الاستخراج الأخضر
الكيمياء الخضراء
المنتجات الطبيعية
تصميم التجربة
النباتات
تقييم دورة الحياة PLE
SFE
MAE
UAE
المحتويات

انتشار المنتجات المعلّمة على أنها نباتات أصبح متاحًا على نطاق واسع في السوق العالمية في شكل مكملات غذائية أو مستحضرات تجميل تضمن ادعاءاتها بفوائدها الصحية المحتملة في التخفيف أو العلاج أو الوقاية من الأمراض لدى البشر. السلطات التي تتحكم في المخاطر المرتبطة بإنتاج سلسلة الغذاء، مثل الهيئة الأوروبية لسلامة الغذاء (EFSA) وإدارة الغذاء والدواء (FDA)، تحدد دلالة المنتجات المشتقة من الغذاء. بالتفصيل، المنتج النباتي هو تحضير مصنوع من مكونات مستمدة بشكل طبيعي من
النباتات أو الطحالب أو الفطريات أو الطحالب. قنوات تسويق هذه المنتجات منتشرة إلى حد كبير من خلال التسويق المباشر وعبر الإنترنت مما يجعلها سهلة الوصول للمستهلكين. بينما تمتلك معظم هذه المنتجات تاريخًا طويلًا من الاستخدام في أوروبا، توجد بعض المخاوف بشأن سلامتها وجودتها. تشمل هذه المخاوف خطر التلوث الكيميائي أو الميكروبيولوجي والحاجة إلى ضمان أن تركيزات العوامل الحيوية النشطة ضمن حدود آمنة. في الاتحاد الأوروبي (EU) بدأت المناقشة حول تنظيم المنتجات النباتية في عام 2004، وفي عام 2009، أعدت اللجنة العلمية للهيئة الأوروبية لسلامة الغذاء (EFSA) وثيقة إرشادية لتقييم السلامة المتعلقة باستخدامها كمكونات في المكملات الغذائية و

التركيبات النباتية ذات الصلة [1]. تركز الوثيقة على ضرورة التوصيف التفصيلي لمجموعة المنتجات المتاحة في السوق ولتوحيد تقييم المخاطر وطرق معلومات المستهلك. يتطلب النطاق الواسع من الجزيئات الطبيعية الموجودة في الفيتوكومبلكس توحيدًا تفصيليًا للاستخراج [2]. قد تكشف التحليل التفصيلي للتكوين الكيميائي عن الملف النوعي والكمّي للاستخراجات مما يوفر تقييمًا أوليًا للسمية المتعلقة بالمركبات المحتملة المستخدمة في المكملات الغذائية أو المذيبات المستخدمة للاستخراج. علاوة على ذلك، يؤثر اختيار المذيبات المناسبة أو طرق الاستخراج على عائد استرداد المركبات الحيوية النشطة. يتم الإبلاغ عن الأساليب التقليدية لاستخراج الفيتوكيميائيات من النباتات في المونوغراف للصيدلانيات للسلطات الدولية لضمان سلامة المنتج مع انخفاض الشوائب ومنتجات التحلل [3]. بشكل عام، تُستخدم المذيبات العضوية على نطاق واسع في البروتوكولات التقليدية مما يسبب تأثيرًا بيئيًا بالإضافة إلى عمليات التخلص التي تستغرق وقتًا طويلاً وتكاليف عالية.

إن نهج الكيمياء الخضراء هو الأفضل لتعزيز سلامة المستهلكين والحفاظ على الوضع البيئي في المستقبل المتغير نحو رؤية “صحة واحدة”. إن تحول الكيمياء نحو استخدام أدوات مستدامة يوفر تحديات جديدة للجمع العقلاني بين المنهجيات الصديقة للبيئة والأقل استهلاكًا للطاقة والأرخص في التحليل. لمواجهة هذا التحدي، تتوفر مجموعة كبيرة من المذيبات البديلة وغير التقليدية مثل المذيبات العميقة الطبيعية (NADESs) وتقنيات الاستخراج. في الواقع، التقنيات المستخدمة لاستخراج المنتجات الطبيعية والنباتية هي الاستخراج بمساعدة الميكروويف (MAE)، والاستخراج بمساعدة الموجات فوق الصوتية (UAE)، والاستخراج بالسوائل فوق الحرجة (SFE)، والاستخراج السائل المضغوط (PLE)، وهي طرق متقدمة مثبتة لاستخراج المركبات النشطة بيولوجيًا من المصفوفات والمنتجات النباتية استجابة للاستخدام المحتمل للجزيئات الطبيعية في المنتجات للاستخدام البشري وحالة الطوارئ المناخية. التقنيات المذكورة ليست خضراء بحد ذاتها، لكن الابتكار في التقدم التكنولوجي لطرق الاستخراج المتقدمة يتطلب التحكم في تحسين عدة معايير لزيادة عائد الاستخراج للمركبات المختارة وتقليل وقت الاستخراج، والمخاطر الصحية، والأثر البيئي. اختيار المذيب، مدة الوقت، درجة الحرارة والضغط التشغيلية، ومعدلات تدفق عمليات الاستخراج هي المتغيرات الرئيسية التي يجب ضبطها. تتطلب السيطرة على مجموعة كبيرة من المعايير ضرورة وجود بروتوكولات وإجراءات جديدة مع ظروف موحدة لتوحيد استخراج كل مصفوفة طبيعية. بشكل عام، يتم تنفيذ نهجين لتحسين الظروف. “متغير واحد في كل مرة” هو نهج قوي وتجريبي ولكن يتطلب وقتًا طويلاً لضبط كل معلمة. من ناحية أخرى، يمكن استخدام نهج عقلاني مثل تصميم التجارب (DoE)، الذي يعتبر نهجًا أسرع وأكثر تنظيمًا لتصميم التجارب للتحقيق في المعلمات المدخلة (المتغيرات المتنبئة) والمخرجات الناتجة (المتغيرات الاستجابية)، بالإضافة إلى التفاعلات المختلفة التي قد توجد بين المتغيرات المدخلة التي يتم تنفيذها بواسطة برامج إحصائية. يتم استخدام كلا النهجين بشكل متزايد لتحسين المتغيرات من منظور الكيمياء الخضراء. توفر هذه المراجعة نظرة شاملة على الإجراءات ومجموعة من المعايير المحددة لاستراتيجيات الاستخراج الأخضر التي تركز على المصفوفات النباتية المستخدمة لإنتاج المنتجات النباتية ذات التأثيرات الصحية. يتم تقديم تحليل نقدي للمنهجيات المتقدمة ومناقشة سير العمل للحصول على ظروف محسنة في مجال المركبات الطبيعية والمنتجات النباتية ذات الصلة الصناعية. بالإضافة إلى ذلك، تم تناول مشكلة تقييم الخضرة في إجراءات الاستخراج، مع تقديم نظرة عامة موجزة عن مقاييس الكيمياء التحليلية الخضراء الشائعة المستخدمة لتقييم الأثر البيئي للإجراءات التحليلية. لهذه المراجعة، تم البحث في الأدبيات التي تمت مراجعتها من قبل الأقران حتى عام 2023 باستخدام Google Scholar وPubChem وSciFinder (v2023). تم تحديد ما مجموعه 1045 دراسة باستخدام الكلمات الرئيسية “المنتجات النباتية”، “الاستخراج الأخضر”، “الاستخراج بمساعدة الموجات فوق الصوتية”، “الاستخراج بمساعدة الميكروويف”، “الاستخراج بالسوائل فوق الحرجة”، “الاستخراج بمساعدة الإنزيم”، “الاستخراج المضغوط”.
“استخراج السوائل”، “تصميم التجارب”، “المذيبات الخضراء” و “تقييم دورة الحياة”. تم اختيار ما مجموعه 39 ورقة باللغة الإنجليزية لمناقشة البيانات. تم استبعاد الأوراق غير المتعلقة بمصفوفات النباتات وتلك التي تستخدم تقنيات استخراج غير مستدامة من البحث.

تقنيات الاستخراج التقليدية التي تُستخدم على نطاق واسع لاستخراج النباتات (مثل استخراج سوخليت، النقع، الغلي، النقع، وطرق الترشيح) لها عدة عيوب مثل انخفاض الانتقائية، وعادة ما تتطلب أوقات استخراج طويلة، كما أن كميات كبيرة من المذيبات العضوية المستخدمة تؤدي إلى مخاطر السلامة للمشغلين والبيئة المحيطة.

تستند طرق الاستخراج التقليدية عادةً إلى انتشار المواد الطبيعية من مصفوفة صلبة إلى طور سائل (مثل النقع، الترشيح). يتم ضمان شمولية الاستخراجات من خلال عدة دورات تُنفذ تباعًا ضمن بروتوكولات تستغرق وقتًا طويلاً. تتطلب بعض التقنيات استخدام درجات حرارة أعلى (مثل الغلي، النقع، استخراج التدفئة بالتكرار) و/أو قوى ميكانيكية لتسهيل إطلاق المركبات (الحرارة والتحريك) مع طلب طاقة واسع.

لذا فإن استخدام تقنيات الاستخراج الأخضر الناشئة لاستخراج المركبات النباتية والمركبات الطبيعية يتزايد للحد من الأثر البيئي لعملية الاستخراج وفي نفس الوقت جعل المنتج النهائي أكثر أمانًا للاستهلاك اليومي البشري. يعتمد اختيار تقنيات الاستخراج المناسبة على تقييم أولي للمزايا أو القيود المتعلقة بأداء أدوات الاستخراج والطبيعة الكيميائية للمركبات المستهدفة. في الوقت الحاضر، يركز الباحثون والصناعات بشكل متزايد على تطوير واعتماد طرق الاستخراج الأخضر لتلبية الطلب المتزايد على الممارسات المستدامة والصديقة للبيئة في الاستخراج. تشمل هذه الطرق الاستخراج بمساعدة الميكروويف (MAE)، والاستخراج بالسوائل فوق الحرجة (SFE)، والاستخراج السائل المضغوط (PLE)، والاستخراج بمساعدة الموجات فوق الصوتية (UAE)، والاستخراج بمساعدة الإنزيمات (EAE)، والاستخراج باستخدام مجال كهربائي نبضي (PEFE) مع اتجاه متزايد بشكل إيجابي في الأدبيات العلمية حول مجال تحليل الأغذية والنباتات. بشكل عام، تشير تقنيات الاستخراج الأخضر إلى العمليات المصممة لتقليل الأثر البيئي وتقليل استخدام المذيبات أو المواد الكيميائية الخطرة في استخراج المركبات القيمة من المصادر الطبيعية. تقدم هذه التقنيات عدة مزايا مقارنة بطرق الاستخراج التقليدية، مثل تقليل وقت الاستخراج، وتقليل حجم المذيبات العضوية الخطرة، واستعادة عائد استخراج أعلى، وأتمتة الإجراء مما يضمن تكرارية عملية الاستخراج مع استهلاك طاقة أقل. بهدف اختيار التقنية المناسبة، سيتم مناقشة مفصلة حول المزايا والقيود لكل منها.

تم الإبلاغ عن التقنية في الفقرة التالية ومفصلة في الجدول 1.
استخراج السوائل فوق الحرجة (SFE) هو تقنية فصل تُستخدم لاستخراج المكونات المرغوبة من مواد مختلفة باستخدام السوائل فوق الحرجة كمذيب للاستخراج. تستخدم SFE (الشكل 2) سوائل في حالة فوق حرجة، وهي حالة من المادة توجد فوق درجة حرارتها الحرجة وضغطها الحرجي حيث تظهر خصائص سائلة وغازية في آن واحد. كل غاز أو جزيء في حالة ضغط معينة و

درجة الحرارة تكمن في الحالة فوق الحرجة التي تمتلك كثافة مثل السائل ولكن يمكن أن تمر عبر المواد الصلبة المسامية مثل الغاز. السوائل فوق الحرجة تحاكي قوة الذوبان، اللزوجة المنخفضة، والانتشار العالي مما يعزز الانتشار ونقل الكتلة لعملية استخراج زمنية مخفضة [14]. السائل فوق الحرجة الأكثر استخدامًا في معالجة الطعام، والاستخراج الأساسي والعشبي هو ثاني أكسيد الكربون ( ) بسبب درجة حرارته وضغطه الحرجيين المنخفضين نسبيًا، مما يجعله آمنًا وفعالًا للعديد من التطبيقات. مزايا أخرى، في استخدام كسائل فوق حرجة شائع هي الرخصة، والتوافر في شكل نقي، وعدم الخطورة في بيئة مراقبة. عادةً، تم استخدام درجة حرارة أعلى من النقطة الحرجة للمذيب المختار في استخراج السوائل فوق الحرجة بهدف تقليل كثافة المذيب وقوة الذوبان مع تحسين ضغط بخار المذاب، وبالتالي تعزيز عائد الاستخراج للمركبات التي تعكس القطبية في تلك الحالة [14]. ومع ذلك، يُوصى بشدة بالتحقق العلمي من معلمات درجة الحرارة والضغط لتحسين إجراءات الاستخراج. علاوة على ذلك، فإن إضافة المذيبات المساعدة (مثل الماء والإيثانول) تعزز قابلية ذوبان المركبات الأكثر قطبية في ثاني أكسيد الكربون [15]. طريقة SFE-CO2 تقدم عدة مزايا على تقنيات الاستخراج التقليدية: أولاً وقبل كل شيء، من خلال ضبط درجة الحرارة والضغط، من الممكن الاستخراج الانتقائي لمكونات معينة مع تجنب الاستخراج المشترك لمواد أخرى متداخلة. هذا مفيد بشكل خاص عند استخراج المركبات الحيوية القيمة من الخلطات المعقدة. SFE- خالية من المذيب ولا تترك بقايا ضارة في المنتج المستخرج، مما يجعلها أكثر صداقة للبيئة وأكثر أمانًا للاستهلاك البشري. تعمل العملية عند درجات حرارة منخفضة نسبيًا، مما يساعد على تجنب تدهور المركبات الحساسة للحرارة التي قد تتدهور تحت درجات الحرارة العالية المستخدمة عادة في طرق الاستخراج الأخرى. أخيرًا، بعد الاستخراج، يمكن إزالة السائل فوق الحرجة بسهولة من المستخلص عن طريق تقليل الضغط. وهذا يؤدي إلى مستخلص نقي خالٍ من المذيبات جاهز للاستخدام دون الحاجة إلى خطوات تنقية إضافية. SFE- مناسب بشكل خاص لاستخراج المركبات غير القطبية ذات الوزن الجزيئي العالي، ولكن من الممكن زيادة قابلية ذوبان المركبات الأكثر غير قطبية في ثاني أكسيد الكربون من خلال إضافة المذيبات المساعدة (مثل الماء والإيثانول) [11]، مما يحسن عائد الاستخراج من المصفوفات المعقدة. دراسة أجراها راجائي لاستعادة زيت بذور الشاي قارنت استخراج SFE-CO2 بتقنية Soxhlet التقليدية. أظهرت النتائج عائد استخراج حوالي بعد SFE مع النقي مقارنة باستخراج Soxhlet الذي كان . ومع ذلك، جعلت إضافة من الممكن الوصول إلى عائد استخراج Soxhlet، مما يحسن الاستدامة ويتجنب استخدام المذيبات السامة (البنزين النفطي) [16]. مقارنة بين تقنيات مختلفة لاستخراج الزيت من أوراق الكينا أظهرت أيضًا أن SFE- هو بديل قابل للتطبيق للتقنيات التقليدية. أظهرت النتائج أن التقطير المائي كان له أقل عائد وأن المستخلص الذي تم الحصول عليه احتوى فقط على مركبات قطبية، بينما استخرجت Soxhlet وSFE- أيضًا مركبات ذات وزن جزيئي عالي وقطبية منخفضة. كما زادت إضافة الإيثانول إلى SFE-CO2 من عائد الزيت الذي تم الحصول عليه من استخراج Soxhlet [17]. أخيرًا، أظهرت دراسة أجراها بوبسكو وآخرون أن الطرق فوق الحرجة تسمح باستخراج أكبر للليكوبين ( المستخلص) مقارنة باستخراج Soxhlet مع الأسيتات الإيثيلية ( المستخلص)، أكثر من مرتين [18,19]، مما يظهر فعالية وانتقائية استخراج السوائل فوق الحرجة.

الاستخراج بمساعدة الميكروويف (MAE) (الشكل 2) هو تقنية استخراج حديثة تستخدم لعزل المركبات من عينات مختلفة باستخدام طاقة الميكروويف. تستغل الطريقة التفاعل بين إشعاع الميكروويف، الذي يولد موجات كهرومغناطيسية بتردد يتراوح عادة بين 300 ميغاهرتز إلى 300 غيغاهرتز والمادة المستهدفة لتعزيز عملية الاستخراج من المواد الغذائية والمنتجات الثانوية الزراعية [20]. يتم امتصاص طاقة الميكروويف بواسطة المادة مما يسبب إزاحة الجزيئات القطبية مما يخلق دوران ثنائي القطب، مما يدفع الجزيئات للتوافق مع المجال الكهربائي الموجود، مما يؤدي إلى توليد حرارة داخلية مما يؤدي إلى كسر الروابط الكيميائية التي تسهل عملية الاستخراج [21]. غالبًا ما تتطلب MAE حجمًا أقل من المذيب

من المذيب، يمكن إجراء عملية الاستخراج حتى في غياب المذيب حيث يعمل الماء الموجود بشكل طبيعي في العينة كمذيب ويسهل تحلل الخلايا [22]. على الرغم من مزاياها، قد لا تكون الاستخراج بمساعدة الميكروويف مناسبة لجميع أنواع العينات، ويعد تحسين ظروف الاستخراج أمرًا حاسمًا لتحقيق أفضل النتائج لكل تطبيق محدد. تم الإبلاغ عن العديد من الدراسات في الأدبيات التي تفضل تقنية MAE على الطرق الأخرى، وخاصة الاستخراج التقليدي. قارن غالان وآخرون MAE مع الاستخراج التقليدي بالمذيب (CSE) للبوليفينولات من أوراق البحر النبق المجففة ووجدوا أن MAE أعطت عائدًا أعلى من TPC (162 ملغ GAE/غرام من المادة النباتية) وقوة مضادة للأكسدة ( تروكس/غرام من المادة النباتية) مقارنة بـ CSE تحت نفس ظروف الاستخراج (150 ملغ GAE/غرام TPC و تروكس/غرام) [23]. قارن دا روزا وآخرون MAE مع النقع للبوليفينولات من أوراق الزيتون المجففة. كان استخراج MAE أكثر كفاءة من حيث العائد الفينولي (TP)، مع زيادة مقارنة بالنقع. يبدو أن هذا التأثير يعود بشكل رئيسي إلى مساهمة درجة الحرارة في عملية الاستخراج، مما يجعل MAE بديلاً مناسبًا وأسرع لنقع المذيبات العضوية [24]. وبالمثل، أفاد رافيي وآخرون بزيادة بنسبة 46% في عائد TP من أوراق Olea europaea L. باستخدام

MAE مع الماء ووقت استخراج قدره 4 دقائق مقارنة بالنقع بالماء لمدة 24 ساعة في درجة حرارة الغرفة [25]. أخيرًا، استخدم بال وجيدجا منهجية سطح الاستجابة (RSM) لتعظيم استخراج المركبات الفينولية من قشور البصل باستخدام MAE مع NADES. تحت الظروف المثلى، كان استرداد المركبات الفينولية 80.45 ملغ GAE/غرام من الوزن الجاف (DW) وكانت أقصى نشاط قوة تقليل هو AAE غرام/DW. كان محتوى الفينول أعلى من النقع (63.28 ملغ GAE/غرام من المستخلص) واستخراج Soxhlet الميثانولي (54.73 ملغ GAE/غرام من المستخلص) وتم تحقيقه مع تقليل بمقدار 12 مرة في وقت الاستخراج [18,26]. لذلك، قد تعزز تفاعل الميكروويف مع جزيئات المذيب، مما يسبب زيادة في درجة الحرارة والضغط داخل المادة النباتية، كسر الجدران وإطلاق الجزيئات [27].

الاستخراج السائل المضغوط (PLE) المعروف أيضًا بالاستخراج المسرع للمذيبات (ASE) يعزز استخراج المذيبات باستخدام المذيبات في ظروف تحت حرجة من درجة الحرارة العالية والضغط من العينات الصلبة وشبه الصلبة [28]. تحت الضغط العالي، يتم الحفاظ على المذيبات العضوية بالقرب من المناطق فوق الحرجة من مخطط الطور، مما يجعلها تبقى في الحالة السائلة [29]. هذه الحالة تسمح للمذيب بالانتشار في مصفوفة العينة، وتعديل الثابت العازل للمذيب المستخدم، و
يسمح بتقليل التوتر السطحي، ولزوجة المذيب، مما يضمن معدل نقل كتلة أسهل وانتشارًا، ويقلل من وقت الاستخراج واستهلاك المذيب (الشكل 2) [28]. حتى الآن، تُعتبر تقنية الاستخراج السريع بالضغط (PLE) تقنية مستخدمة على نطاق واسع لتحسين عوائد الاستخراج واستعادة المركبات النشطة بيولوجيًا. نظرًا لوجود عدة معايير (درجة الحرارة، عدد الدورات، وقت الاستخراج وتركيب المذيب) يمكن أن تؤثر بشكل كبير على استخلاص PLE، من المهم تحسين العملية لتعظيم استعادة المركبات النشطة بيولوجيًا وتحسين كفاءة الاستخراج. قام تشادا وآخرون [30] بتحسين معايير PLE ( أسيتات الإيثيل: إيثانول ، للحصول على مستخلصات بقايا الطماطم ذات النشاط المضاد للأكسدة العالي ) ومحتوى الليكوبين ( )، مع زيادة عن مستخلصات Soxhlet مع الأسيتات الإيثيلية لـ و الليكوبين/غ)، خاصة في تحسين استرداد الليكوبين [18]. هناك العديد من الدراسات في الأدبيات تستخدم استخراج السوائل المعززة (PLE) لاسترداد المكونات الحيوية النشطة من مصفوفات النباتات، مع اهتمام خاص بفئة البوليفينول، مع نتائج تفوق حتى تلك التي تم الحصول عليها باستخدام التقنيات التقليدية. على سبيل المثال، قارن فيغانو وزملاؤه بين PLE وتقنيات الاستخراج التقليدية الأخرى (سوكست و النقع) لاسترداد المركبات الفينولية من فاكهة العاطفة. أظهرت النتائج أن عائد الاستخراج ومحتوى الفينول في مستخلصات PLE كانا أعلى من النقع وسوكست وفي وقت أقصر [31]. مرة أخرى، تظهر نتائج التوت الأسود (Rubus fruticosus L.) التي حصل عليها دا فونسيكا ماتشادو وزملاؤه، أن PLE (تحت أفضل ظروف الاستخراج) أكثر فعالية بكثير من حيث إجمالي نسبة عائد الاستخراج. ) ومحتوى الفينول ( GAE/g FR) وسعة مضادات الأكسدة ( و TE/g FR ABTS) من النقع ( العائد و 3.66 GAE/g FR، و لذلك فإن التطبيق المشترك للضغط العالي ودرجة الحرارة في استخراج السوائل المعززة بالضغط (PLE) فعال جداً وغالباً ما يكون أفضل من التقنيات التقليدية لاستعادة الأنثوسيانين والفيتامينات والمواد الأيضية الأخرى من مصادر متنوعة [32].

تنتشر الموجات فوق الصوتية في سلسلة من موجات الضغط والتخلخل التي تتشتت عبر جزيئات الوسط. بالتفصيل، في دورات التخلخل عالية الكثافة، تتشكل أي فقاعات تجويف في جزيئات الوسط مما يسبب اضطراب الهياكل الخلوية ويسهل اختراق المذيب. يرتبط تجويف الوسط بالخصائص الفيزيائية للمذيب، مثل اللزوجة، والتوتر السطحي، وضغط البخار المشبع. علاوة على ذلك، يتم تعزيز انتقال الكتلة من خلال إطلاق الطاقة في شكل حرارة. تسبب الظواهر الميكانيكية المرتبطة بالاستخراج المعزز بالموجات فوق الصوتية تكسير جدران الخلايا وتدهور المصفوفة النباتية وتعزز انتقال الكتلة من خلال تقليل حجم الجسيمات (الشكل 2) [35]. هذا يحسن من عائد الاستخراج للعديد من المركبات وهو أيضًا مهم لاستعادة المواد النشطة بيولوجيًا من النباتات. على وجه الخصوص، تم الإبلاغ عن العديد من دراسات التطبيق في الأدبيات لزيادة عائد الاستخراج للفينولات. في دراسة أجراها يوفانوفيتش [36]، زاد الاستخراج المعزز بالموجات فوق الصوتية من استعادة البوليفينولات من عشب سيربيلي. أظهرت النتائج أن المحتوى الكلي للفينولات (TPC) كان أعلى بشكل ملحوظ في المستخلصات التي تم الحصول عليها بواسطة الاستخراج المعزز بالموجات فوق الصوتية مقارنة بالمستخلصات التي تم الحصول عليها بواسطة النقع والاستخراج الحراري. بعد 5 دقائق من الاستخراج المعزز بالموجات فوق الصوتية، كانت كمية TPC أعلى بنسبة 17.3% مقارنة بالمستخلصات التي تم الحصول عليها بواسطة الاستخراج الحراري. كانت TPC التي تم الحصول عليها بواسطة الاستخراج المعزز بالموجات فوق الصوتية بعد 5 دقائق من الاستخراج أعلى من تلك التي تم الحصول عليها بواسطة النقع بعد 60 دقيقة. تسلط هذه النتائج الضوء على قدرة الموجات فوق الصوتية على تقليل وقت الاستخراج بشكل كبير. على سبيل المثال، زاد أكرم موسوي وزملاؤه من استعادة البوليفينول والقدرة المضادة للأكسدة من فيرولاكو أنغولاتا في 5 دقائق فقط مقارنة بالوقت المطلوب للاستخراج بواسطة النقع والذي يبلغ ساعتين. كانت أعلى نشاط لمكافحة الجذور الحرة DPPH التي تم الحصول عليها هي لطريقة النقع، مقارنةً بـ لطريقة الإمارات [37].

استخراج الحقل الكهربائي النبضي (PEFE) هو عملية غير حرارية تتم بواسطة تعليق خلايا حية، تتعرض لحقل كهربائي. يمر الجهد الكهربائي عبر غشاء الخلية مما يولد جهدًا عبر الغشاء. عند جهد 1 فولت، تقوم الجزيئات المشحونة بإنشاء مسام عبر الغشاء، مما يزيد من النفاذية. يعزز PEFE استخراج المستقلبات من النباتات من خلال استخدام
وقت أقل استهلاكًا، واستخدام أقل للمذيبات، ودرجات حرارة استخراج أقل مقارنة بتقنيات الاستخراج الأخرى؛ هذه المزايا تجعل PEFE طريقة جيدة للتطبيق الصناعي (الشكل 2). وجد سيغوفيا وآخرون (2015) أن PEFE زادت من المحتوى الكلي للفينولات وقيم قدرة امتصاص الجذور الحرة للأكسجين (ORAC) بـ أوقات مقارنة بالتحكم [39].

في الاستخراج المعزز بالإنزيمات (EAE)، يتم تدمير جدار الخلية النباتية بواسطة إنزيمات مثل السليلوز، والبيكتينيز، والهيميسليلوز، والفوكوزيلترانسفيراز، والبيكتيناز، -أميلاز، وبروتياز مما يسمح بإطلاق المستقلبات الداخلية [40]. تُستخدم الاستخراج المعزز بالإنزيمات (EAE) عندما يتم الحفاظ على مركبات مصفوفة النبات بواسطة روابط الهيدروجين أو الروابط الكارهة للماء في شبكة البولي سكاريد-اللجنين ولا يمكن الوصول إليها لإزالتها باستخدام مذيب في عملية الاستخراج التقليدية (الشكل 2). العوامل الرئيسية التي تؤثر على EAE هي حجم جزيئات المادة، التركيب الكيميائي لمصفوفة النبات، نوع وجرعة الإنزيم، التحكم الصارم في الوقت ودرجة الحرارة لتجنب تحلل البروتين، المذيبات وقطبية المركبات المستهدفة. اختيار المذيب في EAE مهم، وغالبًا ما يعتمد على نوع الإنزيم المستخدم وقطبية المستقلبات المستهدفة. يمكن أن تختلف قطبية المستقلبات المستخرجة خلال EAE بشكل كبير. غالبًا ما يتم استخدام الإنزيمات لاستهداف فئات معينة من المركبات، مثل البوليفينولات، الفلافونويدات، القلويات، أو البروتينات [41]. يمكن أن تظهر هذه المركبات مجموعة من القطبيات، ويتم اختيار المذيب أو خليط المذيبات لتعزيز الذوبانية وكفاءة الاستخراج للمستقلبات المستهدفة. يمكن أن تكون الإنزيمات محددة لمواد معينة، واختيار مذيب متوافق أمر حاسم للاستخراج الفعال. تشمل المذيبات الشائعة المستخدمة في الاستخراج المعزز بالإنزيمات الماء، الإيثانول، الأسيتون ومزيجها [41]. عندما تكون المركبات المستهدفة قطبية، يُستخدم الماء عادة كمذيب في EAE. تُستخدم إنزيمات مثل السليلوزات، البكتيناز، والبروتياز عادةً بالاشتراك مع الماء لتفكيك جدران الخلايا وإطلاق المركبات النشطة بيولوجيًا [41]. يُستخدم الإيثانول لاستخراج مجموعة واسعة من المركبات النشطة بيولوجيًا، بما في ذلك البوليفينولات، الفلافونويدات، والقلويات [42]. يمكن تعديل تركيز الإيثانول بناءً على قطبية المستقلبات المستهدفة. قد يتم تحسين تحسين الاستخراج لمجموعة واسعة من المستقلبات ذات القطبيات المختلفة باستخدام خليط المذيبات مثل الإيثانول-الماء. الأسيتون هو مذيب آخر يمكن استخدامه في الاستخراج المعزز بالإنزيمات. إنه فعال لاستخراج مجموعة متنوعة من المركبات القطبية وغير القطبية [43-45]. ومع ذلك، يجب استخدام الأسيتون بحذر شديد لأنه قد يتسبب في تغيير طبيعة الإنزيمات المستخدمة. تم نشر العديد من الدراسات العلمية حول فصل المركبات النشطة بيولوجيًا من المواد النباتية باستخدام EAE. في أبحاثهم حول استخراج الليكوبين من مصادر مثل الطماطم، بحث تشوداري وأنانثانارايان في كيفية تأثير السليلوزات والبكتيناز على عملية الاستخراج لتحقيق عائد أعلى [46]. وفقًا لبوليلا وآخرين، يمكن أن يؤدي تطبيق السليلوز، الهيميسليلوز، الزيلاناز ومزيجهم الثلاثي إلى زيادة عائد استخراج الزيت العطري من أوراق الغار [47]. باستخدام مزيج من تمكن الباحثون من زيادة عائد استخراج الكركمين من الكركم باستخدام إنزيمات الأميلاز والأميليوجلوكوزيداز. على سبيل المثال، تم استخدام استخراج بالماء الساخن (EAE) لاستخراج جزء غني بالكاروتينات من الفلفل الأحمر (Capsicum annuum) بأعلى محتوى من الكاروتينات. الوزن الطازج [49].

أكبر تحدٍ بيئي في الكيمياء وخاصة في كيمياء المنتجات الطبيعية هو الامتثال للمبادئ الاثني عشر للكيمياء التحليلية الخضراء (GAC)، التي تم وضعها قبل عقد من الزمن. GAC هو نهج في الكيمياء التحليلية يركز على تقليل أو القضاء على المواد الخطرة في الطرق والعمليات التحليلية، وتقليل تأثيرها السلبي على صحة الإنسان والبيئة، مع الحفاظ في الوقت نفسه على جودة النتائج التحليلية العالية. وقد نشأ هذا النهج استجابةً للقلق المتزايد بشأن التأثير البيئي للتحليل الكيميائي والرغبة في جعل الممارسات التحليلية أكثر استدامة. تعتبر عملية استخراج النباتات خطوة رئيسية في المنتجات الطبيعية.
الكيمياء، وقد تم تحديدها كواحدة من الخطوات الأكثر أهمية من وجهة نظر GCA لأنها مسؤولة عن استهلاك المذيبات والطاقة والمواد القابلة للاستهلاك أو الأجهزة.

لذلك، فإن اختيار إجراءات الاستخراج المستدامة للغاية والصديقة للبيئة هو خطوة حاسمة في كيمياء المنتجات الطبيعية. غالبًا ما تفشل الإجراءات أو المنتجات المطورة التي تُعرف بأنها “خضراء” في اجتياز تقييم استدلالي للاستدامة.

تعتبر التقنيات المذكورة أعلاه أكثر صداقة للبيئة من الاستخراجات التقليدية مثل النقع، والترشيح، وسوكسليت. على الرغم من أن لديها خصائص مرغوبة من حيث الاستدامة، فإنه من الضروري تقييم تأثيرها البيئي الحقيقي مع الأخذ في الاعتبار مقاييس متعددة المعايير. لذلك، من الضروري أن تكون لدينا أدوات تسمح لنا بتقييم خضرة العمليات الكيميائية بشكل تحليلي. تقييم دورة الحياة (LCA) هو أداة شاملة تسمح بتقييم التأثيرات البيئية المحتملة للمنتجات والعمليات على طول دورة حياتها، باستخدام نهج المدخلات والمخرجات. تشمل دورة حياة المنتج عادةً مراحل مختلفة، بدءًا من استخراج المواد الخام، مرورًا بالإنتاج والاستخدام، وصولاً إلى التخلص منها أو إعادة تدويرها في النهاية. يأخذ تقييم دورة الحياة في الاعتبار المواد والطاقة والانبعاثات في كل مرحلة من مراحل دورة حياة المنتج. واحدة من التحديات الرئيسية في تقييم تقنيات الكيمياء الخضراء هي جمع البيانات المطلوبة لتقييم دورة الحياة. لذلك، هناك حاجة إلى مقاييس كمية لتحديد المعايير التي يجب مراقبتها في إجراء تحليلي. يجب أن تكون المقاييس محددة ومفصلة بما يكفي لتوفير معلومات مفيدة حول المنتج أو العملية الكيميائية، ولكن يجب أن تكون أيضًا بسيطة بما يكفي لمعالجة القضايا البيئية ضمن إطار زمني مفيد.

في السنوات القليلة الماضية، تم تطوير عدة مقاييس لتقييم مدى صداقة الإجراءات التحليلية للبيئة [57،60]. كانت الأداة التحليلية الأولى المقترحة هي الرموز التصويرية لـ NEMI. وقد تبين أن هذه الطريقة بسيطة تعتمد على دائرة ذات أربعة مجالات، حيث يمثل كل مجال جانبًا مختلفًا من الإجراء التحليلي. يجب أن يستوفي كل مجال يتم تصنيفه باللون الأخضر معايير معينة: يجب ألا تصنف المواد الكيميائية المستخدمة على أنها دائمة، أو تتراكم حيويًا، أو سامة (المجال الأول)، وألا تنتمي إلى قوائم النفايات الخطرة. ، أو U (الحقل الثاني)، يجب ألا يكون الرقم الهيدروجيني للعينة تآكليًا (الحقل الثالث) ويجب ألا تتجاوز كمية النفايات الناتجة 50 جرامًا (الحقل الرابع) [57]. على الرغم من أن NEMI هو نهج بسيط وبديهي، إلا أنه أداة عامة وشبه كمية. بعد ذلك، في عام 2012، تم اقتراح أداة قياس تحليلية تُعرف بمقياس الإيكولوجيا التحليلية، والتي لا تزال حتى اليوم هي الأكثر استخدامًا لتقييم خضرة الطرق التحليلية [57]. يعتمد مقياس الإيكولوجيا التحليلية على منح درجة 100 لـ “تحليل أخضر مثالي” يتم من خلاله خصم نقاط جزائية عندما تتسبب المذيبات أو الكواشف في مشاكل بيئية وصحية، أو عندما يتجاوز استهلاك الطاقة 0.1 كيلوواط ساعة وتنتج نفايات [61]. على مر السنين، أدت الحاجة المتزايدة إلى قياس الأثر البيئي الحقيقي للإجراءات التحليلية إلى تطوير أدوات قياس متقدمة مثل مؤشر الإجراءات التحليلية الخضراء (GAPI)، نموذج RGB، نهج قياس الخضرة التحليلية (AGREE) و CALIFICAMET السداسي. غالبًا ما تكون هذه النهج عامة وتغفل مراحل التحليل المسؤولة عن عدم خضرة الإجراءات التحليلية. لهذا، يتطلب الأمر تطوير مقاييس محددة للخطوات الحاسمة والمشكلة في الإجراءات التحليلية. حاليًا، تم تطوير مقاييس محددة لتقييم الخضرة في التحليل الكروماتوغرافي (AMVI، HPLC-EAT، وAMGS) [62-64]، ومرحلة إعداد العينة (AGREEprep) [65]. الأخيرة هي الأداة الأولى المصممة لتقييم خضرة إعداد العينة التحليلية وهي تعتمد على 10 فئات تأثير تم إعادة حسابها في درجات فرعية على تم استخدام المقياس ثم حساب درجة التقييم النهائية [65]. تستند معايير التقييم إلى المبادئ العشرة لتحضير العينات الخضراء: اختيار المذيبات والمواد والمواد الكيميائية، إنتاج النفايات، استهلاك الطاقة، حجم العينة، ومعدل الإنتاج [65].

حتى اليوم، لم يتم الإبلاغ عن أدوات مماثلة للتقييم المحدد لخطوة استخراج الخضرة في الأدبيات. AGREEprep هي الأداة المترية التي تناسب أفضل تقييم الخضرة في
خطوة الاستخراج في كيمياء المنتجات الطبيعية، ولكن حتى الآن، تم تطبيقها فقط على تقييم استدامة الإجراءات التحليلية لتحديد الملوثات [65].

في الأدبيات، لا تزال هناك دراسات قليلة تتعلق بتقييم الأثر البيئي للاستخراج النباتي. قام بارجوفانو وآخرون بتحليل الأداء البيئي لعمليتين على نطاق المختبر (Soxhlet وUAE) لاستخراج البوليفينولات من لحاء التنوب باستخدام منهجية LCA. أظهرت الدراسة أن الكهرباء المستخدمة لتسخين نظام الاستخراج، تليها استهلاك المذيبات والانبعاثات، قد ساهمت بشكل كبير في الأثر البيئي لكلا عمليتي الاستخراج. على الرغم من أن UAE أظهرت عائدًا أقل، إلا أنها كانت أكثر استدامة بيئيًا من استخراج Soxhlet. بدلاً من ذلك، كان أثرها البيئي حوالي (في معظم فئات الأثر) من أثر عملية استخراج NaOH [66]. قام فوشيل وآخرون بتقييم الأثر البيئي لظروف استخراج UAE المختلفة المستخدمة لاستعادة البوليفينولات من الهندباء. كانت زيادة درجة حرارة الاستخراج واستخدام الإيثانول مسؤولين عن الأثر البيئي لعمليات الاستخراج [67]. قام دينغ وآخرون بمقارنة الأثر البيئي للاستخراجات البديلة وعمليات التانين بعد الاستخراج من لحاء التنوب النرويجي بواسطة PHWE. أظهرت النتائج أن عملية تجفيف المستخلص هي المساهم الرئيسي في الأثر البيئي لإنتاج التانين [68]. قام سالزانو دي لوكا وآخرون بدمج التحليلات الكيميائية وLCA لمقارنة الكفاءة والاستدامة البيئية لثلاث تقنيات استخراج على نطاق المختبر (التحلل التقليدي، UAE، وMA) لاستعادة البوليفينولات من إبر الصنوبر. يؤثر وقت الاستخراج بشكل إيجابي على عائد عملية الاستخراج وسلبيًا على أثرها البيئي، حيث أن المكاسب من حيث العائد الناتجة عن تمديد عمليات الاستخراج تتطلب تكاليف طاقة أعلى. تم قياس استهلاك الطاقة تحت ظروف التشغيل المثلى و لـ CM وUAE وMAE على التوالي. ومع ذلك، يجب أن تعكس الآثار البيئية المحسوبة ليس فقط استهلاك الطاقة المختلف للطرق الثلاث، ولكن أيضًا كفاءتها في الاستخراج. لذلك، عند النظر إلى استهلاك الطاقة المعياري من حيث الكفاءة، تم العثور على اختلافات أكبر بين تقنيات الاستخراج: و لـ CM وUAE وMAE على التوالي. في نفس الوقت، يجب الاعتراف بأن كفاءة تقنية الاستخراج المعينة يمكن أن تكون متغيرة للغاية. بناءً على نفس النهج، أعاد المؤلفون حساب الآثار المحتملة بافتراض نفس كفاءة الاستخراج لـ CM وUAE وMAE (أي TPC من 1 ملغ GAE ). استقرت الفروق في الأثر المحتمل على النتائج التراكمية للنتائج الفردية عند و لـ CM وUAE وMAE على التوالي. بشكل عام، تظهر هذه النتائج أن استخدام طرق الاستخراج التي تتطلب طاقة كثيفة مثل UAE وخاصة MAE يكون مجديًا بيئيًا فقط إذا كانت تضمن فعليًا عوائد أعلى في أوقات معالجة أقصر بكثير من الطرق التقليدية. حتى اختيار المذيبات “الأكثر خضرة” (الإيثانول مقابل الأسيتون) بدا مشكوكًا فيه، حيث أن عائد الاستخراج له تأثير أكبر من “الخضرة” للمواد الخام (مؤشرات النقاط الفردية باستخدام الإيثانول بدلاً من الأسيتون هي 4-6 مرات أعلى) [69]. قام باباس وآخرون بتحليل ومقارنة الأثر البيئي لخمس تقنيات استخراج (PEF وUAE وMAE واستخراج الماء المغلي والتحلل)، باستخدام LCA لاستعادة البوليفينولات من أوراق المورينغا أوليفيرا. تظهر النتائج أن PEFE وMAE والتحلل لها أثر بيئي أقل من أنظمة UAE وBW لإنتاج 1 كجم من البوليفينولات. تساهم كمية ومصدر الكهرباء المستخدمة بشكل كبير في الأثر البيئي لجميع التقنيات، ومن الواضح أن استبدال المصدر الكهربائي بأقواس PV يقلل من درجة الأثر البيئي الإجمالية (مؤشر eco Pt)، على وجه الخصوص كانت الدرجات الإجمالية 26.718349 (PEFE) و26.718349 (MAE) و32.986533 (التحلل). يتم تبرير هذه النتيجة من خلال انخفاض استهلاك الطاقة وانخفاض استخدام أوراق المورينغا أوليفيرا. PEFE وMAE أكثر كفاءة (من حيث الكتلة) وأكثر صداقة (من حيث المعايير البيئية) من التحلل وبالتالي UAE وBW، مما يثبت أن تقنيات “الخضرة” مثل التوصيل الكهربائي والتقنيات الميكروويف هي الأكثر
صديقة للبيئة لاستخراج البوليفينولات من أوراق المورينغا أوليفيرا [70].

اختيار مذيبات الاستخراج هو جانب حاسم في GAC [71]. أظهر فتراتريغو غاروفالو وآخرون استدامة الإيزوبروبانول كمذيب غير تقليدي لاستخراج زيت نخالة الأرز بواسطة UAE [72]. يعد تطوير مذيبات “خضراء” جديدة واحدة من الاستراتيجيات المنفذة في GCA لتقليل الأثر البيئي لأنشطة المختبرات التحليلية [71]. تبين أن المذيبات العميقة (DEP) كانت واحدة من أكثر البدائل الواعدة لمذيبات الاستخراج التقليدية [71]. قام موروغان وآخرون بتقييم الأثر البيئي لاستخراج المركبات النشطة بيولوجيًا من Darcyodes rostrata باستخدام DES والإيثانول من خلال LCA [73].

عند نقل عملية استخراج على نطاق المختبر إلى نطاق صناعي، بالإضافة إلى تحليل LCA، يتطلب أيضًا تقييم تقني اقتصادي لتحديد الأداء البيئي والاقتصادي للعمليات. قام فيغا وآخرون بدمج تحليل LCA مع تقييم تقني اقتصادي لتحليل وتحسين الانتقال من المختبر إلى النطاق الصناعي لعمليتين للاستخراج (استخراج المذيبات وPLE). نسبة المذيب/المصفوفة وعائد الاستخراج هي المعلمات التي تؤثر بشكل أكبر على الأداء البيئي والاقتصادي للعمليات على النطاق الصناعي. على الرغم من أن PLE تظهر عائدًا أعلى، إلا أنها تحمل أعباء اقتصادية وبيئية أعلى من استخراج المذيبات على النطاق الصناعي [74].

الطلب المتزايد بشكل كبير على المنتجات العشبية و/أو المستخلصات للاستخدامات الصحية في الصناعات الغذائية والدوائية يدفع الحاجة إلى توفر سريع لمنتجات عالية الجودة بتكاليف معالجة منخفضة، وعائد أعلى، وسلامة للعمال والمستهلكين. يتطلب تصميم إجراءات الاستخراج اختيارًا أوليًا لفئة المركبات الحيوية المصدر والنباتية التي تتميز باهتمام كبير في صياغة المنتجات النباتية. وفقًا لنهج الكيمياء الخضراء، يرتبط استرداد المكونات الطبيعية باختيار المذيبات وتقنيات الاستخراج، ودمجها مع المعدات والأدوات التحليلية المستخدمة لتصميم تجارب عقلاني، ومراقبة الاستخراج، ومعالجة البيانات. تتميز النباتات بوجود عملية أيض ثانوية معقدة تؤدي إلى إنتاج مركبات متخصصة تتميز بوظائف بيولوجية متنوعة واستجابات بيئية. المركبات المتخصصة الأكثر شيوعًا تصنف بشكل رئيسي كالبوليفينولات، والقلويدات، والسكريات المتعددة، والأحماض الدهنية، والتربينات، والكاروتينات، والزيوت الأساسية، والمركبات العضوية المتطايرة. يتبع الاستخراج الانتقائي للمركبات المستهدفة من المصفوفات الطبيعية اختيارًا خطوة بخطوة. علاوة على ذلك، فإن تطوير منهجيات الاستخراج الموجهة نحو تقليل الأثر البيئي لإنتاج منتجات تعزز الصحة يدفع الحاجة إلى إيجاد مذيبات بديلة وإجراءات استخراج. عمومًا، تعتمد كفاءة طرق الاستخراج التقليدية والمتقدمة بشكل كبير على طبيعة مصفوفة النبات، وكيمياء المركبات الحيوية، والخبرة العلمية. تم تقديم مجموعة مفصلة من إجراءات الاستخراج الخضراء المستخدمة لإنتاج التركيبات النباتية في القسم التالي لاختيار مدفوع للظروف الخاصة بالاستخراج، وتحليل المنتجات الطبيعية في ضوء صياغة المنتجات النباتية الحيوية من خلال نهج الكيمياء الخضراء.

عمومًا، يمكن استرداد الفئات القطبية أو غير القطبية من المصفوفات الطبيعية المعقدة. تصنف الفئات الرئيسية من الجزيئات الموجودة في الفئة القطبية كمركبات فينولية، وغالبًا ما يتم عزلها كأشكال جليكوسيدية. تحدث أنواع مختلفة من البوليفينولات في النباتات الغذائية مثل الفواكه، والأعشاب، والخضروات، حيث تمارس بشكل رئيسي نشاطًا مضادًا للأكسدة للوقاية من الأمراض البشرية ودعم الرعاية الصحية. تُستخدم مذيبات مثل الماء، والميثانول، والإيثانول، والمخاليط الهيدروكحولية لاسترداد البوليفينولات بالاقتران مع تقنيات تقليدية (بشكل رئيسي النقع، واستخراج سوكسليت) مما يتطلب كميات كبيرة من المذيبات
ووقت أطول للاستخراج لاسترداد عائد كبير من المركبات. بخلاف الاستخدام الكبير للإجراءات التقليدية لاسترداد البوليفينولات القياسية، تؤدي طرق الاستخراج المتقدمة إلى استخراج فعال بتكاليف أقل للبوليفينولات، مستردة أقصى عائد من البوليفينولات مع كمية أقل من المذيبات في وقت استخراج أقصر. أظهرت النتائج التجريبية المبلغ عنها أن التقنيات الخضراء أكثر فعالية في استرداد المستقلبات الثانوية. يمكن تخصيص مجموعة مناسبة من المذيبات الخضراء وتقنيات الاستخراج لأغراض محددة من خلال اعتماد تقنيات وظروف استخراج مناسبة للحصول على تركيبة مختلفة من المركبات الحيوية في المنتج النهائي من نفس المصفوفة.

أكثر من المركبات القطبية، يمكن استرداد جزيئات أخرى ذات سلوك ليبوفيل مثل الفيتوستيرولات، والأحماض الدهنية، والكاروتينات والزيوت الأساسية من المصفوفات الطبيعية لتأثيراتها الحيوية. الفيتوستيرولات هي جزيئات تشبه الكوليسترول تحدث في النباتات الغذائية، مع تركيزات عالية في الزيوت النباتية غير المكررة، والمكسرات، وزيوت الزيتون. عادة ما يتم امتصاصها من خلال تناول الطعام اليومي، حيث تمنع الفيتوستيرولات امتصاص الكوليسترول وتعيد تدوير الأحماض الصفراوية الذاتية، مما يمارس دورًا حاسمًا في التخلص من الكوليسترول بعيدًا عن القناة المعوية. تُستخدم مكملات الفيتوستيرولات حاليًا لتقليل مستويات الكوليسترول في الدم والوقاية من أمراض القلب التاجية. علاوة على ذلك، سلطت الدراسات الحديثة الضوء على تطبيقاتها في النشاط المضاد للالتهابات، ومضاد السرطان، والنشاط الحامي للكبد. يتضمن الاستخراج التقليدي للفيتوستيرولات استخراجًا من المرحلة العضوية يتبعه التحلل الحمضي لفصل الفئة غير القابلة للصابون، لكن Feng et al.، 2020 أبلغوا عن استخراج مبتكر من خلال التصبن المباشر باستخدام الطريقة الخضراء التي تتمتع بفعالية أعلى في عائد الاستخراج وعملية الاستدامة البيئية، مما يفتح آفاقًا جديدة للاستخراج الأخضر غير التقليدي كما تم مناقشته في المراجعة الحالية.

تعتبر الأحماض الدهنية مغذيات أساسية ذات ملف حيوي مرتفع. يمكن تصنيف الدهون المشتقة من الطعام عمومًا إلى أحماض دهنية غير مشبعة (UFA) وأحماض دهنية مشبعة (SFA). بشكل خاص، يمكن تقسيم الأحماض الدهنية غير المشبعة cis التي تحدث بشكل طبيعي إلى أحماض دهنية أحادية غير مشبعة (MUFA) وأحماض دهنية متعددة غير مشبعة (PUFA) وكلاهما يتميز بأدوار وظيفية في الأمراض غير المعدية. في الأدلة الحديثة، كان استبدال الأطعمة الغنية بـ SFA بأطعمة نباتية غنية بـ UFA مرتبطًا بانخفاض خطر النتائج القلبية الوعائية. تم الإبلاغ عن عدة أنواع لاحتوائها العالي على UFA. على الرغم من أن الزيوت المستخرجة من الزيتون، والمكسرات، وفول الصويا، وبذور الكاميليا، وفواكه الأفوكادو، والنباتات الورقية تم دراستها بشكل شائع لوجود الأحماض الدهنية الأحادية غير المشبعة، لا تزال العديد من الهياكل الأخرى بحاجة إلى الاكتشاف في مملكة النباتات. تم تقدير أن من عائلات النباتات لم يتم التحقيق فيها بعد من حيث تركيبة الأحماض الدهنية. أفادت الدراسات الحديثة بوجود مصادر جديدة من الدهون الحيوية الموجودة في النباتات التي تلعب دورًا وظيفيًا في صحة الإنسان كمرشحين جدد لإنتاج المنتجات النباتية. على سبيل المثال، تم التحقيق في ملف الدهون القطبي الشامل للرجلة، الذي لا يحدث عادة في النباتات الورقية. أظهرت تحليل HPLC-HRMS/MS مجموعة واسعة من فئات الدهون من الأوكسيلبينات الخطية والدائرية إلى الجليكوليبيدات، والفوسفوليبيدات، والسفينغوليبيدات التي تتميز بوجود دهون ذات وزن جزيئي مرتفع. أظهرت المستخلصات والفئات الغنية بالدهون من الأجزاء القابلة للأكل نشاطًا مضادًا للالتهابات في المختبر من خلال تثبيط مسار TNF- -المحفز NF-kB وتنشيط عوامل النسخ PPAR- و Nrf2. على الرغم من القيمة البيولوجية والتغذوية العالية للدهون في النباتات، تم استخدام المذيبات والتقنيات التقليدية بشكل كبير، وتعتبر عمليات استخراج UFA من خلال نهج أخضر مهمة صعبة. في ضوء استخراج الكيمياء الخضراء، تم تنفيذ سير عمل متسلسل يعتمد على إجراءات خضراء بواسطة Vardanega et al.، 2023. بشكل خاص، تشغل البذور غير القابلة للأكل وقشرة فاكهة الجراناديل جزءًا كبيرًا من الفاكهة ( من الوزن الإجمالي للفاكهة)، بينما يتم استهلاك لبها طازجًا. كان الهدف من الدراسة المذكورة هو الحصول على مركبات حيوية ذات قيمة مضافة من بذور الجراناديل من خلال الاسترداد الأولي لزيت SFE-CO2 الذي يحتوي على من UFA، ثم خطوة ثانية من استخراج PLE وUAE لاسترداد الفئات الفينولية من البذور المنزوعة الدهن (الجدول 2). وفقًا لسير العمل الأخضر الموصوف، تم تقديم طريقة جديدة لـ

تم فتح مجال التلاعب بالمصفوفة الطبيعية لتطبيق الأغذية الغنية بالدهون المخصصة لإنتاج الأعشاب الطبية المعززة للصحة للاستهلاك البشري.

تُصنف الكاروتينات كمركبات إيزوبرينويد تتميز بهيكل كربوني C40. يحتوي الليكوبين على الهيكل الأساسي غير المتفرع الذي يظهر السمة الرئيسية لجميع الكاروتينات المكونة من سلسلة بوليينية مركزية. تحتوي الكاروتينات المعقدة على نفس الهيكل مع تغييرات هيكلية مثل تدوير المجموعات النهائية (حالة -كاروتين أو البيتا كاروتين) والوظائف المؤكسدة [85]. يُذكر أن عائلة الكاروتينات
لوظائفها في صحة الإنسان مثل النشاط المضاد للأكسدة، والوقاية من السرطان، وتحسين حالة العين [86]. المذيبات التقليدية المستخدمة لاستخراج الكاروتينات من الأطعمة مصنوعة من خلطة من الهكسان والأسيتون والإيثانول في نسبة تتبعها تصبن NaOH للتخلص من الجزء القابل للتصبن، ولكن من المرغوب تطوير طرق استخراج متقدمة لتحقيق نهج أكثر استدامة وأمانًا كما تم مناقشته في العمل الحالي.

الزيوت الأساسية هي مزيج معقد من المركبات المتطايرة، تتبخر بسهولة عند التسخين، وتستخدم على نطاق واسع في مستحضرات التجميل والعطور و
العلاج بالروائح [87]. يتم استعادة الزيوت عالية القيمة عادةً بواسطة طرق تقليدية مثل التقطير المائي (HD)، الضغط البارد، الإنفلاوراج، استخراج المذيبات، والتقطير المتزامن الذي يؤدي إلى كفاءة استخراج منخفضة، وتحلل حراري كبير أو تحلل مائي لمركبات الإستر غير المشبعة، والاحتمال لوجود مذيبات عضوية متبقية في الزيوت الأساسية [88]. من ناحية أخرى، تم تطوير طرق صديقة للبيئة لتحسين عملية استخراج الزيوت الأساسية. قدم استخراج ثاني أكسيد الكربون فوق الحرج من Dendranthema indicum، بالاشتراك مع التقطير الجزيئي الذي أجراه قوه وآخرون، 2022، عائد استخراج قدره بشرط وجود 750 واط من طاقة الميكروويف، درجة حرارة الاستخراج 26 ميغاباسكال من ضغط الاستخراج و105 دقائق من وقت الاستخراج [88].

عند اختيار مذيب للاستخراج، يجب أخذ الخصائص مثل قوة المذيب، نقطة الغليان، التفاعل، اللزوجة، الاسترداد، ضغط البخار، السلامة، السمية، والتكلفة في الاعتبار. علاوة على ذلك، في التحول المستقبلي نحو الكيمياء الخضراء، يجب أن يتماشى اختيار المذيب مع الطبيعة الكيميائية للمركبات المختارة ولكن أيضًا مع تقييم الأثر البيئي واستخدامها الآمن في صياغة المكملات الغذائية. بشكل عام، يجب أن تتطابق الخصائص العازلة للمذيب مع قابلية ذوبان الجزيئات المرغوبة. عادةً ما تتميز المذيبات غير القطبية بثوابت عازلة منخفضة، بينما تُستخدم المذيبات القطبية على نطاق واسع بسبب ثوابت عازلة عالية. في الإجراءات التقليدية، تُستخدم المذيبات القطبية مثل الماء، والأسيتات الإيثيلية، والكحوليات مثل الإيثانول، والميثانول، لاستخراج المكونات المحبة للماء في النباتات، بينما يُفضل عادةً استخدام الهكسان، والإيثر، وإيثر البترول كمذيبات غير قطبية لاستخراج المستقلبات الثانوية المحبة للدهون. على الرغم من السلوك الكيميائي الذي تم مناقشته، يجب أن تؤثر ظروف الضغط ودرجة الحرارة التشغيلية أيضًا على اختيار المذيبات المناسبة التي تؤثر على التحلل الحراري للمركبات والحد الفني لتقنيات الاستخراج. على سبيل المثال، في الاستخراج بالميكروويف (MAE) يمكن تطبيق التسخين المباشر لمصفوفة النبات الممتصة للميكروويف لاستخراج المركبات الحساسة للحرارة، مما يحرر المركبات المستهدفة إلى المذيب غير القطبي الأكثر برودة في المصفوفة المحيطة. في حالة المركبات التي لا تتعرض للتلف بسبب درجات الحرارة العالية، يمكن أن تكون المذيبات القطبية أو الخلطات الهيدروكحولية هي الخيار الأفضل على الرغم من نقطة غليانها الأعلى.

بعيدًا عن المذيبات العضوية المستخدمة عادةً للاستخراج، يتركز الاهتمام المتزايد على المذيبات الطبيعية العميقة (NADES). نظرًا لإمكانية وجود مجموعة كبيرة من التفاعلات بين المواد الطبيعية التي تعمل على تشكيل روابط هيدروجينية، والخصائص الفيزيائية الكيميائية القابلة للتعديل، والدمج مع تقنيات الاستخراج المبتكرة، تُستخدم NADES بشكل خاص في الاستخراج الأخضر وتحليل النباتات لاستبدال المذيبات العضوية التقليدية. عمومًا، تعتبر NADES مزيجًا خاصًا من المستقلبات الأولية، مثل الأحماض العضوية، والأحماض الأمينية، والسكريات، وأحيانًا يُوصى بإضافة الماء لتعديل خصائص هذه المخلطات. تم تقديم دراسة حالة من زهرة استخدمت لفترة طويلة في مستحضرات التجميل: كاليندولا أوفيسيناليس L. تم تقديم مقارنة بين كفاءة استخراج الزهور بين مخلطات NADES والمذيبات التقليدية. بالنظر إلى المركبات النباتية النشطة حيويًا وقطبية المذيبات الفردية، قدم الماء والإيثانول بمفردهما أداءً ضعيفًا في الاستخراج، بينما تم استخراج كميات أكبر من الأحماض الفينولية والفلافونويدات من زهور كاليندولا أوفيسيناليس باستخدام NADES المدروسة. أظهرت كل مزيج من NADES المختبرة كفاءة استخراج تجاه الأحماض الفينولية تساوي أو أعلى من تلك الخاصة بأفضل المذيبات التقليدية.

تسلط هذه المراجعة الضوء، من خلال أوصاف عميقة لحالات دراسية، على أن الجمع بين التقنيات الخضراء والمذيبات يمكن أن يزيد من عائد استخراج المواد الفعالة حيوياً من خلال تسهيل آلية تآزرية (مثل انتقال الكتلة، تمزق الخلايا، تفاعل المذاب والمذيب) وفي نفس الوقت، تشجيع القضاء على المواد الكيميائية الخطرة في المستقبل من خلال استبدالها بمذيبات أقل سمية توفر الوقت المهدور.
البيئة والصحة. الماء هو المذيب الأكثر أمانًا للاستخراج مع توافق بيولوجي، لكن القدرة على استخراج المركبات النشطة بيولوجيًا من النباتات محدودة جدًا. على الرغم من سلوكه، فإن ظروف درجات الحرارة والضغط في استخراج الماء تحت الحرج (SWE) حولت قطبية الماء نحو المذيبات العضوية الأقل قطبية وزادت بشكل محتمل من عائد استخراج المركبات ذات القطبية المتوسطة. وصف مارافيتش وآخرون، 2022، الملف الفينولي لاستخراج أوراق بنجر السكر (Beta vulgaris L.) وقدرة مضادات الأكسدة المرتبطة به تعتمد إلى حد كبير على تقنية الاستخراج المستخدمة والمذيبات. أظهر الفيتكسين أنه المركب الفينولي الأكثر وفرة الموجود في جميع الاستخراجات. تم التحقيق في مقارنة بين قدرة مضادات الأكسدة للاستخراجات من خلال DPPH وFRAP وABTS، مما يشير إلى أدنى نشاط مضاد للأكسدة للاستخراجات التي تم الحصول عليها من خلال الاستخراج الصلب/السائل مقارنة بتقنيات الاستخراج الأخرى. بشكل خاص، أظهر تأثير الماء في تقنية SWE كفاءة أعلى في درجة الحرارة الأعلى المختبرة. عندما يتم تعريض 6 جرام من العينة لعملية SWE تحت ظروف نسبة المادة الصلبة إلى السائلة، دورتان، شطف، الماء كمذيب، 10 دقائق زمن استخراج ديناميكي [92].

الموجات فوق الصوتية هي الوسيلة الأكثر تنوعًا للتعامل مع أي خليط معقد يتميز بارتفاع اللزوجة والكثافة. هذه هي حالة NADES، وهي خليط من المساحيق الصلبة المركزة في كمية قليلة من الماء، وأحيانًا يكون الماء غائبًا. تتيح NADES تآلفًا مناسبًا مع المركبات غير القطبية أو ذات القطبية المنخفضة، لكن تفاعلها مع المصفوفة يعيقه السلوك الفيزيائي. طور ستوبار وآخرون، 2021، طريقة فعالة لـ استخراج البيتا كاروتين باستخدام مذابات طبيعية مستدامة معززة بالموجات فوق الصوتية لتكثيف عملية الاستخراج وزيادة نسبة الاسترداد البيتا كاروتين من اليقطين (Cucurbita maxima). بالتفصيل، من خلال دمج الإمارات العربية المتحدة وNADES المعتمدة على الأحماض الدهنية (الجدول 2)، تم تعزيز عملية الاستخراج وأسفرت عن مستخلص غني بـ تم استرداد محتوى البيتا كاروتين من اليقطين. يمكن تصنيف أفضل NADES وفقًا لنسبة الأحماض الدهنية. تحقيق كفاءات استخراج أعلى من -كاروتين ، أعلى من التركيب الآخر الذي تم اختباره عند C8:C10 (2:1) و M:C10 (2:1) [93]. بشكل عام، يتم اختيار التقنيات المضغوطة للتطبيقات القابلة للتحكم كاستراتيجية لاستعادة المركبات الطبيعية غير المستقرة. قام ميسكويتا وآخرون، 2023، بتطوير منصة تعتمد على استخراج السائل المضغوط المرتبط بخطوة استخراج الطور الصلب (PLE-SPE) مع استخدام خلطات NADES الإذابة لاستعادة الأنثوسيانين ومركبات الفينول الأخرى من الجابوتيكابا (Plinia cauliflora)، المعروف عادة بالتوت البرازيلي [94]. تم إثبات نجاح العملية الكلية من خلال كفاءة الاستخراج العالية ومستوى نقاء الأنثوسيانين المستخرج. تم تصميم تفاصيل عملية استخراج PLE-SPE باستخدام المذيب الإذابي المكون من كلوريد الكولين: حمض اللبنيك (نسبة 1:2). تم اختيار الظروف التشغيلية المثلى مع درجة حرارة وزمن ثابت قدره 12.5 دقيقة. باستخدام مادة ماصة تجارية من نوع C 18، تم ربط نظام الاستخراج بالطور الصلب مع نظام الاستخراج السائل الصلب تحت ضغط عالٍ. أكثر من من إجمالي كمية الأنثوسيانين المستخرجة يتم استردادها بعد 40 دقيقة من الاستخراج باستخدام نظام NADES، وهو أعلى من الكميات النسبية للماء، ، وإيثانول في ، و تم استخدامه على التوالي [94]. تم تصنيف عدة تركيبات وظروف ذات صلة لاستخراج المركبات المستهدفة باستخدام “تقنية خضراء – نهج المذيبات” كما هو موصوف عادة في الأدبيات الخاصة بالنباتات في الجدول 2 التالي.

في الوقت الحاضر، يتطلب وجود تقنيات استخراج معقدة بشكل متزايد، مع العديد من المتغيرات القادرة على التأثير على كفاءة العملية، أيضًا استخدام تصاميم تجريبية مناسبة. تحدد هذه الحسابات المتغيرات المستقلة (العوامل) القادرة على التأثير على العملية وتقيّم آثارها على المتغيرات الاستجابة (المتغيرات التابعة) التي يرغب المرء في التحكم بها من أجل استخراج أو تحليل المركبات ذات الاهتمام.
من الممكن زيادة كفاءة عملية الاستخراج من خلال دمج تقنيات الاستخراج غير التقليدية المبتكرة مع تصميم تجريبي مناسب. هذا مهم بشكل خاص عندما تكون المصفوفة الابتدائية من أصل نباتي وبالتالي غنية بالمركبات الطبيعية. يمكن أن يضمن استخدام التصاميم التجريبية زيادة في الانتقائية الاستخراجية وزيادة في استرداد المكونات الوظيفية. كما يمكن أن تقلل التصاميم التجريبية من عدد التجارب المطلوبة، مما يقلل من التكلفة والوقت والأثر البيئي.

يلعب تطوير تصميم تجريبي مناسب دورًا رئيسيًا في التجارب؛ حيث يمكن أن تؤدي الأخطاء، خاصة في المراحل الأولية من الدراسة، إلى نتائج غير موثوقة واستنتاجات خاطئة. لهذا السبب، أصبحت طرق تصميم التجارب تحظى بشعبية متزايدة. في الماضي، كانت الطريقة الأكثر شيوعًا لتصميم التجارب هي نهج OVAT، الذي لا يزال شائعًا اليوم بسبب بساطته. ومع ذلك، في هذا النهج، يتم تغيير عامل واحد فقط في كل مرة، بينما يتم تثبيت جميع العوامل الأخرى عند قيمها الاسمية، مما يمنع تقييم تأثير تفاعلات العوامل في العملية. لذلك، تكمن المشكلة الرئيسية في OVAT في وجود مصفوفة تجريبية صغيرة مع نطاق صغير من إعدادات المتغيرات المستقلة. كما يتطلب عددًا كبيرًا من التجارب من أجل تحسين العملية. لذلك، يمكننا فقط تعريف هذا النهج بأنه مناسب لتحسين العمليات التجريبية البسيطة التي تحتوي على متغيرين مستقلين أو واحد. وبالتالي، فإنه غير مناسب لتحسين التقنيات الخضراء مثل SFE أو PLE، التي تحتوي على العديد من متغيرات العملية ومخاطر إنتاج نتائج غير مكتملة أو غير صحيحة. بالنسبة لهذه التقنيات التعدينية، فإن تحسين التجارب من خلال التحليل متعدد المتغيرات هو الأكثر ملاءمة. يسمح هذا النهج بتقييم جميع التفاعلات بين العوامل في وقت واحد على عدة مستويات، وتمثل النتائج التي تم الحصول عليها القيمة المتوسطة لكامل المجال التجريبي. وهذا يجعل من الممكن اختيار أفضل ظروف العملية حتى خارج التجارب المنفذة، وبالتالي الحصول على نتائج أكثر دقة وموثوقية من OVAT.

لتقييم تأثير كل عامل ولإيجاد الإعدادات المثلى، تركز الطرق المعتمدة على تصميم التجارب متعدد المتغيرات (DoE) على النمذجة والتحليل الإحصائي لتحديد العوامل التي لها تأثير كبير على العملية. إن التخطيط الصحيح لتصميم التجربة هو خطوة أساسية للحصول على بيانات موثوقة قادرة على التحقق من الفرضيات التجريبية. أولاً وقبل كل شيء، من الضروري تقييم المتغيرات المستقلة، أي تلك العوامل التي تعتبر قادرة على التأثير على العملية التجريبية. يجب أن تكون المتغيرات المستقلة سهلة التحكم ومتغيرة وفقًا لتقنية الاستخراج المعنية. على وجه الخصوص، فإن العوامل الأكثر أهمية لاستخراج الميكروويف هي وقت الاستخراج، وتركيب المذيب، ودرجة الحرارة، ونسبة الدواء: المذيب. من ناحية أخرى، فإن العوامل التي تؤثر على العملية هي درجة الحرارة، والضغط، وتركيب المذيب، ووقت الاستخراج لتقنية PLE. تقنية SFE-CO2 تتأثر أكثر بالضغط، ودرجة الحرارة، ونوع المذيب المساعد، وأخيرًا، بالنسبة لتقنية الموجات فوق الصوتية، فإن العوامل الرئيسية هي درجة الحرارة، والضغط، وتركيب المذيب، وتردد الموجة، ووقت الاستخراج. يتم التعبير عن كل من هذه العوامل بمستويات تتراوح من -1 (الحد الأدنى) إلى 1 (الحد الأقصى) مع كون 0 هو القيمة المركزية. أخيرًا، العنصر الثالث الرئيسي في تصميم التجربة هو المتغيرات التابعة، التي تمثل متغيرات الاستجابة التي نريد تحديدها في نهاية تصميم التجربة، مثل زيادة استرداد جزيئات حيوية محددة من مصفوفات نباتية.

هناك العديد من التطبيقات لتصميم التجارب (DoE) في مجالات مختلفة، وبالتأكيد اليوم هناك اهتمام متزايد باستخدامه في علوم الأوميكس، سواء للدراسات المستهدفة (حيث يتم التحكم في مجموعة من المستقلبات المحددة) أو غير المستهدفة (حيث يتم التحكم في جميع المستقلبات لعينة ما) [112]. ومع ذلك، من المهم تحديد عدد العوامل والمستويات في تصميم التجربة، حيث سيحدد ذلك عدد التجارب التي يجب إجراؤها لتحسين الاستخراج.
العملية، ولهذا السبب تتوفر حاليًا نماذج مختلفة للتحليل متعدد المتغيرات. على وجه الخصوص، يمكننا التمييز بين الطرق الخاصة بالتقييم الأولي للعوامل التي يجب أخذها بعين الاعتبار والطرق الخاصة بتحسين الاستجابة. .

أحد التطبيقات المحتملة لتصميم العوامل يتضمن استخدامها في الفحص الأولي للعوامل. في هذا السياق، الجزء الأكثر شيوعًا هو التصميم العامل. يحتوي هذا النموذج على عدة متغيرات.

تستند إلى نماذج تربيعية تسمح بالحدود القصوى المحددة كحدود قصوى ودنيا تمثل ظروفًا حرجة. هذه الطريقة أساسية للسماح بتحسين الظروف.

نظرًا للدور الغذائي والعلاجي للمواد الطبيعية النشطة
المكونات، فإن مستخلصات النباتات لها تطبيقات عديدة في صناعة المكملات الغذائية ومستحضرات التجميل. من بين المنتجات النباتية المتزايدة الانتشار، تعتبر النباتات منتجات تعزز الصحة مع اهتمام متزايد في السوق. يرتبط استرداد المكونات النشطة من النباتات ومنتجاتها الثانوية بعملية الاستخراج التي توفر توازنًا بين أداء تقنيات الاستخراج والمذيبات المستخدمة كوسائط لنقل الكتلة من المصفوفة. توفر هذه المراجعة نظرة نقدية على إجراءات الاستخراج الخضراء الحالية في كيمياء المنتجات الطبيعية. كان هدفها هو تقديم تحديث حول استراتيجيات تحسين كفاءة الاستخراج والاستدامة البيئية.

في الوقت الحاضر، التحدي الرئيسي في الكيمياء التحليلية هو تضمين الاعتبارات البيئية في تصميم وتحسين العمليات التحليلية، من أجل تطوير إجراءات أكثر استدامة. في العقود الأخيرة، تم تطوير العديد من التقنيات المبتكرة في مجالات عمليات الاستخراج وتعتبر عمومًا عمليات استخراج خضراء، مثل MAE وUAE وSFE-CO2 وPLE وPEFE، حيث تتميز بانخفاض استهلاك المذيبات العضوية ووقت التحليل والطاقة، مقارنة بتقنيات الاستخراج التقليدية.

بشكل عام، يتم تعريف إجراء تحليلي بأنه “أخضر” دون تقييم حقيقي لتأثيره البيئي من خلال أدوات معتمدة. على مر السنين، تم تطوير العديد من المنصات المترية لتقييم الخضرة النوعية والكمية للعمليات التحليلية. معظم الأدوات المترية التقليدية المستخدمة هي عامة وغير كافية لتقييم الخضرة لجميع خطوات العملية التحليلية. لذلك، هناك حاجة إلى أدوات مترية محددة للخطوات الحاسمة للعملية التحليلية.

في كيمياء المنتجات الطبيعية، تعتبر عملية الاستخراج خطوة أساسية وهي الأكثر تأثيرًا على الاستدامة البيئية. حتى الآن، لا توجد مقاييس محددة لمرحلة الاستخراج وأحد الآفاق المستقبلية يمكن أن يكون تطوير منصة محددة في اتجاه تحسين الأخضر للإجراء.

في GAC، بالإضافة إلى التقييم النوعي والكمّي لتأثير البيئة للعملية التحليلية، من الضروري تقليلها. وبالتالي، من الضروري تحديد المعلمات المسؤولة عن التأثير البيئي لمرحلة الاستخراج وتحسينها من أجل زيادة الاستدامة البيئية للعملية التحليلية. العوامل الرئيسية المتعلقة بالمخاطر البيئية للعملية هي المواد الكيميائية، والنفايات الناتجة، والطاقة المستخدمة. المعلمات التي يجب مراقبتها وتحسينها في تقنيات الاستخراج المتقدمة عديدة. بهدف دمج جميع المعلمات، يتطلب الأمر تصميم تجريبي لفهم تأثيرات الأبعاد المتعددة وتفاعلات عوامل الإدخال على استجابات مرحلة الاستخراج. لذلك، يجب أن تركز أولويات البحث المستقبلية في هذا المجال على بناء وإدارة تصميم تجريبي مع الأخذ في الاعتبار الاستدامة البيئية للعملية التحليلية كمعلمة إضافية لعمل تدفق أخضر تمامًا في مجال النباتات.

تم تمويل هذا المشروع بموجب خطة التعافي والمرونة الوطنية (NRRP)، المهمة 4 المكون 2 الاستثمار 1.3 – دعوة لتقديم العروض رقم 341 بتاريخ 15 مارس 2022 من وزارة التعليم والبحث الإيطالية الممولة من الجيل القادم للاتحاد الأوروبي؛ رمز المشروع PE00000003، مرسوم التنازل رقم 1550 بتاريخ 11 أكتوبر 2022 المعتمد من وزارة التعليم والبحث الإيطالية، CUP D93C22000890001، عنوان المشروع “ON Foods – شبكة البحث والابتكار حول استدامة الغذاء والتغذية، السلامة والأمان في العمل على الأغذية”.

سيرو كانافاتشيو: الكتابة – المسودة الأصلية، التصور. ستيفانيا باجلياري: الكتابة – المراجعة والتحرير، الكتابة – المسودة الأصلية. ريتا سيلانو: الكتابة – المسودة الأصلية. لوكا كامبوني: الكتابة – المراجعة والتحرير، الكتابة – المسودة الأصلية، الإشراف، الحصول على التمويل، التصور. لوكا راستريلي: الكتابة – المسودة الأصلية، الإشراف،

الحصول على التمويل، التصور.

يعلن المؤلفون أنهم ليس لديهم مصالح مالية متنافسة معروفة أو علاقات شخصية قد تكون قد أثرت على العمل المبلغ عنه في هذه الورقة.

لم يتم استخدام أي بيانات للبحث الموصوف في المقالة.

يود المؤلفون أن يشكروا “المركز الوطني لمستقبل التنوع البيولوجي” (رمز التعريف CN00000033، CUP B83C22002930006) حول “التنوع البيولوجي”، الممول بموجب خطة التعافي والمرونة الوطنية (NRRP)، المهمة 4، المكون 2، الاستثمار 1.4.

[1] S. Barlow, A. Chesson, J.D. Collins, A. Flynn, C.L. Galli, A. Hardy, K.D. Jany, M. J. Jeger, A. Knaap, H. Kuiper, J.C. Larsen, D. Lovell, J. Schlatter, V. Silano, F. Smulders, P. Vannier, Guidance on safety assessment of botanicals* and botanical preparations** intended for use as ingredients in food supplements, EFSA J. 7 (2009), https://doi.org/10.2903/j.efsa.2009.1249.
[2] M.Y. Heng, S.N. Tan, J.W.H. Yong, E.S. Ong, Emerging green technologies for the chemical standardization of botanicals and herbal preparations, TrAC – Trends Anal. Chem. 50 (2013) 1-10, https://doi.org/10.1016/j.trac.2013.03.012.
[3] D.K. Singh, A. Sahu, S. Kumar, S. Singh, Critical review on establishment and availability of impurity and degradation product reference standards, challenges faced by the users, recent developments, and trends, TrAC – Trends Anal. Chem. 101 (2018) 85-107, https://doi.org/10.1016/j.trac.2017.10.021.
[4] J.C. Prata, T. Rocha-Santos, A.I. Ribeiro, An introduction to the concept of One Health, One Heal. Integr. Approach to 21st Century Challenges to Heal (2022) 1-31, https://doi.org/10.1016/B978-0-12-822794-7.00004-6.
[5] S. Armenta, S. Garrigues, M. de la Guardia, The role of green extraction techniques in Green Analytical Chemistry, TrAC – Trends Anal. Chem. 71 (2015) 2-8, https://doi.org/10.1016/j.trac.2014.12.011.
[6] T. Belwal, S.M. Ezzat, L. Rastrelli, I.D. Bhatt, M. Daglia, A. Baldi, H.P. Devkota, I. E. Orhan, J.K. Patra, G. Das, C. Anandharamakrishnan, L. Gomez-Gomez, S. F. Nabavi, S.M. Nabavi, A.G. Atanasov, A critical analysis of extraction techniques used for botanicals: trends, priorities, industrial uses and optimization strategies, TrAC – Trends Anal. Chem. 100 (2018) 82-102, https://doi.org/10.1016/j. trac.2017.12.018.
[7] P. Yu, M.Y. Low, W. Zhou, Design of experiments and regression modelling in food flavour and sensory analysis: a review, Trends Food Sci. Technol. 71 (2018) 202-215, https://doi.org/10.1016/j.tifs.2017.11.013.
[8] C. Picot-Allain, M.F. Mahomoodally, G. Ak, G. Zengin, Conventional versus green extraction techniques – a comparative perspective, Curr. Opin. Food Sci. 40 (2021) 144-156, https://doi.org/10.1016/J.COFS.2021.02.009.
[9] T. Belwal, F. Chemat, P.R. Venskutonis, G. Cravotto, D.K. Jaiswal, I.D. Bhatt, H. P. Devkota, Z. Luo, Recent advances in scaling-up of non-conventional extraction techniques: learning from successes and failures, TrAC Trends Anal. Chem. 127 (2020) 115895, https://doi.org/10.1016/J.TRAC.2020.115895.
[10] M. Garcia-Vaquero, G. Rajauria, B. Tiwari, Conventional extraction techniques: solvent extraction, Sustain. Seaweed Technol. Cultiv. Biorefinery, Appl. (2020) 171-189, https://doi.org/10.1016/B978-0-12-817943-7.00006-8.
[11] M. Ramos, A. Jiménez, M.C. Garrigós, Il-based advanced techniques for the extraction of value-added compounds from natural sources and food by-products, TrAC Trends Anal. Chem. 119 (2019) 115616, https://doi.org/10.1016/J. TRAC.2019.07.027.
[12] A.C. Diamanti, P.E. Igoumenidis, I. Mourtzinos, K. Yannakopoulou, V. T. Karathanos, Green extraction of polyphenols from whole pomegranate fruit using cyclodextrins, Food Chem. 214 (2017) 61-66, https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2016.07.072.
[13] S.P. Ishwarya, P. Nisha, Headway in Supercritical Extraction of Fragrances and Colors, Elsevier, 2020, https://doi.org/10.1016/b978-0-08-100596-5.22677-2.
[14] C. Picot-Allain, M.F. Mahomoodally, G. Ak, G. Zengin, Conventional versus green extraction techniques – a comparative perspective, Curr. Opin. Food Sci. 40 (2021) 144-156, https://doi.org/10.1016/j.cofs.2021.02.009.
[15] C. Da Porto, D. Decorti, A. Natolino, Water and ethanol as co-solvent in supercritical fluid extraction of proanthocyanidins from grape marc: a comparison and a proposal, J. Supercrit. Fluids 87 (2014) 1-8, https://doi.org/ 10.1016/j.supflu.2013.12.019.
[16] A. Rajaei, M. Barzegar, Y. Yamini, Supercritical fluid extraction of tea seed oil and its comparison with solvent extraction, Eur. Food Res. Technol. 220 (2005) 401-405, https://doi.org/10.1007/S00217-004-1061-8/TABLES/3.
[17] S. Zhao, D. Zhang, Supercritical CO2 extraction of Eucalyptus leaves oil and comparison with Soxhlet extraction and hydro-distillation methods, Sep. Purif. Technol. 133 (2014) 443-451, https://doi.org/10.1016/J.SEPPUR.2014.07.018.
[18] R. Martins, A. Barbosa, B. Advinha, H. Sales, R. Pontes, J. Nunes, Green extraction techniques of bioactive compounds: a state-of-the-art review, Process 11 (2023) 2255, https://doi.org/10.3390/PR11082255.
[19] D. De Vita, S. Lachowicz, W. Wi’sniewska, L. Lajoie, A.-S. Fabiano-Tixier, F. Chemat, Water as green solvent: methods of solubilisation and extraction of natural products-past, present and future solutions, Pharm. Times 15 (1507 15) (2022) 1507, https://doi.org/10.3390/PH15121507.
[20] F.G.C. Ekezie, D.W. Sun, J.H. Cheng, Acceleration of microwave-assisted extraction processes of food components by integrating technologies and applying emerging solvents: a review of latest developments, Trends Food Sci. Technol. 67 (2017) 160-172, https://doi.org/10.1016/j.tifs.2017.06.006.
[21] M. Vinatoru, T.J. Mason, I. Calinescu, Ultrasonically assisted extraction (UAE) and microwave assisted extraction (MAE) of functional compounds from plant materials, TrAC – Trends Anal. Chem. 97 (2017) 159-178, https://doi.org/ 10.1016/j.trac.2017.09.002.
[22] R. Costa, The chemistry of mushrooms: a survey of novel extraction techniques targeted to chromatographic and spectroscopic screening, Stud. Nat. Prod. Chem. 49 (2016) 279-306, https://doi.org/10.1016/B978-0-444-63601-0.00009-0.
[23] A.M. Galan, I. Calinescu, A. Trifan, C. Winkworth-Smith, M. Calvo-Carrascal, C. Dodds, E. Binner, New insights into the role of selective and volumetric heating during microwave extraction: investigation of the extraction of polyphenolic compounds from sea buckthorn leaves using microwave-assisted extraction and conventional solvent extraction, Chem. Eng. Process. Process Intensif. 116 (2017) 29-39, https://doi.org/10.1016/J.CEP.2017.03.006.
[24] G. Silveira Da Rosa, S. Kranthi Vanga, Y. Gariepy, V. Raghavan, Comparison of Microwave, Ultrasonic and Conventional Techniques for Extraction of Bioactive Compounds from Olive Leaves, Olea europaea L.), 2019, https://doi.org/ 10.1016/j.ifset.2019.102234.
[25] Z. Rafiee, S.M. Jafari, M. Alami, M. Khomeiri, Microwave-assisted extraction of phenolic compounds from olive leaves; a comparison with maceration, J. Anim. Plant Sci 21 (2011) 738.
[26] C.B.T. Pal, G.C. Jadeja, Microwave-assisted deep eutectic solvent extraction of phenolic antioxidants from onion (Allium cepa L.) peel: a Box-Behnken design approach for optimization, J. Food Sci. Technol. 56 (2019) 4211-4223, https:// doi.org/10.1007/S13197-019-03891-7/FIGURES/4.
[27] B. Zhang, R. Yang, C.Z. Liu, Microwave-assisted extraction of chlorogenic acid from flower buds of Lonicera japonica Thunb, Sep. Purif. Technol. 62 (2008) 480-483, https://doi.org/10.1016/J.SEPPUR.2008.02.013.
[28] G. Alvarez-Rivera, M. Bueno, D. Ballesteros-Vivas, J.A. Mendiola, E. Ibañez, Pressurized liquid extraction, Liq. Extr. (2019) 375-398, https://doi.org/ 10.1016/B978-0-12-816911-7.00013-X.
[29] V. Kitrytė, A. Kavaliauskaitė, L. Tamkutė, M. Pukalskienė, M. Syrpas, P. Rimantas Venskutonis, Zero waste biorefining of lingonberry (Vaccinium vitis-idaea L.) pomace into functional ingredients by consecutive high pressure and enzyme assisted extractions with green solvents, Food Chem. 322 (2020) 126767, https:// doi.org/10.1016/j.foodchem.2020.126767.
[30] P.S.N. Chada, P.H. Santos, L.G.G. Rodrigues, G.A.S. Goulart, J.D. Azevedo dos Santos, M. Maraschin, M. Lanza, Non-conventional techniques for the extraction of antioxidant compounds and lycopene from industrial tomato pomace (Solanum lycopersicum L.) using spouted bed drying as a pre-treatment, Food Chem. X 13 (2022) 100237, https://doi.org/10.1016/J.FOCHX.2022.100237.
[31] J. Viganó, I.Z. Brumer, P.A. de C. Braga, J.K. da Silva, M.R. Maróstica Júnior, F. G. Reyes Reyes, J. Martínez, Pressurized liquids extraction as an alternative process to readily obtain bioactive compounds from passion fruit rinds, Food Bioprod. Process. 100 (2016) 382-390, https://doi.org/10.1016/J. FBP.2016.08.011.
[32] A.P.D.F. Machado, J.L. Pasquel-Reátegui, G.F. Barbero, J. Martínez, Pressurized liquid extraction of bioactive compounds from blackberry (Rubus fruticosus L.) residues: a comparison with conventional methods, Food Res. Int. 77 (2015) 675-683, https://doi.org/10.1016/J.FOODRES.2014.12.042.
[33] S. Bachtler, H.J. Bart, Increase the yield of bioactive compounds from elder bark and annatto seeds using ultrasound and microwave assisted extraction technologies, Food Bioprod. Process. 125 (2021) 1-13, https://doi.org/10.1016/ j.fbp.2020.10.009.
[34] L. Vernès, M. Vian, F. Chemat, Ultrasound and microwave as green tools for solidliquid extraction, Liq. Extr. (2019) 355-374, https://doi.org/10.1016/B978-0-12-816911-7.00012-8.
[35] C. Wen, J. Zhang, H. Zhang, C.S. Dzah, M. Zandile, Y. Duan, H. Ma, X. Luo, Advances in ultrasound assisted extraction of bioactive compounds from cash crops – a review, Ultrason. Sonochem. 48 (2018) 538-549, https://doi.org/ 10.1016/j.ultsonch.2018.07.018.
[36] A.A. Jovanović, V.B. Đorđević, G.M. Zdunić, D.S. Pljevljakušić, K.P. Šavikin, D. M. Gođevac, B.M. Bugarski, Optimization of the extraction process of polyphenols from Thymus serpyllum L. herb using maceration, heat- and ultrasound-assisted techniques, Sep. Purif. Technol. 179 (2017) 369-380, https://doi.org/10.1016/J. SEPPUR.2017.01.055.
[37] S.A. Mousavi, L. Nateghi, M. Javanmard Dakheli, Y. Ramezan, Z. Piravi-Vanak, Maceration and ultrasound-assisted methods used for extraction of phenolic compounds and antioxidant activity from Ferulago angulata, J. Food Process. Preserv. 46 (2022) e16356, https://doi.org/10.1111/JFPP. 16356.
[38] D. Niu, X.A. Zeng, E.F. Ren, F.Y. Xu, J. Li, M.S. Wang, R. Wang, Review of the application of pulsed electric fields (PEF) technology for food processing in China,

Food Res. Int. 137 (2020) 109715, https://doi.org/10.1016/j. foodres.2020.109715.
[39] F.J. Segovia, E. Luengo, J.J. Corral-Pérez, J. Raso, M.P. Almajano, Improvements in the aqueous extraction of polyphenols from borage (Borago officinalis L.) leaves by pulsed electric fields: pulsed electric fields (PEF) applications, Ind. Crops Prod. 65 (2015) 390-396, https://doi.org/10.1016/J. INDCROP.2014.11.010.
[40] F. Garavand, S. Rahaee, N. Vahedikia, S.M. Jafari, Different techniques for extraction and micro/nanoencapsulation of saffron bioactive ingredients, Trends Food Sci. Technol. 89 (2019) 26-44, https://doi.org/10.1016/j.tifs.2019.05.005.
[41] S.S. Nadar, P. Rao, V.K. Rathod, Enzyme assisted extraction of biomolecules as an approach to novel extraction technology: a review, Food Res. Int. 108 (2018) 309-330, https://doi.org/10.1016/J.FOODRES.2018.03.006.
[42] O. Gligor, A. Mocan, C. Moldovan, M. Locatelli, G. Crișan, I.C.F.R. Ferreira, Enzyme-assisted extractions of polyphenols – a comprehensive review, Trends Food Sci. Technol. 88 (2019) 302-315, https://doi.org/10.1016/J. TIFS.2019.03.029.
[43] K.L. Nagendra Chari, D. Manasa, P. Srinivas, H.B. Sowbhagya, Enzyme-assisted extraction of bioactive compounds from ginger (Zingiber officinale Roscoe), Food Chem. 139 (2013) 509-514, https://doi.org/10.1016/J. FOODCHEM. 2013.01.099.
[44] J.M. Awika, L.W. Rooney, X. Wu, R.L. Prior, L. Cisneros-Zevallos, Screening methods to measure antioxidant activity of sorghum (Sorghum bicolor) and Sorghum products, J. Agric. Food Chem. 51 (2003) 6657-6662, https://doi.org/ 10.1021/JF034790I/ASSET/IMAGES/LARGE/JF034790IF00005.JPEG.
[45] J.E. Cacace, G. Mazza, Pressurized low polarity water extraction of lignans from whole flaxseed, J. Food Eng. 77 (2006) 1087-1095, https://doi.org/10.1016/J. JFOODENG.2005.08.039.
[46] S.M. Choudhari, L. Ananthanarayan, Enzyme aided extraction of lycopene from tomato tissues, Food Chem. 102 (2007) 77-81, https://doi.org/10.1016/J. FOODCHEM. 2006.04.031.
[47] A. Boulila, I. Hassen, L. Haouari, F. Mejri, I. Ben Amor, H. Casabianca, K. Hosni, Enzyme-assisted extraction of bioactive compounds from bay leaves (Laurus nobilis L.), Ind. Crops Prod. 74 (2015) 485-493, https://doi.org/10.1016/J. INDCROP.2015.05.050.
[48] F. Sahne, M. Mohammadi, G.D. Najafpour, A.A. Moghadamnia, Enzyme-assisted ionic liquid extraction of bioactive compound from turmeric (Curcuma longa L.): Isolation, purification and analysis of curcumin, Ind. Crops Prod. 95 (2017) 686-694, https://doi.org/10.1016/J.INDCROP.2016.11.037.
[49] P. Nath, C. Kaur, S.G. Rudra, E. Varghese, Enzyme-assisted extraction of carotenoid-rich extract from red Capsicum (Capsicum annuum), Agric. Res. 5 (2016) 193-204, https://doi.org/10.1007/S40003-015-0201-7/FIGURES/8.
[50] K. Suktham, P. Daisuk, A. Shotipruk, Microwave-assisted extraction of antioxidative anthraquinones from roots of Morinda citrifolia L. (Rubiaceae): Errata and review of technological development and prospects, Sep. Purif. Technol. 256 (2021) 117844, https://doi.org/10.1016/j.seppur.2020.117844.
[51] L. Valadez-Carmona, A. Ortiz-Moreno, G. Ceballos-Reyes, J.A. Mendiola, E. Ibáñez, Valorization of cacao pod husk through supercritical fluid extraction of phenolic compounds, J. Supercrit. Fluids 131 (2018) 99-105, https://doi.org/ 10.1016/j.supflu.2017.09.011.
[52] A.M. Pavkovich, D.S. Bell, Extraction | Pressurized Liquid Extraction, third ed., Elsevier Inc., 2019 https://doi.org/10.1016/B978-0-12-409547-2.14407-5.
[53] S. Roohinejad, N. Nikmaram, M. Brahim, M. Koubaa, A. Khelfa, R. Greiner, Potential of Novel Technologies for Aqueous Extraction of Plant Bioactives, Elsevier Inc., 2017, https://doi.org/10.1016/B978-0-12-809380-1.00016-4.
[54] A. Gałuszka, Z. Migaszewski, J. Namieśnik, The 12 principles of green analytical chemistry and the SIGNIFICANCE mnemonic of green analytical practices, TrAC Trends Anal. Chem. 50 (2013) 78-84, https://doi.org/10.1016/J. TRAC.2013.04.010.
[55] J.B. Zimmerman, P.T. Anastas, H.C. Erythropel, W. Leitner, Designing for a green chemistry future, Science (80-.) 367 (2020) 397-400, https://doi.org/10.1126/ SCIENCE.AAY3060/ASSET/8997170C-4499-4F22-A12F-B46943929ED6/ ASSETS/GRAPHIC/367_397_F3.JPEG.
[56] P. Jessop, Editorial: evidence of a significant advance in green chemistry, Green Chem. 22 (2020) 13-15, https://doi.org/10.1039/C9GC90119A.
[57] M. Sajid, J. Płotka-Wasylka, Green analytical chemistry metrics: a review, Talanta 238 (2022), https://doi.org/10.1016/J.TALANTA.2021.123046.
[58] P.-Y. Liew, J.-Y. Yong, J. Jaromír Klemeš, H. Loong Lam, S.G. Papadaki, K. E. Kyriakopoulou, M.K. Krokida, Life cycle analysis of microalgae extraction techniques, Chem. Eng. Trans. 52 (2016) 1039-1044, https://doi.org/10.3303/ CET1652174.
[59] R.L. Lankey, P.T. Anastas, Life-cycle approaches for assessing green chemistry technologies, Ind. Eng. Chem. Res. 41 (2002) 4498-4502, https://doi.org/ 10.1021/IE0108191.
[60] M.S. Imam, M.M. Abdelrahman, How environmentally friendly is the analytical process? A paradigm overview of ten greenness assessment metric approaches for analytical methods, Trends Environ. Anal. Chem. 38 (2023) e00202, https://doi. org/10.1016/J.TEAC.2023.E00202.
[61] A. Gałuszka, Z.M. Migaszewski, P. Konieczka, J. Namieśnik, Analytical Eco-Scale for assessing the greenness of analytical procedures, TrAC Trends Anal. Chem. 37 (2012) 61-72, https://doi.org/10.1016/J.TRAC.2012.03.013.
[62] Y. Gaber, U. Törnvall, M.A. Kumar, M. Ali Amin, R. Hatti-Kaul, HPLC-EAT (Environmental Assessment Tool): a tool for profiling safety, health and environmental impacts of liquid chromatography methods, Green Chem. 13 (2011) 2021-2025, https://doi.org/10.1039/C0GC00667J.
[63] M.B. Hicks, W. Farrell, C. Aurigemma, L. Lehmann, L. Weisel, K. Nadeau, H. Lee, C. Moraff, M. Wong, Y. Huang, P. Ferguson, Making the move towards modernized greener separations: introduction of the analytical method greenness score (AMGS) calculator, Green Chem. 21 (2019) 1816-1826, https://doi.org/ 10.1039/C8GC03875A.
[64] S. Armenta, S. Garrigues, F.A. Esteve-Turrillas, M. de la Guardia, Green extraction techniques in green analytical chemistry, TrAC – Trends Anal. Chem. 116 (2019) 248-253, https://doi.org/10.1016/j.trac.2019.03.016.
[65] W. Wojnowski, M. Tobiszewski, F. Pena-Pereira, E. Psillakis, AGREEprep analytical greenness metric for sample preparation, TrAC Trends Anal. Chem. 149 (2022) 116553, https://doi.org/10.1016/J.TRAC.2022.116553.
[66] G. Barjoveanu, O.A. Pătrăuțanu, C. Teodosiu, I. Volf, Life cycle assessment of polyphenols extraction processes from waste biomass, Sci. Rep. 10110 (2020) 1-12, https://doi.org/10.1038/s41598-020-70587-w.
[67] P. Vauchel, C. Colli, D. Pradal, M. Philippot, S. Decossin, P. Dhulster, K. Dimitrov, Comparative LCA of ultrasound-assisted extraction of polyphenols from chicory grounds under different operational conditions, J. Clean. Prod. 196 (2018) 1116-1123, https://doi.org/10.1016/J.JCLEPRO.2018.06.042.
[68] T. Ding, S. Bianchi, C. Ganne-Chédeville, P. Kilpeläinen, A. Haapala, T. Räty, Life cycle assessment of tannin extraction from spruce bark, IForest – Biogeosciences For 10 (2017) 807, https://doi.org/10.3832/IFOR2342-010.
[69] M. Salzano de Luna, G. Vetrone, S. Viggiano, L. Panzella, A. Marotta, G. Filippone, V. Ambrogi, Pine needles as a biomass resource for phenolic compounds: trade-off between efficiency and sustainability of the extraction methods by life cycle assessment, ACS Sustain. Chem. Eng. 11 (2023) 4670-4677, https://doi.org/ 10.1021/acssuschemeng.2c06698.
[70] V.M. Pappas, I. Samanidis, G. Stavropoulos, V. Athanasiadis, T. Chatzimitakos, E. Bozinou, D.P. Makris, S.I. Lalas, Analysis of five-extraction technologies’ environmental impact on the polyphenols production from Moringa oleifera leaves using the life cycle assessment tool based on ISO 14040, Sustain. Times 15 (2023) 2328, https://doi.org/10.3390/SU15032328/S1.
[71] J. Płotka-Wasylka, M. Rutkowska, K. Owczarek, M. Tobiszewski, J. Namieśnik, Extraction with environmentally friendly solvents, TrAC Trends Anal. Chem. 91 (2017) 12-25, https://doi.org/10.1016/J.TRAC.2017.03.006.
[72] S. Fraterrigo Garofalo, F. Demichelis, G. Mancini, T. Tommasi, D. Fino, Conventional and ultrasound-assisted extraction of rice bran oil with isopropanol as solvent, Sustain. Chem. Pharm. 29 (2022) 100741, https://doi.org/10.1016/j. scp. 2022.100741.
[73] Y. Yao Chen, R. Walvekar, M. Khalid, J.M. Pringle, M.D. Murugan, L.H. Tee, K. S. Oh, Evaluation of the environment impact of extraction of bioactive compounds from Darcyodes rostrata using Deep Eutectic Solvent (DES) using Life Cycle Assessment (LCA), J. Phys. Conf. Ser. 2120 (2021) 012005, https://doi.org/ 10.1088/1742-6596/2120/1/012005.
[74] G. Croxatto Vega, J. Sohn, J. Voogt, M. Birkved, S.I. Olsen, A.E. Nilsson, Insights from combining techno-economic and life cycle assessment – a case study of polyphenol extraction from red wine pomace, Resour. Conserv. Recycl. 167 (2021) 105318, https://doi.org/10.1016/J.RESCONREC.2020.105318.
[75] T.P. Rieseberg, A. Dadras, J.M.R. Fürst-Jansen, A. Dhabalia Ashok, T. Darienko, S. de Vries, I. Irisarri, J. de Vries, Crossroads in the evolution of plant specialized metabolism, Semin. Cell Dev. Biol. 134 (2023) 37-58, https://doi.org/10.1016/j. semcdb.2022.03.004.
[76] J. Azmir, I.S.M. Zaidul, M.M. Rahman, K.M. Sharif, A. Mohamed, F. Sahena, M.H. A. Jahurul, K. Ghafoor, N.A.N. Norulaini, A.K.M. Omar, Techniques for extraction of bioactive compounds from plant materials: a review, J. Food Eng. 117 (2013) 426-436, https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2013.01.014.
[77] P. Panja, Green extraction methods of food polyphenols from vegetable materials, Curr. Opin. Food Sci. 23 (2018) 173-182, https://doi.org/10.1016/j. cofs.2017.11.012.
[78] K. Carbone, V. Macchioni, G. Petrella, D.O. Cicero, Exploring the potential of microwaves and ultrasounds in the green extraction of bioactive compounds from Humulus lupulus for the food and pharmaceutical industry, Ind. Crops Prod. 156 (2020) 112888, https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2020.112888.
[79] S. Feng, L. Wang, T. Belwal, L. Li, Z. Luo, Phytosterols extraction from hickory (Carya cathayensis Sarg.) husk with a green direct citric acid hydrolysis extraction method, Food Chem. 315 (2020), https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2020.126217.
[80] L. Schwingshackl, H. Heseker, E. Kiesswetter, B. Koletzko, Reprint of: dietary fat and fatty foods in the prevention of non-communicable diseases: a review of the evidence, Trends Food Sci. Technol. 130 (2022) 20-31, https://doi.org/10.1016/ j.tifs.2022.10.011.
[81] M. Wiesner, F.S. Hanschen, R. Maul, S. Neugart, M. Schreiner, S. Baldermann, Nutritional Quality of Plants for Food and Fodder, second ed., Elsevier, 2016 https://doi.org/10.1016/B978-0-12-394807-6.00128-3.
[82] S. Kazaz, R. Miray, L. Lepiniec, S. Baud, Plant monounsaturated fatty acids: diversity, biosynthesis, functions and uses, Prog. Lipid Res. 85 (2022), https:// doi.org/10.1016/j.plipres.2021.101138.
[83] C. Cannavacciuolo, A. Napolitano, E.H. Heiss, V.M. Dirsch, S. Piacente, Portulaca oleracea, a rich source of polar lipids: chemical profile by LC-ESI/LTQOrbitrap/ MS/MSn and in vitro preliminary anti-inflammatory activity, Food Chem. 388 (2022) 132968, https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.132968.
[84] R. Vardanega, F.S. Fuentes, J. Palma, W. Bugueño-Muñoz, P. Cerezal-Mezquita, M.C. Ruiz-Domínguez, Valorization of granadilla waste (Passiflora ligularis, Juss.) by sequential green extraction processes based on pressurized fluids to obtain bioactive compounds, J. Supercrit. Fluids 194 (2023) 1-10, https://doi.org/ 10.1016/j.supflu.2022.105833.
[85] G. Britton, Getting to Know Carotenoids, first ed., Elsevier Inc., 2022 https://doi. org/10.1016/bs.mie.2022.04.005.
[86] G. Britton, Carotenoid research: history and new perspectives for chemistry in biological systems, Biochim. Biophys. Acta – Mol. Cell Biol. Lipids 1865 (2020) 158699, https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2020.158699.
[87] A.R. Al-Hilphy, A.H.K. Ahmed, M. Gavahian, H.H. Chen, F. Chemat, T.K.M. AlBehadli, M.Z. Mohd Nor, S. Ahmad, Solar energy-based extraction of essential oils from cloves, cinnamon, orange, lemon, eucalyptus, and cardamom: a clean energy technology for green extraction, J. Food Process. Eng. 45 (2022) e14038, https://doi.org/10.1111/JFPE. 14038.
[88] T. Guo, Q. Hao, Z. Nan, C. Wei, J. Liu, Green Extraction and Separation of Dendranthema Indicum Essential Oil by Supercritical Carbon Dioxide Extraction Combined with Molecular Distillation, Elsevier, 2022. https://www.sciencedirec t.com/science/article/pii/S0959652622037805?casa_token=bsa1a FYJ1P4AAAAA:auoPadoJ332mZyH_tOd-LQ6XBnaUTqBYwqDZgeiMV9QENh EUdccIm6Gk_3i05Fmup29pFkmeivM. (Accessed 26 July 2023).
[89] Á. Santana-Mayor, R. Rodríguez-Ramos, A.V. Herrera-Herrera, B. SocasRodríguez, M.Á. Rodríguez-Delgado, Deep eutectic solvents. The new generation of green solvents in analytical chemistry, TrAC – Trends Anal. Chem. 134 (2021), https://doi.org/10.1016/j.trac.2020.116108.
[90] C. Cannavacciuolo, S. Pagliari, J. Frigerio, C.M. Giustra, M. Labra, L. Campone, Natural deep eutectic solvents (NADESs) combined with sustainable extraction techniques: a review of the green chemistry approach in food analysis, Foods 12 (2023), https://doi.org/10.3390/foods12010056.
[91] C. Benoit, C. Virginie, The Use of NADES to Support Innovation in the Cosmetic Industry, Elsevier, 2021. https://www.sciencedirect.com/science/article/pii /S0065229620300525?casa_token=iqdToUoEPq4AAAAA:rrGmzjs5lxZ71GBZ EMdi7PugYjokqUsEbcXoL9PnQ3GE1LJsDDqXmXA6VOnAjnJ7G3OKxG8jT_4. (Accessed 26 July 2023).
[92] N. Maravić, N. Teslić, D. Nikolić, I. Dimić, Z. Sereš, B. Pavlić, From agricultural waste to antioxidant-rich extracts: green techniques in extraction of polyphenols from sugar beet leaves, Sustain. Chem. Pharm. 28 (2022) 1-12, https://doi.org/ 10.1016/j.scp.2022.100728.
[93] A. Stupar, V. Šeregelj, B.D. Ribeiro, L. Pezo, A. Cvetanović, A. Mišan, I. Marrucho, Recovery of -carotene from pumpkin using switchable natural deep eutectic solvents, Ultrason. Sonochem. 76 (2021) 105638, https://doi.org/10.1016/J. ULTSONCH.2021.105638.
[94] L.M. de Souza Mesquita, L.S. Contieri, F.H.B. Sosa, R.S. Pizani, J. Chaves, J. Viganó, S.P.M. Ventura, M.A. Rostagno, Combining eutectic solvents and pressurized liquid extraction coupled in-line with solid-phase extraction to recover, purify and stabilize anthocyanins from Brazilian berry waste, Green Chem. 25 (2023) 1884-1897, https://doi.org/10.1039/D2GC04347E.
[95] J.C. Kessler, V. Vieira, I.M. Martins, Y.A. Manrique, P. Ferreira, R.C. Calhelha, A. Afonso, L. Barros, A.E. Rodrigues, M.M. Dias, Chemical and organoleptic properties of bread enriched with Rosmarinus officinalis L.: the potential of natural extracts obtained through green extraction methodologies as food ingredients, Food Chem. 384 (2022) 132514, https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2022.132514.
[96] S. Porras, R. Saavedra, L. Sierra, R.G. Molecules, Chemical Characterization and Determination of the Antioxidant Properties of Phenolic Compounds in Three Scutellaria Sp. Plants Grown in Colombia, 2023. https://www.mdpi.com/ 1420-3049/28/8/3474. (Accessed 26 July 2023).
[97] F.J. Leyva-Jiménez, Á. Fernández-Ochoa, M. de la L. Cádiz-Gurrea, J. LozanoSánchez, R. Oliver-Simancas, M.E. Alañón, I. Castangia, A. Segura-Carretero, D. Arráez-Román, Application of response surface methodologies to optimize high-added value products developments: cosmetic formulations as an example, Antioxidants 11 (2022) 1552, https://doi.org/10.3390/ANTIOX11081552. Page 155211.
[98] M. Abdin, Y.S. Hamed, H. Muhammad, S. Akhtar, D. Chen, S. Mukhtar, Original Article Extraction Optimisation , Antioxidant Activity and Inhibition on a -amylase and Pancreatic Lipase of Polyphenols from the Seeds of Syzygium Cumini, 2019, pp. 2084-2093, https://doi.org/10.1111/ijfs.14112.
[99] P. Kaur, J. Subramanian, A. Singh, Green extraction of bioactive components from carrot industry waste and evaluation of spent residue as an energy source, Sci. Rep. 12 (2022) 1-16, https://doi.org/10.1038/s41598-022-20971-5.
[100] A. del P. Sánchez-Camargo,E.I.-G. extraction, undefined 2017, Bioactives obtained from plants, seaweeds, microalgae and food by-products using pressurized liquid extraction and supercritical fluid extraction, Books.Google. ComA Del Pilar Sánchez-Camargo, E Ibáñez, A Cifuentes, M HerreroGreen Extr. Tech. Princ. Adv. Appl. 2017 books.Google.Com. https://books.google. com/books?hl=en&lr=&id=eRQTDgAAQBAJ&oi=fnd&pg=PA27&ots=s0Tri oPIlY&sig=pIFtvfXr-zEN1M8UZ5vtGZOvrbg (accessed July 25, 2023)..
[101] Y.P.A. Silva, T.A.P.C. Ferreira, G. Jiao, M.S. Brooks, Sustainable approach for lycopene extraction from tomato processing by-product using hydrophobic eutectic solvents, J. Food Sci. Technol. 56 (2019) 1649-1654, https://doi.org/ 10.1007/s13197-019-03618-8.
[102] A. Stupar, V. Šeregelj, B.D. Ribeiro, L. Pezo, A. Cvetanović, A. Mišan, I. Marrucho, Recovery of -carotene from pumpkin using switchable natural deep eutectic solvents, Ultrason. Sonochem. 76 (2021), https://doi.org/10.1016/j. ultsonch.2021.105638.
[103] N. Guo, Ping-Kou, Y.W. Jiang, L.T. Wang, L.J. Niu, Z.M. Liu, Y.J. Fu, Natural deep eutectic solvents couple with integrative extraction technique as an effective approach for mulberry anthocyanin extraction, Food Chem. 296 (2019) 78-85, https://doi.org/10.1016/J.FOODCHEM.2019.05.196.
[104] J. Jacyna, M. Kordalewska, M.J. Markuszewski, Design of Experiments in metabolomics-related studies: an overview, J. Pharm. Biomed. Anal. 164 (2019) 598-606, https://doi.org/10.1016/j.jpba.2018.11.027.
[105] L. Barrentine, An Introduction to Design of Experiments, 2001. https://books.goo gle.com/books?hl=en&lr=&id=-uqiEAAAQBAJ&oi=fnd&pg=PP1&ots=njla 2wKDyi&sig=U3r2xRSgFt219NT1ZhLJGTmjTrQ. (Accessed 26 July 2023).
[106] D. Montgomery, Design and Analysis of Experiments, 2017. https://books.google. com/books?hl=en&lr=&id=Py7bDgAAQBAJ&oi=fnd&pg=PA1&ots=X7y_o 5QOZ4&sig=b46B2BAgdUS-7jzyZS6wjmf_r1U. (Accessed 26 July 2023).
[107] N. Rahman, A. Raheem, Graphene oxide/Mg-Zn-Al layered double hydroxide for efficient removal of doxycycline from water: taguchi approach for optimization, J. Mol. Liq. 354 (2022) 118899, https://doi.org/10.1016/J. MOLLIQ.2022.118899.
[108] I. Pagano, L. Campone, R. Celano, A.L. Piccinelli, L. Rastrelli, Green nonconventional techniques for the extraction of polyphenols from agricultural food by-products: a review, J. Chromatogr. A 1651 (2021) 462295, https://doi.org/ 10.1016/J.CHROMA. 2021.462295.
[109] S. Pagliari, R. Celano, L. Rastrelli, E. Sacco, F. Arlati, M. Labra, L. Campone, Extraction of methylxanthines by pressurized hot water extraction from cocoa shell by-product as natural source of functional ingredient, LWT 170 (2022) 114115, https://doi.org/10.1016/J.LWT.2022.114115.
[110] S. Pagliari, C.M. Giustra, C. Magoni, R. Celano, P. Fusi, M. Forcella, G. Sacco, D. Panzeri, L. Campone, M. Labra, Optimization of ultrasound-assisted extraction of naturally occurring glucosinolates from by-products of Camelina sativa L. and their effect on human colorectal cancer cell line, Front. Nutr. 9 (2022) 901944, https://doi.org/10.3389/FNUT.2022.901944/BIBTEX.
[111] L.W. Condra, Reliability improvement with design of experiments, Reliab. Improv. with Des. Exp. (2018), https://doi.org/10.1201/9781482270846/ RELIABILITY-IMPROVEMENT-DESIGN-EXPERIMENT-LLOYD-CONDRA.
[112] S.L.C. Ferreira, M.M. Silva Junior, C.S.A. Felix, D.L.F. da Silva, A.S. Santos, J. H. Santos Neto, C.T. de Souza, R.A. Cruz Junior, A.S. Souza, Multivariate optimization techniques in food analysis – a review, Food Chem. 273 (2019) 3-8, https://doi.org/10.1016/J.FOODCHEM.2017.11.114.
[113] R.K.-S. handbook of quantitative methods in psychology, undefined 2009, Experimental design, Torrossa.ComRE KirkSage Handb. Quant. Methods Psychol. 2009 torrossa.Com (n.d.). https://www.torrossa.com/gs/resourceProxy? an=4913732&publisher=FZ7200#page=50 (accessed July 25, 2023)..
[114] J.D. Kechagias, K.E. Aslani, N.A. Fountas, N.M. Vaxevanidis, D.E. Manolakos, A comparative investigation of Taguchi and full factorial design for machinability prediction in turning of a titanium alloy, Measurement 151 (2020) 107213, https://doi.org/10.1016/J.MEASUREMENT.2019.107213.
[115] B. Durakovic, Design of experiments application, concepts, examples: state of the art, Period. Eng. Nat. Sci. 5 (2017) 421-439, https://doi.org/10.21533/pen. v5i3.145.
[116] L.S. de Lima, M.D.M. Araujo, S.P. Quináia, D.W. Migliorine, J.R. Garcia, Adsorption modeling of and Cu on activated carbon of different origins by using fractional factorial design, Chem. Eng. J. 166 (2011) 881-889, https://doi. org/10.1016/J.CEJ.2010.11.062.
[117] S. Heydari, L. Zare, S. Eshagh Ahmadi, Removal of phenolphthalein by aspartame functionalized dialdehyde starch nano-composite and optimization by Plackett-Burman design, J. Iran. Chem. Soc. 18 (2021) 3417-3427, https://doi. org/10.1007/S13738-021-02275-Z/TABLES/9.
[118] R.L. Plackett, J.P. Burman, The design of optimum multifactorial experiments author(s), Biometrika 33 (1946) 305-325.
[119] M. Ahmadi, F. Vahabzadeh, B. Bonakdarpour, E. Mofarrah, M. Mehranian, Application of the central composite design and response surface methodology to the advanced treatment of olive oil processing wastewater using Fenton’s peroxidation, J. Hazard Mater. 123 (2005) 187-195, https://doi.org/10.1016/J. JHAZMAT. 2005.03.042.
[120] N. Pandey, C. Thakur, Statistical comparison of response surface methodology-based central composite design and hybrid central composite design for paper mill wastewater treatment by electrocoagulation, Process Integr. Optim. Sustain. 4 (2020) 343-359, https://doi.org/10.1007/S41660-020-00123W/FIGURES/9.
[121] U.M.F.M. Cerqueira, M.A. Bezerra, S.L.C. Ferreira, R. de Jesus Araújo, B.N. da Silva, C.G. Novaes, Doehlert design in the optimization of procedures aiming food analysis – a review, Food Chem. 364 (2021) 130429, https://doi.org/10.1016/J. FOODCHEM.2021.130429.
[122] S.L.C. Ferreira, R.E. Bruns, H.S. Ferreira, G.D. Matos, J.M. David, G.C. Brandão, E. G.P. da Silva, L.A. Portugal, P.S. dos Reis, A.S. Souza, W.N.L. dos Santos, BoxBehnken design: an alternative for the optimization of analytical methods, Anal. Chim. Acta 597 (2007) 179-186, https://doi.org/10.1016/j.aca.2007.07.011.
[123] S.F.C. Guerreiro, J.F.A. Valente, J.R. Dias, N. Alves, Box-behnken design a key tool to achieve optimized PCL/Gelatin Electrospun mesh, Macromol. Mater. Eng. 306 (2021) 1-9, https://doi.org/10.1002/mame. 202000678.
[124] N.M. Abd-El-Aziz, M.S. Hifnawy, A.A. El-Ashmawy, R.A. Lotfy, I.Y. Younis, Application of Box-Behnken design for optimization of phenolics extraction from Leontodon hispidulus in relation to its antioxidant, anti-inflammatory and cytotoxic activities, Sci. Rep. 12112 (2022) 1-16, https://doi.org/10.1038/ s41598-022-12642-2.

Green extraction
Green chemistry
Natural products
Design of experiment
Botanicals
Life cycle assessment PLE
SFE
MAE
UAE
Contents

The diffusion of products labelled as botanicals become widely available on the global market in the form of food supplements or cosmetics ensuring the claims of their possible health benefits in the mitigation, treatment, or prevention of disease in humans. The authorities controlling the risk associated with food chain production, as European Food Safety Authority (EFSA) and Food and Drug Administration (FDA), define the connotation of food derivative products. In detail, a botanical product is a preparation made with naturally derived components from
plants, algae, fungi or lichens. The market channels of these products are largely diffused through direct and online channel marketing making them easily accessible to consumers. While most of these products have a long history of use in Europe, some concerns exist about their safety and quality. These include the risk of chemical or microbiological contamination and the need to ensure that concentrations of bioactive agents are within safe limits. In the European Union (EU) the discussion about regulation of the botanical products started in 2004, and in 2009, EFSA’s Scientific Committee draw up a guidance document for the safety assessment related to the use as ingredients in food supplements and the

related botanical formulations [1]. The document focus on the necessity of a detailed characterisation of the range of products on the market and for harmonizing risk assessment and consumer information approaches. The wide range of natural molecules occurring in the phytocomplex requires a detailed standardization of the extracts [2]. A detailed analysis of chemical composition may reveal the qualitative and quantitative profile of the extracts providing a preliminary evaluation of toxicity related to the compounds potentially employed in food supplements or to the solvents used for the extraction. Moreover, the selection of suitable solvents or methods of extraction affects the recovery yield of bioactive compounds. The traditional approaches for the extraction of phytochemicals from plant are reported in the monographs of pharmacopoeia of the international authorities to guarantee the integrity of the product with low impurities and degradation products [3]. Generally, organic solvents are extensively used in the traditional protocols causing environmental impact along with time-consuming, and high-cost disposal processes.

A green chemistry approach is preferable to enhance the safety of consumers and the preservation of environmental status in the changing future toward a “one health” view [4]. The shift of chemistry toward the use of sustainable tools provides new challenges for a rational combination of eco-friendly and less energy-consuming and cheaper methodologies in analytics [5]. To meet this challenge, a large set of alternative and non-conventional solvents as natural deep eutectic solvents (NADESs) and extraction techniques are available. Actually, the namely used techniques for the extraction of natural products and botanicals are microwave assisted extraction (MAE), ultrasound assisted extraction (UAE), supercritical fluid extraction (SFE), pressurized liquid extraction (PLE) are advanced extraction methods proven for the effective extraction of bioactive compounds from plant-based matrices and products [6] in response to the potential use of natural molecules in products for human use and the climate emergency. The mentioned techniques are not green by themselves but the innovation in the technological progress of the advanced extraction methods requires the control and optimization of several parameters to rise the extraction yield of selected compounds reducing the time of extraction, health hazardousness, and environmental impact. Solvent selection, time duration, operating temperature and pressure, and flow rates of the extraction processes are the main variable to be set. The large set of parameters control requires the necessity of new protocols and procedures with uniformed conditions to standardize the extraction of each natural matrix. Generally, two approaches for the optimization of the condition are performed. “one variable at a time” is a robust and empirical approach but a long time to set each parameter is required. On the other hand, a rational approach may be employed as a Design of Experiments (DoE), considered a faster and more structured approach to design experiments for the investigation of input parameters (predictor variables) and the generated output (response variables), as well as various interactions that may exist between the input variables performed by statistical software [7]. Both approaches are more and more used to optimize the variables in a green chemistry view. The actual review provides a comprehensive overview of the procedures and a collection of set parameters for green extraction strategies focusing on the plant-based matrices used to produce botanicals with health-promoting effects. A critical analysis of advanced methodologies and a discussion of the workflows to get optimized conditions are provided in the field of natural compounds and botanical products with industrial relevance. In addition, the problem of evaluating greenness in extraction procedures was addressed, providing a brief overview of popular Green Analytica Chemistry metrics used to evaluate the environmental impact of analytical procedures. For this review, peer-reviewed literature up to 2023 were searched using Google Scholar, PubChem and SciFinder (v2023). A total of 1045 studies were identified using the keywords “botanical products”, “green extractions”, “ultrasound-assisted extraction”, “microwave-assisted extraction”, “supercritical fluid extraction”, “enzyme-assisted extraction”, “pressurized
liquid extraction”, “experimental design”, “green solvents” and “life cycle assessment”. A total of 39 English language papers were selected for data discussion. Papers not related to plant matrices and those using non-sustainable extraction techniques were excluded from the search.

The conventional extraction techniques that are widely used for the extraction of botanicals, (i.e. Soxhlet extraction, maceration, decoction, infusion, and percolation methods), have several disadvantages as low selectivity, generally require long extraction times is generally required, and large amounts of organic solvents used give rise to safety risks for operators and the surrounding environment [8-10].

Conventional extraction methods are usually based on the diffusion of natural substances from a solid matrix to a liquid phase (i.e. maceration, percolation). The exhaustiveness of the extractions is guaranteed by several cycles that are subsequentially performed within timeconsuming protocols. Some of the techniques require the use of higher temperatures (i.e. decoction, infusion, heating reflux extraction) and/or mechanical forces to favourite the compound releasing (heat and stirring) with a wide energy demand.

Hence the use of emerging green extraction techniques for the extraction of phytocomplex and natural compounds are spreading to reduce the environmental impact of the extraction process and at the same time make the final product safer for human daily intake. The choice proper extraction techniques is based on a preliminary evaluation of the advantages or limitations related to the performance of the extraction tools and the chemical nature of the target compounds [11]. Nowadays, researchers and industries are increasingly focusing on developing and adopting green extraction methods to meet the growing demand for sustainable and environmentally friendly practices in extraction These extraction methods include microwave assisted extraction (MAE), supercritical fluid extraction (SFE), pressurized liquid extraction (PLE), ultrasonic-assisted extraction (UAE), enzyme assisted extraction (EAE), and pulsed electric field extraction (PEFE) used with a positively increasing trend in the scientific literature about the field of food and plant analysis (Fig. 1). Generally, the green extraction techniques refer to processes that are designed to minimize environmental impact and reduce the use of hazardous solvents or chemicals in extracting valuable compounds from natural sources. These techniques offer several advantages over traditional extraction methods, short extraction time, reduced volume of hazardous organic solvents, recovery of higher extraction yield, and automatization of the procedure ensuring the reproducibility of the extraction process with lower energy consumption [12]. With the aim to choose the appropriate technique, a detailed discussion about the advantages and limitations of each

technique is reported in the following paragraph and detailed in Table 1.
Supercritical fluid extraction (SFE) is a separation technique used to extract desired components from various substances using supercritical fluids as the extracting solvent. SFE (Fig. 2) uses fluids in supercritical state, a state of matter that exists above its critical temperature and critical pressure where its exhibiting both liquid and gas-like properties [13]. Each gas or molecule in the specific condition of pressure and

temperature lay in the supercritical state possessing a density like a liquid but can pass through porous solids such as a gas. Supercritical fluids mimic solvation power, low viscosity, and high diffusivity enhancing diffusion and mass transfer for a reduced time extraction process [14]. The most used supercritical fluid in food processing, essential and herbal extraction is carbon dioxide ( ) due to its relatively low critical temperature and pressure, making it safe and effective for many applications. Other advantages, in the use of as common supercritical fluid are the cheapness, availability in pure form, and unhazardous in a monitored environment. Usually, a temperature upper to the critical point of the selected extractant has been employed in supercritical fluid extraction with the aim of decreasing the solvent density and solvation power while improving the solute vapor pressure, therefore enhancing the extraction yield of compounds reflecting the polarity in that condition [14]. However, scientific validation of temperature and pressure parameters is highly recommended to optimize extraction procedures. Moreover, the addition of co-solvents (i.e. water and ethanol) enhances the solubility of more polar compounds in the carbon dioxide [15]. The SFE-CO2 method offers several advantages over traditional extraction techniques: First of all, adjusting the temperature and pressure, it is possible the selective extraction of specific components avoiding the co-extraction of others interfering substances. This is especially useful when extracting valuable bioactive compounds from complex mixtures. SFE- is solvent-free and does not leave harmful residues in the extracted product, making it more environmentally friendly and safer for human consumption. The process operates at relatively low temperatures, which helps to avoid the degradation of heat-sensitive compounds that may degrade under high temperatures commonly used in other extraction methods. Finally, after the extraction, the supercritical fluid can be easily removed from the extract by reducing the pressure. This results in a pure, solvent-free extract that is ready for use without the need for additional purification steps. SFE- is particularly suitable for the extraction of high molecular weight apolar compounds, but it is possible to increase the solubility of more apolar compounds in carbon dioxide by the addition of co-solvents (e.g. water and ethanol) [11], thus improving the extraction yield from complex matrices. A study carried out by Rajaei for the recovery of tea seed oil compared SFE-CO2 extraction with the conventional Soxhlet technique. The results showed an extraction yield of about after SFE with pure compared to Soxhlet extraction which was . However, the addition of made it possible to reach the Soxhlet extraction yield, improving sustainability and avoiding the use of toxic solvents (petroleum benzene) [16]. A comparison of different techniques for extracting oil from eucalyptus leaves also showed SFE- to be a viable alternative to conventional techniques. The results showed that hydrodistillation had the lowest yield and the extract obtained contained only polar compounds, whereas extraction with Soxhlet and SFE- also recovered high molecular weight and low polarity compounds. The addition of ethanol to SFE-CO2 also increased the oil yield obtained by Soxhlet extraction [17]. Finally, a study by Popescu et al., showed that supercritical methods allow a greater extraction of lycopene ( extract) than Soxhlet extraction with ethyl acetate ( extract), more than 2-fold [18,19], showing the efficacy and selectivity of supercritical fluid extraction.

Microwave-assisted extraction (MAE) (Fig. 2) is a modern extraction technique used to isolate compounds from various samples using microwave energy. The method exploits the interaction between microwave radiation, which generates electromagnetic waves with a frequency typically ranging from 300 MHz to 300 GHz and the target material to enhance the extraction process from food and agro-industrial by-products [20]. The microwave energy is adsorbed by the material causes the displacement of polar molecules creating dipole rotation, driving the molecules to align to the existing electric field, leading to internal heat generation resulting in the breaking of chemical bonds that facilitate the extraction process [21]. MAE often requires minor volume

of solvent, the procedure of extraction can even be performed in the absence of solvent where naturally occurring water of the sample acts as a solvent and facilitates cell lysis [22]. Despite its advantages, microwave-assisted extraction may not be suitable for all types of samples, and optimization of extraction conditions is crucial to achieving the best results for each specific application. Several studies have been reported in the literature that favour the MAE technique over other approaches, particularly conventional extraction. Galan et al. compared MAE with conventional solvent extraction (CSE) of polyphenols from dried sea buckthorn leaves and found that MAE gave a higher yield of TPC ( 162 mg GAE/g plant material) and antioxidant power ( Trolox/g plant material) than CSE under the same extraction conditions ( 150 mg GAE/g TPC and Trolox/g) [23]. Da Rosa et al. compared MAE with maceration of polyphenols from dried olive leaves. MAE extraction was more efficient in terms of phenolic yield (TP), with an increase compared to maceration. This effect seems to be mainly due to the temperature contribution in the extraction process, making MAE a suitable and faster alternative to organic solvent maceration [24]. Similarly, Rafiee et al. reported a 46% increase in TP yield from Olea europaea L. leaves using

MAE with water and an extraction time of 4 min compared to maceration with water for 24 h at room temperature [25]. Finally, Pal and Jadeja used response surface methodology (RSM) to maximise the extraction of phenolic compounds from onion peels using MAE with NADES. Under optimum conditions, the recovery of phenolic compounds was 80.45 mg GAE/g dry weight (DW) and the maximum reducing power activity was AAE g/DW. The phenolic content was higher than maceration ( 63.28 mg GAE/g extract) and methanolic Soxhlet extract ( 54.73 mg GAE/g extract) and was achieved with a 12 -fold reduction in extraction time [18,26]. Therefore, the interaction of microwaves with solvent molecules, causing an increase in temperature and pressure within the plant material, may promote wall rupture and release of molecules [27].

Pressurized liquid extraction (PLE) also known as accelerated solvent extraction (ASE) enhanced solvent extraction employs solvent in the subcritical condition of high temperature and pressure from solid and semisolid samples [28]. Under high pressure, organic solvents are maintained close to the supercritical regions of the phase diagram remaining in the liquid state [29]. This state allow the solvent to diffuse into the sample matrix, modify dielectric constant of used solvent, and
allow the reduction of surface tension, viscosity of the solvent, ensuring an easier mass transfer rate and diffusion, and decreasing the extraction time and solvent consumption (Fig. 2) [28]. To date, PLE is a widely used technique to improve extraction yields and recovery of bioactive compounds. As there are several parameters (temperature, number of cycles, extraction time and solvent composition) that can significantly affect PLE extraction, it is important to optimize the process to maximise bioactive recovery and improve extraction efficiency. Chada et al. [30] optimized the PLE parameters ( , ethyl acetate:ethanol, , ) to obtain tomato pomace extracts with high antioxidant activity ( ) and lycopene content ( ), with an increase over Soxhlet extracts with ethyl acetate for and lycopene/g), especially improving lycopene recovery [18]. There are several studies in the literature using PLE for the recovery of bioactive metabolites from plant matrices, with particular interest in the polyphenol class, with results even superior to those obtained with conventional techniques. For example, Viganó and colleagues compared PLE with other conventional extraction techniques (Soxhlet and maceration) for the recovery of phenolic compounds from passion fruit. The results showed that the extraction yield and phenolic content of PLE extracts were higher than maceration and Soxhlet and in a shorter time [31]. Again, the results of blackberry (Rubus fruticosus L.) obtained from Da Fonseca Machado et al., show that PLE (under the best extraction conditions) is much more effective in terms of total % extraction yield ( ) and phenolic content ( GAE/g FR) and antioxidant capacity ( and TE/g FR ABTS) than maceration ( yield and 3.66 GAE/g FR, and FR ABTS). The combined application of high pressure and temperature in PLE is therefore very effective and often better than conventional techniques for the recovery of anthocyanins, phenols and other metabolites from various sources [32].

Ultrasounds propagate in a series of compression and rarefaction waves that disperse through the molecules of the medium. In detail, at high-intensity rarefaction cycles any cavitation bubbles are formed in the molecules of the medium which cause disruption of cellular structures and facilitate solvent penetration [21,33]. The cavitation of the medium is related to the physical properties of the solvent, such as viscosity, surface tension, and saturation vapor pressure. Furthermore, the mass transfer is enhanced by the releasing of energy in the form of heat . The mechanical phenomena associated to ultrasound-assisted extraction cause cell wall disruption and degradation of plant matrix and enhance mass transfer by the reduction of particle size (Fig. 2) [35]. This improves the extraction yield of many compounds and is also important for the recovery of bioactive from botanicals. In particular, numerous application studies have been reported in the literature to increase the extraction yield of phenols. In a study conducted by Jovanovic [36], UAE increased the recovery of polyphenols from Serpylli herba. The results showed that the total phenolic content (TPC) was significantly higher in extracts obtained by UAE than in extracts obtained by maceration and HAE. After 5 min of UAE, the amount of TPC was 17.3% higher than in extracts obtained by HAE. The TPC obtained by UAE after 5 min of extraction was higher than that obtained by maceration after 60 min . These results highlight the ability of ultrasound to significantly reduce extraction time. For example, Akram Mousavi and co-workers increased polyphenol recovery and antioxidant capacity from Ferulago angulata in just 5 min compared to the 2 h required for extraction by maceration. The highest DPPH radical scavenging activity obtained was for the maceration method, compared with for the UAE method [37].

The pulsed electric field extraction (PEFE) is a non-thermal process made by a living cell suspension, subjected to an electric field. The electrical potential passes across the cell membrane generating a transmembrane potential. At 1 V potential, the charged molecules create pores through the membrane, increasing the permeability [38]. PEFE enhances the extraction of metabolites from botanicals by employing
less time-consuming, using less solvent, and lower temperatures of extraction compared with other extraction techniques; those advantages make PEFE a good method for industrial application (Fig. 2). Segovia et al. (2015) found that PEFE increased total phenolic content and oxygen radical absorbance capacity (ORAC) values by times compared to the control [39].

For enzyme-assisted extraction (EAE) the plant cell wall is destructed by enzymes, such as cellulase, pectinesterase, hemicellulase, fucosyltransferase, pectinase, -amylase, and protease allowing the internal metabolites release [40]. EAE is used when the plant matrix compounds are preserved by hydrogen or hydrophobic bonding in the polysaccharide-lignin network and are not accessible to remove using a solvent in a traditional extraction process (Fig. 2). The main factors that affect EAE are the particle size of the material, the chemical composition of the plant matrix, the type and dosage of the enzyme, strict control of time and temperature to avoid protein degradation, solvents and polarity of target compounds. The choice of solvent in EAE is important, and often depends on the type of enzyme used and the polarity of the targeted metabolites. The relative polarity of the metabolites extracted during EAE can vary widely. Enzymes are often employed to target specific classes of compounds, such as polyphenols, flavonoids, alkaloids, or proteins [41]. These compounds can exhibit a range of polarities, and the choice of solvent or solvent mixture is tailored to enhance the solubility and extraction efficiency of the targeted metabolites. Enzymes can be specific to certain substrates, and the selection of a compatible solvent is crucial for efficient extraction. The common solvents used in enzyme-assisted extraction include water, ethanol, acetone and their mixture [41]. When the target compounds are polar, water is commonly used as a solvent in EAE. Enzymes such as cellulases, pectinases, and proteases are commonly used in combination with water to break down cell walls and release bioactive compounds [41]. Ethanol is used for the extraction of broad range of bioactive compounds, including polyphenols, flavonoids, and alkaloids [42]. The choice of ethanol concentration can be adjusted based on the polarity of the targeted metabolites. The optimization of the extractions of wide range of metabolites with different polarities may be improved using solvent mixture as ethanol-water. Acetone is another solvent that can be used in enzyme-assisted extraction. It is effective for extracting a variety of polar and nonpolar compounds [43-45]. However, acetone should be used with extremely caution as it could denature the enzymes used. Many scientific studies have been published on the separation of biologically active compounds from plant materials using EAE. In their research on the extraction of lycopene from sources such as tomatoes, Choudhari and Ananthanarayan investigated how cellulases and pectinases affect the extraction process to achieve a higher yield [46]. According to Boulila et al., the application of cellulase, hemicellulase, xylanase and their ternary mixture could increase the yield of essential oil extraction from bay leaves [47]. Using a mixture of -amylase and amyloglucosidase enzymes, researchers were able to increase the extraction yield of curcumin from turmeric [48]. For example, EAE was used to extract a carotenoid-rich fraction from red chilli (Capsicum annuum) with the highest carotenoid content of fresh weight [49].

The biggest environmental challenge in chemistry and especially in natural product chemistry is compliance with the 12 principles of Green Analytical Chemistry (GAC), established a decade ago [54]. GAC is an analytical chemistry approach that focuses on reduce or eliminate hazardous substances of analytical methods and processes, minimize their negative impact on human health and the environment, maintaining at the same time high-quality analytical results. It emerged as a response to the increasing concern about the environmental impact of chemical analysis and the desire to make analytical practices more sustainable. The extraction of the botanicals is a key step in the natural product
chemistry, and it has been identified as one of the most critical steps from the GCA point of view because it is responsible for the consumption of solvent, energy, and consumable materials or devices.

Therefore, the choice of highly sustainable and environmentally friendly extraction procedures is a crucial step in natural product chemistry. Very often, developed procedures or products defined as “green” do not pass a heuristic assessment of sustainability [55,56].

The techniques mentioned above are considered more ecological than traditional extractions such as maceration, percolation, and Soxhlet. Although they have desirable characteristics for sustainability, it is necessary to evaluate their real environmental impact considering multiparametric metrics [55]. Therefore, it is necessary to have tools that allow us to analytically evaluate the greenness of chemical processes [57]. Life Cycle Assessment (LCA) is a holistic tool that allows the evaluation of the potential environmental impacts of products and processes along their life cycle, using an input-output approach [58]. The life cycle of a product typically includes various stages, starting from the extraction of raw materials, through production and use, to its eventual disposal or recycling. LCA considers materials, energy, and emissions, at each stage of the product’s life cycle. One of the major challenges in evaluating green chemistry technologies is gathering the desired data for LCA. Therefore, quantitative metrics are needed to identify the parameters to be monitored in an analytical procedure [59]. Metrics need to be specific and detailed enough to provide useful information about the chemical product or process, but they also must be simple enough to address the environmental issues within a useful time frame [59].

In the last few years, several metrics for evaluating the greenness of analytical procedures have been developed [57,60]. The first analytical metric tool proposed was the pictograms of NEMI. The latter turned out to be a simple approach based on a four-field circle, where each field represented a different aspect of the analytical procedure. Each field to be labelled green must meet certain criteria: the chemical substances used must not be classified as persistent, bioaccumulate and toxic (first field), not belong to lists of hazardous waste , or U (second field), the sample pH must not be corrosive (third field) and the amount of waste generated must not exceed 50 g (fourth field) [57]. Although NEMI is a simple and intuitive approach, it is a very generic and semi-quantitative tool. Subsequently in 2012, an Analytical Eco-Scale metric tool was proposed, which still today is the most used approach to evaluate the greenness of analytical methods [57]. Analytical Eco-Scale is based on assigning a score of 100 to an “ideal green analysis” from which penalty points are subtracted when solvents or reagents cause environmental and human health problems, energy consumption exceeds 0.1 kWh and waste is generated [61]. Over the years, the growing need to quantify the real environmental impact of analytical procedures has prompted the development of advanced metric tools such as the Green Analytical Procedure Index (GAPI), RGB model, Analytical GREEness Metric Approach (AGREE) and the hexa-gon- CALIFICAMET. These approaches are often generic and leave out phases of the analysis responsible for the no-greenness analytical procedure. For this, the development of specific metrics for crucial and problematic steps of the analytical procedure is required. Currently, specific metrics have been developed for greenness assessment of the chromatographic analysis (AMVI, HPLC-EAT, and AMGS) [62-64], sample preparation phase (AGREEprep) [65]. The latter is the first tool designed for the assessment of analytical sample preparation greenness and it is based on 10 impact categories which have been recalculated in sub-scores on a scale and then used to calculate the final evaluation score [65]. The assessment criteria are based on the ten principles of green sample preparation: the choice of the solvents, material, and reagents, the waste production, energy consumption, sample size, and throughput [65].

Until today, analogous tools for the specific assessment of the extraction step greenness are not reported in the literature. AGREEprep is the metric tool that best suits the assessment of greenness in the
extraction step in natural product chemistry, but, to date, it has only been applied to the assessment of the sustainability of analytical procedures for the determination of contaminants [65].

In literature, there are still few studies regarding the assessment of the environmental impact of botanical extraction. Barjoveanu et al. have analysed the environmental performance of two lab-scale processes (Soxhlet and UAE) for the extraction of polyphenols from spruce bark by LCA methodology. The study showed that the electricity used to heat the extraction system, followed by solvent consumption and emission have contributed most to the environmental impact of both extraction processes. Although UAE has shown a lower yield, it was more ecosustainable than Soxhlet extraction. Instead, its environmental impact was only about (in most impact categories) of the impact of the NaOH extraction process [66]. Vauchel et al. have evaluated the environmental impact of different UAE extraction conditions used for the recovery of polyphenols from chicory. The extraction temperature increase and the use of ethanol were responsible for the environmental impact of the extraction processes [67]. Ding et al. have compared the environmental impact of alternative extractions and post-extraction tannin processes from Norway spruce bark by PHWE. The results showed that the extract drying process is the primary contributor to the environmental impact of tannin production [68]. Salzano De Luca et al. have combined chemical analyses and LCA to compare the efficiency and environmental sustainability of three laboratory-scale extraction techniques (conventional maceration, UAE, and MA) for the recovery of polyphenols from pine needles. The extraction time positively influences the yield of the extraction process and negatively its environmental impact, as the gains in terms of yield deriving from the extension of the extraction processes involve higher energy costs. The energy consumption measured under optimal operating conditions is and for CM, UAE and MAE respectively. However, the calculated environmental impacts must reflect not only the different energy consumption of the three methods, but also their extraction efficiency. Therefore, when looking at the normalised energy consumption in terms of efficiency, even greater differences between the extraction techniques were found: and for CM, UAE and MAE respectively. At the same time, it must be recognised that the efficiency of a given extraction technique can be extremely variable. Following the same approach, the authors recalculated the potential impacts assuming the same extraction efficiency for CM, UAE and MAE (i.e. TPC of 1 mg GAE ). The differences in the potential impact stabilised cumulative results of the individual results are and for CM, UAE and MAE respectively. Overall, these results show that the use of energy-intensive extraction methods such as UAE and especially MAE is only environmentally worthwhile if they effectively guarantee higher yields in significantly shorter processing times than conventional methods. Even the choice of “greener” solvents (ethanol vs acetone) appeared questionable, as the extraction yield has a greater impact than the “green” of the raw materials (single score indicators using ethanol instead of acetone are 4-6 times higher) [69]. Pappas et al. have analysed and compared the environmental impact of five extraction techniques (PEF, UAE, MAE, boiling water extraction, and maceration), by LCA for the recovery of polyphenols from Moringa oleifera leaves. The results show that PEFE, MAE and maceration have a lower environmental impact than UAE and BW systems for the production of 1 kg of polyphenols. The amount and origin of the electricity used contribute significantly to the environmental impact for all techniques, it is evident that replacing the electrical source with PV arcs reduces the overall environmental impact score (eco index Pt), in particular the overall scores were 26.718349 (PEFE), 26.718349 (MAE) and 32.986533 (maceration). This result is justified by the lower energy consumption and the lower use of Moringa oleifera leaves. PEFE and MAE are more efficient (in terms of mass) and friendlier (in terms of environmental criteria) than maceration and therefore UAE and BW, demonstrating that ‘green’ electroporation and microwave technologies are the most
environmentally friendly for the extraction of polyphenols from Moringa oleifera leaves [70].

The choice of extraction solvent is a crucial aspect in the GAC [71]. Fratterigo Garofalo et al. have shown the sustainability of isopropanol as a non-conventional solvent for rice bran oil extraction by UAE [72]. The development of new “green” solvents is one of the strategies implemented in GCA to reduce the environmental impact of analytical laboratories activities [71]. Deep eutectic solvents (DEP) turned out to be one of the most promising alternatives to conventional extraction solvents [71]. Murugan et al. have evaluated the environmental impact of extraction of bioactive compounds from Darcyodes rostrata using DES and ethanol through an LCA [73].

When a laboratory-scale extraction process is transferred to an industrial scale, in addition to an LCA analysis, a techno-economic assessment is also required to determine the environmental and economic performance of the processes. Vega et al. have combined an LCA analysis with a techno-economic assessment for the analysis and improvement of the transition from laboratory to industrial scale of two extraction processes (solvent extraction and PLE). The solvent/matrix ratio and the extraction yield are the parameters that most influence the environmental and economic performance of industrial-scale processes. Although PLE shows a higher yield, it has higher economic and environmental burdens than solvent extraction on an industrial scale [74].

The exponentially increasing demand for herbal products and/or extracts for health-promoting applications in nutraceutical and medicine-based industries drives the need for fast availability of highquality products with low costs of processing, higher yield, and safety for the operators and consumers. The design of extraction procedures requires a preliminary selection of the class of bioactive compounds and the vegetal source characterized by a high interest in the formulation of botanicals. In line with the green chemistry approach, the recovery of natural constituents is related to the choice of solvents and extraction techniques and the combination to the analytical equipment and tools used for a rational design of the experiments, extraction monitoring, and data processing. Plants are characterized by a complex secondary metabolism leading to the production of specialized compounds characterized by diverse biological functions and environmental responses [75]. The most occurring specialized metabolites are mainly ranked as polyphenols, alkaloids, polysaccharides, fatty acids, terpenes, carotenoids, essential oils, and volatile organic compounds. The selective extraction of target compounds from natural matrices follows a step-by-step selection. Moreover, the development of extraction methodologies oriented to the reduction of the environmental impact to produce health-promoting products drives the necessity to find alternative solvents and extraction procedures. Generally, the efficiencies of conventional and advanced extraction methods mostly depend on the nature of the plant matrix, the chemistry of bioactive compounds, and scientific expertise [76]. A detailed collection of green extraction procedures used for the production of plant-based formulations is provided in the following section for a driven selection of conditions for the extraction, and analysis of natural products in view of formulation of bioactive botanicals by green chemistry approach.

Generally, polar or non-polar fractions can be recovered from complex natural matrices. The main classes of molecules occurring in the polar fraction are ranked as phenolic compounds, often isolated as glycosidic forms. Various types of Polyphenols occur in food plants like fruits, herbs, and vegetables exerting mainly antioxidant activity for the prevention of human diseases and the support of health care. Solvents like water, methanol, ethanol, and hydroalcoholic mixtures are used to recover polyphenols in combination with traditional techniques (mainly maceration, and Soxhlet extraction) dispensing large amounts of solvent
and longer time of the extraction for the recovery considerable yield of compounds. Beyond the large use of conventional procedures for the standardized recovery of polyphenolics, the advanced extraction methods perform efficient and lower costs extraction of polyphenols recovering the maximum yield of polyphenols with less amount of solvent in a shorter extraction time [14,77]. Reported experimental results highlighted that green techniques are more effective in recovering secondary metabolites. A suitable combination of green solvents and extraction techniques can be tailored for specific purposes by adopting appropriate technologies and extraction conditions to obtain a different composition of bioactive compounds in the final product from the same matrix [78].

More than polar compounds, other molecules with lipophilic behaviour as phytosterols, fatty acids, carotenoids and essential oils can be recovered from natural matrices for their bioactive effects. Phytosterols are cholesterol-like molecules occurring in food plants, with high concentrations in unrefined plant oils, nuts, and olive oils. Usually absorbed by daily food intake, phytosterols inhibit the absorption of cholesterol and recirculate endogenous biliary acids, exerting a crucial role in cholesterol elimination away the intestinal tract. Food supplements of phytosterols are currently used to reduce blood cholesterol levels and prevent coronary heart disease. Moreover, recent studies highlighted their applications in anti-inflammatory, anti-cancer, and hepatoprotective activity [79]. The conventional extraction of phytosterols include an organic phase extraction followed by acid hydrolysis to separate unsaponifiable fraction but Feng et al., 2020 reported an innovative extraction by direct saponification with the green method is performed with higher effectiveness in extraction yield and eco-sustainability process [79] opening new perspectives for unconventional green extraction as discussed in the current review.

Fatty acids are considered essential nutrients with a high bioactive profile. Food derivative fats can be generally ranked into unsaturated fatty acids (UFA), and saturated fatty acids (SFA). In particular, naturally occurring cis-unsaturated fatty acids can be further divided into monounsaturated fatty acids (MUFA) and polyunsaturated fatty acids (PUFA) both characterized by functional roles in NCDs. In recent evidence, replacing SFA-rich foods with plant-based foods rich in UFA was associated with a lower risk of cardiovascular outcomes [80]. Several species are reported for the high content of UFA. Despite oils from olives, nuts, soybean, camellia seeds, avocado fruits, and leafy plants being commonly studied for the occurrence of monounsaturated fatty acids, many other structures remain to be discovered in the plant kingdom [81]. It was estimated that of plant families were yet to be investigated for fatty acid composition [82]. Recent studies reported novel sources of bioactive lipids occurring in plants with a functional role in human health as novel candidates to produce botanical products. For instance, the comprehensive polar lipid profile of purslane was investigated, not usually occurring in leafy plants. The HPLC-HRMS/MS analysis highlighted a wide range of lipid classes from linear and cyclic oxylipins to glycolipids, phospholipids, and sphingolipids characterized by high molecular weight lipids. The extracts and lipid-enriched fractions of edible parts exerted in-vitro anti-inflammatory activity by the inhibition of the TNF- -stimulated NF-kB pathway and the activation of PPAR- and Nrf2 transcription factors [83]. Despite the high biological and nutritional value of lipids in botanicals, conventional extraction solvents and techniques were largely used and the extraction processes of the UFA by a green approach is a challenging task. In the view of green chemistry extraction, a sequential workflow based on green procedures was performed by Vardanega et al., 2023. In particular, the inedible seeds and peel of granadilla fruit occupy a large part of the fruit ( of total fruit weight), while its pulp is freshly consumed. The objective of the cited study was to obtain added-value bioactive compounds from granadilla seeds by preliminary recovering of SFE-CO2 oil containing of UFA, then a second step of PLE and UAE extractions to recover the phenolic fractions from the defatted seeds (Table 2) [84]. In line with the described green workflow, a novel way for the

manipulation of the natural matrix is opened for the application of lipid-enriched food destinated for the production of health-promoting botanicals with human consumption.

The carotenoids are ranked as isoprenoid compounds characterized by the C40 carbon skeleton. Lycopene has the basic acyclic structure showing the key feature of all carotenoids made by a central polyene chain. Complex carotenoids have the same skeleton with structural changes as cyclization of end groups (the case of -carotene or -carotene) and oxidized functions [85]. The family of carotenoids is reported
for their functions in human health as antioxidant activity, cancer-preventing, and eye condition improvement [86]. The conventional solvents used for the extraction of carotenoids from foods is made by -hexane: acetone: ethanol mixture in a ratio followed by NaOH saponification to discard the saponifiable fraction, but the development of advanced extraction methods is desirable for a more sustainable and safe approach as discussed in the current work.

Essential oils are complex mixtures of volatile compounds, easily evaporated upon heating, widely used for cosmetics, fragrances, and
aromatherapy [87]. The recovery of the high-value oils is commonly obtained by conventional methods such as hydro distillation (HD), cold pressing, enfleurage, solvent extraction, and simultaneous distillation exerting low extraction efficiency, great thermal decomposition or hydrolysis of unsaturated ester compounds, and the possible residual organic solvents in essential oils [88]. On the other hand, green approaches were developed to optimize the process in the extraction of essential oils. The supercritical carbon dioxide extraction of Dendranthema indicum combined with the molecular distillation performed by Guo et al., 2022, provided an extraction yield of at the condition of 750 W of microwave power, of extraction temperature, 26 MPa of extraction pressure, and 105 min of extraction time [88].

When selecting a solvent for extraction, the properties as solvent power, boiling point, reactivity, viscosity, recovery, vapor pressure, safety, toxicity, and cost should be considered. Moreover, in the future shift toward green chemistry, the choice of solvent should be in line with the chemical nature of the selected compounds but also the evaluation of the environmental impact and their safe use in nutraceutical formulation. Generally, the dielectric properties of the solvent should match the solubility of desired molecules. Non-polar solvents are usually characterized by low dielectric constants, while polar solvents are widely used due to high dielectric constants. In traditional procedures, polar solvents such as water, ethyl acetate, and alcohols such as ethanol, and methanol, are used for the extraction of hydrophilic components in plants, whereas hexane, ether, and petroleum ether are commonly preferred as nonpolar solvents for the extraction of lipophilic secondary metabolites [6]. Despite the discussed chemical behaviour, the condition of operating pressure and temperature should also drive the choice of the appropriate solvents affecting the thermal degradation of compounds and the technical limit of the extraction techniques. For instance, in microwave extraction (MAE) the direct heating of microwave-absorbing plant matrix can be applied to extract thermos-sensitive compounds, releasing target compounds to the colder non-polar solvent in the surrounding matrix. In the case of compounds that are not damaged by high temperatures, polar solvents or hydroalcoholic mixtures can be the best choice despite their higher boiling point.

Beyond the organic solvents commonly used for extraction, growing attention is focusing on natural deep eutectic solvents (NADES). Due to the possibility of a large set of interactions between natural substances acting H-bonding, the modulable physiochemical properties, and combination with innovative extraction techniques NADES are particularly used in green extraction and analysis of botanicals to replace conventional organic solvents [89,90]. Generally, NADES are particularly mixtures of primary metabolites, such as organic acids, amino acids, and sugars sometime the addition of water is recommended to modify the properties of those mixtures. A case study is provided by a flower long used in cosmetics: Calendula officinalis L. A comparison of flower extraction efficiency between NADES mixtures and conventional solvents was provided. Considering the bioactive phytochemicals and individual solvent polarity, water and ethanol alone delivered poor extraction performance while higher amounts of both phenolic acids and flavonoids from Calendula officinalis flowers were extracted with the studied NADES. Each of tested NADES mixture showed an extraction efficiency toward phenolic acids equal or higher than that of the best conventional solvents [91].

This review highlights, by a deep descriptions of case studies, that a combination of green technologies and solvents can increase the bioactives extraction yield by facilitating synergistic mechanism (i.e. mass transfer, cell rupture, solute-solvent interaction) and, at the same time, encouraging the elimination of the hazardous chemicals in the future view of replacement with less toxic solvents that save time loss,
environment, and health. Water is the safer extraction solvent with biological compatibility but the capacity in the extraction of plant bioactives is very limited. Despite its behaviour, the conditions of temperatures and pressure in subcritical water extraction (SWE) shifted water polarity towards less polar organic solvents and potentially increased extraction yield of compounds with intermediate polarity [92]. Maravìc et al., 2022 described the phenolic profile of sugar beet leaves extracts (Beta vulgaris L.) and related antioxidant capacity largely depended on the applied extraction technique and the solvents. Vitexin revealed the most abundant phenolic compound present in all extracts. The comparison between antioxidant capacity of the extracts was investigated through DPPH, FRAP and ABTS, indicating the lowest antioxidant activity of extracts obtained by solid/liquid extraction compared to other extraction techniques. In particular, the effect of water in the SWE technique revealed a higher efficiency in the higher tested temperature of when 6 g of sample is subjected to the SWE at the conditions of solid-to-liquid ratio, 2 cycles, rinse, water as solvent, 10 min dynamic extraction time [92].

Ultrasounds is the more versatile mean to manipulate any complex mixture characterized by high viscosity and density. This is the case of NADES, mixtures of solid powders concentrated in few amount of water, and sometimes water is absent. NADES allows a proper affinity with non-polar or low-polar compounds but their contact with matrix is hindered by physical behaviour. Stupar et al., 2021 developed efficient method for -carotene extraction by using sustainable NADES combined with ultrasound assisted extraction to intensify of the extraction process and increase the recovery of -carotene from pumpkin (Cucurbita maxima). In detail, combining the UAE and fatty acid based NADES (Table 2), the extraction process was intensified and resulted in extract rich in -carotene content recovered from pumpkin. The best NADES can be rated according to the fatty acid ratio reaching extraction efficiencies higher than -carotene , higher than other tested composition at C8:C10 (2:1) and M:C10 (2:1) [93]. Generally, pressurized techniques are chosen for controllable applications as a strategy to the recovery of unstable natural compounds. Mesquita et al., 2023., developed of a platform based on the pressurized liquid extraction coupled in-line with a solid-phase extraction step (PLE-SPE) combined with the e use of NADES eutectic mixtures for the recovery of anthocyanins and other phenolic compounds from Jabuticaba (Plinia cauliflora), commonly known as Brazilian berry [94]. The success of the overall downstream process was proved by the high extraction efficiency and the purity level of the anthocyanins obtained. Details of the PLE-SPE extraction process were designed with the eutectic solvent composed of choline chloride: lactic acid (1:2 ratio). The optimal operational conditions were selected with a temperature of and a static time of 12.5 min . Using a commercial C 18 adsorbent material, a solid phase extraction system was coupled with the solid-liquid extraction system at high pressure. More than of the total amount of extracted anthocyanins are recovered after 40 min of extraction with NADES system, higher than the relative amounts of water, , and EtOH at , and respectively used [94]. Several combinations and related conditions for the extraction of target compounds by using a “green technique-solvent approach” commonly described in literature for botanicals are ranked in the following Table 2.

Nowadays, the existence of increasingly complex extraction techniques, with numerous variables capable of influencing the efficiency of the process, also requires the use of appropriate experimental designs. These latter calculations define the independent variables (factors) capable of influencing the process and evaluate their effects on the response variables (dependent variables) that one wishes to control for the extraction or analysis of the compounds of interest [104-106]. It is
possible to maximise the efficiency of the extraction process by combining innovative unconventional extraction techniques with an appropriate experimental design. This is particularly important when the starting matrix is of plant origin and therefore rich in natural compounds. The use of experimental designs can ensure greater extractive selectivity and greater recovery of functional ingredients. Experimental designs can also reduce the number of experiments required, thereby reducing cost, time and environmental impact [97].

The development of an appropriate experimental design plays a key role in experimentation; the presence of errors, especially in the initial stages of the study, can lead to unreliable results and erroneous conclusions. For this reason, experimental design methods are becoming increasingly popular. In the past, the most popular experimental design method was the OVAT approach, which is still popular today because of its simplicity. However, in this approach, only one factor is changed at a time, while all the others are held constant at their nominal values, which prevents the influence of factor interactions in the process from being evaluated [107]. The main problem with OVAT is therefore the presence of a small experimental matrix with a small range of independent variable settings. It also requires a large number of experiments for process optimization [104-106]. Therefore, we can only define this approach as suitable for the optimization of simple experimental processes with one or two independent variables. It is therefore not suitable for the optimization of green techniques such as SFE or PLE, which have many process variables and the risk of producing incomplete or incorrect results. For these mining techniques, experimental optimization by multivariate analysis is more appropriate [108]. This approach allows all interactions between factors to be evaluated simultaneously at several levels, and the results obtained represent the average value of the entire experimental domain. This makes it possible to select the best process conditions even beyond the experiments performed, thus having more precise and reliable results than OVAT [104].

In order to evaluate the influence of each factor and to find the optimal settings, methods based on the multivariate design of experiments (DoE) focus on modelling and statistical analysis to define the factors that have a significant impact on the process. The correct planning of an experimental design is a fundamental step in obtaining reliable data capable of validating the experimental hypotheses. First of all, it is necessary to evaluate the independent variables, i.e. those factors that are considered capable of influencing the experimental process. The independent variables must be easy to control and vary according to the extraction technique under consideration. In particular, the most important factors for microwave extraction are extraction time, solvent composition, temperature and drug: solvent ratio [97]. On the other hand, the factors that influence the process are temperature, pressure, solvent composition and extraction time for the PLE technique [100]. The SFE-CO2 technique is more influenced by pressure, temperature, and co-solvent type [100,109] and finally, for the ultrasound technique, the main factors are temperature, pressure, solvent composition, wave frequency and extraction time [97,110]. Each of these factors is expressed in levels ranging from -1 (minimum) to 1 (maximum) with 0 being the central value [111]. Finally, the third key element of an experimental design is the dependent variables, which represent the response variables that we want to define at the end of the experimental design, such as maximizing the recovery of specific bioactive molecules from plant matrices.

There are numerous applications of the DoE in different fields, certainly today there is a growing interest in its use in the omics-science, both for targeted studies (where a group of defined metabolites is controlled) and non-targeted (where all metabolites of a sample are controlled) [112]. However, it is important to limit the number of factors and levels in the experimental design, as this will determine the number of experiments to be carried out to optimize the extraction
process, and for this reason different models for multivariate analysis are currently available. In particular, we can distinguish between methods for the preliminary evaluation of the factors to be considered and methods for the optimization of the response .

One possible application of factor designs involves their application for the initial screening of factors. In this context, the most popular part is the factorial design. This model has several variants.

They are based on quadratic models that allow for extremes defined as maximum and minimum representing critical conditions. This approach is fundamental to allow the optimization of conditions.

Given the nutritional and therapeutic role of natural bioactive
components, plants metabolites have numerous applications in nutraceutical and cosmetic industry. Among the rising diffused plant-based products, botanicals are health promoting products with increasing interest in market. The recovery of bioactive components from plants and their by-products is related to extraction process provided by a balance between the performance of extraction techniques and the solvents used as mass transfer media from the matrix. This review provides a critical insight into current green extraction procedure in the natural product chemistry. Its purpose was to provide updating on strategies for improving both extraction efficiency and eco-sustainability.

Nowadays, the main challenge in analytical chemistry is to include environmental considerations in the design and optimization of the analytical processes, in order to develop more sustainable procedures. In the last decades, several innovative technologies were developed in fields of extraction processes and are commonly considered as green extraction processes, such as MAE, UAE, SFE-CO2, PLE and PEFE, as they are characterized by low consumption of organic solvent, analysis time and energy, compared to classical extraction techniques.

Generally, an analytical procedure is defined as “green” without a real assessment of their environmental impact through accredited tools. Over the years, several metric platforms have been developed for the qualitative and quantitative greenness evaluation of analytical processes. Most of the traditionally employed metric tools are generic and inadequate for the greenness evaluation of all the steps of an analytical process. Therefore, specific metric tools are need for crucial steps of analytical process.

In the chemistry of natural products, the extraction procedure is a fundamental step and is the one most impacting the eco-sustainability. To date, there are no specific metrics for the extraction phase and one of the future prospects could be to develop a specific platform in the direction of green improvement of the procedure.

In GAC, in addition to the qualitative and quantitative assessment of the environmental impact of the analytical process, it is essential to minimize it. Thus, it is necessary to identify the parameters responsible for the environmental impact of the extraction phase and optimize them in order to increase the eco-sustainability of the analytical process. The main factors related to the environmental risk of a process are the reagents, the waste generated, and the energy used. The parameters to be monitored and optimized in the advanced extraction techniques are numerous. With the aim to combine all the parameters a DoE is required to understand the effects of multidimensional and interactions of input factors on the output responses of extraction phase. Therefore, future research priorities in this area should focus on building and managing a DoE considering the eco-sustainability of the analytical process as additional parameter for a totally green workflow in the domain of the botanicals.

This project was funded under the National Recovery and Resilience Plan (NRRP), Mission 4 Component 2 Investment 1.3 – Call for tender No. 341 of March 15, 2022 of Italian Ministry of University and Research funded by the European Union’s Next Generation EU; Project code PE00000003, Concession Decree No. 1550 of October 11, 2022 adopted by the Italian Ministry of University and Research, CUP D93C22000890001, Project title “ON Foods – Research and innovation network on food and nutrition Sustainability, Safety and Security Working ON Foods”.

Ciro Cannavacciuolo: Writing – original draft, Conceptualization. Stefania Pagliari: Writing – review & editing, Writing – original draft. Rita Celano: Writing – original draft. Luca Campone: Writing – review & editing, Writing – original draft, Supervision, Funding acquisition, Conceptualization. Luca Rastrelli: Writing – original draft, Supervision,

Funding acquisition, Conceptualization.

The authors declare that they have no known competing financial interests or personal relationships that could have appeared to influence the work reported in this paper.

No data was used for the research described in the article.

The authors would like to thank the “National Biodiversity Future Center” (identification code CN00000033, CUP B83C22002930006) on ‘Biodiversity’, financed under the National Recovery and Resilience Plan (NRRP), Mission 4, Component 2, Investment 1.4.

[1] S. Barlow, A. Chesson, J.D. Collins, A. Flynn, C.L. Galli, A. Hardy, K.D. Jany, M. J. Jeger, A. Knaap, H. Kuiper, J.C. Larsen, D. Lovell, J. Schlatter, V. Silano, F. Smulders, P. Vannier, Guidance on safety assessment of botanicals* and botanical preparations** intended for use as ingredients in food supplements, EFSA J. 7 (2009), https://doi.org/10.2903/j.efsa.2009.1249.
[2] M.Y. Heng, S.N. Tan, J.W.H. Yong, E.S. Ong, Emerging green technologies for the chemical standardization of botanicals and herbal preparations, TrAC – Trends Anal. Chem. 50 (2013) 1-10, https://doi.org/10.1016/j.trac.2013.03.012.
[3] D.K. Singh, A. Sahu, S. Kumar, S. Singh, Critical review on establishment and availability of impurity and degradation product reference standards, challenges faced by the users, recent developments, and trends, TrAC – Trends Anal. Chem. 101 (2018) 85-107, https://doi.org/10.1016/j.trac.2017.10.021.
[4] J.C. Prata, T. Rocha-Santos, A.I. Ribeiro, An introduction to the concept of One Health, One Heal. Integr. Approach to 21st Century Challenges to Heal (2022) 1-31, https://doi.org/10.1016/B978-0-12-822794-7.00004-6.
[5] S. Armenta, S. Garrigues, M. de la Guardia, The role of green extraction techniques in Green Analytical Chemistry, TrAC – Trends Anal. Chem. 71 (2015) 2-8, https://doi.org/10.1016/j.trac.2014.12.011.
[6] T. Belwal, S.M. Ezzat, L. Rastrelli, I.D. Bhatt, M. Daglia, A. Baldi, H.P. Devkota, I. E. Orhan, J.K. Patra, G. Das, C. Anandharamakrishnan, L. Gomez-Gomez, S. F. Nabavi, S.M. Nabavi, A.G. Atanasov, A critical analysis of extraction techniques used for botanicals: trends, priorities, industrial uses and optimization strategies, TrAC – Trends Anal. Chem. 100 (2018) 82-102, https://doi.org/10.1016/j. trac.2017.12.018.
[7] P. Yu, M.Y. Low, W. Zhou, Design of experiments and regression modelling in food flavour and sensory analysis: a review, Trends Food Sci. Technol. 71 (2018) 202-215, https://doi.org/10.1016/j.tifs.2017.11.013.
[8] C. Picot-Allain, M.F. Mahomoodally, G. Ak, G. Zengin, Conventional versus green extraction techniques – a comparative perspective, Curr. Opin. Food Sci. 40 (2021) 144-156, https://doi.org/10.1016/J.COFS.2021.02.009.
[9] T. Belwal, F. Chemat, P.R. Venskutonis, G. Cravotto, D.K. Jaiswal, I.D. Bhatt, H. P. Devkota, Z. Luo, Recent advances in scaling-up of non-conventional extraction techniques: learning from successes and failures, TrAC Trends Anal. Chem. 127 (2020) 115895, https://doi.org/10.1016/J.TRAC.2020.115895.
[10] M. Garcia-Vaquero, G. Rajauria, B. Tiwari, Conventional extraction techniques: solvent extraction, Sustain. Seaweed Technol. Cultiv. Biorefinery, Appl. (2020) 171-189, https://doi.org/10.1016/B978-0-12-817943-7.00006-8.
[11] M. Ramos, A. Jiménez, M.C. Garrigós, Il-based advanced techniques for the extraction of value-added compounds from natural sources and food by-products, TrAC Trends Anal. Chem. 119 (2019) 115616, https://doi.org/10.1016/J. TRAC.2019.07.027.
[12] A.C. Diamanti, P.E. Igoumenidis, I. Mourtzinos, K. Yannakopoulou, V. T. Karathanos, Green extraction of polyphenols from whole pomegranate fruit using cyclodextrins, Food Chem. 214 (2017) 61-66, https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2016.07.072.
[13] S.P. Ishwarya, P. Nisha, Headway in Supercritical Extraction of Fragrances and Colors, Elsevier, 2020, https://doi.org/10.1016/b978-0-08-100596-5.22677-2.
[14] C. Picot-Allain, M.F. Mahomoodally, G. Ak, G. Zengin, Conventional versus green extraction techniques – a comparative perspective, Curr. Opin. Food Sci. 40 (2021) 144-156, https://doi.org/10.1016/j.cofs.2021.02.009.
[15] C. Da Porto, D. Decorti, A. Natolino, Water and ethanol as co-solvent in supercritical fluid extraction of proanthocyanidins from grape marc: a comparison and a proposal, J. Supercrit. Fluids 87 (2014) 1-8, https://doi.org/ 10.1016/j.supflu.2013.12.019.
[16] A. Rajaei, M. Barzegar, Y. Yamini, Supercritical fluid extraction of tea seed oil and its comparison with solvent extraction, Eur. Food Res. Technol. 220 (2005) 401-405, https://doi.org/10.1007/S00217-004-1061-8/TABLES/3.
[17] S. Zhao, D. Zhang, Supercritical CO2 extraction of Eucalyptus leaves oil and comparison with Soxhlet extraction and hydro-distillation methods, Sep. Purif. Technol. 133 (2014) 443-451, https://doi.org/10.1016/J.SEPPUR.2014.07.018.
[18] R. Martins, A. Barbosa, B. Advinha, H. Sales, R. Pontes, J. Nunes, Green extraction techniques of bioactive compounds: a state-of-the-art review, Process 11 (2023) 2255, https://doi.org/10.3390/PR11082255.
[19] D. De Vita, S. Lachowicz, W. Wi’sniewska, L. Lajoie, A.-S. Fabiano-Tixier, F. Chemat, Water as green solvent: methods of solubilisation and extraction of natural products-past, present and future solutions, Pharm. Times 15 (1507 15) (2022) 1507, https://doi.org/10.3390/PH15121507.
[20] F.G.C. Ekezie, D.W. Sun, J.H. Cheng, Acceleration of microwave-assisted extraction processes of food components by integrating technologies and applying emerging solvents: a review of latest developments, Trends Food Sci. Technol. 67 (2017) 160-172, https://doi.org/10.1016/j.tifs.2017.06.006.
[21] M. Vinatoru, T.J. Mason, I. Calinescu, Ultrasonically assisted extraction (UAE) and microwave assisted extraction (MAE) of functional compounds from plant materials, TrAC – Trends Anal. Chem. 97 (2017) 159-178, https://doi.org/ 10.1016/j.trac.2017.09.002.
[22] R. Costa, The chemistry of mushrooms: a survey of novel extraction techniques targeted to chromatographic and spectroscopic screening, Stud. Nat. Prod. Chem. 49 (2016) 279-306, https://doi.org/10.1016/B978-0-444-63601-0.00009-0.
[23] A.M. Galan, I. Calinescu, A. Trifan, C. Winkworth-Smith, M. Calvo-Carrascal, C. Dodds, E. Binner, New insights into the role of selective and volumetric heating during microwave extraction: investigation of the extraction of polyphenolic compounds from sea buckthorn leaves using microwave-assisted extraction and conventional solvent extraction, Chem. Eng. Process. Process Intensif. 116 (2017) 29-39, https://doi.org/10.1016/J.CEP.2017.03.006.
[24] G. Silveira Da Rosa, S. Kranthi Vanga, Y. Gariepy, V. Raghavan, Comparison of Microwave, Ultrasonic and Conventional Techniques for Extraction of Bioactive Compounds from Olive Leaves, Olea europaea L.), 2019, https://doi.org/ 10.1016/j.ifset.2019.102234.
[25] Z. Rafiee, S.M. Jafari, M. Alami, M. Khomeiri, Microwave-assisted extraction of phenolic compounds from olive leaves; a comparison with maceration, J. Anim. Plant Sci 21 (2011) 738.
[26] C.B.T. Pal, G.C. Jadeja, Microwave-assisted deep eutectic solvent extraction of phenolic antioxidants from onion (Allium cepa L.) peel: a Box-Behnken design approach for optimization, J. Food Sci. Technol. 56 (2019) 4211-4223, https:// doi.org/10.1007/S13197-019-03891-7/FIGURES/4.
[27] B. Zhang, R. Yang, C.Z. Liu, Microwave-assisted extraction of chlorogenic acid from flower buds of Lonicera japonica Thunb, Sep. Purif. Technol. 62 (2008) 480-483, https://doi.org/10.1016/J.SEPPUR.2008.02.013.
[28] G. Alvarez-Rivera, M. Bueno, D. Ballesteros-Vivas, J.A. Mendiola, E. Ibañez, Pressurized liquid extraction, Liq. Extr. (2019) 375-398, https://doi.org/ 10.1016/B978-0-12-816911-7.00013-X.
[29] V. Kitrytė, A. Kavaliauskaitė, L. Tamkutė, M. Pukalskienė, M. Syrpas, P. Rimantas Venskutonis, Zero waste biorefining of lingonberry (Vaccinium vitis-idaea L.) pomace into functional ingredients by consecutive high pressure and enzyme assisted extractions with green solvents, Food Chem. 322 (2020) 126767, https:// doi.org/10.1016/j.foodchem.2020.126767.
[30] P.S.N. Chada, P.H. Santos, L.G.G. Rodrigues, G.A.S. Goulart, J.D. Azevedo dos Santos, M. Maraschin, M. Lanza, Non-conventional techniques for the extraction of antioxidant compounds and lycopene from industrial tomato pomace (Solanum lycopersicum L.) using spouted bed drying as a pre-treatment, Food Chem. X 13 (2022) 100237, https://doi.org/10.1016/J.FOCHX.2022.100237.
[31] J. Viganó, I.Z. Brumer, P.A. de C. Braga, J.K. da Silva, M.R. Maróstica Júnior, F. G. Reyes Reyes, J. Martínez, Pressurized liquids extraction as an alternative process to readily obtain bioactive compounds from passion fruit rinds, Food Bioprod. Process. 100 (2016) 382-390, https://doi.org/10.1016/J. FBP.2016.08.011.
[32] A.P.D.F. Machado, J.L. Pasquel-Reátegui, G.F. Barbero, J. Martínez, Pressurized liquid extraction of bioactive compounds from blackberry (Rubus fruticosus L.) residues: a comparison with conventional methods, Food Res. Int. 77 (2015) 675-683, https://doi.org/10.1016/J.FOODRES.2014.12.042.
[33] S. Bachtler, H.J. Bart, Increase the yield of bioactive compounds from elder bark and annatto seeds using ultrasound and microwave assisted extraction technologies, Food Bioprod. Process. 125 (2021) 1-13, https://doi.org/10.1016/ j.fbp.2020.10.009.
[34] L. Vernès, M. Vian, F. Chemat, Ultrasound and microwave as green tools for solidliquid extraction, Liq. Extr. (2019) 355-374, https://doi.org/10.1016/B978-0-12-816911-7.00012-8.
[35] C. Wen, J. Zhang, H. Zhang, C.S. Dzah, M. Zandile, Y. Duan, H. Ma, X. Luo, Advances in ultrasound assisted extraction of bioactive compounds from cash crops – a review, Ultrason. Sonochem. 48 (2018) 538-549, https://doi.org/ 10.1016/j.ultsonch.2018.07.018.
[36] A.A. Jovanović, V.B. Đorđević, G.M. Zdunić, D.S. Pljevljakušić, K.P. Šavikin, D. M. Gođevac, B.M. Bugarski, Optimization of the extraction process of polyphenols from Thymus serpyllum L. herb using maceration, heat- and ultrasound-assisted techniques, Sep. Purif. Technol. 179 (2017) 369-380, https://doi.org/10.1016/J. SEPPUR.2017.01.055.
[37] S.A. Mousavi, L. Nateghi, M. Javanmard Dakheli, Y. Ramezan, Z. Piravi-Vanak, Maceration and ultrasound-assisted methods used for extraction of phenolic compounds and antioxidant activity from Ferulago angulata, J. Food Process. Preserv. 46 (2022) e16356, https://doi.org/10.1111/JFPP. 16356.
[38] D. Niu, X.A. Zeng, E.F. Ren, F.Y. Xu, J. Li, M.S. Wang, R. Wang, Review of the application of pulsed electric fields (PEF) technology for food processing in China,

Food Res. Int. 137 (2020) 109715, https://doi.org/10.1016/j. foodres.2020.109715.
[39] F.J. Segovia, E. Luengo, J.J. Corral-Pérez, J. Raso, M.P. Almajano, Improvements in the aqueous extraction of polyphenols from borage (Borago officinalis L.) leaves by pulsed electric fields: pulsed electric fields (PEF) applications, Ind. Crops Prod. 65 (2015) 390-396, https://doi.org/10.1016/J. INDCROP.2014.11.010.
[40] F. Garavand, S. Rahaee, N. Vahedikia, S.M. Jafari, Different techniques for extraction and micro/nanoencapsulation of saffron bioactive ingredients, Trends Food Sci. Technol. 89 (2019) 26-44, https://doi.org/10.1016/j.tifs.2019.05.005.
[41] S.S. Nadar, P. Rao, V.K. Rathod, Enzyme assisted extraction of biomolecules as an approach to novel extraction technology: a review, Food Res. Int. 108 (2018) 309-330, https://doi.org/10.1016/J.FOODRES.2018.03.006.
[42] O. Gligor, A. Mocan, C. Moldovan, M. Locatelli, G. Crișan, I.C.F.R. Ferreira, Enzyme-assisted extractions of polyphenols – a comprehensive review, Trends Food Sci. Technol. 88 (2019) 302-315, https://doi.org/10.1016/J. TIFS.2019.03.029.
[43] K.L. Nagendra Chari, D. Manasa, P. Srinivas, H.B. Sowbhagya, Enzyme-assisted extraction of bioactive compounds from ginger (Zingiber officinale Roscoe), Food Chem. 139 (2013) 509-514, https://doi.org/10.1016/J. FOODCHEM. 2013.01.099.
[44] J.M. Awika, L.W. Rooney, X. Wu, R.L. Prior, L. Cisneros-Zevallos, Screening methods to measure antioxidant activity of sorghum (Sorghum bicolor) and Sorghum products, J. Agric. Food Chem. 51 (2003) 6657-6662, https://doi.org/ 10.1021/JF034790I/ASSET/IMAGES/LARGE/JF034790IF00005.JPEG.
[45] J.E. Cacace, G. Mazza, Pressurized low polarity water extraction of lignans from whole flaxseed, J. Food Eng. 77 (2006) 1087-1095, https://doi.org/10.1016/J. JFOODENG.2005.08.039.
[46] S.M. Choudhari, L. Ananthanarayan, Enzyme aided extraction of lycopene from tomato tissues, Food Chem. 102 (2007) 77-81, https://doi.org/10.1016/J. FOODCHEM. 2006.04.031.
[47] A. Boulila, I. Hassen, L. Haouari, F. Mejri, I. Ben Amor, H. Casabianca, K. Hosni, Enzyme-assisted extraction of bioactive compounds from bay leaves (Laurus nobilis L.), Ind. Crops Prod. 74 (2015) 485-493, https://doi.org/10.1016/J. INDCROP.2015.05.050.
[48] F. Sahne, M. Mohammadi, G.D. Najafpour, A.A. Moghadamnia, Enzyme-assisted ionic liquid extraction of bioactive compound from turmeric (Curcuma longa L.): Isolation, purification and analysis of curcumin, Ind. Crops Prod. 95 (2017) 686-694, https://doi.org/10.1016/J.INDCROP.2016.11.037.
[49] P. Nath, C. Kaur, S.G. Rudra, E. Varghese, Enzyme-assisted extraction of carotenoid-rich extract from red Capsicum (Capsicum annuum), Agric. Res. 5 (2016) 193-204, https://doi.org/10.1007/S40003-015-0201-7/FIGURES/8.
[50] K. Suktham, P. Daisuk, A. Shotipruk, Microwave-assisted extraction of antioxidative anthraquinones from roots of Morinda citrifolia L. (Rubiaceae): Errata and review of technological development and prospects, Sep. Purif. Technol. 256 (2021) 117844, https://doi.org/10.1016/j.seppur.2020.117844.
[51] L. Valadez-Carmona, A. Ortiz-Moreno, G. Ceballos-Reyes, J.A. Mendiola, E. Ibáñez, Valorization of cacao pod husk through supercritical fluid extraction of phenolic compounds, J. Supercrit. Fluids 131 (2018) 99-105, https://doi.org/ 10.1016/j.supflu.2017.09.011.
[52] A.M. Pavkovich, D.S. Bell, Extraction | Pressurized Liquid Extraction, third ed., Elsevier Inc., 2019 https://doi.org/10.1016/B978-0-12-409547-2.14407-5.
[53] S. Roohinejad, N. Nikmaram, M. Brahim, M. Koubaa, A. Khelfa, R. Greiner, Potential of Novel Technologies for Aqueous Extraction of Plant Bioactives, Elsevier Inc., 2017, https://doi.org/10.1016/B978-0-12-809380-1.00016-4.
[54] A. Gałuszka, Z. Migaszewski, J. Namieśnik, The 12 principles of green analytical chemistry and the SIGNIFICANCE mnemonic of green analytical practices, TrAC Trends Anal. Chem. 50 (2013) 78-84, https://doi.org/10.1016/J. TRAC.2013.04.010.
[55] J.B. Zimmerman, P.T. Anastas, H.C. Erythropel, W. Leitner, Designing for a green chemistry future, Science (80-.) 367 (2020) 397-400, https://doi.org/10.1126/ SCIENCE.AAY3060/ASSET/8997170C-4499-4F22-A12F-B46943929ED6/ ASSETS/GRAPHIC/367_397_F3.JPEG.
[56] P. Jessop, Editorial: evidence of a significant advance in green chemistry, Green Chem. 22 (2020) 13-15, https://doi.org/10.1039/C9GC90119A.
[57] M. Sajid, J. Płotka-Wasylka, Green analytical chemistry metrics: a review, Talanta 238 (2022), https://doi.org/10.1016/J.TALANTA.2021.123046.
[58] P.-Y. Liew, J.-Y. Yong, J. Jaromír Klemeš, H. Loong Lam, S.G. Papadaki, K. E. Kyriakopoulou, M.K. Krokida, Life cycle analysis of microalgae extraction techniques, Chem. Eng. Trans. 52 (2016) 1039-1044, https://doi.org/10.3303/ CET1652174.
[59] R.L. Lankey, P.T. Anastas, Life-cycle approaches for assessing green chemistry technologies, Ind. Eng. Chem. Res. 41 (2002) 4498-4502, https://doi.org/ 10.1021/IE0108191.
[60] M.S. Imam, M.M. Abdelrahman, How environmentally friendly is the analytical process? A paradigm overview of ten greenness assessment metric approaches for analytical methods, Trends Environ. Anal. Chem. 38 (2023) e00202, https://doi. org/10.1016/J.TEAC.2023.E00202.
[61] A. Gałuszka, Z.M. Migaszewski, P. Konieczka, J. Namieśnik, Analytical Eco-Scale for assessing the greenness of analytical procedures, TrAC Trends Anal. Chem. 37 (2012) 61-72, https://doi.org/10.1016/J.TRAC.2012.03.013.
[62] Y. Gaber, U. Törnvall, M.A. Kumar, M. Ali Amin, R. Hatti-Kaul, HPLC-EAT (Environmental Assessment Tool): a tool for profiling safety, health and environmental impacts of liquid chromatography methods, Green Chem. 13 (2011) 2021-2025, https://doi.org/10.1039/C0GC00667J.
[63] M.B. Hicks, W. Farrell, C. Aurigemma, L. Lehmann, L. Weisel, K. Nadeau, H. Lee, C. Moraff, M. Wong, Y. Huang, P. Ferguson, Making the move towards modernized greener separations: introduction of the analytical method greenness score (AMGS) calculator, Green Chem. 21 (2019) 1816-1826, https://doi.org/ 10.1039/C8GC03875A.
[64] S. Armenta, S. Garrigues, F.A. Esteve-Turrillas, M. de la Guardia, Green extraction techniques in green analytical chemistry, TrAC – Trends Anal. Chem. 116 (2019) 248-253, https://doi.org/10.1016/j.trac.2019.03.016.
[65] W. Wojnowski, M. Tobiszewski, F. Pena-Pereira, E. Psillakis, AGREEprep analytical greenness metric for sample preparation, TrAC Trends Anal. Chem. 149 (2022) 116553, https://doi.org/10.1016/J.TRAC.2022.116553.
[66] G. Barjoveanu, O.A. Pătrăuțanu, C. Teodosiu, I. Volf, Life cycle assessment of polyphenols extraction processes from waste biomass, Sci. Rep. 10110 (2020) 1-12, https://doi.org/10.1038/s41598-020-70587-w.
[67] P. Vauchel, C. Colli, D. Pradal, M. Philippot, S. Decossin, P. Dhulster, K. Dimitrov, Comparative LCA of ultrasound-assisted extraction of polyphenols from chicory grounds under different operational conditions, J. Clean. Prod. 196 (2018) 1116-1123, https://doi.org/10.1016/J.JCLEPRO.2018.06.042.
[68] T. Ding, S. Bianchi, C. Ganne-Chédeville, P. Kilpeläinen, A. Haapala, T. Räty, Life cycle assessment of tannin extraction from spruce bark, IForest – Biogeosciences For 10 (2017) 807, https://doi.org/10.3832/IFOR2342-010.
[69] M. Salzano de Luna, G. Vetrone, S. Viggiano, L. Panzella, A. Marotta, G. Filippone, V. Ambrogi, Pine needles as a biomass resource for phenolic compounds: trade-off between efficiency and sustainability of the extraction methods by life cycle assessment, ACS Sustain. Chem. Eng. 11 (2023) 4670-4677, https://doi.org/ 10.1021/acssuschemeng.2c06698.
[70] V.M. Pappas, I. Samanidis, G. Stavropoulos, V. Athanasiadis, T. Chatzimitakos, E. Bozinou, D.P. Makris, S.I. Lalas, Analysis of five-extraction technologies’ environmental impact on the polyphenols production from Moringa oleifera leaves using the life cycle assessment tool based on ISO 14040, Sustain. Times 15 (2023) 2328, https://doi.org/10.3390/SU15032328/S1.
[71] J. Płotka-Wasylka, M. Rutkowska, K. Owczarek, M. Tobiszewski, J. Namieśnik, Extraction with environmentally friendly solvents, TrAC Trends Anal. Chem. 91 (2017) 12-25, https://doi.org/10.1016/J.TRAC.2017.03.006.
[72] S. Fraterrigo Garofalo, F. Demichelis, G. Mancini, T. Tommasi, D. Fino, Conventional and ultrasound-assisted extraction of rice bran oil with isopropanol as solvent, Sustain. Chem. Pharm. 29 (2022) 100741, https://doi.org/10.1016/j. scp. 2022.100741.
[73] Y. Yao Chen, R. Walvekar, M. Khalid, J.M. Pringle, M.D. Murugan, L.H. Tee, K. S. Oh, Evaluation of the environment impact of extraction of bioactive compounds from Darcyodes rostrata using Deep Eutectic Solvent (DES) using Life Cycle Assessment (LCA), J. Phys. Conf. Ser. 2120 (2021) 012005, https://doi.org/ 10.1088/1742-6596/2120/1/012005.
[74] G. Croxatto Vega, J. Sohn, J. Voogt, M. Birkved, S.I. Olsen, A.E. Nilsson, Insights from combining techno-economic and life cycle assessment – a case study of polyphenol extraction from red wine pomace, Resour. Conserv. Recycl. 167 (2021) 105318, https://doi.org/10.1016/J.RESCONREC.2020.105318.
[75] T.P. Rieseberg, A. Dadras, J.M.R. Fürst-Jansen, A. Dhabalia Ashok, T. Darienko, S. de Vries, I. Irisarri, J. de Vries, Crossroads in the evolution of plant specialized metabolism, Semin. Cell Dev. Biol. 134 (2023) 37-58, https://doi.org/10.1016/j. semcdb.2022.03.004.
[76] J. Azmir, I.S.M. Zaidul, M.M. Rahman, K.M. Sharif, A. Mohamed, F. Sahena, M.H. A. Jahurul, K. Ghafoor, N.A.N. Norulaini, A.K.M. Omar, Techniques for extraction of bioactive compounds from plant materials: a review, J. Food Eng. 117 (2013) 426-436, https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2013.01.014.
[77] P. Panja, Green extraction methods of food polyphenols from vegetable materials, Curr. Opin. Food Sci. 23 (2018) 173-182, https://doi.org/10.1016/j. cofs.2017.11.012.
[78] K. Carbone, V. Macchioni, G. Petrella, D.O. Cicero, Exploring the potential of microwaves and ultrasounds in the green extraction of bioactive compounds from Humulus lupulus for the food and pharmaceutical industry, Ind. Crops Prod. 156 (2020) 112888, https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2020.112888.
[79] S. Feng, L. Wang, T. Belwal, L. Li, Z. Luo, Phytosterols extraction from hickory (Carya cathayensis Sarg.) husk with a green direct citric acid hydrolysis extraction method, Food Chem. 315 (2020), https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2020.126217.
[80] L. Schwingshackl, H. Heseker, E. Kiesswetter, B. Koletzko, Reprint of: dietary fat and fatty foods in the prevention of non-communicable diseases: a review of the evidence, Trends Food Sci. Technol. 130 (2022) 20-31, https://doi.org/10.1016/ j.tifs.2022.10.011.
[81] M. Wiesner, F.S. Hanschen, R. Maul, S. Neugart, M. Schreiner, S. Baldermann, Nutritional Quality of Plants for Food and Fodder, second ed., Elsevier, 2016 https://doi.org/10.1016/B978-0-12-394807-6.00128-3.
[82] S. Kazaz, R. Miray, L. Lepiniec, S. Baud, Plant monounsaturated fatty acids: diversity, biosynthesis, functions and uses, Prog. Lipid Res. 85 (2022), https:// doi.org/10.1016/j.plipres.2021.101138.
[83] C. Cannavacciuolo, A. Napolitano, E.H. Heiss, V.M. Dirsch, S. Piacente, Portulaca oleracea, a rich source of polar lipids: chemical profile by LC-ESI/LTQOrbitrap/ MS/MSn and in vitro preliminary anti-inflammatory activity, Food Chem. 388 (2022) 132968, https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2022.132968.
[84] R. Vardanega, F.S. Fuentes, J. Palma, W. Bugueño-Muñoz, P. Cerezal-Mezquita, M.C. Ruiz-Domínguez, Valorization of granadilla waste (Passiflora ligularis, Juss.) by sequential green extraction processes based on pressurized fluids to obtain bioactive compounds, J. Supercrit. Fluids 194 (2023) 1-10, https://doi.org/ 10.1016/j.supflu.2022.105833.
[85] G. Britton, Getting to Know Carotenoids, first ed., Elsevier Inc., 2022 https://doi. org/10.1016/bs.mie.2022.04.005.
[86] G. Britton, Carotenoid research: history and new perspectives for chemistry in biological systems, Biochim. Biophys. Acta – Mol. Cell Biol. Lipids 1865 (2020) 158699, https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2020.158699.
[87] A.R. Al-Hilphy, A.H.K. Ahmed, M. Gavahian, H.H. Chen, F. Chemat, T.K.M. AlBehadli, M.Z. Mohd Nor, S. Ahmad, Solar energy-based extraction of essential oils from cloves, cinnamon, orange, lemon, eucalyptus, and cardamom: a clean energy technology for green extraction, J. Food Process. Eng. 45 (2022) e14038, https://doi.org/10.1111/JFPE. 14038.
[88] T. Guo, Q. Hao, Z. Nan, C. Wei, J. Liu, Green Extraction and Separation of Dendranthema Indicum Essential Oil by Supercritical Carbon Dioxide Extraction Combined with Molecular Distillation, Elsevier, 2022. https://www.sciencedirec t.com/science/article/pii/S0959652622037805?casa_token=bsa1a FYJ1P4AAAAA:auoPadoJ332mZyH_tOd-LQ6XBnaUTqBYwqDZgeiMV9QENh EUdccIm6Gk_3i05Fmup29pFkmeivM. (Accessed 26 July 2023).
[89] Á. Santana-Mayor, R. Rodríguez-Ramos, A.V. Herrera-Herrera, B. SocasRodríguez, M.Á. Rodríguez-Delgado, Deep eutectic solvents. The new generation of green solvents in analytical chemistry, TrAC – Trends Anal. Chem. 134 (2021), https://doi.org/10.1016/j.trac.2020.116108.
[90] C. Cannavacciuolo, S. Pagliari, J. Frigerio, C.M. Giustra, M. Labra, L. Campone, Natural deep eutectic solvents (NADESs) combined with sustainable extraction techniques: a review of the green chemistry approach in food analysis, Foods 12 (2023), https://doi.org/10.3390/foods12010056.
[91] C. Benoit, C. Virginie, The Use of NADES to Support Innovation in the Cosmetic Industry, Elsevier, 2021. https://www.sciencedirect.com/science/article/pii /S0065229620300525?casa_token=iqdToUoEPq4AAAAA:rrGmzjs5lxZ71GBZ EMdi7PugYjokqUsEbcXoL9PnQ3GE1LJsDDqXmXA6VOnAjnJ7G3OKxG8jT_4. (Accessed 26 July 2023).
[92] N. Maravić, N. Teslić, D. Nikolić, I. Dimić, Z. Sereš, B. Pavlić, From agricultural waste to antioxidant-rich extracts: green techniques in extraction of polyphenols from sugar beet leaves, Sustain. Chem. Pharm. 28 (2022) 1-12, https://doi.org/ 10.1016/j.scp.2022.100728.
[93] A. Stupar, V. Šeregelj, B.D. Ribeiro, L. Pezo, A. Cvetanović, A. Mišan, I. Marrucho, Recovery of -carotene from pumpkin using switchable natural deep eutectic solvents, Ultrason. Sonochem. 76 (2021) 105638, https://doi.org/10.1016/J. ULTSONCH.2021.105638.
[94] L.M. de Souza Mesquita, L.S. Contieri, F.H.B. Sosa, R.S. Pizani, J. Chaves, J. Viganó, S.P.M. Ventura, M.A. Rostagno, Combining eutectic solvents and pressurized liquid extraction coupled in-line with solid-phase extraction to recover, purify and stabilize anthocyanins from Brazilian berry waste, Green Chem. 25 (2023) 1884-1897, https://doi.org/10.1039/D2GC04347E.
[95] J.C. Kessler, V. Vieira, I.M. Martins, Y.A. Manrique, P. Ferreira, R.C. Calhelha, A. Afonso, L. Barros, A.E. Rodrigues, M.M. Dias, Chemical and organoleptic properties of bread enriched with Rosmarinus officinalis L.: the potential of natural extracts obtained through green extraction methodologies as food ingredients, Food Chem. 384 (2022) 132514, https://doi.org/10.1016/j. foodchem.2022.132514.
[96] S. Porras, R. Saavedra, L. Sierra, R.G. Molecules, Chemical Characterization and Determination of the Antioxidant Properties of Phenolic Compounds in Three Scutellaria Sp. Plants Grown in Colombia, 2023. https://www.mdpi.com/ 1420-3049/28/8/3474. (Accessed 26 July 2023).
[97] F.J. Leyva-Jiménez, Á. Fernández-Ochoa, M. de la L. Cádiz-Gurrea, J. LozanoSánchez, R. Oliver-Simancas, M.E. Alañón, I. Castangia, A. Segura-Carretero, D. Arráez-Román, Application of response surface methodologies to optimize high-added value products developments: cosmetic formulations as an example, Antioxidants 11 (2022) 1552, https://doi.org/10.3390/ANTIOX11081552. Page 155211.
[98] M. Abdin, Y.S. Hamed, H. Muhammad, S. Akhtar, D. Chen, S. Mukhtar, Original Article Extraction Optimisation , Antioxidant Activity and Inhibition on a -amylase and Pancreatic Lipase of Polyphenols from the Seeds of Syzygium Cumini, 2019, pp. 2084-2093, https://doi.org/10.1111/ijfs.14112.
[99] P. Kaur, J. Subramanian, A. Singh, Green extraction of bioactive components from carrot industry waste and evaluation of spent residue as an energy source, Sci. Rep. 12 (2022) 1-16, https://doi.org/10.1038/s41598-022-20971-5.
[100] A. del P. Sánchez-Camargo,E.I.-G. extraction, undefined 2017, Bioactives obtained from plants, seaweeds, microalgae and food by-products using pressurized liquid extraction and supercritical fluid extraction, Books.Google. ComA Del Pilar Sánchez-Camargo, E Ibáñez, A Cifuentes, M HerreroGreen Extr. Tech. Princ. Adv. Appl. 2017 books.Google.Com. https://books.google. com/books?hl=en&lr=&id=eRQTDgAAQBAJ&oi=fnd&pg=PA27&ots=s0Tri oPIlY&sig=pIFtvfXr-zEN1M8UZ5vtGZOvrbg (accessed July 25, 2023)..
[101] Y.P.A. Silva, T.A.P.C. Ferreira, G. Jiao, M.S. Brooks, Sustainable approach for lycopene extraction from tomato processing by-product using hydrophobic eutectic solvents, J. Food Sci. Technol. 56 (2019) 1649-1654, https://doi.org/ 10.1007/s13197-019-03618-8.
[102] A. Stupar, V. Šeregelj, B.D. Ribeiro, L. Pezo, A. Cvetanović, A. Mišan, I. Marrucho, Recovery of -carotene from pumpkin using switchable natural deep eutectic solvents, Ultrason. Sonochem. 76 (2021), https://doi.org/10.1016/j. ultsonch.2021.105638.
[103] N. Guo, Ping-Kou, Y.W. Jiang, L.T. Wang, L.J. Niu, Z.M. Liu, Y.J. Fu, Natural deep eutectic solvents couple with integrative extraction technique as an effective approach for mulberry anthocyanin extraction, Food Chem. 296 (2019) 78-85, https://doi.org/10.1016/J.FOODCHEM.2019.05.196.
[104] J. Jacyna, M. Kordalewska, M.J. Markuszewski, Design of Experiments in metabolomics-related studies: an overview, J. Pharm. Biomed. Anal. 164 (2019) 598-606, https://doi.org/10.1016/j.jpba.2018.11.027.
[105] L. Barrentine, An Introduction to Design of Experiments, 2001. https://books.goo gle.com/books?hl=en&lr=&id=-uqiEAAAQBAJ&oi=fnd&pg=PP1&ots=njla 2wKDyi&sig=U3r2xRSgFt219NT1ZhLJGTmjTrQ. (Accessed 26 July 2023).
[106] D. Montgomery, Design and Analysis of Experiments, 2017. https://books.google. com/books?hl=en&lr=&id=Py7bDgAAQBAJ&oi=fnd&pg=PA1&ots=X7y_o 5QOZ4&sig=b46B2BAgdUS-7jzyZS6wjmf_r1U. (Accessed 26 July 2023).
[107] N. Rahman, A. Raheem, Graphene oxide/Mg-Zn-Al layered double hydroxide for efficient removal of doxycycline from water: taguchi approach for optimization, J. Mol. Liq. 354 (2022) 118899, https://doi.org/10.1016/J. MOLLIQ.2022.118899.
[108] I. Pagano, L. Campone, R. Celano, A.L. Piccinelli, L. Rastrelli, Green nonconventional techniques for the extraction of polyphenols from agricultural food by-products: a review, J. Chromatogr. A 1651 (2021) 462295, https://doi.org/ 10.1016/J.CHROMA. 2021.462295.
[109] S. Pagliari, R. Celano, L. Rastrelli, E. Sacco, F. Arlati, M. Labra, L. Campone, Extraction of methylxanthines by pressurized hot water extraction from cocoa shell by-product as natural source of functional ingredient, LWT 170 (2022) 114115, https://doi.org/10.1016/J.LWT.2022.114115.
[110] S. Pagliari, C.M. Giustra, C. Magoni, R. Celano, P. Fusi, M. Forcella, G. Sacco, D. Panzeri, L. Campone, M. Labra, Optimization of ultrasound-assisted extraction of naturally occurring glucosinolates from by-products of Camelina sativa L. and their effect on human colorectal cancer cell line, Front. Nutr. 9 (2022) 901944, https://doi.org/10.3389/FNUT.2022.901944/BIBTEX.
[111] L.W. Condra, Reliability improvement with design of experiments, Reliab. Improv. with Des. Exp. (2018), https://doi.org/10.1201/9781482270846/ RELIABILITY-IMPROVEMENT-DESIGN-EXPERIMENT-LLOYD-CONDRA.
[112] S.L.C. Ferreira, M.M. Silva Junior, C.S.A. Felix, D.L.F. da Silva, A.S. Santos, J. H. Santos Neto, C.T. de Souza, R.A. Cruz Junior, A.S. Souza, Multivariate optimization techniques in food analysis – a review, Food Chem. 273 (2019) 3-8, https://doi.org/10.1016/J.FOODCHEM.2017.11.114.
[113] R.K.-S. handbook of quantitative methods in psychology, undefined 2009, Experimental design, Torrossa.ComRE KirkSage Handb. Quant. Methods Psychol. 2009 torrossa.Com (n.d.). https://www.torrossa.com/gs/resourceProxy? an=4913732&publisher=FZ7200#page=50 (accessed July 25, 2023)..
[114] J.D. Kechagias, K.E. Aslani, N.A. Fountas, N.M. Vaxevanidis, D.E. Manolakos, A comparative investigation of Taguchi and full factorial design for machinability prediction in turning of a titanium alloy, Measurement 151 (2020) 107213, https://doi.org/10.1016/J.MEASUREMENT.2019.107213.
[115] B. Durakovic, Design of experiments application, concepts, examples: state of the art, Period. Eng. Nat. Sci. 5 (2017) 421-439, https://doi.org/10.21533/pen. v5i3.145.
[116] L.S. de Lima, M.D.M. Araujo, S.P. Quináia, D.W. Migliorine, J.R. Garcia, Adsorption modeling of and Cu on activated carbon of different origins by using fractional factorial design, Chem. Eng. J. 166 (2011) 881-889, https://doi. org/10.1016/J.CEJ.2010.11.062.
[117] S. Heydari, L. Zare, S. Eshagh Ahmadi, Removal of phenolphthalein by aspartame functionalized dialdehyde starch nano-composite and optimization by Plackett-Burman design, J. Iran. Chem. Soc. 18 (2021) 3417-3427, https://doi. org/10.1007/S13738-021-02275-Z/TABLES/9.
[118] R.L. Plackett, J.P. Burman, The design of optimum multifactorial experiments author(s), Biometrika 33 (1946) 305-325.
[119] M. Ahmadi, F. Vahabzadeh, B. Bonakdarpour, E. Mofarrah, M. Mehranian, Application of the central composite design and response surface methodology to the advanced treatment of olive oil processing wastewater using Fenton’s peroxidation, J. Hazard Mater. 123 (2005) 187-195, https://doi.org/10.1016/J. JHAZMAT. 2005.03.042.
[120] N. Pandey, C. Thakur, Statistical comparison of response surface methodology-based central composite design and hybrid central composite design for paper mill wastewater treatment by electrocoagulation, Process Integr. Optim. Sustain. 4 (2020) 343-359, https://doi.org/10.1007/S41660-020-00123W/FIGURES/9.
[121] U.M.F.M. Cerqueira, M.A. Bezerra, S.L.C. Ferreira, R. de Jesus Araújo, B.N. da Silva, C.G. Novaes, Doehlert design in the optimization of procedures aiming food analysis – a review, Food Chem. 364 (2021) 130429, https://doi.org/10.1016/J. FOODCHEM.2021.130429.
[122] S.L.C. Ferreira, R.E. Bruns, H.S. Ferreira, G.D. Matos, J.M. David, G.C. Brandão, E. G.P. da Silva, L.A. Portugal, P.S. dos Reis, A.S. Souza, W.N.L. dos Santos, BoxBehnken design: an alternative for the optimization of analytical methods, Anal. Chim. Acta 597 (2007) 179-186, https://doi.org/10.1016/j.aca.2007.07.011.
[123] S.F.C. Guerreiro, J.F.A. Valente, J.R. Dias, N. Alves, Box-behnken design a key tool to achieve optimized PCL/Gelatin Electrospun mesh, Macromol. Mater. Eng. 306 (2021) 1-9, https://doi.org/10.1002/mame. 202000678.
[124] N.M. Abd-El-Aziz, M.S. Hifnawy, A.A. El-Ashmawy, R.A. Lotfy, I.Y. Younis, Application of Box-Behnken design for optimization of phenolics extraction from Leontodon hispidulus in relation to its antioxidant, anti-inflammatory and cytotoxic activities, Sci. Rep. 12112 (2022) 1-16, https://doi.org/10.1038/ s41598-022-12642-2.