الاتجاهات الحديثة في تحضير وتطبيقات الحديد أكسيد النانوية في الطب الحيوي Recent trends in preparation and biomedical applications of iron oxide nanoparticles

المجلة: Journal of Nanobiotechnology، المجلد: 22، العدد: 1
DOI: https://doi.org/10.1186/s12951-023-02235-0
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38191388
تاريخ النشر: 2024-01-08

الاتجاهات الحديثة في تحضير وتطبيقات الحديد أكسيد النانوية في الطب الحيوي

يو تشينغ مينغ يا نان شي يونغ بينغ زو يان تشينغ ليو لي وي غو دان دان ليو أنغ ما في شيا تشيو يان قوه تشنغ تشاو شو جون زهي تشانغ تشونغ تشيو وجي غانغ وانغ

الملخص

تُستخدم جزيئات أكسيد الحديد النانوية (IONPs)، التي تمتلك سلوكًا مغناطيسيًا وخصائص شبه موصلة، على نطاق واسع في مجالات الطب الحيوي المتعددة الوظائف نظرًا لتوافقها الحيوي، وقابليتها للتحلل البيولوجي، وانخفاض سمّيتها، مثل الأنشطة المضادة للسرطان، والمضادة للبكتيريا، وتوسيم الخلايا. ومع ذلك، هناك عدد قليل من جزيئات IONPs المستخدمة سريريًا في الوقت الحاضر. تم سحب بعض جزيئات IONPs المعتمدة للاستخدام السريري بسبب عدم الفهم الكافي لتطبيقاتها الطبية الحيوية. لذلك، فإن تلخيصًا منهجيًا لتحضير جزيئات IONPs وتطبيقاتها الطبية الحيوية أمر بالغ الأهمية للخطوة التالية للدخول في الممارسة السريرية من المرحلة التجريبية. تلخص هذه المراجعة الأبحاث الموجودة في العقد الماضي حول التفاعل البيولوجي لجزيئات IONPs مع نماذج الحيوانات/الخلايا، وتطبيقاتها السريرية في البشر. تهدف هذه المراجعة إلى تقديم معرفة متقدمة تتعلق بتأثيرات جزيئات IONPs البيولوجية في الجسم الحي وفي المختبر، وتحسين تصميمها وتطبيقها بشكل أذكى في أبحاث الطب الحيوي والتجارب السريرية.

الكلمات الرئيسية: جزيئات أكسيد الحديد النانوية، التخليق، التطبيقات، النانودواء، الناقل النانوي

مقدمة

مع التوسع المستمر في مجال تكنولوجيا النانو، تزداد الطلبات على الجسيمات النانوية في مختلف الصناعات. تعتبر النانوميدسين مكونًا مهمًا من تكنولوجيا النانو، والتي تُستخدم بشكل رئيسي في التشخيصات الطبية وتوصيل الأدوية [1]. المغنتيت الهيماتيت ماغيميت وتعتبر الفريتات المختلطة الممثل الرئيسي لجزيئات أكسيد الحديد النانوية (IONPs) [2]. نظرًا لتوافقها الحيوي الجيد، وقابليتها للتحلل البيولوجي، وانخفاض سمّيتها، وقوتها المغناطيسية، تم استخدام IONPs على نطاق واسع في المجالات الطبية الحيوية، مثل التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI)، وتوصيل الأدوية المستهدف، وعلاج السرطان المناعي، ووسائط فرط الحرارة (الشكل 1) [3-5]. وقد أظهرت البيانات أن المغناطيسية الفائقة
يمكن استخدام جزيئات النانو الحديدية (SPIONs) كأدوية محتملة لعلاج الأورام. يمكن أن تعمل SPIONs كعوامل تباين لتصوير الرنين المغناطيسي، ولكن يمكن أيضًا استخدامها لإجراء العلاج الحراري على الأنسجة السرطانية تحت تأثير مجال مغناطيسي خارجي. بالإضافة إلى ذلك، يتم تقييم SPIONs المعدلة كمنصات لتوصيل الأدوية أو الجينات. كما أظهرت SIONPs نشاطًا مضادًا للبكتيريا كبيرًا بتركيز مثبط أدنى يبلغ حوالي 100 جزء في المليون. تظهر IONPs آفاقًا واعدة في علاج الأمراض المرتبطة بجذور الأكسجين التفاعلية، ومع ذلك قد تشكل خطرًا أكبر عند تعرضها لجسم الإنسان. من أجل تصميم IONPs آمنة وفعالة للتطبيقات الطبية الحيوية، هناك حاجة ملحة لتلخيص تحضير وتطبيقات IONPs الطبية الحيوية في نماذج حيوانية مختلفة، أو أنواع خلايا، أو في العيادة.
الشكل 1 التطبيقات الطبية الحيوية لجزيئات أكسيد الحديد النانوية. IONPs: جزيئات أكسيد الحديد النانوية. MRI: التصوير بالرنين المغناطيسي
تعتبر عدة جزيئات نانوية مغناطيسية حديدية (IONPs) أول نوع معتمد من الجزيئات النانوية المعدنية العضوية للتجارب السريرية أو ما قبل السريرية من قبل وكالة الأدوية الأوروبية وإدارة الغذاء والدواء الأمريكية، مثل ريزوفيست. فيريدكس وفيراهم . ومع ذلك، تم سحب عدد من عوامل التباين في التصوير بالرنين المغناطيسي المعتمدة في البداية والتي تعتمد على جزيئات النانو الحديدية بسبب فشلها الشديد في التجارب السريرية. ومن المدهش أن الدراسات الأخيرة أشارت إلى أن جزيئات النانو الحديدية التي يقل حجمها عن 5 نانومتر تعتبر عوامل تباين واعدة في التصوير بالرنين المغناطيسي [11]. مع التقدم التدريجي في المعرفة العميقة بجزيئات النانو الحديدية، يتم تحديد التوافق الحيوي والسمية لجزيئات النانو الحديدية بشكل أساسي من خلال حجمها، بينما تؤثر جزيئات الطلاء السطحية والمجموعات الوظيفية بشكل عميق على التفاعل الحيوي بين جزيئات النانو الحديدية والنظام البيولوجي [12، 13]. وقد تم الإبلاغ عن أن مادة الطلاء وسمكها يؤثران على معدل التحلل والنشاط المؤدي للتخثر لجزيئات النانو الحديدية.
أظهرت النتائج أن الجسيمات النانوية المغلفة بالكربوكسيميثيل دكستران تتفكك بشكل أسرع في سائل الجسم المحاكي مقارنة بتلك المغلفة بالسيليكا، وأظهرت أقل خصائص مسبب للتخثر. بالإضافة إلى ذلك، كانت السماكة عكسية بالنسبة لمعدل التفكك. علاوة على ذلك، أظهرت الدراسات أن نفس الجسيمات النانوية قد تظهر توافقًا حيويًا أو سمية مختلفة في أنواع خلايا مختلفة أو في البشر، وهو أيضًا السبب الرئيسي الذي يعيق تطبيق الجسيمات النانوية في المجال الطبي الحيوي. لذلك، من الضروري ليس فقط تلخيص الحجم، والتغليف السطحي، والمجموعات الوظيفية للجسيمات النانوية، ولكن أيضًا تلخيص التطبيقات الطبية الحيوية للجسيمات النانوية في نماذج حيوانية مختلفة، وأنواع خلايا، والبشر، من أجل تعزيز الفهم الشامل للجسيمات النانوية من قبل الباحثين وتقديم إرشادات لتسريع التطبيق السريري للطب النانوي القائم على الجسيمات النانوية.
الشكل 2 أنواع الطلاء المختلفة على سطح جزيئات أكسيد الحديد النانوية
تهدف هذه المراجعة إلى تقديم نظرة شاملة على التقدم الأخير في تخليق جزيئات النانو الحديدية (IONPs)، والتفاعل البيولوجي في نماذج حيوانية مختلفة وأنواع خلايا، بالإضافة إلى التطبيق السريري لجزيئات النانو الحديدية، مع التركيز على الأبحاث المنشورة من عام 2013 حتى الآن. في الجزء الأول من هذه المراجعة، يتم تلخيص تقنيات التحضير الأكثر استخدامًا نظرًا لتكلفتها المنخفضة وقابليتها العالية للتكرار. ثم نركز على دراسات نماذج الحيوانات لجزيئات النانو الحديدية، بما في ذلك التوافق الحيوي، والتوزيع الحيوي، والتمثيل الغذائي، والتخلص الحيوي. ثانيًا، نصف بالتفصيل أحدث الدراسات في المختبر على خلايا الأورام أو غير الأورام. أخيرًا، يتم تقديم الدراسات السريرية على البشر. قد توفر هذه المراجعة فهمًا جديدًا وأكثر شمولاً لجزيئات النانو الحديدية بدءًا من طرق التخليق، والتطبيقات في نماذج حيوانية مختلفة، وخطوط خلايا الأورام وغير الأورام، إلى تطبيقاتها السريرية، وتعزيز تطويرها في التطبيقات الطبية الحيوية.

تركيب جزيئات أكسيد الحديد النانوية

تشمل الطرق الاصطناعية الشائعة لجزيئات النانو الحديدية ثلاث فئات رئيسية: الطرق الكيميائية، الطرق الفيزيائية، وطرق التخليق البيولوجي. يتم تصنيع جزيئات النانو الحديدية (IONPs) من خلال طرق كيميائية، والباقي يتم الحصول عليه من خلال طرق فيزيائية أو حيوية التركيب [17، 18]. تشمل الطرق الكيميائية (الشكل 3) بشكل رئيسي الترسيب المشترك، المستحلبات الدقيقة، الهلام السائل، والتحلل الحراري، والتي تعتبر أكثر الطرق كفاءة لجزيئات النانو الحديدية [19]. تشمل الطرق الفيزيائية التمثيلية كرات المسحوق.
التفريز، طباعة الأشعة الإلكترونية، الهباء الجوي، وترسيب الطور الغازي. على الرغم من أن عائد الطرق الفيزيائية مرتفع، إلا أن يمكن استخدام جزيئات النانو الحديدية (IONPs) فعليًا للتطبيق بسبب التعقيد في تغيير حجم الجسيمات المستهدفة وبنيتها. في الوقت الحاضر، نادرًا ما يتم تصنيع جزيئات النانو الحديدية عبر الطرق الفيزيائية. تُكمل طرق التخليق البيولوجي بشكل أساسي من خلال إنزيمات ميكروبية أو مواد كيميائية نباتية، والتي تنتمي إلى الكيمياء الخضراء. تُظهر جزيئات النانو الحديدية التي تم تصنيعها من خلال التخليق الأخضر توافقًا حيويًا أعلى مقارنةً بجزيئات النانو الحديدية التجارية. المنتجات التي تم الحصول عليها من طرق التخليق الحيوي تكون ذات عائد منخفض مع توزيع حجم واسع.
طريقة الترسيب المشترك هي الأكثر كفاءة وفعالية في النهج الكيميائي للتخليق مع توزيع حجم واسع وعائد مرتفع. ومع ذلك، فإن منتجات طريقة الترسيب المشترك تتميز بتوزيع حجم ضعيف، وبلورية منخفضة، وتعدد أشكال كبير. التفاعل الكيميائي لطريقة الترسيب المشترك هو كما يلي: , [26]. تتكون المستحلبات الدقيقة من سائلين غير متوافقين: زيت في الماء وماء في الزيت. القوة الرئيسية لطريقة المستحلب الدقيق هي أنه يمكن التحكم في الحجم والتشكل والتجمع لجزيئات النانو المغناطيسية (IONPs). ومع ذلك، فإن البلورية والعائد لجزيئات النانو المغناطيسية منخفضة نسبيًا. بالإضافة إلى ذلك، قد تؤثر المواد السطحية المتبقية على خصائص جزيئات النانو المغناطيسية [27]. تم تقديم العرض التخطيطي لطريقة المستحلب الدقيق [28]. هلام-سول


الشكل 3 توضيح تخطيطي لاستراتيجيات تحضير جزيئات أكسيد الحديد النانوية
الطريقة هي استراتيجية معتمدة على نطاق واسع لتخليق جزيئات النانو الحديدية المعدلة بالسليكون. الميزة الأكثر أهمية لطريقة السول-جل هي التكلفة المنخفضة، وتخليق جزيئات النانو الحديدية على شكل كرات مسامية أو غير مسامية. الحاجة الملحة التي يجب حلها في هذه الطريقة هي بقايا المنتجات الثانوية، والتي تتطلب مزيدًا من التنقية قبل أن يمكن تطبيق جزيئات النانو الحديدية. يمكن العثور على مخطط لمراحل مختلفة من عملية السول-جل. حجم وشكل وتشتت جزيئات النانو الحديدية التي تم تخليقها في التحلل الحراري تحت سيطرة فائقة، ولكن بلورية المنتجات منخفضة. والأكثر خطورة، أن مسار تخليق التحلل الحراري ليس صديقًا للبيئة مع وقت تخليق أطول. وصف باتسولا كيفية تخليق جزيئات النانو الحديدية بطريقة التحلل الحراري بالتفصيل.

تطبيقات الجسيمات النانوية الحديدية في نماذج الحيوانات

لقد تم استغلال الجسيمات النانوية الحديدية (IONPs) على نطاق واسع في نماذج حيوانية وأنواع خلوية مختلفة، لكن توزيعها الحيوي، وإزالة السموم الحيوية، والتوافق الحيوي، والسمية للجسيمات النانوية الحديدية في دراسات مختلفة أظهرت اختلافات كبيرة. السبب الرئيسي وراء هذه الظاهرة هو أن المعايير الفيزيائية للجسيمات النانوية الحديدية المستخدمة في دراسات مختلفة تتسم بتباين كبير. الشكل، والحجم، وخصائص السطح هي العوامل الأساسية التي تحدد خصائص الجسيمات النانوية الحديدية وتؤثر على التفاعل البيولوجي بين الجسيمات النانوية الحديدية والنظام البيولوجي. تشمل أشكال الجسيمات النانوية الحديدية بشكل رئيسي القضبان، والكرات، والمكعبات، والديدان. يؤثر الشكل بشكل رئيسي على التوزيع الحيوي، وإزالة السموم الحيوية، والتوافق الحيوي. تتجمع الجسيمات النانوية الحديدية القصيرة في الكبد، بينما تتراكم الجسيمات النانوية الحديدية الطويلة بشكل رئيسي في الطحال. بالإضافة إلى ذلك، يتم إزالة الجسيمات النانوية الحديدية القصيرة بسرعة من الجسم عن طريق البول أو البراز، بينما تمتلك الجسيمات النانوية الحديدية الطويلة وقت دوران دم أطول. يؤثر الحجم بشكل أساسي على معدل الامتصاص، ومدة نصف الحياة، والتوزيع، والإخراج للجسيمات النانوية الحديدية. يتم امتصاص الجسيمات النانوية الحديدية التي يقل حجمها عن 10 نانومتر بسرعة بواسطة الكبد وتتم إزالتها بواسطة الكلى، بينما تتراكم تلك التي يزيد حجمها عن 40 نانومتر بشكل رئيسي في الطحال، مما قد يسهم في تحسين الفعالية العلاجية أو قضايا السمية على المدى الطويل. تشمل خصائص السطح بشكل رئيسي الشحنة السطحية والتعديل. تلعب الشحنة السطحية دورًا رئيسيًا في تحديد استقرار التشتت وتوزيع الجسيمات النانوية الحديدية في الجسم. يقلل التعديل أو الطلاء السطحي من السمية ويحسن التوافق الحيوي للجسيمات النانوية الحديدية مقارنة بتلك العارية، خاصة عند تعديلها مع البوليمرات المحبة للماء مثل بولي إيثيلين جلايكول، أو مجموعات الهيدروكسيل أو الأمين.
إنه بالضبط بسبب الموصلية المغناطيسية لجزيئات النانو الحديدية (IONPs) أنه يمكن استخدامها على نطاق واسع في المجالات الطبية الحيوية مثل الاختبارات الحيوية، واستهداف الأدوية المغناطيسية، والحرارة المفرطة للأورام، وتصوير الرنين المغناطيسي النووي، وأجهزة الاستشعار. عندما تشكل ذرات الحديد بلورة، فإن ترتيب الذرات الفردية سينتج ثلاثة أنواع مختلفة من
الحالات المغناطيسية: المغناطيسية الحديدية ( الفيريمغناطيسية والمغناطيسية المضادة ( ) [37]. الجسيمات النانوية الحديدية المستخدمة عادة في المجال الطبي الحيوي تتكون بشكل رئيسي من أو تمتلك خاصية الاستهداف المغناطيسي لتحقيق توصيل اتجاهي. بالإضافة إلى ذلك، نادراً ما يتم دراسة الجسيمات النانوية المغناطيسية المضادة (IONPs) في الدراسات البيولوجية، وغالباً ما يتم دراستها في مجال الإلكترونيات الضوئية، مثل الأجهزة المغناطيسية والإلكترونية الدورانية [38]. ومن الجدير بالذكر أن مواد المعادن المضادة للمغناطيسية الأخرى (مثل نيتريد القاعدة اللانثانيدية) قد تم دراستها في المجال الطبي الحيوي كزراعة، مثل الأطراف الاصطناعية للورك والركبة وزرعات الأسنان [39].
تم تلخيص التوافق الحيوي، والتوزيع الحيوي، والتمثيل الغذائي، وإزالة المواد الحيوية لجزيئات أكسيد الحديد النانوية (IONPs) في نماذج حيوانية مختلفة في هذا الجزء. من المهم أن يظهر تطبيق مجال مغناطيسي خارجي، وتصوير الرنين المغناطيسي، والعلاج الضوئي الحراري تأثيرًا تآزريًا (الشكل 4). جزيئات أكسيد الحديد سارة النانوية (SaNPs، لم تُظهر Fe) أي آثار سلبية على الخنازير الصحية سواء مع أو بدون مجال مغناطيسي متناوب (AMF). بالإضافة إلى ذلك، تم توزيع SaNPs بشكل رئيسي في الرئتين والكبد والطحال. أظهر التخلص من SaNPs نمطًا يعتمد على الجرعة والوقت، حيث تم التخلص منها بشكل أساسي من خلال البراز. من المهم أن SaNPs تراكمت بشكل انتقائي في الأنسجة الورمية وتنظمت درجة الحرارة من تلقاء نفسها عند تعرضها لـ AMF [40]. سلامة وتوافق Maghemite/ poly (d, l-lactide-co-glycolide)/chitosan NPs تم تقييم (PLGA/CS) في فئران BALB/c. أظهرت النتائج أن تم امتصاص PLGA بسرعة بواسطة الكبد والطحال خلال 30 دقيقة، بينما كان امتصاص PLGA/CS في الكبد كان أقل بكثير من . لم تتجمع PLGA/CS في الطحال، وهو ما يتماشى مع نتائج الرنين المغناطيسي [41]. c (RGDyK) ونانو بروب المربوط بـ D-glucosamine ( @RGD@GLU) تراكمت بشكل رئيسي في الكبد والطحال في فئران BALB/c. ساهم الاستهداف المغناطيسي في تراكم في منطقة ورم الثدي. بالإضافة إلى ذلك، زادت الحرارة العلاجية بشكل نسبي من درجة الحرارة في منطقة الورم، ثم منعت نمو الورم [42]. تم التحقيق في تأثير الطلاء السطحي الأولي على الحديد المغناطيسي والذهب في الفئران بعد الحقن الوريدي. تم امتصاص الحديد والذهب بشكل رئيسي في الكبد والطحال. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن يؤدي الطلاء البوليمري الأمفيبيل على NHs إلى إطالة فترة التحلل مقارنة بـ NHs المغلفة بالبولي إيثيلين جلايكول. @ غشاء البلعمة ( @MM) يمكن أن يقلل بشكل كبير من حجم الورم في الفئران العارية مع مرور الوقت بعد الحقن الوريدي بـ كجم حديد). يمكن لـ @MM بشكل أساسي إزالة الورم بمساعدة العلاج الضوئي الحراري [43]. تسعة أنواع من جزيئات أكسيد الحديد النانوية (FeOx NPs) ( تم تصنيعها بأحجام متعددة وتغليف. كانت التوزيع الحيوي والإزالة
الشكل 4 تمثيل تخطيطي للتأثير التآزري المضاد للسرطان تحت تأثير مجال مغناطيسي خارجي التصوير بالرنين المغناطيسي العلاج الضوئي الحراري أنواع مختلفة من جزيئات أكسيد الحديد النانوية. IONPs: جزيئات أكسيد الحديد النانوية. MRI: التصوير بالرنين المغناطيسي. PTT: العلاج الضوئي الحراري. التصوير بالأشعة المقطعية: التصوير بالأشعة المقطعية.
تم التحقيق في ذلك على الفئران، مما أشار إلى أن الجسيمات النانوية (بحجم 3 نانومتر و 11 نانومتر) تم توزيعها بسرعة في الكبد والطحال، وتم إخراجها عبر الجهاز البولي [44]. طور جوجوي وآخرون [45] و NPs لعلاج فرط الحرارة والعلاج الكيميائي. علاج بجرعة واحدة وجرعتين و يمكن أن يقلل حقن الجسيمات النانوية داخل الورم بشكل كبير من ورم الفيبروساركوما بمقدار 2.5 مرة و3.6 مرات دون ملاحظة أي تسرب أو تصريف في الفئران. ألبومين مصل البقر بسا) كانت موزعة بشكل رئيسي في الكبد والطحال والكلى لدى الجرذان بعد الحقن في الوريد الذيل
حقن لمدة 24 ساعة، ثم تم التخلص منه بواسطة الكلى بعد 48 ساعة دون التسبب في أي ضرر أو آثار جانبية [46]. بالإضافة إلى ذلك، تم استخدام سمكة الزرد، كنموذج ناشئ للتحقيق في السمية المحتملة، بنجاح لتقييم المخاطر المحتملة التي تسببها جزيئات النانو الحديدية. أظهرت النتائج أن الكربون المعدل قلل بشكل كبير من الإجهاد التأكسدي والموت الخلوي، والذي كان له توافق حيوي أعلى من [47، 48].
تم امتصاص بولي (إيثيلين جلايكول)-ل-أرجينين@IONPs (PEG-Arg@IONPs) بشكل رئيسي بواسطة الكبد، بالإضافة إلى الطحال والقلب والكلى في نموذج BALB/c خلال ساعتين. بعد 24 ساعة،
تم إخراج PEG-Arg@IONPs تقريبًا عبر الكلى [49]. تم تقييم الفرق في التوافق الحيوي والتوزيع الحيوي لـ IONs المغلفة بالسترات (citrate@IONPs، 2.4 ملغ حديد) في الفئران الصحية المسنّة والشابة. أظهرت النتائج أن هناك تأثيرات تعتمد على العمر على citrate@IONPs، والتي كانت متوافقة حيويًا بشكل معقول للفئران الشابة، بينما كانت وظائف الكبد والمناعة قد انخفضت قليلاً في الفئران المسنّة. كانت الطحال والكبد والرئتين هي الأعضاء الرئيسية لتوزيع الحديد في الفئران الشابة. بالنسبة للفئران المسنّة، كانت الكبد والكلى هي الأعضاء الرئيسية للتراكم [16]. تم التحقيق في التوزيع الحيوي لـ IONPs@citrate وIONPs@curcumin وIONPs@chitosan وملح الحديد الثنائي في الجرذان بعد التغذية. تجمع IONPs لمدة 10 أيام. أظهرت النتائج أن IONPs تراكمت بشكل رئيسي في الكبد. تراكمت IONPs@chitosan أو كبريتات الحديد في الطحال أو الكلى، على التوالي. كانت IONPs@curcumin وIONPs@chitosan سامة بشكل خفيف عند مقارنتها بـ IONPs@citrate وكبريتات الحديد [50]. IONPs-chloride وIONPs-lactate وIONPs-nitrate ( كجم) لم تظهر أي علامات واضحة للتسمم في الجرذان بعد الإدارة الفموية لمدة 14 يومًا. مقارنةً بـ IONPs@lactate و IONPs@nitrate، كانت IONPs@chloride المركب الأكثر أمانًا وأحدثت إجهادًا أكسيديًا أقل في الجرذان [51]. كانت IONPs المفعلة مع أو بدون ألبومين بشري متوافقة حيويًا في الجرذان، ولم تغير الديناميكا الدموية أو الميكروسيركولاسيون في النظام. أثر الحجم والتغطية السطحية على وقت التراكم في الأعضاء. تم جمع IONPs النقية و IONPs@human albumin أولاً في الكبد، ثم في الطحال والكلى خلال 24 ساعة. زاد الألبومين البشري من وقت الدورة الدموية لـ IONPs في الجرذان [52]. بعد الحقن الوريدي بـ من DMSA-IONPs، تجمع DMSAIONPs بشكل رئيسي في الطحال والكبد والرئة، ثم تدرجت تدريجياً إلى أحجام صغيرة من NPs على مدى 90 يومًا دون التسبب في أي سمية في فئران C57BL/6 [53]. قارن شين وآخرون [54] كفاءات التصوير بالرنين المغناطيسي لـ IONPs الصغيرة جداً (ES-IONPs) بأحجام مختلفة (أقل من 5 نانومتر)، ووجدوا أن 3.6 نانومتر هو الحجم الأفضل. علاوة على ذلك، تم بناء نظام توصيل دوائي يعتمد على ES-IONPs بحجم 3.6 نانومتر لتعزيز قدرة استهداف الورم، وأشارت النتائج إلى أن تراكم ES-IONPs في الورم كان أعلى من تلك الموجودة في الكبد والطحال، مما يمكن استخدامه كعامل تباين في التصوير بالرنين المغناطيسي. تراكمت IONPs@polyethylene glycol multi-granule (PEG-MGNCs) بشكل رئيسي في الرئة، وتم التخلص منها بسرعة عبر الكلى. PEG-MGNCs ( يمكن أن تعزز فعالية فرط الحرارة في نموذج الفأر الحامل لورم SCC7 [12]. السمية الخلوية لبولي (PEG) الكربوكسيلي- تم توزيع جزيئات النانو المغناطيسية المعدلة بـ (PEG-PCCL-IONPs) بشكل رئيسي في الطحال والكبد بعد معالجتها لمدة 48 ساعة في فئران BALB/c المصابة بورم H22، وقد أدت بشكل ملحوظ إلى تقليل حجم الورم مع توافق حيوي جيد [55].
تمت دراسة التوافق الحيوي لجزيئات الحديد المغناطيسية المغلفة بالدكستران (SPIONdex) في نموذج الخنازير والفئران. وأشارت النتائج إلى أن SPIONdex ( ) كان آمناً، ولم تحدث أي حساسية زائفة مرتبطة بتنشيط المتممات بعد الإدارة الوريدية. بالإضافة إلى ذلك، أظهرت الرنين المغناطيسي أن شدة إشارة الكبد لـ SPIONdex يمكن اكتشافها بعد التعرض لمدة 24 ساعة، مما قد يجعله مرشحاً لوكيل تباين الرنين المغناطيسي [56]. يمكن أن تعزز الأحماض اللبنية (LBA) المفعلة لـ IONPs إطلاق السيفترياكسون في نموذج الأرانب البيضاء، وكانت تركيزات السيفترياكسون في البلازما ، والذي كان أعلى بكثير من ذلك في مجموعة التحكم [57]. التأثير البيولوجي لـ SPION@PEG-COOH و SPION@PEG- تم تقييمه في الفئران، والتي أظهرت أنه لم يكن هناك فرق في الفئران بعد الإدارة داخل الرئة. تراكمت SPIONs بشكل رئيسي في الرئة وتجمعت مؤقتًا في الكبد. بالإضافة إلى ذلك، تم التخلص من SPIONs في الرئة تدريجيًا مع مرور الوقت، وعادت إلى القيمة الطبيعية بعد 7 أيام [58]. تم التحقيق في التوافق الحيوي لـ SPIONs المغلفة بـ PEG في فئران كونمينغ. تراكمت SPIONs@PEG بشكل رئيسي في الكبد والطحال والأمعاء، وتم التخلص منها تدريجيًا عبر الآلية الكبدية الصفراوية بعد 14 يومًا [59]. تم التحقيق في التوافق الحيوي لـ SPION المفعلة بـ tocopheryl-polyethylene glycol-succinate (TPGS) أو didodecyl-dimethyl-ammonium-bromide (DMAB) في الفئران. تراكمت SPION-DMAB بشكل رئيسي في الدماغ والطحال، بينما تم امتصاص SPION-TPGS في الكبد والكلى في اليوم السابع بعد التغذية. SPION. في اليوم الحادي والعشرين، تم تقليل الإجهاد التأكسدي بشكل ملحوظ مع إزالة الحديد [60]. يمكن أن تزيد SPIONs المغلفة بـ l-cysteine من الأنسجة الدهنية في الطبقة السفلية من البشرة لدى الفئران بعد المعالجة بـ تم تغليف SPIONs بوزن كجم مع l-cysteine لمدة 7 أيام. بالإضافة إلى ذلك، ظلت تركيزات الحديد غير متغيرة في الطحال والدم بعد الحقن لأن SPIONs كانت موجهة بالكامل إلى منطقة المغناطيس [61]. تم تحضير ألياف نانوية من Poly (lactide)@SPIONs وزرعها في الجرذان عبر تجويف البطن لمدة 6 أشهر. كشفت تحليلات التصوير بالرنين المغناطيسي طويلة الأمد والتحليلات النسيجية أن تحلل هذه الألياف النانوية من SPIONs كان بطيئًا جدًا، كدليل على أنه يمكن اكتشافها بسهولة بعد 6 أشهر من الزرع [62]. تم تغليف طبقة مزدوجة، تتكون من حمض الأوليك وميثوكسي-بولي إيثيلين غليكول-فوسفوليبيد، في SPIONs، وسميت SPION-PEG2000. أظهرت النتائج في الجسم الحي أن SPION-PEG2000 ( تسبب نخرًا في الكبد والكلى وت infiltrate التهابي في الرئة [63]. تراكمت الجسيمات النانوية الفلورية المغلفة بالسيليكا SPION بشكل رئيسي في الكلى والكبد والرئة، ولم تسبب سمية حادة أو مزمنة واضحة في الفئران [64]. يمكن أن تعزز SPION تشكيل الغضروف في الجرذان من خلال تنشيط مسارات الإشارات TGF-/SMAD [65]. جالاكتومانان (PSP001)
يمكن أن تزيد SPIONs الوظيفية من تراكم الميثوتريكسات (MTX) في موقع الورم وتقلل من سمية MTX في فئران BALB/c، مما يوفر خيارًا لتصوير الرنين المغناطيسي والعلاج المستهدف للورم [66].
جزيئات SPIONs فائقة الصغر (USPIONs) التي يقل حجمها عن 5 نانومتر كانت سامة للغاية مع الجرعة القاتلة عند في الفئران. ومع ذلك، لم تظهر USPIONs (بحجم 9.3 نانومتر) سمية ملحوظة وظهرت بشكل رئيسي في القلب والكبد والطحال والرئة. في الوقت نفسه، أحجام مختلفة من وتم تصنيع USPIONs المكونة من الذهب، والتي أظهرت توافقًا حيويًا جيدًا في الفئران. وأشارت النتائج إلى أن السمية كانت مرتبطة بحجم USPIONs [67]. تم تطوير مسبار مستهدف لسرطان الكبد الخلوي بواسطة الأبتامير المحدد لـ glypican-3 (GPC3) (AP613-1) و USPIO (Apt-USPIO). الـ Apt-USPIO ( كانت ممتازة من حيث التوافق الحيوي في فئران كونمينغ دون إلحاق الضرر بأي من الأعضاء الحيوية. من المهم أن Apt-USPIO يمكنه بوضوح استهداف GPC3 في سرطان الكبد الخلوي في فئران الزرع. لتلخيص ذلك، فإن الغالبية العظمى من جزيئات الحديد المغناطيسية النانوية غير سامة، ولها توافق حيوي جيد مع الأعضاء الحيوية للحيوانات المدروسة. بالإضافة إلى ذلك، تعتمد سمية جزيئات الحديد المغناطيسية النانوية بشكل رئيسي على تعديل السطح والتغليف.

التطبيقات في المختبر لجزيئات النانو الحديدية

جزيئات الحديد النانوية في خلايا الورم

تستهدف جزيئات النانو الحديدية (IONPs) أنواعًا مختلفة من خلايا الورم وتسبب موت خلايا الورم دون التأثير على بقاء الخلايا الطبيعية (الجدول 2). ترتبط سمية جزيئات النانو الحديدية في خلايا الورم بشكل أساسي بالشكل، وتعديل السطح، والحجم، والتركيز، وحالة التكافؤ. من المهم أن يظهر تطبيق مجال مغناطيسي خارجي، وإشعاع مولد الترددات الراديوية، وتصوير الرنين المغناطيسي، والعلاج الضوئي الحراري تأثيرًا تآزريًا مضادًا للسرطان (الشكل 5).

خلايا سرطان الرئة

تلعب الطلاء السطحي على جزيئات النانو المغناطيسية دورًا حيويًا في امتصاص الخلايا والتوافق الحيوي. قامت روزينا بالتحقيق في السمية الخلوية لثلاثة بولي كاتيونات مستقرة. الجسيمات النانوية في خلايا سرطان الرئة (خلايا A549). أظهرت النتائج أن البوليمر (إيثيلين أمين) (PEI) و(هيدروكلوريد بولي (أليل أمين) (PAH) و(كلوريد بولي (داياليل ديميثيل أمونيوم) (PDADMAC) لم تغير الخصائص المغناطيسية للجسيمات النانوية الحديدية. بالإضافة إلى ذلك، تم تغليف PAH كانت الجسيمات النانوية غير سامة والأكثر توافقًا حيويًا، بينما أظهرت مادة PEI أعلى مستوى من السمية لخلايا A549 [69]. مغطاة بالبوليدوبامين تم امتصاصها بواسطة خلايا القاتل الطبيعي (NK) دون تغيير خصائصها الفسيولوجية، ثم يمكن لخلايا NK قتل خلايا سرطان A549 بفعالية بمساعدة مجال مغناطيسي خارجي [70]. Mg- قلل من بقاء الخلايا A549 مع بقاء الخلايا حوالي تحت AMF ( ). ومع ذلك، فإن جدوى
لم تتأثر خلايا A549 عندما تم معالجة الخلايا بـ وحيد [71]. تم تصميم SPIONs@polyethyleniminecalcium phosphate (SPIONs@PEI-CPs) لتحميل دوكسوروبيسين وDNA، وهما نوعان من أدوية السرطان. تم إدخال ضعف كمية SPIONs@PEI-CPs إلى خلايا A549 مع تطبيق مجال مغناطيسي خارجي، مما أدى إلى تثبيط ملحوظ لنمو خلايا A549 [72]. كانت أحجام نواة IONPs بحجم (أسفل تم استيعابها بواسطة خلايا A549 دون التسبب في أي تغييرات ملحوظة في الشكل، مما يشير إلى أن هذه الجسيمات النانوية الحديدية كانت مناسبة كعوامل تباين في التصوير بالرنين المغناطيسي في المختبر [73].

خلايا سرطان الخلايا الحرشفية الفموية

جزيئات النانو الحديدية مع تم تصميم الأجسام المضادة لاستهداف خلايا ورم الخلايا الحرشفية الفموية (OSCC) (خلايا VB6). يمكن أن تستهدف الجسيمات النانوية المغناطيسية الاصطناعية مباشرةً الخلايا المفرطة التعبير، وتسبب موت الخلايا تحت تأثير AMF لمدة 10 دقائق [74]. تم تقييم السمية الخلوية لـ CS@IONPs في أربعة أنواع من خطوط خلايا OSCC البشرية (Ca9-22، HSC-2، HSC-3، HSC-4) وثلاثة خطوط خلايا فموية طبيعية (HGF، HPLF، HPC). كان هناك نمط سمية خلوية يعتمد على الجرعة بشكل مشابه في خطوط خلايا OSCC وخطوط خلايا الفم الطبيعية، والذي كان متوافقًا حيويًا عند تركيز منخفض ( ) ، وسامة للخلايا عند التركيزات العالية ( ). بالإضافة إلى ذلك، أظهرت جزيئات النانو المغناطيسية المغلفة بالكيتوزان تآزرًا مع 5-FU، وأبراكسين، وسيسبلاتين في خلايا HSC-2 [75]. تم استخدام جزيئات النانو المغناطيسية المغلفة بالكيتوزان لتوصيل دوكسيتاكسيل، والذي كان غير سام لخلايا L 929 في نطاق تركيز أظهرت SPIONs المعدلة بالدوستكسل سمية تعتمد على الجرعة على خطوط خلايا PC3 و KB تركيزات مثبطة ( كانت 80 نانومول و 8.5 نانومول، على التوالي. كانت خطوط خلايا KB، كنوع من خلايا سرطان الفم، إيجابية لمستقبلات الفولات، مما ساهم في إدخال SPIONs.

سرطان المبيض

كانت جزيئات النانو المغلفة بـ CS ذات سمية خلوية ضئيلة في خلايا SKOV3 بعد التعرض لمدة 24 و 48 ساعة. ومع ذلك، فإن جزيئات النانو المغلفة بمجال عامل النمو فلوريسئين إيزوثيوسيانات ومجال سوماتوميدين B قد أدت بوضوح إلى موت الخلايا (أكثر من ماتت الخلية) تحت تركيز [77]. على الرغم من أن تركيز الكتل النانوية المغلفة بالكوبالت والمنغنيز (CoMn-IONP) قد زاد إلى ، انخفضت قابلية الخلايا للحياة فقط في خلايا سرطان المبيض حتى مع كفاءة عالية في التداخل الداخلي. بالإضافة إلى ذلك، تجمعات نانوية من CoMn-IONP ( ) زادت درجة الحرارة بكفاءة بمقدار في خلايا ES-2، بينما زادت تجمعات نانو الجسيمات المعدنية من درجة الحرارة فقط بـ عند التعرض لـ AMF ( ) [78]. SPIONs-مصل ( حديد يمكن أن يثبط بشكل كبير تكاثر الخلايا في خطوط خلايا A2780 و SKOV3 لمدة 24 ساعة من خلال تحفيز أكسدة الدهون و ROS.
الجدول 1 ملخص لأنواع مختلفة من جزيئات أكسيد الحديد النانوية (IONPs) في نماذج حيوانية
جزيء الطلاء اسم نموذج جرعة أيام نتيجة المراجع
بولي إيثيلين جلايكول PEG-MGNCs فأر مصاب بورم SCC7 8 أيام تعزيز فعالية فرط الحرارة [12]
سترات سترات@جزيئات أكسيد الحديد النانوية فئران مسنّة وصحية صغيرة 28 يومًا متوافق حيوياً بشكل معقول للفئران الصغيرة [16]
بولي إيثيلين جلايكول سانبس خنزير 90 يومًا لا آثار سلبية [٤٠]
كيتوزان جزيئات نانوية من PLGA/CS جزيئات نانوية من PLGA فئران BALB/c لا سمية في الأعضاء الحيوية [41]
c(RGDyK) و D-جلوكوزامين فئران BALB/c 8 أيام تم تثبيط الأورام على الفئران بشكل واضح [42]
أغشية البلعميات NPs فئران BALB/c 16 يوم تقليل حجم الورم بشكل كبير [43]
سولفونات الدوبامين، سولفونات الدوبامين ثنائية الأيون، كلوريد الكورينين جزيئات نانوية من أكسيد الحديد فئران CD1 1 أو يتم توزيعه بسرعة في الكبد والطحال، ويتم إخراجه عبر الجهاز البولي [٤٤]
/ NPs فئران سويسرية 12.22 يوم تقليل نمو الورم بشكل كبير [٤٥]
6-7 ألبومين مصل البقر جرذان SD تمت إزالته بكفاءة خلال 48 ساعة [٤٦]
بوليمر (إيثيلين جلايكول)-L-أرجينين PEG-Arg@IONPs فئران BALB/c 24 ساعة يتم امتصاصه بشكل رئيسي بواسطة الكبد، بالإضافة إلى الطحال والقلب والكلى [49]
سترات، كركمين، كيتوزان IONPs@سترات، IONPs@كركمين، IONPs@كيتوزان جرذان ويستار 10 أيام كانت جزيئات النانو الحديدية المغلفة بالكركم وجزيئات النانو الحديدية المغلفة بالكيتوزان سامة بشكل خفيف [50]
كلوريد، لاكتات، نترات IONPs@كلوريد، IONPs@لاكتات، وIONPs@نترات جرذان ويستار 14 يوم لا علامات على السمية [51]
الألبومين البشري جزيئات النانو الحديدية المغلفة بالألبومين البشري جرذان ويستار 24 ساعة أولاً يتم جمعه في الكبد، ثم في الطحال والكلى [52]
حمض ثنائي الميركابتوسكسينيك IONPs@DMSA فئران C57BL/6 7، 30، 60، 90 يومًا لا سمية [53]
/ ES-IONPs فئران عارية تحمل ورم U-87 MG 28 يومًا تراكم في الورم [٥٤]
بوليمر (إيثيلين جلايكول) كربوكسي بولي( -كابرو لاكتون) PEG-PCCL-IONPs فئران BALB/C المزروعة بأورام H22 48 ساعة موزعة بشكل رئيسي في الطحال والكبد [55]
ديكستران سباينديكس نموذج الخنزير 30 دقيقة لم يُلاحظ أي تفاعل زائف مرتبط بتنشيط المكملات [56]
حمض اللاكتوبيونيك MNP-LBA أرنب ألبينو 24 ساعة تعزيز إطلاق السيفترياكسون [57]
حمض البولي إيثيلين جلايكول، بولي إيثيلين جلايكول- SPION@PEG-COOH و SPION@PEG-NH2 فئران BALB/c 28 يومًا تراكمت بشكل رئيسي في الرئة [58]
بولي إيثيلين جلايكول PEG-SPIONs فئران كونمينغ 14 يوم بشكل أساسي في الكبد والطحال والأمعاء [٥٩]
الجدول 1 (مستمر)
جزيء الطلاء اسم نموذج جرعة أيام نتيجة المراجع
بروميد ثنائي دوديليل-ثنائي ميثيل الأمونيوم، توكوفيريل-بولي إيثيلين غليكول-سكسينات سبايون-ديمايب، سبايون-تي بي جي إس فئران سويسرية ألبينو 7 أيام تراكمت SPION-DMAB بشكل رئيسي في الدماغ والطحال، بينما تم امتصاص SPION-TPGS في الكبد والكلى. [60]
L-cysteine سيستين- NPs فئران BALB/c 7 أيام زيادة الأنسجة الدهنية في الطبقة السفلية من البشرة لدى الفئران [61]
بوليمر (لاكتيد) PLA@SPIONs جرذان سبرايج داولي 6 أشهر تدهور بطيء [62]
حمض الأوليك وميثوكسي-بولي إيثيلين غليكول-فوسفوليبيد سبايون-PEG2000 فئران ألبينو سويسرية 14 يوم نخر مستحث في الكبد والكلى وت infiltrate التهابي في الرئة [63]
سيليكا سيو-في تحت 5 فئران CD-1 7 أسابيع لا توجد سمية حادة أو مزمنة واضحة [64]
/ سبون جرذان سبرايج داولي 8 أسابيع عزز تشكيل الغضروفية [65]
جالاكتومانان جزيئات PSP-IO فئران BALB/c 14 يوم زيادة تراكم الميثوتريكسات في موقع الورم وتقليل سمية الميثوتريكسات [66]
/ يو إس بيونز فئران ICR 7 أيام لا سمية ملحوظة [67]
أبتامير محدد لجليبيكان-3 أبت-يو إس بي آي أو فئران كونمينغ 30 يومًا متوافق حيوياً ممتاز [68]
الجدول 2 ملخص لأنواع مختلفة من جزيئات أكسيد الحديد النانوية (IONPs) في خطوط الخلايا
جزيء الطلاء اسم نموذج جرعة أيام نتيجة المراجع
بوليمر (إيثيلين أمين)، بوليمر (أليلامين هيدروكلوريد)، بوليمر (داياليل ديميثيل أمونيوم كلوريد) IONPs-PEI، IONPs-PAH، IONPs-PDADMAC خط الخلايا A549 24 ساعة كانت جزيئات الحديد النانوية المستقرة بواسطة بولي (أليل أمين هيدروكلوريد) الأفضل من حيث التوافق الحيوي. [69]
بوليدوبامين خط الخلايا NK 12 ساعة يمكن أن ينظم خلايا المناعة، ويثبط نمو الورم [70]
مغنيسيوم خط الخلايا A549 24 ساعة آثار سامة خلوية ملحوظة [71]
بوليمر الإيثيلين أمين – فوسفات الكالسيوم SPIONs@PEI-CPs خطوط خلايا A549 و HepG2 24 ساعة كانت SPIONs@PEI-CPs تتمتع بتوافق حيوي ممتاز، بينما كانت SPIONs@PEI تتمتع بسمية خلوية ملحوظة. [72]
بولي إيثيلين جلايكول جزيئات النانو الحديدية خط الخلايا A549 لا سمية ملحوظة [73]
مضاد-اف الأجسام المضادة avß6-MIONPs خطوط خلايا VB6 و H357 24 و 48 ساعة يمكن أن تعزز الجسيمات النانوية المغناطيسية avß6- من قدرة قتل سرطان الخلايا الحرشفية الفموي عند دمجها مع مجال مغناطيسي. [74]
كيتوزان CS@IONPs خط الخلايا HSC-2 48 ساعة لا تآزر مع أدوية السرطان؛ لا تنقذ تمامًا من تلف الخلايا الناتج عن الأشعة السينية [75]
فولات-كيتوزان-دوستكسل SPIONs المغلفة بحمض الفوليك – كيتوزان – دوستكسل خطوط خلايا L929 و KB و PC3 48 ساعة السُميّة المستهدفة في خلايا السرطان [76]
كيتوزان، مجال عامل النمو، مجال سوماتوميدين ب IONPs/C، IONPs/C/GFD، IONPs/C/SMB خط الخلايا SKOV3 أظهر GFD + SMB تأثيرًا تآزريًا [77]
الكوبالت والمنغنيز CoMn-IONP خط الخلايا ES-2 24 ساعة تشبع مغناطيسي عالي وكفاءة تسخين [78]
/ مصل SPIONs خط الخلايا SKOV3 24 ساعة أثبط بشكل كبير تكاثر الخلايا [79]
أجسام مضادة ذات سلسلة واحدة -سيكلوديكسترين، دوستكسل -scFv- -سي دي- نص خط الخلايا SKOV3 72 ساعة استمر في تثبيط نمو خلايا سرطان المبيض Skov3 [80]
كيتوزان SPIONs المغلفة بـ Cs خط الخلايا HEK-293 24، 48، 72 ساعة غير سامة [81]
/ NPs خطوط خلايا كاكو-2، HT-29، وSW-480 24 ساعة الكربوهيدرات والبوليمرات المغلفة على سطح الجسيمات النانوية عززت التوافق الحيوي [82]
بولي إيثيلين جلايكول خط الخلايا COLO-205 24 ساعة السُمية الخلوية تجاه خلايا السرطان [83]
سيليكا جزيئات نانوية Fe@FeOx@SiO2 خط الخلايا HCT116 72 ساعة لا سمية خلوية [84]
سيليكا سيليكا@IONPs أقل من 5 نانومتر خط الخلايا Caco-2 24 ساعة حسن التوافق الحيوي [85]
كربوكسيلات، أمين جزيئات النانو الحديدية خط الخلايا C10 24 ساعة السُمية الخلوية والإجهاد التأكسدي بطريقة تعتمد على الجرعة [86]
أبتامير، ذهب أبتامير-ذهب@SPIONs خطوط خلايا HT-29 و CHO و L929 24 ساعة تأثير التركيز على السمية الخلوية [87]
الجدول 2 (مستمر)
جزيء الطلاء اسم نموذج جرعة أيام نتيجة المراجع
بوليمر (صوديوم ستيرين سلفونات) / إيرينوتيكان / ألبومين مصل الإنسان – مضاد CD133 SPIONs@PSS/HAS-مضاد-CD133 خطوط خلايا Caco2 و HCT116 و DLD1 24 ساعة أثبطت بقاء خلايا الورم بطريقة تعتمد على الجرعة [88]
ديكستران جامعة لوبيك – SPION مغطاة بالدكستران خط الخلايا السرطانية الحرشفية للرأس والعنق 120 ساعة انخفاض تكاثر الخلايا [89]
حمض الهيالورونيك، HA-PEG10 HA-PEG10@SPIONs خط الخلايا SCC7 2 ساعة انخفاض ملحوظ في حيوية خلايا SCC7 [90]
ديكستران، حمض الهيالورونيك، سيسبلاتين سيون خط الخلايا PC-3 24 ساعة SPIONs مع السيسبلاتين تسبب موت الخلايا المبرمج والنخر [91]
جي 591 جزيئات النانو الحديدية خطوط خلايا LNCaP و PC3 و DU145 و 22RV1 48 ساعة 48 ساعة لا تأثير على بقاء الخلايا [92]
بوليمر (N-إيزوبروبيل أكريلاميد – أكريلاميد – أليلامين) R11-PIONPs خطوط خلايا PC3 و LNCaP أثبطت بقاء خلايا الورم بطريقة تعتمد على الجرعة [93]
دوستكسل NPs خطوط خلايا DU145 و PC-3 و LNCaP 72 ساعة سمية خلوية طفيفة [94]
ببتيد مستقبل هرمون اللوتين وهرمون الإفراز وببتيد مستقبل منشط البلازمينوجين من نوع يوروكيناز LHRH-AE105-جزيئات نانوية مغناطيسية خط الخلايا PC-3 24 ساعة انخفاض ملحوظ في حيوية خلايا PC-3 [95]
حمض الهيالورونيك جزيئات نانوية FeO@HA خلايا L929 الطبيعية وخلايا السرطان MDA-MB-231 استهداف عالي التخصص لخلايا السرطان [96]
/ جزيئات نانوية صغيرة للغاية خطوط خلايا MCF7 و 4T1 0.8 مللي مول من الحديد 24 ساعة عدم السمية الخلوية [98]
/ جزيئات النانو الحديدية خط الخلايا 4T1 24 ساعة خفضت قابلية بقاء خلايا 4T1 إلى 48.5% [99]
أرجينين-ميثوتريكسات في-أرج-متيكس خطوط خلايا MCF-7، 4T1، HFF-2 انخفضت بشكل ملحوظ حيوية الخلايا [100]
غشاء البلعمة FeO@MM خط الخلايا MCF-7 24 ساعة لا سمية [43]
حمض ثنائي الميركابتوسكسينيك DMSA-SPION خط الخلايا MCF-7 استهداف خلايا سرطان الثدي [101]
كربيد التنتالوم MXenes المركبة -IONP-SPs خط الخلايا 4T1 24 ساعة توافق حيوي ممتاز [102]
دندريمير بولي (أميدوأمين) بلورونيك P123/HSP90a منارة نانوية IPP/MB خطوط خلايا MDA-MB-231 و MCF-10A 48 ساعة توافق حيوي جيد [103]
ثلاثة ألياف حيوية مهندسة (MS1Fe1 و MS1Fe2 و MS1Fe1Fe2) H2.1MS1: MS1Fe1/IONPs خطوط خلايا SKBR3 و MSU1.1 72 ساعة تمت ملاحظة السمية عندما كانت التركيزات أكثر من [104]
سيليكا PVPMSFe خطوط خلايا MCF-7 و HFF2 لا سمية للخلايا [105]
حمض الأوليك، جيلاتين جزيئات النانو المغناطيسية المغلفة بغلاف من حمض الأوليك والجيلاتين خط خلايا هيلا فعالية علاجية أعلى [106]
بوليمر الكابرو لاكتون PCL-IONPs خط خلايا هيلا دوكسوروبيسين 24 ساعة التأثيرات السامة للخلايا على خلايا هيلا [107]
الجدول 2 (مستمر)
جزيء الطلاء اسم نموذج جرعة أيام نتيجة المراجع
حمض الجلوتاريك المرتبط بالبروتين برو-غلو-في أو خطوط خلايا WI26VA و MCF-7 و HeLa 24 ساعة لا سمية في خلايا الرئة البشرية الطبيعية، سمية طفيفة في خلايا MCF-7 و HeLa [108]
دوكسوروبيسين أو ميثوتريكسات USPIO(20)@MIL، USPIO(20)@MIL/MTX و USPIO(20)@MIL/Dox خطوط خلايا هلا و RAW 264.7 أظهر USPIO(20)@MIL سمية خلوية منخفضة تجاه خلايا هيلا، ولكن لم يظهر سمية خلوية تجاه البلعميات. قام USPIO(20)@MIL/MTX و USPIO(20)@MIL/Dox بشكل ملحوظ بتثبيط بقاء الخلايا في كلا خطي الخلايا. [109]
3-أمينوبروبيل-ثلاثي إيثوكسي سيلاين، أمينودكستران، وحمض ثنائي الميركابتوسكسينيك IONPs-AD، IONPs-DMSA، IONPs-APS خط خلايا هيلا 72 ساعة سمية منخفضة دون تغيير شكلي [110]
هيبارين-بولوكسامر SPION@HP خط خلايا هيلا 48 ساعة متوافق حيوياً بدرجة عالية [111]
بولي (إيثيلين جلايكول) خط الخلايا SGC7901/ADR 48 ساعة زيادة موت الخلايا مع سمية منخفضة [112]
و NPs خط الخلايا MGC-803 24 ساعة تم امتصاصه بشكل انتقائي بواسطة خلايا سرطان المعدة [113]
سيللوز كربوكسي ميثيل، 5-فلورويوراسيل -سي إم سي-5 إف يو خط الخلايا SGC7901 24، 48، 72 ساعة تأثير مضاد للأورام على ما يبدو [114]
أترانورين أترانورين@SPIONs خط الخلايا الجذعية لسرطان المعدة 24، 48، 72 ساعة من الواضح أنه يعيق تكاثر خلايا سرطان المعدة الجذعية [115]
بولي (إيثيلين جلايكول) PEG خط الخلايا U87MG موت الخلايا المستحث [116]
زنك زنك@SPIONs خط الخلايا U-87 MG لا سمية خلوية [117]
ألبومين مصل الإنسان (باكليتاكسيل) – ببتيدات أرج-جلاي-أسب SPIOCs@HSA(PTX)-RGD خط الخلايا U-87 MG 24 ساعة لا سمية خلوية [118]
ذهب أوروشيل أوروشيل الذهب@الهيماتيت خط الخلايا U-87 MG 72 ساعة قتل خلايا سرطان الجليوبلاستوما بشكل ملحوظ [119]
دوكسوروبيسين دوكس-أيون بي خطوط خلايا U251 و bEnd.3 و MDCK-MDR1 48 ساعة لا سمية خلوية [120]
حمض الأكريليك المتعدد، استر السيرين المتعدد، بولي (إيثيلين جلايكول) صور خطوط خلايا MC3T3-E1 و HepG2 0.751 إلى 24 ساعة سمية خلوية منخفضة [121]
جلوتاثيون وسيستين جزيئات نانوية من FePd خطوط خلايا هيب جي 2، أي جي إس، إس كي-ميل-2، إم جي 63، و إن سي آي-إتش 460 1-7 أيام توافق حيوي ممتاز [122]
سيليكا slONPs خط الخلايا HuH7 0-160 جزيئات نانوية معدنية مغناطيسية لكل خلية 24,48 ساعة توافق حيوي ممتاز [123]
/ يوسبينز خط الخلايا PLC/PRF5 في/مل 48 ساعة متوافق للغاية [124]
بوليلان P-SPIONs خطوط خلايا HepG2 و L-929 24 ساعة توافق حيوي ممتاز [125]
الجدول 2 (مستمر)
جزيء الطلاء اسم نموذج جرعة أيام نتيجة المراجع
زنك، كوبالت جزيئات نانوية من الزنك، جزيئات نانوية من الكوبالت خطوط خلايا جذعية ميزانشيمية مشتقة من نخاع العظام البشري MG-63 72 ساعة سمية خلوية حادة على المدى القصير [126]
عامل نمو البطانة الوعائية، ن-هيدروكسي سكسينيميد IONPs@CD80+VEGF خط الخلايا ATCCTM CRL-2836 24 ساعة تقليل كبير في تكاثر الخلايا الشاذة [127]
هيدروكسيباتيت IONPs@HA خط الخلايا العظمية MG-63 سمية ملحوظة [128]
كيتوزان، أنهدريد السكسينيك، حمض الفوليك IONPs@CS-FA/CS-SA خط الخلايا العظمية MG-63 72 ساعة تثبيط كبير في تكاثر الخلايا [129]
البوليستر متفرع بشكل مفرط، أنهدريد السكسينيك دوديكنيل FeO/HBPE-DDSA خط الخلية OCI-LY3 24 ساعة لا سمية خلوية [130]
/ جزيئات النانو الحديدية خط الخلايا لورم ليمفاوي كبير الخلايا B أثبط بشكل ملحوظ نمو الخلايا [131]
أجسام مضادة لريتوكسيماب وبولي (إيثيلين جلايكول) -PEG-nAb راجعي الخلية لي 72 ساعة طريقة تعتمد على الفالنس لموت خلايا راجي [132]
ميثوتريكسات FeO@MTX خط خلية ليمفاوية كبيرة B منتشرة 24 ساعة تحفيز موت الخلايا المبرمج [133]
/ نقاط الكم من الجسيمات النانوية الحديدية خط الخلايا اللمفاوية B-الليمفاوية A20 12، 24، 48، 72 ساعة تنظيم البلعمة الذاتية [134]
سيليبيين IONPs@silibinin خط الخلايا A-498 96 ساعة أثبط بشكل ملحوظ نمو الخلايا [135]
المضاد الأحادي G250 mAb G250-SPIONs خط الخلايا السرطانية الكلوية 786-0 12 ساعة لا سمية خلوية [136]
جيلاتين، أكيرمانيت جل/أكر/ مركب نانو MWNT خلايا أستيو بلاست G292 24، 48، 72 ساعة سمية خلوية منخفضة [145]
هيدروكسي أباتيت، كولاجين FeHA/Coll خط الخلايا الشبيهة بالخلايا العظمية البشرية MG63 قطر 8.00 مم وارتفاع 3.00 مم 72 ساعة عزز بشكل كبير تكاثر الخلايا [146]
/ جزيئات النانو الحديدية خط الخلايا الجذعية المشتقة من الدهون البشرية 24 ساعة أثر على التمايز الدهني والعظمي [147]
ببتيد المستضد a-AP-fmNPs خطوط خلايا BMDCs وخلايا الشجرة 2.4 24 ساعة لا سمية للخلايا [148]
/ SPIONs خط الخلايا الشجرية 24 ساعة تم وسم ما يقرب من 100% من الخلايا بواسطة SPIONs [149]
حمض الستريك، ديكستران IONPs-CIT، IONPs-DEXT خطوط خلايا THP1 و NCTC 1469 24 ساعة لا سمية [150]
/ SPIONs نيوريت 10 مللي مول 48 ساعة زيادة طول ومساحة النوريت [151]
غلوكوزامين، بولي (حمض الأكريليك) سبايون-بّا، يو إس بي آي أو-بّا، يو إس بي آي أو بّا جي سي إن خط الخلايا الجذعية الميزانشيمية 24 ساعة توافق حيوي ممتاز [152]
حمض 2,3-ثنائي الميركابتوسكسينيك -ديماس خط الخلايا الجذعية البشرية 2، 6، 24 ساعة لا سمية خلوية ملحوظة [153]
/ رويسون خط الخلايا MSCs 24 ساعة توافق حيوي ممتاز [154]
الكركمين جزيئات النانو الحديدية مع الكركمين خط الخلايا الجذعية المشتقة من نخاع العظام 24 ساعة التوافق الخلوي المعتمد على الجرعة [155]
جزيء الطلاء اسم نموذج جرعة أيام نتيجة المراجع
بوليمرات مطبوعة جزيئيًا محددة للبروتين مخططات التحفيز خط الخلايا الجذعية الميزانشيمية البشرية 24 ساعة توافق حيوي عالي وسميّة خلوية منخفضة [156]
حمض الستريك IONPs@CA الخلايا البطانية وخطوط خلايا MC3T3-E1 فقط أثر على حيوية الخلايا [157]
/ ماغنيتوفيريتين خط الخلايا الجذعية المشتقة من الإنسان 1 دقيقة التوافق الحيوي [158]
الفبرين الحريري SPION@بروتين الحرير خط الخلايا المشتقة من نخاع العظام البشري MSCs 2.5 ملغ حديد 21 يوم تنظيم الالتصاق والتكاثر بشكل إيجابي [159]
دي مانوز دي مانوز -Fe2O3) خط الخلايا الجذعية العصبية 48 ساعة سمية طفيفة [160]
الشكل 5 توضيح تخطيطي لتخليق وتطبيقات جزيئات نانو أكسيد الحديد في المختبر. جزيئات نانو SPIO@PSS/CPT-11/HSA-anti-CD133 (A، [88]). الأجسام النانوية USPIO@MIL-100(Fe) (B، [109]). CPT-11: إيرينوتيكان. HSA: ألبومين مصل الإنسان. PSS: بولي (صوديوم ستيرين سلفونات). SPIO: أكسيد الحديد فائق المغناطيسية.
[79]. مفعل بسلسلة واحدة من الأجسام المضادة (scFv) -سيكلودكسترين ( تم تصميم -CD) ودوستكسل (TXT) لعلاج سرطان المبيض. كانت الجسيمات النانوية الحديدية الاصطناعية ممتازة في الخلايا الطبيعية، بينما أوقفت نمو خلايا SKOV3 بعد 72 ساعة من العلاج بسبب الإفراج المستمر عن TXT [80].

سرطان القولون والمستقيم

كانت غير سامة لخط خلايا HFF-1. في هذه الأثناء، انخفضت قابلية بقاء خلايا T-84 بشكل ملحوظ إلى 61% تحت تأثير الحرارة المفرطة للسوائل المغناطيسية. تم تقييم تأثير الإشعاع فوق الصوتي على CS-SPIONs في خلايا HEK-293. كانت CS-SPIONs متوافقة حيوياً بشكل ممتاز في أي تركيز خلال 72 ساعة. أظهر فترة الصوتنة التي تبلغ 1.5 دقيقة بقوة 67 واط أفضل توافق حيوي. الخلايا حية في 72 ساعة [81]. سمية مختلف تمت دراسة NPs في خلايا Caco-2 و HT-29 و SW-480. تشير النتائج إلى أن إجراءات التخليق والتغطية السطحية أثرت على الامتصاص والسمية. الجسيمات النانوية في خلايا السرطان، ولكن ليس في الخلايا الطبيعية. زادت الكربوهيدرات والبوليمرات المغلفة على سطح الجسيمات النانوية من التوافق الحيوي والامتصاص في خطوط خلايا السرطان الغدي القولوني الظهاري [82]. الجسيمات المصنعة @PEGylation-TRAIL ( ) أظهرت فقط السمية الخلوية لخلايا السرطان (COLO-205) ولكن ليس للخلايا الطبيعية (HUVEC). من المهم أن @ PEGylation-TRAIL أشار إلى وجود بلع خفيف بواسطة البلعميات، مما يوحي بإمكاناته كعامل تباين للتصوير بالرنين المغناطيسي [83]. Fe@FeOx@SiO NPs ( ) لم تظهر أي سمية خلوية تجاه خلايا HCT116 حتى بعد التعرض لمدة 72 ساعة، بينما كانت سامة بشكل كبير في خلايا CCD112-CoN تحت نفس ظروف الحضانة [84]. كانت جزيئات السيليكا@IONPs بحجم أقل من 5 نانومتر متوافقة حيوياً بشكل جيد وغير سامة عند معاملة خلايا Caco-2 بأعلى تركيز ( )، الذي كشف عن آفاقهم الواعدة في التشخيص والتطبيق [85]. قارن شارما، ج. الفروقات في السمية الخلوية وتعبير الجين المنظم بالأكسدة في تعديلات السطح المختلفة لجزيئات الحديد المغناطيسي النانوية (IONPs) في خلايا C10. أظهرت النتائج أن جزيئات الحديد المغناطيسي النانوية المحملة بمجموعة الكربوكسيل يمكن أن تحفز السمية الخلوية والإجهاد التأكسدي بطريقة تعتمد على الجرعة، بينما كانت جزيئات الحديد المغناطيسي النانوية ذات التعديلات السطحية الأمينية غير سامة لخلايا C10 [86]. Aptamer-Au@SPIONs في أظهرت سمية خلوية غير ملحوظة في خطوط خلايا HT-29 وCHO وL929. ومع ذلك، كانت سمية aptamer-Au@SPIONs مرتبطة إيجابيًا بالتركيز. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن تحفز aptamer-Au@SPIONs موت خلايا HT-29 عند تعرضها للضوء القريب من الأشعة تحت الحمراء (NIR) [87]. تم تقييم سمية SPIONs@poly(sodium styrene sulfonate)/ irinotecan/human serum albumin-anti-CD133 (SPI-ONs@PSS/HAS-anti-CD133) في ثلاثة أنواع من خطوط خلايا سرطان القولون، بما في ذلك Caco2 وHCT116.
خلايا DLD1. تشير النتيجة إلى أن SPIONs@PSS/HAS-anti-CD133 كانت متوافقة حيوياً بدرجة عالية وأعاقت بقاء خلايا الورم بطريقة تعتمد على الجرعة. علاوة على ذلك، أظهرت SPIONs@PSS/HAS-anti-CD133 سمية خلوية عالية في خلايا Caco2 وHCT116 مع إشعاع مولد الترددات الراديوية لمدة 30 دقيقة [88] (الشكل 5A).

سرطان الخلايا الحرشفية في الرأس والعنق

عملت SPION مع جامعة لوبيك – الدكستران على تثبيط تكاثر خلايا سرطان الخلايا الحرشفية في الرأس والعنق UT-SCC-60A و UT-SCC-60B بطريقة تعتمد على الجرعة والوقت دون التسبب في إجهاد أكسيدي أو استجابات التهابية [89]. حمض الهيالورونيك (HA) و SPIONs المغلفة بـ HA-PEG10 (HA-PEG10@SPIONs) أظهرت قدرة تسخين ممتازة يمكن أن تصل إلى في 600 ثانية، مما أدى بشكل ملحوظ إلى تقليل حيوية خلايا SCC7 إلى مع فرط الحرارة. ومع ذلك، كانت حيوية خلايا NIH3T3 مشابهة للتحكم تحت نفس العلاج. كان الاختلاف ناتجًا بشكل أساسي عن الامتصاص الانتقائي لـ HA-SPIONs إلى خلايا SCC7. لم تُحدث PEG-MGNCs سمية خلوية في خلايا SCC7 بدون AMF، بينما لوحظت سمية خلوية واضحة في خلايا SCC7 مع بقاء الخلايا على قيد الحياة إلى تحت AMF ( ومع ذلك، لم تؤدِ IONPs@PEG إلى موت الخلايا في نفس الظروف [12].

سرطان البروستاتا

تم تصنيع SPIONs مع ديكستران وحمض الهيالورونيك لتوصيل سيسبلاتين (SEON) التوافق الحيوي لـ SEON تم التحقيق في خلايا PC-3، مما أشار إلى أن SPIONs مع السيسبلاتين تسبب في موت الخلايا المبرمج والنخر تحت التعرض المطول بطريقة تعتمد على الجرعة [91]. لم يكن لاقتران IONPs مع جسم مضاد J591 أي تأثير على بقاء الخلايا في خلايا سرطان البروستاتا. بالإضافة إلى ذلك، كان امتصاص الحديد وخصوصية الجسم المضاد في الورم متسقة مع IONPs [92]. تم تطوير بوليمر (N-isopropylacrylamide-acrylamide-allylamine)-IONPs المقترنة مع ببتيد R11 (R11-PIONPs) لاستهداف محدد لسرطان البروستاتا. كانت R11-PIONPs متوافقة بشكل جيد مع خلايا الظهارة البروستاتية الطبيعية حتى عندما كانت التركيزات تصل إلى . ومع ذلك، تسببت R11-PIONPs في وفاة 16% من خلايا PC3 و LNCaP، بالإضافة إلى أن R11-PIONPs تراكمت في خلايا PC3 و LNCaP بطريقة تعتمد على الجرعة [93]. يمكن أن يقلل من حيوية خلايا DU145 و PC-3 و LNCaP بنسبة 15%. يمكن أن يعزز السمية الخلوية للدوكسيتاكسيل (1 نانومول) في خطوط خلايا DU145 وPC-3 وLNCaP مع موت الخلايا [94]. كانت الجسيمات النانوية الحديدية المغلفة بمستقبل هرمون اللوتين (LHRHR) ومستقبل منشط البلازمينوجين من نوع يوروكيناز (uPAR) (LHRH-AE105-IONPs) هي
تم تطويره كنظام توصيل دوائي. تم تفضيل LHRH-AE105IONPs وامتصاصها من قبل خلايا PC-3 أكثر من خلايا البروستاتا الطبيعية. تم تحميل LHRH-AE105-IONPs مع باكليتاكسيل ( ) أضعف بشكل ملحوظ من بقاء خلايا PC-3 بمقدار الضعف عند مقارنتها بجزيئات النانو المستهدفة لمستقبل واحد [95].

سرطان الثدي

خلايا MDA-MB-231 تعزز بشكل ملحوظ امتصاص جزيئات FeO@HA NPs بمقدار أربعة أضعاف مقارنة بالخلايا الطبيعية. بالإضافة إلى ذلك، أظهرت جزيئات FeO@HA NPs قدرة جيدة على توليد الحرارة في التصوير بالرنين المغناطيسي [96]. لم تظهر جزيئات IONPs المدعمة باليوروبيم أي سمية خلوية ملحوظة في خطوط خلايا THP-1 وHaCaT وMCF-7 [97]. تم تصنيع جزيئات IONPs صغيرة للغاية، وأظهرت عدم السمية في خلايا سرطان الثدي البشرية. أظهرت جزيئات IONPs الاصطناعية قدرة محسنة في التصوير بالرنين المغناطيسي مقارنة بعوامل التباين التجارية [98]. كانت حيوية خلايا 4T1 بعد المعالجة بجزيئات النانو الحديدية البيضاوية الشكل ” ) تحت AMF [99]. أظهرت نتيجة بقاء الخلايا أن IONPs@arginine-MTX (Fe-ArgMTX) يمكن أن تثبط بشكل كبير معدل بقاء خطوط خلايا MCF-7 و 4T1. كانت تركيزات Fe-Arg-MTX في خطوط خلايا MCF-7 و 4T1 هي 230 نانومتر و 380 نانومتر لمدة 48 ساعة، على التوالي [100]. لم يظهر FeO@غشاء البلعميات (FeO@MM) أي سمية في خلايا MCF-7 حتى عندما كانت التركيزات تصل إلى [43]. يمكن أن يعزز تعديل حمض ثنائي الميركابتوسكسينيك على سطح SPIONs كمية امتصاصها ويطيل فترة التخلص منها في خلايا MCF-7 دون التأثير على شكل الخلايا وحيويتها، مما ساهم في استهداف خلايا سرطان الثدي [101]. تعديل MXene الإضافي مع كربيد التنتالوم ( ) و SPIONs ( تم تصميم مركب MXenes (IONP-SPs) كعامل تباين للعلاج والتشخيص في سرطان الثدي. أظهرت مركبات MXenes المكونة من IONP-SPs توافقًا حيويًا ممتازًا في خلايا 4T1 [102]. شكل مكعب من IONP-البوليمر (أميدو أمين) دندريمر-بلورونيك P123/HSP90 تم تطوير منارة جزيئية (منارة نانوية IPP/MB) لتشخيص وعلاج السرطان. منارة IPP/MB النانوية ( أظهرت توافقًا خلويًا جيدًا في خطوط خلايا MDA-MB-231 و MCF-10A. تم تطوير ثلاثة أنواع من الحرير المهندَس حيويًا تُسمى MS1Fe1 و MS1Fe2 و MS1Fe1Fe2 لتوصيل الدواء إلى خلايا السرطان التي تعبر عن Her2 بشكل مفرط. كان محتوى حرير MS1Fe1 مرتبطًا إيجابيًا بالألفة لجزيئات الحديد المغناطيسية النانوية، بينما كان مرتبطًا سلبًا بالارتباط بخلايا السرطان. علاوة على ذلك، زادت جزيئات الحديد المغناطيسية النانوية بشكل ملحوظ من نسبة موت الخلايا المبرمج في خلايا السرطان SKBR3 بمقدار 2.5 مرة. كان PVPMSFe، كسيليكا مسامية مهندسة مغطاة بـ FeO، غير سامة في خلايا MCF-7 و HFF2 مع بقاء الخلايا أكثر من [105].

سرطان عنق الرحم

يمكن أن تقلل الجسيمات النانوية الحديدية المغلفة بقشرة من حمض الأوليك والجيلاتين (Gel-IONPs) من السمية وتعزز الفعالية العلاجية للتاكسول. . الـ كانت القيمة مل عندما تم معالجة خلايا هيلا مع جيل-أيونبس لمدة 72 [106]. يمكن أن يعزز بولي كابرو لاكتون المحمّل بأيونبس إطلاق دوكسوروبيسين ويؤثر على الخلايا السرطانية هيلا تحت التعرض لفرط الحرارة المغناطيسية [107]. لم يظهر البروتين المرتبط بحمض الجلوتاريك المعدل (Pro-Glu-FeO) أي سمية في خلايا الرئة البشرية الطبيعية (WI26VA)، ولكن كان هناك سمية طفيفة في خط خلايا هيلا. انخفضت حيوية الخلايا. عندما تعرضت خلايا هيلا لـ من Pro-Glu- FeO لمدة 24 ساعة [108]. كان USPIO@MIL متوافقًا حيويًا في خلايا RAW 264.7، بينما أظهر سمية خلوية طفيفة في خلايا هيلا مع الجدوى عند تركيز لمدة 24 ساعة [109] (الشكل 5B). تم تقييم سمية ثلاثة أنواع مختلفة من جزيئات النانو المغلفة في خلايا هيلا. لوحظت سمية منخفضة جداً دون أي تغيير شكلي بعد المعالجة بـ تم الحصول على جزيئات نانوية مغناطيسية حديدية (IONPs) لمدة 72 ساعة [110]. تم تعديل جزيئات نانوية مغناطيسية حديدية فائقة (SPION) مع الهيبارين-بولوكسايمر (HP) (SPION@HP) لتوصيل أدوية مضادة للسرطان، والتي كانت متوافقة حيوياً بشكل كبير بسبب الطلاء السطحي، وأظهرت جزيئات SPION@HP المحملة بالدoxorubicin تأثيراً مضاداً للسرطان ملحوظاً وسُمية نظامية منخفضة. موت خلايا هيلا عند التركيز من [111].

سرطان المعدة

مطلي بـ (بولي (إيثيلين غليكول) (PEG) تم تصميمها كنظام توصيل miRNA لتعزيز التأثير العلاجي للأدرياميسين (ADR) في خلايا سرطان المعدة (خلايا SGC7901/ADR). يمكن أن يعزز الجمع بين miR16-IONPs و ADR موت خلايا SGC7901/ADR مع سمية طفيفة. ) [112]. @ أو@ -أظهرت جزيئات نانوية من الكربون المغناطيسي (CD NPs) توافقًا حيويًا ممتازًا مع خلايا سرطان المعدة، والتي ظلت الجدوى عند تركيز لمدة 24 ساعة. بالإضافة إلى ذلك، تمت عملية تناول NPs -CD بشكل انتقائي بواسطة خلايا MGC803، وهو ما تم ملاحظته بواسطة مجهر المسح بالليزر الفلوري. @Au@ -يمكن أن تعمل جزيئات نانوية من نوع CD كأداة محتملة لتصوير الرنين المغناطيسي ونظام توصيل الأدوية المستهدف [113]. -كاربوكسي ميثيل السليلوز-5-فلورويوراسيل ( -CMC-5FU، يمكن أن يعيق تكاثر خلايا SGC7901 حوالي بعد التعرض لمدة 24 ساعة، والتي كانت أعلى بكثير من 5 FU النقي. كانت معدلات التثبيط عند كل ما يدل على ذلك -CMC-5FU يمكن أن يحسن على ما يبدو التأثير المضاد للورم على خلايا SGC7901. الآلية الفيزيائية والبيولوجية تشير إلى أن -CMC-5FU تسبب في موت خلايا SGC7901 من خلال مهاجمة الميتوكوندريا الخاصة بها [114]. يمكن أن تثبط Atranorin@SPIONs بوضوح تكاثر خلايا سرطان المعدة الجذعية عندما تكون التركيز
كان يعتمد على كانت نسبة تثبيط تكاثر الخلايا مرتبطة إيجابياً بتركيز ومدة العلاج لـ Atranorin@SPIONs [115].

ورم دبقي

تعديل PEG-نيريدرونات حسّن التوافق الحيوي لـ NPs مع ، بينما أحدثت سمية تعتمد على التركيز في خلايا U87MG. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن تدخل PEG خلايا سرطان الدبقيات البشرية وتسبب موت الخلايا عبر الالتهام الذاتي [116]. كانت Zinc@SPIONs متوافقة حيوياً ممتازة في خلايا U-87 MG ضمن نطاق التركيز ، والتي يمكن تطبيقها في التصوير بالرنين المغناطيسي والحرارة المغناطيسية الفائقة [117]. أظهرت تجمعات النانو SPIONs الصغيرة جداً (SPIOCs)@HSA (باكليتاكسيل)-ببتيدات Arg-Gly-Asp (SPIOCs@HSA(PTX)-RGD) عدم السمية الخلوية على خلايا U87 عندما كانت التركيزات أقل من مل [118]. أظهر غلاف الذهب@الهيماتيت سمية minimal على خلايا HUVEC، بينما قتل غلاف الذهب@الهيماتيت بشكل ملحوظ خلايا سرطان الدبقيات عندما وصلت التركيزات إلى . علاوة على ذلك، كان هناك تأثير مشترك لذهب الأورو شيل @ الهيماتيت والحرارة المفرطة، كدليل على أن من الذهب أوروشيل @ الهيماتيت يمكن أن يقتل تقريبًا جميع خلايا U87 عند لمدة ساعة واحدة [119]. زادت نفاذية وامتصاص جزيئات الحديد المغناطيسية المحملة بالدكسوروبيسين بشكل ملحوظ تقريبًا ثلاث مرات في خلايا MDCK-MDR1 و U251 مقارنة بالدكسوروبيسين النقي. بالإضافة إلى ذلك، كان للمجال المغناطيسي الخارجي تأثير تآزري على النفاذية والسُمية الخلوية لجزيئات الحديد المغناطيسية المحملة بالدكسوروبيسين في نموذج MDCK-MDR1-الورم الدبقي [120].

سرطان الكبد

-FeO- بوليمر (حمض الأكريليك) / بوليمر (إستر السيرين) – -PEG (PICs) أظهرت عدم السمية الخلوية في خلايا MC3T3-E1 و HepG2 في نطاق التركيز (0.751 إلى ). تم تحلل المركبات النشطة بسرعة إلى نواتج ثانوية بعد التعرض لمدة 24 ساعة، وقد تم الإبلاغ عن أن نواتج التحلل لها سمية خلوية منخفضة [121]. تم الإبلاغ عن سمية خلوية للبولي (إيثيلين جلايكول) كربوكسيلي-بولي ( تمت دراسة جزيئات النانو المغناطيسية المعدلة بـ -كابرو لاكتون (PEG-PCCL-IONPs) في خطوط خلايا HepG2 و HEK293. أظهرت النتائج أن PEG-PCCL-IONPs أظهرت سمية خلوية قليلة وأدت إلى موت الخلايا المبرمج المبكر في خلايا ورم الكبد HepG2 عند التركيز من . ومع ذلك، كانت الجدوى متأثرة بشكل ضئيل بواسطة PEG-PCCL-IONPs في خلايا HEK293 [55]. FePd IONPs ( يمكن أن يثبط بشكل ملحوظ إنتاج الأنواع التفاعلية من الأكسجين (ROS) ويحافظ على بقاء الخلايا أكثر من في خطوط خلايا HepG2 و AGS و SK-MEL-2 و MG63 و NCIH460 حتى بعد المعالجة لمدة 7 أيام [122]. تم تقييم بقاء الخلايا، وتراكم الجذور الحرة، وتسرب الترانسأميناز في الخلايا الكبدية البشرية الأولية و
خلايا الورم HuH 7 بعد العلاج بجزيئات الحديد النانوية المغلفة بالسيليكا (sIONPs) لمدة 5 أيام. لم تظهر جزيئات sIONPs أي آثار سلبية على الخلايا الكبدية البشرية الأولية وخلايا HuH7 حتى تحت ظروف التصوير بالرنين المغناطيسي السريرية [123]. ألبومين مصل البقر @ BSA) كانت متوافقة للغاية في خطوط خلايا HepG2 و 293 T وخطوط خلايا الدم الحمراء من الجرذان عند التعرض تحت تركيز لمدة 24 ساعة [49]. USPIONs ( لم تكن سامة للخلايا في خلايا PLC/PRF5 بعد المعالجة لمدة 48 ساعة بـ (مل من الحديد). كانت جزيئات SPIONs المستقرة بواسطة البوليلان (P-SPIONs) ممتازة من حيث التوافق الحيوي، حيث كانت نسبة بقاء الخلايا في خطوط خلايا HepG2 و l-929 أكثر من عند التعرض لـ P-SPIONs. من المثير للاهتمام أن AMF ساهمت في موت خلايا HepG2 عند تعرضها لـ P-SPIONs [125]. كانت SPIONs@AP613-1 (Apt-USPIO) تتمتع بتوافق حيوي ممتاز في خلايا Huh-7 و l-02. كانت نسبة بقاء الخلايا أكثر من حتى عند تركيز أبت-USPIO [68].

الساركوما العظمية

تم تقييم ملاءمة الجسيمات النانوية المغناطيسية المدعمة بالزنك والكوبالت في خلايا جذعية ميزانشيمية مشتقة من نخاع العظام البشري وخلايا مشتقة من الساركوما العظمية البشرية. أظهرت النتائج أن الجسيمات النانوية المغناطيسية المدعمة بالزنك تمتلك خاصية مغناطيسية قوية، بينما لم تظهر الجسيمات النانوية المغناطيسية المدعمة بالكوبالت أي مغناطيسية. بالإضافة إلى ذلك، أظهرت الخلطة المعتدلة من كلا الجسيمتين النانويتين الخصائص المغناطيسية المثلى دون التأثير على السمية الخلوية. تم ربط الجسيمات النانوية المغناطيسية، التي تعمل مع n -هيدروكسي سكسينيميد، بعامل نمو البطانة الوعائية (VEGF) والأجسام المضادة لمجموعة التمايز 80 (CD80) (IONPs@ CD80+VEGF) لعلاج الساركوما العظمية البشرية. تم التحقيق في بقاء الخلايا في خلايا ATCCTM CRL-2836، مما أشار إلى أن يمكن أن تقلل IONPs@CD80+VEGF بشكل كبير من تكاثر الخلايا الشاذة لمدة 24 ساعة [127]. كانت IONPs المغلفة بالهيدروكسيباتيت (IONPs@HA) متوافقة مع الخلايا على خلايا الساركوما العظمية MG-63، بينما أظهرت IONPs النقية سمية ملحوظة عند التركيز من لمدة 48 و 72 ساعة. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن ترفع IONPs@ HA درجة حرارة خلايا MG-63 بشكل فعال إلى في غضون 3 دقائق تحت MF، وتسبب تقريبًا في وفاة جميع خلايا MG-63 بعد تعرضها لمدة 30 دقيقة [128]. كانت جزيئات الحديد المغناطيسية المحملة بالكيتوزان (CS) والأنهدريد السكسينيك (SA) وحمض الفوليك (FA) (IONPs@CS-FA/CS-SA) غير سامة في خلايا MG-63، بينما كانت IONPs@CS-FA/CS-SA ( ) تم تحميل الدوكسوروبيسين بشكل كبير مثبطًا تكاثر الخلايا بأكثر من موت الخلايا لمدة 72 ساعة [129].

لمفوما

لم يُظهر FeO المغلف بالبوليستر متفرع الفروع (HBPE) مع أنهدريد الدوديسينيل السكسيني (DDSA) (FeO/HBPEDDSA) سمية خلوية في خلايا OCI-LY3.
حتى التركيز كان يصل إلى [130]. أظهرت جزيئات النانو الحديدية (IONPs) تثبيطًا ملحوظًا لنمو خلايا لمفوما الخلايا B الكبيرة المنتشرة (DLBCL) بطريقة تعتمد على الجرعة من خلال تعزيز أكسدة الدهون والموت الخلوي الحديدي. كانت حيوية خلايا DLBCL أقل من عندما يتم العلاج بـ من جزيئات النانو الحديدية (IONPs) [131]. تم ربط عدة أجسام مضادة من ريتوكسيماب (RTX) وPEG على سطح لتشكيل مجسات نانوية متعددة القيمة. من -PEG-8Ab يمكن أن يقلل من بقاء خلايا راجي إلى عند 72 ساعة، بينما كانت حيوية الخلايا بنفس الجرعة عينة معالجة بـ -PEG-2Ab كانت -PEG-nAb أظهر طريقة تعتمد على الفالنس في موت خلايا راجي [132]. أظهر FeO@MTX والعلاج الكيميائي الحراري تأثيرًا تآزريًا على موت الخلايا في خط DLBCL (OCI-LY18) من خلال زيادة الجين المحفز لموت الخلايا وتقليل الجين المثبط لموت الخلايا [133]. تم ابتلاع كمية كبيرة من IONPs-نقاط الكم في خلايا لمفوما B الفأرية A20، ويمكن أن تتراكم في الخلايا تحت تأثير المجال المغناطيسي الخارجي. من المهم أن IONPs-نقاط الكم يمكن أن تنظم البلع الذاتي غير الغازي داخل الخلايا وتنتج السيتوكينات المؤيدة للالتهابات في خلايا لمفوما B الفأرية A20 [134].

سرطان الكلى

تم اختبار حيوية الخلايا لـ IONPs@silibinin في خلايا A-498، وأشارت النتائج إلى أن IONPs@silibinin يمكن أن تثبط بشكل ملحوظ نمو خلايا سرطان الكلى البشرية مقارنة بالسليبيين النقي. تم تصميم SPION المرتبط بالأجسام المضادة G250 كأداة تصوير بالرنين المغناطيسي للكشف عن سرطان الخلايا الكلوية، والتي لم تظهر أي سمية خلوية في خلايا سرطان الكلى 786-0 عند أي تركيز اختبار. ) لمدة 12 ساعة [136].
بشكل عام، يمكن لجزيئات النانو المغناطيسية الحديدية أن تثبط تقريبًا بقاء الخلايا لجميع أنواع خلايا السرطان، مما يظهر آفاقًا كبيرة في علاجات السرطان. السبب الرئيسي وراء التأثير الواعد لمضادات السرطان لجزيئات النانو المغناطيسية الحديدية هو تدهور نواة أكسيد الحديد، الذي يمكن أن يحفز إنتاج ROS المفرط عبر تفاعل فنتون، ثم يؤثر على حالة الأكسدة والاختزال داخل الخلايا وعمليات الأيض للحديد. بالمقارنة مع الجزيئات الصغيرة التقليدية، يمكن لجزيئات النانو المغناطيسية الحديدية أن تطلق كمية كبيرة من أيونات الحديد، وتزيد من محتوى ROS في الخلايا، وبالتالي تحفز الموت الخلوي الحديدي بشكل أكثر فعالية. بالإضافة إلى ذلك، نظمت جزيئات النانو المغناطيسية الحديدية البيئة الدقيقة المناعية للورم من خلال التأثير على موت الخلايا المبرمج والالتهام الذاتي للبلاعم، مما يثبط تطور الورم. بالإضافة إلى ذلك، تركز التطبيقات المحتملة لجزيئات النانو المغناطيسية الحديدية في علاج السرطان على إطلاق وتفعيل أدوية العلاج الكيميائي، وزيادة درجة الحرارة في موقع الورم تحت ضوء الأشعة تحت الحمراء القريبة أو المجال المغناطيسي، والعلاج الجيني، والتوصيل المستهدف (بما في ذلك التوجيه النشط، السلبي أو المغناطيسي).
ومع ذلك، هناك حاجة إلى مزيد من الأبحاث البيولوجية المستندة إلى آلية التفاعل لتعزيز تطبيق جزيئات النانو الحديدية في علاج السرطان.

جزيئات الحديد النانوية في الخلايا غير الورمية

تتمتع جزيئات النانو الحديدية (IONPs) أيضًا بمجموعة واسعة من التطبيقات في الخلايا غير الورمية مع توافق جيد مع الخلايا (الجدول 2). تلعب التعديلات السطحية وأنواع الخلايا دورًا حيويًا في تحديد استقلاب الحديد في الخلايا. تساهم جزيئات النانو الحديدية في تمايز الخلايا العظمية ونمو المحاور العصبية.

باني العظم

تم تحضير هياكل نانوية مركبة تحتوي على الجيلاتين (مرحلة البوليمر) والأكرمانيت (مرحلة السيراميك) وIONPs، وأظهرت خصائص فوتوحرارية عالية تحت ليزر NIR. في الوقت نفسه، أظهرت الهياكل سمية خلوية منخفضة في خلايا G292 العظمية عند التركيز من [145]. تم التحقيق في تأثير الهياكل الهجينة البيوميميتية (Fe-hydroxyapatite/collagen) على خلايا MG63 الشبيهة بالخلايا العظمية البشرية، وأظهرت أن Fe-hydroxyapatite/collagen عززت بشكل كبير تكاثر الخلايا. بالإضافة إلى ذلك، لعبت درجة حرارة التخليق الدور الرئيسي في تحديد الخصائص الكيميائية-الفيزيائية للهياكل. أظهرت هياكل Fe-hydroxyapatite/collagen 25 أفضل أداء في تحسين تكاثر الخلايا مقارنة بهياكل Fe-hydroxyapatite/collagen 40 و50 [146]. أثر MF المتغير الذي تم التوسط فيه بواسطة IONPs على التمايز الدهني والعظمي لخلايا الساق الجذعية المشتقة من الدهون البشرية. زاد التعرض ل MF منخفض الكثافة خلال يومين من التمايز الدهني، بينما ساهم التعرض المستمر لمدة 7 أيام في التمايز العظمي [147].

خلايا المناعة

تم تصميم الجسيمات النانوية المغناطيسية الفلورية ( -AP-fmNPs) للتلاعب في هجرة الخلايا الشجرية. -AP-fmNPs لم تظهر أي سمية خلوية عند أي تركيز ( )، وحسنت بشكل كبير كفاءة هجرة الخلايا الشجرية تحت تأثير قوة السحب المغناطيسية [148]. تم التحقيق في تأثير SPIONs على هجرة الخلايا الشجرية بواسطة صبغة الأزرق البروسي وقياس التدفق الخلوي. أشارت النتائج إلى أن جميع الخلايا الشجرية تم وسمها بواسطة SPIONs، وأن جرعة منخفضة من SPIONs ساهمت في هجرة الخلايا الشجرية [149]. تم تخليق جزيئات FeOx NPs ( ) المغلفة بدوبامين سلفونات (DS) وحمض الكافيك (CAF) وكلوريد الكورينين (COR) على التوالي. باستثناء جزيئات FeOx المغلفة بـ COR، أظهرت جميع جزيئات FeOx انخفاضًا في الامتصاص وعدم سمية خلوية ملحوظة في خلايا BV2 [36]. تم استخدام ثلاثة أنواع من نماذج البلعميات لتقييم امتصاص وتدهور IONPs. أشارت النتائج إلى أن الطلاء على سطح IONPs و
نوع البلعميات قرر بشكل رئيسي أيض الحديد لـ IONPs [150].

خلايا الساق

يمكن أن تزيد الهياكل المجهزة بـ SPIONs من طول 30% و مساحة النيريت تحت السيطرة من AMF، بينما زادت الألياف الضابطة فقط من الطول في النيريت [151]. يمكن أن يزيد تعديل الجلوكوزامين من امتصاص الخلايا والتوافق الحيوي لـ SPION-poly (حمض الأكريليك) في خلايا الساق الجذعية الوسيطة دون التأثير على حيوية الخلايا [152]. تم التحقيق في التوافق الحيوي للذهب وIONPs المعدلة بـ DMSA في MSCs البشرية. أشارت النتائج إلى أن -DMSA وAu-DMSA يمكن أن يتم امتصاصها بشكل جيد ولم يكن لها سمية خلوية ملحوظة في MSCs البشرية [153]. لم يغير Ruicun، كعامل SPION، خصائص MSCs عند التركيز من , بما في ذلك حيوية الخلايا وموت الخلايا، دورة الخلية، شكل الخلية، والتمايز العظمي [154]. تم التحقيق في التأثير الوعائي لـ IONPs مع الكركم (CMNPs) في MSCs المشتقة من نخاع العظام. أشارت النتائج إلى أن التركيز المنخفض (100 إلى ) زاد من كثافة خلايا MSCs، بينما من CMNPs قلل من كثافة الخلايا [155]. لم يؤثر الطلاء البوليمري المطبوع جزيئيًا المحدد للبروتين على التوافق الحيوي أو الامتصاص لـ IONPs في MSCs البشرية، لكن البوليمر المطبوع قد يمدد عملية تدهورها من 9 إلى 21 يومًا [156]. أثرت IONPs المغلفة بحمض الستريك (IONPs@ CA) فقط على حيوية خلايا بطانة الأوعية الدموية وخلايا MC3T3-E1 عندما كان التركيز o يصل إلى . ومع ذلك، لم تقلل IONPs@CA من تعبير NO عند جميع التركيزات [157]. يمكن أن تجعل المغناطيسية البشرية MSCs في دقيقة واحدة دون تغيير خصائص MSCs البشرية، بما في ذلك سلامة الغشاء، التكاثر، وقدرة التمايز المتعدد الخطوط [158]. يمكن أن تنظم SPION@silk fibroin بشكل إيجابي الالتصاق والتكاثر لـ MSCs المشتقة من نخاع العظام البشرية، وتحفز التمايز العظمي عند التعرض لـ MF [159]. يمكن أن يعزز طلاء D-mannose بشكل ملحوظ من امتصاص في خلايا الساق العصبية دون التأثير على تمايز الخلايا. ومع ذلك، انخفضت حيوية الخلايا قليلاً عندما زادت الجرعة إلى [160].

التطبيقات السريرية لـ IONPs في البشر

تم تصميم مسبار جديد للكشف عن SPION (Resovist) خلال عملية جراحية للعقدة اللمفاوية الحارسة (SLN) مع سرطان الثدي. كانت نسبة اكتشاف SLN في الطريقة الجديدة ، بينما كانت نسبة الاكتشاف في الطريقة القياسية للنويدات المشعة [161، 162]. كانت التقنية القياسية التي استخدمت كولود Technetium-sulphur (99 m Tc) أو صبغة زرقاء لتحديد المرحلة العقدة اللمفاوية الإبطية لها إشعاع كبير. كانت نسبة التعرف على خزعة العقدة الحارسة
(SNB) بناءً على SPION في 143 مريضًا تركيًا مصابًا بسرطان الثدي المبكر مع تأثيرات جانبية طفيفة [163]. تم تجنيد 12 مريضًا مصابًا بسرطان الثدي في مستشفى جامعة أوبسالا لمقارنة قدرة تحديد العقدة اللمفاوية مع SPION ووسم مشع. يمكن أن تكشف SPION التي تم حقنها قبل العملية من 3-15 يومًا عن جميع العقدة الحارسة، واستمر الإشارة الإبطية لمدة 28 يومًا [164]. كانت نسبة الاكتشاف للتقنية المغناطيسية في 146 مريضًا بسرطان الثدي في مرحلة مبكرة ، والتي كانت أعلى من التقنية القياسية [165]. تم استخدام Sienna+ كوسم مغناطيسي لتحديد موقع سرطان الثدي. كانت نسبة التعرف على 108 مريضًا لـ Sienna ، بينما كانت التقنية القياسية [166]. كان الوسم المغناطيسي خيارًا آمنًا بديلًا للتقنية القياسية لتخطيط SLN ومرحلة سرطان الثدي المبكر، والتي كانت ذات إشعاع منخفض وخصائص مضادة للحساسية [167-169]. تم تحسين الجرعة والوقت لـ SPION لتحديد SLN في مرضى الميلانوما. كشفت التجربة السريرية أن 1.0 مل من SPION مع تدليك لمدة دقيقتين كان الأكثر فعالية [170]. تم استخدام USPIO MRI مع MRI المعتمد على الانتشار لتحديد مرحلة مرضى سرطان المثانة و/أو البروستاتا. تراوحت الخصوصية للكشف من قبل ثلاثة قراء في 75 مريضًا من 93 إلى خلال 9 دقائق، وهو أعلى بكثير من التصوير المقطعي المحوسب [171]. تم علاج 42 طفلًا بـ من الفيروموكسيترول عبر الحقن الوريدي لتحديد مرحلة السرطان. من المثير للاهتمام، أن نمط التعزيز للفيروموكسيترول في أنواع مختلفة من العقد اللمفاوية كان مختلفًا بشكل ملحوظ، وكانت دقة التعرف أعلى من في الأطفال [172].
تمت مقارنة التصوير بالرنين المغناطيسي القلبي الوعائي المعتمد على الفيروموكسيترول (USPIO) مع عامل التباين القائم على الجادولينيوم في مرضى احتشاء عضلة القلب الحاد. أشارت النتائج إلى أن الفيروموكسيترول قدم ميزات مرضية أكثر تفصيلاً لاحتشاء عضلة القلب مع أمان متفوق، والذي كشف عن البلعميات المقيمة في الأنسجة [173]. ومع ذلك، لم تكن البلعميات المقيمة في الأنسجة مفيدة في الكشف عن التهاب عضلة القلب. لم يتمكن الفيروموكسيترول ( ، المعالج لمدة 3 أشهر) من عرض تعزيز الجادولينيوم المتأخر في مرضى التهاب عضلة القلب الحاد [174]. أظهر الفيروموكسيترول (510 ملغ من الحديد) تأثيرًا علاجيًا محتملاً في مرضى احتشاء عضلة القلب، كما يتضح من تقليل حجم الاحتشاء وتعزيز وظيفة البطين الأيسر دون أي تأثيرات جانبية [175]. تم تقييم قدرة التصوير للفيروموكسيترول في البلعميات في تمدد الأوعية الدموية الدماغية البشرية. تم تسجيل 17 مريضًا وتقييم امتصاص الفيروموكسيترول في الأوعية الدموية. أشارت نتائج صدى الجهد ثنائي الأبعاد إلى أن حجم الأوعية الدموية كان متناسبًا مع تناول الفيروموكسيترول [176]. تم تسجيل 342 مريضًا لتقييم قدرة USPIO على التنبؤ بمعدلات نمو الأوعية الدموية والنتائج السريرية مع تمدد الأوعية الدموية الأبهري البطني.
بعد علاج MRI المعزز بـ USPIO، خضع 47.3% من المرضى لتمزق أو إصلاح الأوعية الدموية، وهو أعلى من مجموعة التحكم [177].
تم تجنيد 28 مريضة لتInvestigate دور الالتهاب الذي يتوسطه البلعميات في الصداع النصفي بدون هالة. تم اعتماد التصوير بالرنين المغناطيسي المعزز بـ USPIO للكشف عن الالتهاب الذي يتوسطه البلعميات عند حدوث نوبة شبيهة بالصداع النصفي. أظهرت نتائج التصوير بالرنين المغناطيسي أن الالتهاب الذي يتوسطه البلعميات لم يكن مرتبطًا بالصداع النصفي بدون هالة [178]. تم تجنيد 18 مريضًا أطفال و8 مراهقين أصحاء لتقييم تأثير التصوير بالرنين المغناطيسي المعزز بـ USPIO. كشفت النتائج أن 5 ملغ من الحديد لكل كغ من الفيروموكسيترول يمكن أن تطيل بشكل واضح أوقات الاسترخاء T2* إلى 37.0 مللي ثانية بسبب انخفاض التروية وزيادة الوذمة [179]. تم تطوير التصوير بالرنين المغناطيسي المعزز بالفيروموكسيترول للكشف عن خلايا نخاع العظام المزروعة في نخر العظام. يمكن أن يطيل الفيروموكسيترول أوقات الاسترخاء T2* لخلايا نخاع العظام المعلّمة بالحديد دون التأثير على إصلاح العظام [180]. باختصار، تم تطبيق IONPs في الممارسة السريرية بسبب إشعاعها المنخفض وخصائصها المضادة للحساسية. ومع ذلك، كان الفيروموكسيترول، كأحد IONPs المستخدمة بشكل شائع في التجارب السريرية، يستخدم بشكل رئيسي لتحديد أو تشخيص سرطان الثدي.

الاستنتاجات وآفاق المستقبل

بسبب خصائصها الفيزيائية والكيميائية الفريدة، تتمتع IONPs بإمكانات تطبيق كبيرة في المجال الطبي الحيوي، بما في ذلك استهداف الأدوية، والحرارة المفرطة، والتشخيص، وعلاج السرطان. لذلك، هناك حاجة ملحة لفهم الآثار البيولوجية والسمية بعد التعرض لـ IONPs في المختبر وفي الكائن الحي. على الرغم من أن الباحثين قاموا بإجراء أبحاث واسعة النطاق حول IONPs، إلا أن هناك جدل حول سمّيتها المحتملة في الكائن الحي وفي المختبر. السبب الرئيسي هو التباين العالي في الحجم، والشحنة السطحية، والتغليف لـ IONPs في دراسات مختلفة. بالإضافة إلى ذلك، تختلف خطوط الخلايا، والأنسجة، وتركيزات التعرض، والوقت بشكل كبير، مما يؤثر على التفاعل البيولوجي لـ IONPs على النظام البيولوجي.
تهدف هذه المراجعة إلى وصف الآثار البيولوجية والتجارب السريرية لـ IONPs بشكل كامل. أولاً، قمنا بتلخيص التوافق الحيوي، والتوزيع الحيوي، والتمثيل الغذائي، والتخلص الحيوي لـ IONPs في نماذج حيوانية مختلفة. كانت الغالبية العظمى من IONPs غير سامة ومتوافقة حيويًا بشكل جيد مع الأعضاء الحيوية للحيوانات، وتوزعت بشكل رئيسي في الكبد والطحال، ثم تم التخلص منها بسرعة بواسطة الكلى. ثانيًا، وصفنا تطبيق IONPs في أنواع مختلفة من خلايا الأورام وخلايا غير الأورام. استهدفت IONPs بشكل انتقائي أنواعًا مختلفة من خلايا الأورام وأدت إلى موت خلايا الأورام دون التأثير على حيوية ونشاط الخلايا الطبيعية. كانت سمية IONPs تجاه خلايا الأورام مرتبطة بشكل رئيسي بالشكل، وتعديل السطح، والحجم، والتركيز، وحالة التكافؤ. بالإضافة إلى ذلك، عرض مجال مغناطيسي خارجي، ومولد تردد راديوي،
الإشعاع، وتصوير الرنين المغناطيسي والعلاج الضوئي الحراري تأثيرًا مضادًا للسرطان تآزريًا. في الوقت نفسه، تتمتع IONPs أيضًا بمجموعة واسعة من التطبيقات في خلايا غير الأورام مع توافق خلوي جيد. يلعب تعديل السطح وأنواع الخلايا دورًا حيويًا في تحديد استقلاب الحديد في الخلايا. أخيرًا، قمنا بمراجعة التطبيق السريري لـ IONPs في السنوات العشر الماضية. على الرغم من أن مجموعة متنوعة من الأدوية النانوية المعتمدة على IONPs قد تم الموافقة عليها سريريًا أو في التجارب السريرية من قبل وكالة الأدوية الأوروبية (EMA) وإدارة الغذاء والدواء الأمريكية (FDA) مثل NanoTherm وFeraheme ، إلا أن الفيروموكسيترول لا يزال يستخدم بشكل شائع كـ IONPs في العيادة، والذي تم استخدامه بشكل رئيسي لتحديد أو تشخيص سرطان الثدي. نتائج السمية لـ IONPs على المستوى الخلوي مثيرة للجدل. تظهر معظم الدراسات أن IONPs تظهر سمية منخفضة، والتي ترتبط بشكل رئيسي بالحجم، وتغليف السطح، وتركيز التعرض، ووقت العلاج، ونوع الخلية [181]. عادةً، تُعزى السمية الخلوية لـ IONPs إلى زيادة أيونات الحديد، وإنتاج ROS، والإجهاد التأكسدي. مقارنةً بالدراسات في المختبر، يمكن أن تعكس الدراسات في الكائن الحي التأثير العام لـ IONPs على الكائن الحي بشكل أكثر مصداقية. على سبيل المثال، يمكن أن يتغير حجم IONPs بسبب التكتل أو تشكيل غلاف بروتيني مع بروتينات البلازما. حتى الآن، لم يتم الإبلاغ عن سمية حادة واضحة لـ IONPs في الكائن الحي، وتظهر سمية IONPs بشكل رئيسي في السمية الجينية، والسمية العصبية، والسمية المناعية، والسمية التناسلية [182]. بالإضافة إلى ذلك، أدى التعرض لـ IONPs إلى تغيير تعبير الجينات المتعلقة بالإجهاد التأكسدي، ونقل الحديد، والاستماتة [183]. تعود سمية IONPs في الكائن الحي بشكل أساسي إلى الحجم، والبلورات، وجرعة IONPs، بالإضافة إلى عمر ونمط البحث للنماذج. لتلخيص ذلك، من الضروري إنشاء طرق قياسية لدراسة الآثار البيولوجية لـ IONPs ذات الخصائص الفيزيائية المختلفة. بالإضافة إلى ذلك، يجب بذل المزيد من الجهود في المختبر للتطبيقات الطبية الحيوية الحالية والمستقبلية لـ IONPs قبل تجاربها السريرية أو ما قبل السريرية.

مساهمات المؤلفين

جمع YQ وJZ وCQ المقالات وحللوها، وكتبوا المخطوطة. راجع YN وCQ وJW المخطوطة. ساعد YZ وYL وLG وDL وAM وFX وQG وCX في المخطوطة وقدموا بعض الاقتراحات المفيدة.

التمويل

تم دعم هذا العمل من قبل صناديق البحث الأساسية لصندوق العلوم الطبيعية الوطني في الصين (رقم 82373821، 82204672، 82204322 و82104480)، برنامج الدكتوراه في جامعة يانتاي (SM20B35)، صندوق العلوم الطبيعية لمقاطعة شاندونغ (ZR2021MH395)، المعاهد المركزية للبحوث العامة (رقم ZZ13-YQ-105، ZZ14-YQ-055، ZZ15-YQ-065، ZZ15-YQ-062، ZZ15-YQ-063، ZZ16-ND-10-05، ZZ16-ND-10-17، ZZ16-ND-10-25)، برنامج رعاية العلماء الشباب المتميزين من قبل CACM (2021QNRC2B29).

توفر البيانات والمواد

البيانات التي تدعم نتائج هذه الدراسة متاحة من المؤلفين عند الطلب المعقول.

الإعلانات

لا تحتوي الدراسة على أي تجارب حيوانية أو بشرية.
وافق جميع المؤلفين على نشر هذه المخطوطة.

المصالح المتنافسة

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

تفاصيل المؤلف

المختبر الوطني الرئيسي لضمان الجودة والاستخدام المستدام للأعشاب داو-دي، مركز أرتيميسينين، ومعهد المواد الطبية الصينية، أكاديمية العلوم الطبية الصينية، بكين 100700، الصين. كلية الصيدلة، جامعة يانتاي، رقم 30، طريق تشينغكوان، منطقة لايشان، يانتاي، شاندونغ، الصين.
تاريخ الاستلام: 14 أغسطس 2023 تاريخ القبول: 29 نوفمبر 2023
تم النشر عبر الإنترنت: 08 يناير 2024

References

  1. Panda PK, Verma SK, Suar M. Nanoparticle-biological interactions: the renaissance of bionomics in the myriad nanomedical technologies. Nanomedicine. 2021;16(25):2249-54.
  2. Chen Y, Hou S. Recent progress in the effect of magnetic iron oxide nanoparticles on cells and extracellular vesicles. Cell Death Discov. 2023;9:195.
  3. Yang Y, Liu Y, Song L, Cui X, Zhou J, Jin G, et al. Iron oxide nanoparticlebased nanocomposites in biomedical application. Trends Biotechnol. 2023;S0167-7799(23):00175.
  4. Dash S, Das T, Patel P, Panda PK, Suar M, Verma SK. Emerging trends in the nanomedicine applications of functionalized magnetic nanoparticles as novel therapies for acute and chronic diseases. J Nanobiotechnology. 2022;20(1):393.
  5. Simnani FZ, Singh D, Patel P, Choudhury A, Sinha A, Nandi A, et al. Nanocarrier vaccine therapeutics for global infectious and chronic diseases. Mater Today. 2023;66:371-408.
  6. Al-Musawi S, Albukhaty S, Al-Karagoly H, Almalki F. Design and synthesis of multi-functional superparamagnetic core-gold shell nanoparticles coated with chitosan and folate for targeted antitumor therapy. Nanomaterials. 2020;11:32.
  7. Albukhaty S, Al-Musawi S, Abdul Mahdi S, Sulaiman GM, Alwahibi MS, Dewir YH, et al. Investigation of dextran-coated superparamagnetic nanoparticles for targeted vinblastine controlled release, delivery, apoptosis induction, and gene expression in pancreatic cancer cells. Molecules. 2020;25:4721.
  8. Albukhaty S, Naderi-Manesh H, Tiraihi T, Sakhi JM. Poly-I-lysine-coated superparamagnetic nanoparticles: a novel method for the transfection of pro-BDNF into neural stem cells. Artif Cells Nanomed Biotechnol. 2018;46:125-32.
  9. Shirazi M , Allafchian A, Salamati H. Design and fabrication of magnetic -QSM nanoparticles loaded with ciprofloxacin as a potential antibacterial agent. Int J Biol Macromol. 2023;241: 124517.
  10. Sinha A, Simnani FZ, Singh D, Nandi A, Choudhury A, Patel P, et al. The translational paradigm of nanobiomaterials: biological chemistry to modern applications. Mater Today Bio. 2022;17: 100463.
  11. Yang J, Feng J, Yang S, Xu Y, Shen Z. Exceedingly small magnetic iron oxide nanoparticles for T1-weighted magnetic resonance imaging and imaging-guided therapy of tumors. Small. 2023. https://doi.org/10. 1002/smll. 202302856.
  12. Jeon S, Park BC, Lim S, Yoon HY, Jeon YS, Kim BS, et al. Heat-generating iron oxide multigranule nanoclusters for enhancing hyperthermic efficacy in tumor treatment. ACS Appl Mater Interfaces. 2020;12:33483-91.
  13. Peng Y, Gao Y, Yang C, Guo R, Shi X, Cao X. Low-molecular-weight poly(ethylenimine) nanogels loaded with ultrasmall iron oxide nanoparticles for T(1)-weighted MR imaging-guided gene therapy of sarcoma. ACS Appl Mater Interfaces. 2021;13:27806-13.
  14. Turrina C, Schoenen M, Milani D, Klassen A, Rojas Gonzaléz DM, Cvirn G, et al. Application of magnetic iron oxide nanoparticles: thrombotic activity, imaging and cytocompatibility of silica-coated and carboxymethyl dextrane-coated particles. Colloids Surf, B. 2023;228: 113428.
  15. Mushtaq S, Shahzad K, Saeed T, Ul-Hamid A, Abbasi BH, Ahmad N. Surface functionalized drug loaded spinel ferrite MFe2O4 ( , ) nanoparticles, their biocompatibility and cytotoxicity in vitro: a comparison. Beilstein Arch. 2021;2021:56.
  16. Pinheiro WO, Fascineli ML, Farias GR, Horst FH, Andrade LR, Correa LH , et al. The influence of female mice age on biodistribution and biocompatibility of citrate-coated magnetic nanoparticles. Int J Nanomedicine. 2019;14:3375-88.
  17. Dadfar SM, Roemhild K, Drude NI, Stillfried S, Knüchel R, Kiessling F, et al. Iron oxide nanoparticles: diagnostic, therapeutic and theranostic applications. Adv Drug Deliv Rev. 2019;138:302-25.
  18. Patel P, Nandi A, Jha E, Sinha A, Mohanty S, Panda PK, et al. Magnetic nanoparticles: fabrication, characterization, properties, and application for environment sustainability. Magn Nanopart-Based Hybrid Mater. 2021;17:33-62.
  19. Ling D, Lee N, Hyeon T. Chemical synthesis and assembly of uniformly sized iron oxide nanoparticles for medical applications. Acc Chem Res. 2015;48:1276-85.
  20. Ali A, Zafar H, Zia M, Haq I, Phull AR, Ali JS, et al. Synthesis, characterization, applications, and challenges of iron oxide nanoparticles. Nanotechnol Sci Appl. 2016;9:49-67.
  21. Verma SK, Suar M, Mishra YK. Editorial: green perspective of nanobiotechnology: nanotoxicity horizon to biomedical applications. Front Bioeng Biotechnol. 2022;10: 919226.
  22. Jacinto MJ, Silva VC, Valladão DMS, Souto RS. Biosynthesis of magnetic iron oxide nanoparticles: a review. Biotechnol Lett. 2020;43:1-12.
  23. Verma SK, Patel P, Panda PK, Kumari P, Patel P, Arunima A, et al. Determining factors for the nano-biocompatibility of cobalt oxide nanoparticles: proximal discrepancy in intrinsic atomic interactions at differential vicinage. Green Chem. 2021;23:3439.
  24. Sheel R, Kumari P, Panda PK, Ansari MDJ, Patel P, Singh S, et al. Molecular intrinsic proximal interaction infer oxidative stress and apoptosis modulated in vivo biocompatibility of P. niruri contrived antibacterial iron oxide nanoparticles with zebrafish. Environ Pollut. 2020;267:115482.
  25. Ngnintedem Yonti C, Kenfack Tsobnang P, Lontio Fomekong R, Devred F, Mignolet E, Larondelle Y, et al. Green synthesis of iron-doped cobalt oxide nanoparticles from palm kernel oil via co-precipitation and structural characterization. Nanomaterials. 2021;11:2833.
  26. Rezaei B, Yari P, Sanders SM, Wang H, Chugh VK, Liang S, et al. Magnetic nanoparticles: a review on synthesis, characterization, functionalization, and biomedical applications. Small. 2023. https://doi.org/10.1002/smll. 202304848.
  27. Zhang G, Liao Y, Baker I. Surface engineering of core/shell iron/iron oxide nanoparticles from microemulsions for hyperthermia. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2010;30:92-7.
  28. AI-Kinani MA, Haider AJ, Al-Musawi S. High uniformity distribution of Fe@Au preparation by a micro-emulsion method. IOP Conf Ser Mater Sci Eng. 2020;987: 012013.
  29. Bustamante-Torres M, Romero-Fierro D, Estrella-Nuñez J, ArcentalesVera B, Chichande-Proaño E, Bucio E. Polymeric composite of magnetite iron oxide nanoparticles and their application in biomedicine: a review. Polymers. 2022;14:752.
  30. Bokov D, Turki Jalil A, Chupradit S, Suksatan W, Javed Ansari M, Shewael IH, et al. Nanomaterial by sol-gel method: synthesis and application. Adv Mater Sci Eng. 2021;2021:1-21.
  31. Hufschmid R, Arami H, Ferguson RM, Gonzales M, Teeman E, Brush LN, et al. Synthesis of phase-pure and monodisperse iron oxide nanoparticles by thermal decomposition. Nanoscale. 2015;7:11142-54.
  32. Patsula V, Kosinová L, Lovrić M, Ferhatovic Hamzić L, Rabyk M, Konefal R , et al. Superparamagnetic nanoparticles: synthesis by thermal decomposition of iron(III) glucuronate and application in magnetic resonance imaging. ACS Appl Mater Interfaces. 2016;8:7238-47.
  33. Valdiglesias V, Fernández-Bertólez N, Kiliç G, Costa C, Costa S, Fraga S, et al. Are iron oxide nanoparticles safe? Current knowledge and future perspectives. J Trace Elem Med Biol. 2016;38:53-63.
  34. Roca AG, Gutiérrez L, Gavilán H, Fortes Brollo ME, Veintemillas-Verdaguer S, Morales MDP. Design strategies for shape-controlled magnetic iron oxide nanoparticles. Adv Drug Deliv Rev. 2019;138:68-104.
  35. Abakumov MA, Semkina AS, Skorikov AS, Vishnevskiy DA, Ivanova AV, Mironova E. Toxicity of iron oxide nanoparticles: size and coating effects. J Biochem Mol Toxicol. 2018;32(12):e22225.
  36. Wu L, Wang C, Li Y. Iron oxide nanoparticle targeting mechanism and its application in tumor magnetic resonance imaging and therapy. Nanomedicine (Lond). 2022;17(21):1567-83.
  37. Das S, Ross A, Ma XX, Becker S, Schmitt C, Duijn F, et al. Anisotropic long-range spin transport in canted antiferromagnetic orthoferrite . Nat Commun. 2022;13(1):6140.
  38. Jungwirth T, Marti X, Wadley P, Wunderlich J. Antiferromagnetic spintronics. Nat Nanotechnol. 2016;11(3):231-41.
  39. Mehmood S, Ali Z, Khan SR, Aman S, Elnaggar AY, Ibrahim MM, et al. Mechanically stable magnetic metallic materials for biomedical applications. Materials. 2022;15:8009.
  40. Kraus S, Rabinovitz R, Sigalov E, Eltanani M, Khandadash R, Tal C, et al. Self-regulating novel iron oxide nanoparticle-based magnetic hyperthermia in swine: biocompatibility, biodistribution, and safety assessments. Arch Toxicol. 2022;96:2447-64.
  41. Fernandez-Alvarez F, Caro C, Garcia-Garcia G, Garcia-Martin ML, Arias JL. Engineering of stealth (maghemite/PLGA)/chitosan (core/shell)/shell nanocomposites with potential applications for combined MRI and hyperthermia against cancer. J Mater Chem B. 2021;9:4963-80.
  42. Chen L, Wu Y, Wu H, Li J, Xie J, Zang F. Magnetic targeting combined with active targeting of dual-ligand iron oxide nanoprobes to promote the penetration depth in tumors for effective magnetic resonance imaging and hyperthermia. Acta Biomater. 2019;96:491-504.
  43. Meng QF, Rao L, Zan M, Chen M, Yu GT, Wei X, et al. Macrophage membrane-coated iron oxide nanoparticles for enhanced photothermal tumor therapy. Nanotechnology. 2018;29: 134004.
  44. Ferretti AM, Usseglio S, Mondini S, Drago C, La MR, Chini B, et al. Towards bio-compatible magnetic nanoparticles: Immune-related effects, in-vitro internalization, and in-vivo bio-distribution of zwitterionic ferrite nanoparticles with unexpected renal clearance. J Colloid Interf Sci. 2021;582:678-700.
  45. Gogoi M, Jaiswal MK, Sarma HD, Bahadur D, Banerjee R. Biocompatibility and therapeutic evaluation of magnetic liposomes designed for self-controlled cancer hyperthermia and chemotherapy. Integr Biol (Camb). 2017;9:555-65.
  46. Xu S, Wang J, Wei Y, Zhao H, Tao T, Wang H, et al. In situ one-pot synthesis of core-shell nanoparticles as enhanced -weighted magnetic resonance imagine contrast agents. ACS Appl Mater Interfaces. 2020;12:56701-11.
  47. Verma SK, Nandi A, Sinha A, Patel P, Jha E, Mohanty S, et al. Zebrafish (Danio rerio) as an ecotoxicological model for Nanomaterial induced toxicity profiling. Precis Nanomed. 2021;4(1):750-81.
  48. Verma SK, Thirumurugan A, Panda PK, Patel P, Nandi A, Jha E, et al. Altered electrochemical properties of iron oxide nanoparticles by carbon enhance molecular biocompatibility through discrepant atomic interaction. Materials Today Bio. 2021;12: 100131.
  49. Nosrati H, Salehiabar M, Fridoni M, Abdollahifar MA, Kheiri Manjili H, Davaran S , et al. new insight about biocompatibility and biodegradability of iron oxide magnetic nanoparticles: stereological and in vivo MRI monitor. Sci Rep. 2019;9:7173.
  50. Fahmy HM, El-Daim TM, Ali OA, Hassan AA, Mohammed FF, Fathy MM. Surface modifications affect iron oxide nanoparticles’ biodistribution after multiple-dose administration in rats. J Biochem Mol Toxicol. 2021;35: e22671.
  51. Mabrouk M, Ibrahim Fouad G, El-Sayed SAM, Rizk MZ, Beherei HH. Hepatotoxic and neurotoxic potential of iron oxide nanoparticles in wistar rats: a biochemical and ultrastructural study. Biol Trace Elem Res. 2021;200:3638-65.
  52. Toropova YG, Zelinskaya IA, Gorshkova MN, Motorina DS, Korolev DV, Velikonivtsev FS, et al. Albumin covering maintains endothelial function upon magnetic iron oxide nanoparticles intravenous injection in rats. J Biomed Mater Res A. 2021;109:2017-26.
  53. Mejias R, Gutierrez L, Salas G, Perez-Yague S, Zotes TM, Lazaro FJ, et al. Long term biotransformation and toxicity of dimercaptosuccinic
    acid-coated magnetic nanoparticles support their use in biomedical applications. J Control Release. 2013;171:225-33.
  54. Shen Z, Chen T, Ma X, Ren W, Zhou Z, Zhu G, et al. Multifunctional theranostic nanoparticles based on exceedingly small magnetic iron oxide nanoparticles for T1-weighted magnetic resonance imaging and chemotherapy. ACS Nano. 2017;11:10992-1004.
  55. Li X, Yang Y, Jia Y, Pu X, Yang T, Wang Y, et al. Enhanced tumor targeting effects of a novel paclitaxel-loaded polymer: PEG-PCCL-modified magnetic iron oxide nanoparticles. Drug Deliv. 2017;24:1284-94.
  56. Unterweger H, Janko C, Schwarz M, Dezsi L, Urbanics R, Matuszak J, et al. Non-immunogenic dextran-coated superparamagnetic iron oxide nanoparticles: a biocompatible, size-tunable contrast agent for magnetic resonance imaging. Int J Nanomedicine. 2017;12:5223-38.
  57. Kawish M, Jabri T, Elhissi A, Zahid H, Muhammad K, Rao K, et al. Galactosylated iron oxide nanoparticles for enhancing oral bioavailability of ceftriaxone. Pharm Dev Technol. 2021;26:291-301.
  58. AI Faraj A, Shaik AP, Shaik AS. Effect of surface coating on the biocompatibility and in vivo MRI detection of iron oxide nanoparticles after intrapulmonary administration. Nanotoxicology. 2015;9:825-34.
  59. Dai L, Liu Y, Wang Z, Guo F, Shi D, Zhang B. One-pot facile synthesis of PEGylated superparamagnetic iron oxide nanoparticles for MRI contrast enhancement. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2014;41:161-7.
  60. Ghosh S, Ghosh I, Chakrabarti M, Mukherjee A. Genotoxicity and biocompatibility of superparamagnetic iron oxide nanoparticles: Influence of surface modification on biodistribution, retention, DNA damage and oxidative stress. Food Chem Toxicol. 2020;136: 110989.
  61. Britos TN, Castro CE, Bertassoli BM, Petri G, Fonseca FLA, Ferreira FF, et al. In vivo evaluation of thiol-functionalized superparamagnetic iron oxide nanoparticles. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2019;99:171-9.
  62. Awada H, Sene S, Laurencin D, Lemaire L, Franconi F, Bernex F, et al. Long-term in vivo performances of polylactide/iron oxide nanoparticles core-shell fibrous nanocomposites as MRI-visible magneto-scaffolds. Biomater Sci. 2021;9:6203-13.
  63. Silva AH, Lima E, Mansilla MV, Zysler RD, Troiani H, Pisciotti MLM, et al. Superparamagnetic iron-oxide nanoparticles mPEG350- and mPEG2000-coated: cell uptake and biocompatibility evaluation. Nanomedicine. 2016;12:909-19.
  64. Ledda M, Fioretti D, Lolli MG, Papi M, Gioia C, Carletti R, et al. Biocompatibility assessment of sub- 5 nm silica-coated superparamagnetic iron oxide nanoparticles in human stem cells and in mice for potential application in nanomedicine. Nanoscale. 2020;12:1759-v1778.
  65. Chen X, Qin Z, Zhao J, Yan X, Ye J, Ren E, et al. Pulsed magnetic field stimuli can promote chondrogenic differentiation of superparamagnetic iron oxide nanoparticles-labeled mesenchymal stem cells in rats. J Biomed Nanotechnol. 2018;14:2135-45.
  66. Shiji R, Joseph MM, Sen A, Unnikrishnan BS, Sreelekha TT. Galactomannan armed superparamagnetic iron oxide nanoparticles as a folate receptor targeted multi-functional theranostic agent in the management of cancer. Int J Biol Macromol. 2022;219:740-53.
  67. Wu L, Wen W, Wang X, Huang D, Cao J, Qi X, et al. Ultrasmall iron oxide nanoparticles cause significant toxicity by specifically inducing acute oxidative stress to multiple organs. Part Fibre Toxicol. 2022;19:24.
  68. Zhao M, Liu Z, Dong L, Zhou H, Yang S, Wu W, et al. A GPC3-specific aptamer-mediated magnetic resonance probe for hepatocellular carcinoma. Int J Nanomedicine. 2018;13:4433-43.
  69. Rozhina E, Danilushkina A, Akhatova F, Fakhrullin R, Rozhin A, Batasheva S. Biocompatibility of magnetic nanoparticles coating with polycations using A549 cells. J Biotechnol. 2021;325:25-34.
  70. Wu L, Zhang F, Wei Z, Li X, Zhao H, Lv H, et al. Magnetic delivery of @polydopamine nanoparticle-loaded natural killer cells suggest a promising anticancer treatment. Biomater Sci. 2018;6:2714-25.
  71. Nowicka AM, Ruzycka-Ayoush M, Kasprzak A, Kowalczyk A, Bamburow-icz-Klimkowska M, Sikorska M, et al. Application of biocompatible and ultrastable superparamagnetic iron(III) oxide nanoparticles doped with magnesium for efficient magnetic fluid hyperthermia in lung cancer cells. J Mater Chem B. 2023;11:4028-41.
  72. Tang Z, Zhou Y, Sun H, Li D, Zhou S. Biodegradable magnetic calcium phosphate nanoformulation for cancer therapy. Eur J Pharm Biopharm. 2014;87:90-100.
  73. Reynders H, Zundert I, Silva R, Carlier B, Deschaume O, Bartic C, et al. Label-free iron oxide nanoparticles as multimodal contrast agents in
    cells using multi-photon and magnetic resonance imaging. Int J Nanomedicine. 2021;16:8375-89.
  74. Legge CJ, Colley HE, Lawson MA, Rawlings AE. Targeted magnetic nanoparticle hyperthermia for the treatment of oral cancer. J Oral Pathol Med. 2019;48:803-9.
  75. Paulino-Gonzalez AD, Sakagami H, Bandow K, Kanda Y, Nagasawa Y, Hibino Y, et al. Biological properties of the aggregated form of chitosan magnetic nanoparticle. In Vivo. 2020;34:1729-38.
  76. Shanavas A, Sasidharan S, Bahadur D, Srivastava R. Magnetic core-shell hybrid nanoparticles for receptor targeted anti-cancer therapy and magnetic resonance imaging. J Colloid Interface Sci. 2017;486:112-20.
  77. Shahdeo D, Roberts A, Kesarwani V, Horvat M, Chouhan RS, Gandhi S. Polymeric biocompatible iron oxide nanoparticles labeled with peptides for imaging in ovarian cancer. Biosci Rep. 2022;42(2):BSR20212622.
  78. Albarqi HA, Wong LH, Schumann C, Sabei FY, Korzun T, Li X, et al. Biocompatible nanoclusters with high heating efficiency for systemically delivered magnetic hyperthermia. ACS Nano. 2019;13:6383-95.
  79. Zhang Y, Xia M, Zhou Z, Hu X, Wang J, Zhang M, et al. p53 promoted ferroptosis in ovarian cancer cells treated with human serum incubatedsuperparamagnetic iron oxides. Int J Nanomedicine. 2021;16:283-96.
  80. Huang , Yi C, Fan Y, Zhang Y, Zhao L, Liang Z, et al. Magnetic nanoparticles grafted with single-chain antibody (scFv) and docetaxel loaded beta-cyclodextrin potential for ovarian cancer dual-targeting therapy. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2014;42:325-32.
  81. Braim FS, Razak NN, Aziz AA, Ismael LQ, Sodipo BK. Ultrasound assisted chitosan coated iron oxide nanoparticles: Influence of ultrasonic irradiation on the crystallinity, stability, toxicity and magnetization of the functionalized nanoparticles. Ultrason Sonochem. 2022;88: 106072.
  82. Moskvin M, Babic M, Reis S, Cruz MM, Ferreira LP, Carvalho MD, et al. Biological evaluation of surface-modified magnetic nanoparticles as a platform for colon cancer cell theranostics. Colloids Surf B Biointerfaces. 2018;161:35-41.
  83. Chen L, Xie J, Wu H, Zang F, Ma M, Hua Z, et al. Improving sensitivity of magnetic resonance imaging by using a dual-targeted magnetic iron oxide nanoprobe. Colloids Surf B Biointerfaces. 2018;161:339-46.
  84. Mathieu P, Coppel Y, Respaud M, Nguyen QT, Boutry S, Laurent S, et al. Silica coated iron/iron oxide nanoparticles as a nano-platform for T2 weighted magnetic resonance imaging. Molecules. 2019;24(24):4629.
  85. Foglia S, Ledda M, Fioretti D, lucci G, Papi M, Capellini G, et al. In vitro biocompatibility study of sub- 5 nm silica-coated magnetic iron oxide fluorescent nanoparticles for potential biomedical application. Sci Rep. 2017;7:46513.
  86. Sharma G, Kodali V, Gaffrey M, Wang W, Minard KR, Karin NJ, et al. Iron oxide nanoparticle agglomeration influences dose rates and modulates oxidative stress-mediated dose-response profiles in vitro. Nanotoxicology. 2014;8:663-75.
  87. Azhdarzadeh M, Atyabi F, Saei AA, Varnamkhasti BS, Omidi Y, Fateh M, et al. Theranostic MUC-1 aptamer targeted gold coated superparamagnetic iron oxide nanoparticles for magnetic resonance imaging and photothermal therapy of colon cancer. Colloids Surf B Biointerfaces. 2016;143:224-32.
  88. Yang SJ, Tseng SY, Wang CH, Young TH, Chen KC, Shieh MJ. Magnetic nanomedicine for CD133-expressing cancer therapy using locoregional hyperthermia combined with chemotherapy. Nanomedicine. 2020;15:2543-61.
  89. Lindemann A, Ludtke-Buzug K, Fraderich BM, Grafe K, Pries R, Wollenberg . Biological impact of superparamagnetic iron oxide nanoparticles for magnetic particle imaging of head and neck cancer cells. Int J Nanomedicine. 2014;9:5025-40.
  90. Thomas RG, Moon MJ, Lee H, Sasikala ARK, Kim CS, Park IK, et al. Hyaluronic acid conjugated superparamagnetic iron oxide nanoparticle for cancer diagnosis and hyperthermia therapy. Carbohydr Polym. 2015;131:439-46.
  91. Unterweger H, Tietze R, Janko C, Zaloga J, Lyer S, Durr S, et al. Development and characterization of magnetic iron oxide nanoparticles with a cisplatin-bearing polymer coating for targeted drug delivery. Int J Nanomedicine. 2014;9:3659-76.
  92. Tse BW, Cowin GJ, Soekmadji C, Jovanovic L, Vasireddy RS, Ling MT, et al. PSMA-targeting iron oxide magnetic nanoparticles enhance MRI of preclinical prostate cancer. Nanomedicine. 2015;10:375-86.
  93. Wadajkar AS, Menon JU, Tsai YS, Gore C, Dobin T, Gandee L, Kangasniemi K, et al. Prostate cancer-specific thermo-responsive polymercoated iron oxide nanoparticles. Biomaterials. 2013;34:3618-25.
  94. Sato A, Itcho N, Ishiguro H, Okamoto D, Kobayashi N, Kawai K, et al. Magnetic nanoparticles of enhance docetaxel-induced prostate cancer cell death. Int J Nanomedicine. 2013;8:3151-60.
  95. Ahmed MSU, Salam AB, Yates C, Willian K, Jaynes J, Turner T, et al. Double-receptor-targeting multifunctional iron oxide nanoparticles drug delivery system for the treatment and imaging of prostate cancer. Int J Nanomedicine. 2017;12:6973-84.
  96. Soleymani M, Velashjerdi M, Shaterabadi Z, Barati A. One-pot preparation of hyaluronic acid-coated iron oxide nanoparticles for magnetic hyperthermia therapy and targeting CD44-overexpressing cancer cells. Carbohydr Polym. 2020;237: 116130.
  97. Zhang T, Wang Z, Xiang H, Xu X, Zou J, Lu C. Biocompatible superparamagnetic europium-doped iron oxide nanoparticle clusters as multifunctional nanoprobes for multimodal in vivo imaging. ACS Appl Mater Interfaces. 2021;13:33850-61.
  98. Lu X, Zhou H, Liang Z, Feng J, Lu Y, Huang L, et al. Biodegradable and biocompatible exceedingly small magnetic iron oxide nanoparticles for T1-weighted magnetic resonance imaging of tumors. J Nanobiotechnology. 2022;20:350.
  99. Gao H, Zhang T, Zhang Y, Chen Y, Liu B, Wu J, et al. Ellipsoidal magnetite nanoparticles: a new member of the magnetic-vortex nanoparticles family for efficient magnetic hyperthermia. J Mater Chem B. 2020;8:515-22.
  100. Attari E, Nosrati H, Danafar H, Kheiri MH. Methotrexate anticancer drug delivery to breast cancer cell lines by iron oxide magnetic based nanocarrier. J Biomed Mater Res A. 2019;107:2492-500.
  101. Calero M, Chiappi M, Lazaro-Carrillo A, Rodriguez MJ, Chichon FJ, Crosbie-Staunton K, et al. Characterization of interaction of magnetic nanoparticles with breast cancer cells. J Nanobiotechnology. 2015;13:16.
  102. Liu Z, Lin H, Zhao M, Dai C, Zhang S, Peng W, et al. 2D superparamagnetic tantalum carbide composite mxenes for efficient breast-cancer theranostics. Theranostics. 2018;8:1648-64.
  103. Chen Z, Peng Y, Xie X, Feng Y, Li T, Li S, et al. Dendrimer-functionalized superparamagnetic nanobeacons for real-time detection and depletion of HSP90alpha mRNA and MR imaging. Theranostics. 2019;9:5784-96.
  104. Kucharczyk K, Kaczmarek K, Jozefczak A, Slachcinski M, Mackiewicz A, Dams-Kozlowska H. Hyperthermia treatment of cancer cells by the application of targeted silk/iron oxide composite spheres. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2021;120: 111654.
  105. Kermanian M, Sadighian S, Naghibi M, Khoshkam M. PVP Surface-protected silica coated iron oxide nanoparticles for MR imaging application. J Biomater Sci Polym Ed. 2021;32:1356-69.
  106. Tran TT, Tran PH, Yoon TJ, Lee BJ. Fattigation-platform theranostic nanoparticles for cancer therapy. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2017;75:1161-7.
  107. Serio F, Silvestri N, Kumar Avugadda S, Nucci GEP, Nitti S, Onesto V, et al. Co-loading of doxorubicin and iron oxide nanocubes in polycaprolactone fibers for combining Magneto-Thermal and chemotherapeutic effects on cancer cells. J Colloid Interface Sci. 2022;607:34-44.
  108. Gawali SL, Shelar SB, Gupta J, Barick KC, Hassan PA. Immobilization of protein on nanoparticles for magnetic hyperthermia application. Int J Biol Macromol. 2021;166:851-60.
  109. Zhao H, Sene S, Mielcarek AM, Miraux S, Menguy N, Ihiawakrim D, et al. Hierarchical superparamagnetic metal-organic framework nanovectors as anti-inflammatory nanomedicines. J Mater Chem B. 2023;11:3195-211.
  110. Calero M, Gutierrez L, Salas G, Luengo Y, Lazaro A, Acedo P, et al. Efficient and safe internalization of magnetic iron oxide nanoparticles: two fundamental requirements for biomedical applications. Nanomedicine. 2014;10:733-43.
  111. Hoang Thi TT, Nguyen Tran DH, Bach LG, Vu-Quang H, Nguyen DC, Park KD, et al. Functional magnetic core-shell system-based iron oxide nanoparticle coated with biocompatible copolymer for anticancer drug delivery. Pharmaceutics. 2019;11(3):120.
  112. Sun Z, Song X, Li X, SuT, Qi S, Qiao R, et al. In vivo multimodality imaging of miRNA-16 iron nanoparticle reversing drug resistance to chemotherapy in a mouse gastric cancer model. Nanoscale. 2014;6:14343-53.
  113. Guo H, Zhang Y, Liang W, Tai F, Dong Q, Zhang R, et al. An inorganic magnetic fluorescent nanoprobe with favorable biocompatibility for dual-modality bioimaging and drug delivery. J Inorg Biochem. 2019;192:72-81.
  114. Liu X, Deng X, Li X, Xue D, Zhang H, Liu T, et al. A visualized investigation at the atomic scale of the antitumor effect of magnetic nanomedicine on gastric cancer cells. Nanomedicine. 2014;9:1389-402.
  115. Ni Z, Nie X, Zhang H, Wang L, Geng Z, Du X, et al. Atranorin driven by nano materials SPION lead to ferroptosis of gastric cancer stem cells by weakening the mRNA 5-hydroxymethylcytidine modification of the Xc-/GPX4 axis and its expression. Int J Med Sci. 2022;19:1680-94.
  116. Moskvin M, Huntosova V, Herynek V, Matous P, Michalcova A, Lobaz V, et al. In vitro cellular activity of maghemite/cerium oxide magnetic nanoparticles with antioxidant properties. Colloids Surf B Biointerfaces. 2021;204: 111824.
  117. Das P, Salvioni L, Malatesta M, Vurro F, Mannucci S, Gerosa M, et al. Colloidal polymer-coated Zn -doped iron oxide nanoparticles with high relaxivity and specific absorption rate for efficient magnetic resonance imaging and magnetic hyperthermia. J Colloid Interface Sci. 2020;579:186-94.
  118. Li X, Wang Z, Ma M, Chen Z, Tang X, Wang Z. Self-assembly iron oxide nanoclusters for photothermal-mediated synergistic chemo/chemodynamic therapy. J Immunol Res. 2021;2021:9958239.
  119. Alahdal HM, Abdullrezzaq SA, Amin HIM, Alanazi SF, Jalil AT, et al. Trace elements-based Auroshell gold@hematite nanostructure: green synthesis and their hyperthermia therapy. IET Nanobiotechnol. 2023;17:22-31.
  120. Norouzi M, Yathindranath V, Thliveris JA, Kopec BM, Siahaan TJ, Miller DW. Doxorubicin-loaded iron oxide nanoparticles for glioblastoma therapy: a combinational approach for enhanced delivery of nanoparticles. Sci Rep. 2020;10:11292.
  121. Wang B, Sandre O, Wang K, Shi H, Xiong K, Huang YB, et al. Autodegradable and biocompatible superparamagnetic iron oxide nanoparticles/polypeptides colloidal polyion complexes with high density of magnetic material. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2019;104: 109920.
  122. Kwon J, Mao X, Lee HA, Oh S, Tufa LT, Choi JY, et al. Iron-Palladium magnetic nanoparticles for decolorizing rhodamine and scavenging reactive oxygen species. J Colloid Interface Sci. 2021;588:646-56.
  123. Kluge M, Leder A, Hillebrandt KH, Struecker B, Geisel D, Denecke T, et al. The magnetic field of magnetic resonance imaging systems does not affect cells labeled with micrometer-sized iron oxide particles. Tissue Eng Part C Methods. 2017;23:412-21.
  124. Chee HL, Gan CRR, Ng M, Low L, Fernig DG, Bhakoo KK, et al. Biocompatible peptide-coated ultrasmall superparamagnetic iron oxide nanoparticles for in vivo contrast-enhanced magnetic resonance imaging. ACS Nano. 2018;12:6480-91.
  125. Saraswathy A, Nazeer SS, Nimi N, Santhakumar H, Suma PR, Jibin K, et al. Asialoglycoprotein receptor targeted optical and magnetic resonance imaging and therapy of liver fibrosis using pullulan stabilized multi-functional iron oxide nanoprobe. Sci Rep. 2021;11:18324.
  126. Moise S, Cespedes E, Soukup D, Byrne JM, El Haj AJ, Telling ND. The cellular magnetic response and biocompatibility of biogenic zincand cobalt-doped magnetite nanoparticles. Sci Rep. 2017;7:39922.
  127. Kovach AK, Gambino JM, Nguyen V, Nelson Z, Szasz T, Liao J, et al. Prospective preliminary in vitro investigation of a magnetic iron oxide nanoparticle conjugated with ligand CD80 and VEGF antibody as a targeted drug delivery system for the induction of cell death in rodent osteosarcoma cells. Biores Open Access. 2016;5:299-307.
  128. Mondal S, Manivasagan P, Bharathiraja S, Santha Moorthy M, Nguyen VT, Kim HH, et al. Hydroxyapatite coated iron oxide nanoparticles: a promising nanomaterial for magnetic hyperthermia cancer treatment. Nanomaterials. 2017;7(12):426.
  129. Amiryaghoubi N, Abdolahinia ED, Nakhlband A, Aslzad S, Fathi M, Barar J, et al. Smart chitosan-folate hybrid magnetic nanoparticles for targeted delivery of doxorubicin to osteosarcoma cells. Colloids Surf B Biointerfaces. 2022;220: 112911.
  130. Zhao C, Han Q, Qin H, Yan H, Qian Z, Ma Z, et al. Biocompatible hyperbranched polyester magnetic nanocarrier for stimuli-responsive drug release. J Biomater Sci Polym Ed. 2017;28:616-28.
  131. Huang QT, Hu QQ, Wen ZF, Li YL. Iron oxide nanoparticles inhibit tumor growth by ferroptosis in diffuse large B-cell lymphoma. Am J Cancer Res. 2023;13:498-508.
  132. Song L, Chen Y, Ding J, Wu H, Zhang W, Ma M, et al. Rituximab conjugated iron oxide nanoparticles for targeted imaging and enhanced treatment against CD20-positive lymphoma. J Mater Chem B. 2020;8:895-907.
  133. Dai X, Yao J, Zhong Y, Li Y, Lu Q, Zhang Y, et al. Preparation and characterization of @MTX magnetic nanoparticles for thermochemotherapy of primary central nervous system lymphoma in vitro and in vivo. Int J Nanomedicine. 2019;14:9647-63.
  134. Lin YR, Chan CH, Lee HT, Cheng SJ, Yang JW, Chang SJ, et al. Remote magnetic control of autophagy in mouse B-lymphoma cells with iron oxide nanoparticles. Nanomaterials. 2019;9(4):551.
  135. Takke A, Shende P. Magnetic-core-based silibinin nanopolymeric carriers for the treatment of renal cell cancer. Life Sci. 2021;275: 119377.
  136. Lu C, Li J, Xu K, Yang C, Wang J, Han C, et al. Fabrication of mAb G250SPIO molecular magnetic resonance imaging nanoprobe for the specific detection of renal cell carcinoma in vitro. PLoS ONE. 2014;9: e101898.
  137. Alphandéry E. Iron oxide nanoparticles for therapeutic applications. Drug Discov Today. 2020;25:141-9.
  138. Li Y, Wei X, Tao F, Deng C, Lv C, Chen C, et al. The potential application of nanomaterials for ferroptosis-based cancer therapy. Biomed Mater. 2021;16: 042013.
  139. Mulens-Arias V, Rojas JM, Barber DF. The use of iron oxide nanoparticles to reprogram macrophage responses and the immunological tumor microenvironment. Front Immunol. 2021;12(12): 693709.
  140. Lorkowski ME, Atukorale PU, Ghaghada KB, Karathanasis E. Stimuliresponsive iron oxide nanotheranostics: a versatile and powerful approach for cancer therapy. Adv Healthc Mater. 2021;10(5): e2001044.
  141. Alphandéry E. Biodistribution and targeting properties of iron oxide nanoparticles for treatments of cancer and iron anemia disease. Nanotoxicology. 2019;13:573-96.
  142. Fèvre RL, Durand-Dubief M, Chebbi I, Mandawala C, Lagroix F, Valet JP, et al. Enhanced antitumor efficacy of biocompatible magnetosomes for the magnetic hyperthermia treatment of glioblastoma. Theranostics. 2017;7:4618-31.
  143. Mahajan UM, Teller S, Sendler M, Palankar R, Brandt C, Schwaiger T, et al. Tumour-specific delivery of siRNA-coupled superparamagnetic iron oxide nanoparticles, targeted against PLK1, stops progression of pancreatic cancer. Gut. 2016;65:1838-49.
  144. Saadat M, Manshadi MKD, Mohammadi M, Zare MJ, Zarei M, Kamali R, et al. Magnetic particle targeting for diagnosis and therapy of lung cancers. J Contr Release. 2020;328:776-91.
  145. Saber-Samandari S, Mohammadi-Aghdam M, Saber-Samandari S. A novel magnetic bifunctional nanocomposite scaffold for photothermal therapy and tissue engineering. Int J Biol Macromol. 2019;138:810-8.
  146. Tampieri A, lafisco M, Sandri M, Panseri S, Cunha C, Sprio S, et al. Magnetic bioinspired hybrid nanostructured collagen-hydroxyapatite scaffolds supporting cell proliferation and tuning regenerative process. ACS Appl Mater Interfaces. 2014;6:15697-707.
  147. Labusca L, Herea DD, Danceanu CM, Minuti AE, Stavila C, Grigoras M, et al. The effect of magnetic field exposure on differentiation of magnetite nanoparticle-loaded adipose-derived stem cells. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2020;109: 110652.
  148. Jin H, Qian Y, Dai Y, Qiao S, Huang C, Lu L, et al. Magnetic enrichment of dendritic cell vaccine in lymph node with fluorescent-magnetic nanoparticles enhanced cancer immunotherapy. Theranostics. 2016;6:2000-14.
  149. Su H, Mou Y, An Y, Han W, Huang X, Xia G, et al. The migration of synthetic magnetic nanoparticle labeled dendritic cells into lymph nodes with optical imaging. Int J Nanomedicine. 2013;8:3737-44.
  150. Rojas JM, Gavilan H, Dedo V, Lorente-Sorolla E, Sanz-Ortega L, Silva GB, et al. Time-course assessment of the aggregation and metabolization of magnetic nanoparticles. Acta Biomater. 2017;58:181-95.
  151. Funnell JL, Ziemba AM, Nowak JF, Awada H, Prokopiou N, Samuel J, Guari Y, et al. Assessing the combination of magnetic field stimulation, iron oxide nanoparticles, and aligned electrospun fibers for promoting neurite outgrowth from dorsal root ganglia in vitro. Acta Biomater. 2021;131:302-13.
  152. Guldris N, Argibay B, Gallo J, Iglesias-Rey R, Carbó-Argibay E, Kolenko YV, et al. Magnetite nanoparticles for stem cell labeling with high efficiency and long-term in vivo tracking. Bioconjug Chem. 2016;28:362-70.
  153. Silva LH, Silva JR, Ferreira GA, Silva RC, Lima EC, Azevedo RB, et al. Labeling mesenchymal cells with DMSA-coated gold and iron oxide nanoparticles: assessment of biocompatibility and potential applications. J Nanobiotechnology. 2016;14:59.
  154. Xie Y, Liu W, Zhang B, Wang B, Wang L, Liu S, et al. Systematic intracelIular biocompatibility assessments of superparamagnetic iron oxide nanoparticles in human umbilical cord mesenchyme stem cells in testifying its reusability for inner cell tracking by MRI. J Biomed Nanotechnol. 2019;15:2179-92.
  155. Daya R, Xu C, Nguyen NT, Liu HH. Angiogenic hyaluronic acid hydrogels with curcumin-coated magnetic nanoparticles for tissue repair. ACS Appl Mater Interfaces. 2022;14:11051-67.
  156. Boitard C, Curcio A, Rollet AL, Wilhelm C, Menager C, Griffete N. Biological fate of magnetic protein-specific molecularly imprinted polymers: toxicity and degradation. ACS Appl Mater Interfaces. 2019;11:35556-65.
  157. Schneider MG, Azcona P, Campelo A, Massheimer V, Agotegaray M, Lassalle V. Magnetic nanoplatform with novel potential for the treatment of bone pathologies: drug loading and biocompatibility on blood and bone cells. IEEE Trans Nanobiosci. 2023;22:11-8.
  158. Carreira SC, Armstrong JP, Seddon AM, Perriman AW, Hartley-Davies R, Schwarzacher W. Ultra-fast stem cell labelling using cationised magnetoferritin. Nanoscale. 2016;8:7474-83.
  159. Bianco LD, Spizzo F, Yang Y, Greco G, Gatto ML, Barucca G, et al. Silk fibroin films with embedded magnetic nanoparticles: evaluation of the magneto-mechanical stimulation effect on osteogenic differentiation of stem cells. Nanoscale. 2022;14:14558-74.
  160. Pongrac IM, Radmilovic MD, Ahmed LB, Mlinaric H, Regul J, Skokic S, et al. D-mannose-coating of maghemite nanoparticles improved labeling of neural stem cells and allowed their visualization by ex vivo MRI after transplantation in the mouse brain. Cell Transplant. 2019;28:553-67.
  161. Taruno K, Kurita T, Kuwahata A, Yanagihara K, Enokido K, Katayose Y, et al. Multicenter clinical trial on sentinel lymph node biopsy using superparamagnetic iron oxide nanoparticles and a novel handheld magnetic probe. J Surg Oncol. 2019;120:1391-6.
  162. Sekino M, Kuwahata A, Ookubo T, Shiozawa M, Ohashi K, Kaneko M, et al. Handheld magnetic probe with permanent magnet and hall sensor for identifying sentinel lymph nodes in breast cancer patients. Sci Rep. 2018;8:1195.
  163. Vural V, Yilmaz OC. The Turkish SentiMAG feasibility trial: preliminary results. Breast Cancer. 2020;27:261-5.
  164. Karakatsanis A, Olofsson H, Stalberg P, Bergkvist L, Abdsaleh S, Warnberg F . Simplifying logistics and avoiding the unnecessary in patients with breast cancer undergoing sentinel node biopsy. A prospective feasibility trial of the preoperative injection of super paramagnetic iron oxide nanoparticles. Scand J Surg. 2018;107:130-7.
  165. Alvarado MD, Mittendorf EA, Teshome M, Thompson AM, Bold RJ, Gittleman MA. SentimagIC: a non-inferiority trial comparing superparamagnetic iron oxide versus technetium- 99 m and blue dye in the detection of axillary sentinel nodes in patients with early-stage breast cancer. Ann Surg Oncol. 2019;26:3510-6.
  166. Houpeau JL, Chauvet MP, Guillemin F, Bendavid-Athias C, Charitansky H, Kramar A, et al. Sentinel lymph node identification using superparamagnetic iron oxide particles versus radioisotope: The French Sentimag feasibility trial. J Surg Oncol. 2016;113:501-7.
  167. Karakatsanis A, Christiansen PM, Fischer L, Hedin C, Pistioli L, Sund , et al. The Nordic SentiMag trial: a comparison of super paramagnetic iron oxide (SPIO) nanoparticles versus Tc(99) and patent blue in the detection of sentinel node (SN) in patients with breast cancer and a meta-analysis of earlier studies. Breast Cancer Res Treat. 2016;157:281-94.
  168. Rubio IT, Rodriguez-Revuelto R, Espinosa-Bravo M, Siso C, Rivero J, Esgueva A. A randomized study comparing different doses of superparamagnetic iron oxide tracer for sentinel lymph node biopsy in breast cancer: the SUNRISE study. Eur J Surg Oncol. 2020;46:2195-201.
  169. Man V, Suen D, Kwong A. Use of superparamagnetic iron oxide (SPIO) versus conventional technique in sentinel lymph node detection
    for breast cancer: a randomised controlled trial. Ann Surg Oncol. 2023;30:3237-44.
  170. Aldenhoven L, Frotscher C, Korver-Steeman R, Martens MH, Kuburic D, Janssen A, et al. Sentinel lymph node mapping with superparamagnetic iron oxide for melanoma: a pilot study in healthy participants to establish an optimal MRI workflow protocol. BMC Cancer. 2022;22:1062.
  171. Birkhauser FD, Studer UE, Froehlich JM, Triantafyllou M, Bains LJ, Petralia G , et al. Combined ultrasmall superparamagnetic particles of iron oxide-enhanced and diffusion-weighted magnetic resonance imaging facilitates detection of metastases in normal-sized pelvic lymph nodes of patients with bladder and prostate cancer. Eur Urol. 2013;64:953-60.
  172. Muehe AM, Siedek F, Theruvath AJ, Seekins J, Spunt SL, Pribnow A, et al. Differentiation of benign and malignant lymph nodes in pediatric patients on ferumoxytol-enhanced PET/MRI. Theranostics. 2020;10:3612-21.
  173. Yilmaz A, Dengler MA, Kuip H, Yildiz H, Rosch S, Klumpp S, et al. Imaging of myocardial infarction using ultrasmall superparamagnetic iron oxide nanoparticles: a human study using a multi-parametric cardiovascular magnetic resonance imaging approach. Eur Heart J. 2013;34:462-75.
  174. Stirrat CG, Alam SR, MacGillivray TJ, Gray CD, Dweck MR, Dibb K, et al. Ferumoxytol-enhanced magnetic resonance imaging in acute myocarditis. Heart. 2018;104:300-5.
  175. Florian A, Ludwig A, Rösch S, Yildiz H, Sechtem U, Yilmaz A. Positive effect of intravenous iron-oxide administration on left ventricular remodelling in patients with acute ST-elevation myocardial infarction-a cardiovascular magnetic resonance (CMR) study. J Cardiovasc Magn Reson. 2014;173(2):184-9.
  176. Aoki T, Saito M, Koseki H, Tsuji K, Tsuji A, Murata K, et al. Investigators, macrophage imaging of cerebral aneurysms with ferumoxytol: an exploratory study in an animal model and in patients. J Stroke Cerebrovasc Dis. 2017;26:2055-64.
  177. Investigators MRS. Aortic wall inflammation predicts abdominal aortic aneurysm expansion, rupture, and need for surgical repair. Circulation. 2017;136:787-97.
  178. Khan S, Amin FM, Fliedner FP, Christensen CE, Tolnai D, Younis S, et al. Investigating macrophage-mediated inflammation in migraine using ultrasmall superparamagnetic iron oxide-enhanced 3T magnetic resonance imaging. Cephalalgia. 2019;39:1407-20.
  179. Aghighi M, Pisani L, Theruvath AJ, Muehe AM, Donig J, Khan R, et al. Ferumoxytol is not retained in kidney allografts in patients undergoing acute rejection. Mol Imaging Biol. 2018;20:139-49.
  180. Theruvath AJ, Nejadnik H, Muehe AM, Gassert F, Lacayo NJ, Goodman SB, et al. Tracking cell transplants in femoral osteonecrosis with magnetic resonance imaging: a proof-of-concept study in patients. Clin Cancer Res. 2018;24:6223-9.
  181. Guo X, Mao F, Wang W, Yang Y, Bai Z. Sulfhydryl-modified core/shell nanocomposite: synthesis and toxicity assessment in vitro. ACS Appl Mater Interfaces. 2015;7:14983-91.
  182. Bona KD, Xu Y, Gray M, Fair D, Hayles H, Milad L, et al. Short- and longterm effects of prenatal exposure to iron oxide nanoparticles: influence of surface charge and dose on developmental and reproductive toxicity. Int J Mol Sci. 2015;16:30251-68.
  183. Agotegaray MA, Campelo AE, Zysler RD, Gumilar F, Bras C, Gandini A, et al. Magnetic nanoparticles for drug targeting: from design to insights into systemic toxicity. Preclinical evaluation of hematological, vascular and neurobehavioral toxicology. Biomater Sci. 2017;5:772-83.

ملاحظة الناشر

تظل Springer Nature محايدة فيما يتعلق بالمطالبات القضائية في الخرائط المنشورة والانتماءات المؤسسية.

  1. ساهم يو تشينغ مينغ، يا نان شي ويونغ بينغ زو بالتساوي في هذا العمل.
    *المراسلة:
    جون زهي زانغ
    jzzhang@icmm.ac.cn
    تشونغ تشيو
    cqiu@icmm.ac.cn
    جي غانغ وانغ
    jgwang@icmm.ac.cn
    القائمة الكاملة لمعلومات المؤلف متاحة في نهاية المقال

Journal: Journal of Nanobiotechnology, Volume: 22, Issue: 1
DOI: https://doi.org/10.1186/s12951-023-02235-0
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38191388
Publication Date: 2024-01-08

Recent trends in preparation and biomedical applications of iron oxide nanoparticles

Yu Qing Meng , Ya Nan Shi , Yong Ping Zhu , Yan Qing Liu , Li Wei Gu , Dan Dan Liu , Ang Ma , Fei Xia , Qiu Yan Guo , Cheng Chao Xu , Jun Zhe Zhang , Chong Qiu and Ji Gang Wang

Abstract

The iron oxide nanoparticles (IONPs), possessing both magnetic behavior and semiconductor property, have been extensively used in multifunctional biomedical fields due to their biocompatible, biodegradable and low toxicity, such as anticancer, antibacterial, cell labelling activities. Nevertheless, there are few IONPs in clinical use at present. Some IONPs approved for clinical use have been withdrawn due to insufficient understanding of its biomedical applications. Therefore, a systematic summary of IONPs’ preparation and biomedical applications is crucial for the next step of entering clinical practice from experimental stage. This review summarized the existing research in the past decade on the biological interaction of IONPs with animal/cells models, and their clinical applications in human. This review aims to provide cutting-edge knowledge involved with IONPs’ biological effects in vivo and in vitro, and improve their smarter design and application in biomedical research and clinic trials.

Keywords Iron oxide nanoparticles, Synthesis, Applications, Nanomedicine, Nanocarrier

Introduction

With the continuous expansion of the field of nanotechnology, the demand for nanoparticles in various industries is increasing. Nanomedicine is an important component of nanotechnology, which is mainly used for medical diagnostics and drugs delivery [1]. Magnetite , hematite , maghemite , and mixed ferrites are considered to be the main representative of iron oxide nanoparticles (IONPs) [2]. Due to their well-biocompatibility, fine biodegradability, low toxicity, and strong magnetism, IONPs have been widely employed in the biomedical fields, such as magnetic resonance imaging (MRI), targeted drug delivery, cancer immunotherapy and hyperthermia mediators (Fig. 1) [3-5]. Data have shown that superparamagnetic
IONPs (SPIONs) can be used as potential drugs for the treatment of tumors. SPIONs can act as contrast agents for MRI, but also they can be used to carry out hyperthermia on cancer tissue under external magnetic field [6, 7]. Additionally, the modified SPIONs are assessed as platforms for delivering drugs or genes [8]. SIONPs also showed great antibacterial activity with minimum inhibitory concentration of about 100 ppm [9]. IONPs show a promising prospect in treating reactive oxygen speciesrelated diseases, however they may pose a greater risk when exposed to human body. In order to design safe and effective IONPs for biomedical applications, there is an urgent need to summarize the preparation and biomedical applications of IONPs in different animal models, cell types or in the clinic [10].
Fig. 1 The biomedical applications of iron oxide nanoparticles. IONPs: iron oxide nanoparticles. MRI: magnetic resonance imaging
Several IONPs are the firstly approved type of metalorganic NPs for clinically or preclinical trials by the European Medicines Agency and United States Food and Drug Administration, such as Resovist , Feridex , and Feraheme . However, a number of initially approved IONPs-based MRI contrast agents are withdrawn because of their severe failure in clinical trials. Surprisingly, recent study have indicated that IONPs with size smaller than 5 nm are promising MRI contrast agents [11]. With the gradual in-depth knowledge of the IONPs, the biocompatibility and toxicity of IONPs are primary determined by their size, while their surface coating molecules and functional group profoundly influence the bio-interaction between IONPs and biological system [12, 13]. It was reported that the coating material and thickness impact on the degradation rate and prothrombotic activity of IONPs
[14]. The results showed that carboxymethyl dextran coated IONPs degraded faster in simulated body fluid than those coated with silica, and showed the least prothrombotic properties. In addition, the thickness was inversely proportional to the degradation rate. Besides, studies have demonstrated that the same IONP might show different biocompatibility or toxicity in different cell type or humans, which is also the predominant reason to hinder the application of IONPs in biomedical field [15, 16]. Hence, it is necessary not only to summarize the size, surface coatings and functional groups of IONPs (Fig. 2), but also to summarize the biomedical applications of IONPs in different animal models, cell types and humans, so as to promote the comprehensive understanding of IONPs by researchers and provide guidance for accelerating the clinical application of IONPs-based nanomedicine.
Fig. 2 Different coating type on the surface of iron oxide nanoparticles
This review aims to provide a comprehensive overview of recent progress on the synthesis of IONPs, the biological interaction in different animal models and cell type, as well as the clinical application of IONPs, focusing on researches published from 2013 to the present. In the first part of this review, the most frequently used preparation techniques are summarized due to their low cost and high reproducibility. Then, we focus on the animal models’ studies of IONPs, including biocompatibility, bio-distribution, metabolism, bio-clearance. Secondly, we detailed describe the latest in vitro studies in tumor or non-tumor cells. Finally, clinical studies in human are introduced. This review may provide novel and more comprehensive understanding of IONPs ranging from synthetic methods, applications in different animal models, tumor and non-tumor cell lines, to their clinical applications, and further promote their development of biomedical applications.

Synthesis of iron oxide nanoparticles

Common synthetic methods for IONPs include three main categories: chemical methods, physical methods, biological synthesis methods. of IONPs are synthesized via chemical methods, and the remaining is obtained by physical or biosynthetic approaches [17, 18]. Chemical methods (Fig. 3) mainly include co-precipitation, micro-emulsion, sol-gel, and thermal decomposition, which the most efficient route for IONPs [19]. Representational physical methods are powder ball
milling, electron beam lithography, aerosol, and gas phase deposition. Although the yield of physical methods is high, only IONPs can actually be used for application because of the complexity in changing the target particle size and structure [20]. At present, IONPs are rarely synthesized via physical methods. The biological synthesis methods are primary completed through microbial enzymes or plant phytochemicals, which belongs to green chemistry [21]. IONPs synthesized through green synthesis show higher biocompatibility when compared to commercial IONPs [22-24]. The products obtained from biosynthetic methods are low yield with wide size distribution.
Co-precipitation method is the most efficient and effective chemical synthesis approach with broad size distribution and high yield. However, the products of co-precipitation method are poor size distribution, low crystallinity and large polydispersity [25]. The chemical reaction for co-precipitation method is as follows: , [26]. Microemulsions are composed of two incompatible liquids: oil-in-water and water-in-oil. The main strength of micro-emulsion method is that the size, nucleation and agglomeration of IONPs can be controlled. However, the crystallinity and yield of IONPs are relatively low. Additionally, the residual surfactants may influence the property of IONPs [27]. The schematic view of the micro-emulsion method is provided [28]. Sol-gel


Fig. 3 Schematic illustration of strategies to prepare iron oxide nanoparticles
method is widely adopted strategy to synthesize silicon modified IONPs. The most significant advantage of sol-gel method is low cost, and the synthesis of IONPs with porous or nonporous sphere. The urgently need to be solved of this method is the by-product residue, which requires further purification before IONPs can be applied [29]. Schematic of different stages of sol-gel process can be found [30]. The size, shape, and dispersion of IONPs synthesized in thermal decomposition are under superior control, but the crystallinity of the products is low. Most seriously, the thermal decomposition synthesis route is not eco-friendly with longer synthesis time [31]. Patsula described how to synthesize IONPs by thermal decomposition method in detail [32].

Applications of IONPs in animal models

IONPs have been widely exploited in various animal models and cell types, but the bio-distribution, bioclearance, biocompatibility and toxicity of IONPs in different studies have shown significant differences. The main reason for this phenomenon is that the physical parameters of IONPs used in different studies are high variability. The shape, size and surface properties are the primary factors that determine the properties of IONPs and affect the biological interaction between IONPs and biological system [33]. The shapes of IONPs mainly include rod, spherical, cube and worm. Shape mainly affects bio-distribution, bio-clearance, and biocompatibility. The short rod IONPs mainly gather in the liver, while the long rod IONPs dominantly accumulate in the spleen. In addition, short rod IONPs are quickly cleared from the body through urine or feces, while long rod IONPs possess a longer blood circulation time [34]. Size primary influences the uptake rate, half-life time, distribution, and excretion of IONPs. IONPs with size smaller than 10 nm are rapidly uptake by liver and cleared by the kidney, while those large than 40 nm are mainly accumulated in spleen, which might contribute to better therapeutic efficacy or long-term toxicity issue [35]. Surface properties mainly include surface charge and modification. Surface charge plays the key factor to determine the dispersion stability and the distribution of IONPs in vivo. The surface modification or coating reduces the toxicity and improves the biocompatibility of IONPs compared to bare ones, especially when modified with hydrophilic polymers such as polyethylene glycol, hydroxyl or amino functional groups [36].
It is precisely due to the magnetic conductivity of IONPs that they can be widely used in biomedical fields such as bio-assays, magnetic drug targeting, tumor hyperthermia, nuclear magnetic resonance imaging and sensors. When iron atoms form a crystal, the arrangement of individual atoms will produce three different
magnetic states: ferromagnetism ( ), ferrimagnetism and anti-ferromagnetism ( ) [37]. The IONPs commonly used in the biomedical field are mainly composed of or , possessing magnetic targeting property to achieve directional delivery. In addition, anti-ferromagnetic IONPs are rarely investigated in the biological study, and are commonly studied in the field of optoelectronics, such as magnetic electron and spintronic devices [38]. It is worth noting that other anti-ferromagnetic metal materials (such as lanthanide base nitride) have been studied in the biomedical field as implants, such as hip and knee endo-prostheses and dental implants [39].
The biocompatibility, bio-distribution, metabolism, and bio-clearance of IONPs in different animal models were summarized in this part. Importantly, an applied external magnetic field, MR imaging and photothermal therapy display a synergistic effect (Fig. 4). Iron oxide Sarah NPs (SaNPs, Fe) showed no adverse effects on healthy swine with or without alternating magnetic field (AMF). In addition, SaNPs was mainly distributed in the lungs, liver and spleen. Clearance of SaNPs showed a dose and time-dependent manner, which was predominantly eliminated through feces. Importantly, the SaNPs selectively accumulated in tumor tissue and regulated temperature by themselves when exposed to AMF [40]. Safety and biocompatibility of Maghemite/ poly (d, l-lactide-co-glycolide)/chitosan NPs ( PLGA/CS) were assessed in BALB/c mice. The results showed that PLGA was rapidly uptake by liver and spleen within 30 min , while the uptake of PLGA/CS in the liver was much less than . PLGA/CS did not gather in the spleen, which was in accord with the MRI results [41]. c (RGDyK) and D-glucosamine-grafted nanoprobe ( @RGD@GLU) mainly accumulated in the liver and spleen in BALB/c mice. Magnetic targeting contributed to the accumulation of in the breast tumor region. Additionally, thermotherapy relatively increased the temperature in the tumor region, then inhibited tumor growth [42]. The impact of initial surface coating on magnetic iron and gold was investigated in mice after intravenous injection. The iron and gold were principally uptake in liver and spleen. Additionally, amphiphilic polymer-coated NHs could prolong the degradation when compared with polyethylene glycol-NHs. @ macrophage membrane ( @MM) could significantly reduce the tumor size in nude mice over time after intravenous injection with kg Fe). @MM could basically ablate the tumor with the aid of photothermal therapy [43]. Nine types of FeOx NPs ( ) were synthesized with multiple size and coating. The bio-distribution and clearance were
Fig. 4 Schematic representation of synergistic anticancer effect under external magnetic field ( ), magnetic resonance imaging ( ), photothermal therapy ( , [85]) of different types of iron oxide nanoparticles. IONPs: iron oxide nanoparticles. MRI: magnetic resonance imaging. PTT: photothermal therapy. CT imaging: computed tomography imaging
investigated in mice, which indicated that the NPs (size at 3 nm and 11 nm ) were rapidly distributed in liver and spleen, and excreted via urinary system [44]. Gogoi et al. [45] developed a and NPs for hyperthermia and chemotherapy. Single and double dose treatment of and NPs via intratumoral injection could significantly reduce 2.5 folds and 3.6 folds of fibrasarcoma tumor without any leaching or drainage observed in mice. @bovine serum albumin ( BSA) ( ) were mainly distributed in the liver, spleen, and kidney of rats after tail vein
injection for 24 h , then cleared by kidney at 48 h without inducing any damage and side effects [46]. Additionally, zebrafish, as an emerging model to investigate the potential toxicity, has been used successfully to assess the potential risks induced by the IONPs. The result showed that carbon-modified significantly reduced oxidative stress and apoptosis, which had higher biocompatibility than [47, 48].
Poly (ethylene glycol)-l-arginine@IONPs (PEG-Arg@ IONPs) were mainly uptake by liver, besides spleen, heart and kidneys in BALB/c model within 2 h . After 24 h , the
PEG-Arg@IONPs were nearly excreted via kidney [49]. The difference of biocompatibility and biodistribution of IONs coated with citrate (citrate@IONPs, 2.4 mg Fe) were assessed in elderly and young healthy mice. The result indicated that there was an age-dependent effects on citrate@IONPs, which was reasonably biocompatible for young mice, while the liver and immune functions were slightly decreased in elderly mice. Spleen, liver and lungs were the main organ for iron biodistribution in young mice. For elderly mice, liver and kidneys were the predominantly accumulation organs [16]. The bio-distribution of IONPs@citrate, IONPs@curcumin, IONPs@ chitosan, and ferrous sulfate were investigated in rats after gavage of IONPs for 10 days. The result showed that IONPs mainly accumulated in the liver. IONPs@chitosan or ferrous sulfate was accumulated in the spleen or kidney, respectively. IONPs@curcumin and IONPs@chitosan were mild toxic when compared with IONPs@citrate and ferrous sulfate [50]. IONPschloride, IONPs-lactate, and IONPs-nitrate ( kg) showed no obvious signs of toxicity in rats after oral administration for 14 days. Compared to IONPs@ lactate and IONPs@nitrate, IONPs@chloride was the safest compound and induced less oxidative stress in rats [51]. IONPs functionalized with or without human albumin were both biocompatible in rats, which did not change the system hemodynamic or microcirculation. The size and surface coating influenced the accumulation time in organ. Pure IONPs and IONPs@human albumin were firstly gathered in liver, then in spleen and kidney during 24 h . Human albumin increased the circulation time of IONPs in rats [52]. After intravenous injection with of DMSA-IONPs, the DMSAIONPs mainly gathered in spleen, liver and lung, then gradually graded into small size NPs over 90 days without inducing any toxicity in C57BL/6 mice [53]. Shen et al. [54] compared the MRI efficiencies of exceedingly small IONPs (ES-IONPs) in different size (below 5 nm ), and found 3.6 nm was the best size. Moreover, a drug delivery system based on 3.6 nm ES-IONPs was built to enhance tumor target ability, the result indicated that the accumulation of ES-IONPs in tumor was higher than those in liver and spleen, which could be utilized as MR contrast agent. IONPs@polyethylene glycol multi-granule (PEG-MGNCs) were mainly accumulated in lung, and rapidly cleared via kidney. PEG-MGNCs ( ) could enhance the hyperthermia efficacy in SCC7 tumorbearing mouse model [12]. The cytotoxicity of PEG carboxyl-poly ( -caprolactone) modified IONPs (PEG-PCCL-IONPs) mainly distributed in the spleen and liver after treated for 48 h in H22 tumor xenograft BALB/c mice, and remarkably decreased the tumor volume with good biocompatibility [55].
The biocompatibility of dextran-coated SPION (SPIONdex) was investigated in pig and mice model. The result indicated that SPIONdex ( ) was safe, and no complement activation-related pseudoallergy occurred after intravenous administration. Additionally, MRI indicated that liver signal intensity of SPIONdex could be detected after exposed for 24 h , which might be a candidate for MRI contrast agent [56]. Lactobionic acid (LBA) functionalized IONPs could enhance the release of ceftriaxone in albino rabbit model, and the plasma concentration of ceftriaxone was , which was much higher than that in the control group [57]. The biological impact of SPION@PEG-COOH and SPION@ PEG- was assessed in mouse, which revealed there was no difference in mouse after intrapulmonary administration. The SPIONs mainly accumulated in the lung and transient gathered in the liver. In addition, the SPIONs in the lung were gradually cleared with time, and returned to control value at 7 days [58]. The biocompatibility of PEG-coated SPIONs was investigated in Kunming mice. SPIONs@PEG mainly accumulated in the liver, spleen, and intestine, and gradually excreted via the hepatobiliary mechanism after 14 days [59]. The biocompatibility of SPION functionalized with tocoph-eryl-polyetheleneglycol-succinate (TPGS) or didodecyl-dimethyl-ammonium-bromide (DMAB) was investigated in mice. SPION-DMAB mainly accumulated in brain and spleen, while SPION-TPGS internalized in liver and kidney on the 7th days after gavage with SPION. On the 21st day, the oxidative stress was significantly reduced with Fe clearance [60]. SPIONs coated with l-cysteine could increase the adipose tissue in the inferior layer of the epidermis of mice after treated with kg SPIONs coated with l-cysteine for 7 days. Additionally, the concentration of iron remained unchanged in the spleen and blood after injection because the SPIONs were completely target to magnet region [61]. Poly (lactide)@SPIONs nanofibers were prepared and implanted in rats via peritoneal cavity for 6 months. Long-term MRI and histological analyses revealed that the degradation of this SPIONs nanofibers was quite slowly, as evidence that they were easily detected after 6 months postimplantation [62]. Bi-layer, which was consisted of oleic acid and methoxy-polyethylene glycol-phospholipid was coated in SPIONs, was named as SPION-PEG2000. The in vivo result showed that SPION-PEG2000 ( ) induced necrosis in liver and kidney and inflammatory infiltration in lung [63]. The silica-coated SPION fluorescent NPs were mainly accumulated in kidney, liver, and lung, and did not cause obviously acute and chronic toxicity in mice [64]. SPION could enhance the formation of chondrogenesis in rats via activating the TGF-/SMAD signaling pathways [65]. Galactomannan (PSP001)
functioned SPIONs could increase the accumulation of methotrexate (MTX) in the tumor site and decrease the toxicity of MTX in BALB/c mice, which provided an option for MRI imaging and targeted tumor therapy [66].
Ultra-small SPIONs (USPIONs) whose size below 5 nm were highly toxic with the lethal dosage at in the mice. However, USPIONs (size at 9.3 nm ) showed no significantly toxicity and predominantly uptake in heart, liver, spleen, and lung. Meanwhile, different-sized of and gold functioned USPIONs were synthesized, which revealed good biocompatibility in mice. The result indicated that the toxicity was related to the size of USPIONs [67]. A hepatocellular carcinoma targeted probe was developed by glypican-3 (GPC3)-specific aptamer (AP613-1) and USPIO (Apt-USPIO). The Apt-USPIO ( ) was excellent biocompatible in Kunming mice without damaging any vital organs. Importantly, Apt-USPIO could obviously target GPC3 on hepatocellular carcinoma in xenograft mice [68]. To sum up, majority of IONPs are non-toxic, and have well biocompatibility to the vital organs of studied animals (Table 1). Additionally, the toxicity of the IONPs mainly depends on the surface modification and coating.

In vitro applications of IONPs

IONPs in tumor cells

The IONPs target various type of tumor cells and induce tumor cell death without affecting normal cell viability (Table 2). The toxicity of IONPs in tumor cells is mainly related to the shape, surface modification, size, concentration and valence state. Importantly, an applied external magnetic field, radiofrequency generator irradiation, MR imaging and photothermal therapy display a synergistic anticancer effect (Fig. 5).

Lung carcinoma cells

The surface coating on IONPs plays a vital role in cellular uptake and biocompatibility. Rozhina investigated the cytotoxicity of three polycations-stabilized NPs in lung carcinoma cells (A549 cells). The result indicated that poly (ethylenimine) (PEI), poly (allylamine hydrochloride) (PAH), and poly (diallyldimethylammonium chloride) (PDADMAC) did not change the magnetic property of IONPs. In addition, PAH coated NPs were non-toxic and the most biocompatible, while the PEI showed the most toxic to A549 cells [69]. polydopamine coated with were uptake by natural killer cells (NK) without changing their physiological properties, then NK cells could effectively kill A549 cancer cells with the help of an external magnetic field [70]. Mg- decreased the cell viability of A549 cells with cell viability around under an AMF ( ). However, the viability of
A549 cells was not affected when the cells were treated with alone [71]. SPIONs@polyethyleniminecalcium phosphate (SPIONs@PEI-CPs) were designed to load doxorubicin and DNA, which was two kind of anticancer drugs. twofold of SPIONs@PEI-CPs were taken into A549 cells with the applied external MF, and remarkable inhibited the growth of A549 cells [72]. IONPs with core size of (below ) were internalized by A549 cells without causing any significant morphology changes, which suggested this IONPs was suitable for MRI contrast agents in vitro [73].

Oral squamous cell carcinoma cells

IONPs with antibodies were designed to target the oral squamous cell carcinoma (OSCC) tumor cells (VB6 cells). The synthetic IONPs could directly target overexpressing cells, and cause cell death under AMF for 10 min [74]. The cytotoxicity of CS@ IONPs was assessed in four types of human OSCC cell lines (Ca9-22, HSC-2, HSC-3, HSC-4) and three normal oral cell lines (HGF, HPLF, HPC). There was similar dosedependent cytotoxic manner in OSCC and normal oral cell lines, which was biocompatible at low concentration ( ), and cytotoxic at high concentration ( ). Additionally, CS@IONPs showed synergism with 5-FU, abraxane and cisplatin in HSC-2 cells [75]. SPIONs coated with chitosan was used to delivery docetaxel, which was non-toxic to L 929 cells at a concentration range of . Docetaxel modified SPIONs showed dose-dependent toxicity on PC3 and KB cell lines whose inhibitory concentrations ( ) was 80 nM and 8.5 nM , respectively. KB cell lines, as a kind of oral cancer cells, was folate receptor positive, which contributed to the internalization of SPIONs [76].

Ovarian carcinoma

CS-coated IONPs had negligible cytotoxicity in SKOV3 cells after exposed for 24 and 48 h . However, fluorescein isothiocyanate-growth factor domain-somatomedin B domain functionalized IONPs obviously induced cell death (more than cell died) under the concentration of [77]. Although the concentration of cobalt and manganese coated IONP nanoclusters (CoMn-IONP) increased to , the cell viability only decreased in ovarian cancer cells even with highly internalization efficiency. Additionally, CoMn-IONP nanoclusters ( ) efficiently rose the temperature by in ES-2 cells, while the IONP nanoclusters just elevated the temperature by when exposed to AMF ( ) [78]. SPIONs-Serum ( Fe ) could significantly inhibited the cell proliferation in A2780 and SKOV3 cell lines for 24 h via inducing lipid peroxidation and ROS
Table 1 Summary of different types of iron oxide nanoparticles (IONPs) in animal models
Coating molecule Name Model Dose Days Outcome References
Polyethylene glycol PEG-MGNCs SCC7 tumor-bearing mouse 8 days Enhance the hyperthermia efficacy [12]
Citrate Citrate@IONPs Elderly and young healthy mice 28 days Reasonably biocompatible for young mice [16]
Polyethylene glycol SaNPs Swine 90 days No adverse effects [40]
Chitosan PLGA/CS NPs, PLGA NPs BALB/c mice No toxicity in vital organs [41]
c(RGDyK)and D-glucosamine BALB/c mice 8 days Tumors on mice were obviously inhibited [42]
Macrophage membranes NPs BALB/c mice 16 days Significantly reduce the tumor size [43]
Dopamine sulfonate, zwitterionic dopamine sulfonate, coryneine chloride FeOx NPs CD1 mice 1 or Rapidly distributed in liver and spleen, and excreted via urinary system [44]
/ NPs Swiss mice 12,22 days Significantly reduce the tumor growth [45]
6-7 bovine serum albumin SD rats Efficiently cleared within 48 h [46]
Poly (ethylene glycol)-L-arginine PEG-Arg@IONPs BALB/c mice 24 h Mainly uptake by liver, besides spleen, heart and kidneys [49]
Citrate, curcumin, chitosan IONPs@citrate, IONPs@curcumin, IONPs@chitosan Wistar rats 10 days IONPs@curcumin and IONPs@ chitosan were mild toxic [50]
Chloride, lactate, nitrate IONPs@chloride, IONPs@lactate, and IONPs@nitrate Wistar rats 14 days No signs of toxicity [51]
Human albumin IONPs@human albumin Wistar rats 24 h Firstly gathered in liver, then in spleen and kidney [52]
Dimercaptosuccinic acid IONPs@DMSA C57BL/6 mice 7, 30, 60, 90 days No toxicity [53]
/ ES-IONPs U-87 MG tumor-bearing nude mice 28 days Accumulate in tumor [54]
Poly (ethylene glycol) carboxylpoly( -caprolactone) PEG-PCCL-IONPs H22 tumor xenograft BALB/C mice 48 h Mainly distributed in the spleen and liver [55]
Dextran SPIONdex Pig model 30 min No complement activationrelated pseudoallergy observed [56]
Lactobionic acid MNP-LBA Albino rabbit 24 h Enhance the release of ceftriaxone [57]
Polyethylene glycol-COOH, Polyethylene glycol- SPION@PEG-COOH and SPION@ PEG-NH2 BALB/c mice 28 days Mainly accumulated in the lung [58]
Polyethylene glycol PEG-SPIONs Kunming mice 14 days Primarily in the liver, spleen, and intestine, [59]
Table 1 (continued)
Coating molecule Name Model Dose Days Outcome References
Didodecyl-dimethyl-ammoniumbromide, tocopheryl-polyethele-neglycol-succinate SPION-DMAB, SPION-TPGS Swiss albino mice 7 days SPION-DMAB mainly accumulated in brain and spleen, while SPION-TPGS internalized in liver and kidney [60]
L-cysteine Cys- NPs BALB/c mice 7 days Increase the adipose tissue in the inferior layer of the epidermis of mice [61]
Poly(lactide) PLA@SPIONs Sprague Dawley rats 6 months Slow degradation [62]
Oleic acid and methoxy-polyethylene glycol-phospholipid SPION-PEG2000 Swiss albino mice 14 days Induced necrosis in liver and kidney and inflammatory infiltration in lung [63]
Silica sub-5 SIO-FI CD-1 mice 7 weeks No obviously acute and chronic toxicity [64]
/ SPION Sprague Dawley rats 8 weeks Enhanced the formation of chondrogenesis [65]
Galactomannan PSP-IO NPs BALB/c mice 14 days Increased the accumulation of methotrexate in the tumor site and decrease the toxicity of methotrexate [66]
/ USPIONs ICR mice 7 days No significantly toxicity [67]
Glypican-3-specific aptamer Apt-USPIO Kunming mice 30 days Excellent biocompatible [68]
Table 2 Summary of different types of iron oxide nanoparticles (IONPs) in cell lines
Coating molecule Name Model Dose Days Outcome References
Poly (ethylenimine), poly(allylamine hydrochloride), poly(diallyldimethylammonium chloride) IONPs-PEI, IONPs-PAH, IONPsPDADMAC A549 cell line 24 h poly(allylamine hydrochloride) stabilized IONPs were the best biocompatibility [69]
Polydopamine NK cell line 12 h It could regulate immune cells, inhibit tumor growth [70]
Magnesium A549 cell line 24 h Significant cytotoxic effects [71]
Polyethylenimine-calcium phosphate SPIONs@PEI-CPs A549 and HepG2 cell lines 24 h SPIONs@PEI-CPs were excellent biocompatibility, while SPIONs@ PEI were remarkable cytotoxicity [72]
Polyethylene glycol IONPs A549 cell line No significantly toxicity [73]
Anti-av antibodies avß6-MIONPs VB6 and H357 cell lines 24 and 48 h avß6- magnetic NP could enhance the killing potential of OSCC when combined with magnetic field [74]
Chitosan CS@IONPs HSC-2 cell line 48 h No synergism with anticancer drugs; not completely rescue the X-ray-induced cell damage [75]
Folate-chitosan-docetaxel SPIONs coated with folate-chi-tosan-docetaxel L929, KB and PC3 cell lines 48 h targeted cytotoxicity in cancer cells [76]
Chitosan, growth factor domain, somatomedin B domain IONPs/C, IONPs/C/GFD, IONPs/C/ SMB SKOV3 cell line GFD + SMB showed synergistic effect [77]
Cobalt and manganese CoMn-IONP ES-2 cell line 24 h High saturation magnetization and heating efficiency [78]
/ SPIONs-Serum SKOV3 cell line 24 h Significantly inhibited the cell proliferation [79]
Single-chain antibody, -cyclodextrin, docetaxel -scFv- -CD- TXT SKOV3 cell line 72 h Continuously inhibited the growth of Skov3 ovarian cancer cells [80]
Chitosan Cs-coated SPIONs HEK-293 cell line 24,48,72 h Non-toxic [81]
/ NPs Caco-2, HT-29, and SW-480 cell lines 24 h Carbohydrate and polymer coated on the surface of NPs enhanced the biocompatibility [82]
Polyethylene glycol COLO-205 cell line 24 h Cytotoxicity to cancer cells [83]
Silica Fe@FeOx@SiO2 NPs HCT116 cell line 72 h No cytotoxicity [84]
Silica Sub-5 nm silica@IONPs Caco-2 cell line 24 h Well biocompatible [85]
Carboxylate, amine IONPs C10 cell line 24 h Cytotoxicity and oxidative stress in a dose-dependent manner [86]
Aptamer, Au Aptamer-Au@SPIONs HT-29, CHO and L929 cell lines 24 h Concentration influenced the cytotoxicity [87]
Table 2 (continued)
Coating molecule Name Model Dose Days Outcome References
Poly (sodium styrene sulfonate)/ irinotecan/human serum albumin-anti-CD133 SPIONs@PSS/HAS-anti-CD133 Caco2, HCT116, DLD1 cell lines 24 h Inhibited the tumor cell viability in a dose-dependent manner [88]
Dextran University of Luebeck-Dextran coated SPION Head and neck squamous cancer cell line 120 h Decreased cell proliferation [89]
Hyaluronic acid, HA-PEG10 HA-PEG10@SPIONs SCC7 cell line 2 h Remarkably decreased SCC7 cell viability [90]
Dextran, hyaluronic acid, cisplatin SEON PC-3 cell line 24 h SPIONs with cisplatin induced apoptosis and necrosis [91]
J591 IONPs LNCaP, PC3, DU145, 22RV1 cell lines 48 h 48 h No effect on cell viability [92]
Poly(N-isopropylacrylamide-acrylamide-allylamine) R11-PIONPs PC3 and LNCaP cell lines Inhibited the tumor cell viability in a dose-dependent manner [93]
Docetaxel NPs DU145, PC-3, and LNCaP cell lines 72 h Slightly cytotoxicity [94]
Luteinizing hormone-releasing hormone receptor peptide and urokinase-type plasminogen activator receptor peptide LHRH-AE105-IONPs PC-3 cell line 24 h Remarkably decreased PC-3 cell viability [95]
Hyaluronic acid FeO@HA NPs L929 normal cell and MDA-MB-231 cancer cell High targeting specificity to cancer cells [96]
/ Exceedingly small IONPs MCF7 and 4T1 cell lines 0.8 mM Fe 24 h Non-cytotoxicity [98]
/ IONPs 4T1 cell line 24 h Decreased 4T1 cell viability to 48.5% [99]
Arginine-methotrexate Fe-Arg-MTX MCF-7, 4T1, HFF-2 cell lines Significantly decreased the cell viability [100]
Macrophage membrane FeO@MM MCF-7 cell line 24 h No toxicity [43]
Dimercaptosuccinic acid DMSA-SPION MCF-7 cell line Targeting breast cancer cells [101]
Tantalum carbide -IONP-SPs composite MXenes 4T1 cell line 24 h Excellent biocompatibility [102]
Poly(amidoamine) dendrimerPluronic P123/HSP90a IPP/MB nanobeacon MDA-MB-231 and MCF-10A cell lines 48 h Good cytocompatibility [103]
Three bioengineered silks (MS1Fe1, MS1Fe2, and MS1Fe1Fe2) H2.1MS1: MS1Fe1/IONPs SKBR3 and MSU1.1 cell lines 72 h Toxicity was observed when the concentration was more than [104]
Silica PVPMSFe MCF-7, HFF2 cell lines No cell toxicity [105]
Oleic acid, gelatin IONPs coated with oleic acidgelatin shell HeLa cell line Higher therapeutic efficacy [106]
Polycaprolactone PCL-IONPs HeLa cell line doxorubicin 24 h Cytotoxic effects on Hela cells [107]
Table 2 (continued)
Coating molecule Name Model Dose Days Outcome References
Protein conjugated glutaric acid Pro-Glu-FeO WI26VA, MCF-7 and HeLa cell lines 24 h No toxicity in human normal lung cells, slight toxicity in MCF-7 and HeLa cells [108]
Doxorubicin or methotrexate USPIO(20)@MIL, USPIO(20)@MIL/ MTX and USPIO(20)@MIL/Dox Hela and RAW 264.7 cell lines USPIO(20)@MIL showed low cytotoxicity to Hela cells, but no cytotoxicity to macrophages. USPIO(20)@MIL/MTX and USPIO(20)@MIL/Dox remarkably inhibited the cell viability in both cell lines [109]
3-aminopropyl-triethoxysilane, aminodextran, and dimercaptosuccinic acid IONPs-AD, IONPs-DMSA, IONPsAPS HeLa cell line 72 h Low toxicity without morphological alteration [110]
Heparin-Poloxamer SPION@HP HeLa cell line 48 h Highly biocompatible [111]
Poly(ethylene glycol) SGC7901/ADR cell line 48 h EnhanceD cell apoptosis with low toxicity [112]
and NPs MGC-803 cell line 24 h Selectively uptaken by gastric cancer cells [113]
Carboxymethyl cellulose, 5-fluorouracil -CMC-5FU SGC7901 cell line 24,48,72 h Apparently antitumor effect [114]
Atranorin Atranorin@SPIONs Gastric cancer stem cell line 24,48,72 h Obviously inhibit gastric cancer stem cell proliferation [115]
Poly (ethylene glycol) PEG U87MG cell line Induced cell death [116]
Zinc Zinc@SPIONs U-87 MG cell line No cytotoxicity [117]
Human serum albumin (paclitaxel)-Arg-Gly-Asp peptides SPIOCs@HSA(PTX)-RGD U-87 MG cell line 24 h No cytotoxicity [118]
Aurroshell gold Aurroshell gold@hematite U-87 MG cell line 72 h Remarkably killed glioblastoma cancer cell [119]
Doxorubicin Dox-IONPs U251, bEnd. 3 and MDCK-MDR1 cell lines 48 h No cytotoxicity [120]
Poly(acrylic acid), poly (serine ester), poly(ethylene glycol) PICs MC3T3-E1 and HepG2 cell lines 0.751 to 24 h Low cytotoxicity [121]
Glutathione and cysteine FePd IONPs HepG2, AGS, SK-MEL-2, MG63, and NCI-H460 cell lines 1-7 days Excellent biocompatibility [122]
Silica slONPs HuH7 cell line 0-160 sIONPs/cell 24,48 h Excellent biocompatibility [123]
/ USPIONs PLC/PRF5 cell line Fe/mL 48 h Highly compatible [124]
Pullulan P-SPIONs HepG2 and L-929 cell lines 24 h Excellent biocompatibility [125]
Table 2 (continued)
Coating molecule Name Model Dose Days Outcome References
Zinc, cobalt Zinc-IONPs, cobalt- IONPs MG-63 and human bone marrow derived mesenchymal stem cell lines 72 h Short term acute cytotoxicity [126]
Vascular endothelial growth factor, n-hydroxysuccinimide IONPs@CD80+VEGF ATCCTM CRL-2836 cell line 24 h Significantly reduce d aberrant cell proliferation [127]
Hydroxyapatite, IONPs@HA MG-63 osteosarcoma cell line Marked toxicity [128]
Chitosan, succinic anhydride, folic acid IONPs@CS-FA/CS-SA MG-63 osteosarcoma cell line 72 h Significantly inhibited cell proliferation [129]
Hyperbranched polyester, dodecenyl succinic anhydride FeO/HBPE-DDSA OCI-LY3 cell line 24 h No cytotoxicity [130]
/ IONPs diffuse large B-cell lymphoma cell line Remarkably inhibited the cell growth [131]
Rituximab antibodies and Poly (ethylene glycol) -PEG-nAb Raji cell li ne 72 h Valence-dependent manner of Raji cell apoptosis [132]
Methotrexate FeO@MTX Diffuse large B-cell lymphoma line 24 h Inducing cell apoptosis [133]
/ IONPs-quantum dots A20 mouse B-lymphoma cell line 12,24,48,72 h Regulate autophagy [134]
Silibinin IONPs@silibinin A-498 cell line 96 h Remarkably inhibited the cell growth [135]
mAb G250 mAb G250-SPIONs 786-0 renal carcinoma cell line 12 h No cytotoxicity [136]
Gelatin, akermanite Gel/Akr/ /MWNT nanocomposite G292 osteoblastic cells 24,48,72 h Low cytotoxicity [145]
Hydroxyapatite, collagen FeHA/Coll MG63 human osteoblast-like cell line 8.00 mm diameter and 3.00 mm high 72 h Significantly promoted the cell proliferation [146]
/ IONPs Human primary adipose derived stem cell line 24 h Affected the adipogenic and osteogenic differentiation [147]
Antigen peptide a-AP-fmNPs BMDCs and dendritic cell 2.4 cell lines 24 h No cell toxicity [148]
/ SPIONs Dendritic cell line 24 h Nearly 100% of cells were labeled by the SPIONs [149]
Citric acid, dextran IONPs-CIT, IONPs-DEXT THP1, NCTC 1469 cell lines 24 h No toxicity [150]
/ SPIONs Neurite 10 mM 48 h Increased length and area of neurite [151]
Glucosamine, poly(acrylic acid) SPION-PAA, USPIO-PAA, USPIOPAAGICN Mesenchymal stem cell line 24 h Excellent biocompatibility [152]
2,3-dimercaptosuccinic acid -DMSA Human MSCs cell line 2, 6, 24 h No significant cytotoxicity [153]
/ Ruicun MSCs cell line 24 h Excellent biocompatibility [154]
Curcumin IONPs with curcumin Bone marrow-derived mesenchymal stem cell line 24 h Dose-dependent cytocompatibility [155]
Coating molecule Name Model Dose Days Outcome References
Protein-specific molecularly imprinted polymers MIPs Human mesenchymal stem cell line 24 h High biocompatibility and low cytotoxicities [156]
Citric acid IONPs@CA Endothelial cells and MC3T3-E1 cell lines Just affected cell viability [157]
/ Magnetoferritin Human MSCs cell line 1 min Biocompatibility [158]
Silk fibroin SPION@silk fibroin Human bone marrow-derived MSCs cell line 2.5 mg Fe 21 days Positively regulate the adhesion and proliferation [159]
d-mannose d-mannose ( -Fe2O3) Neural stem cell line 48 h Slightly totoxicity [160]
Fig. 5 Schematic illustration of synthesis and applications of iron oxide nanoparticles in vitro. SPIO@PSS/CPT-11/HSA-anti-CD133 nanoparticles (A, [88]). USPIO@MIL-100(Fe) nano-objects (B, [109]). CPT-11: Irinotecan. HSA: Human serum albumin. PSS; Poly (sodium styrene sulfonate). SPIO: Superparamagnetic iron oxide
[79]. functionalized with single-chain antibody (scFv), -cyclodextrin ( -CD), and docetaxel (TXT) were designed for ovarian cancer therapy. The synthetic IONPs were excellent in normal cells, while stopped the growth of SKOV3 cells after 72 h treatment due to the sustained release of TXT [80].

Colorectal carcinoma

were non-toxic to the HFF-1 cell line. Meanwhile, CS remarkably decreased the T-84 cell viability to 61% under magnetic fluid hyperthermia [41]. The influence of ultrasonic irradiation on CS-SPIONs was assessed in HEK-293 cells. The CS-SPIONs were excellent biocompatible in any concentration within 72 h .1 .5 min sonication period with 67 W showed the best biocompatibility with cells alive in 72 h [81]. The toxicity of various NPs was investigated in Caco-2, HT-29, and SW-480 cells. The result suggested that synthesis procedure and surface coating affected the uptake and toxicity of NPs in cancer cells, but not in normal cells. Carbohydrate and polymer coated on the surface of NPs enhanced the biocompatibility and internalization in epithelial colorectal adenocarcinoma cell lines [82]. The synthesized @PEGylation-TRAIL ( ) just showed cytotoxicity to cancer cells (COLO-205) but not to normal cells (HUVEC). Importantly, the @ PEGylation-TRAIL indicated a slight phagocytosis by macrophage, which suggested its potential as a contrast agent for MRI [83]. Fe@FeOx@SiO NPs ( ) showed no cytotoxicity to HCT116 cells even exposure for 72 h , while were high toxic in CCD112-CoN cells under the same incubation condition [84]. Sub-5 nm silica@IONPs were well biocompatible and non-toxic when treated Caco-2 cells with the highest concentration ( ), which revealed their promising prospect in diagnosis and application [85]. Sharma, G compared the differences of cytotoxicity and the expression of redoxregulated gene in different surface modification IONPs in C10 cells. The result showed that carboxylated IONPs could induced cytotoxicity and oxidative stress in a dosedependent manner, while the IONPs with amine surface modifications were non-cytotoxic to C10 cells [86]. Aptamer-Au@SPIONs at showed insignificant cytotoxicity in HT-29, CHO and L929 cell lines. Nevertheless, the cytotoxicity of aptamer-Au@SPIONs was positively correlated with concentration. In addition, aptamer-Au@SPIONs could induce the death of HT-29 cells when exposed to near infrared light (NIR) [87]. The cytotoxicity of SPIONs@poly(sodium styrene sulfonate)/ irinotecan/human serum albumin-anti-CD133 (SPI-ONs@PSS/HAS-anti-CD133) were assessed in three kind of colorectal cancer cell line, including Caco2, HCT116,
DLD1 cells. The result suggested that the SPIONs@PSS/ HAS-anti-CD133 were highly biocompatible and inhibited the tumor cell viability in a dose-dependent manner. Furthermore. SPIONs@PSS/HAS-anti-CD133 exhibited highly cytotoxicity in Caco2, HCT116 cells with radiofrequency generator irradiation for 30 min [88] (Fig. 5A).

Head and neck squamous cell carcinoma

SPION functioned with university of Luebeck-dextran inhibited cell proliferation of head and neck squamous cancer cells UT-SCC-60A and UT- SCC-60B in a doseand time-dependent manner without inducing oxidative stress and inflammatory responses [89]. hyaluronic acid (HA) and HA-PEG10 coated SPIONs (HA-PEG10@SPIONs) showed an excellent heating ability which could attain in 600 s , which remarkably decreased SCC7 cell viability to with hyperthermia. Nevertheless, the cell viability of NIH3T3 cell was comparable to the control under the same treatment. The difference was primary due to the selective uptake of HA-SPIONs to SCC7 cells [90]. PEG-MGNCs did not induce cytotoxicity in SCC7 cells without AMF, while obviously cytotoxicity was observed in SCC7 cells with cell viability to under AMF ( , 389 kHz ). However, IONPs@PEG did not induce cell death under the same condition [12].

Prostatic carcinoma

SPIONs with a dextran and HA were synthesized to delivery cisplatin (SEON ). The biocompatibility of SEON was investigated in PC-3 cells, which indicated that SPIONs with cisplatin induced apoptosis and necrosis under prolonged exposure in a dose-dependent manner [91]. The conjugation of IONPs to J591 antibody had no effect on cell viability on prostate cancer cells. Additionally, the iron uptake and antibody specificity in tumor were consistent with IONPs [92]. Poly (N-isopropylacrylamide-acryla-mide-allylamine)-IONPs conjugated with R11 peptide (R11-PIONPs) were developed for specific targeting to prostate cancer. R11-PIONPs were well compatible with normal prostate epithelial cells even the concentration was up to . However, R11-PIONPs caused 16% cell death to PC3 and LNCaP cells, besides R11-PIONPs accumulated in PC3 and LNCaP cells in a dose-dependent manner [93]. could decrease 15% cell viability of DU145, PC-3, and LNCaP cells. could enhance the cytotoxicity of docetaxel ( 1 nM ) in DU145, PC-3, and LNCaP cell lines with cell death [94]. IONPs coated with luteinizing hormone-releasing hormone receptor (LHRHR) peptide and urokinase-type plasminogen activator receptor (uPAR) peptide (LHRH-AE105-IONPs) were
developed as drug delivery system. LHRH-AE105IONPs were preferential banded and internalized by PC-3 than normal prostate cells. LHRH-AE105-IONPs loaded with paclitaxel ( ) remarkably inhibited the PC-3 cell viability for two folds when compared with single-receptor-targeting IONPs [95].

Breast carcinoma

MDA-MB-231 cells remarkably enhance the uptake of FeO@HA NPs to fourfold times when compared to the normal cells. In addition, FeO@HA NPs showed well heat generation capability in MRI [96]. Europiumdoped IONPs showed no significant cytotoxicity in THP-1, HaCaT, MCF-7 cell lines [97]. Exceedingly small IONPs were synthesized, and showed non-toxicity in human breast cancer cells. The synthetic IONPs exhibited enhanced MRI capability comparable to commercial contrast agents [98]. The cell viability of 4T1 cells were after treated with ellipsoidal IONPs ( ) under an AMF [99]. The result of cell viability revealed that IONPs@arginine-MTX (Fe-ArgMTX) could significantly inhibit the survival rate of MCF-7 and 4T1 cell line. The of Fe-Arg-MTX in MCF-7 and 4T1 cell lines were 230 nM and 380 nM for 48 h , respectively [100]. FeO@macrophage membrane (FeO@MM) showed no toxicity in MCF-7 cells even the concentration was up to [43]. Dimercaptosuccinic acid modification on the surface of SPIONs could enhance their amount of uptake and prolong the clearance in MCF-7 cells without influencing cell morphology and cell viability, which contributed to targeting breast cancer cells [101]. MXene further modification with tantalum carbide ( ) and SPIONs ( -IONP-SPs composite MXenes) were designed as a contrast agent for breast-cancer theranostic. -IONP-SPs composite MXenes showed excellent biocompatibility in 4T1 cells [102]. Cubicshaped IONP-poly (amidoamine) dendrimer-Pluronic P123/HSP90 molecular beacon (IPP/MB nanobeacon) was developed for cancer diagnostics and therapy. The IPP/MB nanobeacon ( ) showed good cytocompatibility in MDA-MB-231 and MCF-10A cell lines [103]. Three kind of bioengineered silk named MS1Fe1, MS1Fe2, and MS1Fe1Fe2 were developed to delivery drug to Her2-overexpressing cancer cells. The content of MS1Fe1 silk was positive related to the affinity to IONPs, while negative correlated to the binding to cancer cells. Moreover, the IONPs remarkably enhanced the percentage of apoptosis in SKBR3 cancer cells for 2.5 times [104]. PVPMSFe, as an engineered mesoporous silica-coated FeO, was non-toxic in MCF-7 and HFF2 cells with cell viability more than [105].

Cervical cancer

IONPs coated with oleic acid-gelatin shell (Gel-IONPs) could decrease the toxicity and enhance the therapeutic efficacy of Taxol . The value was mL when the Hela cells were treated with Gel-IONPs for 72 [106]. Polycaprolactone loaded with IONPs could enhance the release of doxorubicin and exert cytotoxic effects on Hela cells under exposure to magnetic hyperthermia [107] Protein conjugated glutaric acid modified FeO (Pro-Glu-FeO) showed no toxicity in human normal lung cells (WI26VA), but a slight toxicity in HeLa cell line. The cell viability decreased when HeLa cells were exposed to of Pro-Glu- FeO for 24 h [108]. USPIO@MIL was biocompatible in RAW 264.7 cells, while showed slight cytotoxicity in Hela cells with viability at a concentration of for 24 h [109] (Fig. 5B). The toxicity of three different coating IONPs was assessed in Hela cells. A very low toxicity without morphological alteration was observed after treated with IONPs for 72 h [110]. SPION modified with heparin-poloxamer (HP) (SPION@HP) were obtained to delivery anticancer drugs, which was highly biocompatible due to the surface coating, and doxorubicin loaded SPION@HP showed significant anticancer effect and low systemic toxicity with Hela cells death at the concentration of [111].

Gastric carcinoma

Poly (ethylene glycol) (PEG)-coated were designed as a miRNA delivery system to enhance the therapeutic effect of Adriamycin (ADR) in gastric cancer cells (SGC7901/ADR cells). The combination of miR16-IONPs with ADR could promote SGC7901/ADR cell apoptosis with slight toxicity ( ) [112]. @ Au@ -CD NPs presented excellent biocompatibility to gastric cancer cells, which remained viability at a concentration of for 24 h . Additionally, -CD NPs were selectively intake by MGC803 cells which was observed by confocal laser scanning microscopy. @Au@ -CD NPs could serve as a potential probe for MRI imaging and targeted drug delivery system [113]. -carboxymethyl cellulose-5-fluorouracil ( -CMC-5FU, ) could inhibit the proliferation of SGC7901 cells about after exposed for 24 h , which was much higher than the pure 5 FU . The inhibitory rates at all indicated that -CMC-5FU could apparently improve the antitumor effect on SGC7901 cells. The physical and biological mechanism indicated that -CMC-5FU induced cell death of SGC7901 cells via attacking their mitochondria [114]. Atranorin@SPIONs could obviously inhibit gastric cancer stem cell proliferation when the concentration
was up to . The inhibition rate of cell proliferation was positively related with the concentration and treatment time of Atranorin@SPIONs [115].

Glioma

PEG-neridronate modification improved the biocompatibility of NPs with , while induced concentration-dependent cytotoxicity in U87MG cells. Additionally, PEG could enter the human glioma cancer cells and induce cell death via autophagy [116]. Zinc@SPIONs were excellent biocompatible in U-87 MG cells at the concentration range , which could be applied in MRI and magnetic hyperthermia [117]. Ultrasmall SPIONs nanoclusters (SPIOCs)@HSA (paclitaxel)-Arg-Gly-Asp peptides (SPIOCs@HSA(PTX)-RGD) showed no cytotoxicity on U87 cells when the concentration was less than mL [118]. Aurroshell gold@hematite presented minimal toxicity on HUVEC cells, while aurroshell gold@hematite remarkably killed glioblastoma cancer cell when the concentration reached . Furthermore, there was a combined effect of aurroshell gold@hematite and hyperthermia, as evidence that of aurroshell gold@hematite could almost kill all U87 cells at for 1 h [119]. The permeability and uptake of doxorubicinloaded IONPs significantly enhanced nearly 3 folds in MDCK-MDR1 and U251 cells when compared with pure doxorubicin. Additionally, an external MF has synergetic effect on permeability and cytotoxicity of doxorubicinloaded IONPs in MDCK-MDR1-glioblastoma model [120].

Hepatic carcinoma

-FeO-poly (acrylic acid)/poly (serine ester)- -PEG (PICs) presented non-cytotoxicity in MC3T3-E1 and HepG2 cells in the range of concentration ( 0.751 to ). The PICs were rapidly degraded to byproducts after exposure for 24 h , and the degradation byproducts were reported to have low cytotoxicity [121]. The cytotoxicity of poly (ethylene glycol) carboxyl-poly ( -caprolactone) modified IONPs (PEG-PCCL-IONPs) were investigated in HepG2 and HEK293 cell lines. The results revealed that PEG-PCCL-IONPs demonstrated little cytotoxicity and induced early apoptosis in HepG2 liver tumor cells at the concentration of . However, the viability was negligible affected by PEG-PCCL-IONPs in HEK293 cells [55]. FePd IONPs ( could remarkably inhibit the production of reactive oxygen species (ROS) and maintain a cell viability more than in HepG2, AGS, SK-MEL-2, MG63, and NCIH460 cell lines even treated for 7 days [122]. The cell viability, accumulation of ROS, and leakage of transaminase were assessed in primary human hepatocytes and
HuH 7 tumor cells after treatment with silica coated micrometer-sized IONs (sIONPs) for 5 days. The sIONPs displayed no adverse effects on primary human hepatocytes and HuH7 cells even under the clinical MRI condition [123]. @bovine serum albumin ( @ BSA) were highly compatible in HepG2, 293 T , and rat red blood cell lines when exposed under the concentration of for 24 h [49]. USPIONs ( mL Fe) were not cytotoxic in PLC/PRF5 cell after treated with for 48 h at Fe [124]. Pullulan stabilized SPIONs (P-SPIONs) were excellent biocompatible, as evidence that the cell viability of HepG2 and l-929 cell lines was more than when exposed to P-SPIONs. Interestingly, AMF contributed to the cell death of HepG2 cell when exposed with P-SPIONs [125]. SPIONs@AP613-1 (Apt-USPIO) possessed excellent biocompatibility in Huh-7 and l-02 cells. The cell viability was more than even at concentration of Apt-USPIO [68].

Osteosarcoma

The suitability of zinc- and cobalt-doped IONPs was assessed in primary human bone marrow-derived mesenchymal stem cells and human osteosarcoma-derived cells. The result showed zinc-doped IONPs possessed strong magnetic property, while cobalt-doped IONPs showed no magnetism. In addition, moderate mixture of both IONPs displayed the optimum magnetic properties without affecting the cytotoxicity [126]. IONPs, functioned with n -hydroxysuccinimide, were conjugated with vascular endothelial growth factor (VEGF) antibody and ligand cluster of differentiation 80 (CD80) (IONPs@ CD80+VEGF) to treat human osteosarcoma. The cell viability was investigated in ATCCTM CRL-2836 cells, which indicated that of IONPs@CD80+VEGF could significantly reduce aberrant cell proliferation for 24 h [127]. Hydroxyapatite coated IONPs (IONPs@HA) were cytocompatiable on MG-63 osteosarcoma cells, while pure IONPs showed marked toxicity at the concentration of for 48 and 72 h . In addition, IONPs@ HA could effectively rise the MG-63 cells temperature to within 3 min under MF , and almost induce all MG-63 cells death after 30 min exposure [128]. Chitosan (CS)-succinic anhydride (SA)-folic acid (FA) functioned IONPs (IONPs@CS-FA/CS-SA) were non-toxicity in MG-63 cells, while IONPs@CS-FA/CS-SA ( ) loaded doxorubicin significantly inhibited cell proliferation with more than cell death for 72 h [129].

Lymphoma

FeO coated with hyperbranched polyester (HBPE) with dodecenyl succinic anhydride (DDSA) (FeO/HBPEDDSA) did not show cytotoxicity in the OCI-LY3 cell
even the concentration was up to [130]. IONPs remarkably inhibited the growth of diffuse large B-cell lymphoma (DLBCL) cells in a dose-dependent manner via enhancing lipid peroxidation and ferroptosis. The viability of DLBCL cells was less than when treatment with of IONPs [131]. Several rituximab (RTX) antibodies and PEG was conjugated onto the surface of to form multivalent nanoprobes. of -PEG-8Ab could decreased the Raji cell viability to at 72 h , while the cell viability in same dose -PEG-2Ab treated sample was -PEG-nAb showed a valence-dependent manner of Raji cell apoptosis [132]. FeO@MTX and thermo-chemotherapy revealed a synergistic effect on apoptosis in DLBCL line (OCI-LY18) by increasing apop-tosis-inducing gene and decreasing apoptosis-inhibiting gene [133]. A large amount of IONPs-quantum dots were phagocytized into A20 mouse B-lymphoma cells, and could accumulated in cells under the influence of external MF. Importantly, IONPs-quantum dots could regulate intracellular non-invasive autophagy and produce proinflammatory cytokine in A20 mouse B-lymphoma cells [134].

Renal carcinoma

The cell viability of IONPs@silibinin was tested in A-498 cells, the result indicated that IONPs@silibinin could remarkably inhibit the growth of human kidney cancer cells when compared with pure silibinin ( mL ) [135]. SPION conjugated with mAb G250 was designed as an MRI probe to detect renal cell carcinoma, which showed no cytotoxicity in 786-0 renal carcinoma cells at any test concentration ( ) for 12 h [136].
In general, IONPs can almost inhibit the cell viability of all types of cancer cells, which show great prospects in cancer treatments. The primary reason for the promising anti-cancer effect of IONPs is due to the degradation of iron oxide core, which can induce the excessive ROS production via the Fenton reaction, and then affect the intracellular redox status and iron metabolism [137]. Compared with traditional small molecules, IONPs could release a large amount of iron ions, increase the content of ROS in cells, and thus induce ferroptosis more effectively [138]. Additionally, IONPs regulated the tumor immune microenvironment by affecting apoptosis and autophagy of macrophages, thereby inhibiting tumor development [139, 140]. In addition, the possible application of IONPs for cancer therapy focus on the release and activation of chemotherapy drugs [141], increase of temperature in tumor site under external near-infrared light or magnetic field [142], gene therapy [143], and targeting delivery (including active, passive or magnetic targeting)
[144]. However, more biological researches based on the interaction mechanism are required to promote the application of IONPs in cancer therapy.

IONPs in non-tumor cells

IONPs also have a widely range of applications in nontumor cells with good cytocompatibility (Table 2). Surface modification and cell types play a vital role in determining iron metabolism in cells. IONPs contribute to osteoblast differentiation and neurite outgrowth.

Osteoblast

Nanocomposite scaffolds, containing gelatin (polymer phase), akermanite (ceramic phase), and IONPs were prepared, and showed high photothermal characteristic under NIR laser. Meanwhile, the scaffolds showed low cytotoxicity in G292 osteoblastic cells at the concentration of [145]. The influence of biomimetic hybrid scaffolds (Fe-hydroxyapatite/collagen) on MG63 human osteoblast-like cells was investigated, and showed that Fe-hydroxyapatite/collagen significantly promoted the cell proliferation. In addition, Synthesis temperature played the primary role in determining the chemical-physical property of scaffolds. Fe-hydroxyapatite/collagen 25 scaffolds showed the best performance in improving cell proliferation than Fe-hydroxyapatite/ collagen 40 and 50 scaffolds [146]. Variable MF mediated by IONPs affected the adipogenic and osteogenic differentiation of human primary adipose derived stem cells. Low intensity of MF exposure within 2 days increased the adipogenesis, while continuous exposure for 7 days contributed to osteogenesis [147].

Immune cell

The fluorescent magnetic nanoparticles ( -AP-fmNPs) were designed to manipulate the migration of dendritic cells. -AP-fmNPs showed no cell toxicity at any concentration ( ), and dramatically improved the migration efficiency of dendritic cells under the influence of magnetic pull force [148]. The influence of SPIONs on dendritic cell migration was investigated by Prussian blue staining and flow cytometry. The result indicated that all dendritic cells were labeled by the SPIONs, and a low dose of SPIONs contributed to the migration of dendritic cells [149]. FeOx NPs ( ) coated with dopamine sulfonate (DS), zwitterionic, caffeic acid (CAF) and coryneine chloride (COR) were synthesized, respectively. Except for COR-coated FeOx NPs, all FeOx exhibited low internalization and no significantly cytotoxicity in BV2 cells [36]. Three types of macrophage model were used to evaluate the uptake and degradation of IONPs. The result indicated that the coating on the surface of IONPs and
macrophage type mainly decided the iron metabolism of IONPs [150].

Stem cells

SPIONs-grafted scaffolds could increase 30% length and area of neurite under control of AMF, while the control fiber only increased a length in neurite [151]. Glucosamine-modification could increase cellular uptake and biocompatibility of SPION-poly (acrylic acid) in mesenchymal stem cells without influencing the cell viability [152]. The biocompatibility of gold and IONPs modified with DMSA was investigated in human MSCs. The results indicated that -DMSA and Au-DMSA could be well uptake and had no significant cytotoxicity in human MSCs [153]. Ruicun, as a SPION agent, did not alter the characteristics of MSCs at the concentration of , including cell viability and apoptosis, cell cycle, cell morphology, and osteogenic differentiation [154]. The angiogenic effect of IONPs with curcumin (CMNPs) was investigated in bone marrowderived MSCs. The result indicated that low concentration ( 100 to ) increased the MSCs cell density, while of CMNPs decreased the cell density [155]. Protein-specific molecularly imprinted polymer coating did not influence the biocompatibility or internalization of IONPs in human MSCs, but the imprinted polymer might extend their degradation process from 9 to 21 days [156]. IONPs coated with citric acid (IONPs@ CA) just affected cell viability of endothelial cells and MC3T3-E1 cells when the concentration o was up to . However, IONPs@CA did not decrease the expression of NO at all concentration [157]. Magnetoferritin could magnetise human MSCs within one minute without changing the characteristics of human MSCs, including membrane integrity, proliferation and multilineage differentiation capacity [158]. SPION@silk fibroin could positively regulate the adhesion and proliferation of human bone marrow-derived MSCs, and stimulate osteogenic differentiation when exposed to MF [159]. D-mannose coating could remarkably enhance the internalization of in neural stem cells without affecting cell differentiation. However, cell viability was slightly decreased when the dose increased to [160].

Clinical applications of IONPs in human

A newly handle probe was designed to detect SPION (Resovist) during surgical process of sentinel lymph node (SLN) with breast cancer. The SLN detection rate in new method was , while detection rate in standard radioisotope method was [161, 162]. Standard technique which used Technetium-sulphur colloid ( 99 m Tc) or with blue dye to stage axillary LN had significant radiation. The identification rate of sentinel node biopsy
(SNB) based on SPION was in 143 Turkish early breast cancer patients with minimal adverse effect [163]. 12 patients with breast cancer at Uppsala University Hospital were recruited to compare the localization ability of LN with SPION and radioactive tracer. SPION which injected preoperatively 3-15 days could detect all sentinel node, and the axillary signal lasted for 28 days [164]. The detection rate of magnetic technique in 146 early-stage breast cancer patients was , which was higher than standard technique [165]. Sienna+ was used as a magnetic tracer for the localization of breast cancer. The identification rate of 108 patients was for Sienna , while the standard technique was [166]. Magnetic tracer was a safely alternative option for standard technique for SLN mapping and early breast cancer staging, which was low radiation and hypoallergenicity [167-169]. The dosage and time of SPION had been optimized for identifying SLN in melanoma patients. The clinical trial revealed that 1.0 mL SPION with 2 min massage was determined to be the most effective technique [170]. USPIO MRI combined with diffusion-weighted MRI were used to stage bladder and/or prostate cancer patients. The specificity for detection by three readers in 75 patients ranged from 93 to within 9 min, which was much higher than computed tomography [171]. 42 children were treated with of ferumoxytol via intravenous injection to stage cancer. Interestingly, the enhancement pattern of ferumoxytol in different type of LN was markedly different, and the accuracy of identification was higher than in children [172].
Cardiovascular magnetic resonance imaging based on ferumoxytol (an USPIO) was compared with conventional gadolinium-based contrast agent in patients with acute myocardial infarction. The results indicated that ferumoxytol provided more detailed pathological features of myocardial infarction with superior safety, which detected tissue-resident macrophage [173]. However, the tissue-resident macrophage was not helpful in detecting myocardial inflammation. Ferumoxytol ( , treated for 3 months) could not display late gadolinium enhancement in patients with acute myocarditis [174]. Ferumoxytol ( 510 mg Fe) showed potential therapeutic effect in patients with myocardial infarction, as evidenced by decreasing infarct size and enhancing left ventricular function without any adverse effect [175]. The imaging ability of ferumoxytol in macrophage was evaluate in human cerebral aneurysmal. 17 patients were enrolled and assessed the uptake of ferumoxytol in the aneurysms. Results of 2D-gradient-recalled echo indicated that the size of the aneurysms was proportional to the intake of ferumoxytol [176]. 342 patients were enrolled to assess the ability of USPIO to predict aneurysm growth rates and clinical outcomes with abdominal aortic aneurysm.
After USPIO-enhanced MRI treatment, 47.3% patients underwent aneurysm rupture or repair, which was higher than the control group [177].
28 female patients were recruited to investigate the role of macrophage-mediated inflammation in migraine without aura. USPIO-enhanced 3 T MRI was adopted to detect macrophage-mediated inflammation when migraine-like attack occurred. MRI results showed that macrophage-mediated inflammation was not related to migraine without aura [178]. 18 pediatric patients and 8 healthy adolescents were recruited to evaluate the effect of USPIO-enhanced MRI. Results revealed that 5 mg Fe/kg ferumoxytol could obviously prolong T2* relaxation times to 37.0 ms due to the reduced perfusion and increased edema [179]. Ferumoxytol-enhanced MRI was developed to detect transplanted bone marrow cells in osteonecrosis. Ferumoxytol could prolong the T2* relaxation times of iron-labeled bone marrow cells without influencing bone repair [180]. In summary, IONPs have been applied in clinical practice because of their low radiation and hypoallergenicity. However, ferumoxytol, as a single IONPs commonly used in clinical trials, was mainly used to locate or diagnose breast cancer.

Conclusions and future outlooks

Because of its unique physical and chemical properties, IONPs have great application potential in biomedical field, including drug targeting, hyperthermia, diagnosis, and cancer treatment. Therefore, there is an urgent need to fully understand the biological effects and toxicity after exposure to IONPs in vitro and in vivo. Although researchers have carried out extensive research on IONPs, there is controversy about their potential toxicity in vivo and in vitro. The main reason is the high variability in the size, surface charge and coatings of IONPs in different studies. In addition, the cell lines, tissues, exposure concentrations and time vary greatly, which affect the biological interaction of IONPs on biological system.
This review aims to fully describe the biological effects and clinic trials of IONPs. Firstly, we summarized the biocompatibility, bio-distribution, metabolism, bioclearance of IONPs in different animal models. Majority of IONPs were non-toxic and well biocompatible to vital organs of animals, and mainly distributed in the liver and spleen, then quickly cleared by the kidney. Secondly, we described the application of IONPs in different types of tumor cells and non-tumor cells. IONPs selectively targeted to various type of tumor cells and induced tumor cell death without affecting viability and activity of normal cells. The toxicity of IONPs to tumor cells was mainly involved in the shape, surface modification, size, concentration and valence state. Additionally, an applied external magnetic field, radiofrequency generator
irradiation, MR imaging and photothermal therapy displayed a synergistic anticancer effect. Meanwhile, IONPs also have a widely range of applications in non-tumor cells with good cytocompatibility. Surface modification and cell types play a vital role in determining iron metabolism in cells. Finally, we reviewed the clinical application of IONPs in the past ten years. Although a variety of IONPs-based nanodrugs have been approved clinically or preclinical trials by the European Medicines Agency (EMA) and United States Food and Drug Administration (FDA) such as NanoTherm and Feraheme , Ferumoxytol was still commonly used IONPs in clinic, which was mainly performed to stage or diagnose breast cancer. Toxicity results of IONPs at the cellular level are controversial. Most studies show that IONPs exhibit low toxicity, which is mainly related to size, surface coating, exposure concentration, treatment time, and cell type [181]. Commonly, the cytotoxicity of IONPs is contributed to excess iron ions, ROS production, and oxidative stress. Compared with in vitro studies, in vivo studies can reflect the overall impact of IONPs on the organism more authentically. For example, the size of IONPs can change due to aggregation or forming protein corona with plasma proteins. Up to now, no obvious acute toxicity of IONPs have been reported in vivo, the toxicity of IONPs is mainly manifested in genotoxicity, neurotoxicity, immunotoxicity and reproductive toxicity [182]. Additionally, exposure to IONPs have altered the expression of genes related to oxidative stress, iron transport and apoptosis [183]. The toxicology of IONPs in vivo is predominantly due to size, crystal and dosage of IONPs, as well as age and pathological status of research models. To sum up, it is crucial to establish standard methods for studying the biological effects of IONPs with different physical properties. Additionally, more efforts should be carries out in lab for present and future biomedical applications of IONPs before their clinical or preclinical trials.

Author contributions

YQ, JZ and CQ collected and analyzed articles, and wrote the manuscript. YN, CQ and JW reviewed the manuscript. YZ, YL, LG, DL, AM, FX, QG and CX assisted in manuscript and provided some helpful suggestions.

Funding

This work was supported by the Fundamental Research Funds for the National Natural Science Foundation of China (No. 82373821, 82204672, 82204322 and 82104480), the Doctoral Program of Yantai University (SM20B35), the Natural Science Foundation of Shandong Province (ZR2021MH395), the Central Public Welfare Research Institutes (No. ZZ13-YQ-105, ZZ14-YQ-055, ZZ15-YQ-065, ZZ15-YQ-062, ZZ15-YQ-063, ZZ16-ND-10-05, ZZ16-ND-10-17, ZZ16-ND-10-25), the Young Elite Scientists Sponsorship Program by CACM (2021QNRC2B29).

Availability of data and materials

The data that support the findings of this study are available from the authors upon reasonable request.

Declarations

The study doesn’t contain any animal and human experiments.
All authors agreed to publish this manuscript.

Competing interests

The authors declare no competing interests.

Author details

State Key Laboratory for Quality Ensurance and Sustainable Use of Dao-di Herbs, Artemisinin Research Center, and Institute of Chinese Materia Medica, China Academy of Chinese Medical Sciences, Beijing 100700, China. School of Pharmacy, Yantai University, No. 30, Qingquan Road, Laishan District, Yantai, Shandong, China.
Received: 14 August 2023 Accepted: 29 November 2023
Published online: 08 January 2024

References

  1. Panda PK, Verma SK, Suar M. Nanoparticle-biological interactions: the renaissance of bionomics in the myriad nanomedical technologies. Nanomedicine. 2021;16(25):2249-54.
  2. Chen Y, Hou S. Recent progress in the effect of magnetic iron oxide nanoparticles on cells and extracellular vesicles. Cell Death Discov. 2023;9:195.
  3. Yang Y, Liu Y, Song L, Cui X, Zhou J, Jin G, et al. Iron oxide nanoparticlebased nanocomposites in biomedical application. Trends Biotechnol. 2023;S0167-7799(23):00175.
  4. Dash S, Das T, Patel P, Panda PK, Suar M, Verma SK. Emerging trends in the nanomedicine applications of functionalized magnetic nanoparticles as novel therapies for acute and chronic diseases. J Nanobiotechnology. 2022;20(1):393.
  5. Simnani FZ, Singh D, Patel P, Choudhury A, Sinha A, Nandi A, et al. Nanocarrier vaccine therapeutics for global infectious and chronic diseases. Mater Today. 2023;66:371-408.
  6. Al-Musawi S, Albukhaty S, Al-Karagoly H, Almalki F. Design and synthesis of multi-functional superparamagnetic core-gold shell nanoparticles coated with chitosan and folate for targeted antitumor therapy. Nanomaterials. 2020;11:32.
  7. Albukhaty S, Al-Musawi S, Abdul Mahdi S, Sulaiman GM, Alwahibi MS, Dewir YH, et al. Investigation of dextran-coated superparamagnetic nanoparticles for targeted vinblastine controlled release, delivery, apoptosis induction, and gene expression in pancreatic cancer cells. Molecules. 2020;25:4721.
  8. Albukhaty S, Naderi-Manesh H, Tiraihi T, Sakhi JM. Poly-I-lysine-coated superparamagnetic nanoparticles: a novel method for the transfection of pro-BDNF into neural stem cells. Artif Cells Nanomed Biotechnol. 2018;46:125-32.
  9. Shirazi M , Allafchian A, Salamati H. Design and fabrication of magnetic -QSM nanoparticles loaded with ciprofloxacin as a potential antibacterial agent. Int J Biol Macromol. 2023;241: 124517.
  10. Sinha A, Simnani FZ, Singh D, Nandi A, Choudhury A, Patel P, et al. The translational paradigm of nanobiomaterials: biological chemistry to modern applications. Mater Today Bio. 2022;17: 100463.
  11. Yang J, Feng J, Yang S, Xu Y, Shen Z. Exceedingly small magnetic iron oxide nanoparticles for T1-weighted magnetic resonance imaging and imaging-guided therapy of tumors. Small. 2023. https://doi.org/10. 1002/smll. 202302856.
  12. Jeon S, Park BC, Lim S, Yoon HY, Jeon YS, Kim BS, et al. Heat-generating iron oxide multigranule nanoclusters for enhancing hyperthermic efficacy in tumor treatment. ACS Appl Mater Interfaces. 2020;12:33483-91.
  13. Peng Y, Gao Y, Yang C, Guo R, Shi X, Cao X. Low-molecular-weight poly(ethylenimine) nanogels loaded with ultrasmall iron oxide nanoparticles for T(1)-weighted MR imaging-guided gene therapy of sarcoma. ACS Appl Mater Interfaces. 2021;13:27806-13.
  14. Turrina C, Schoenen M, Milani D, Klassen A, Rojas Gonzaléz DM, Cvirn G, et al. Application of magnetic iron oxide nanoparticles: thrombotic activity, imaging and cytocompatibility of silica-coated and carboxymethyl dextrane-coated particles. Colloids Surf, B. 2023;228: 113428.
  15. Mushtaq S, Shahzad K, Saeed T, Ul-Hamid A, Abbasi BH, Ahmad N. Surface functionalized drug loaded spinel ferrite MFe2O4 ( , ) nanoparticles, their biocompatibility and cytotoxicity in vitro: a comparison. Beilstein Arch. 2021;2021:56.
  16. Pinheiro WO, Fascineli ML, Farias GR, Horst FH, Andrade LR, Correa LH , et al. The influence of female mice age on biodistribution and biocompatibility of citrate-coated magnetic nanoparticles. Int J Nanomedicine. 2019;14:3375-88.
  17. Dadfar SM, Roemhild K, Drude NI, Stillfried S, Knüchel R, Kiessling F, et al. Iron oxide nanoparticles: diagnostic, therapeutic and theranostic applications. Adv Drug Deliv Rev. 2019;138:302-25.
  18. Patel P, Nandi A, Jha E, Sinha A, Mohanty S, Panda PK, et al. Magnetic nanoparticles: fabrication, characterization, properties, and application for environment sustainability. Magn Nanopart-Based Hybrid Mater. 2021;17:33-62.
  19. Ling D, Lee N, Hyeon T. Chemical synthesis and assembly of uniformly sized iron oxide nanoparticles for medical applications. Acc Chem Res. 2015;48:1276-85.
  20. Ali A, Zafar H, Zia M, Haq I, Phull AR, Ali JS, et al. Synthesis, characterization, applications, and challenges of iron oxide nanoparticles. Nanotechnol Sci Appl. 2016;9:49-67.
  21. Verma SK, Suar M, Mishra YK. Editorial: green perspective of nanobiotechnology: nanotoxicity horizon to biomedical applications. Front Bioeng Biotechnol. 2022;10: 919226.
  22. Jacinto MJ, Silva VC, Valladão DMS, Souto RS. Biosynthesis of magnetic iron oxide nanoparticles: a review. Biotechnol Lett. 2020;43:1-12.
  23. Verma SK, Patel P, Panda PK, Kumari P, Patel P, Arunima A, et al. Determining factors for the nano-biocompatibility of cobalt oxide nanoparticles: proximal discrepancy in intrinsic atomic interactions at differential vicinage. Green Chem. 2021;23:3439.
  24. Sheel R, Kumari P, Panda PK, Ansari MDJ, Patel P, Singh S, et al. Molecular intrinsic proximal interaction infer oxidative stress and apoptosis modulated in vivo biocompatibility of P. niruri contrived antibacterial iron oxide nanoparticles with zebrafish. Environ Pollut. 2020;267:115482.
  25. Ngnintedem Yonti C, Kenfack Tsobnang P, Lontio Fomekong R, Devred F, Mignolet E, Larondelle Y, et al. Green synthesis of iron-doped cobalt oxide nanoparticles from palm kernel oil via co-precipitation and structural characterization. Nanomaterials. 2021;11:2833.
  26. Rezaei B, Yari P, Sanders SM, Wang H, Chugh VK, Liang S, et al. Magnetic nanoparticles: a review on synthesis, characterization, functionalization, and biomedical applications. Small. 2023. https://doi.org/10.1002/smll. 202304848.
  27. Zhang G, Liao Y, Baker I. Surface engineering of core/shell iron/iron oxide nanoparticles from microemulsions for hyperthermia. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2010;30:92-7.
  28. AI-Kinani MA, Haider AJ, Al-Musawi S. High uniformity distribution of Fe@Au preparation by a micro-emulsion method. IOP Conf Ser Mater Sci Eng. 2020;987: 012013.
  29. Bustamante-Torres M, Romero-Fierro D, Estrella-Nuñez J, ArcentalesVera B, Chichande-Proaño E, Bucio E. Polymeric composite of magnetite iron oxide nanoparticles and their application in biomedicine: a review. Polymers. 2022;14:752.
  30. Bokov D, Turki Jalil A, Chupradit S, Suksatan W, Javed Ansari M, Shewael IH, et al. Nanomaterial by sol-gel method: synthesis and application. Adv Mater Sci Eng. 2021;2021:1-21.
  31. Hufschmid R, Arami H, Ferguson RM, Gonzales M, Teeman E, Brush LN, et al. Synthesis of phase-pure and monodisperse iron oxide nanoparticles by thermal decomposition. Nanoscale. 2015;7:11142-54.
  32. Patsula V, Kosinová L, Lovrić M, Ferhatovic Hamzić L, Rabyk M, Konefal R , et al. Superparamagnetic nanoparticles: synthesis by thermal decomposition of iron(III) glucuronate and application in magnetic resonance imaging. ACS Appl Mater Interfaces. 2016;8:7238-47.
  33. Valdiglesias V, Fernández-Bertólez N, Kiliç G, Costa C, Costa S, Fraga S, et al. Are iron oxide nanoparticles safe? Current knowledge and future perspectives. J Trace Elem Med Biol. 2016;38:53-63.
  34. Roca AG, Gutiérrez L, Gavilán H, Fortes Brollo ME, Veintemillas-Verdaguer S, Morales MDP. Design strategies for shape-controlled magnetic iron oxide nanoparticles. Adv Drug Deliv Rev. 2019;138:68-104.
  35. Abakumov MA, Semkina AS, Skorikov AS, Vishnevskiy DA, Ivanova AV, Mironova E. Toxicity of iron oxide nanoparticles: size and coating effects. J Biochem Mol Toxicol. 2018;32(12):e22225.
  36. Wu L, Wang C, Li Y. Iron oxide nanoparticle targeting mechanism and its application in tumor magnetic resonance imaging and therapy. Nanomedicine (Lond). 2022;17(21):1567-83.
  37. Das S, Ross A, Ma XX, Becker S, Schmitt C, Duijn F, et al. Anisotropic long-range spin transport in canted antiferromagnetic orthoferrite . Nat Commun. 2022;13(1):6140.
  38. Jungwirth T, Marti X, Wadley P, Wunderlich J. Antiferromagnetic spintronics. Nat Nanotechnol. 2016;11(3):231-41.
  39. Mehmood S, Ali Z, Khan SR, Aman S, Elnaggar AY, Ibrahim MM, et al. Mechanically stable magnetic metallic materials for biomedical applications. Materials. 2022;15:8009.
  40. Kraus S, Rabinovitz R, Sigalov E, Eltanani M, Khandadash R, Tal C, et al. Self-regulating novel iron oxide nanoparticle-based magnetic hyperthermia in swine: biocompatibility, biodistribution, and safety assessments. Arch Toxicol. 2022;96:2447-64.
  41. Fernandez-Alvarez F, Caro C, Garcia-Garcia G, Garcia-Martin ML, Arias JL. Engineering of stealth (maghemite/PLGA)/chitosan (core/shell)/shell nanocomposites with potential applications for combined MRI and hyperthermia against cancer. J Mater Chem B. 2021;9:4963-80.
  42. Chen L, Wu Y, Wu H, Li J, Xie J, Zang F. Magnetic targeting combined with active targeting of dual-ligand iron oxide nanoprobes to promote the penetration depth in tumors for effective magnetic resonance imaging and hyperthermia. Acta Biomater. 2019;96:491-504.
  43. Meng QF, Rao L, Zan M, Chen M, Yu GT, Wei X, et al. Macrophage membrane-coated iron oxide nanoparticles for enhanced photothermal tumor therapy. Nanotechnology. 2018;29: 134004.
  44. Ferretti AM, Usseglio S, Mondini S, Drago C, La MR, Chini B, et al. Towards bio-compatible magnetic nanoparticles: Immune-related effects, in-vitro internalization, and in-vivo bio-distribution of zwitterionic ferrite nanoparticles with unexpected renal clearance. J Colloid Interf Sci. 2021;582:678-700.
  45. Gogoi M, Jaiswal MK, Sarma HD, Bahadur D, Banerjee R. Biocompatibility and therapeutic evaluation of magnetic liposomes designed for self-controlled cancer hyperthermia and chemotherapy. Integr Biol (Camb). 2017;9:555-65.
  46. Xu S, Wang J, Wei Y, Zhao H, Tao T, Wang H, et al. In situ one-pot synthesis of core-shell nanoparticles as enhanced -weighted magnetic resonance imagine contrast agents. ACS Appl Mater Interfaces. 2020;12:56701-11.
  47. Verma SK, Nandi A, Sinha A, Patel P, Jha E, Mohanty S, et al. Zebrafish (Danio rerio) as an ecotoxicological model for Nanomaterial induced toxicity profiling. Precis Nanomed. 2021;4(1):750-81.
  48. Verma SK, Thirumurugan A, Panda PK, Patel P, Nandi A, Jha E, et al. Altered electrochemical properties of iron oxide nanoparticles by carbon enhance molecular biocompatibility through discrepant atomic interaction. Materials Today Bio. 2021;12: 100131.
  49. Nosrati H, Salehiabar M, Fridoni M, Abdollahifar MA, Kheiri Manjili H, Davaran S , et al. new insight about biocompatibility and biodegradability of iron oxide magnetic nanoparticles: stereological and in vivo MRI monitor. Sci Rep. 2019;9:7173.
  50. Fahmy HM, El-Daim TM, Ali OA, Hassan AA, Mohammed FF, Fathy MM. Surface modifications affect iron oxide nanoparticles’ biodistribution after multiple-dose administration in rats. J Biochem Mol Toxicol. 2021;35: e22671.
  51. Mabrouk M, Ibrahim Fouad G, El-Sayed SAM, Rizk MZ, Beherei HH. Hepatotoxic and neurotoxic potential of iron oxide nanoparticles in wistar rats: a biochemical and ultrastructural study. Biol Trace Elem Res. 2021;200:3638-65.
  52. Toropova YG, Zelinskaya IA, Gorshkova MN, Motorina DS, Korolev DV, Velikonivtsev FS, et al. Albumin covering maintains endothelial function upon magnetic iron oxide nanoparticles intravenous injection in rats. J Biomed Mater Res A. 2021;109:2017-26.
  53. Mejias R, Gutierrez L, Salas G, Perez-Yague S, Zotes TM, Lazaro FJ, et al. Long term biotransformation and toxicity of dimercaptosuccinic
    acid-coated magnetic nanoparticles support their use in biomedical applications. J Control Release. 2013;171:225-33.
  54. Shen Z, Chen T, Ma X, Ren W, Zhou Z, Zhu G, et al. Multifunctional theranostic nanoparticles based on exceedingly small magnetic iron oxide nanoparticles for T1-weighted magnetic resonance imaging and chemotherapy. ACS Nano. 2017;11:10992-1004.
  55. Li X, Yang Y, Jia Y, Pu X, Yang T, Wang Y, et al. Enhanced tumor targeting effects of a novel paclitaxel-loaded polymer: PEG-PCCL-modified magnetic iron oxide nanoparticles. Drug Deliv. 2017;24:1284-94.
  56. Unterweger H, Janko C, Schwarz M, Dezsi L, Urbanics R, Matuszak J, et al. Non-immunogenic dextran-coated superparamagnetic iron oxide nanoparticles: a biocompatible, size-tunable contrast agent for magnetic resonance imaging. Int J Nanomedicine. 2017;12:5223-38.
  57. Kawish M, Jabri T, Elhissi A, Zahid H, Muhammad K, Rao K, et al. Galactosylated iron oxide nanoparticles for enhancing oral bioavailability of ceftriaxone. Pharm Dev Technol. 2021;26:291-301.
  58. AI Faraj A, Shaik AP, Shaik AS. Effect of surface coating on the biocompatibility and in vivo MRI detection of iron oxide nanoparticles after intrapulmonary administration. Nanotoxicology. 2015;9:825-34.
  59. Dai L, Liu Y, Wang Z, Guo F, Shi D, Zhang B. One-pot facile synthesis of PEGylated superparamagnetic iron oxide nanoparticles for MRI contrast enhancement. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2014;41:161-7.
  60. Ghosh S, Ghosh I, Chakrabarti M, Mukherjee A. Genotoxicity and biocompatibility of superparamagnetic iron oxide nanoparticles: Influence of surface modification on biodistribution, retention, DNA damage and oxidative stress. Food Chem Toxicol. 2020;136: 110989.
  61. Britos TN, Castro CE, Bertassoli BM, Petri G, Fonseca FLA, Ferreira FF, et al. In vivo evaluation of thiol-functionalized superparamagnetic iron oxide nanoparticles. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2019;99:171-9.
  62. Awada H, Sene S, Laurencin D, Lemaire L, Franconi F, Bernex F, et al. Long-term in vivo performances of polylactide/iron oxide nanoparticles core-shell fibrous nanocomposites as MRI-visible magneto-scaffolds. Biomater Sci. 2021;9:6203-13.
  63. Silva AH, Lima E, Mansilla MV, Zysler RD, Troiani H, Pisciotti MLM, et al. Superparamagnetic iron-oxide nanoparticles mPEG350- and mPEG2000-coated: cell uptake and biocompatibility evaluation. Nanomedicine. 2016;12:909-19.
  64. Ledda M, Fioretti D, Lolli MG, Papi M, Gioia C, Carletti R, et al. Biocompatibility assessment of sub- 5 nm silica-coated superparamagnetic iron oxide nanoparticles in human stem cells and in mice for potential application in nanomedicine. Nanoscale. 2020;12:1759-v1778.
  65. Chen X, Qin Z, Zhao J, Yan X, Ye J, Ren E, et al. Pulsed magnetic field stimuli can promote chondrogenic differentiation of superparamagnetic iron oxide nanoparticles-labeled mesenchymal stem cells in rats. J Biomed Nanotechnol. 2018;14:2135-45.
  66. Shiji R, Joseph MM, Sen A, Unnikrishnan BS, Sreelekha TT. Galactomannan armed superparamagnetic iron oxide nanoparticles as a folate receptor targeted multi-functional theranostic agent in the management of cancer. Int J Biol Macromol. 2022;219:740-53.
  67. Wu L, Wen W, Wang X, Huang D, Cao J, Qi X, et al. Ultrasmall iron oxide nanoparticles cause significant toxicity by specifically inducing acute oxidative stress to multiple organs. Part Fibre Toxicol. 2022;19:24.
  68. Zhao M, Liu Z, Dong L, Zhou H, Yang S, Wu W, et al. A GPC3-specific aptamer-mediated magnetic resonance probe for hepatocellular carcinoma. Int J Nanomedicine. 2018;13:4433-43.
  69. Rozhina E, Danilushkina A, Akhatova F, Fakhrullin R, Rozhin A, Batasheva S. Biocompatibility of magnetic nanoparticles coating with polycations using A549 cells. J Biotechnol. 2021;325:25-34.
  70. Wu L, Zhang F, Wei Z, Li X, Zhao H, Lv H, et al. Magnetic delivery of @polydopamine nanoparticle-loaded natural killer cells suggest a promising anticancer treatment. Biomater Sci. 2018;6:2714-25.
  71. Nowicka AM, Ruzycka-Ayoush M, Kasprzak A, Kowalczyk A, Bamburow-icz-Klimkowska M, Sikorska M, et al. Application of biocompatible and ultrastable superparamagnetic iron(III) oxide nanoparticles doped with magnesium for efficient magnetic fluid hyperthermia in lung cancer cells. J Mater Chem B. 2023;11:4028-41.
  72. Tang Z, Zhou Y, Sun H, Li D, Zhou S. Biodegradable magnetic calcium phosphate nanoformulation for cancer therapy. Eur J Pharm Biopharm. 2014;87:90-100.
  73. Reynders H, Zundert I, Silva R, Carlier B, Deschaume O, Bartic C, et al. Label-free iron oxide nanoparticles as multimodal contrast agents in
    cells using multi-photon and magnetic resonance imaging. Int J Nanomedicine. 2021;16:8375-89.
  74. Legge CJ, Colley HE, Lawson MA, Rawlings AE. Targeted magnetic nanoparticle hyperthermia for the treatment of oral cancer. J Oral Pathol Med. 2019;48:803-9.
  75. Paulino-Gonzalez AD, Sakagami H, Bandow K, Kanda Y, Nagasawa Y, Hibino Y, et al. Biological properties of the aggregated form of chitosan magnetic nanoparticle. In Vivo. 2020;34:1729-38.
  76. Shanavas A, Sasidharan S, Bahadur D, Srivastava R. Magnetic core-shell hybrid nanoparticles for receptor targeted anti-cancer therapy and magnetic resonance imaging. J Colloid Interface Sci. 2017;486:112-20.
  77. Shahdeo D, Roberts A, Kesarwani V, Horvat M, Chouhan RS, Gandhi S. Polymeric biocompatible iron oxide nanoparticles labeled with peptides for imaging in ovarian cancer. Biosci Rep. 2022;42(2):BSR20212622.
  78. Albarqi HA, Wong LH, Schumann C, Sabei FY, Korzun T, Li X, et al. Biocompatible nanoclusters with high heating efficiency for systemically delivered magnetic hyperthermia. ACS Nano. 2019;13:6383-95.
  79. Zhang Y, Xia M, Zhou Z, Hu X, Wang J, Zhang M, et al. p53 promoted ferroptosis in ovarian cancer cells treated with human serum incubatedsuperparamagnetic iron oxides. Int J Nanomedicine. 2021;16:283-96.
  80. Huang , Yi C, Fan Y, Zhang Y, Zhao L, Liang Z, et al. Magnetic nanoparticles grafted with single-chain antibody (scFv) and docetaxel loaded beta-cyclodextrin potential for ovarian cancer dual-targeting therapy. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2014;42:325-32.
  81. Braim FS, Razak NN, Aziz AA, Ismael LQ, Sodipo BK. Ultrasound assisted chitosan coated iron oxide nanoparticles: Influence of ultrasonic irradiation on the crystallinity, stability, toxicity and magnetization of the functionalized nanoparticles. Ultrason Sonochem. 2022;88: 106072.
  82. Moskvin M, Babic M, Reis S, Cruz MM, Ferreira LP, Carvalho MD, et al. Biological evaluation of surface-modified magnetic nanoparticles as a platform for colon cancer cell theranostics. Colloids Surf B Biointerfaces. 2018;161:35-41.
  83. Chen L, Xie J, Wu H, Zang F, Ma M, Hua Z, et al. Improving sensitivity of magnetic resonance imaging by using a dual-targeted magnetic iron oxide nanoprobe. Colloids Surf B Biointerfaces. 2018;161:339-46.
  84. Mathieu P, Coppel Y, Respaud M, Nguyen QT, Boutry S, Laurent S, et al. Silica coated iron/iron oxide nanoparticles as a nano-platform for T2 weighted magnetic resonance imaging. Molecules. 2019;24(24):4629.
  85. Foglia S, Ledda M, Fioretti D, lucci G, Papi M, Capellini G, et al. In vitro biocompatibility study of sub- 5 nm silica-coated magnetic iron oxide fluorescent nanoparticles for potential biomedical application. Sci Rep. 2017;7:46513.
  86. Sharma G, Kodali V, Gaffrey M, Wang W, Minard KR, Karin NJ, et al. Iron oxide nanoparticle agglomeration influences dose rates and modulates oxidative stress-mediated dose-response profiles in vitro. Nanotoxicology. 2014;8:663-75.
  87. Azhdarzadeh M, Atyabi F, Saei AA, Varnamkhasti BS, Omidi Y, Fateh M, et al. Theranostic MUC-1 aptamer targeted gold coated superparamagnetic iron oxide nanoparticles for magnetic resonance imaging and photothermal therapy of colon cancer. Colloids Surf B Biointerfaces. 2016;143:224-32.
  88. Yang SJ, Tseng SY, Wang CH, Young TH, Chen KC, Shieh MJ. Magnetic nanomedicine for CD133-expressing cancer therapy using locoregional hyperthermia combined with chemotherapy. Nanomedicine. 2020;15:2543-61.
  89. Lindemann A, Ludtke-Buzug K, Fraderich BM, Grafe K, Pries R, Wollenberg . Biological impact of superparamagnetic iron oxide nanoparticles for magnetic particle imaging of head and neck cancer cells. Int J Nanomedicine. 2014;9:5025-40.
  90. Thomas RG, Moon MJ, Lee H, Sasikala ARK, Kim CS, Park IK, et al. Hyaluronic acid conjugated superparamagnetic iron oxide nanoparticle for cancer diagnosis and hyperthermia therapy. Carbohydr Polym. 2015;131:439-46.
  91. Unterweger H, Tietze R, Janko C, Zaloga J, Lyer S, Durr S, et al. Development and characterization of magnetic iron oxide nanoparticles with a cisplatin-bearing polymer coating for targeted drug delivery. Int J Nanomedicine. 2014;9:3659-76.
  92. Tse BW, Cowin GJ, Soekmadji C, Jovanovic L, Vasireddy RS, Ling MT, et al. PSMA-targeting iron oxide magnetic nanoparticles enhance MRI of preclinical prostate cancer. Nanomedicine. 2015;10:375-86.
  93. Wadajkar AS, Menon JU, Tsai YS, Gore C, Dobin T, Gandee L, Kangasniemi K, et al. Prostate cancer-specific thermo-responsive polymercoated iron oxide nanoparticles. Biomaterials. 2013;34:3618-25.
  94. Sato A, Itcho N, Ishiguro H, Okamoto D, Kobayashi N, Kawai K, et al. Magnetic nanoparticles of enhance docetaxel-induced prostate cancer cell death. Int J Nanomedicine. 2013;8:3151-60.
  95. Ahmed MSU, Salam AB, Yates C, Willian K, Jaynes J, Turner T, et al. Double-receptor-targeting multifunctional iron oxide nanoparticles drug delivery system for the treatment and imaging of prostate cancer. Int J Nanomedicine. 2017;12:6973-84.
  96. Soleymani M, Velashjerdi M, Shaterabadi Z, Barati A. One-pot preparation of hyaluronic acid-coated iron oxide nanoparticles for magnetic hyperthermia therapy and targeting CD44-overexpressing cancer cells. Carbohydr Polym. 2020;237: 116130.
  97. Zhang T, Wang Z, Xiang H, Xu X, Zou J, Lu C. Biocompatible superparamagnetic europium-doped iron oxide nanoparticle clusters as multifunctional nanoprobes for multimodal in vivo imaging. ACS Appl Mater Interfaces. 2021;13:33850-61.
  98. Lu X, Zhou H, Liang Z, Feng J, Lu Y, Huang L, et al. Biodegradable and biocompatible exceedingly small magnetic iron oxide nanoparticles for T1-weighted magnetic resonance imaging of tumors. J Nanobiotechnology. 2022;20:350.
  99. Gao H, Zhang T, Zhang Y, Chen Y, Liu B, Wu J, et al. Ellipsoidal magnetite nanoparticles: a new member of the magnetic-vortex nanoparticles family for efficient magnetic hyperthermia. J Mater Chem B. 2020;8:515-22.
  100. Attari E, Nosrati H, Danafar H, Kheiri MH. Methotrexate anticancer drug delivery to breast cancer cell lines by iron oxide magnetic based nanocarrier. J Biomed Mater Res A. 2019;107:2492-500.
  101. Calero M, Chiappi M, Lazaro-Carrillo A, Rodriguez MJ, Chichon FJ, Crosbie-Staunton K, et al. Characterization of interaction of magnetic nanoparticles with breast cancer cells. J Nanobiotechnology. 2015;13:16.
  102. Liu Z, Lin H, Zhao M, Dai C, Zhang S, Peng W, et al. 2D superparamagnetic tantalum carbide composite mxenes for efficient breast-cancer theranostics. Theranostics. 2018;8:1648-64.
  103. Chen Z, Peng Y, Xie X, Feng Y, Li T, Li S, et al. Dendrimer-functionalized superparamagnetic nanobeacons for real-time detection and depletion of HSP90alpha mRNA and MR imaging. Theranostics. 2019;9:5784-96.
  104. Kucharczyk K, Kaczmarek K, Jozefczak A, Slachcinski M, Mackiewicz A, Dams-Kozlowska H. Hyperthermia treatment of cancer cells by the application of targeted silk/iron oxide composite spheres. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2021;120: 111654.
  105. Kermanian M, Sadighian S, Naghibi M, Khoshkam M. PVP Surface-protected silica coated iron oxide nanoparticles for MR imaging application. J Biomater Sci Polym Ed. 2021;32:1356-69.
  106. Tran TT, Tran PH, Yoon TJ, Lee BJ. Fattigation-platform theranostic nanoparticles for cancer therapy. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2017;75:1161-7.
  107. Serio F, Silvestri N, Kumar Avugadda S, Nucci GEP, Nitti S, Onesto V, et al. Co-loading of doxorubicin and iron oxide nanocubes in polycaprolactone fibers for combining Magneto-Thermal and chemotherapeutic effects on cancer cells. J Colloid Interface Sci. 2022;607:34-44.
  108. Gawali SL, Shelar SB, Gupta J, Barick KC, Hassan PA. Immobilization of protein on nanoparticles for magnetic hyperthermia application. Int J Biol Macromol. 2021;166:851-60.
  109. Zhao H, Sene S, Mielcarek AM, Miraux S, Menguy N, Ihiawakrim D, et al. Hierarchical superparamagnetic metal-organic framework nanovectors as anti-inflammatory nanomedicines. J Mater Chem B. 2023;11:3195-211.
  110. Calero M, Gutierrez L, Salas G, Luengo Y, Lazaro A, Acedo P, et al. Efficient and safe internalization of magnetic iron oxide nanoparticles: two fundamental requirements for biomedical applications. Nanomedicine. 2014;10:733-43.
  111. Hoang Thi TT, Nguyen Tran DH, Bach LG, Vu-Quang H, Nguyen DC, Park KD, et al. Functional magnetic core-shell system-based iron oxide nanoparticle coated with biocompatible copolymer for anticancer drug delivery. Pharmaceutics. 2019;11(3):120.
  112. Sun Z, Song X, Li X, SuT, Qi S, Qiao R, et al. In vivo multimodality imaging of miRNA-16 iron nanoparticle reversing drug resistance to chemotherapy in a mouse gastric cancer model. Nanoscale. 2014;6:14343-53.
  113. Guo H, Zhang Y, Liang W, Tai F, Dong Q, Zhang R, et al. An inorganic magnetic fluorescent nanoprobe with favorable biocompatibility for dual-modality bioimaging and drug delivery. J Inorg Biochem. 2019;192:72-81.
  114. Liu X, Deng X, Li X, Xue D, Zhang H, Liu T, et al. A visualized investigation at the atomic scale of the antitumor effect of magnetic nanomedicine on gastric cancer cells. Nanomedicine. 2014;9:1389-402.
  115. Ni Z, Nie X, Zhang H, Wang L, Geng Z, Du X, et al. Atranorin driven by nano materials SPION lead to ferroptosis of gastric cancer stem cells by weakening the mRNA 5-hydroxymethylcytidine modification of the Xc-/GPX4 axis and its expression. Int J Med Sci. 2022;19:1680-94.
  116. Moskvin M, Huntosova V, Herynek V, Matous P, Michalcova A, Lobaz V, et al. In vitro cellular activity of maghemite/cerium oxide magnetic nanoparticles with antioxidant properties. Colloids Surf B Biointerfaces. 2021;204: 111824.
  117. Das P, Salvioni L, Malatesta M, Vurro F, Mannucci S, Gerosa M, et al. Colloidal polymer-coated Zn -doped iron oxide nanoparticles with high relaxivity and specific absorption rate for efficient magnetic resonance imaging and magnetic hyperthermia. J Colloid Interface Sci. 2020;579:186-94.
  118. Li X, Wang Z, Ma M, Chen Z, Tang X, Wang Z. Self-assembly iron oxide nanoclusters for photothermal-mediated synergistic chemo/chemodynamic therapy. J Immunol Res. 2021;2021:9958239.
  119. Alahdal HM, Abdullrezzaq SA, Amin HIM, Alanazi SF, Jalil AT, et al. Trace elements-based Auroshell gold@hematite nanostructure: green synthesis and their hyperthermia therapy. IET Nanobiotechnol. 2023;17:22-31.
  120. Norouzi M, Yathindranath V, Thliveris JA, Kopec BM, Siahaan TJ, Miller DW. Doxorubicin-loaded iron oxide nanoparticles for glioblastoma therapy: a combinational approach for enhanced delivery of nanoparticles. Sci Rep. 2020;10:11292.
  121. Wang B, Sandre O, Wang K, Shi H, Xiong K, Huang YB, et al. Autodegradable and biocompatible superparamagnetic iron oxide nanoparticles/polypeptides colloidal polyion complexes with high density of magnetic material. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2019;104: 109920.
  122. Kwon J, Mao X, Lee HA, Oh S, Tufa LT, Choi JY, et al. Iron-Palladium magnetic nanoparticles for decolorizing rhodamine and scavenging reactive oxygen species. J Colloid Interface Sci. 2021;588:646-56.
  123. Kluge M, Leder A, Hillebrandt KH, Struecker B, Geisel D, Denecke T, et al. The magnetic field of magnetic resonance imaging systems does not affect cells labeled with micrometer-sized iron oxide particles. Tissue Eng Part C Methods. 2017;23:412-21.
  124. Chee HL, Gan CRR, Ng M, Low L, Fernig DG, Bhakoo KK, et al. Biocompatible peptide-coated ultrasmall superparamagnetic iron oxide nanoparticles for in vivo contrast-enhanced magnetic resonance imaging. ACS Nano. 2018;12:6480-91.
  125. Saraswathy A, Nazeer SS, Nimi N, Santhakumar H, Suma PR, Jibin K, et al. Asialoglycoprotein receptor targeted optical and magnetic resonance imaging and therapy of liver fibrosis using pullulan stabilized multi-functional iron oxide nanoprobe. Sci Rep. 2021;11:18324.
  126. Moise S, Cespedes E, Soukup D, Byrne JM, El Haj AJ, Telling ND. The cellular magnetic response and biocompatibility of biogenic zincand cobalt-doped magnetite nanoparticles. Sci Rep. 2017;7:39922.
  127. Kovach AK, Gambino JM, Nguyen V, Nelson Z, Szasz T, Liao J, et al. Prospective preliminary in vitro investigation of a magnetic iron oxide nanoparticle conjugated with ligand CD80 and VEGF antibody as a targeted drug delivery system for the induction of cell death in rodent osteosarcoma cells. Biores Open Access. 2016;5:299-307.
  128. Mondal S, Manivasagan P, Bharathiraja S, Santha Moorthy M, Nguyen VT, Kim HH, et al. Hydroxyapatite coated iron oxide nanoparticles: a promising nanomaterial for magnetic hyperthermia cancer treatment. Nanomaterials. 2017;7(12):426.
  129. Amiryaghoubi N, Abdolahinia ED, Nakhlband A, Aslzad S, Fathi M, Barar J, et al. Smart chitosan-folate hybrid magnetic nanoparticles for targeted delivery of doxorubicin to osteosarcoma cells. Colloids Surf B Biointerfaces. 2022;220: 112911.
  130. Zhao C, Han Q, Qin H, Yan H, Qian Z, Ma Z, et al. Biocompatible hyperbranched polyester magnetic nanocarrier for stimuli-responsive drug release. J Biomater Sci Polym Ed. 2017;28:616-28.
  131. Huang QT, Hu QQ, Wen ZF, Li YL. Iron oxide nanoparticles inhibit tumor growth by ferroptosis in diffuse large B-cell lymphoma. Am J Cancer Res. 2023;13:498-508.
  132. Song L, Chen Y, Ding J, Wu H, Zhang W, Ma M, et al. Rituximab conjugated iron oxide nanoparticles for targeted imaging and enhanced treatment against CD20-positive lymphoma. J Mater Chem B. 2020;8:895-907.
  133. Dai X, Yao J, Zhong Y, Li Y, Lu Q, Zhang Y, et al. Preparation and characterization of @MTX magnetic nanoparticles for thermochemotherapy of primary central nervous system lymphoma in vitro and in vivo. Int J Nanomedicine. 2019;14:9647-63.
  134. Lin YR, Chan CH, Lee HT, Cheng SJ, Yang JW, Chang SJ, et al. Remote magnetic control of autophagy in mouse B-lymphoma cells with iron oxide nanoparticles. Nanomaterials. 2019;9(4):551.
  135. Takke A, Shende P. Magnetic-core-based silibinin nanopolymeric carriers for the treatment of renal cell cancer. Life Sci. 2021;275: 119377.
  136. Lu C, Li J, Xu K, Yang C, Wang J, Han C, et al. Fabrication of mAb G250SPIO molecular magnetic resonance imaging nanoprobe for the specific detection of renal cell carcinoma in vitro. PLoS ONE. 2014;9: e101898.
  137. Alphandéry E. Iron oxide nanoparticles for therapeutic applications. Drug Discov Today. 2020;25:141-9.
  138. Li Y, Wei X, Tao F, Deng C, Lv C, Chen C, et al. The potential application of nanomaterials for ferroptosis-based cancer therapy. Biomed Mater. 2021;16: 042013.
  139. Mulens-Arias V, Rojas JM, Barber DF. The use of iron oxide nanoparticles to reprogram macrophage responses and the immunological tumor microenvironment. Front Immunol. 2021;12(12): 693709.
  140. Lorkowski ME, Atukorale PU, Ghaghada KB, Karathanasis E. Stimuliresponsive iron oxide nanotheranostics: a versatile and powerful approach for cancer therapy. Adv Healthc Mater. 2021;10(5): e2001044.
  141. Alphandéry E. Biodistribution and targeting properties of iron oxide nanoparticles for treatments of cancer and iron anemia disease. Nanotoxicology. 2019;13:573-96.
  142. Fèvre RL, Durand-Dubief M, Chebbi I, Mandawala C, Lagroix F, Valet JP, et al. Enhanced antitumor efficacy of biocompatible magnetosomes for the magnetic hyperthermia treatment of glioblastoma. Theranostics. 2017;7:4618-31.
  143. Mahajan UM, Teller S, Sendler M, Palankar R, Brandt C, Schwaiger T, et al. Tumour-specific delivery of siRNA-coupled superparamagnetic iron oxide nanoparticles, targeted against PLK1, stops progression of pancreatic cancer. Gut. 2016;65:1838-49.
  144. Saadat M, Manshadi MKD, Mohammadi M, Zare MJ, Zarei M, Kamali R, et al. Magnetic particle targeting for diagnosis and therapy of lung cancers. J Contr Release. 2020;328:776-91.
  145. Saber-Samandari S, Mohammadi-Aghdam M, Saber-Samandari S. A novel magnetic bifunctional nanocomposite scaffold for photothermal therapy and tissue engineering. Int J Biol Macromol. 2019;138:810-8.
  146. Tampieri A, lafisco M, Sandri M, Panseri S, Cunha C, Sprio S, et al. Magnetic bioinspired hybrid nanostructured collagen-hydroxyapatite scaffolds supporting cell proliferation and tuning regenerative process. ACS Appl Mater Interfaces. 2014;6:15697-707.
  147. Labusca L, Herea DD, Danceanu CM, Minuti AE, Stavila C, Grigoras M, et al. The effect of magnetic field exposure on differentiation of magnetite nanoparticle-loaded adipose-derived stem cells. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2020;109: 110652.
  148. Jin H, Qian Y, Dai Y, Qiao S, Huang C, Lu L, et al. Magnetic enrichment of dendritic cell vaccine in lymph node with fluorescent-magnetic nanoparticles enhanced cancer immunotherapy. Theranostics. 2016;6:2000-14.
  149. Su H, Mou Y, An Y, Han W, Huang X, Xia G, et al. The migration of synthetic magnetic nanoparticle labeled dendritic cells into lymph nodes with optical imaging. Int J Nanomedicine. 2013;8:3737-44.
  150. Rojas JM, Gavilan H, Dedo V, Lorente-Sorolla E, Sanz-Ortega L, Silva GB, et al. Time-course assessment of the aggregation and metabolization of magnetic nanoparticles. Acta Biomater. 2017;58:181-95.
  151. Funnell JL, Ziemba AM, Nowak JF, Awada H, Prokopiou N, Samuel J, Guari Y, et al. Assessing the combination of magnetic field stimulation, iron oxide nanoparticles, and aligned electrospun fibers for promoting neurite outgrowth from dorsal root ganglia in vitro. Acta Biomater. 2021;131:302-13.
  152. Guldris N, Argibay B, Gallo J, Iglesias-Rey R, Carbó-Argibay E, Kolenko YV, et al. Magnetite nanoparticles for stem cell labeling with high efficiency and long-term in vivo tracking. Bioconjug Chem. 2016;28:362-70.
  153. Silva LH, Silva JR, Ferreira GA, Silva RC, Lima EC, Azevedo RB, et al. Labeling mesenchymal cells with DMSA-coated gold and iron oxide nanoparticles: assessment of biocompatibility and potential applications. J Nanobiotechnology. 2016;14:59.
  154. Xie Y, Liu W, Zhang B, Wang B, Wang L, Liu S, et al. Systematic intracelIular biocompatibility assessments of superparamagnetic iron oxide nanoparticles in human umbilical cord mesenchyme stem cells in testifying its reusability for inner cell tracking by MRI. J Biomed Nanotechnol. 2019;15:2179-92.
  155. Daya R, Xu C, Nguyen NT, Liu HH. Angiogenic hyaluronic acid hydrogels with curcumin-coated magnetic nanoparticles for tissue repair. ACS Appl Mater Interfaces. 2022;14:11051-67.
  156. Boitard C, Curcio A, Rollet AL, Wilhelm C, Menager C, Griffete N. Biological fate of magnetic protein-specific molecularly imprinted polymers: toxicity and degradation. ACS Appl Mater Interfaces. 2019;11:35556-65.
  157. Schneider MG, Azcona P, Campelo A, Massheimer V, Agotegaray M, Lassalle V. Magnetic nanoplatform with novel potential for the treatment of bone pathologies: drug loading and biocompatibility on blood and bone cells. IEEE Trans Nanobiosci. 2023;22:11-8.
  158. Carreira SC, Armstrong JP, Seddon AM, Perriman AW, Hartley-Davies R, Schwarzacher W. Ultra-fast stem cell labelling using cationised magnetoferritin. Nanoscale. 2016;8:7474-83.
  159. Bianco LD, Spizzo F, Yang Y, Greco G, Gatto ML, Barucca G, et al. Silk fibroin films with embedded magnetic nanoparticles: evaluation of the magneto-mechanical stimulation effect on osteogenic differentiation of stem cells. Nanoscale. 2022;14:14558-74.
  160. Pongrac IM, Radmilovic MD, Ahmed LB, Mlinaric H, Regul J, Skokic S, et al. D-mannose-coating of maghemite nanoparticles improved labeling of neural stem cells and allowed their visualization by ex vivo MRI after transplantation in the mouse brain. Cell Transplant. 2019;28:553-67.
  161. Taruno K, Kurita T, Kuwahata A, Yanagihara K, Enokido K, Katayose Y, et al. Multicenter clinical trial on sentinel lymph node biopsy using superparamagnetic iron oxide nanoparticles and a novel handheld magnetic probe. J Surg Oncol. 2019;120:1391-6.
  162. Sekino M, Kuwahata A, Ookubo T, Shiozawa M, Ohashi K, Kaneko M, et al. Handheld magnetic probe with permanent magnet and hall sensor for identifying sentinel lymph nodes in breast cancer patients. Sci Rep. 2018;8:1195.
  163. Vural V, Yilmaz OC. The Turkish SentiMAG feasibility trial: preliminary results. Breast Cancer. 2020;27:261-5.
  164. Karakatsanis A, Olofsson H, Stalberg P, Bergkvist L, Abdsaleh S, Warnberg F . Simplifying logistics and avoiding the unnecessary in patients with breast cancer undergoing sentinel node biopsy. A prospective feasibility trial of the preoperative injection of super paramagnetic iron oxide nanoparticles. Scand J Surg. 2018;107:130-7.
  165. Alvarado MD, Mittendorf EA, Teshome M, Thompson AM, Bold RJ, Gittleman MA. SentimagIC: a non-inferiority trial comparing superparamagnetic iron oxide versus technetium- 99 m and blue dye in the detection of axillary sentinel nodes in patients with early-stage breast cancer. Ann Surg Oncol. 2019;26:3510-6.
  166. Houpeau JL, Chauvet MP, Guillemin F, Bendavid-Athias C, Charitansky H, Kramar A, et al. Sentinel lymph node identification using superparamagnetic iron oxide particles versus radioisotope: The French Sentimag feasibility trial. J Surg Oncol. 2016;113:501-7.
  167. Karakatsanis A, Christiansen PM, Fischer L, Hedin C, Pistioli L, Sund , et al. The Nordic SentiMag trial: a comparison of super paramagnetic iron oxide (SPIO) nanoparticles versus Tc(99) and patent blue in the detection of sentinel node (SN) in patients with breast cancer and a meta-analysis of earlier studies. Breast Cancer Res Treat. 2016;157:281-94.
  168. Rubio IT, Rodriguez-Revuelto R, Espinosa-Bravo M, Siso C, Rivero J, Esgueva A. A randomized study comparing different doses of superparamagnetic iron oxide tracer for sentinel lymph node biopsy in breast cancer: the SUNRISE study. Eur J Surg Oncol. 2020;46:2195-201.
  169. Man V, Suen D, Kwong A. Use of superparamagnetic iron oxide (SPIO) versus conventional technique in sentinel lymph node detection
    for breast cancer: a randomised controlled trial. Ann Surg Oncol. 2023;30:3237-44.
  170. Aldenhoven L, Frotscher C, Korver-Steeman R, Martens MH, Kuburic D, Janssen A, et al. Sentinel lymph node mapping with superparamagnetic iron oxide for melanoma: a pilot study in healthy participants to establish an optimal MRI workflow protocol. BMC Cancer. 2022;22:1062.
  171. Birkhauser FD, Studer UE, Froehlich JM, Triantafyllou M, Bains LJ, Petralia G , et al. Combined ultrasmall superparamagnetic particles of iron oxide-enhanced and diffusion-weighted magnetic resonance imaging facilitates detection of metastases in normal-sized pelvic lymph nodes of patients with bladder and prostate cancer. Eur Urol. 2013;64:953-60.
  172. Muehe AM, Siedek F, Theruvath AJ, Seekins J, Spunt SL, Pribnow A, et al. Differentiation of benign and malignant lymph nodes in pediatric patients on ferumoxytol-enhanced PET/MRI. Theranostics. 2020;10:3612-21.
  173. Yilmaz A, Dengler MA, Kuip H, Yildiz H, Rosch S, Klumpp S, et al. Imaging of myocardial infarction using ultrasmall superparamagnetic iron oxide nanoparticles: a human study using a multi-parametric cardiovascular magnetic resonance imaging approach. Eur Heart J. 2013;34:462-75.
  174. Stirrat CG, Alam SR, MacGillivray TJ, Gray CD, Dweck MR, Dibb K, et al. Ferumoxytol-enhanced magnetic resonance imaging in acute myocarditis. Heart. 2018;104:300-5.
  175. Florian A, Ludwig A, Rösch S, Yildiz H, Sechtem U, Yilmaz A. Positive effect of intravenous iron-oxide administration on left ventricular remodelling in patients with acute ST-elevation myocardial infarction-a cardiovascular magnetic resonance (CMR) study. J Cardiovasc Magn Reson. 2014;173(2):184-9.
  176. Aoki T, Saito M, Koseki H, Tsuji K, Tsuji A, Murata K, et al. Investigators, macrophage imaging of cerebral aneurysms with ferumoxytol: an exploratory study in an animal model and in patients. J Stroke Cerebrovasc Dis. 2017;26:2055-64.
  177. Investigators MRS. Aortic wall inflammation predicts abdominal aortic aneurysm expansion, rupture, and need for surgical repair. Circulation. 2017;136:787-97.
  178. Khan S, Amin FM, Fliedner FP, Christensen CE, Tolnai D, Younis S, et al. Investigating macrophage-mediated inflammation in migraine using ultrasmall superparamagnetic iron oxide-enhanced 3T magnetic resonance imaging. Cephalalgia. 2019;39:1407-20.
  179. Aghighi M, Pisani L, Theruvath AJ, Muehe AM, Donig J, Khan R, et al. Ferumoxytol is not retained in kidney allografts in patients undergoing acute rejection. Mol Imaging Biol. 2018;20:139-49.
  180. Theruvath AJ, Nejadnik H, Muehe AM, Gassert F, Lacayo NJ, Goodman SB, et al. Tracking cell transplants in femoral osteonecrosis with magnetic resonance imaging: a proof-of-concept study in patients. Clin Cancer Res. 2018;24:6223-9.
  181. Guo X, Mao F, Wang W, Yang Y, Bai Z. Sulfhydryl-modified core/shell nanocomposite: synthesis and toxicity assessment in vitro. ACS Appl Mater Interfaces. 2015;7:14983-91.
  182. Bona KD, Xu Y, Gray M, Fair D, Hayles H, Milad L, et al. Short- and longterm effects of prenatal exposure to iron oxide nanoparticles: influence of surface charge and dose on developmental and reproductive toxicity. Int J Mol Sci. 2015;16:30251-68.
  183. Agotegaray MA, Campelo AE, Zysler RD, Gumilar F, Bras C, Gandini A, et al. Magnetic nanoparticles for drug targeting: from design to insights into systemic toxicity. Preclinical evaluation of hematological, vascular and neurobehavioral toxicology. Biomater Sci. 2017;5:772-83.

Publisher’s Note

Springer Nature remains neutral with regard to jurisdictional claims in published maps and institutional affiliations.

  1. Yu Qing Meng, Ya Nan Shi and Yong Ping Zhu contributed equally to this work.
    *Correspondence:
    Jun Zhe Zhang
    jzzhang@icmm.ac.cn
    Chong Qiu
    cqiu@icmm.ac.cn
    Ji Gang Wang
    jgwang@icmm.ac.cn
    Full list of author information is available at the end of the article