antagonism. Cell Rep. 26, 546-554.e545 (2019).
318. Zhang, H. P. et al. The neuroprotective effects of isoflurane preconditioning in a murine transient global cerebral ischemia-reperfusion model: the role of the Notch signaling pathway. Neuromolecular Med. 16, 191-204 (2014).
319. Yang, Q. et al. Activation of canonical notch signaling pathway is involved in the ischemic tolerance induced by sevoflurane preconditioning in mice. Anesthesiology 117, 996-1005 (2012).
320. Zhang, H. et al. [Expressions of Notch3, Notch4, Frizzled2, and Tead1 in rats with focal cerebral ischemia-reperfusion]. Zhonghua Yi Xue Za Zhi 95, 3766-3769 (2015).
321. Arboleda-Velasquez, J. F. et al. Linking Notch signaling to ischemic stroke. Proc. Natl Acad. Sci. USA 105, 4856-4861 (2008).
322. Arumugam, T. V. et al. Notch signaling and neuronal death in stroke. Prog. Neurobiol. 165-167, 103-116 (2018).
323. Gao, L., Yang, L. & Cui, H. GSK-3 inhibitor TWS119 alleviates hypoxic-ischemic brain damage via a crosstalk with Wnt and Notch signaling pathways in neonatal rats. Brain Res. 1768, 147588 (2021).
324. Ma, R. et al. l-Borneol and d-Borneol promote transdifferentiation of astrocytes into neurons in rats by regulating Wnt/Notch pathway to exert neuroprotective effect during recovery from cerebral ischemia. Phytomedicine 109, 154583 (2023).
325. Huang, S. et al. Zhongfenggao protects brain microvascular endothelial cells from oxygen-glucose deprivation/reoxygenation-induced injury by angiogenesis. Biol. Pharm. Bull. 42, 222-230 (2019).
326. Zhang, Z., Yao, L., Yang, J., Wang, Z. & Du, G. PI3K/Akt and HIF-1 signaling pathway in hypoxia-ischemia (Review). Mol. Med. Rep. 18, 3547-3554 (2018).
327. Dong, J., Xu, X., Zhang, Q., Yuan, Z. & Tan, B. The PI3K/AKT pathway promotes fracture healing through its crosstalk with Wnt/ -catenin. Exp. Cell Res. 394, 112137 (2020).
328. Deng, S. et al. PI3K/AKT signaling tips the balance of cytoskeletal forces for cancer progression. Cancers 14, 1652 (2022).
329. Papadimitrakopoulou, V. Development of PI3K/AKT/mTOR pathway inhibitors and their application in personalized therapy for non-small-cell lung cancer. J. Thorac. Oncol. 7, 1315-1326 (2012).
330. Tewari, D., Patni, P., Bishayee, A., Sah, A. N. & Bishayee, A. Natural products targeting the PI3K-Akt-mTOR signaling pathway in cancer: A novel therapeutic strategy. Semin. Cancer Biol. 80, 1-17 (2022).
331. Xiao, C. L. et al. The role of PI3K/Akt signaling pathway in spinal cord injury. Biomed. Pharmacother. 156, 113881 (2022).
332. Potz, B. A. et al. Calpain inhibition modulates glycogen synthase kinase pathways in ischemic myocardium: a proteomic and mechanistic analysis. J. Thorac. Cardiovasc Surg. 153, 342-357 (2017).
333. Chen, B. et al. Co-expression of Akt1 and Wnt11 promotes the proliferation and cardiac differentiation of mesenchymal stem cells and attenuates hypoxia/ reoxygenation-induced cardiomyocyte apoptosis. Biomed. Pharmacother. 108, 508-514 (2018).
334. Zhuang, Q. et al. Stimulated CB1 cannabinoid receptor inducing ischemic tolerance and protecting neurons from cerebral ischemia. Cent. Nerv. Syst. Agents Med. Chem. 17, 141-150 (2017).
335. Blankesteijn, W. M., van de Schans, V. A., ter Horst, P. & Smits, J. F. The Wnt/ frizzled/GSK-3 beta pathway: a novel therapeutic target for cardiac hypertrophy. Trends Pharm. Sci. 29, 175-180 (2008).
336. Hur, E. M. & Zhou, F. Q. GSK3 signaling in neural development. Nat. Rev. Neurosci. 11, 539-551 (2010).
337. Xing, X. S., Liu, F. & He, Z. Y. Akt regulates -catenin in a rat model of focal cerebral ischemia-reperfusion injury. Mol. Med. Rep. 11, 3122-3128 (2015).
338. Li, P., Zhang, Y. & Liu, H. The role of Wnt/ß-catenin pathway in the protection process by dexmedetomidine against cerebral ischemia/reperfusion injury in rats. Life Sci. 236, 116921 (2019).
339. Thirunavukkarasu, M. et al. Protective effects of Phyllanthus emblica against myocardial ischemia-reperfusion injury: the role of PI3-kinase/glycogen synthase kinase -catenin pathway. J. Physiol. Biochem. 71, 623-633 (2015).
340. Fei, Y., Zhao, B., Zhu, J., Fang, W. & Li, Y. XQ-1H promotes cerebral angiogenesis via activating PI3K/Akt/GSK3 -catenin/VEGF signal in mice exposed to cerebral ischemic injury. Life Sci. 272, 119234 (2021).
341. Martínez-Sánchez, G. & Giuliani, A. Cellular redox status regulates hypoxia inducible factor-1 activity. Role in tumor development. J. Exp. Clin. Cancer Res. 26, 39-50 (2007).
342. Semenza, G. L. Hypoxia-inducible factor 1 and cardiovascular disease. Annu. Rev. Physiol. 76, 39-56 (2014).
343. Tan, Z. et al. Lithium and copper induce the osteogenesis-angiogenesis coupling of bone marrow mesenchymal stem cells via crosstalk between canonical Wnt and HIF-1a signaling pathways. Stem Cells Int. 2021, 6662164 (2021).
344. Tang, K. et al. HIF-1a stimulates the progression of oesophageal squamous cell carcinoma by activating the Wnt/ -catenin signaling pathway. Br. J. Cancer 127, 474-487 (2022).
345. Zhang, Q. et al. Wnt/ -catenin signaling enhances hypoxia-induced epithelialmesenchymal transition in hepatocellular carcinoma via crosstalk with hif-1a signaling. Carcinogenesis 34, 962-973 (2013).
346. DeFrates, K. G., Franco, D., Heber-Katz, E. & Messersmith, P. B. Unlocking mammalian regeneration through hypoxia inducible factor one alpha signaling. Biomaterials 269, 120646 (2021).
347. Engelhardt, S., Al-Ahmad, A. J., Gassmann, M. & Ogunshola, O. O. Hypoxia selectively disrupts brain microvascular endothelial tight junction complexes through a hypoxia-inducible factor-1 (HIF-1) dependent mechanism. J. Cell Physiol. 229, 1096-1105 (2014).
348. Wu, C. et al. Wnt/ -catenin coupled with HIF-1a/VEGF signaling pathways involved in galangin neurovascular unit protection from focal cerebral ischemia. Sci. Rep. 5, 16151 (2015).
349. Kaidi, A., Williams, A. C. & Paraskeva, C. Interaction between beta-catenin and HIF-1 promotes cellular adaptation to hypoxia. Nat. Cell Biol. 9, 210-217 (2007).
350. Xu, Z. H. et al. Hypoxia-inducible factor protects against acute kidney injury via the Wnt/ -catenin signaling pathway. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 322, F611-f624 (2022).
351. Peng, D., Fu, M., Wang, M., Wei, Y. & Wei, X. Targeting TGF- signal transduction for fibrosis and cancer therapy. Mol. Cancer 21, 104 (2022).
352. Li, T. F. et al. Transforming growth factor-beta stimulates cyclin D1 expression through activation of beta-catenin signaling in chondrocytes. J. Biol. Chem. 281, 21296-21304 (2006).
353. Liu, J., Jin, J., Liang, T. & Feng, X. H. To Ub or not to Ub: a regulatory question in TGF- signaling. Trends Biochem. Sci. 47, 1059-1072 (2022).
354. Działo, E., Tkacz, K. & Błyszczuk, P. Crosstalk between the TGF- and WNT signaling pathways during cardiac fibrogenesis. Acta Biochim. Pol. 65, 341-349 (2018).
355. Eid, R. A. et al. Exendin-4 Attenuates Remodeling in the Remote Myocardium of Rats After an Acute Myocardial Infarction by Activating -Arrestin-2, Protein Phosphatase 2A, and Glycogen Synthase Kinase-3 and Inhibiting -Catenin. Cardiovasc. Drugs Ther. 35, 1095-1110 (2021).
356. Wang, S. et al. Transforming growth-beta 1 contributes to isoflurane postconditioning against cerebral ischemia-reperfusion injury by regulating the c-Jun N-terminal kinase signaling pathway. Biomed. Pharmacother. 78, 280-290 (2016).
Ischemia-reperfusion injury: molecular mechanisms and therapeutic targets Zhang et al. 36
357. Chen, D. Q. et al. Combined melatonin and poricoic acid A inhibits renal fibrosis through modulating the interaction of Smad3 and -catenin pathway in AKI-toCKD continuum. Ther. Adv. Chronic Dis. 10, 2040622319869116 (2019).
358. Tian, X. et al. Association of -catenin with P-Smad3 but not LEF-1 dissociates in vitro profibrotic from anti-inflammatory effects of TGF- . J. Cell Sci. 126, 67-76 (2013).
359. Vallée, A. & Lecarpentier, Y. TGF- in fibrosis by acting as a conductor for contractile properties of myofibroblasts. Cell Biosci. 9, 98 (2019).
360. Huber, N. et al. Age-related decrease in proteasome expression contributes to defective nuclear factor-kappaB activation during hepatic ischemia/reperfusion. Hepatology 49, 1718-1728 (2009).
361. Liang, W. et al. Preactivation of Notch1 in remote ischemic preconditioning reduces cerebral ischemia-reperfusion injury through crosstalk with the NF-кB pathway. J. Neuroinflamm. 16, 181 (2019).
362. Ling, H. et al. Calmodulin-dependent protein kinase mediates myocardial ischemia/reperfusion injury through nuclear factor-kB. Circ. Res. 112, 935-944 (2013).
363. Sakai, N. et al. Receptor activator of nuclear factor- ligand (RANKL) protects against hepatic ischemia/reperfusion injury in mice. Hepatology 55, 888-897 (2012).
364. Oeckinghaus, A., Hayden, M. S. & Ghosh, S. Crosstalk in NF-kB signaling pathways. Nat. Immunol. 12, 695-708 (2011).
365. Mitchell, S., Vargas, J. & Hoffmann, A. Signaling via the NFкB system. Wiley Interdiscip. Rev. Syst. Biol. Med 8, 227-241 (2016).
366. Yu, H., Lin, L., Zhang, Z., Zhang, H. & Hu, H. Targeting NF-кВ pathway for the therapy of diseases: mechanism and clinical study. Signal Transduct. Target Ther. 5, 209 (2020).
367. Yin, C. et al. Elevated Wnt2 and Wnt4 activate NF-кB signaling to promote cardiac fibrosis by cooperation of Fzd4/2 and LRP6 following myocardial infarction. EBioMedicine 74, 103745 (2021).
368. Lin, J. C. et al. Enhancement of beta-catenin in cardiomyocytes suppresses survival protein expression but promotes apoptosis and fibrosis. Cardiol. J. 24, 195-205 (2017).
369. Lin, J. C. et al. -Catenin overexpression causes an increase in inflammatory cytokines and NF-кВ activation in cardiomyocytes. Cell. Mol. Biol. 63, 17-22 (2016).
370. Spiegelman, V. S. et al. Wnt/beta-catenin signaling induces the expression and activity of betaTrCP ubiquitin ligase receptor. Mol. Cell 5, 877-882 (2000).
371. He, J. et al. Huoxin pill prevents excessive inflammation and cardiac dysfunction following myocardial infarction by inhibiting adverse Wnt/ -catenin signaling activation. Phytomedicine 104, 154293 (2022).
372. Winston, J. T. et al. The SCFbeta-TRCP-ubiquitin ligase complex associates specifically with phosphorylated destruction motifs in IkappaBalpha and betacatenin and stimulates IkappaBalpha ubiquitination in vitro. Genes Dev. 13, 270-283 (1999).
373. Noubissi, F. K. et al. CRD-BP mediates stabilization of betaTrCP1 and c-myc mRNA in response to beta-catenin signaling. Nature 441, 898-901 (2006).
374. Hoeflich, K. P. et al. Requirement for glycogen synthase kinase-3beta in cell survival and NF-kappaB activation. Nature 406, 86-90 (2000).
375. Zhuang, X. et al. Differential effects on lung and bone metastasis of breast cancer by Wnt signaling inhibitor DKK1. Nat. Cell Biol. 19, 1274-1285 (2017).
376. El-Sayyad, S. M., Soubh, A. A., Awad, A. S. & El-Abhar, H. S. Mangiferin protects against intestinal ischemia/reperfusion-induced liver injury: Involvement of PPAR- , GSK- and Wnt/ -catenin pathway. Eur. J. Pharm. 809, 80-86 (2017).
377. Jiang, S., Huang, L., Zhang, W. & Zhang, H. Vitamin D/VDR in acute kidney injury: a potential therapeutic target. Curr. Med. Chem. 28, 3865-3876 (2021).
378. Ali, R. M., Al-Shorbagy, M. Y., Helmy, M. W. & El-Abhar, H. S. Role of Wnt4/ -catenin, Ang II/TGF , ACE2, NF-кB, and IL-18 in attenuating renal ischemia/ reperfusion-induced injury in rats treated with Vit D and pioglitazone. Eur. J. Pharm. 831, 68-76 (2018).
379. Wang, J., Liu, S., Heallen, T. & Martin, J. F. The Hippo pathway in the heart: pivotal roles in development, disease, and regeneration. Nat. Rev. Cardiol. 15, 672-684 (2018).
380. Zhou, Q., Li, L., Zhao, B. & Guan, K. L. The hippo pathway in heart development, regeneration, and diseases. Circ. Res. 116, 1431-1447 (2015).
381. Heallen, T. et al. Hippo pathway inhibits Wnt signaling to restrain cardiomyocyte proliferation and heart size. Science 332, 458-461 (2011).
382. Gong, P. et al. Hippo/YAP signaling pathway mitigates blood-brain barrier disruption after cerebral ischemia/reperfusion injury. Behav. Brain Res. 356, 8-17 (2019).
383. Yu, H. et al. RRM2 improves cardiomyocyte proliferation after myocardial ischemia reperfusion injury through the hippo-YAP pathway. Dis. Mark. 2021, 5089872 (2021).
384. Zheng, Z. et al. Hippo-YAP/MCP-1 mediated tubular maladaptive repair promote inflammation in renal failed recovery after ischemic AKI. Cell Death Dis. 12, 754 (2021).
385. Zhou, J. et al. TNFAIP3 interacting protein 3 is an activator of Hippo-YAP signaling protecting against hepatic ischemia/reperfusion injury. Hepatology 74, 2133-2153 (2021).
386. Zheng, A., Chen, Q. & Zhang, L. The Hippo-YAP pathway in various cardiovascular diseases: focusing on the inflammatory response. Front. Immunol. 13, 971416 (2022).
387. Nishina, H. Physiological and pathological roles of the Hippo-YAP/TAZ signaling pathway in liver formation, homeostasis, and tumorigenesis. Cancer Sci. 113, 1900-1908 (2022).
388. Liu, S. et al. Yap promotes noncanonical Wnt signals from cardiomyocytes for heart regeneration. Circ. Res. 129, 782-797 (2021).
389. Azzolin, L. et al. YAP/TAZ incorporation in the -catenin destruction complex orchestrates the Wnt response. Cell 158, 157-170 (2014).
390. Ma, W. Y. et al. Melatonin promotes cardiomyocyte proliferation and heart repair in mice with myocardial infarction via miR-143-3p/Yap/Ctnnd1 signaling pathway. Acta Pharm. Sin. 42, 921-931 (2021).
391. Amani, H. et al. Selenium nanoparticles for targeted stroke therapy through modulation of inflammatory and metabolic signaling. Sci. Rep. 9, 6044 (2019).
392. Kanzler, B., Foreman, R. K., Labosky, P. A. & Mallo, M. BMP signaling is essential for development of skeletogenic and neurogenic cranial neural crest. Development 127, 1095-1104 (2000).
393. Mabie, P. C., Mehler, M. F. & Kessler, J. A. Multiple roles of bone morphogenetic protein signaling in the regulation of cortical cell number and phenotype. J. Neurosci. 19, 7077-7088 (1999).
394. Baker, J. C., Beddington, R. S. & Harland, R. M. Wnt signaling in Xenopus embryos inhibits bmp4 expression and activates neural development. Genes Dev. 13, 3149-3159 (1999).
395. Antebi, Y. E. et al. Combinatorial signal perception in the BMP pathway. Cell 170, 1184-1196.e1124 (2017).
396. Zhang, Y. & Que, J. BMP signaling in development, stem cells, and diseases of the gastrointestinal tract. Annu. Rev. Physiol. 82, 251-273 (2020).
397. Fujita, K., Ogawa, R., Kawawaki, S. & Ito, K. Roles of chromatin remodelers in maintenance mechanisms of multipotency of mouse trunk neural crest cells in the formation of neural crest-derived stem cells. Mech. Dev. 133, 126-145 (2014).
398. Dizon, M. L., Maa, T. & Kessler, J. A. The bone morphogenetic protein antagonist noggin protects white matter after perinatal hypoxia-ischemia. Neurobiol. Dis. 42, 318-326 (2011).
399. Guan, J. et al. Bone morphogenetic protein-7 (BMP-7) mediates ischemic preconditioning-induced ischemic tolerance via attenuating apoptosis in rat brain. Biochem. Biophys. Res. Commun. 441, 560-566 (2013).
400. Chen, C., Yang, Y. & Yao, Y. HBO promotes the differentiation of neural stem cells via interactions between the Wnt3/ -catenin and BMP2 signaling pathways. Cell Transpl. 28, 1686-1699 (2019).
401. Lei, Z. N., Liu, F., Zhang, L. M., Huang, Y. L. & Sun, F. Y. Bcl-2 increases strokeinduced striatal neurogenesis in adult brains by inhibiting BMP-4 function via activation of -catenin signaling. Neurochem. Int. 61, 34-42 (2012).
402. Baik, J., Borges, L., Magli, A., Thatava, T. & Perlingeiro, R. C. Effect of endoglin overexpression during embryoid body development. Exp. Hematol. 40, 837-846 (2012).
403. Zhang, L. et al. Modulation of TGF- signaling by endoglin in murine hemangioblast development and primitive hematopoiesis. Blood 118, 88-97 (2011).
404. Borges, L. et al. A critical role for endoglin in the emergence of blood during embryonic development. Blood 119, 5417-5428 (2012).
405. Baik, J. et al. Endoglin integrates BMP and Wnt signalling to induce haematopoiesis through JDP2. Nat. Commun. 7, 13101 (2016).
406. Ahmadi, A. et al. Recent advances on small molecules in osteogenic differentiation of stem cells and the underlying signaling pathways. Stem Cell Res. Ther. 13, 518 (2022).
407. Zhang, X., Shi, X., Wang, J., Xu, Z. & He, J. Enriched environment remedies cognitive dysfunctions and synaptic plasticity through NMDAR- -Activin A circuit in chronic cerebral hypoperfusion rats. Aging (Albany NY) 13, 20748-20761 (2021).
408. Liu, S. et al. Icaritin alleviates cerebral ischemia-reperfusion injury by regulating NMDA receptors through ERK signaling. Eur. J. Pharm. 941, 175492 (2023).
409. Abe, K. & Takeichi, M. NMDA-receptor activation induces calpain-mediated betacatenin cleavages for triggering gene expression. Neuron 53, 387-397 (2007).
410. Villmann, C. & Becker, C. M. On the hypes and falls in neuroprotection: targeting the NMDA receptor. Neuroscientist 13, 594-615 (2007).
411. Jolly, S. et al. G protein-coupled receptor 37-like 1 modulates astrocyte glutamate transporters and neuronal NMDA receptors and is neuroprotective in ischemia. Glia 66, 47-61 (2018).
412. Luo, Y. et al. Focal cerebral ischemia and reperfusion induce brain injury through a28-1-Bound NMDA receptors. Stroke 49, 2464-2472 (2018).
413. Kawai, T. & Akira, S. TLR signaling. Semin. Immunol. 19, 24-32 (2007).
414. Tong, Y. et al. WISP1 mediates hepatic warm ischemia reperfusion injury via TLR4 signaling in mice. Sci. Rep. 6, 20141 (2016).
415. Undi, R. B., Sarvothaman, S., Narasaiah, K., Gutti, U. & Gutti, R. K. Toll-like receptor 2 signalings: significance in megakaryocyte development through wnt signalling cross-talk and cytokine induction. Cytokine 83, 245-249 (2016).
416. Martín-Medina, A. et al. TLR/WNT: A Novel Relationship in Immunomodulation of Lung Cancer. Int. J Mol Sci. 23, 6539 (2022).
417. Christman, M. A. 2nd et al. Wnt5a is expressed in murine and human atherosclerotic lesions. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 294, H2864-H2870 (2008).
418. He, W. et al. Lipopolysaccharide enhances Wnt5a expression through toll-like receptor 4, myeloid differentiating factor 88, phosphatidylinositol 3-OH kinase/ AKT and nuclear factor kappa B pathways in human dental pulp stem cells. J. Endod. 40, 69-75 (2014).
419. El-Ela, S. R. A., Zaghloul, R. A. & Eissa, L. A. Promising cardioprotective effect of baicalin in doxorubicin-induced cardiotoxicity through targeting toll-like receptor nuclear factor- KB and Wnt/ -catenin pathways. Nutrition 102, 111732 (2022).
420. Liu, B., Li, F., Xu, Y., Wu, Q. & Shi, J. Gastrodin improves cognitive dysfunction in REM Sleep-deprived rats by regulating TLR4/NF-кB and Wnt/ -catenin signaling pathways. Brain Sci. 13, 179 (2023).
421. Tanaka, R., Terai, M., Londin, E. & Sato, T. The role of HGF/MET signaling in metastatic uveal melanoma. Cancers 13, 5457 (2021).
422. Demkova, L. & Kucerova, L. Role of the HGF/c-MET tyrosine kinase inhibitors in metastasic melanoma. Mol. Cancer 17, 26 (2018).
423. Zhang, Y. et al. Function of the c-Met receptor tyrosine kinase in carcinogenesis and associated therapeutic opportunities. Mol. Cancer 17, 45 (2018).
424. Liu, S. et al. A self-assembling peptide hydrogel-based drug co-delivery platform to improve tissue repair after ischemia-reperfusion injury. Acta Biomater. 103, 102-114 (2020).
425. Humphreys, B. D. et al. Intrinsic epithelial cells repair the kidney after injury. Cell Stem Cell 2, 284-291 (2008).
426. Koraishy, F. M., Silva, C., Mason, S., Wu, D. & Cantley, L. G. Hepatocyte growth factor (Hgf) stimulates low density lipoprotein receptor-related protein (Lrp) 5/6 phosphorylation and promotes canonical Wnt signaling. J. Biol. Chem. 289, 14341-14350 (2014).
427. Maarouf, O. H. et al. Paracrine Wnt1 drives interstitial fibrosis without inflammation by tubulointerstitial cross-talk. J. Am. Soc. Nephrol. 27, 781-790 (2016).
428. Zhou, D. et al. Fibroblast-specific -catenin signaling dictates the outcome of AKI. J. Am. Soc. Nephrol. 29, 1257-1271 (2018).
429. Doeppner, T. R. et al. Acute hepatocyte growth factor treatment induces longterm neuroprotection and stroke recovery via mechanisms involving neural precursor cell proliferation and differentiation. J. Cereb. Blood Flow. Metab. 31, 1251-1262 (2011).
430. Shang, J. et al. Antiapoptotic and anti autophagic effects of glial cell line-derived neurotrophic factor and hepatocyte growth factor after transient middle cerebral artery occlusion in rats. J. Neurosci. Res. 88, 2197-2206 (2010).
431. Nakaguchi, K. et al. Growth factors released from gelatin hydrogel microspheres increase new neurons in the adult mouse brain. Stem Cells Int. 2012, 915160 (2012).
432. Chaparro, R. E. et al. Sustained functional improvement by hepatocyte growth factor-like small molecule BB3 after focal cerebral ischemia in rats and mice. J. Cereb. Blood Flow. Metab. 35, 1044-1053 (2015).
433. Matsunaga, S., Fujishiro, H. & Takechi, H. Efficacy and Safety of Glycogen Synthase Kinase 3 Inhibitors for Alzheimer’s Disease: A Systematic Review and Meta-Analysis. J. Alzheimers Dis. 69, 1031-1039 (2019).
434. del Ser, T. et al. Treatment of Alzheimer’s disease with the GSK-3 inhibitor tideglusib: a pilot study. J. Alzheimers Dis. 33, 205-215 (2013).
435. O’Leary, O. & Nolan, Y. Glycogen synthase kinase-3 as a therapeutic target for cognitive dysfunction in neuropsychiatric disorders. CNS Drugs 29, 1-15 (2015).
436. Singh, A. P. et al. Inhibition of GSK-3 to induce cardiomyocyte proliferation: a recipe for in situ cardiac regeneration. Cardiovasc. Res. 115, 20-30 (2019).
437. Fu, W. B., Wang, W. E. & Zeng, C. Y. Wnt signaling pathways in myocardial infarction and the therapeutic effects of Wnt pathway inhibitors. Acta Pharm. Sin. 40, 9-12 (2019).
438. Saraswati, S. et al. Pyrvinium, a potent small molecule Wnt inhibitor, promotes wound repair and post-MI cardiac remodeling. PLoS One 5, e15521 (2010).
439. Laeremans, H. et al. Blocking of frizzled signaling with a homologous peptide fragment of wnt3a/wnt5a reduces infarct expansion and prevents the development of heart failure after myocardial infarction. Circulation 124, 1626-1635 (2011).
440. Sasaki, T., Hwang, H., Nguyen, C., Kloner, R. A. & Kahn, M. The small molecule Wnt signaling modulator ICG-001 improves contractile function in chronically infarcted rat myocardium. PLoS One 8, e75010 (2013).
441. Jiang, J. et al. A novel porcupine inhibitor blocks WNT pathways and attenuates cardiac hypertrophy. Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. 1864, 3459-3467 (2018).
442. Xie, S. et al. Discovering small molecules as Wnt inhibitors that promote heart regeneration and injury repair. J. Mol. Cell Biol. 12, 42-54 (2020).
443. Ni, T. T. et al. Discovering small molecules that promote cardiomyocyte generation by modulating Wnt signaling. Chem. Biol. 18, 1658-1668 (2011).
444. Kumar, K., Singh, N., Jaggi, A. S. & Maslov, L. Clinical applicability of conditioning techniques in ischemia-reperfusion injury: a review of the literature. Curr. Cardiol. Rev. 17, 306-318 (2021).
445. Liu, G. S. et al. Protection against infarction afforded by preconditioning is mediated by A1 adenosine receptors in rabbit heart. Circulation 84, 350-356 (1991).
446. Goto, M. et al. Role of bradykinin in protection of ischemic preconditioning in rabbit hearts. Circ. Res. 77, 611-621 (1995).
447. Cohen, M. V. et al. Preconditioning-mimetics bradykinin and DADLE activate PI3kinase through divergent pathways. J. Mol. Cell Cardiol. 42, 842-851 (2007).
448. Schultz, J. E., Rose, E., Yao, Z. & Gross, G. J. Evidence for involvement of opioid receptors in ischemic preconditioning in rat hearts. Am. J. Physiol. 268, H2157-H2161 (1995).
449. Banerjee, A. et al. Preconditioning against myocardial dysfunction after ischemia and reperfusion by an alpha 1-adrenergic mechanism. Circ. Res. 73, 656-670 (1993).
450. Yao, Z. & Gross, G. J. Role of nitric oxide, muscarinic receptors, and the ATPsensitive channel in mediating the effects of acetylcholine to mimic preconditioning in dogs. Circ. Res. 73, 1193-1201 (1993).
451. Kim, J. et al. Adenosine and Cordycepin Accelerate Tissue Remodeling Process through Adenosine Receptor Mediated Wnt/ -Catenin Pathway Stimulation by Regulating GSK3b Activity. Int J Mol Sci. 22 (2021).
452. Kim, J., Shin, J. Y., Choi, Y. H., Kang, N. G. & Lee, S. Anti-Hair Loss Effect of Adenosine Is Exerted by cAMP Mediated Wnt/ -catenin Pathway Stimulation via Modulation of Gsk3 Activity in Cultured Human Dermal Papilla Cells. Molecules 27, 2184 (2022).
453. Borhani, S., Corciulo, C., Larranaga-Vera, A. & Cronstein, B. N. Adenosine A(2A) receptor (A2AR) activation triggers Akt signaling and enhances nuclear localization of -catenin in osteoblasts. FASEB J. 33, 7555-7562 (2019).
454. Yan, L., Yao, X., Bachvarov, D., Saifudeen, Z. & El-Dahr, S. S. Genome-wide analysis of gestational gene-environment interactions in the developing kidney. Physiol. Genom. 46, 655-670 (2014).
455. Liu, Y. et al. Wnt/ -catenin signaling plays an essential role in nicotinic receptor-mediated neuroprotection of dopaminergic neurons in a mouse Parkinson’s disease model. Biochem. Pharm. 140, 115-123 (2017).
456. Li, Y. et al. Propoxyphene mediates oxyhemoglobin-induced injury in rat cortical neurons through up-regulation of active- -catenin. Front. Pharm. 10, 1616 (2019).
457. Wang, J. et al. Pentazocine Protects SN4741 Cells Against MPP(+)-Induced Cell Damage via Up-Regulation of the Canonical Wnt/ -Catenin Signaling Pathway. Front. Aging Neurosci. 9, 196 (2017).
458. Guan, M., Huang, Y. & Lin, X. Sufentanil inhibits the proliferation and epithelial mesenchymal transition of lung cancer cells through Wnt/beta-catenin signaling pathway. Bioengineered 13, 10857-10865 (2022).
459. Mocanu, M. M., Bell, R. M. & Yellon, D. M. PI3 kinase and not p42/p44 appears to be implicated in the protection conferred by ischemic preconditioning. J. Mol. Cell Cardiol. 34, 661-668 (2002).
460. Jonassen, A. K., Mjøs, O. D. & Sack, M. N. p70s6 kinase is a functional target of insulin activated Akt cell-survival signaling. Biochem. Biophys. Res. Commun. 315, 160-165 (2004).
461. Tong, H., Chen, W., Steenbergen, C. & Murphy, E. Ischemic preconditioning activates phosphatidylinositol-3-kinase upstream of protein kinase C. Circ. Res. 87, 309-315 (2000).
462. Juhaszova, M. et al. Glycogen synthase kinase-3beta mediates convergence of protection signaling to inhibit the mitochondrial permeability transition pore. J. Clin. Investig. 113, 1535-1549 (2004).
463. Barandon, L. et al. Involvement of FrzA/sFRP-1 and the Wnt/frizzled pathway in ischemic preconditioning. Circ. Res. 96, 1299-1306 (2005).
464. Vigneron, F. et al. GSK-3 at the crossroads in the signalling of heart preconditioning: implication of mTOR and Wnt pathways. Cardiovasc. Res. 90, 49-56 (2011).
465. Correa-Costa, M. et al. Transcriptome analysis of renal ischemia/reperfusion injury and its modulation by ischemic pre-conditioning or hemin treatment. PLoS One 7, e49569 (2012).
Ischemia-reperfusion injury: molecular mechanisms and therapeutic targets Zhang et al. 38
466. Przyklenk, K., Bauer, B., Ovize, M., Kloner, R. A. & Whittaker, P. Regional ischemic ‘preconditioning’ protects remote virgin myocardium from subsequent sustained coronary occlusion. Circulation 87, 893-899 (1993).
467. Kambakamba, P. et al. Novel benefits of remote ischemic preconditioning through VEGF-dependent protection from resection-induced liver failure in the mouse. Ann. Surg. 268, 885-893 (2018).
468. Sawashita, Y. et al. Remote ischemic preconditioning reduces myocardial ischemia-reperfusion injury through unacylated ghrelin-induced activation of the JAK/STAT pathway. Basic Res. Cardiol. 115, 50 (2020).
469. Sörensson, P. et al. Effect of postconditioning on infarct size in patients with ST elevation myocardial infarction. Heart 96, 1710-1715 (2010).
470. Woo, J. S. et al. Cardioprotective effects of exenatide in patients with ST-segment-elevation myocardial infarction undergoing primary percutaneous coronary intervention: results of exenatide myocardial protection in revascularization study. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 33, 2252-2260 (2013).
471. Koyama, T. et al. Impact of postconditioning with lactate-enriched blood on inhospital outcomes of patients with ST-segment elevation myocardial infarction. Int. J. Cardiol. 220, 146-148 (2016).
472. Zhu, M. et al. Ischemic postconditioning protects remodeled myocardium via the PI3K-PKB/Akt reperfusion injury salvage kinase pathway. Cardiovasc. Res. 72, 152-162 (2006).
473. Wagner, C., Tillack, D., Simonis, G., Strasser, R. H. & Weinbrenner, C. Ischemic post-conditioning reduces infarct size of the in vivo rat heart: role of PI3-K, mTOR, GSK-3beta, and apoptosis. Mol. Cell. Biochem. 339, 135-147 (2010).
474. Guo, J. Y. et al. Ischemic postconditioning attenuates liver warm ischemiareperfusion injury through Akt-eNOS-NO-HIF pathway. J. Biomed. Sci. 18, 79 (2011).
475. Darling, C. E. et al. Postconditioning via stuttering reperfusion limits myocardial infarct size in rabbit hearts: role of ERK1/2. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 289, H1618-H1626 (2005).
476. Tsang, A., Hausenloy, D. J., Mocanu, M. M. & Yellon, D. M. Postconditioning: a form of “modified reperfusion” protects the myocardium by activating the phosphatidylinositol 3-kinase-Akt pathway. Circ. Res. 95, 230-232 (2004).
477. Hausenloy, D. J., Tsang, A. & Yellon, D. M. The reperfusion injury salvage kinase pathway: a common target for both ischemic preconditioning and postconditioning. Trends Cardiovasc. Med. 15, 69-75 (2005).
478. Díaz-Ruíz, J. L. et al. Redox signaling in ischemic postconditioning protection involves PKCɛ and Erk1/2 pathways and converges indirectly in Nrf2 activation. Cell Signal 64, 109417 (2019).
479. He, N. et al. Remote ischemic perconditioning prevents liver transplantationinduced ischemia/reperfusion injury in rats: role of ROS/RNS and eNOS. World J. Gastroenterol. 23, 830-841 (2017).
480. Qiu, Y. et al. Hyperglycemia-Induced Overexpression of PH Domain Leucine-Rich Repeat Protein Phosphatase 1 (PHLPP1) Compromises the Cardioprotective Effect of Ischemic Postconditioning Via Modulation of the Akt/Mst1 Pathway Signaling. Cardiovasc. Drugs Ther. https://doi.org/10.1007/s10557-022-07349-5 (2022).
481. Chen, H., Shen, J. & Zhao, H. Ischemic postconditioning for stroke treatment: current experimental advances and future directions. Cond. Med. 3, 104-115 (2020).
482. Xue, R. et al. Selective inhibition of PTEN preserves ischaemic post-conditioning cardioprotection in STZ-induced Type 1 diabetic rats: role of the PI3K/Akt and JAK2/STAT3 pathways. Clin. Sci. 130, 377-392 (2016).
483. Kerendi, F. et al. Remote postconditioning. Brief renal ischemia and reperfusion applied before coronary artery reperfusion reduces myocardial infarct size via endogenous activation of adenosine receptors. Basic Res. Cardiol. 100, 404-412 (2005).
484. Sun, J. et al. Protective effect of delayed remote limb ischemic postconditioning: role of mitochondrial K(ATP) channels in a rat model of focal cerebral ischemic reperfusion injury. J. Cereb. Blood Flow. Metab. 32, 851-859 (2012).
485. Hu, X., Lv, T., Yang, S. F., Zhang, X. H. & Miao, Y. F. Limb remote ischemic post-conditioning reduces injury and improves long-term behavioral recovery in rats following subarachnoid hemorrhage: possible involvement of the autophagic process. Mol. Med. Rep. 17, 21-30 (2018).
486. Peng, B. et al. Remote ischemic postconditioning protects the brain from global cerebral ischemia/reperfusion injury by up-regulating endothelial nitric oxide synthase through the PI3K/Akt pathway. Brain Res. 1445, 92-102 (2012).
487. Qi, Z. F. et al. AKT/GSK3 -dependent autophagy contributes to the neuroprotection of limb remote ischemic postconditioning in the transient cerebral ischemic rat model. CNS Neurosci. Ther. 18, 965-973 (2012).
488. Gao, S. et al. Remote ischemic postconditioning protects against renal ischemia/ reperfusion injury by activation of T-LAK-cell-originated protein kinase (TOPK)/ PTEN/Akt signaling pathway mediated anti-oxidation and anti-inflammation. Int. Immunopharmacol. 38, 395-401 (2016).
489. Danielisová, V., Némethová, M., Gottlieb, M. & Burda, J. The changes in endogenous antioxidant enzyme activity after postconditioning. Cell. Mol. Neurobiol. 26, 1181-1191 (2006).
490. Wang, Q. et al. Limb remote postconditioning alleviates cerebral reperfusion injury through reactive oxygen species-mediated inhibition of delta protein kinase C in rats. Anesth. Analg. 113, 1180-1187 (2011).
491. Niu, D. G. et al. Morphine promotes cancer stem cell properties, contributing to chemoresistance in breast cancer. Oncotarget 6, 3963-3976 (2015).
492. Wang, K. P., Bai, Y., Wang, J. & Zhang, J. Z. Morphine protects SH-SY5Y human neuroblastoma cells against Dickkopf1-induced apoptosis. Mol. Med. Rep. 11, 1174-1180 (2015).
493. Zhou, Z., Liu, T. & Zhang, J. Morphine activates blast-phase chronic myeloid leukemia cells and alleviates the effects of tyrosine kinase inhibitors. Biochem. Biophys. Res. Commun. 520, 560-565 (2019).
494. Xue, J. J. et al. Protective effect of propofol on hydrogen peroxide-induced human esophageal carcinoma via blocking the Wnt/ -catenin signaling pathway. Iran. J. Basic Med. Sci. 21, 1297-1304 (2018).
495. Zhan, K., Song, X., Zhang, Q., Yang, J. & Lu, S. Propofol-Induced miR-493-3p Inhibits Growth and Invasion of Gastric Cancer through Suppression of DKK1Mediated Wnt/ -Catenin Signaling Activation. Dis. Mark. 2023, 7698706 (2023).
496. Gong, T. et al. Propofol-induced miR-219-5p inhibits growth and invasion of hepatocellular carcinoma through suppression of GPC3-mediated Wnt/ -catenin signalling activation. J. Cell Biochem. 120, 16934-16945 (2019).
497. Zhang, Y. F., Li, C. S., Zhou, Y. & Lu, X. H. Effects of propofol on colon cancer metastasis through STAT3/HOTAIR axis by activating WIF-1 and suppressing Wnt pathway. Cancer Med. 9, 1842-1854 (2020).
498. Lin, X. H. et al. Norepinephrine-stimulated HSCs secrete sFRP1 to promote HCC progression following chronic stress via augmentation of a Wnt16B/ -catenin positive feedback loop. J. Exp. Clin. Cancer Res. 39, 64 (2020).
499. Zhao, X. et al. Aldehyde dehydrogenase-2 protects against myocardial infarction-related cardiac fibrosis through modulation of the Wnt/ -catenin signaling pathway. Ther. Clin. Risk Manag. 11, 1371-1381 (2015).
500. Qian, L. et al. Downregulation of S100A4 alleviates cardiac fibrosis via Wnt/ -catenin pathway in mice. Cell. Physiol. Biochem. 46, 2551-2560 (2018).
501. Cui, S. et al. miR-145 attenuates cardiac fibrosis through the AKT/GSK-3 / -catenin signaling pathway by directly targeting SOX9 in fibroblasts. J. Cell. Biochem. 122, 209-221 (2021).
502. Guo, X. et al. Induced pluripotent stem cell-conditional medium inhibits H9C2 cardiomyocytes apoptosis via autophagy flux and Wnt/ -catenin pathway. J. Cell. Mol. Med. 23, 4358-4374 (2019).
503. Liu, C. & Li, Y. Propofol relieves inflammation in MIRI rats by inhibiting Rho/Rock signaling pathway. Eur. Rev. Med. Pharm. Sci. 25, 976-984 (2021).
504. Chen, F. et al. Activation of EphA4 induced by EphrinA1 exacerbates disruption of the blood-brain barrier following cerebral ischemia-reperfusion via the Rho/ ROCK signaling pathway. Exp. Ther. Med. 16, 2651-2658 (2018).
505. Zhou, D., Zhang, M., Min, L., Jiang, K. & Jiang, Y. Cerebral ischemia-reperfusion is modulated by macrophage-stimulating 1 through the MAPK-ERK signaling pathway. J. Cell Physiol. 235, 7067-7080 (2020).
506. Zhang, F., Cao, X., Zhao, C., Chen, L. & Chen, X. Empagliflozin activates JAK2/ STAT3 signaling and protects cardiomyocytes from hypoxia/reoxygenation injury under high glucose conditions. J. Thromb. Thrombolysis 55, 116-125 (2023).
507. Li, Z. et al. Theaflavin ameliorates renal ischemia/reperfusion injury by activating the Nrf2 signaling pathway in vivo and in vitro. Biomed. Pharmacother. 134, 111097 (2021).
508. Wu, J. W., Hu, H., Hua, J. S. & Ma, L. K. ATPase inhibitory factor 1 protects the heart from acute myocardial ischemia/reperfusion injury through activating AMPK signaling pathway. Int J. Biol. Sci. 18, 731-741 (2022).
509. Zhao, N., Gao, Y., Jia, H. & Jiang, X. Anti-apoptosis effect of traditional Chinese medicine in the treatment of cerebral ischemia-reperfusion injury. Apoptosis. 28, 702-729 (2023).
510. Dong, L. et al. Research Progress of Chinese Medicine in the Treatment of Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury. Am. J. Chin. Med. 51, 1-17 (2023).
511. Yin, B., Hou, X. W. & Lu, M. L. Astragaloside IV attenuates myocardial ischemia/ reperfusion injury in rats via inhibition of calcium-sensing receptor-mediated apoptotic signaling pathways. Acta Pharm. Sin. 40, 599-607 (2019).
512. Jiang, M. et al. Astragaloside IV Attenuates Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury from Oxidative Stress by Regulating Succinate, Lysophospholipid Metabolism, and ROS Scavenging System. Oxid. Med. Cell. Longev. 2019, 9137654 (2019).
513. Song, M., Huang, L., Zhao, G. & Song, Y. Beneficial effects of a polysaccharide from Salvia miltiorrhiza on myocardial ischemia-reperfusion injury in rats. Carbohydr. Polym. 98, 1631-1636 (2013).
514. Zeng, H. et al. Activated PKB/GSK- synergizes with PKC- signaling in attenuating myocardial ischemia/reperfusion injury via potentiation of NRF2
activity: Therapeutic efficacy of dihydrotanshinone-I. Acta Pharm. Sin. B 11, 71-88 (2021).
515. Huang, C. Y. et al. Protective effect of Danggui (Radix Angelicae Sinensis) on angiotensin II-induced apoptosis in H9c2 cardiomyoblast cells. BMC Complement Alter. Med. 14, 358 (2014).
516. Zhang, S. et al. Extraction, chemical analysis of Angelica sinensis polysaccharides and antioxidant activity of the polysaccharides in ischemia-reperfusion rats. Int. J. Biol. Macromol. 47, 546-550 (2010).
517. Wang, K., Lou, Y., Xu, H., Zhong, X. & Huang, Z. Harpagide from Scrophularia protects rat cortical neurons from oxygen-glucose deprivation and reoxygenation-induced injury by decreasing endoplasmic reticulum stress. J. Ethnopharmacol. 253, 112614 (2020).
518. Mo, Z. T., Liao, Y. L., Zheng, J. & Li, W. N. Icariin protects neurons from endoplasmic reticulum stress-induced apoptosis after OGD/R injury via suppressing IRE1a-XBP1 signaling pathway. Life Sci. 255, 117847 (2020).
519. Pang, Y., Zhu, S. & Pei, H. Pachymic acid protects against cerebral ischemia/ reperfusion injury by the PI3K/Akt signaling pathway. Metab. Brain Dis. 35, 673-680 (2020).
520. Tong, C. et al. Intravenous administration of lycopene, a tomato extract, protects against myocardial ischemia-reperfusion injury. Nutrients 8, 138 (2016).
521. Wu, S. et al. Effects of lycopene attenuating injuries in ischemia and reperfusion. Oxid. Med. Cell. Longev. 2022, 9309327 (2022).
522. Liu, Y., Qu, X., Yan, M., Li, D. & Zou, R. Tricin attenuates cerebral ischemia/ reperfusion injury through inhibiting nerve cell autophagy, apoptosis and inflammation by regulating the PI3K/Akt pathway. Hum. Exp. Toxicol. 41, 9603271221125928 (2022).
523. Wang, G., Guo, H. & Wang, X. Platycodin D protects cortical neurons against oxygen-glucose deprivation/reperfusion in neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. J. Cell. Biochem 120, 14028-14034 (2019).
524. Yang, S. et al. Baicalein administered in the subacute phase ameliorates ischemia-reperfusion-induced brain injury by reducing neuroinflammation and neuronal damage. Biomed. Pharmacother. 117, 109102 (2019).
525. Wang, Z. et al. Lupeol alleviates cerebral ischemia-reperfusion injury in correlation with modulation of PI3K/Akt pathway. Neuropsychiatr. Dis. Treat. 16, 1381-1390 (2020).
526. Wang, P. C. et al. Combination of paeoniflorin and calycosin-7-glucoside alleviates ischaemic stroke injury via the PI3K/AKT signaling pathway. Pharm. Biol. 60, 1469-1477 (2022).
527. Jian, J., Xuan, F., Qin, F. & Huang, R. Bauhinia championii flavone inhibits apoptosis and autophagy via the PI3K/Akt pathway in myocardial ischemia/ reperfusion injury in rats. Drug Des. Dev. Ther. 9, 5933-5945 (2015).
528. Zhang, H. & Li, H. Tricin enhances osteoblastogenesis through the regulation of Wnt/ -catenin signaling in human mesenchymal stem cells. Mech. Dev. 152, 38-43 (2018).
529. Lee, H., Bae, S., Kim, Y. S. & Yoon, Y. WNT/ß-catenin pathway mediates the antiadipogenic effect of platycodin D , a natural compound found in Platycodon grandiflorum. Life Sci. 89, 388-394 (2011).
530. Xia, X. et al. Baicalein blocked cervical carcinoma cell proliferation by targeting CCND1 via Wnt/ -catenin signaling pathway. Artif. Cells Nanomed. Biotechnol. 47, 2729-2736 (2019).
531. Tarapore, R. S., Siddiqui, I. A., Adhami, V. M., Spiegelman, V. S. & Mukhtar, H. The dietary terpene lupeol targets colorectal cancer cells with constitutively active Wnt/ -catenin signaling. Mol. Nutr. Food Res. 57, 1950-1958 (2013).
532. Wang, Y. et al. Construing the biochemical and molecular mechanism underlying the in vivo and in vitro chemotherapeutic efficacy of ruthenium-baicalein complex in colon cancer. Int. J. Biol. Sci. 15, 1052-1071 (2019).
533. Tarapore, R. S. et al. Specific targeting of Wnt/ -catenin signaling in human melanoma cells by a dietary triterpene lupeol. Carcinogenesis 31, 1844-1853 (2010).
534. Zhang, L., Tu, Y., He, W., Peng, Y. & Qiu, Z. A novel mechanism of hepatocellular carcinoma cell apoptosis induced by lupeol via Brain-derived neurotrophic factor inhibition and glycogen synthase kinase 3 beta reactivation. Eur. J. Pharm. 762, 55-62 (2015).
535. Wu, X. T. et al. The enhanced effect of lupeol on the destruction of gastric cancer cells by NK cells. Int. Immunopharmacol. 16, 332-340 (2013).
536. Zhou, Y. et al. Paeoniflorin Affects Hepatocellular Carcinoma Progression by Inhibiting Wnt/ -Catenin Pathway through Downregulation of 5-HT1D. Curr. Pharm. Biotechnol. 22, 1246-1253 (2021).
537. Li, H. et al. Bauhinia championi (Benth.) Benth. polysaccharides upregulate Wnt/ -catenin signaling in chondrocytes. Int. J. Mol. Med. 32, 1329-1336 (2013).
538. Zhang, C. et al. Asiaticoside alleviates cerebral ischemia-reperfusion injury via NOD2/Mitogen-Activated Protein Kinase (MAPK)/Nuclear Factor kappa B (NF-кB) Signaling Pathway. Med. Sci. Monit. 26, e920325 (2020).
539. Ye, B. et al. Emodin alleviates myocardial ischemia/reperfusion injury by inhibiting gasdermin D-mediated pyroptosis in cardiomyocytes. Drug Des. Dev. Ther. 13, 975-990 (2019).
540. Pan, J. et al. Ginkgetin attenuates cerebral ischemia-reperfusion induced autophagy and cell death via modulation of the NF-кB/p53 signaling pathway. Biosci. Rep. 39, BSR20191452 (2019).
541. Cao, W., Feng, S. J. & Kan, M. C. Naringin Targets NFKB1 to Alleviate OxygenGlucose Deprivation/Reoxygenation-Induced Injury in PC12 Cells Via Modulating HIF-1a/AKT/mTOR-Signaling Pathway. J. Mol. Neurosci. 71, 101-111 (2021).
542. An, B. et al. Crocin regulates the proliferation and migration of neural stem cells after cerebral ischemia by activating the Notch1 pathway. Folia Neuropathol. 58, 201-212 (2020).
543. Dibben, G. et al. Exercise-based cardiac rehabilitation for coronary heart disease. Cochrane Database Syst. Rev. 11, Cd001800 (2021).
544. Wang, H. et al. Programmed exercise attenuates familial hypertrophic cardiomyopathy in transgenic E22K mice via inhibition of PKC-a/NFAT pathway. Front. Cardiovasc. Med. 9, 808163 (2022).
545. Cheedipudi, S. M. et al. Exercise restores dysregulated gene expression in a mouse model of arrhythmogenic cardiomyopathy. Cardiovasc. Res. 116, 1199-1213 (2020).
Open Access This article is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License, which permits use, sharing, adaptation, distribution and reproduction in any medium or format, as long as you give appropriate credit to the original author(s) and the source, provide a link to the Creative Commons license, and indicate if changes were made. The images or other third party material in this article are included in the article’s Creative Commons license, unless indicated otherwise in a credit line to the material. If material is not included in the article’s Creative Commons license and your intended use is not permitted by statutory regulation or exceeds the permitted use, you will need to obtain permission directly from the copyright holder. To view a copy of this license, visit http:// creativecommons.org/licenses/by/4.0/.
© The Author(s) 2023

  1. The Collaborative Innovation Center, Jining Medical University, Jining, Shandong 272067, China; Clinical Medical College, Jining Medical University, Jining, Shandong 272067, China; Second Clinical Medical College, Jining Medical University, Jining, Shandong 272067, China; Shanghai Institute of Cardiovascular Diseases, Zhongshan Hospital and Institutes of Biomedical Sciences, Fudan University, Shanghai, China; Institute of Zoology, Chinese Academy of Sciences, Beijing, China and Department of Physiology, Basic medical school, Xuzhou Medical University, Xuzhou 221004, China
    Correspondence: Shijun Wang (shijun_w@126.com) or Rubin Tan (tanrubin11@126.com) or Jinxiang Yuan (yuanjinxiang18@163.com)
    These authors contributed equally: Meng Zhang, Qian Liu, Hui Meng