الطبقة الخارجية المتصلبة ضرورية لتحمل الطماطم للجفاف

النتائج

تطور وتركيب الإكسوديرميس المكسو بالسبيرين

إنزيمات التخليق الحيوي للسوبيرين والمنظمات النسخية

الشكل 1| يتم ترسيب السوبيرين في الإكسوديرميس في الطماطم ويتم تنظيمه بواسطة ABA. أ، تمثيل بياني (يسار) لعلم التشريح الجذري لـ S.lycopersicum (الصنف M82) (الإكسوديرميس مميز باللون الأصفر) وقطع عرضي تمثيلي (يمين) لجذر عمره 7 أيام ملون بـ FY. مقياس الرسم، . ب، مقاطع عرضية باستخدام مجهر الإلكترون الناقل لجذور عمرها 7 أيام تم الحصول عليها على بعد 1 مم من نقطة التقاء الجذر والهيبوكوتيل. الأعلى: طبقات البشرة (ep) والطبقة الخارجية (exo) والقشرة الداخلية (co). الأسفل: صورة مقربة للمنطقة المميزة (المنطقة المحددة بخطوط زرقاء منقطة)، تظهر وجود طبقات السوبيرين (SL). cw، جدار الخلية؛ pm، غشاء البلازما. ج، صبغة فلورول أصفر (FY) للسوبيرين في النوع البري.

أطلس جذور الطماطم على مستوى الخلية الواحدة لرسم خريطة الإكسوديرميس

الشكل 2 | يتم التعبير عن إنزيمات تخليق السوبرين في الطماطم والمنظم النسخي في الإكسوديرميس الناضج. أ، مخطط مبسط لمسار تخليق السوبرين. تشير المربعات إلى عائلات الجينات المعنية في كل خطوة من خطوات المسار (تشير الألوان الزرقاء والصفراء إلى الإنزيمات التخليقية والمنظمات النسخية، على التوالي). الجينات المستهدفة في هذه الدراسة محددة باللون الأحمر. TFs، عوامل النسخ؛ VLCFAs، الأحماض الدهنية ذات السلسلة الطويلة جداً. ب، مجموعات خلايا مفردة موصوفة من 3 سم من طرف جذر الطماطم معروضة بواسطة UMAP مدمج. R.C.، غطاء الجذر. Q.C.، المركز الساكن؛ col، العمود؛ procamb، بروكامبيوم. ج، UMAP للخلايا المعلنة من القشرة/الإندوديرميس/الإكسوديرميس التي تم استخراجها من الإسقاط العام وإعادة تضمينها. أ

إسقاط الجينات المرشحة يعطل ترسيب السوبرين

الشكل 3 | الأليلات الطافرة لفقدان الوظيفة للجينات المرشحة تعطل السوبيرين الخارجي في الطماطم. أ، ملخص رسومي للجذر الشعري (HR؛ . ريزوجينيس) فحص الطفرات. ب، ملخص لظواهر الطفرات للجينات المرشحة في الجذور الشعرية. الأعلى: مقاطع عرضية تمثيلية لأجزاء ناضجة من الجذور ملونة بالفلورول الأصفر. الأسفل: الكمية الإجمالية لإشارة الفلورول الأصفر عبر مقاطع عرضية متعددة (النوع البري ; راحة تشير الخط الأحمر إلى الفروق ذات الدلالة الإحصائية في شدة بكسل الفلورول الأصفر في الطفرة مقارنة بالنمط البري كما تم تحديده باستخدام تحليل التباين أحادي الاتجاه يليه اختبار توكي-كرامر بعد الاختبار. ); EV، متجه فارغ. تمثل مراكز مخطط الصندوق الوسيط بينما تمثل حدود الصندوق السفلية والعلوية النسبة المئوية 25 و 75، على التوالي. تمثل الشعيرات القيم الدنيا والعليا. تمثل النقاط عينات فردية. ج، صبغة فلورول الأصفر للسبيرين في نباتات النوع البري التي تبلغ من العمر 7 أيام (مكررة من الشكل 1 للرجوع إليها)، slmyb92-1 و slasft-1 المعالجة بـ

تغيير ترسيب السوبيرين يؤثر على استجابة نقص المياه

نقاش

تنظيم السوبرين في الإكسوديرم للطماطم بواسطة ABA يتماشى شكليًا مع ما يُلاحظ في الإندوديرم لجذر الأرابيدوبسيس، مع زيادة في كل من حجم ترسيب السوبرين ونسبة المنطقة المكسوة بالكامل بالسوبرين. على الرغم من التحديد المكاني المميز. على الأقل في حالة

طرق

المواد النباتية وظروف النمو

تحويل الطماطم

تحليل التعبير الجيني لجذور M82 تحت ضغط الجفاف والفيضانات

معالجة وتحليل بيانات تسلسل RNA للسكان تحت ظروف الجفاف ونقص المياه وخطوط الإدخال

توليد تراكيب كريسبر للطماطم

توليد بناء تقرير النسخ SIASFT الذي يقود GFP موضعي في النواة

توليد وتحليل الطفرات باستخدام كريسبر-كاس9

اختبار نقص المياه

اختبار ABA

تحليل شبكة التعبير المشترك

عزل البروتوبلاست وتسلسل RNA أحادي الخلية

الجينات المستحثة بواسطة البروتوبلاست

تحليل النسخ الجيني على مستوى الخلية الواحدة

تسمية تجمعات الخلايا المفردة

تحليل المسار

التحليل الهيستوكيميائي والتصويري

تحليل مونومر السوبيرين

ميكروسكوبية الإلكترون الناقل

بناء شجرة النشوء والتطور

الإحصائيات وإمكانية التكرار

ملخص التقرير

توفر البيانات

References

1. Baxter, I. et al. Root suberin forms an extracellular barrier that affects water relations and mineral nutrition in Arabidopsis. PLoS Genet. 5, e1000492 (2009).
2. Thomas, R. et al. Soybean root suberin: anatomical distribution, chemical composition, and relationship to partial resistance to Phytophthora sojae. Plant Physiol. 144, 299-311 (2007).
3. Barberon, M. et al. Adaptation of root function by nutrient-induced plasticity of endodermal differentiation. Cell 164, 447-459 (2016).
4. Molina, I., Li-Beisson, Y., Beisson, F., Ohlrogge, J. B. & Pollard, M. Identification of an Arabidopsis feruloyl-coenzyme A transferase required for suberin synthesis. Plant Physiol. 151, 1317-1328 (2009).
5. Serra, O. & Geldner, N. The making of suberin. New Phytol. https://doi.org/10.1111/nph. 18202 (2022).
6. Franke, R. et al. The DAISY gene from Arabidopsis encodes a fatty acid elongase condensing enzyme involved in the biosynthesis of aliphatic suberin in roots and the chalaza-micropyle region of seeds. Plant J. 57, 80-95 (2009).
7. Domergue, F. et al. Three Arabidopsis fatty acyl-coenzyme A reductases, FAR1, FAR4, and FAR5, generate primary fatty alcohols associated with suberin deposition. Plant Physiol. 153, 1539-1554 (2010).
8. Compagnon, V. et al. CYP86B1 is required for very long chain omega-hydroxyacid and alpha, omega -dicarboxylic acid synthesis in root and seed suberin polyester. Plant Physiol. 150, 1831-1843 (2009).
9. Höfer, R. et al. The Arabidopsis cytochrome P450 CYP86A1 encodes a fatty acid -hydroxylase involved in suberin monomer biosynthesis. J. Exp. Bot. 59, 2347-2360 (2008).
10. Beisson, F., Li, Y., Bonaventure, G., Pollard, M. & Ohlrogge, J. B. The acyltransferase GPAT5 is required for the synthesis of suberin in seed coat and root of Arabidopsis. Plant Cell 19, 351-368 (2007).
11. Gou, J.-Y., Yu, X.-H. & Liu, C.-J. A hydroxycinnamoyltransferase responsible for synthesizing suberin aromatics in Arabidopsis. Proc. Natl Acad. Sci. USA 106, 18855-18860 (2009).
12. Serra, O. et al. A feruloyl transferase involved in the biosynthesis of suberin and suberin-associated wax is required for maturation and sealing properties of potato periderm. Plant J. 62, 277-290 (2010).
13. Ursache, R. et al. GDSL-domain proteins have key roles in suberin polymerization and degradation. Nat. Plants 7, 353-364 (2021).
14. Shukla, V. et al. Suberin plasticity to developmental and exogenous cues is regulated by a set of MYB transcription factors. Proc. Natl Acad. Sci. USA 118, e2101730118 (2021).
15. Kosma, D. K. et al. AtMYB41 activates ectopic suberin synthesis and assembly in multiple plant species and cell types. Plant J. 80, 216-229 (2014).
16. Cohen, H., Fedyuk, V., Wang, C., Wu, S. & Aharoni, A. SUBERMAN regulates developmental suberization of the Arabidopsis root endodermis. Plant J. 102, 431-447 (2020).
17. Lashbrooke, J. et al. MYB107 and MYB9 homologs regulate suberin deposition in angiosperms. Plant Cell 28, 2097-2116 (2016).
18. Gou, M. et al. The MYB107 transcription factor positively regulates suberin biosynthesis. Plant Physiol. 173, 1045-1058 (2017).
19. Enstone, D. E., Peterson, C. A. & Ma, F. Root endodermis and exodermis: structure, function, and responses to the environment. J. Plant Growth Regul. 21, 335-351 (2002).
20. Perumalla, C. J., Peterson, C. A. & Enstone, D. E. A survey of angiosperm species to detect hypodermal Casparian bands. I. Roots with a uniseriate hypodermis and epidermis. Bot. J. Linn. Soc. 103, 93-112 (1990).
21. Barberon, M. The endodermis as a checkpoint for nutrients. New Phytol. 213, 1604-1610 (2017).
22. Geldner, N. The endodermis. Annu. Rev. Plant Biol. 64, 531-558 (2013).
23. Kajala, K. et al. Innovation, conservation, and repurposing of gene function in root cell type development. Cell 184, 3333-3348.e19 (2021).
24. Ron, M. et al. Hairy root transformation using Agrobacterium rhizogenes as a tool for exploring cell type-specific gene expression and function using tomato as a model. Plant Physiol. 166, 455-469 (2014).
25. Naseer, S. et al. Casparian strip diffusion barrier in Arabidopsis is made of a lignin polymer without suberin. Proc. Natl Acad. Sci. USA 109, 10101-10106 (2012).
26. Franke, R. et al. Apoplastic polyesters in Arabidopsis surface tissues-a typical suberin and a particular cutin. Phytochemistry 66, 2643-2658 (2005).
27. Kolattukudy, P. E., Kronman, K. & Poulose, A. J. Determination of structure and composition of suberin from the roots of carrot, parsnip, rutabaga, turnip, red beet, and sweet potato by combined gas-liquid chromatography and mass spectrometry. Plant Physiol. 55, 567-573 (1975).
28. Legay, S. et al. MdMyb93 is a regulator of suberin deposition in russeted apple fruit skins. New Phytol. 212, 977-991 (2016).
29. Gong, P. et al. Transcriptional profiles of drought-responsive genes in modulating transcription signal transduction, and biochemical pathways in tomato. J. Exp. Bot. 61, 3563-3575 (2010).
30. Eshed, Y., Abu-Abied, M., Saranga, Y. & Zamir, D. Lycopersicon esculentum lines containing small overlapping introgressions from L. pennellii. Theor. Appl. Genet. 83, 1027-1034 (1992).
31. Gur, A. et al. Yield quantitative trait loci from wild tomato are predominately expressed by the shoot. Theor. Appl. Genet. 122, 405-420 (2011).
32. Toal, T. W. et al. Regulation of root angle and gravitropism. G3 8, 3841-3855 (2018).
33. Langfelder, P. & Horvath, S. WGCNA: an R package for weighted correlation network analysis. BMC Bioinformatics 9, 559 (2008).
34. Du, H. et al. The evolutionary history of R2R3-MYB proteins across 50 eukaryotes: new insights into subfamily classification and expansion. Sci. Rep. 5, 11037 (2015).
35. Saelens, W., Cannoodt, R., Todorov, H. & Saeys, Y. A comparison of single-cell trajectory inference methods. Nat. Biotechnol. 37, 547-554 (2019).
36. Bucher, M., Schroeer, B., Willmitzer, L. & Riesmeier, J. W. Two genes encoding extensin-like proteins are predominantly expressed in tomato root hair cells. Plant Mol. Biol. 35, 497-508 (1997).
37. Bucher, M. et al. The expression of an extensin-like protein correlates with cellular tip growth in tomato. Plant Physiol. 128, 911-923 (2002).
38. Howarth, J. R., Parmar, S., Barraclough, P. B. & Hawkesford, M. J. A sulphur deficiency-induced gene, sdi1, involved in the utilization of stored sulphate pools under sulphur-limiting conditions has potential as a diagnostic indicator of sulphur nutritional status. Plant Biotechnol. J. 7, 200-209 (2009).
39. von Wirén, N. et al. Differential regulation of three functional ammonium transporter genes by nitrogen in root hairs and by light in leaves of tomato. Plant J. 21, 167-175 (2000).
40. Gómez-Ariza, J., Balestrini, R., Novero, M. & Bonfante, P. Cell-specific gene expression of phosphate transporters in mycorrhizal tomato roots. Biol. Fertil. Soils 45, 845-853 (2009).
41. Nieves-Cordones, M., Alemán, F., Martínez, V. & Rubio, F. The Arabidopsis thaliana HAK5 K+ transporter is required for plant growth and acquisition from low solutions under saline conditions. Mol. Plant 3, 326-333 (2010).
42. Jones, M. O. et al. The promoter from SIREO, a highly-expressed, root-specific Solanum lycopersicum gene, directs expression to cortex of mature roots. Funct. Plant Biol. 35, 1224-1233 (2008).
43. Ho-Plágaro, T., Molinero-Rosales, N., Fariña Flores, D., Villena Díaz, M. & García-Garrido, J. M. Identification and expression analysis of GRAS transcription factor genes involved in the control of arbuscular mycorrhizal development in tomato. Front. Plant Sci. 10, 268 (2019).
44. Li, P. et al. Spatial expression and functional analysis of Casparian strip regulatory genes in endodermis reveals the conserved mechanism in tomato. Front. Plant Sci. 9, 832 (2018).
45. Bouzroud, S. et al. Auxin Response Factors (ARFs) are potential mediators of auxin action in tomato response to biotic and abiotic stress (Solanum lycopersicum). PLoS ONE 13, eO193517 (2018).
46. Shahan, R. et al. A single-cell Arabidopsis root atlas reveals developmental trajectories in wild-type and cell identity mutants. Dev. Cell https://doi.org/10.1016/j.devcel.2022.01.008 (2022).
47. Andersen, T. G. et al. Tissue-autonomous phenylpropanoid production is essential for establishment of root barriers. Curr. Biol. 31, 965-977.e5 (2021).
48. Hosmani, P. S. et al. Dirigent domain-containing protein is part of the machinery required for formation of the lignin-based Casparian strip in the root. Proc. Natl Acad. Sci. USA 110, 14498-14503 (2013).
49. Calvo-Polanco, M. et al. Physiological roles of Casparian strips and suberin in the transport of water and solutes. New Phytol. 232, 2295-2307 (2021).
50. Beisson, F., Li-Beisson, Y. & Pollard, M. Solving the puzzles of cutin and suberin polymer biosynthesis. Curr. Opin. Plant Biol. 15, 329-337 (2012).
51. Zhu, J.-K. Salt and drought stress signal transduction in plants. Annu. Rev. Plant Biol. 53, 247-273 (2002).
52. Raghavendra, A. S., Gonugunta, V. K., Christmann, A. & Grill, E. ABA perception and signalling. Trends Plant Sci. 15, 395-401 (2010).
53. Gibbs, D. J. et al. AtMYB93 is a novel negative regulator of lateral root development in Arabidopsis. New Phytol. 203, 1194-1207 (2014).
54. Zimmermann, H. M., Hartmann, K., Schreiber, L. & Steudle, E. Chemical composition of apoplastic transport barriers in relation to radial hydraulic conductivity of corn roots (Zea mays L.). Planta 210, 302-311 (2000).
55. Steudle, E. Water uptake by roots: effects of water deficit. J. Exp. Bot. 51, 1531-1542 (2000).
56. Thompson, A. The new plants that could save us from climate change. Popular Mechanics https://www. popularmechanics.com/science/green-tech/a14000753/ the-plants-that-could-save-us-from-climate-change/ (2017).
57. Pillay, I. & Beyl, C. Early responses of drought-resistant and -susceptible tomato plants subjected to water stress. J. Plant Growth Regul. 9, 213-219 (1990).
58. Gur, A. & Zamir, D. Unused natural variation can lift yield barriers in plant breeding. PLoS Biol. 2, e245 (2004).
59. Holbein, J. et al. Root endodermal barrier system contributes to defence against plant-parasitic cyst and root-knot nematodes. Plant J. 100, 221-236 (2019).
60. Kashyap, A. et al. Induced ligno-suberin vascular coating and tyramine-derived hydroxycinnamic acid amides restrict Ralstonia solanacearum colonization in resistant tomato. New Phytol. 234, 1411-1429 (2022).
61. Salas-González, I. et al. Coordination between microbiota and root endodermis supports plant mineral nutrient homeostasis. Science 371, eabd0695 (2021).
62. To, A. et al. AtMYB92 enhances fatty acid synthesis and suberin deposition in leaves of Nicotiana benthamiana. Plant J. 103, 660-676 (2020).
63. Reynoso, M. A. et al. Evolutionary flexibility in flooding response circuitry in angiosperms. Science 365, 1291-1295 (2019).
64. Townsley, B. T., Covington, M. F., Ichihashi, Y., Zumstein, K. & Sinha, N. R. BrAD-seq: Breath Adapter Directional sequencing: a streamlined, ultra-simple and fast library preparation protocol for strand specific mRNA library construction. Front. Plant Sci. 6, 366 (2015).
65. Krueger, F. Trim Galore (Babraham Bioinformatics, 2012).
66. Bray, N. L., Pimentel, H., Melsted, P. & Pachter, L. Near-optimal probabilistic RNA-seq quantification. Nat. Biotechnol. 34, 525-527 (2016).
67. Bari, V. K. et al. CRISPR/Cas9-mediated mutagenesis of CAROTENOID CLEAVAGE DIOXYGENASE 8 in tomato provides resistance against the parasitic weed Phelipanche aegyptiaca. Sci. Rep. 9, 11438 (2019).
68. Karimi, M., Bleys, A., Vanderhaeghen, R. & Hilson, P. Building blocks for plant gene assembly. Plant Physiol. 145, 1183-1191 (2007).
69. Sade, N., Galkin, E. & Moshelion, M. Measuring Arabidopsis, tomato and barley leaf relative water content (RWC). Bio-Protocol 5, e1451-e1451 (2015).
70. Satija, R., Farrell, J. A., Gennert, D., Schier, A. F. & Regev, A. Spatial reconstruction of single-cell gene expression data. Nat. Biotechnol. 33, 495-502 (2015).
71. Ron, M. et al. Identification of novel loci regulating interspecific variation in root morphology and cellular development in tomato. Plant Physiol. 162, 755-768 (2013).
72. Scrucca, L., Fop, M., Murphy, T. B. & Raftery, A. E. mclust 5: clustering, classification and density estimation using Gaussian finite mixture models. R J. 8, 289-317 (2016).
73. Kremer, J. R., Mastronarde, D. N. & McIntosh, J. R. Computer visualization of three-dimensional image data using IMOD. J. Struct. Biol. 116, 71-76 (1996).

شكر وتقدير

مساهمات المؤلفين

المصالح المتنافسة

معلومات إضافية

الوصول المفتوح هذه المقالة مرخصة بموجب رخصة المشاع الإبداعي النسب 4.0 الدولية، التي تسمح بالاستخدام والمشاركة والتكيف والتوزيع وإعادة الإنتاج بأي وسيلة أو صيغة، طالما أنك تعطي الائتمان المناسب للمؤلفين الأصليين والمصدر، وتوفر رابطًا لرخصة المشاع الإبداعي، وتوضح إذا ما تم إجراء تغييرات. الصور أو المواد الأخرى من طرف ثالث في هذه المقالة مشمولة في رخصة المشاع الإبداعي الخاصة بالمقالة، ما لم يُشار إلى خلاف ذلك في سطر الائتمان للمواد. إذا لم تكن المادة مشمولة في رخصة المشاع الإبداعي الخاصة بالمقالة وكان استخدامك المقصود غير مسموح به بموجب اللوائح القانونية أو يتجاوز الاستخدام المسموح به، فسيتعين عليك الحصول على إذن مباشرة من صاحب حقوق الطبع والنشر. لعرض نسخة من هذه الرخصة، قم بزيارةhttp://creativecommons. org/licenses/by/4.0/.
© المؤلف(ون) 2024

الشكل البياني الموسع الأليلات الطافرة المشتقة من R.rhizogenes التي تفقد الوظيفة للجينات المرشحة لديها ترسب غير كافٍ للسبيرين. (أ) تحليل موسع لظواهر الطفرات للجينات المرشحة في الجذور الشعرية (HR). متوسط إشارة الفلورول الأصفر عبر مقاطع عرضية متعددة (النوع البري ; استراحة ). الخط الأحمر يشير إلى فرق ذو دلالة إحصائية ( ) في شدة بكسل الفلورول الأصفر في الطفرة مقابل النوع البري كما تم تحديده باستخدام تحليل التباين الأحادي (ANOVA) متبوعًا باختبار توكي-كرامر بعد الاختبار. في معظم الحالات، تم تحليل خطين HR تم إنشاؤهما بشكل مستقل، كما هو موضح في الرسم البياني. (ب) متوسط إنزيمات تخليق السوبيرين وعوامل النسخ المنظمة لتخليق السوبيرين. الأحماض: الأحماض الدهنية؛ الكحوليات: الكحوليات الأولية؛ -OH: -أحماض دهنية هيدروكسيلية؛ DCA: حمض دهني ثنائي الكربوكسيل؛ العطرية: مشتقات الفيرولات والكومارات. أشرطة الخطأ: الانحراف المعياري. الحروف تشير إلى الفروق المعنوية (تحليل التباين الأحادي متبوعًا باختبار توكي-كرامر بعد الاختبار، علاج ABA لمدة 48 ساعة) لا تعيد السوبرين إلى مستويات النوع البري بواسطة صبغة الفلورو الأصفر في خطوط slmyb41 و slmyb92 و slmyb63. لا يمكن مقارنة متوسط كثافات البكسل بين المخططات A و D حيث تم التقاطها تحت إعدادات ليزر مختلفة. وفرة و (ج) تركيب المونومر للمتغيرات الناتجة عن R. rhizogenes من

الشكل 7 من البيانات الموسعة | ضعف ترسيب السوبيرين في الأليلات myb92-2 و asft-2 وتأثيرها على الاستجابة لـ ABA. صبغة فلورول أصفر (FY) للسوبيرين في النوع البري (مكرر من الشكل 1 للرجوع إليه)، نباتات myb92-2 و asft-2 المعالجة بالتحكم أو .

الشكل البياني الممتد 8 | طول الجذر لا يتأثر بشكل كبير بعلاج ABA. مخطط الصندوق لطول الجذر الكلي لنباتات النوع البري التي تبلغ من العمر 7 أيام والمعالجة بالعلاج الوهمي أو مابا لـ لم تجد تحليل ANOVA أحادي الاتجاه أي اختلافات ذات دلالة إحصائية.

الشكل البياني الموسع 9 | قمة اللجنين القطبية في الإكسوديرميس غير متأثرة في طفرات الجذور الشعرية myb41 و myb63 و myb92. أ. مقطع عرضي من الجذر الشعري الضابط ملون بالفوشين الأساسي. ب. مقطع عرضي من طافح الجذور الشعرية

ملطخة بالفوشين الأساسي. ج. مقطع عرضي لطفرات الجذر الشعري myb63 ملطخة بالفوشين الأساسي. د. مقطع عرضي لـ جذر شعري متحور ملون بالفوشين الأساسي. قضبان القياس .

الشكل البياني الممتد 10 | ترسيب السوبيرين في جذور ناضجة من النوع البري، myb92-1، و asft-1. مقاطع عرضية تمثيلية من الأجزاء الناضجة للجذور ملونة بالفلورول الأصفر (FY) لنباتات عمرها شهر واحد تعرضت لمدد من المياه الكافية (WS) وقيود المياه (WL) لمدة 10 أيام (الطرق).

محفظة الطبيعة

ملخص التقرير

الإحصائيات

البرمجيات والشيفرة

بيانات

• رموز الانضمام، معرفات فريدة، أو روابط ويب لمجموعات البيانات المتاحة للجمهور
• وصف لأي قيود على توفر البيانات
• بالنسبة لمجموعات البيانات السريرية أو بيانات الطرف الثالث، يرجى التأكد من أن البيان يتماشى مع سياستنا

مشاركون في الأبحاث البشرية

التقارير المتخصصة في المجال

تصميم دراسة العلوم الحياتية

التقارير عن مواد وأنظمة وطرق محددة

المواد والأنظمة التجريبية		طرق
غير متوفر	مشارك في الدراسة	غير متوفر	مشارك في الدراسة
إكس
	علم الحفريات وعلم الآثار		تصوير الأعصاب باستخدام الرنين المغناطيسي
شر	البحث ذو الاستخدام المزدوج الذي يثير القلق

A suberized exodermis is required for tomato drought tolerance

Results

Development and composition of the suberized exodermis

Suberin biosynthetic enzymes and transcriptional regulators

Fig. 1| Suberin is deposited in the tomato exodermis and is regulated by ABA. a, Graphical representation (left) of S.lycopersicum (cv. M82) root anatomy (the exodermis is highlighted in yellow) and representative cross-section (right) of a 7-day-old root stained with FY. Scale bar, . b, Transmission electron microscopy cross-sections of 7-day-old roots obtained at 1 mm from the root-hypocotyljunction. Top: the epidermal (ep), exodermal (exo) and inner cortex (co) layers. Bottom: a close-up of the featured region (zone defined with blue dotted lines), showing the presence of suberin lamellae (SL). cw, cell wall; pm, plasma membrane. c, Fluorol yellow (FY) staining for suberin in wild-type

A single-cell tomato root atlas to map the exodermis

Fig. 2 | The tomato suberin biosynthetic enzymes and transcriptional regulator are expressed in the mature exodermis. a, Simplified diagram of the suberin biosynthesis pathway. Boxes indicate gene families involved in each step of the pathway (blue and yellow indicate biosynthetic enzymes and transcriptional regulators, respectively). Genes targeted in this study are outlined in red. TFs, transcription factors; VLCFAs, very-long-chain fatty acids. b, Annotated single-cell clusters from 3 cm of the tomato root tip displayed by an integrated UMAP. R.C., root cap. Q.C., quiescent centre; col, columella; procamb, procambium.c, UMAP of cortex/endodermis/exodermis-annotated cells that were extracted from the general projection and re-embedded. A

Knockout of candidate genes disrupt suberin deposition

Fig. 3 | Loss-of-function mutant alleles of candidate genes disrupt exodermal suberization in tomato. a, Graphical summary of the hairy root (HR; . rhizogenes) mutant screen. b, Summary of mutant phenotypes of candidate genes in hairy roots. Top: representative cross-sections of mature portions of the roots stained with fluorol yellow. Bottom: overall quantification of the fluorol yellow signal across multiple cross-sections (wild-type ; rest ). Red line indicates statistically significant differences in fluorol yellow pixel intensity in the mutant versus wild type as determined with a one-way ANOVA followed by a Tukey-Kramer post hoc test ( ); EV, empty vector. Box plot centres depict the median while the bottom and top box limits depict the 25th and 75th percentile, respectively. Whiskers represent minima and maxima. Dots depict individual samples. c, Fluorol yellow staining for suberin in 7-day-old wild-type (repeated from Fig. 1 for reference), slmyb92-1 and slasft-1 plants treated with

Impaired suberin deposition alters water limitation response

Discussion

ABA-mediated regulation of tomato exodermal suberization is morphologically consistent with what is observed in the Arabidopsis root endodermis, with an increase in both the magnitude of suberin deposition and the proportion of the completely suberized zone , despite the distinct spatial localization. At least in the case of the

Methods

Plant material and growth conditions

Tomato transformation

Transcriptome profiling of M82 roots under drought and waterlogging stress

RNA-seq data processing and analysis for drought, water deficit and introgression line population

Generation of tomato CRISPR constructs

Generation of the SIASFT transcriptional reporter construct driving a nuclear-localized GFP

CRISPR-Cas9 mutant generation and analysis

Water-deficit assay