تحتوي الآليات التي تتوسطها الميكروبات على أساس تراكم الكربون في التربة من خلال الزراعة المستدامة تحت ارتفاع درجات الحرارة لعقد من الزمن

النتائج

زراعة الحفظ زادت من الكربون العضوي في التربة من خلال التوسط في تأثير الاحترار على خصائص التربة والنبات.

تم فرض تسخين حقول التجارب تحت الزراعة المحافظة أو التقليدية تجريبيًا لمدة 10 سنوات باستخدام الأشعة تحت الحمراء.

أدى الاحترار إلى تحفيز كفاءة نمو الميكروبات وتراكم الكربون من الكتلة الحيوية الفطرية تحت الزراعة المستدامة

سرع الاحترار دوران المجتمع الفطري الزمني وتباينه تحت الزراعة المستدامة

الشكل 2 | آثار الاحترار على CUE الميكروبي في التربة، والنمو، والتنفس، واستيعاب الكربون والنخر على مدى عشر سنوات اعتمادًا على أنظمة الإدارة. أ متوسط CUE الميكروبي، والنمو، والتنفس واستيعاب الكربون في ستة تواريخ أخذ عينات على مدى 10 سنوات. تغيرات في حجم تأثير الاحترار على CUE الميكروبي، والنمو، والتنفس و الاستيعاب مع مرور الوقت (2010-2020) للزراعة المستدامة والتقليدية. متوسط كربون النخر الميكروبي وتغير في آثار الاحترار على النخر مع مرور الوقت (2010-2020) اعتمادًا على أنظمة الإدارة. تشير الحروف إلى اختلافات ذات دلالة بين المدفأة والتحكم تحت نظامي الإدارة. تمثل الأعمدة المتوسط s.e.m. ( عينات التربة المستقلة لكل معالجة). تم إجراء التحليل الإحصائي باستخدام ANOVA للقياسات المتكررة

الشكل 3 | الديناميات الزمنية للميكروبيوم التربة. أ أحجام التأثيرات للاحتباس الحراري على الوفرة النسبية لمجموعات الميكروبات الرئيسية بناءً على نماذج التأثيرات المختلطة الخطية. يتم تقديم البيانات كمتوسط s.e.m. لأحجام التأثير المقدرة. تعتمد الأهمية الإحصائية على اختبارات والد النوع الثاني X2 (ذو جانبين) ( عينات التربة المزدوجة لكل إدارة)؛ التغيرات غير المهمة تشير إليها النقاط الرمادية. علاقات تدهور الزمن لمجتمعات البكتيريا والفطريات لجميع العلاجات و(ج) التغيرات الزمنية في اختلافات المجتمع الميكروبي بين التربة المدفأة وتربة التحكم تحت الزراعة المحافظة والزراعة التقليدية. تم استخدام نموذج الانحدار الخطي مع اختبار ذو جانبين للتحليل الإحصائي، وتم استخدام R المعدل -مربع. يتم الإشارة إلى العلاقات بخطوط صلبة و

الشكل 4 | تأثير الاحترار على وظائف التمثيل الغذائي للكربون للميكروبات التربة اعتمادًا على الإدارة في المراحل المبكرة والمتأخرة. أ تأثير الاحترار على المسارات المتعلقة بنمو الميكروبات تحت نظامين إداريين بناءً على قاعدة بيانات KEGG. تم تقديم المسارات التي تغيرت بشكل كبير فقط بين التربة المدفأة وتربة التحكم تحت كل إدارة هنا. تأثير الاحترار على الوفرة النسبية لجينات التمثيل الغذائي للكربوهيدرات تحت نظامين

اعتمدت تأثيرات الاحترار على وظائف الميكروبات المتعلقة بنمو الميكروبات على الإدارة

تراكم SOC كدالة لتوافر الركيزة الناتج عن الاحترار، المجتمع الميكروبي والخصائص الفسيولوجية

نقاش

تعد دراسات دوران المجتمع الميكروبي في التربة وخصائص الميكروبات الفسيولوجية على مر الزمن استجابةً لتغير المناخ أمرًا حيويًا لـ

الاستجابة للاحتباس الحراري في المراعي وغابة . تحتاج الفطريات إلى كربون أكبر من البكتيريا وعادة ما تكون الأولى في استخدام إدخالات الكربون النباتية تحت الأرض . وبالتالي، فإن النمو الفطري السريع وتغيرات المجتمع الفطري، المدفوعة بزيادة مدخلات الكربون من النباتات، هي عوامل رئيسية في التغيرات الزمنية في المجتمع تحت الزراعة المستدامة مع ارتفاع درجات الحرارة. كان لتوفر الركيزة الأكبر بسبب زيادة مدخلات الكربون من النباتات تأثير مباشر على تركيب المجتمع الفطري، كما تدعمه التغيرات الملحوظة في سلالة الفطريات (الشكل 5 أ-ج). من بين مختلف الفئات الفطرية، تم الإبلاغ عن زيادة Ascomycota سابقًا مع ارتفاع درجات الحرارة. ، أوضح أكبر تباين في المجتمعات الفطرية الكلية (الشكل التوضيحي التكميلي 6). كفطريات غنية بالمغذيات، فإن Ascomycota عمومًا -استراتيجيون يستخدمون مصادر الكربون المتقلبة بكفاءة من أجل الأيض السريع والنمو والتكاثر استجابةً لزيادة توفر الركيزة، قد يكون لهذه الفطريات وقت جيل أقصر، مما يؤدي إلى زيادة عدد الأجيال في وحدة الزمن. لذلك، نفترض أن الاحترار لعب دورًا في دفع التباين الزمني للفطريات، كما يتضح من زيادة الفروق بين المواقع المدفأة وغير المدفأة تحت الزراعة المستدامة (الشكل 3ب). في المقابل، أوضحت البكتيريا الحمضية أكبر تباين لمجتمعات البكتيريا (الشكل التكميلي 6). يتميز هذا المجموعة بخصائص أوليغوتروفية، مما يعني أنها تزدهر في البيئات ذات المغذيات المنخفضة. وترتبط ارتباطًا وثيقًا بانخفاضات في التمعدن الصافي للنيتروجين بسبب انخفاض توفر الركيزة الناتج عن جفاف التربة لذلك، قد يُعزى التغير الزمني الأبطأ لمجتمعات البكتيريا إلى وجود نسبة كبيرة من البكتيريا غير النشطة (الخاملة أو بطيئة النمو) في التربة الأكثر دفئًا وجفافًا. تشير هذه النتائج إلى أن التعديلات الفسيولوجية الميكروبية التي اختارت سلالات ميكروبية كانت أكثر تكيفًا مع تغير الظروف الميكروكليماتية للتربة وتوافر الركيزة مع مرور الوقت.

طرق

موقع التجربة والتصميم

القياسات الميدانية، أخذ عينات التربة والتحليلات

عينات التربة تم جمع عينات التربة (بعمق) كل عامين بعد حصاد القمح الشتوي من 2010 إلى 2020. تم أخذ خمسة أنوية من التربة السطحية بشكل عشوائي من كل قطعة أرض وتم دمجها كعينة واحدة لكل قطعة. ثم تم تمرير العينات المجمعة من التربة عبر منخل بفتحات 2 مم لإزالة الجذور المرئية والحصى. تم تقسيم العينة إلى 3 أجزاء فرعية-

استخراج الحمض النووي وتسلسل الأمبليكون

تسلسل الميتاجينوم وتحليل البيانات

كفاءة استخدام الكربون الميكروبي

الكتلة الحيوية الميكروبية تحليل

مدخلات الكربون من الكتلة الحيوية للجذور والإفرازات

التحليلات الإحصائية

ملخص التقرير

توفر البيانات

توفر الشيفرة

References

1. Schmidt, M. W. et al. Persistence of soil organic matter as an ecosystem property. Nature 478, 49-56 (2011).
2. Lehmann, J. & Kleber, M. The contentious nature of soil organic matter. Nature 528, 60-68 (2015).
3. Sanderman, J., Hengl, T. & Fiske, G. J. Soil carbon debt of 12,000 years of human land use. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 114, 9575-9580 (2017).
4. Lal, R., Follett, R. F., Stewart, B. A. & Kimble, J. M. Soil carbon sequestration to mitigate climate change and advance food security. Soil Sci. 172, 943-956 (2007).
5. Paustian, K. et al. Climate-smart soils. Nature 532, 49-57 (2016).
6. Bossio, D. et al. The role of soil carbon in natural climate solutions. Nat. Sustain. 3, 391-398 (2020).
7. Davidson, E. A. & Janssens, I. A. Temperature sensitivity of soil carbon decomposition and feedbacks to climate change. Nature 440, 165-173 (2006).
8. Crowther, T. W. et al. Quantifying global soil carbon losses in response to warming. Nature 540, 104-108 (2016).
9. Chappell, A., Baldock, J. & Sanderman, J. The global significance of omitting soil erosion from soil organic carbon cycling schemes. Nat. Clim. Change 6, 187-191 (2016).
10. Powlson, D. S. et al. Limited potential of no-till agriculture for climate change mitigation. Nat. Clim. Change 4, 678-683 (2014).
11. Kan, Z. R. et al. Mechanisms of soil organic carbon stability and its response to no-till: a global synthesis and perspective. Glob. Change Biol. 28, 693-710 (2022).
12. Pittelkow, C. M. et al. Productivity limits and potentials of the principles of conservation agriculture. Nature 517, 365-368 (2015).
13. Neufeldt, H., Kissinger, G. & Alcamo, J. No-till agriculture and climate change mitigation. Nat. Clim. Change 5, 488-489 (2015).
14. Wittwer, R. A. et al. Organic and conservation agriculture promote ecosystem multifunctionality. Sci. Adv. 7, eabg6995 (2021).
15. Qi, J.-Y. et al. Effects of long-term tillage regimes on the vertical distribution of soil iron/aluminum oxides and carbon decomposition in rice paddies. Sci. Total Environ. 776, 145797 (2021).
16. Karhu, K. et al. Temperature sensitivity of soil respiration rates enhanced by microbial community response. Nature 513, 81-84 (2014).
17. Lugato, E., Lavallee, J. M., Haddix, M. L., Panagos, P. & Cotrufo, M. F. Different climate sensitivity of particulate and mineral-associated soil organic matter. Nat. Geosci. 14, 295-300 (2021).
18. Kpemoua, T. P. et al. Are carbon-storing soils more sensitive to climate change? A laboratory evaluation for agricultural temperate soils. Soil Biol. Biochem. 183, 109043 (2023).
19. Allison, S. D., Wallenstein, M. D. & Bradford, M. A. Soil-carbon response to warming dependent on microbial physiology. Nat. Geosci. 3, 336-340 (2010).
20. Frey, S. D., Lee, J., Melillo, J. M. & Six, J. The temperature response of soil microbial efficiency and its feedback to climate. Nat. Clim. Change 3, 395-398 (2013).
21. Hagerty, S. B. et al. Accelerated microbial turnover but constant growth efficiency with warming in soil. Nat. Clim. Change 4, 903-906 (2014).
22. García-Palacios, P. et al. Evidence for large microbial-mediated losses of soil carbon under anthropogenic warming.Nat. Rev. Earth Environ. 2, 507-517 (2021).
23. Malik, A. A. et al. Land use driven change in soil ph affects microbial carbon cycling processes. Nat. Commun. 9, 3591 (2018).
24. Tao, F. et al. Microbial carbon use efficiency promotes global soil carbon storage. Nature 618, 981-985 (2023).
25. Cotrufo, M. F., Wallenstein, M. D., Boot, C. M., Denef, K. & Paul, E. The microbial efficiency-matrix stabilization (mems) framework integrates plant litter decomposition with soil organic matter stabilization: do labile plant inputs form stable soil organic matter? Glob. Change Biol. 19, 988-995 (2013).
26. Liang, C., Schimel, J. P. & Jastrow, J. D. The importance of anabolism in microbial control over soil carbon storage. Nat. Microbiol. 2, 17105 (2017).
27. Domeignoz-Horta, L. A. et al. Microbial diversity drives carbon use efficiency in a model soil. Nat. Commun. 11, 3684 (2020).
28. Tian, W. et al. Thermal adaptation occurs in the respiration and growth of widely distributed bacteria. Glob. Change Biol. 28, 2820-2829 (2022).
29. Alster, C. J., Robinson, J. M., Arcus, V. L. & Schipper, L. A. Assessing thermal acclimation of soil microbial respiration using macromolecular rate theory. Biogeochemistry 158, 131-141 (2022).
30. Söllinger, A. et al. Down-regulation of the bacterial protein biosynthesis machinery in response to weeks, years, and decades of soil warming. Sci. Adv. 8, eabm3230 (2022).
31. Domeignoz-Horta, L. A. et al. Substrate availability and not thermal acclimation controls microbial temperature sensitivity response to long-term warming. Glob. Change Biol. 29, 1574-1590 (2023).
32. Li, J. et al. Reduced carbon use efficiency and increased microbial turnover with soil warming. Glob. Change Biol. 25, 900-910 (2019).
33. Wang, N. et al. Effects of climate warming on carbon fluxes in grasslands-a global meta-analysis. Glob. Change Biol. 25, 1839-1851 (2019).
34. Chang, R. et al. Soil organic carbon becomes newer under warming at a permafrost site on the tibetan plateau. Soil Biol. Biochem. 152, 108074 (2021).
35. Feng, X. & Wang, S. Plant influences on soil microbial carbon pump efficiency. Glob. Change Biol. 29, 3854-3856 (2023).
36. Dove, N. C., Torn, M. S., Hart, S. C. & Tas, N. Metabolic capabilities mute positive response to direct and indirect impacts of warming throughout the soil profile. Nat. Commun. 12, 2089 (2021).
37. Nottingham, A. T. et al. Microbial responses to warming enhance soil carbon loss following translocation across a tropical forest elevation gradient. Ecol. Lett. 22, 1889-1899 (2019).
38. Six, J., Frey, S. D., Thiet, R. K. & Batten, K. M. Bacterial and fungal contributions to carbon sequestration in agroecosystems. Soil Sci. Soc. Am. J. 70, 555-569 (2006).
39. Buckeridge, K. M., Creamer, C. & Whitaker, J. Deconstructing the microbial necromass continuum to inform soil carbon sequestration. Funct. Ecol. 36, 1396-1410 (2022).
40. Malik, A. A. et al. Soil fungal: bacterial ratios are linked to altered carbon cycling. Front. Microbiol. 7, 1247 (2016).
41. Strickland, M. S. & Rousk, J. Considering fungal: bacterial dominance in soils-methods, controls, and ecosystem implications. Soil Biol. Biochem. 42, 1385-1395 (2010).
42. Yang, Y. et al. Fungi determine increased soil organic carbon more than bacteria through their necromass inputs in conservation tillage croplands. Soil Biol. Biochem. 167, 108587 (2022).
43. Jansson, J. K. & Hofmockel, K. S. Soil microbiomes and climate change. Nat. Rev. Microbiol. 18, 35-46 (2020).
44. Ding, X. L. et al. Warming increases microbial residue contribution to soil organic carbon in an alpine meadow. Soil Biol. Biochem. 135, 13-19 (2019).
45. Ullah, M. R., Carrillo, Y. & Dijkstra, F. A. Drought-induced and seasonal variation in carbon use efficiency is associated with fungi: bacteria ratio and enzyme production in a grassland ecosystem. Soil Biol. Biochem. 155, 108159 (2021).
46. Tian, J. et al. Microbial metabolic response to winter warming stabilizes soil carbon. Glob. Change Biol. 27, 2011-2028 (2021).
47. Sauvadet, M. et al. High carbon use efficiency and low priming effect promote soil c stabilization under reduced tillage. Soil Biol. Biochem. 123, 64-73 (2018).
48. Zhou, R. et al. Microbial necromass in cropland soils: a global metaanalysis of management effects. Glob. Change Biol. 29, 1998-2014 (2023).
49. Sinsabaugh, R. L., Manzoni, S., Moorhead, D. L. & Richter, A. Carbon use efficiency of microbial communities: Stoichiometry, methodology and modelling. Ecol. Lett. 16, 930-939 (2013).
50. Bradford, M. A. et al. Managing uncertainty in soil carbon feedbacks to climate change. Nat. Clim. Change 6, 751-758 (2016).
51. Zhang, Q., Qin, W., Feng, J. & Zhu, B. Responses of soil microbial carbon use efficiency to warming: review and prospects.Soil Ecol. Lett. 4, 307-318 (2022).
52. Phillips, R. P., Erlitz, Y., Bier, R. & Bernhardt, E. S. New approach for capturing soluble root exudates in forest soils. Funct. Ecol. 22, 990-999 (2008).
53. Yin, H. et al. Enhanced root exudation stimulates soil nitrogen transformations in a subalpine coniferous forest under experimental warming. Glob. Change Biol. 19, 2158-2167 (2013).
54. Spohn, M., Klaus, K., Wanek, W. & Richter, A. Microbial carbon use efficiency and biomass turnover times depending on soil depth-implications for carbon cycling. Soil Biol. Biochem. 96, 74-81 (2016).
55. Zheng, Q. et al. Growth explains microbial carbon use efficiency across soils differing in land use and geology. Soil Biol. Biochem. 128, 45-55 (2019).
56. Zhang, X. & Amelung, W. Gas chromatographic determination of muramic acid, glucosamine, mannosamine, and galactosamine in soils. Soil Biol. Biochem. 28, 1201-1206 (1996).
57. Guo, X. et al. Climate warming leads to divergent succession of grassland microbial communities. Nat. Clim. Change 8, 813-818 (2018).
58. Paustian, K. et al. Quantifying carbon for agricultural soil management: From the current status toward a global soil information system. Carbon Manag. 10, 567-587 (2019).
59. Kivlin, S. N. & Hawkes, C. V. Spatial and temporal turnover of soil microbial communities is not linked to function in a primary tropical forest. Ecology 101, e02985 (2020).
60. Zhang, B. et al. Soil microbial community dynamics over a maize (zea mays l.) growing season under conventional- and no-tillage practices in a rainfed agroecosystem. Soil. Res. 124, 153-160 (2012).
61. Zhou, J. et al. Microbial mediation of carbon-cycle feedbacks to climate warming. Nat. Clim. Change 2, 106-110 (2011).
62. Averill, C., Cates, L. L., Dietze, M. C. & Bhatnagar, J. M. Spatial vs. Temporal controls over soil fungal community similarity at continental and global scales. ISME J. 13, 2082-2093 (2019).
63. Koch, B. J. et al. Estimating taxon-specific population dynamics in diverse microbial communities. Ecosphere 9, e02090 (2018).
64. Martinović, T. et al. Temporal turnover of the soil microbiome composition is guild-specific. Ecol. Lett. 24, 2726-2738 (2021).
65. Asemaninejad, A., Thorn, R. G., Branfireun, B. A. & Lindo, Z. Climate change favours specific fungal communities in boreal peatlands. Soil Biol. Biochem. 120, 28-36 (2018).
66. Ling, N., Wang, T. & Kuzyakov, Y. Microbiome of the rhizosphere: from structure to functions. Nat. Commun. 13, 836 (2022).
67. Deng, Y. et al. Elevated carbon dioxide accelerates the spatial turnover of soil microbial communities. Glob. Change Biol. 22, 957-964 (2015).
68. Fierer, N., Bradford, M. A. & Jackson, R. B. Toward an ecological classification of soil bacteria. Ecology 88, 1354-1364 (2007).
69. Lennon, J. T. & Jones, S. E. Microbial seed banks: the ecological and evolutionary implications of dormancy. Nat. Rev. Microbiol. 9, 119-130 (2011).
70. Liang, C., Amelung, W., Lehmann, J. & Kastner, M. Quantitative assessment of microbial necromass contribution to soil organic matter. Glob. Change Biol. 25, 3578-3590 (2019).
71. Hannula, S. & Morriën, E. Will fungi solve the carbon dilemma? Geoderma 413, 115767 (2022).
72. Ding, X. L., Liang, C., Zhang, B., Yuan, Y. R. & Han, X. Z. Higher rates of manure application lead to greater accumulation of both fungal and bacterial residues in macroaggregates of a clay soil. Soil Biol. Biochem. 84, 137-146 (2015).
73. Hou, R., Ouyang, Z., Wilson, G. V., Li, Y. & Li, H. Response of carbon dioxide emissions to warming under no-till and conventional till systems. Soil Sci. Soc. Am. J. 78, 280-289 (2013).
74. Jones, D. L. & Willett, V. B. Experimental evaluation of methods to quantify dissolved organic nitrogen (don) and dissolved organic carbon (doc) in soil. Soil Biol. Biochem. 38, 991-999 (2006).
75. Frostegård, Å., Tunlid, A. & Bååth, E. Microbial biomass measured as total lipid phosphate in soils of different organic content. J. Microbiol. Methods 14, 151-163 (1991).
76. Yusoff, M. Z. M. et al. Influence of pretreated activated sludge for electricity generation in microbial fuel cell application. Bioresour. Technol. 145, 90-96 (2013).
77. Edgar, R. C., Haas, B. J., Clemente, J. C., Quince, C. & Knight, R. Uchime improves sensitivity and speed of chimera detection. Bioinformatics 27, 2194-2200 (2011).
78. Li, D., Liu, C.-M., Luo, R., Sadakane, K. & Lam, T.-W. Megahit: an ultrafast single-node solution for large and complex metagenomics assembly via succinct de bruijn graph. Bioinformatics 31, 1674-1676 (2015).
79. Buchfink, B., Xie, C. & Huson, D. H. Fast and sensitive protein alignment using diamond. Nat. Methods 12, 59-60 (2015).
80. Morse, N. et al. Plant-microbe interactions drive denitrification rates, dissolved nitrogen Removal, and the abundance of denitrification genes in stormwater control measures. Environ. Sci. Technol. 52, 9320-9329 (2018).
81. Schroeder, J., Kammann, L., Helfrich, M., Tebbe, C. C. & Poeplau, C. Impact of common sample pre-treatments on key soil microbial properties. Soil Biol. Biochem 160, 108321 (2018).
82. Shen, X., Yang, F., Xiao, C. & Zhou, Y. Increased contribution of root exudates to soil carbon input during grassland degradation. Soil Biol. Biochem. 146, 107817 (2020).
83. Warton, D. I., Wright, I. J., Falster, D. S. & Westoby, M. Bivariate linefitting methods for allometry. Biol. Rev. 81, 259-291 (2006).
84. Wu, L. et al. Reduction of microbial diversity in grassland soil is driven by long-term climate warming. Nat. Microbiol. 7, 1054-1062 (2022).
85. Curtis, P. S. & Wang, X. A meta-analysis of elevated effects on woody plant mass, form, and physiology. Oecologia 113, 299-313 (1998).

شكر وتقدير

مساهمات المؤلفين

المصالح المتنافسة

معلومات إضافية

معلومات إعادة الطبع والتصاريح متاحة على

Microbially mediated mechanisms underlie soil carbon accrual by conservation agriculture under decade-long warming

Results

Conservation agriculture increased SOC by mediating the effect of warming on soil and plant properties

Warming the field plots under conservation or conventional agriculture was experimentally imposed for 10 years using infrared

Warming stimulated microbial growth efficiency and fungal necromass carbon accumulation under conservation agriculture

Warming accelerated fungal community temporal turnover and its divergence under conservation agriculture

Fig. 2 | Effects of warming on soil microbial CUE, growth, respiration, C uptake and necromass over ten years depending on management systems. a Average microbial CUE, growth, respiration and C uptake on six sampling dates over 10 years. Shifts in the effect size of warming on microbial CUE, growth, respiration and uptake over time (2010-2020) for conservation and conventional agriculture. Average microbial necromass C and shift in the effects of warming on necromass over time (2010-2020) depending on the management systems. Letters indicate significant differences between warmed and control under two management systems. Bars represent mean s.e.m. ( independent soil samples per treatment). Statistical analysis was performed using repeated measures ANOVA

Fig. 3 | Temporal dynamics of the soil microbiome. a Effect sizes of warming on the relative abundance of major microbial groups based on linear mixed-effects models. Data are presented as mean s.e.m. of the estimated effect sizes. Statistical significance is based on Wald type II X2 tests (two-sided) ( paired soil samples per management); non-significant changes are denoted by gray dots. The time-decay relationships of bacterial and fungal communities for all treatments and (c) temporal changes in microbial community differences between warmed and control soils under conservation and conventional agriculture. Linear regression model with two-sided test was used for the statistical analysis, and adjusted R -squared was used. Relationships are denoted with solid lines and

Fig. 4 | Effect of warming on carbon metabolism-associated functions of soil microorganisms depending on management at early and later stages. a Effect of warming on microbial growth-related pathways under two management systems based on the KEGG database. Only significant changed pathways between warmed and control soils under each management were presented here. Effect of warming on the relative abundance of carbohydrate metabolism genes under two

Warming effects on microbial functions related to microbial growth depended on management

SOC accumulation as a function of warming-induced substrate availability, microbial community and physiological traits

Discussion

Studies of soil microbial community turnover and microbial physiological traits over time in response to climate change are vital to

response to warming in grassland and a forest . Fungi have a greater carbon demand than bacteria and are usually the first to utilize belowground plant carbon inputs . Consequently, the rapid fungal growth and fungal community changes, driven by increased plant carbon input, are key drivers of temporal community turnovers under conservation agriculture with warming. Larger substrate availability due to increased plant carbon input had a direct effect on fungal community composition, as supported by the observed changes in fungal lineage (Fig. 5a-c). Among various fungal taxa, Ascomycota, previously reported to increase with warming , explained the largest variance in total fungal communities (Supplementary Fig. 6). As copiotrophic fungi, Ascomycota are generally -strategists that efficiently utilize labile carbon sources for rapid metabolism, growth and propagation . In response to increased substrate availability, these fungi may have a shorter generation time, leading to more generation per unit time . Therefore, we assume that warming played a role in driving fungal temporal divergence, as evidenced by increasing differences between warmed and un-warmed plots under conservation agriculture (Fig. 3b). In contrast, Acidobacteria explained the largest variance for bacterial communities (Supplementary Fig. 6). This group is characterized by oligotrophic traits, meaning they thrive in lownutrient environments and are closely associated with decreases in net nitrogen mineralization due to the reduced substrate availability caused by soil drying . Therefore, the slower temporal turnover of bacterial communities may be attributed to a large portion of inactive (dormant or slow-growing) bacteria in warmer and drier soils . These results suggest that microbial physiological adjustments that selected microbial lineages were better adapted to changing soil microclimatic conditions and substrate availability over time.

Methods

Experimental site and design

Field measurements, soil sampling and analyses

Soil samples ( depth) were collected every 2 years after winter wheat harvest from 2010 to 2020. Five topsoil cores taken randomly from each plot were composited as one sample per plot. The composited soil samples were then passed through a 2 mm sieve to remove visible roots and gravel. The sample was divided into 3 sub-