جزيئات الفضة النانوية المُركبة بيئيًا من مستخلص الزنجبيل: الإمكانيات المضادة للأكسدة، التوافق الحيوي، خصائص مضادة للـ LOX، والتحليل الحاسوبي Green-synthesized silver nanoparticles from Zingiber officinale extract: antioxidant potential, biocompatibility, anti-LOX properties, and in silico analysis

المجلة: BMC Complementary Medicine and Therapies، المجلد: 24، العدد: 1
DOI: https://doi.org/10.1186/s12906-024-04381-w
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38350963
تاريخ النشر: 2024-02-13

جزيئات الفضة النانوية المُركبة بيئيًا من مستخلص الزنجبيل: الإمكانيات المضادة للأكسدة، التوافق الحيوي، خصائص مضادة للـ LOX، والتحليل الحاسوبي

تاساني أونغتاناسوب باتيبات كامدينليك تشاوان ماناسفون و كومغريت إواسوكول

الملخص

مقدمة لقد برز مستخلص الزنجبيل (Zingiber officinale) كمرشح قوي للتخليق الأخضر للجسيمات النانوية، مما يوفر تطبيقات متنوعة في مجالات الطب ومستحضرات التجميل والتغذية. تتناول هذه الدراسة التحقيق في سمية الجسيمات النانوية المستخلصة من الزنجبيل (GE-AgNPs) في المختبر وتستكشف الفائدة الطبية للجسيمات النانوية التي تم تخليقها بطريقة خضراء. الطرق استخدمنا بروتوكولات معتمدة لتقييم الجوانب المختبرية مثل القدرة المضادة للأكسدة، والقدرة المضادة للالتهابات، والتوافق الحيوي لـ GE-AgNPs. بالإضافة إلى ذلك، تم استخدام الربط الجزيئي لتقييم نشاطها المضاد للـ lipoxygenase (anti-LOX). النتائج تسلط نتائجنا الضوء على أن استخراج مستخلص الزنجبيل عند درجة حموضة 6، باستخدام مزيج من المذيبات من الإيثانول والأسيتات الإيثيلية بنسبة 1:1، ينتج قدرة مضادة للأكسدة مرتفعة تعزى إلى محتواه الغني من المركبات الفينولية والفلافونويد. في سياق تخليق الجسيمات النانوية الفضية، ينتج استخراج درجة حموضة 6 أعلى كمية من الجسيمات النانوية، والتي تتميز بحجم متوسط من . من الأهمية الخاصة، أظهرت جزيئات نانو الفضة المدعمة بجزيئات الجرافين (GE-AgNPs) (عند pH 6) فعالية ملحوظة في القضاء على الجذور الحرة، كما يتضح من قيمة لـ . تشير نتائج تجربة مضاد LOX إلى أن GE-AgNPs، بتركيز يمكن أن يثبط نشاط LOX عن طريق ، متفوقًا على مستخلص الزنجبيل الذي يثبط LOX بنسبة 17-18%. ومن الجدير بالذكر أن الكليوناستيرول أظهر طاقة ارتباط أعلى واستقرارًا معززًا ( ) مقارنة بحمض النورديهيدروغوايا ريتك. علاوة على ذلك، أكدت دراسة بقاء الخلايا سلامة GE-AgNPs عند تركيز ضد خط خلايا L929. الخلاصة تؤكد هذه النتائج الشاملة على المزايا الطبية الحيوية الكبيرة لجزيئات الفضة النانوية المحضرة حيوياً (GE-AgNPs) وتبرز إمكانية دمجها في المنتجات التجميلية بتركيز أقصى من .

الكلمات الرئيسية: الزنجبيل (Zingiber officinale)، جزيئات الفضة النانوية، مضادات الأكسدة، التوافق الحيوي، مضاد LOX

مقدمة

مجال النانو تكنولوجيا الخضراء يشمل العمليات البيولوجية التي تمكن من تخليق وتلاعب واستخدام المواد ضمن النطاق، مما يوفر منهجيات فعالة من حيث التكلفة وبسيطة [1]. يشير مصطلح “تكنولوجيا النانو الخضراء” إلى استخدام الموارد الطبيعية للتخفيف من الآثار البيئية السلبية، وحماية صحة الإنسان، وتقليل العبء المالي المرتبط بإنتاج الجسيمات النانوية. في هذا المجال، تم تركيز جهود بحثية كبيرة على تطوير المواد النانوية المشتقة من المصادر النباتية. تحتوي مستخلصات النباتات على مجموعة متنوعة من المواد الكيميائية النباتية، بما في ذلك القلويات، والتربينات، والصابونين، والفينولات، والكحوليات، والبروتينات، التي تعمل كعوامل مختزلة وعوامل تغليف في آن واحد. يتيح عزل هذه المواد الكيميائية النباتية تعزيز حجم وشكل المواد النانوية، مما يسهل تطبيقها في الأبحاث الصيدلانية والبيولوجية [2،3]. تلعب الأدوية المضادة للالتهابات دورًا حاسمًا في علاج الألم. وبالتالي، فإن جدوى استخدام الأدوية المضادة للالتهابات لتخفيف الألم تتطلب استكشاف وتطوير عوامل علاجية مبتكرة. نظرًا للتحديات المرتبطة بمسكنات الألم التقليدية، مثل انخفاض الفعالية مما يؤدي إلى استخدام جرعات عالية، تم تكريس جهود علمية كبيرة لتصميم وتعزيز مركبات مضادة للالتهابات جديدة ذات آليات عمل فريدة للتطبيقات السريرية. لقد قامت شركات الأدوية ببذل جهود لتعديل الأدوية المضادة للالتهابات الموجودة وحددت بعض المركبات المضادة للالتهابات الواعدة كبدائل محتملة للعلاجات التقليدية. يمكن أن تُعزى الخصائص المضادة للالتهابات الاستثنائية للجزيئات النانوية المعدنية إلى نسبة مساحة السطح إلى الحجم الكبيرة لها. من بين هذه الجزيئات النانوية، أظهرت جزيئات الفضة النانوية فعالية استثنائية كعوامل مضادة للالتهابات، ويرجع ذلك أساسًا إلى زيادة تواصلها مع البروتين المستهدف نتيجة لمساحتها السطحية الواسعة. ترتبط جزيئات الفضة النانوية بفعالية وتخترق الجلد، حيث تتفاعل مع إنزيمات LOX والمركبات. تتسبب هذه التفاعلات في تعطيل إنزيم LOX، مما يؤدي في النهاية إلى تقليل الألم. بالإضافة إلى ذلك، فإن إطلاق الأيونات الكاتيونية بواسطة جزيئات الفضة النانوية يوفر نشاطًا مضادًا للأكسدة.
تشكل تقنية إزالة الليزر [9]، والإشعاع الجاما [10]، واستخدام المواد الكيميائية [11] كعوامل مختزلة ومغلفة مجرد جزء من المنهجيات المتنوعة المتاحة لتخليق جزيئات الفضة النانوية (AgNPs). إن التكاليف الباهظة المرتبطة بهذه الأساليب، إلى جانب استخدام المواد الكيميائية الخطرة، تمثل عوائق كبيرة بسبب آثارها السلبية على صحة الإنسان والبيئة [12]. في مجال تكنولوجيا النانو، ظهرت تقنية التخليق الأخضر.
لقد حظيت باهتمام كبير كبديل قابل للتطبيق لتصنيع الجسيمات النانوية. لقد أظهرت الجسيمات النانوية الناتجة عن التخليق الأخضر فعالية ملحوظة ضد الأغشية الحيوية الأولية. ومن الجدير بالذكر أن استخدام النباتات كمصدر لتخليق الجسيمات النانوية يوفر مزايا مميزة مقارنة بالطرق الفيزيائية والكيميائية التقليدية. في السنوات الأخيرة، اكتسب استخدام مستخلصات النباتات لتخليق الجسيمات النانوية زخمًا كبيرًا نظرًا لتوافرها الواسع، وخصائصها المستدامة بيئيًا، وسهولة تنفيذها، وتنوع مجموعة المستقلبات الثانوية التي تحتويها، والتي يمكن استغلالها كعوامل مختزلة قوية.
الزنجبيل (Zingiber officinale Roscoe)، هو نبات عشبي معمر من عائلة الزنجبيلية، يتميز بجذوره الدبالية القوية. يُعرف الزنجبيل عادةً باسم الزنجبيل، وهو نبات معمر يتميز بنمط نموه المتسلق. يحتوي مستخلص الزنجبيل على مجموعة متنوعة من المركبات الطبيعية، كل منها يمتلك تأثيرات فسيولوجية مميزة. التركيب الكيميائي المحدد للزنجبيل يعتمد على أصله الجغرافي وحالة الجذور، سواء كانت طازجة أو مجففة. وقد تم التعرف على أن مستخلصات الزنجبيل تحتوي على طيف واسع من أكثر من 400 مكون كيميائي مميز، مع اكتشافات مستمرة لمركبات إضافية. ومع ذلك، من الجدير بالذكر أن مجموعة محدودة فقط من هذه المكونات الكيميائية قد خضعت لتحقيقات دقيقة بشأن خصائصها الدوائية المحتملة. من بين المكونات الكيميائية المعترف بها الموجودة في الزنجبيل هي الدهون، والتربينات (المركبات العطرية)، والكربوهيدرات (السكريات)، والمركبات الفينولية (المركبات النباتية الطبيعية). من منظور كيميائي، يمكن تصنيف هذه المكونات إلى فئتين رئيسيتين: تلك التي تساهم في نكهة الزنجبيل وتلك المسؤولة عن خصائصه الحارة. العديد من المركبات الحارة داخل الزنجبيل، بما في ذلك ولكن لا تقتصر على الزنجبيلول، والشوغول، والزنجيرون، والزنجبيلديول، والزنجبيلدون، والبارادول، موثقة جيدًا لتنوع تأثيراتها الدوائية، وقد كانت هذه المركبات موضوعًا للبحث العلمي المكثف. تتجه الاتجاهات الناشئة بين الأفراد الذين يعانون من حالات التهابية مزمنة نحو السعي لتخفيف الأعراض واعتماد العلاجات الطبيعية لأغراض وقائية. يتم تنظيم استجابة الالتهاب، التي تشمل بدء الالتهاب، وتجنيد وتفعيل خلايا المناعة، وحل العملية الالتهابية لاحقًا، بشكل معقد من خلال تفاعل معقد يشمل خلايا التهابية ومجموعة متنوعة من الوسائط الكيميائية. وقد أثبتت العديد من التحقيقات العلمية فعالية المركبات الكيميائية المختلفة الموجودة في الزنجبيل في تخفيف الأعراض المرتبطة بالالتهابات المزمنة.
الأمراض الالتهابية. تمارس هذه المركبات النشطة حيوياً تأثيراتها العلاجية بشكل أساسي من خلال تثبيط إنتاج البروستاجلاندينات عبر مسارات السيكلوأوكسيجيناز (COX) والليبوأوكسيجيناز (LOX) [20]. لقد أدى الاستخدام التاريخي لمستخلصات الزنجبيل في إدارة حالات مثل الروماتيزم والتهاب المفاصل إلى إجراء أبحاث واسعة حول الآليات المضادة للالتهابات لمستقلبات النبات الثانوية. وفقًا لعدة باحثين [21،22]، يمكن أن تُعزى الخصائص المضادة للالتهابات لـ 6-جينجيرول إلى قدرتها على تقليل مستويات السيتوكينات المؤيدة للالتهابات وإعاقة تقديم المستضدات بواسطة البلعميات المنشطة بواسطة الليببوليسكاريد (LPS). أجرى ليانغ وآخرون [23] دراسة تُظهر أن الشوجولز وجميع الجينجيرولات تُظهر تقليلاً يعتمد على الجرعة في إنتاج أكسيد النيتريك (NO) في خلايا RAW 264.7 المعالجة بـ LPS. وبالتالي، فإن دمج مستخلص الزنجبيل كعامل مختزل في تخليق جزيئات الفضة النانوية (AgNPs) يخدم غرضين: تعزيز العمل المضاد للالتهابات وتقليل المتطلبات المادية الإجمالية لتطوير المنتجات المضادة للالتهابات. على الرغم من إمكانية استخدام الزنجبيل لتخليق AgNPs، إلا أن الأبحاث التي تستكشف مستخلصات الزنجبيل ذات التركيزات المرتفعة من المكونات الفينولية والفلافونويدية تفتقر حاليًا. تنشأ هذه الفجوة البحثية من الاعتراف بأن استخراج المكونات الكيميائية النشطة بيولوجيًا من فئات الفينولات والفلافونويدات هو أمر بالغ الأهمية لتحقيق خصائص استثنائية كعوامل مختزلة [24]. علاوة على ذلك، فإن المركبات النشطة الموجودة في الزنجبيل، التي تُظهر محتوى كبير من الفينولات والفلافونويدات، تحمل وعدًا لتعزيز تثبيط الالتهاب [25]. يمكن أن تلعب الدراسات المعتمدة على الكمبيوتر دورًا محوريًا في تقليل الأخطاء المتأصلة في الإجراءات التجريبية وزيادة احتمالية النتائج الناجحة، وبالتالي تجنب الحاجة إلى التجربة والخطأ الواسعة. وبالتالي، فإن التحقيق في فعالية المركبات الرئيسية في الزنجبيل في تثبيط الإنتاج الالتهابي، الذي يتم تحقيقه من خلال استخدام عمليات الربط الجزيئي لإعاقة نشاط إنزيم LOX، يساهم في فهم أعمق لفعالية الزنجبيل.
الهدف الرئيسي من هذا البحث هو تخليق جزيئات الفضة النانوية (AgNPs) من خلال تنفيذ طرق استخراج صديقة للبيئة تتضمن تغييرات في الرقم الهيدروجيني باستخدام الأسيتات الإيثيلي والإيثانول، بالإضافة إلى تقنيات التخليق الكيميائي. تم استخدام مستخلص جذر الزنجبيل كعامل مختزل في الإجراء المذكور. قبل استخدام مستخلص الزنجبيل كعامل مختزل، من الضروري إجراء تقييم شامل لتكوين الفينولات والفلافونويدات، بالإضافة إلى تحديد المكونات الكيميائية داخل مستخلص الزنجبيل من خلال تطبيق تقنية الكروماتوغرافيا الغازية-مطيافية الكتلة (GC-MS/MS).
التحليل. إن إجراء فحص شامل أمر حيوي للحصول على فهم معقد لتكوين وتركيز العناصر النشطة بيولوجيًا الموجودة في مستخلص الزنجبيل. إن دراسة خصائص المركبات التي تم التحقيق فيها فيما يتعلق بقدرتها على تثبيط إنزيم LOX هي في غاية الأهمية. يمكن أن تسهل استخدام منهجيات حسابية متقدمة، مثل الربط الجزيئي، تحقيق هذا الهدف. توفر هذه المنهجية تحليلًا شاملاً للتفاعل بين المواد الكيميائية الموجودة في مستخلص الزنجبيل وإنزيم LOX، مما يقدم رؤى قيمة حول آثارها المثبطة المحتملة على تكوين الالتهاب. من خلال تنفيذ تحقيقات دقيقة، يمكن تحقيق فهم شامل للتكوين الكيميائي لمستخلص الزنجبيل وقدرته كمثبط لإنتاج الالتهابات. إن اكتساب هذه المعرفة يعزز الفهم العلمي ضمن هذا المجال ويمكّن من صياغة استراتيجيات فعالة لاستغلال مستخلص الزنجبيل كعامل مخفض، مما يظهر تطبيقات محتملة عبر عدة مجالات. بالإضافة إلى ذلك، من الضروري تقييم القدرة المضادة للأكسدة لمستخلص الزنجبيل فيما يتعلق بإزالة الجذور الحرة 2،2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) و2،2′-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) (ABTS). تم إخضاع AgNPs التي تم تصنيعها لتوصيف دقيق باستخدام تشتت الضوء الديناميكي (DLS) وميكروسكوب الإلكترون الناقل (TEM) وطيف الأشعة فوق البنفسجية-المرئية (UV-Vis) وطيف الأشعة تحت الحمراء بتحويل فورييه (FTIR). بالإضافة إلى ذلك، تم إجراء تقييمات شاملة للتوافق الحيوي تشمل السمية الخلوية باستخدام خلايا L929 لضمان سلامة وملاءمة AgNPs.

المواد والأساليب

المواد

في هذا البحث، تم تقسيم المواد إلى ثلاث مجموعات على النحو التالي: المجموعة 1، التي تضمنت تجارب تتعلق بالتفاعلات الكيميائية، استخدمت المعدات التالية: نترات الفضة ( )، 2،2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH)، 2،2′-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) ملح ثنائي الأمونيوم (ABTS)، بيرسلفات البوتاسيوم مادة فولين-شيوكالتي، كلوريد الألمنيوم كربونات الصوديوم تم شراء هذه المواد من سيغما-ألدريتش (ميسوري، الولايات المتحدة الأمريكية). تم الحصول على جذور الزنجبيل من تشاروانسوك أوسود، وهو صيدلية معتمدة للطب التقليدي تقع في ناخون باتوم، تايلاند.
المجموعة 2، التي شملت دراسات مع خطوط الخلايا والإنزيمات، استخدمت المعدات التالية: ثنائي ميثيل سلفوكسيد (DMSO)، 3-(4،5-ثنائي ميثيل ثيازول-2-يل)-2،5-ثنائي الفينيل-2H-تترازوليوم بروميد (MTT)، و
تم استخدام مواد زراعة خلايا شاملة لدعم هذه الدراسات، وفقًا للبروتوكولات المخبرية المعتمدة. تم شراء هذه المواد من شركة ميرك (دارمشتات، ألمانيا). تم الحصول على إنزيم ليبوكسجيناز (LOX) وحمض اللينوليك من شركة سيغما-ألدريتش (ميسوري، الولايات المتحدة الأمريكية).
المجموعة 3، التي تضمنت دراسات وتحليلات من خلال أنظمة الكمبيوتر، استخدمت البرامج التالية: AutoDock 1.5.6، Python 3.8.2، MGLTools 1.5.4، Discovery Studio-2017، ArgusLab 4.0.1، وAvogadro. تم استخدام هذه البرامج تحت سيطرة نظام كمبيوتر بالمواصفات التالية مع المعالج: Intel Xeon-E5-2678v3 12C/24 T CPU @ ذاكرة النظام: 32 جيجابايت RAM DDR4-2133 RECC، معالجة الرسوميات: VGA GTX 1070 TI 8G، نوع النظام: نظام تشغيل 64 بت، ونظام التشغيل: ويندوز 10.

مجموعة من النباتات

تم الحصول على جذور الزنجبيل (Zingiber officinale) من تشاروانسوك أوسود، وهو صيدلية معتمدة للطب التقليدي تقع في ناخون باتوم، تايلاند. لضمان أصالة مادة النبات، تم الحصول على عينة مرجعية برقم المرجع TTM-c No. 1000704 وتم إيداعها لاحقًا في متحف الأعشاب للطب التقليدي التايلاندي، الذي يقع تحت إشراف إدارة الطب التقليدي والبديل التايلاندي في بانكوك، تايلاند. تم طحن الجذور المجففة التي تم الحصول عليها بدقة باستخدام مطحنة. بعد ذلك، تم تخزين المسحوق الناتج بعناية في زجاجة زجاجية في درجة حرارة الغرفة حتى كان جاهزًا للاستخدام لاحقًا.

استخراج النبات استخراج الماء

لإجراء استخراج الماء وفقًا للبحث السابق [26]، تم خلط مزيج من مسحوق الأعشاب يزن 400 جرام مع لتر واحد من الماء المقطر الدافئ. تم تسخين محلول الأعشاب الناتج على لوحة ساخنة، مع الحفاظ على درجة حرارة لمدة 15 دقيقة. لتعويض امتصاص الماء بواسطة العشبة، تم إضافة 1000 مل من الماء الساخن إلى المحلول. بعد ذلك، تم غلي المحلول حتى انخفض حجمه إلى حوالي ثلث الكمية الأصلية. لإزالة أي جزيئات صلبة، خضع المحلول للتصفية باستخدام ورق تصفية واتمان رقم 1، وبعد ذلك تم تخزينه عند درجة حرارة تمت عملية التجفيف بالتجميد للعينات المجمدة باستخدام مجفف التجميد Eyela FDU-2100 (بوهيميا، نيويورك، الولايات المتحدة الأمريكية).

استخراج جذور الأوفيسينال بواسطة الإيثانول والأسيتات الإيثيلي

في البداية، 400 جرام من تمت عملية استخراج جذور الأوفيسينال بشكل فردي باستخدام خليط من الإيثانول والأسيتات الإيثيلية. تم تعديل الرقم الهيدروجيني لمحلول الاستخراج ليكون ضمن النطاق من 5.0 إلى 7.0 عن طريق إضافة 1.0 م من NaOH أو HCl حسب الحاجة. استخدمت عملية الاستخراج تقنية النقع واستمرت لمدة ثلاثة أيام. بعد ذلك، تم تصفية السائل الناتج بدقة من خلال ورق تصفية وتمان رقم 1، وتم تعريض الراشح المجمّع للتبخر باستخدام مبخر دوار (Heidolph Basic Hei-VAP ML، شفا باخ، ألمانيا)، مما أدى إلى تكوين مستخلص لزج للغاية مذاب في المذيب المساعد. لضمان كفاءة استخراج مثلى، تم تكرار عملية النقع مرتين أخريين وفقًا لنفس البروتوكول. تم القضاء على الإيثانول المتبقي في المادة العشبية عن طريق تعريضها لمزيد من التبخر في غرفة تجفيف تحت الفراغ (Binder VD 23، توتلينغن، ألمانيا). استمر التبخر حتى تم الوصول إلى وزن ثابت، مما يدل على الإزالة الكاملة لجميع المذيبات المساعدة المتبقية.

تحضير مستخلص الزنجبيل لتحليل العائد

تم حساب نسبة العائد من المستخلص المائي وفقًا للمعادلة (1). تم تكرار هذه الإجراءات لدرنات الزنجبيل المطحونة التي تم استخراجها باستخدام حلول مائية ومذيبات مشتركة مختلفة عند مستويات pH مختلفة.
“W0” يمثل وزن عينة الزنجبيل المجفف، “W1″ يشير إلى وزن الحاوية، و”W2” يتوافق مع الوزن المشترك لاستخراج الزنجبيل المجفف والحاوية.

كمية المركبات الفينولية

تم تحديد محتوى الفينولات الكلي باستخدام طريقة فولين-سيوكالتو، التي تم الإشارة إليها في دراسة سابقة [27]. باختصار، تركيز من تم الحصول على مستخلصات الزنجبيل عن طريق تخفيف تركيز مخزون باستخدام إما الماء المقطر أو الميثانول. بعد ذلك، تم إعداد خليط يتكون من من حل من محلول فولين-شوكالتو بتركيز تمت إضافة إلى آبار فردية من لوحة مكونة من 96 بئرًا. ثم تم حضانة اللوحة في درجة حرارة الغرفة لمدة ساعة واحدة. بعد فترة الحضانة، تم قياس امتصاص الخليط الناتج عند 750 نانومتر. سلسلة من محاليل حمض الغاليك بتركيزات تتراوح من 6.25 إلى تم استخدامه لإنشاء منحنى قياسي. الإجمالي
تم تحديد محتوى الفينولات من حيث مكافئات حمض الجاليك (GAE) المعبر عنها بالملغ لكل غرام من مستخلص النبات المجفف.

كمية مركبات الفلافونويد

تمت عملية قياس تركيز الفلافونويد الكلي في مستخلص الزنجبيل باستخدام بروتوكول مثبت جيدًا [28]. باختصار، تم استخدام مستخلص GA (بتركيز من ) أو محاليل معيارية من الكيرسيتين (تتراوح من 6.25 إلى تم دمجها
أيون كاتيون ABTS (ABTS تم تحضيره بإضافة 2.45 مللي مول من بيرسلفات البوتاسيوم إلى محلول يحتوي على 7 مللي مول من ABTS. لتحقيق امتصاص نهائي قدره تم استخدام الميثانول لتخفيف مادة ABTS. مجموعة من من المستخلص أو تروكس و180 تم اختبار مادة ABTS لمدة 45 دقيقة من الحضانة. تم إجراء التجارب على الأقل في ثلاث مناسبات منفصلة. باستخدام المعادلة (3)، تم حساب مدى تقليل الامتصاص عند 734 نانومتر كنسبة لتحديد مستوى التثبيط.
مع من تم تحضير محلول في الميثانول وتم حضنه في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة. بعد ذلك، تم قياس الامتصاصية للمحلول الناتج عند 415 نانومتر مقابل عينة فارغة. تم التعبير عن القيم الناتجة كمعادل للكويرسيتين (QE) لكل جرام من مستخلص النبات المجفف، مما يعد مقياسًا لمحتوى الفلافونويد الكلي.

نشاط التقاط الجذور الحرة لثنائي الفينيل-1-بيكريل هيدرازيل (DPPH)

وفقًا لمنهجية موحدة [29، 30]، تم تقييم مستخلص الزنجبيل لقدراته على القضاء على الجذور الحرة. باختصار، مستخلص الزنجبيل أو محلول تروكس في الإيثانول تم دمجه مع من محلول DPPH المحضر حديثًا. تم هز المزيج الناتج بقوة وتركه لي incubate في درجة حرارة الغرفة، محميًا من أشعة الشمس المباشرة. بعد فترة حضانة مدتها 30 دقيقة، تم قياس امتصاصية المحلول عند 517 نانومتر. تم تنفيذ هذه التجربة ثلاث مرات لضمان الموثوقية. شملت عملية تحديد النتائج التعبير عن البيانات كمعادلات تروكس (TE) لكل جرام من مستخلص النبات الجاف. تم تحديد نشاط التخلص من DPPH من خلال استخدام المعادلة (2)، مما أتاح حساب النتائج الملاحظة.
ال ، تمثل التركيز الذي عنده تثبيط لـ تم تحديد حدوث النشاط من خلال بناء وتحليل منحنى الاستجابة للتركيز لـ ABTS .

تحليل GC-MS/MS

تم استخدام تقنية الكروماتوغرافيا الغازية-مطيافية الكتلة (GC-MS/MS) كطريقة تحليلية مفضلة للتحقيق في المكونات المتطايرة وشبه المتطايرة الموجودة في الزنجبيل. تم إجراء التحليل بدقة باستخدام عمود Agilent HP-5MS. سيليوكسان فينيل ميثيل ) بالتزامن مع الهيليوم كغاز حامل. كانت الأداة التحليلية المستخدمة في هذه الدراسة هي MS GC 7890 B، MSD 5977B، التي تم تصنيعها بواسطة Agilent Technologies، الولايات المتحدة. تم إجراء التحليل تحت ظروف تجريبية مضبوطة بدقة، حيث تم ضبط بعض المعايير، بما في ذلك معدل التدفق ضغط قدره 7.6522 psi، سرعة متوسطة قدرها مدة التوقف 1.3719 دقيقة، ومعدل التدفق بعد التشغيل تم إدخال العينة إلى النظام باستخدام وضع الانقسام، بحجم حقن قدره درجة حرارة الفرن
تم استخدام الرسم البياني الذي يوضح نشاط التقاط الجذور الحرة لتحديد القيمة، التي تشير إلى التركيز المطلوب للتثبيط لنشاط DPPH.

ABTS نشاط التقاط الجذور الحرة

تم إجراء تقييم قدرة المستخلص على القضاء على الجذور الحرة باستخدام اختبار إزالة لون ABTS [31]. بعد حضانة المزيج في الظلام لمدة في درجة حرارة الغرفة، ال
تبع الملف الشخصي دورة مدتها 69 دقيقة تم التخطيط لها بعناية، تبدأ عند درجة حرارة أولية من . تم الحفاظ على هذه الدرجة الحرارة لمدة 5 دقائق لتحقيق التوازن الحراري. بعد ذلك، تم زيادة درجة الحرارة تدريجياً بطريقة محكومة بمعدل في الدقيقة حتى وصلت إلى درجة حرارة نهائية من . عند هذه الدرجة النهائية، تم تثبيت النظام لفترة 10 دقائق للسماح بالفصل والكشف الأمثل عن المواد التحليلية المعنية. لتحديد المواد الكيميائية الموجودة في الزنجبيل، تم استخدام البيانات المستخلصة من التحليل
مقارنة مع المكتبات الكيميائية المتاحة في برنامج Agilent MassHunter للتحليل الكمي (الإصدار B.09.00). تطابق مع درجة أو أعلى كان يعتبر مقبولاً لتحديد المركبات [32].

استخدام مستخلصات الزنجبيل المائية والمذيبات المساعدة في إنتاج جزيئات الفضة النانوية

بدأت الإجراءات التجريبية بتحضير محاليل نترات الفضة المائية بتركيز 2 مللي مولار عن طريق إذابة 6.5 ملغ من نترات الفضة في 19 مل من الماء المنزوع الأيونات كما هو موضح في براءة الاختراع رقم 2303001991. تم تقييم تشكيل جزيئات الفضة النانوية (AgNPs) من خلال قياسات الطيف الضوئي بناءً على تغيير اللون، الذي يعد مؤشراً دالاً. تم اتباع بروتوكولات معروفة لتخليق AgNPs مع تعديلات طفيفة كما هو مرجع. بعد ذلك، تم الحفاظ على تحضير دقيق لمستخلصات الزنجبيل المائية والعضوية بقيم pH تبلغ 5 و6 و7 للتخليق. تم إضافة كل مستخلص، الذي يتكون من 1 مل، تدريجياً إلى محلول نترات الفضة 2 مللي مولار المحضر مسبقاً (19 مل) تحت ظروف محيطية، مع التحريك المستمر لمدة 30 دقيقة. تم ضبط الخلائط الناتجة في الكأس بعناية إلى pH 8 باستخدام مقياس pH وهيدروكسيد الصوديوم (0.1 م) ككاشف مطلوب. ومن الجدير بالذكر أن محاليل نترات الفضة خضعت لعملية سونكيشن لمدة 30 دقيقة في بيئة محمية من الضوء لمنع أي تفعيل ضوئي غير مقصود. تم التعرف على اختزال أيونات الفضة إلى AgNPs في البداية من خلال تغيير ملحوظ في اللون، يتميز بالتحول إلى ظل أصفر أو بني داكن.

توصيف

تضمنت توصيف جزيئات الفضة النانوية (AgNPs) المحضرة تقنيات تحليلية متنوعة [33]. تم إجراء مطيافية الأشعة فوق البنفسجية والمرئية باستخدام مطياف نانودروب 2000 لدراسة خصائص الامتصاص لجزيئات AgNPs في نطاق الطول الموجي من 200-800 نانومتر [34]. تم إجراء قياسات تشتت الضوء الديناميكي (DLS) عند باستخدام جهاز Zetasizer Nano ZS (مالفرن، المملكة المتحدة) لتحديد حجم وإمكانات زتا لجزيئات الفضة النانوية (AgNPs). من أجل إجراء تحليل أكثر شمولاً لأبعاد وبنية جزيئات الفضة النانوية، تم استخدام المجهر الإلكتروني الناقل (TEM). تم إجراء دراسة المجهر الإلكتروني الناقل باستخدام مجهر JEM-2010، الذي تم تشغيله عند جهد تسريع قدره 200 كيلو فولت (kV). سهلت هذه المنهجية التحقق والتحليل الشامل لأبعاد وشكل جزيئات الفضة النانوية (AgNPs). من أجل تأكيد وجود جزيئات الفضة النانوية وتقييم تركيبها العنصري، تم إجراء تحليل الأشعة السينية المشتتة للطاقة (EDX). تقدم هذه المنهجية رؤى حول التركيب العنصري للجزيئات النانوية. علاوة على ذلك، تم إجراء تحقيق باستخدام مطياف الأشعة تحت الحمراء بتقنية تحويل فورييه.
تم إجراء (FTIR) على المسحوق المجفف بالتجميد المستمد من محلول AgNP. تم إجراء التحليل باستخدام جهاز Bruker Tensor 27، مع استخدام كريات KBr كوسيلة عينة، وشمل نطاق الطول الموجي من 400 إلى لقد سهل استخدام تحليل FTIR فهم الخصائص الكيميائية والمجموعات الوظيفية الموجودة داخل جزيئات الفضة النانوية (AgNPs). تم تحقيق دمج هذه التقنيات التحليلية لتوصيف جزيئات الفضة النانوية.

زراعة خلايا ليفوبلاست L929

تم الحصول على خلايا ليفية L929 من بنك خلايا مجموعة الأبحاث البيولوجية اليابانية (JCRB) وزرعها في وسط ديلبيكو المعدل من إيجل (Gibco، الولايات المتحدة الأمريكية) معزز بـ مصل الجنين البقري (FBS، جيبكو، الولايات المتحدة الأمريكية) و البنسلين و من الستربتوميسين (جيبكو، الولايات المتحدة الأمريكية) عند درجة حرارة مضبوطة مع الغلاف الجوي. عند الوصول إلى حوالي تمت زراعة الخلايا باستخدام محلول التربسين-EDTA بعد الوصول إلى التقاء، وتم استخدامها بعد ذلك في الإجراءات التجريبية.

السُمية الخلوية في المختبر

منحت لجنة السلامة الحيوية المؤسسية بجامعة تشيانغ ماي (IBC) إذنًا لاستخدام خط خلايا L929 (رقم التصريح: CMUIBC01-66/01) قبل بدء البحث. تم تقييم السمية الخلوية لجزيئات الفضة النانوية المغلفة (GE-AgNPs) ضد خلايا الألياف L929 باستخدام اختبار MTT [35-37]. تم زراعة خلايا الألياف L929 على طبق زراعة الخلايا وتم حضنه تحت ظروف قياسية عند مع لمدة 24 ساعة. بعد ذلك، تم معالجة الخلايا بتركيزات مختلفة من GEAgNPs (6.25، ، و ). في الوقت نفسه، تم تحضير مستخلص الزنجبيل بتركيزات تتراوح بين ( ، و )، جنبًا إلى جنب مع التحكم المقابل (غير المعالج)، وتم حضن الخلايا لمدة 24 ساعة إضافية. بعد شطف الخلايا بمحلول ملحي مخفف بالفوسفات (PBS)، تم تعريضها لمحلول MTT ( ) لمدة 3 ساعات. تم إذابة بلورات الفورمازان غير القابلة للذوبان الناتجة في محلول ثنائي ميثيل سلفوكسيد (DMSO). تم تحليل امتصاص كل عينة طيفياً عند 570 نانومتر باستخدام قارئ ميكرو لوح (TECAN، Infinite 200 Pro M Plex، سويسرا).

التثبيت الجزيئي لتقييم تثبيط LOX

تم تنفيذ عملية الربط الجزيئي وفقًا للإجراءات الموضحة في الأبحاث السابقة [38-41]، والتي تم تلخيصها كما يلي: كان برنامج أفوجادرو، وهو برنامج متقدم للتصور ثلاثي الأبعاد والنمذجة، ضروريًا لتصميم وتحسين هياكل المنتجات في هذه الدراسة. تم الحصول على الهياكل البلورية للليبكسجيناز (LOX) من بنك البيانات البروتينية المعتمد (PDB:
7LAF؛https://www.rcsb.org/). تم إعداد هياكل البروتين عن طريق إزالة مثبطات الروابط والماء، تلاها إضافة ذرات الهيدروجين القطبية من أجل الاكتمال. تم إجراء تحليل الربط الجزيئي لتقييم تثبيط LOX. تم وضع الإنزيمات المستهدفة في صناديق شبكية مع Åفترة لتحسين تفاعلات مواقع الربط. كانت أبعاد صندوق الشبكة مركزي عند ، بما في ذلك تغطية جميع مواقع الربط الجيبية. استخدمت تحليل الربط الجزيئي برامج متقدمة، بما في ذلك AutoDock [42] و Autodock Vina [43] و Arguslab [44]، المعروفة بتوقعات دقيقة لتفاعلات الليغاند-البروتين. تم استخدام أدوات التصور مثل Biovia Discovery Studio Visualizer للحصول على رؤى حول تفاعلات الليغاند-المستقبل وتحديد مثبطات LOX المحتملة.

نشاط مثبط لليبوكسجيناز في المختبر

تم تقييم العينات من حيث قدرتها على تثبيط الليبوكسجيناز (LOX) باستخدام LOX كإنزيم وحمض اللينوليك كركيزة. تم تخفيف العينات في DMSO إلى تركيز نهائي قدره 10 و ومختلط مع إنزيم LOX في محلول بورات 0.2 م (رقم هيدروجيني 9.0) [45، 46]. تم بدء التفاعل بإضافة 1 مل من حمض اللينوليك ( ) في محلول بورات 0.2 م، pH 9.0. ثم تم قياس امتصاص التفاعل عند 234 نانومتر بعد 5 دقائق باستخدام قارئ الميكرو بلايت (TECAN، Infinite 200 Pro M Plex، مانيندورف، سويسرا) [45]. تم إجراء التحكم باستخدام مذيب DMSO فقط. حمض الجاليك (10 و ) تم استخدامه كمركبات نشطة مرجعية. تم حساب نسبة نشاط تثبيط LOX باستخدام المعادلة التالية 4.
الجدول 1 نسبة العائد من مستخلصات الزنجبيل من الماء والمذيبات المختلطة بين الإيثانول والأسيتات الإيثيلي في مستويات pH مختلفة
استخراج عائد
ماء
رقم الحموضة 5 (إيثانول + إيثيل أسيتات)
pH 6 (إيثانول + إيثيل أسيتات)
رقم الهيدروجين 7 (إيثانول + إيثيل أسيتات)
عند مستويات pH مختلفة. أدى استخدام الماء الساخن باستمرار إلى تحقيق عوائد استخراج أعلى بشكل ملحوظ من الزنجبيل. أظهرت التركيزات الإجمالية للمركبات الفينولية تباينات كبيرة بين مستخلصات الزنجبيل التي تم الحصول عليها من خلال تقنيات استخراج مختلفة. على وجه التحديد، أظهر مستخلص الزنجبيل الذي تم الحصول عليه من خلال استخراج الإيثانول عند pH 6 أعلى مستويات من الفينولات الكلية. مستخلص GAE/g) وإجمالي الفلافونويدات ( مستخلص QE/g) مقارنةً بظروف الاستخراج الأخرى (الجدول 2). ومن الجدير بالذكر أن مستخلص الزنجبيل الذي يحتوي على تركيزات مرتفعة من الفلافونويدات الكلية يت corresponded إلى وفرة أكبر من المكونات الفينولية الكلية. وعلى العكس، شهد محتوى الفينولات الكلية والفلافونويدات في مستخلص الزنجبيل انخفاضًا خلال عملية الاستخراج بالماء الساخن (الجدول 2). تشير هذه الملاحظة إلى أن طريقة الاستخراج بالماء الساخن قد تسهم في تدهور المركبات الفينولية في الزنجبيل. يتماشى ذلك مع ما وجده سينغ وسالدا [47] من أن درجات الحرارة المرتفعة تقلل بشكل كبير

التحليل الإحصائي

تم إجراء تحليل التباين أحادي الاتجاه (ANOVA) لفحص الأهمية الإحصائية للبيانات. لتحديد الفروق الهامة بين المجموعات، تم تطبيق اختبار توكي للاختلافات الهامة حقًا (HSD). مستوى الأهمية ( ) تم اختيار 0.05، مما يشير إلى أن الفروق مع -القيمة التي تقل عن هذا العتبة اعتُبرت ذات دلالة إحصائية. جميع البيانات مقدمة كمتوسط الانحراف المعياري (SD) وتم تحليله باستخدام برنامج SPSS الإصدار 20.0.

النتائج والمناقشة

تحليل مستخلص الزنجبيل

توضح الجدول 1 تفاوتًا ملحوظًا في عوائد استخراج مستخلصات جذور الزنجبيل بين استخراج الماء الساخن واستخراج الإيثانول: الأسيتات الإيثيلية.
استخراج المواد الكيميائية الفينولية من المواد النباتية. وبالتالي، من أجل استخراج الفينولات والفلافونويدات بشكل مثالي من مستخلص الزنجبيل، يُوصى باستخدام استخراج الإيثانول: الأسيتات الإيثيلية عند درجة حموضة 6. الدراسات البحثية العديدة [48، 49] تدعم الفكرة القائلة بأن الإيثانول أو الأسيتات الإيثيلية يمكن استخدامها بفعالية لاستخراج المركبات النشطة بيولوجيًا، بما في ذلك الفينولات والفلافونويدات.

نشاط مضادات الأكسدة

على مر التاريخ، تم استخدام النباتات العطرية والطبية بشكل واسع لخصائصها العلاجية، وذلك بفضل وجود المركبات النشطة بيولوجياً فيها [50]. وقد اكتسبت دراسة المستقلبات الثانوية المستمدة من هذه النباتات أهمية كبيرة وأصبحت محوراً مركزياً للبحث العلمي بعد ظهور الطيفية.
الجدول 2 كمية المركبات الفينولية والفلافونويدية لاستخراج الزنجبيل بواسطة الماء والمذيبات المختلطة الإيثانول والأسيتات الإيثيلي في مستويات pH مختلفة
المعلمات المبلغ
ماء رقم الهيدروجين 5 رقم الهيدروجين 6 رقم الهيدروجين 7
إجمالي الفينولات (ملغ GAE/غ)
إجمالي الفلافونويد (ملغ QE/غ)
DPPH (ملغ TE/غ)
DPPH (%/ملغ)
IC من DPPH ( )
ABTS (ملغ TE/غ)
ABTS (%/ملغ)
IC من ABTS ( )
خلال القرن التاسع عشر [51]. وبالتالي، فإن تخليق الجسيمات النانوية باستخدام هذه المصادر النباتية قد حظي باهتمام كبير، حيث يقدم مجموعة واسعة من الوظائف البيولوجية [50]. تم تقييم نشاط جزيئات GEAgNPs في القضاء على الجذور الحرة
تمت من خلال استخدام اختبار 1,1-ثنائي الفينيل-2-بيكريل هيدرازيل (DPPH)، كما هو موضح في الشكل 1. النتائج التي تم الحصول عليها من تقييم قدرة التخلص من الجذور الحرة باستخدام ملح ثنائي الأمونيوم 2,2′-أزينو-بيس(3-إيثيل بنزوثيازولين-6-سلفونيك) (ABTS+)
الشكل 1 أ نشاط التخلص من الجذور الحرة DPPH لاستخراجات الزنجبيل، ب نشاط التخلص من الجذور الحرة DPPH لـ GE-AgNPs، ج نشاط التخلص من الجذور الحرة ABTS لاستخراجات الزنجبيل، د نشاط التخلص من الجذور الحرة ABTS لـ GE-AgNPs. تمثل الانحرافات المعيارية، المحسوبة من قياسات ثلاثية لكل تركيز، بواسطة الأعمدة. تم استخدام تروكس (أصفر) وحمض الأسكوربيك (أرجواني) كمرجع، بينما كانت الأعمدة الحمراء والبرتقالية والزرقاء والخضراء تت correspond إلى من الإيثيل أسيتات: الإيثانول كوسولفنت، واستخراج الماء، على التوالي
تظهر النتائج في الشكل 1. توضح النتائج المقدمة في الجدول 3 أن جميع أنواع GE-AgNPs أظهرت نشاطًا أعلى بكثير مقارنةً بالخلطة في تجارب DPPH و ABTS +. ومع ذلك، من الضروري ملاحظة أن الخلطة أظهرت فعالية أقل نسبيًا بشكل عام مقارنةً بتروكس. بشكل فردي، من بين GE-AgNPs المدروسة، كان النوع الذي يسهل تخليق مستخلص الزنجبيل تحت ظروف pH 6 يظهر كفاءة أعلى في تثبيط الجذور الحرة مقارنةً باستخدام تروكس. هذا النوع المحدد من GE-AgNPs (pH 6) أظهر قيمة لـ بالنسبة لـ ABTS+، كما هو موضح في الجدول 3. تختلف النتائج عن جزيئات الفضة النانوية (GE-AgNPs) التي تم تصنيعها باستخدام مستخلص الزنجبيل المائي. وقد وُجد أن هذا أدى إلى زيادة إنتاج الجذور الحرة. لذلك، من المحتمل أن يكون استخدام مستخلص الزنجبيل ذو الرقم الهيدروجيني 6 لتصنيع GE-AgNPs هو الأنسب لأغراض مضادات الأكسدة.
عند مقارنة GE-AgNPs، لوحظ أن تلك التي تم تصنيعها من خلال استخراج الإيثانول وإيثيل الأسيتات تظهر خصائص مضادة للأكسدة أفضل مقارنة بتلك التي تم تصنيعها من خلال استخراج الماء. يمكن أن يُعزى هذا الاختلاف إلى وجود مركبات حيوية، وهي 6-شوجول، 6-إيزوشوجول، 8-شوجول، و1-(4-هيدروكسي-3-ميثوكسي فينيل) تيترا دك-4-إن-3-ون، التي تم تحديدها وقياسها من خلال تحليل GC-MS/MS وPASS في مستخلص الإيثانول. هذه المركبات تظهر فعالية ملحوظة في تثبيط الجذور الحرة. ومن الجدير بالذكر أن مستخلص الإيثانول وإيثيل الأسيتات يظهر نسبة أعلى بكثير من هذه المركبات، تصل إلى كما هو موضح في الجدول S3-S17. وعلى العكس، يحتوي مستخلص الماء من الزنجبيل على 6-شوجول فقط، وإن كان بنسب أقل من كما هو موضح في الجدول S3-S17.
استنادًا إلى البيانات المعروضة في الجدول 3، وُجد أن مستخلص الزنجبيل عند الرقم الهيدروجيني 6 من بين جميع الأرقام الهيدروجينية أعطى أفضل النتائج.
الجدول 3 تقييم القدرة على التخلص من الجذور الحرة لاستخراج الزنجبيل تم إجراؤه باستخدام اختبارات DPPH و ABTS، مع استخدام كل من المحاليل المائية وخلائط المذيبات التي تتكون من الإيثانول والأسيتات الإيثيلية في النسبة عند مستويات pH المختلفة. تم مقارنة النتائج مع معايير مضادات الأكسدة، حمض الأسكوربيك وتروكس.
المركبات DPPH ( ) SD ABTS ( ) SD
حمضي
تروكس
GE ( الرقم الهيدروجيني 5 )
GE-AgNPs (pH5)
GE ( الرقم الهيدروجيني 6 )
GE-AgNPs (pH6)
GE ( pH 7 )
GE-AgNPs (pH7)
يؤدي إلى مكافحة الجذور الحرة، مما ينتج عنه أعلى نشاط مضاد للأكسدة عند استخدامه في تخليق جزيئات الفضة النانوية. إن استخدام هذه الجزيئات النانوية يحمل إمكانيات واعدة في مجالات الصناعات الدوائية والغذائية. ومن الجدير بالذكر أن هذه الدراسة تمثل أول حالة موثقة لتخليق جزيئات الفضة النانوية (AgNPs) باستخدام مزيج من الإيثانول والأسيتات الإيثيلي بنسبة pH 6، والذي يتضمن مستخلص الزنجبيل كعنصر أساسي.

تحليل GC-MS/MS

تم إجراء التحليل على مستخلصات الزنجبيل التي تم الحصول عليها من خلال استخدام الإيثانول و مزيج الإيثيل أسيتات، بالإضافة إلى الماء. تم الحصول على إجمالي 64 مركبًا (الجدول S1) من المذيب المساعد، بينما تم الحصول على 8 مركبات (الجدول S2) من الماء، جميعها بتقييمات مطابقة تتجاوز تقدم الأشكال S1 و S2 كروماتوغرافيا الغاز-مطياف الكتلة (GC-MS) التي توضح تركيبة مستخلص جذور الزنجبيل الذي تم الحصول عليه باستخدام الماء والمذيب المساعد، على التوالي. أدت التحليلات الشاملة لمستخلصات المذيب المساعد إلى عزل وتحديد 237 مركبًا نباتيًا متميزًا مع هياكل كيميائية معروفة. بالمقارنة، أسفر المستخلص المائي عن 67 مركبًا، تم أيضًا إخضاعها للعزل والتحديد.
تم استخراج ما مجموعه أربعة عشر مادة كيميائية بنجاح باستخدام مذيب مشترك، حيث كانت درجة المطابقة 90 أو أعلى والتركيزات تتجاوز لتحديد هذه المواد، تم استخدام مطيافية الكتلة المدمجة مع الكروماتوغرافيا الغازية (GC). تم تجميع معلومات طيف الكتلة لهذه المواد الكيميائية بدقة من خلال مقارنة البيانات مع الإدخالات في قاعدة بيانات طيف التحليل الكمي Agilent MassHunter. من خلال هذا التحليل، تم تحديد المركب الرئيسي من خلال نمط تفتته المميز عند زمن احتباس قدره 41.3354، وتم تحديده بشكل قاطع على أنه 6-جينجيرول. علاوة على ذلك، تم تحديد المركب الذي يظهر أعلى تركيز ثانٍ، والذي تم اكتشافه عند زمن احتباس قدره 39.7255، بشكل قاطع على أنه 6-شوجول. تم اكتشاف الزينجبيرين، وهو مركب ملحوظ، عند زمن احتباس قدره 23.7917. مركب آخر، وهو 4-(3-هيدروكسي-2-ميثوكسي فينيل) بيوتان-2-ون، أظهر زمن احتباس قدره 27.3058. تشمل المواد الكيميائية المتبقية في هذا التحليل الشامل 1-(4-هيدروكسي-3-ميثوكسي فينيل) تيترا دك-4-إن-3-ون، 8-شوجول، داي أستوكسي-6-جينجيرديول، 6-إيزوشوجول، كليوناستيرول، (S)-8-جينجيرول، 3-ديكانون، و1-(4-هيدروكسي-3-ميثوكسي فينيل).
على النقيض من ذلك، كشف المستخلص المائي من الزنجبيل عن 67 مكونًا. تم تأكيد أن استخراج الماء يمكن أن ينتج بنجاح 8 مركبات، مما يلبي المعايير الصارمة لدرجة المطابقة التي تتجاوز وتركيز يتجاوز . الأساسي
تم التعرف على المكونات الموجودة في مستخلص الزنجبيل المائي، والتي كانت 5-هيدروكسي-1-(4-هيدروكسي-3-ميثوكسي فينيل) دكان-3-ون، والمعروفة أيضًا باسم 6-جينجيرول (27.69%)، مما يبرز أهميتها ووجودها في تركيبة المستخلص.

توصيف جزيئات الفضة النانوية باستخدام مطيافية الأشعة فوق البنفسجية والمرئية

يؤدي إضافة مستخلص نبات الزنجبيل إلى الكؤوس التي تحتوي على محلول مائي من نترات الفضة إلى تغيير سريع في اللون من الأصفر إلى البني المحمر خلال وقت التفاعل (الشكل 2A). يحدث هذا الانتقال اللوني بسبب اهتزازات البلازمون السطحية المثارة في جزيئات الفضة النانوية. عندما يتم إضافة 1 مل من مستخلصات الزنجبيل ذات قيم pH مختلفة ( مع إضافة 19 مل من نترات الفضة (2 مليمول) في محلول مكون من 50:50 إيثانول: أسيتات إيثيل، يتغير لون المحلول من ظل فاتح باهت إلى بني مصفر، وفي النهاية إلى بني غروي. يشير هذا التغيير في اللون إلى تكوين جزيئات الفضة النانوية داخل محلول نترات الفضة المائي. تكشف تحليل جزيئات الفضة النانوية الناتجة باستخدام 2 مليمول من نترات الفضة ومستويات pH مختلفة من مستخلص الزنجبيل (تتراوح من pH 5 إلى 7) عن وجود نطاق رنين بلازمي في نطاق الطول الموجي من 400 إلى 500 نانومتر.
توضح الشكل 2B أن طول موجة مستخلص الزنجبيل يصل إلى أقصى قيمة له عند 457 نانومتر عندما يتم تحضير pH لمستخلص الزنجبيل إلى 6. تظهر قيم الامتصاص تحولات طفيفة في pH أخرى، مما يشير إلى تغييرات في حجم الجسيمات [53]. علاوة على ذلك، تؤكد النتائج التجريبية أن امتصاص الضوء في نطاق الطول الموجي من 400 إلى 500 نانومتر يكون أكثر وضوحًا عند pH 6. يمكن أن يُعزى هذا الظاهرة إلى التركيز المرتفع من المكونات الفينولية [54] والفلافونويدات الموجودة في مستخلص الزنجبيل عند pH 6. نتيجة لذلك، يتم تحضير مستخلصات الزنجبيل باستخدام الإيثانول والإيثيل.
الأسيتات عند pH 6 تحمل قيمة كبيرة كعوامل مختزلة في تخليق GE-AgNPs.

الحجم والشحنة

تم تقييم الحجم المتوسط والتوزيع والميول للتجمع لجزيئات الفضة النانوية (AgNPs) باستخدام تشتت الضوء الديناميكي (DLS) في هذه الدراسة. تم تنفيذ قيم pH المختلفة لمذيب الإيثيل أسيتات: الإيثانول أو الماء، مع استخراج الزنجبيل كعامل مختزل. أظهرت التحليلات المقارنة لحجم الجسيمات أن جزيئات الفضة النانوية المستمدة من المستخلص المائي للزنجبيل كانت ذات أبعاد أصغر، في حين أن تلك الموزعة في المذيب المشترك عند pH 6 أظهرت أكبر الأحجام، مما يشير إلى ميل محتمل نحو التجمع. ترتبط استقرار الجسيمات النانوية ارتباطًا وثيقًا بقيمة pH لمستخلص الزنجبيل. توضح الشكل 3 بصريًا العلاقة بين حجم الجسيمات واكتساب شحنة سالبة، حيث تقترب الجسيمات الأصغر من حالة الحياد. وبالتالي، في ظل ظروف pH 6، تظهر الجسيمات أكبر قيمة محتملة سالبة للزيتا تبلغ -27.47 مللي فولت، مما يوحي على ما يبدو بزيادة الاستقرار وانخفاض الميل نحو التجمع مقارنةً بـ pH 5 و 7. ومن المفارقات، أن حجم الجسيمات الملحوظ يتعارض مع الاتجاه المتوقع بناءً على جهد الزيتا، حيث تصل الجسيمات إلى أقصى حجم لها عند pH 6. يمكن أن تفسر عدة تفسيرات محتملة هذه الظاهرة [55-57]: 1) تأين مكونات مستخلص الزنجبيل: قد تسهم التغيرات في حالات التأين في بعض المركبات الكيميائية النباتية الموجودة في مستخلص الزنجبيل حول pH 6 في تعزيز استقرار تقليل أيونات الفضة ونمو جزيئات أكبر. بدلاً من ذلك، قد تعزز هذه التغيرات الظروف المواتية للتجمع، على الرغم من ارتفاع جهد الزيتا. 2) بيئة تقليل مثالية: قد تظهر العوامل المختزلة الموجودة في مستخلص الزنجبيل أقصى فعالية عند pH 6، مما يؤدي إلى تشكيل سريع لجزيئات الفضة النانوية الأكبر.
الشكل 2 أ زجاجات تحتوي على نترات الفضة مع مواد عديمة اللون وجزيئات الفضة النانوية التي تم تصنيعها من مستخلص الزنجبيل مع الماء ومذيبات مساعدة ذات pH مختلف. ب طيف النطاق فوق البنفسجي والمرئي لجزيئات الفضة النانوية المصنعة باستخدام مستخلص الزنجبيل في الماء ومذيب مساعد بنسبة 50:50 من الإيثانول والأسيتات الإيثيلية عند مستويات pH مختلفة.
الشكل 3: هيستوجرام حجم الجسيمات لجزيئات الفضة النانوية مع عوامل اختزال من مستخلص الزنجبيل المائي مستخلص الزنجبيل المساعد في 6 (A3)، pH 7 (A4) وتوزيع الشحنة السطحية مع عوامل الاختزال لمستخلص الزنجبيل المائي (B1)، مستخلص الزنجبيل المساعد في pH 5 (B2)، pH 6 (B3)، pH 7 (B4)
مقارنةً بالظروف عند pH 5 أو pH 7.3) حركية نمو الجسيمات: قد تسهل الظروف عند pH 6 بشكل تفضيلي مسارًا حركيًا محددًا لتكوين الجسيمات النانوية، مما يمكّن الجسيمات من الوصول إلى حجم أكبر قبل حدوث الاستقرار.

المجهر الإلكتروني الناقل (TEM) وطيف الأشعة السينية المشتتة بالطاقة (EDS)

تم استخدام مجهر الإلكترون الناقل (TEM) للتحقيق في خصائص جزيئات الفضة النانوية (AgNPs) التي تم تصنيعها، بما في ذلك حجمها وشكلها. شملت التحليل استخدام الزنجبيل.
تم استخراجها في كل من أنظمة الماء والمذيب المساعد. كشفت فحوصات TEM أن جزيئات الفضة النانوية المنتجة في هذه الظروف أظهرت شكلًا كرويًا بشكل أساسي. تم تحديد الحجم المتوسط لجزيئات الفضة النانوية ليكون بين 28 و 105 نانومتر، كما يتضح من صور TEM (الشكل 4A).
من أجل دراسة توزيع العناصر داخل مستخلصات الزنجبيل المستخدمة في تخليق جزيئات الفضة النانوية (AgNPs)، يمكن استخدام مطيافية الأشعة السينية المشتتة بالطاقة (EDS). يوفر ملف EDS، الموضح في الشكل 4B، رؤى حول التركيب العنصري لجزيئات الفضة النانوية المغلفة بالزنجبيل. تشمل العناصر الممثلة في الشكل 4B الكربون والأكسجين والسيليكون والفضة.
الشكل 4 مجهر إلكتروني ناقل (TEM) لجزيئات الفضة النانوية مع عوامل اختزال من مستخلص الزنجبيل المائي (A1)، مستخلص الزنجبيل المساعد في وطيف EDS مع عوامل الاختزال لمستخلص الزنجبيل المائي (B1)، مستخلص الزنجبيل المساعد في pH 5 (B2)، pH 6 (B3)، pH 7 (B4)
يمكن أن يُعزى وجود السيليكون إلى القاعدة السيليكونية الأساسية، كما يتضح من ذروة السيليكون الملحوظة. بالنظر إلى أن نباتات الزنجبيل تُستخدم في عملية إنتاج الجسيمات النانوية؛ من المتوقع وجود الكربون والأكسجين في المنتج النهائي. إن وجود ذروات الأكسجين، جنبًا إلى جنب مع الإشارات المرتبطة بالفضة، يشير إلى حماية جسيمات الفضة النانوية من خلال ارتباط أيونات الفينولات. إن الإشارة القوية لذرات الفضة في ملف EDS تُعد دليلاً على طبيعتها البلورية. علاوة على ذلك، من الجدير بالذكر أن امتصاص البلورات النانوية المعدنية من الفضة يحدث عادةً حول 3 keV، كما تدعمه ذروة الامتصاص البصري.

طيف الأشعة تحت الحمراء بواسطة تحويل فورييه (FTIR)

تم تحديد الجزيئات الحيوية المسؤولة عن تقليل وتغطية وتغليف جزيئات الفضة النانوية (AgNPs) من خلال مطيافية الأشعة تحت الحمراء بتحويل فورييه (FTIR). لوحظت قمم مشابهة في طيف FTIR لكل من نترات الفضة وAgNPs، على الرغم من أنها كانت عند أطوال موجية مختلفة قليلاً. توفر هذه الاكتشافات دليلاً قوياً على وجود مستخلص الزنجبيل كمكون طبيعي داخل AgNPs المُصنعة. بالإضافة إلى ذلك، تشير التعقيدات الملحوظة في منطقة بصمة الطيف إلى وجود مكونات ناتجة عن نترات الفضة. توضح الشكل 5 طيف FTIR التمثيلي لكل من نترات الفضة (المستخدمة كمرجع) وجزيئات الفضة النانوية، مع تخصيص نطاقات الأشعة تحت الحمراء استنادًا إلى المصادر الأدبية ذات الصلة [59، 60]. لوحظت قمم امتصاص في طيف FTIR لجزيئات AgNPs المُصنعة عند أرقام الموجات 3421، 2927، 1632، 1385، 1076، و (الشكل 5). من الجدير بالذكر بشكل خاص تحديد مجموعات الأميد كمصدر للشرائط الملحوظة عند وفي نطاق 1,700 إلى في طيف AgNPs. تشير هذه النتائج بقوة إلى وجود تفاعل بين الفضة
الجسيمات النانوية والمكونات البروتينية النباتية السائدة الموجودة في الزنجبيل. تصل إلى ذروتها عند تمديد تمت ملاحظة الروابط في نترات الفضة في نطاق الترددات العالية (المقابل للترددات المنخفضة). بعد تخليق جزيئات الفضة النانوية، تم رصد قمم الامتصاص عند و ، والتي تت correspond إلى نطاقات التمدد لـ OH المساهمة من الكحوليات [61] واهتزاز التمدد CN للأمين [62]، على التوالي، والتي تنشأ من بقايا أوليغوسكاريد في مستخلص النبات، أظهرت ملفات أضيق وانتقلت نحو مناطق أرقام الموجات الأعلى. القمة عند نُسب إلى التمدد غير المتماثل لـ المجموعات، التي توجد بكثرة في الدهون. ومن الأهمية بمكان، حدوث انحناء ( ذروة في ، الذي يمثل اهتزاز الأميد I، تم ملاحظته. ومن الجدير بالذكر أن هيكل البروتينات تم تعديله من خلال التفاعل مع جزيئات الفضة النانوية، كما يتضح من حدة وتحول هذه القمة إلى عدد موجي قدره لذلك، توفر هذه النتائج دليلاً قوياً على أن البروتينات قد احتوت بفعالية على جزيئات الفضة النانوية المستمدة من مستخلص الزنجبيل، مما قد يسهل ذلك بواسطة مجموعات الأمين الحرة أو بقايا السيستين. علاوة على ذلك، كشفت الأرقام الموجية المحددة عن وجود مجموعات وظيفية متنوعة داخل جزيئات الفضة النانوية التي تم تصنيعها باستخدام مستخلص الزنجبيل، بما في ذلك الألكاين، والألكين، والفينول، والإيثر، والألكان. ومن المRemarkably، فإن النباتات الغنية بالقلويدات والمركبات البوليفينولية تمتلك قدرة استثنائية على تقليل أيونات الفضة بشكل كبير، مما يؤدي إلى تشكيل جزيئات الفضة النانوية، بينما تعمل أيضاً كعوامل تثبيت فعالة للغاية. علاوة على ذلك، أظهر تحليل FTIR لمستخلص الزنجبيل قمم طيفية عند الأرقام الموجية 3287، 2924، 1634، 1513، 1076، و كما ذُكر في التحقيق السابق [65]. ومن الجدير بالذكر أن هذه القمم أظهرت slight
الشكل 5 طيف تحويل فورييه للأشعة تحت الحمراء لنيترات الفضة (الأزرق) وجزيئات الفضة النانوية المستخرجة من الزنجبيل (الأحمر)
تغيرات عند التطبيق في تخليق جزيئات الفضة النانوية، وهو ظاهرة تم مناقشتها في دراسة سابقة [66].

السُمية الخلوية في المختبر

تم تقييم صلاحية خلايا L929 باستخدام اختبار MTT، وفقًا صارمًا لإرشادات ISO 10993، التي تحدد حدًا أدنى لصلاحية الخلايا قدره [67]. الشكل 6C يوضح أن مستخلص الزنجبيل المائي لا يسبب سمية خلوية في خلايا الليف، حتى عند تركيزات مرتفعة تصل إلى . ومع ذلك، يمكن ملاحظة تغييرات ملحوظة في شكل الخلايا، التي تتميز بشكل دائري، كما هو موضح في الشكل 6A. وعلى العكس من ذلك، فإن استخدام طريقة استخراج الزنجبيل بمساعدة المذيب المساعد يؤثر بشكل ضئيل على الاستجابة السامة للخلايا الليفية، حتى عند تعرضها لأقصى تركيز من من الجدير بالذكر أن شكل الخلايا يحتفظ بخصائصه المعتادة عند مقارنته بالتحكم كما هو موضح في الشكل S3. عند تخليق جزيئات الفضة النانوية بواسطة مستخلصات الزنجبيل المذكورة، تم التأكد من زيادة ملحوظة في السمية الخلوية تجاه خلايا الليف. يوضح الشكل 6D نتائج هذا التقييم، كاشفًا أن
أظهرت جزيئات الفضة النانوية المستخلصة من مستخلص الزنجبيل في الماء توافقًا حيويًا متفوقًا، حيث كانت نسبة بقاء الخلايا تتجاوز باستمرار عند تركيزات أقل من مل. بالمقابل، أظهرت جزيئات الفضة النانوية التي تم تصنيعها باستخدام المذيبات المساعدة (50 أسيتات الإيثيل: 50 إيثانول) سمية خلوية مرتفعة بشكل طفيف. علاوة على ذلك، تأثرت التوافق الحيوي لجزيئات الفضة النانوية بدرجة حموضة تحضير المذيب المساعد، حيث كانت جزيئات الفضة النانوية التي تم تصنيعها عند درجة حموضة 5 آمنة عند تركيز بينما كانت المحاليل المحضرة عند pH 7 و pH 6 آمنة عند تركيزات و ، على التوالي. تتوافق هذه النتائج مع الحد الأقصى لتركيز الفضة الذي تم اكتشافه من خلال تحليل EDS، كما هو موضح في الشكل 4. في جميع الحالات، كانت البنية الخلوية لخلايا L929 التي تم تقييمها باستخدام GE-AgNPs مع استخدام مذيب مشترك، عند تركيز ظل خاليًا من التغيرات الملحوظة، كما يتضح من النتائج المعروضة في الشكل 6B، مقارنة بمجموعة التحكم. هذه الملاحظات تؤكد على ملف الأمان لجزيئات الفضة النانوية المستخلصة من الجينسنغ عبر مستويات مختلفة من الرقم الهيدروجيني، شريطة أن تكون مصممة بحذر كما تم توضيحه سابقًا.
الشكل 6 شكل خط الخلايا L929: A مزروعة مع مستخلصات الزنجبيل و (B) جزيئات الفضة النانوية. حيوية خلايا L929: C مزروعة مع مستخلصات الزنجبيل و (D) جزيئات الفضة النانوية. تم حضنها لمدة 24 ساعة مع مستخلص الزنجبيل المائي (أحمر)، مستخلص الزنجبيل المساعد عند pH 5 (أخضر)، pH 6 (أزرق)، pH 7 (برتقالي)، مقارنةً مع غير المعالجة (التحكم) والتحكم السام (Triton-X-100). مقياس الرسم:

الربط الجزيئي

تم تنفيذ عملية الربط الجزيئي على إنزيم الليبوكسجيناز باستخدام مستخلصات الزنجبيل التي تم تقييمها. لتحقيق هذا الهدف، تم استخدام الهيكل ثلاثي الأبعاد لليبوكسجيناز (معرف PDB: 7LAF) كمرجع. تم تقييم درجات الربط لمختلف الأوضاع، مع الاحتفاظ فقط بتلك التي كانت لديها طاقة إجمالية أقل من ، و في ArgusLab و Vina و Autodock، على التوالي، كما هو موضح في الجدول 4. مجموعة شاملة من درجات الربط، تشمل الجزيء القياسي (حمض النورديدروغوايا ريتك)، وتلك المركبات المستخرجة من الزنجبيل، متاحة في الجدول 4. في سياق الربط الجزيئي للليبكسجيناز، أظهر الكليونستيرول أفضل درجة ربط، مما أدى إلى طاقة ربط محسوبة إجمالية قدرها أظهر تحليل مقارن أن الليغاند حمض النورديدروغوايا ريتك كان له درجة ربط أقل من المركبات الأخرى، مع طاقة إجمالية قدرها توضح الشكل 7 التفاعلات الرئيسية بين الكليوناستيرول وبقايا الأحماض الأمينية المحددة داخل موقع ارتباط الليبأوكسيجيناز. بينما يظهر الكليوناستيرول طاقة ارتباط منخفضة مقارنة بالليغاند القياسي، من الجدير بالذكر أن تكرار حدوث الروابط الهيدروجينية قد انخفض بشكل ملحوظ. تشير هذه الملاحظة إلى انخفاض استقرار ارتباط المركب، مما يجعل الكليوناستيرول أكثر عرضة للتفكك مقارنة بالليغاند القياسي. في هذا السياق، يتضح أن التركيب الجزيئي للـ 6-جينجيرول يسهل تشكيل الروابط الهيدروجينية في موضعين متميزين من الليغاند: أحدهما يتفاعل مع ASP مع
فصل مكاني لـ Å و Å، وتفاعل آخر يتضمن تفاعل باي-سيغما مع الحمض الأميني ليو. وعلى العكس، فإن الجزيء القياسي يقيم روابط هيدروجينية في موضعين محددين، مما يتطلب مسافات تبلغ Å و Åمع الأحماض الأمينية THR وASN، جنبًا إلى جنب مع تفاعل Pi-Sigma فريد مع الحمض الأميني ILE. ونتيجة لذلك، يتضح أن 6-جينجيرول يظهر affinity ربط أقوى تجاه LOX [68] مقارنة بال ligand القياسي. تتماشى هذه النتيجة بشكل متماسك مع النتائج المدركة لتحليل علاقة الهيكل بالنشاط (SAR) كما هو موضح في الجدول S3، حيث إن alpha-zingiberene وsesquiphellandrene وbetabisabolene، بفضل تفاعلات الربط غير المواتية، لا تظهر ربطًا ملحوظًا مع بروتين LOX. علاوة على ذلك، تكشف الدراسة أيضًا أن مركبات مثل butan-2-one و4-(3-hydroxy-2-methoxy-phenyl)- وalpha-curcumene وdiacetoxy-6-gingerdiol و6-isoshogaol و8-shogaol و1-(4-hydroxy-3-methoxyphenyl) tetradec-4-en-3-one قادرة على تثبيط نشاط LOX من خلال آلية دون تفاعلات ربط غير مواتية. تساهم الطبيعة المتنوعة لهذه المركبات البارزة بشكل كبير في زيادة كفاءة تثبيط LOX. لذلك، فإن تخليق جزيئات الفضة النانوية باستخدام مستخلص الزنجبيل أمر حاسم في تمكين الجزيئات المذكورة أعلاه من تثبيط الالتهاب من خلال آلية LOX.

نشاط مثبط لليبوكسجيناز في المختبر

كشفت نتائج تجارب فعالية مضادات الالتهاب عن اختلافات ملحوظة عند مقارنة تأثيرات مستخلص الزنجبيل المائي، ومستخلص الزنجبيل المساعد (إيثيل
الجدول 4 بيانات الربط الجزيئي للسيطرة الإيجابية مثل حمض النورديدروغواياكتيك ومركبات الزنجبيل ضد الليبكسجيناز
المركبات المحتويات (%) الارتباط الجزيئي ) من الليغاندات إلى LOX
ماء مذيب مشترك أرجوس لاب فينا أوتودوك
حمض النورديدروغوايايريتيك -11.5195 -8.0 -5.12
6-جينجرول ٢٧.٦٩ 9.83 -11.1077 -6.4 -4.11
6-شوجاول 11.56 9.11 -12.2919 -6.3 -4.51
بيوتان-2-ون، 4-(3-هيدروكسي-2-ميثوكسي فينيل)- 9.26 ٤.٤٣ -9.0293 -6.2 -4.08
ألفا-زنجبيرين 6.29 7.35 -12.0969 -7.9 -5.83
ألفا-كيركومين 6.26 ٣.٥٧ -13.141 -7.6 -5.45
سيكويبيلاندرين 3.73 ٤.٢٢ -12.1881 -6.7 -5.98
بيتا-بيسابولين ٣.٦٠ ٤.٢٤ -12.8127 -7.7 -5.56
دياسيتوكسي-6-زنجبيرديول 1.92 2.05 -10.2678 -7.0 -2.97
6-إيزوشوجول 0.93 9.11 12.7547 -6.8 -5.46
3-ديكانون، 1-(4-هيدروكسي-3-ميثوكسي فينيل)- 0.63 1.11 -11.7984 -6.1 -4.68
8-شوجاول 1.35 ٢.٥٧ -12.7358 -7.0 -5.33
(S)-8-جنجرول 1.28 1.31 -12.2436 -6.5 -4.25
1-(4-هيدروكسي-3-ميثوكسي فينيل) تيترا دك-4-إن-3-ون 1.08 2.87 -11.2954 -6.9 -4.95
كليوناستيرول 0.83 1.37 -14.1923 -8.9 -8.61
الشكل 7 تكوين ربط الجزيئات لـ (A) التحكم الإيجابي كحمض النورديدروغوايا ريتك، ومستخلصات الزنجبيل التي تحتوي على (B) 6-جينجيرول، (C) 6-شوجول، (D) بيوتان-2-أون، 4-(3-هيدروكسي-2-ميثوكسي فينيل)-، (E) ألفا-كوركومين، (F) داي أسيتيكسي-6-جينجيرديول، (G) 6-إيزوشوجول، (H) 3-ديكانون، 1-(4-هيدروكسي-3-ميثوكسي فينيل)-، (I) 8-شوجول، (J) (S)-8-جينجيرول، (K) 1-(4-هيدروكسي-3-ميثوكسي فينيل) تيترا دك-4-إن-3-أون، و(L) كلوناستيرول في الموقع النشط لـ LOX
الأسيتات: الإيثانول)، وجزيئات الفضة النانوية التي تم تصنيعها باستخدام هذه المستخلصات، مع التركيز بشكل خاص على أدائها عند تركيزات أعلى. ومن الجدير بالذكر أن جميع المواد التي تم التحقيق فيها أظهرت خصائص مضادة للالتهابات محسّنة في تثبيط نشاط الليبوكسجيناز (LOX) عند تركيزات مرتفعة. على وجه الخصوص، أظهرت جزيئات الفضة النانوية المصنعة من مستخلص الزنجبيل المائي تأثيرات مثبطة ملحوظة لـ LOX عند تركيزات تبلغ 10 و ، مما أدى إلى نسب تثبيط من و على التوالي. بالمقابل، أظهر مستخلص الماء من الزنجبيل، عند تطبيقه بتركيزات مكافئة، أنشطة مثبطة أقل لإنزيم LOX، مع نسب مثبطة تبلغ و على التوالي، كما هو موضح في الشكل 8. وبالمثل، تم تصنيع جزيئات الفضة النانوية من مستخلص الزنجبيل المذاب في المذيب المشترك بتركيزات تبلغ 10 و أظهر باستمرار تثبيطًا كبيرًا لـ LOX، مما أسفر عن نسب تثبيط قدرها و على التوالي. بالمقابل، أظهر مستخلص الزنجبيل المذاب في المذيب، تحت نفس ظروف التركيز، أنشطة مثبطة أقل لإنزيم LOX، مما أدى إلى نسب مثبطة من و على التوالي. ومن الجدير بالذكر أن جميع العينات المختبرة تفوقت على حمض الغاليك، الذي استخدم كعنصر تحكم إيجابي، من حيث تثبيط LOX عبر نطاق التركيز بالكامل. توفر هذه النتائج دليلاً قوياً على أن جزيئات الفضة النانوية المستخلصة من مستخلص الماء من الزنجبيل ومستخلص الزنجبيل المساعد تمتلك خصائص تثبيط LOX متفوقة مقارنة بمستخلص الزنجبيل المباشر.

الخاتمة

تم إجراء تخليق جزيئات الفضة النانوية (AgNPs) باستخدام طريقة كيميائية تقليدية، مع استخدام مستخلص الزنجبيل (Zingiber officinale) كعامل مختزل. خضعت جزيئات الفضة النانوية لتحليل شامل شمل العديد من الخصائص الفيزيائية والهيكلية والشكلية. تضمنت هذه الخصائص الحجم والشكل والتشتت، والتي تم تقييمها باستخدام تقنيات مثل مطيافية الأشعة فوق البنفسجية والمرئية، وقياسات الجهد الكهربائي، ومطيافية الأشعة تحت الحمراء بتحويل فورييه (FTIR)، وميكروسكوبية الإلكترون الناقل (TEM)، وفحوصات مطيافية الأشعة السينية المشتتة للطاقة (EDS). أظهرت جزيئات الفضة النانوية GE-AgNPs خصائص مضادة للأكسدة ملحوظة، كما تشير نتائج تجارب التقاط الجذور الحرة. تم الحصول على مستخلصات الزنجبيل باستخدام الأسيتات الإيثيلية والإيثانول، مع درجة حموضة 6 وتركيز أظهرت قدرة محسّنة بشكل ملحوظ على التخلص من الجذور الحرة عند مقارنتها بمضادات الأكسدة المعروفة مثل التروlox وحمض الأسكوربيك. ومن المهم أن مستخلصات الزنجبيل أظهرت خصائص مضادة للالتهابات يمكن ربطها بتثبيط نشاط الليبوكسجيناز (LOX). أظهرت الدراسة أن جزيئات الفضة النانوية التي تم تصنيعها من مستخلص الزنجبيل المائي ومستخلص الزنجبيل المساعد تظهر خصائص مثبطة لليبوكسجيناز (LOX) محسّنة بشكل ملحوظ، خاصة عند التركيزات العالية، متفوقة على مستخلص الزنجبيل المباشر والمراقبة الإيجابية، حمض الغاليك. تشير هذه النتائج إلى القيمة العلاجية المحتملة لهذه الجزيئات النانوية في إدارة الالتهابات.
تم استخدام حمض اللينوليك كركيزة للتحقيق في إمكانية تثبيط نشاط الليبكسجيناز (LOX). تم استخدام حمض الجاليك (GA) كتحكم إيجابي، إلى جانب جزيئات الفضة النانوية التي تم تصنيعها من الزنجبيل المستخرج باستخدام المذيب المشترك الممثل بـ AgNPs(Co)، وجزيئات الفضة النانوية التي تم تصنيعها من الزنجبيل المستخرج باستخدام الماء الممثلة بـ AgNPs(W)، والزنجبيل المستخرج باستخدام الماء (W)، والزنجبيل المستخرج باستخدام المذيب المشترك (Co) تم اختبارها بتركيزات من (الأشرطة الحمراء) و (الأعمدة الخضراء). من الجدير بالذكر أن جميع المركبات المختبرة أظهرت تأثيرات مثبطة على نشاط الإنزيم. تشير أعمدة الخطأ في الرسم البياني إلى الانحراف المعياري عن المتوسط، ويمثل كل عمود النتيجة المتوسطة المستمدة من ثلاث تجارب مستقلة.
بالإضافة إلى ذلك، وُجد أن التوافق الحيوي لجزيئات الفضة النانوية GE-AgNPs يصل إلى . علاوة على ذلك، أكدت التجارب من خلال الربط الجزيئي [69] أن 6-جينجيرول أظهر affinity ارتباط أقوى تجاه LOX. يتماشى هذا مع تحليل علاقة التركيب بالنشاط، مما يبرز إمكانيته في تعزيز كفاءة تثبيط LOX. وهذا يبرز أهمية تخليق جزيئات الفضة النانوية باستخدام مستخلص الزنجبيل لتثبيط الالتهاب من خلال آلية LOX. تسلط النتائج المجمعة لهذه الدراسة الضوء على الخصائص الحيوية النشطة، المتوافقة حيوياً، والمضادة للالتهابات لجزيئات GE-AgNPs، مما يشير إلى إمكانية استخدامها كإضافة قيمة للمنتجات التجميلية، مع التركيز الموصى به هو للحفاظ على خصائصها في مكافحة الجذور الحرة، ومضادات الالتهاب، والسلامة.

معلومات إضافية

تحتوي النسخة الإلكترونية على مواد إضافية متاحة علىhttps://doi. org/10.1186/s12906-024-04381-w.
“الملف الإضافي 1: الجدول التكميلي 1. كروماتوغرافيا الغاز-مطياف الكتلة المزدوج (GC-MS/MS) لجذر الزنجبيل المستخرج بمزيج من 50% إيثانول و50% أسيتات إيثيل. الجدول التكميلي 2. كروماتوغرافيا الغاز-مطياف الكتلة المزدوج (GC-MS/MS) لجذر الزنجبيل المستخرج بالماء. الجدول التكميلي 3. المركبات النشطة والأنشطة الحيوية لجذر الزنجبيل المستخرج بالماء (GW) والمذيب المساعد بين مزيج 50% إيثانول و50% أسيتات إيثيل (GE). الجدول التكميلي 4. تحليل PASS للزنجبيل 6-جينجيرول. الجدول التكميلي 5. تحليل PASS للزنجبيل 6-شوجاول. الجدول التكميلي 6. تحليل PASS للزنجبيلين. الجدول التكميلي 7. تحليل PASS للبيوتان-2-ون، 4-(3-هيدروكسي-2-ميثوكسي فينيل). الجدول التكميلي 8. تحليل PASS للبيتا-بيسابولين. الجدول التكميلي 9. تحليل PASS للسيكويبيهلاندرين. الجدول التكميلي 10. تحليل PASS للألفا-كوركومين. الجدول التكميلي 11. تحليل PASS لـ 1-(4-هيدروكسي-3-ميثوكسي-فينيل)تترايدك-4-إن-3-ون. الجدول التكميلي 12. تحليل PASS للزنجبيل 8-شوجاول. الجدول التكميلي 13. تحليل PASS للديأسيتوكسي-6-جينجيرديول. الجدول التكميلي 14. تحليل PASS للزنجبيل 6-إيزوشوجاول. الجدول التكميلي 15. تحليل PASS للكليناستيرول. الجدول التكميلي 16. تحليل PASS لـ (S)-8-جينجيرول. الجدول التكميلي 17. تحليل PASS لـ 3-ديكانون، 1-(4-هيدروكسي-
الملف الإضافي 2: الشكل S1. رسم بياني لكروماتوغرافيا GC-MS/MS لاستخراج الماء من الزنجبيل.
الملف الإضافي 3: الشكل S2. رسم بياني لكروماتوغراف GC-MS/MS لمزيج من 50% إيثانول و50% أسيتات الإيثيل من الزنجبيل.
الملف الإضافي 4: الشكل S3. السمية الخلوية لخلايا L929 المعرضة لـ (A) الوسط الكامل (التحكم السلبي) و (B) Triton-X-100 (التحكم الإيجابي). مقياس الرسم: .

شكر وتقدير

يعبر المؤلفون عن امتنانهم لمركز التميز البحثي للابتكار ومنتجات الصحة (RECIHP) في جامعة والايلاك، ناخون سي ثامارات 80160، تايلاند ومركز أبحاث الهندسة الطبية والابتكار، جامعة شيانغ ماي، شيانغ ماي، 50200، تايلاند.

مساهمات المؤلفين

قام T.O. و K.E. بإعداد تصميم الدراسة، وكتابة المخطوطة، والإشراف على العمل العام للمخطوطة. قام P.K. و C.M. بمراجعة المخطوطة والإشراف على العمل العام للمخطوطة. قرأ المؤلفون ووافقوا على المخطوطة النهائية.

تمويل

غير قابل للتطبيق.

توفر البيانات والمواد

البيانات التي تدعم نتائج هذه الدراسة متاحة في الملف التكميلية.

الإعلانات

غير قابل للتطبيق.
غير قابل للتطبيق.

المصالح المتنافسة

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

تفاصيل المؤلف

قسم الطب التقليدي التايلاندي التطبيقي، كلية الطب، جامعة والايلك، ناخون سي ثمارات 80160، تايلاند. معهد الهندسة الطبية الحيوية، جامعة شيانغ ماي، شيانغ ماي 50200، تايلاند. مركز أبحاث الهندسة الطبية الحيوية والابتكار، جامعة شيانغ ماي، شيانغ ماي 50200، تايلاند. مركز التميز البحثي للابتكار ومنتجات الصحة (RECIHP)، جامعة والايلك، ناخون سي ثامارات 80160، تايلاند.
تاريخ الاستلام: 16 أكتوبر 2023 تاريخ القبول: 29 يناير 2024
تم النشر على الإنترنت: 13 فبراير 2024

References

  1. Hernández-Díaz JA, Garza-García JJO, Zamudio-Ojeda A, León-Morales JM, López-Velázquez JC, García-Morales S. Plant-mediated synthesis of nanoparticles and their antimicrobial activity against phytopathogens. J Sci Food Agric. 2021;101(4):1270-87.
  2. Thipe VC, Karikachery AR, Çakılkaya P, Farooq U, Genedy HH, Kaeokhamloed N, Phan D-H, Rezwan R, Tezcan G, Roger E, et al. Green nanotech-nology-An innovative pathway towards biocompatible and medically relevant gold nanoparticles. J Drug Delivery Sci Technol. 2022;70:103256.
  3. Mohammadinejad R, Karimi S, Iravani S, Varma RS. Plant-derived nanostructures: types and applications. J Green Chemistry. 2016;18(1):20-52.
  4. Zhang M, Hu W, Cai C, Wu Y, Li J, Dong S. Advanced application of stimuliresponsive drug delivery system for inflammatory arthritis treatment. Materials Today Bio. 2022;14:100223.
  5. Ziegler D. Painful diabetic neuropathy: treatment and future aspects. Diabetes Metab Res Rev. 2008;24(S1):S52-7.
  6. Harris J-D. Management of expected and unexpected opioid-related side effects. Clin J Pain. 2008;24:58-13.
  7. Beg S, Swain S, Hasan H, Barkat MA, Hussain MS. Systematic review of herbals as potential anti-inflammatory agents: recent advances, current clinical status and future perspectives. Pharmacogn Rev. 2011;5(10):120-37.
  8. Skulachev VP. Cationic antioxidants as a powerful tool against mitochondrial oxidative stress. Biochem Biophys Res Commun. 2013;441(2):275-9.
  9. Rhim J-W, Wang L-F, Lee Y, Hong S-I. Preparation and characterization of bio-nanocomposite films of agar and silver nanoparticles: laser ablation method. Carbohyd Polym. 2014;103:456-65.
  10. Yue Y, Zhou B, Shi J, Chen C, Li N, Xu Z, Liu L, Kuang L, Ma M, Fu H. -Irradiation assisted synthesis of graphene oxide sheets supported Ag nanoparticles with single crystalline structure and parabolic distribution from interlamellar limitation. Appl Surf Sci. 2017;403:282-93.
  11. Shyam A, Chandran SS, George B. E S: Plant mediated synthesis of AgNPs and its applications: an overview. Inorganic Nano-Metal Chemist. 2021;51(12):1646-62.
  12. Saravanan A, Kumar PS, Hemavathy RV, Jeevanantham S, Harikumar P, Priyanka G, Devakirubai DRA. A comprehensive review on sources, analysis and toxicity of environmental pollutants and its removal methods from water environment. Sci Total Environ. 2022;812:152456.
  13. Shafey AME. Green synthesis of metal and metal oxide nanoparticles from plant leaf extracts and their applications: a review. Green Processing Synthesis. 2020;9(1):304-39.
  14. Rudrappa M, Kumar RS, Nagaraja SK, Hiremath H, Gunagambhire PV, Almansour Al, Perumal K, Nayaka S. Myco-nanofabrication of silver nanoparticles by penicillium brasilianum and their antimicrobial, photoprotective and anticancer effect on breast cancer cell line. Antibiotics. 2023;12(3):567.
  15. Rudrappa M, Rudayni HA, Assiri RA, Bepari A, Basavarajappa DS, Nagaraja SK, Chakraborty B, Swamy PS, Agadi SN, Niazi SK, et al. Plumeria albamediated green synthesis of silver nanoparticles exhibits antimicrobial effect and anti-oncogenic activity against glioblastoma U118 MG cancer cell line. Nanomaterials. 2022;12(3):493.
  16. Ling JK, Hadinoto K: Deep Eutectic Solvent as Green Solvent in Extraction of Biological Macromolecules: A Review. In: International Journal of Molecular Sciences. 2022;23.
  17. Liao DW, Cheng C, Liu JP, Zhao LY, Huang DC, Chen GT. Characterization and antitumor activities of polysaccharides obtained from ginger by different extraction methods. Int J Biol Macromol. 2020;152:894-903.
  18. Zhang M, Zhao R, Wang D, Wang L, Zhang Q, Wei S, Lu F, Peng W, Wu C. Ginger and its bioactive components are potential resources for health beneficial agents. Phytother Res. 2021;35(2):711-42.
  19. Wang Q, Kuang H, Su Y, Sun Y, Feng J, Guo R, Chan K. Naturally derived anti-inflammatory compounds from Chinese medicinal plants. J Ethnopharmacol. 2013;146(1):9-39.
  20. Sudlna GF, Pushkareva MA, Shephard P, Klein T. Cyclooxygenase (COX) and 5-lipoxygenase (5-LOX) selectivity of COX inhibitors. Prostaglandins, Leukotrienes Essential Fatty Acids. 2008;78(2):99-108.
  21. Lee T-Y, Lee K-C, Chen S-Y, Chang H-H. 6-Gingerol inhibits ROS and iNOS through the suppression of PKC-a and NF-kB pathways in lipopolysac-charide-stimulated mouse macrophages. Biochem Biophys Res Commun. 2009;382(1):134-9.
  22. Zhang F-L, Zhou B-W, Yan Z-Z, Zhao J, Zhao B-C, Liu W-F, Li C, Liu K-X. 6-Gingerol attenuates macrophages pyroptosis via the inhibition of MAPK signaling pathways and predicts a good prognosis in sepsis. Cytokine. 2020;125:154854.
  23. Liang N, Sang Y, Liu W, Yu W, Wang X. Anti-inflammatory effects of gingerol on lipopolysaccharide-stimulated RAW 264.7 cells by inhibiting NF-kB signaling pathway. Inflammation. 2018;41(3):835-45.
  24. Devadiga A, Shetty KV, Saidutta MB. Timber industry waste-teak leaf extract mediated synthesis of antibacterial silver nanoparticles. Int Nano Letters. 2015;5(4):205-14.
  25. Zhang L, Ravipati AS, Koyyalamudi SR, Jeong SC, Reddy N, Smith PT, Bartlett J, Shanmugam K, Münch G, Wu MJ. Antioxidant and anti-inflammatory activities of selected medicinal plants containing phenolic and flavonoid compounds. J Agric Food Chem. 2011;59(23):12361-7.
  26. Ongtanasup T, Prommee N, Jampa O, Limcharoen T, Wanmasae S, Nissapatorn V, Paul AK, Pereira MD, Wilairatana P, Nasongkla N et al: The Cholesterol-Modulating Effect of the New Herbal Medicinal Recipe from Yellow Vine (Coscinium fenestratum (Goetgh.)), Ginger (Zingiber officinale Roscoe.), and Safflower (Carthamus tinctorius L.) on Suppressing PCSK9 Expression to Upregulate LDLR Expression in HepG2 Cells. In: Plants. vol. 11; 2022.
  27. Magalhães LM, Santos F, Segundo MA, Reis S, Lima JLFC. Rapid microplate high-throughput methodology for assessment of Folin-Ciocalteu reducing capacity. Talanta. 2010;83(2):441-7.
  28. Mammen D, Daniel M. A critical evaluation on the reliability of two aluminum chloride chelation methods for quantification of flavonoids. Food Chem. 2012;135(3):1365-8.
  29. Moragot C, Pitaksit S, Patcharaporn P, Chantanapa C, Sutida W, Jiraphat N, Jitbanjong T, Jitbanjong T: Antioxidant and Tyrosinase Inhibitory Properties of an Aqueous Extract of Garcinia atroviridis Griff. ex. T. Anderson Fruit Pericarps. Pharmacognosy Journal 2020, 12(1).
  30. Chakraborty B, Kumar RS, Almansour Al, Kotresha D, Rudrappa M, Pallavi SS, Hiremath H, Perumal K, Nayaka S. Evaluation of antioxidant, antimicrobial and antiproliferative activity of silver nanoparticles derived from Galphimia glauca leaf extract. J King Saud University – Sci. 2021;33(8):101660.
  31. Re R, Pellegrini N, Proteggente A, Pannala A, Yang M, Rice-Evans C. Antioxidant activity applying an improved ABTS radical cation decolorization assay. Free Radical Biol Med. 1999;26(9):1231-7.
  32. Lu J, Zeng X, Feng Y, Li S, Wang Y, Liu Y, Chen F, Guan Z, Chen T, Wei F. Inhibitory effects of Jasminum grandiflorum L. essential oil on lipopolysaccharide-induced microglia activation-integrated characteristic analysis of volatile compounds, network pharmacology, and BV-2 cell. Front Pharmacol. 2023;14:1180618.
  33. Satpathy S, Patra A, Ahirwar B, Delwar Hussain M. Antioxidant and anticancer activities of green synthesized silver nanoparticles using aqueous extract of tubers of Pueraria tuberosa. Artificial Cells Nanomedicine Biotechnol. 2018;46(sup3):71-85.
  34. Anandalakshmi K, Venugobal J, Ramasamy V. Characterization of silver nanoparticles by green synthesis method using Pedalium murex leaf extract and their antibacterial activity. Appl Nanosci. 2016;6(3):399-408.
  35. Nasongkla N, Tuchinda P, Munyoo B, Eawsakul K. Preparation and Characterization of MUC-30-loaded polymeric micelles against MCF-7 cell lines using molecular docking methods and in vitro study. Evidence-Based Complement Alternat Med. 2021;2021:5597681.
  36. Pooprommin P, Manaspon C, Dwivedi A, Mazumder A, Sangkaew S, Wanmasae S, Tangpong J, Ongtanasup T, Eawsakul K. Alginate/pectin dressing with niosomal mangosteen extract for enhanced wound healing: evaluating skin irritation by structure-activity relationship. Heliyon. 2022;8(12):e12032.
  37. Jongwannasiri C, Krasaesin A, Pinijsuwan S, Udomsom S, Boonprakong L, Eawsakul K, Osathanon T, Manaspon C. Diamond-like carbon (DLC)coated titanium surface inhibits bacterial growth and modulates human alveolar bone cell responses in vitro. Diam Relat Mater. 2023;136:110022.
  38. Ongtanasup T, Mazumder A, Dwivedi A, Eawsakul K: Homology Modeling, Molecular Docking, Molecular Dynamic Simulation, and Drug-Likeness of the Modified Alpha-Mangostin against the β-Tubulin Protein of Acanthamoeba Keratitis. In: Molecules. vol. 27; 2022.
  39. Eawsakul K, Ongtanasup T, Ngamdokmai N, Bunluepuech K. Alpha-glucosidase inhibitory activities of astilbin contained in Bauhinia strychnifolia Craib. stems: an investigation by in silico and in vitro studies. BMC Complement Med Ther. 2023;23(1):25.
  40. Eawsakul K, Panichayupakaranant P, Ongtanasup T, Warinhomhoun S, Noonong K, Bunluepuech K. Computational study and in vitro alphaglucosidase inhibitory effects of medicinal plants from a Thai folk remedy. Heliyon. 2021;7(9):e08078.
  41. Ongtanasup T, Wanmasae S, Srisang S, Manaspon C, Net-anong S, Eawsakul K. In silico investigation of ACE2 and the main protease of SARS-CoV-2 with phytochemicals from Myristica fragrans (Houtt.) for the discovery of a novel COVID-19 drug. Saudi J Biol Sci. 2022;29(9):103389.
  42. Goodsell DS, Morris GM, Olson AJ. Automated docking of flexible ligands: applications of autodock. J Mol Recognit. 1996;9(1):1-5.
  43. Trott O, Olson AJ. AutoDock Vina: Improving the speed and accuracy of docking with a new scoring function, efficient optimization, and multithreading. J Comput Chem. 2010;31(2):455-61.
  44. Bitencourt-Ferreira G, de Azevedo WF: Molecular Docking Simulations with ArgusLab. In: Docking Screens for Drug Discovery. edn. Edited by de Azevedo Jr WF. New York, NY: Springer New York; 2019: 203-220.
  45. Li M, Kamdenlek P, Kuntanawat P, Eawsakul K, Porntaveetus T, Osathanon T, Manaspon CJCMUJNS. In vitro preparation and evaluation of chitosan/ pluronic hydrogel as a local delivery of crude extract of phycocyanin for treating gingivitis. Chiang Mai Univ J Nat Sci. 2022;21:e2022052.
  46. Marathe SJ, Hamzi W, Bashein AM, Deska J, Seppänen-Laakso T, Singhal RS, Shamekh S. Anti-Angiogenic effect of cantharellus cibarius extracts, its correlation with lipoxygenase inhibition, and role of the bioactives therein. Nutr Cancer. 2022;74(2):724-34.
  47. Singh PP, Saldaña MDA. Subcritical water extraction of phenolic compounds from potato peel. Food Res Int. 2011;44(8):2452-8.
  48. Zhu H, Zhang J, Li C, Liu S, Wang L. Morinda citrifolia L. leaves extracts obtained by traditional and eco-friendly extraction solvents: Relation between phenolic compositions and biological properties by multivariate analysis. Industrial Crops Prod. 2020;153:112586.
  49. Mohd Hazli UHA, Abdul-Aziz A, Mat-Junit S, Chee CF, Kong KW. Solidliquid extraction of bioactive compounds with antioxidant potential from Alternanthera sesillis (red) and identification of the polyphenols using UHPLC-QqQ-MS/MS. Food Res Int. 2019;115:241-50.
  50. Altaf MM, Ahmad Khan MS, Ahmad I: Chapter 2 – Diversity of Bioactive Compounds and Their Therapeutic Potential. In: New Look to Phytomedicine. edn. Edited by Ahmad Khan MS, Ahmad I, Chattopadhyay D: Academic Press; 2019: 15-34.
  51. Atanasov AG, Waltenberger B, Pferschy-Wenzig E-M, Linder T, Wawrosch C, Uhrin P, Temml V, Wang L, Schwaiger S, Heiss EH, et al. Discovery and resupply of pharmacologically active plant-derived natural products: a review. Biotechnol Adv. 2015;33(8):1582-614.
  52. Govorov AO, Fan Z, Hernandez P, Slocik JM, Naik RR. Theory of circular dichroism of nanomaterials comprising chiral molecules and nanocrystals: plasmon enhancement, dipole interactions, and dielectric effects. Nano Lett. 2010;10(4):1374-82.
  53. de Aragão AP, de Oliveira TM, Quelemes PV, Perfeito MLG, Araújo MC, Santiago JDAS, Cardoso VS, Quaresma P, de Souza de Almeida Leite JR, da Silva DA. Green synthesis of silver nanoparticles using the seaweed Gracilaria birdiae and their antibacterial activity. Arabian J Chemist. 2019;12(8):4182-8.
  54. Zoecklein BW, Fugelsang KC, Gump BH, Nury FS: Phenolic Compounds and Wine Color. In: Production Wine Analysis. edn. Edited by Zoecklein BW, Fugelsang KC, Gump BH, Nury FS. Boston, MA: Springer US; 1990: 129-168.
  55. Capek I: Noble Metal Nanoparticles. In: Noble Metal Nanoparticles: Preparation, Composite Nanostructures, Biodecoration and Collective Properties. edn. Edited by Capek I. Tokyo: Springer Japan; 2017: 125-210.
  56. Cumberland SA, Lead JR. Particle size distributions of silver nanoparticles at environmentally relevant conditions. J Chromatogr A. 2009;1216(52):9099-105.
  57. Fernando I, Zhou Y. Impact of pH on the stability, dissolution and aggregation kinetics of silver nanoparticles. Chemosphere. 2019;216:297-305.
  58. Vijayaraghavan K, Nalini SPK, Prakash NU, Madhankumar D. Biomimetic synthesis of silver nanoparticles by aqueous extract of Syzygium aromaticum. Mater Lett. 2012;75:33-5.
  59. Sreelekha E, George B, Shyam A, Sajina N, Mathew B. A comparative study on the synthesis, characterization, and antioxidant activity of green and chemically synthesized silver nanoparticles. BioNanoScience. 2021;11(2):489-96.
  60. Kumar Panda M, Kumar Dhal N, Kumar M, Manjari Mishra P, Kumar Behera R. Green synthesis of silver nanoparticles and its potential effect on phytopathogens. Materials Today: Proceedings. 2021;35:233-8.
  61. Iyer RI, Panda T. Biosynthesis of gold and silver nanoparticles with antimicrobial activity by callus cultures of Michelia champaca L. J Nanosci Nanotechnol. 2016;16(7):7345-57.
  62. Sathiyaseelan A, Shajahan A, Kalaichelvan PT, Kaviyarasan V. Fungal chitosan based nanocomposites sponges-an alternative medicine for wound dressing. Int J Biol Macromol. 2017;104:1905-15.
  63. Shankar SS, Ahmad A, Sastry M. Geranium leaf assisted biosynthesis of silver nanoparticles. Biotechnol Prog. 2003;19(6):1627-31.
  64. Chandran Priyadarshni K, Krishnamoorthi R, Mumtha C, Ulagan Mahalingam P. Biochemical analysis of cultivated mushroom, Pleurotus florida and synthesis of silver nanoparticles for enhanced antimicrobial effects on clinically important human pathogens. Inorg Chem Commun. 2022;142:109673.
  65. Saikia J, Washmin N, Borah T, Sarmah P, Konwar P, Siga A, Haldar S, Banik D. Physicochemical properties, chemical composition and sensory attributes of Alpinia nigra (Gaertn.) B.L. Burtt rhizome: an underutilized spice source. European Food Res Technol. 2023;249(4):1097-112.
  66. Panigrahi S, Praharaj S, Basu S, Ghosh SK, Jana S, Pande S, Vo-Dinh T, Jiang H, Pal T. Self-assembly of silver nanoparticles: synthesis, stabilization, optical properties, and application in surface-enhanced raman scattering. J Phys Chem B. 2006;110(27):13436-44.
  67. Wallin RF, Arscott E. A practical guide to ISO 10993-5: Cytotoxicity. J Med Device Diagnostic Indust. 1998;20:96-8.
  68. Pournaderi PS, Yaghmaei P, Khodaei H, Noormohammadi Z, Hejazi SH. The effects of 6-Gingerol on reproductive improvement, liver functioning and Cyclooxygenase-2 gene expression in estradiol valerate – Induced polycystic ovary syndrome in Wistar rats. Biochem Biophys Res Commun. 2017;484(2):461-6.
  69. Rudrappa M, Nayaka S, Kumar RS. In silico molecular docking approach of melanin against melanoma causing MITF proteins and anticancer, oxida-tion-reduction, photoprotection, and drug-binding affinity properties of extracted melanin from streptomyces sp. strain MR28. Appl Biochemist Biotechnol. 2023;195(7):4368-86.

ملاحظة الناشر

تظل Springer Nature محايدة فيما يتعلق بالمطالبات القضائية في الخرائط المنشورة والانتماءات المؤسسية.
  1. *المراسلة:
    كومغريت إواسوكول
    komgrit.ea@wu.ac.th
    قائمة كاملة بمعلومات المؤلف متاحة في نهاية المقال

Journal: BMC Complementary Medicine and Therapies, Volume: 24, Issue: 1
DOI: https://doi.org/10.1186/s12906-024-04381-w
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38350963
Publication Date: 2024-02-13

Green-synthesized silver nanoparticles
Check for updates from Zingiber officinale extract: antioxidant potential, biocompatibility, anti-LOX properties, and in silico analysis

Tassanee Ongtanasup , Patipat Kamdenlek , Chawan Manaspon and Komgrit Eawsakul

Abstract

Introduction Zingiber officinale extract has emerged as a compelling candidate for green synthesis of nanoparticles, offering diverse applications across medicine, cosmetics, and nutrition. This study delves into the investigation of in vitro toxicity and explores the biomedical utility of green-synthesized silver nanoparticles derived from ginger extract (GE-AgNPs). Methods We employed established protocols to evaluate in vitro aspects such as antioxidant capacity, anti-inflammatory potential, and biocompatibility of GE-AgNPs. Additionally, molecular docking was employed to assess their anti-lipoxygenase (anti-LOX) activity. Results Our findings highlight that the extraction of ginger extract at a pH of 6, utilizing a cosolvent blend of ethanol and ethyl acetate in a 1:1 ratio, yields heightened antioxidant capacity attributed to its rich phenolic and flavonoid content. In the context of silver nanoparticle synthesis, pH 6 extraction yields the highest quantity of nanoparticles, characterized by an average size of . Of particular significance, GE-AgNPs (at pH 6) demonstrated remarkable efficacy in scavenging free radicals, as evidenced by an value of . The results from the anti-LOX experiment indicate that GE-AgNPs, at a concentration of , can inhibit LOX activity by , outperforming ginger extract which inhibits LOX by 17-18%. Notably, clionasterol exhibited higher binding energy and enhanced stability ( ) compared to nordihydroguaiaretic acid. Furthermore, a cell viability study confirmed the safety of GE-AgNPs at a concentration of against the L929 cell line. Conclusion These comprehensive findings underscore the significant biomedical advantages of GE-AgNPs and emphasize their potential incorporation into cosmetic products at a maximum concentration of .

Keywords Zingiber officinale, Silver nanoparticles, Antioxidant, Biocompatibility, Anti-LOX

Introduction

The field of green nanotechnology encompasses biological processes that enable the synthesis, manipulation, and utilization of materials within the range, offering cost-effective and straightforward methodologies [1]. The term “green nanotechnology” refers to the utilization of natural resources to mitigate adverse environmental impacts, safeguard human health, and reduce the financial burden associated with nanoparticle production. Within this field, considerable research efforts have been focused on the development of nanomaterials derived from plant sources. Plant extracts contain a diverse array of phytochemicals, including alkaloids, terpenes, saponins, phenols, alcohols, and proteins, which serve dual roles as both reducing agents and capping agents. Isolation of these phytochemicals enables the enhancement of nanomaterials’ size and morphology, thereby facilitating their application in pharmacological and biological research endeavors [2,3]. Anti-inflammatory drugs play a critical role in the treatment of pain. Consequently, the practicality of employing anti-inflammatory medications to relieve the pain, necessitates the exploration and development of innovative therapeutic agents . Given the challenges associated with traditional painkillers, such as diminished efficacy leading to the use of high doses, considerable scientific efforts have been devoted to the design and enhancement of novel anti-inflammatory compounds with unique mechanisms of action for clinical applications [6]. Pharmaceutical companies have undertaken efforts to modify existing anti-inflammatory drugs and have identified a few promising anti-inflammatory compounds as potential replacements for conventional treatments [7]. The remarkable anti-inflammatory properties of metallic nanoparticles (NPs) can be attributed to their large surface area-to-volume ratio. Among these nanoparticles, silver nanoparticles (AgNPs) have demonstrated exceptional efficacy as anti-inflammatory agents, primarily due to their enhanced contact with target protein resulting from their expansive surface area. AgNPs effectively bind to and penetrate through skin, where they interact with LOX enzymes and compounds. This interaction disrupts LOX enzyme, ultimately leading to reduce pain. Additionally, the release of cationic ions by AgNPs provides antioxidant activity [8].
Laser ablation [9], gamma irradiation [10], and the employment of chemical agents [11] as reducing and capping agents represent only a subset of the diverse methodologies available for the synthesis of AgNPs. The exorbitant costs associated with these approaches, coupled with the use of hazardous chemical agents, present significant impediments due to their adverse impacts on human health and the environment [12]. Within the field of nanotechnology, the emergence of green synthesis
has garnered considerable attention as a viable alternative for NP fabrication. Green synthesis NPs have demonstrated remarkable efficacy against primary biofilms. Notably, the utilization of plants as a source for NP synthesis offers distinct advantages over conventional physical and chemical methods [13]. In recent years, the utilization of plant extracts for NP synthesis [14, 15] has gained considerable traction owing to their widespread availability, environmentally sustainable characteristics, ease of implementation, and the diverse array of secondary metabolites they harbor, which can be harnessed as potent reducing agents [16].
Ginger (Zingiber officinale Roscoe), a perennial herbaceous plant of the Zingiberaceae family, is distinguished by its robust tuberous rhizomes. Zingiber officinale Roscoe, commonly referred to as ginger, is a perennial plant characterized by its climbing growth pattern. Ginger extract is replete with a diverse array of natural compounds, each possessing distinct physiological effects. The specific chemical composition of ginger is contingent upon its geographical origin and the state of the rhizomes, whether they are fresh or dried. Ginger extracts have been identified to contain an extensive spectrum of more than 400 distinct chemical constituents [17], with ongoing discoveries of additional compounds. However, it is noteworthy that only a limited subset of these chemical constituents has been subjected to rigorous investigation concerning their potential pharmacological properties. Among the recognized chemical constituents present in ginger are lipids (fats), terpenes (aromatic compounds), carbohydrates (sugars), and phenolic compounds (naturally occurring plant compounds). From a chemical perspective, these constituents may be classified into two primary categories: those contributing to the flavor profile of ginger and those responsible for its pungent attributes. Numerous pungent compounds within ginger, including but not limited to gingerols, shogaols, zingerones, gingerdiols, gingerdione, and paradols, are well-documented for their diverse range of pharmacological effects [18], and these compounds have been the subject of extensive scientific inquiry. An emerging trend among individuals afflicted with chronic inflammatory conditions is the pursuit of relief from symptoms and the adoption of natural remedies for preventative purposes [19]. The orchestration of the inflammatory response, encompassing the initiation of inflammation, the recruitment and activation of immune cells, and the subsequent resolution of the inflammatory process, is intricately regulated through a complex interplay involving inflammatory cells and a diverse array of chemical mediators. Numerous scientific investigations have substantiated the effectiveness of various chemical compounds present in ginger in ameliorating symptoms associated with chronic
inflammatory ailments. These bioactive compounds exert their therapeutic actions primarily by inhibiting the production of prostaglandins via the cyclooxygenase (COX) and lipoxygenase (LOX) pathways [20]. The historical utilization of ginger infusions for the management of conditions such as rheumatism and arthritis has prompted extensive research into the anti-inflammatory mechanisms of the plant’s secondary metabolites. According to several researchers [21,22], the anti-inflammatory properties of 6-gingerol can be attributed to its capacity to diminish pro-inflammatory cytokine levels and impede antigen presentation by macrophages stimulated by lipopolysaccharides (LPS). Liang et al. [23] conducted a study demonstrating that shogaols and all gingerols exhibit a dose-dependent reduction in the production of nitric oxide (NO) in RAW 264.7 cells treated with LPS. Thus, the integration of ginger extract as a reducing agent in the synthesis of AgNPs serves a dual purpose of enhancing anti-inflammatory action and minimizing the overall material requirements for anti-inflammatory product development. Notwithstanding the feasibility of utilizing ginger for AgNPs synthesis, investigations exploring ginger extracts with elevated concentrations of phenolic and flavonoid constituents are currently lacking. This research gap arises from the recognition that the extraction of biologically active chemical constituents from the phenolic and flavonoid classes is of paramount importance in attaining exceptional properties as reducing agents [24]. Furthermore, the active compounds present in ginger, which exhibit significant phenolic and flavonoid content, hold promise for enhancing the inhibition of inflammation [25]. The utilization of computerbased studies can play a pivotal role in reducing errors inherent in experimental procedures and increasing the likelihood of successful outcomes, thereby circumventing the need for extensive trial and error. Consequently, an investigation into the efficacy of ginger’s main compounds in inhibiting inflammatory production, achieved through the use of molecular docking processes to impede the activity of the LOX enzyme, contributes to a deeper understanding of the effectiveness of ginger.
The primary objective of this research is to synthesize AgNPs through the implementation of environmentally friendly extraction methods involving variations in pH using ethyl acetate and ethanol, along with chemical synthesis techniques. The utilization of ginger root extract was applied as the reducing agent in the aforementioned procedure. Prior to utilizing ginger extract as a reducing agent, it is crucial to conduct a thorough assessment of the phenolic and flavonoid composition, as well as to ascertain the chemical constituents within the ginger extract through the application of Gas ChromatographyMass Spectrometry/Mass Spectrometry (GC-MS/MS)
analysis. Conducting a thorough examination is vital to acquire an intricate comprehension of the composition and concentration of the bioactive elements included in the ginger extract. The examination of the characteristics of the investigated compounds in relation to their capacity to hinder the LOX enzyme is of utmost importance. The utilization of sophisticated computational methodologies, such as molecular docking, can facilitate the attainment of this objective. This methodology provides a comprehensive analysis of the interaction between the chemicals present in ginger extract and the LOX enzyme, thereby offering valuable insights into their possible inhibitory effects on the formation of inflammation. Through the implementation of meticulous investigations, a thorough comprehension of the chemical makeup of ginger extract and its capacity as an inhibitor of inflammatory production can be attained. The acquisition of this knowledge enhances scientific comprehension within the discipline and enables the formulation of efficient approaches for harnessing ginger extract as a reducing agent, displaying potential applications across several fields. In addition, it is crucial to evaluate the antioxidant potential of the ginger extract in relation to the scavenging of 2,2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) and 2,2′-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) (ABTS) radicals. The synthesized AgNPs were subjected to meticulous characterization using dynamic light scattering (DLS), transmission electron microscopy (TEM), ultraviolet-visible spectroscopy (UV-Vis), and Fouriertransform infrared spectroscopy (FTIR). Additionally, comprehensive biocompatibility assessments encompassing cytotoxicity were performed using L929 cells to ensure the safety and viability of the AgNPs.

Materials and methods

Materials

In this research, materials were divided into three groups as follows: Group 1, which involved experiments related to chemical reactions, used the following equipment: silver nitrate ( ), 2,2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH), 2,2′-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid) diammonium salt (ABTS), potassium persulfate , Folin-Ciocalteu reagent, aluminium chloride , sodium carbonate , quercetin, gallic acid, and Trolox. These materials were purchased from Sigma-Aldrich (Missouri, USA). The rhizomes of Zingiber officinale were procured from Charoensuk Osod, an authorized traditional medicine dispensary situated in Nakhon Pathom, Thailand.
Group 2, which involved studies with cell lines and enzymes, used the following equipment: Dimethyl sulfoxide (DMSO), 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyl-2H-tetrazolium bromide (MTT), and
comprehensive cell culture materials were utilized to support these studies, in accordance with established laboratory protocols. These materials were purchased from Merck (Darmstadt, Germany). Lipoxygenase (LOX) enzyme and linoleic acid were obtained from Sigma-Aldrich (Missouri, USA).
Group 3, which involved studies and analysis through computer systems, utilized the following software programs: AutoDock 1.5.6, Python 3.8.2, MGLTools 1.5.4, Discovery Studio-2017, ArgusLab 4.0.1, and Avogadro. These software programs were used under the control of a computer system with the following specifications with processor: Intel Xeon-E5-2678v3 12C/24 T CPU @ , system memory: 32 GB RAM DDR4-2133 RECC, graphics processing: VGA GTX 1070 TI 8G, system type: 64-bit operating system, and operating System: Windows 10.

Collection of plant

The rhizomes of Zingiber officinale were procured from Charoensuk Osod, an authorized traditional medicine dispensary situated in Nakhon Pathom, Thailand. To ensure the authenticity of the plant material, a voucher specimen with the reference number TTM-c No. 1000704 was obtained and subsequently deposited at the Thai Traditional Medicine Herbarium, which is under the jurisdiction of the Department of Thai Traditional and Alternative Medicine in Bangkok, Thailand. The acquired dried rhizomes were finely powdered using a grinder. Subsequently, the resulting powder was carefully stored in a glass bottle at room temperature until it was ready for further utilization.

Plant extraction Water extraction

To perform the water extraction following previous research [26], a mixture of herbal powder weighing 400 g was combined with one liter of warm deionized water. The resulting herb solution was subjected to heating on a hot plate, maintaining a temperature of for a duration of 15 min . To compensate for the water absorption by the herb, an additional 1000 mL of hot water was introduced into the solution. Subsequently, the solution was boiled down until its volume reduced to approximately one-third of the initial amount. To eliminate any solid particles, the solution underwent filtration using Whatman No. 1 filter paper, after which it was stored at a temperature of . Freeze-drying of the frozen samples was conducted using an Eyela FDU-2100 freeze-dryer (Bohemia, New York, USA.)

The extraction of . officinale rhizomes by ethanol and ethyl acetate

Initially, 400 g of . officinale rhizomes underwent individual extraction using a mixture of ethanol and ethyl acetate. The pH of the extraction solution was adjusted to fall within the range of 5.0 to 7.0 by adding 1.0 M NaOH or HCl as needed. The extraction process employed the maceration technique and lasted for a period of three days. Subsequently, the resulting liquid was meticulously filtered through Whatman No. 1 filter paper, and the collected filtrate was then subjected to evaporation using a rotary evaporator (Heidolph Basic Hei-VAP ML, Schwabach, Germany), resulting in the formation of a highly viscous extract dissolved in cosolvent. To ensure optimal extraction efficiency, the maceration process was repeated two more times following the same protocol. The residual ethanol present in the herbal material was eliminated by subjecting it to further evaporation in a vacuum drying chamber (Binder VD 23, Tuttlingen, Germany). Evaporation continued until a consistent weight was attained, indicating the complete removal of all remaining cosolvent.

Preparation of ginger extract for yield analysis

The percentage yield of the aqueous extract was calculated according to Eq. (1). These procedures were repeated for powdered rhizomes of Z. officinale that were extracted using various aqueous and cosolvent solutions at different pH levels.
“W0” represents the weight of the dried ginger sample, “W1” indicates the weight of the container, and “W2” corresponds to the combined weight of the dried ginger extract and the container.

Quantity of phenolic compounds

The determination of total phenolic content was conducted using the Folin-Ciocalteu method, which was referenced in a previous study [27]. In brief, a concentration of for the ginger extracts was achieved by diluting a stock concentration with either distilled water or methanol. Subsequently, a mixture comprising of solution and of Folin-Ciocalteu reagent at a concentration of was added to individual wells of a 96-well plate. The plate was then incubated at room temperature for one hour. Following the incubation period, the absorbance of the resulting mixture was measured at 750 nm . A series of gallic acid solutions with concentrations ranging from 6.25 to were employed to generate a standard curve. The total
phenolic content was quantified in terms of gallic acid equivalents (GAE) expressed in milligrams per gram of the dried plant extract.

Quantity of flavonoid compounds

The quantification of total flavonoid concentration in the ginger extract was conducted employing a wellestablished protocol [28]. Concisely, the GA extract (at a concentration of ) or quercetin standard solutions (ranging from 6.25 to ) were combined
ABTS radical cation (ABTS ) was prepared by adding 2.45 mM potassium persulfate to a solution of 7 mM ABTS. To achieve a final absorbance of , methanol was employed to dilute the ABTS reagent. A combination of of extract or Trolox and 180 of the ABTS reagent was tested for 45 min incubation. The experiments were conducted on a minimum of three separate occasions. Utilizing Eq. (3), the extent of absorbance reduction at 734 nm was calculated as a percentage to determine the level of inhibition.
with of a solution in methanol and incubated at room temperature for 30 min . Subsequently, the absorbance of the resulting solution was measured at 415 nm against a blank. The obtained values were expressed as quercetin equivalents (QE) per gram of dried plant extract, serving as a measure of total flavonoid content.

2,2-Diphennyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) radical scavenging activity

In accordance with a standardized methodology [29, 30], the ginger extract was assessed for its capacity to scavenge free radicals. briefly, of the ginger extract or Trolox solution in ethanol was combined with of freshly prepared DPPH solution. The resulting mixture was vigorously shaken and allowed to incubate at room temperature, shielded from direct sunlight. After a 30 min incubation period, the absorbance of the solution was measured at 517 nm . This experimental procedure was performed in triplicate to ensure reliability. The quantification of results involved expressing the data as Trolox equivalents (TE) per gram of dry plant extract. The DPPH-scavenging activity was determined through the utilization of Eq. (2), enabling the calculation of the observed outcomes.
The , representing the concentration at which inhibition of activity occurs, was determined through the construction and analysis of a con-centration-response curve for ABTS .

GC-MS/MS analysis

Gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS/ MS) was employed as the analytical technique of choice to investigate the volatile and semi-volatile constituents inherent in ginger. The analysis was meticulously conducted utilizing an Agilent HP-5MS column ( phenyl methyl Silox, ) in conjunction with helium as the carrier gas. The analytical instrument employed for this investigation was the MS GC 7890 B, MSD 5977B, which was manufactured by Agilent Technologies, United States. The analysis was performed under meticulously controlled experimental settings, wherein certain parameters were set, including a flow rate of , a pressure of 7.6522 psi , an average velocity of , a holdup duration of 1.3719 min , and a post-run flow rate of . The sample was introduced into the system using a split mode, with an injection volume of . The oven’s temperature
The graph plot depicting the free radical scavenging activity was utilized to determine the value, denoting the concentration required to inhibit of the DPPH activity.

ABTS radical scavenging activity

The assessment of the extract’s ability to scavenge free radicals was conducted utilizing the ABTS decolorization test [31]. Following the mixture’s incubation in darkness for at room temperature, the
profile adhered to a carefully planned 69 min cycle, beginning at an initial temperature of . This temperature was sustained for a period of 5 min to establish thermal equilibrium. Following this, the temperature was gradually increased in a controlled manner at a rate of per min until it attained a final temperature of . At this final temperature, the system was held steady for a period of 10 min to allow for optimal separation and detection of the analytes of interest. To identify the chemicals present in ginger, the data obtained from the analysis was
compared against the chemical libraries available in the Agilent MassHunter Quantitative Analysis software (version B.09.00). A match with a score of or higher was considered acceptable for identifying the compounds [32].

The use of Zingiber officinale aqueous and cosolvent extracts in the production of silver nanoparticles

The experimental procedure began with the preparation of 2 mM aqueous silver nitrate solutions by dissolving 6.5 mg of silver nitrate in 19 mL of deionized water as described in the petty patent number 2303001991. The formation of silver nanoparticles (AgNPs) was evaluated through spectrophotometric measurements based on color change, serving as an indicative parameter. The synthesis of AgNPs followed established protocols with slight modifications as referenced. Subsequently, meticulous preparation of aqueous and organic ginger extracts with pH values of 5,6 , and 7 was maintained for synthesis. Each extract, comprising 1 mL , was gradually added to the previously prepared 2 mM silver nitrate solution ( 19 mL ) under ambient conditions, employing continuous stirring for a duration of 30 min . The resulting mixtures in the beaker were carefully adjusted to a pH of 8 using a pH meter and sodium hydroxide ( 0.1 M ) as the requisite reagent. Noteworthy, the silver nitrate solutions were subjected to a 30 min sonication process in a lightprotected environment to prevent any unintended photoactivation. The reduction of silver ions to AgNPs was initially identified by a discernible change in color, characterized by a shift to a yellowish or dark brownish shade.

Characterization

The characterization of the as-prepared silver nanoparticles (AgNPs) involved various analytical techniques [33]. UV-visible spectroscopy was performed using a Nanodrop 2000 spectrophotometer to study the absorbance properties of AgNPs in the wavelength range of 200-800 nm [34]. Dynamic light scattering (DLS) measurements were conducted at using a Zetasizer Nano ZS instrument (Malvern, UK) to determine the size and zeta potential of the AgNPs. In order to conduct a more comprehensive analysis of the dimensions and structure of the AgNPs, the utilization of transmission electron microscopy (TEM) was employed. The transmission electron microscopy (TEM) study was conducted utilizing a JEM-2010 microscope, which was operated at an acceleration voltage of 200 kilovolts (kV). This methodology facilitated the verification and comprehensive analysis of the dimensions and morphology of the silver nanoparticles (AgNPs). In order to confirm the existence of silver nanoparticles and evaluate their elemental composition, an Energy Dispersive X-ray (EDX) analysis was conducted. This methodology offers insights on the elemental makeup of the nanoparticles. Furthermore, an investigation using Fourier transform infrared spectroscopy
(FTIR) was performed on the freeze-dried powder derived from the AgNP solution. The analysis was conducted utilizing a Bruker Tensor 27 apparatus, utilising KBr pellets as the sample medium, and including a wavelength range spanning from 400 to . The utilization of FTIR analysis facilitated the comprehension of the chemical properties and functional groups that are present inside the AgNPs. The combination of these analytical techniques for the characterization of the AgNPs was achieved.

Cell culture of L929 fibroblasts

Murine L929 fibroblast cells were obtained from Japanese Collection of Research Bioresources Cell Bank (JCRB) and cultured in Dulbecco’s Modified Eagle Medium (Gibco, USA) supplemented with Fetal Bovine Serum (FBS, Gibco, USA) and of penicillin & of streptomycin (Gibco, USA) at a controlled temperature of with atmosphere. Upon reaching approximately confluence, the cells were subcultured using Trypsin-EDTA solution and subsequently utilized in the experimental procedures.

In vitro cytotoxicity

Chiang Mai University’s Institutional Biosafety Committee (IBC) granted authorization for the utilization of an L929 cell line (clearing number: CMUIBC01-66/01) prior to initiating the research. The cytotoxicity of GE-AgNPs against L929 fibroblast cells was assessed employing the MTT assay [35-37]. L929 fibroblast cells were seeded onto a cell culture plate and incubated under standard conditions at with for a period of 24 h . Subsequently, the cells were treated with varying concentrations of GEAgNPs (6.25, , and ). Simultaneously, the ginger extract was prepared at concentrations ranging from ( , and ), along with the corresponding control (untreated), and the cells were incubated for an additional 24 h . Following rinsing of the cells with phosphate-buffered saline (PBS), they were exposed to MTT solution ( ) for 3 h . The resulting insoluble formazan crystals were subsequently dissolved in of dimethyl sulfoxide (DMSO) solution. The absorbance of each sample was analyzed spectrophotometrically at 570 nm using a microplate reader (TECAN, Infinite 200 Pro M Plex, Switzerland).

Molecular docking to evaluate the inhibition of LOX

The molecular docking employed was carried out following the procedures outlined in the previous research [38-41], summarized as follows: Avogadro, a sophisticated 3D visualization and modeling software, was crucial for designing and optimizing product structures in this study. The crystal structures of lipoxygenase (LOX) were obtained from the respected Protein Data Bank (PDB:
7LAF; https://www.rcsb.org/). The protein structures were prepared by removing inhibitor ligands and water, followed by adding polar hydrogen atoms for completeness. Molecular docking analysis was performed to evaluate LOX inhibition. Target enzymes were placed in grid boxes with a Å interval to optimize binding site interactions. The grid box dimensions were , centered at , encompassing the coverage of all pocket binding positions. The molecular docking analysis utilized advanced software, including AutoDock [42], Autodock Vina [43] and Arguslab [44], known for accurate ligand-protein interaction predictions. Visualization tools like Biovia Discovery Studio Visualizer were employed to gain insight into ligand-receptor interactions and identify potential LOX inhibitors.

In-vitro lipoxygenase inhibitory activity

The samples were evaluated for their lipoxygenase (LOX) inhibitory potential using LOX as the enzyme and linoleic acid as the substrate. The samples were diluted in DMSO to a final concentration of 10 and and mixed with of LOX enzyme in 0.2 M borate buffer ( pH 9.0 ) [45, 46]. The reaction was initiated by adding 1 mL of linoleic acid ( ) in 0.2 M borate buffer, pH 9.0 . The absorbance of the reaction was then measured at 234 nm after 5 min using a microplate reader (TECAN, Infinite 200 Pro M Plex, Männedorf, Switzerland) [45]. The control was conducted using only DMSO solvent. Gallic acid ( 10 and ) was used as the reference active compounds. The percentage of LOX inhibitory activity was calculated using the following Eq. 4.
Table 1 The yield percentage of Zingiber officanale extracts from water and mixing solvents between ethanol and Ethyl acetate in different pH
Extraction Yield
Water
pH 5 (ethanol + Ethyl acetate)
pH 6 (ethanol + Ethyl acetate)
pH 7 (ethanol + Ethyl acetate)
at various pH levels. The use of hot water consistently resulted in significantly higher extraction yields of ginger. The total concentration of phenolic compounds exhibited substantial variations among the ginger extracts obtained through different extraction techniques. Specifically, the ginger extract obtained by ethanol extraction at pH 6 displayed the highest levels of total phenolics ( GAE/g extract) and total flavonoids ( QE/g extract) compared to the other extraction conditions (Table 2). Notably, the ginger extract with elevated concentrations of total flavonoids corresponded to a greater abundance of total phenolic components. Conversely, the total phenolic and flavonoid content in the ginger extract experienced a decline during hot water extraction (Table 2). This observation suggests that the hot water extraction method may contribute to the degradation of phenolic compounds in ginger. Consistent with this, Singh and Saldaa [47] have found that elevated temperatures significantly reduce

Statistical analysis

A one-way analysis of variance (ANOVA) was performed to examine the statistical significance of the data. To determine significant differences between groups, a post hoc Tukey’s Honestly Significant Difference (HSD) test was applied. A significance level ( ) of 0.05 was chosen, indicating that differences with a -value below this threshold were considered statistically significant. All data are presented as mean standard deviation (SD) and were analyzed using SPSS version 20.0 statistical software.

Results and discussion

The analysis of ginger extract

Table 1 illustrates a notable disparity in the extraction yields of ginger rhizome extracts between hot water extraction and ethanol: ethyl acetate extraction
the extraction of phenolic chemicals from plant materials. Thus, for the optimal extraction of phenolics and flavonoids from the ginger extract, it is recommended to employ ethanol: ethyl acetate extraction at a pH of 6 . The several research studies [48, 49] corroborate the notion that ethanol or ethyl acetate can effectively be utilized for the extraction of bioactive compounds, including phenolics and flavonoids.

Antioxidant activity

Throughout history, aromatic and medicinal botanicals have been extensively utilized for their therapeutic properties, owing primarily to the presence of bioactive compounds within them [50]. The investigation of secondary metabolites derived from these plants gained considerable prominence and became a central focus of scientific research subsequent to the advent of spectroscopy
Table 2 The quantity of phenolic and flavonoid compounds of ginger extract by water and mixing solvents between ethanol and Ethyl acetate in different pH
Parameters Amount
Water pH 5 pH 6 pH 7
Total phenolic (mg GAE/g)
Total flavonoid (mg QE/g)
DPPH (mg TE/g)
DPPH (%/mg)
IC of DPPH ( )
ABTS (mg TE/g)
ABTS (%/mg)
IC of ABTS ( )
during the nineteenth century [51]. Consequently, the synthesis of nanoparticles utilizing these plant sources has garnered significant attention, offering a wide range of biological functionalities [50]. The assessment of GEAgNPs’ scavenging activity against free radicals was
conducted through the utilization of the 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl (DPPH) assay, as represented in Fig. 1. The results obtained from the evaluation of radical scavenging capacity employing the 2,2′-azino-bis(3-ethylben-zothiazoline-6-sulfonic acid) diammonium salt (ABTS+)
Fig. 1 A DPPH radical scavenging activity of ginger extracts, B DPPH radical scavenging activity of GE-AgNPs, C ABTS radical scavenging activity of ginger extracts, D ABTS radical scavenging activity of GE-AgNPs. Standard deviations, calculated from triplicate determinations of each concentration, are represented by the bars. Trolox (yellow) and ascorbic acid (purple) served as references, while red, orange, blue, and green bars corresponded to of ethyl acetate: ethanol cosolvents, and water extract, respectively
assay are presented in Fig. 1. The findings presented in Table 3 demonstrate that all variations of GE-AgNPs exhibited substantially higher activity compared to the extract in the DPPH and ABTS + experiments. Nevertheless, it is imperative to observe that the extract demonstrated comparatively diminished efficacy in its entirety in contrast to Trolox. Singularly, among the studied GE-AgNPs, the one facilitating the synthesis of ginger extract under pH 6 conditions manifested superior proficiency in free radical inhibition relative to Trolox utilization. This particular GE-AgNPs ( pH 6 ) evinced an value of for ABTS+, as delineated in Table 3. The results differ from the GE-AgNPs synthesized with water-based ginger extract. It was found that this resulted in an increased production of free radicals. Therefore, using ginger extract with a pH of 6 for GE-AgNPs synthesis is likely the most suitable for antioxidant purposes.
When comparing GE-AgNPs, it has been observed that those synthesized through ethanol and ethyl acetate extraction exhibit superior antioxidant properties compared to those synthesized through water extraction. This discrepancy can be attributed to the presence of crucial compounds, namely 6 -shogaol, 6 -isoshogaol, 8 -shogaol, and 1-(4-hydroxy-3-methoxyphenyl)tetradec-4-en3 -one, which were identified and quantified through GC-MS/MS and PASS analysis in the ethanol extract. These compounds exhibit notable efficacy in inhibiting free radicals. Notably, the ethanol and ethyl acetate extract showcases a substantially higher proportion of these compounds, reaching up to as shown in Table S3-S17. Conversely, the water extract of ginger contains solely 6-shogaol, albeit at a lower proportion of as shown in Table S3-S17.
Based on the data presented in Table 3, it was found that ginger extract at pH 6 among all pH yielded the best
Table 3 Assessment of the radical scavenging potential of ginger extract was conducted using DPPH and ABTS assays, employing both aqueous and solvent mixtures consisting of ethanol and ethyl acetate in a ratio at various pH levels. The results were juxtaposed with the antioxidant standards, Ascorbic acid and Trolox
Compounds DPPH ( ) SD ABTS ( ) SD
Ascorbic
Trolox
GE ( pH 5 )
GE-AgNPs (pH5)
GE ( pH 6 )
GE-AgNPs (pH6)
GE ( pH 7 )
GE-AgNPs (pH7)
results in combating free radicals, resulting in the highest antioxidant activity when used for synthesizing silver nanoparticles. The utilization of these nanoparticles holds promising potential in the fields of pharmaceuticals and food industries. It is worth noting that this study represents the first documented instance of synthesizing silver nanoparticles (AgNPs) using a pH 6 ethanol:ethyl acetate cosolvent, which incorporates ginger extract as a crucial component.

GC-MS/MS analysis

The analysis was performed on ginger extracts obtained through the utilization of a ethanol and ethyl acetate mixture, as well as water. A total of 64 compounds (Table S1) were obtained from the cosolvent, while 8 compounds (Table S2) were obtained from water, all with match scores over . Figures S1 and S2 present the gas chromatography-mass spectrometry (GC-MS) chromatograms illustrating the composition of the ginger rhizome extract obtained using water and cosolvent, respectively. The comprehensive analysis of the cosolvent extracts led to the isolation and identification of 237 distinct phytocompounds with known chemical structures. In comparison, the aqueous extract yielded 67 compounds, also subjected to isolation and identification.
A total of fourteen chemicals were successfully extracted using a cosolvent, possessing a match score of 90 or higher and concentrations exceeding . To identify these substances, mass spectrometry combined with gas chromatography (GC) was employed. The mass spectra information of these chemicals was meticulously compiled by cross-referencing them with entries in the Agilent MassHunter Quantitative Analysis spectrum database. Through this analysis, the primary compound was identified by its distinctive fragmentation pattern at a retention time of 41.3354 , unequivocally characterized as 6-gingerol. Furthermore, the compound exhibiting the second highest concentration, detected at a retention time of 39.7255 , was conclusively determined to be 6 -shogaol. Zingiberene, a notable compound, was detected at a retention time of 23.7917. Another compound, specifically 4-(3-hydroxy-2-methoxyphenyl) butan-2-one, exhibited a retention time of 27.3058. The remaining chemicals in this comprehensive analysis encompass 1-(4-hydroxy-3-methoxyphenyl)tetradec-4-en-3-one, 8-shogaol, diacetoxy-6-gingerdiol, 6-isoshogaol, clionasterol, (S)-8-gingerol, 3-decanone, and 1-(4-hydroxy-3-methoxyphenyl).
In contrast, the aqueous extract of ginger revealed 67 components. Table S3 has been firmly established that water extraction can successfully yield 8 compounds, meeting the stringent criteria of a match score exceeding and a concentration surpassing . The primary
constituents identified in the aqueous ginger extract were found to be 5-hydroxy-1-(4-hydroxy-3-methoxyphenyl) decan-3-one as known as 6-gingerol (27.69%), exemplifying their prominence and significance in the composition of the extract.

Silver nanoparticle characterization UV-visible (vis) spectroscopy

The addition of ginger plant extract to beakers containing an aqueous solution of silver nitrate leads to a rapid color change from yellow to reddish brown within the reaction time (Fig. 2A). This color transition occurs due to the excited surface plasmon vibrations in silver nanoparticles. When 1 mL of ginger extracts with varying pH values ( with cosolvent 50:50 ethanol:ethyl acetate) is added in a concentration of 19 mL silver nitrate ( 2 mM ), the color of the solution shifts from a pale light shade to yellowish brown, and eventually to colloidal brown. This change in color signifies the formation of silver nanoparticles within the aqueous silver nitrate solution. The analysis of the silver nanoparticles generated using 2 mM of silver nitrate and different pH levels of the ginger extract (ranging from pH 5 to 7) reveals the presence of a plasmon resonance band in the wavelength range of 400500 nm [52].
Figure 2B illustrates that the wavelength of the ginger extract reaches its maximum value at 457 nm when the pH of the ginger extract is prepared to 6 . The absorbance values exhibit slight shifts in other pHs , indicating changes in particle size [53]. Furthermore, the experimental findings establish that the absorption of light in the wavelength range of 400 to 500 nm is most pronounced at pH 6 . This phenomenon can be attributed to the elevated concentration of phenolic components [54] and flavonoids present in the ginger extract at pH 6 . As a result, ginger extracts prepared using ethanol and ethyl
acetate at pH 6 hold significant value as reducing agents in the synthesis of GE-AgNPs.

Size and charge

The average size, distribution, and propensity for aggregation of silver nanoparticles (AgNPs) were assessed using dynamic light scattering (DLS) in this study. The different pH values of the ethyl acetate:ethanol cosolvent or water, extracting ginger as the reducing agent, are performed. A comparative analysis of particle sizes indicated that AgNPs derived from the aqueous extract of ginger exhibited the smallest dimensions, whereas those dispersed in the cosolvent at pH 6 displayed the largest sizes, suggesting a potential inclination towards aggregation. The stability of nanoparticles is intricately linked to the pH value of the ginger extract. Figure 3 visually demonstrates the relationship between particle size and the acquisition of a negative charge, with smaller particles approaching a state of neutrality. Consequently, under pH 6 conditions, the particles manifest the most pronounced negative zeta potential value at -27.47 mV , ostensibly implying heightened stability and diminished proclivity toward aggregation compared to pH 5 and 7. Paradoxically, the observed particle size contradicts the anticipated trend based on the zeta potential, as the particles attain their maximum size at pH 6 . Several potential explanations could account for this phenomenon [55-57]: 1) ionization of ginger extract components: the alteration of ionization states in specific phytochemicals present in the ginger extract around pH 6 may contribute to enhanced stabilization of silver ion reduction and the growth of larger particles. Alternatively, these changes may foster conditions conducive to aggregation, notwithstanding the higher zeta potential. 2) optimal reduction Environment: the reducing agents inherent in the ginger extract might exhibit maximum efficacy at pH 6 , resulting in the swift formation of larger silver nanoparticles
Fig. 2 A Vials containing silver nitrate with colorless and AgNPs synthesized from ginger extract with water and various pH cosolvents. B UV-visible range spectra of the synthesized AgNPs using ginger extract in water and a 50:50 ethanol and ethyl acetate cosolvent at different pH levels
Fig. 3 particle size histogram of silver nanoparticles with reducing agents of aqueous ginger extract ( ), cosolvent ginger extract in 6 (A3), pH 7 (A4) and surface charge distribution with reducing agents of aqueous ginger extract (B1), cosolvent ginger extract in pH 5 (B2), pH 6 (B3), pH 7 (B4)
compared to conditions at pH 5 or pH 7.3 ) kinetics of particle growth: the conditions at pH 6 may preferentially facilitate a specific kinetic pathway for nanoparticle formation, enabling the particles to attain a larger size before stabilization occurs.

Transmission electron microscopy (TEM) and energy-dispersive X-ray spectroscopy (EDS)

Transmission electron microscopy (TEM) was employed to investigate the characteristics of the synthesized silver nanoparticles (AgNPs), including their size and morphology. The analysis involved the utilization of ginger
extract in both water and cosolvent systems. The TEM examination unveiled that the AgNPs produced under these conditions displayed a predominantly spherical shape. The average size of the AgNPs s was determined to range between 28 and 105 nm , as evidenced by the TEM images (Fig. 4A).
In order to investigate the elemental distribution within the ginger extracts employed for the synthesis of silver nanoparticles (AgNPs), energy-dispersive X-ray spectroscopy (EDS) can be utilized. The EDS profile, depicted in Fig. 4B, provides insights into the elemental composition of ginger-capped AgNPs. The elements represented in Fig. 4B include Carbon, Oxygen, Silicon, and Silver. The
Fig. 4 Transmission electron microscopy (TEM) of silver nanoparticles with reducing agents of aqueous ginger extract (A1), cosolvent ginger extract in and EDS spectrum with reducing agents of aqueous ginger extract (B1), cosolvent ginger extract in pH 5 (B2), pH 6 (B3), pH 7 (B4)
presence of Silicon can be attributed to the underlying silicon base, as evident from the Si peak observed. Considering that ginger plants are utilized in the nanoparticle production process; the presence of carbon and oxygen is expected in the final product. The coexistence of oxygen peaks, along with the signals corresponding to silver, implies the protection of AgNPs through phenolate ion bonding. The robust signal of Ag atoms in the EDS profile serves as evidence of their crystalline nature. Furthermore, it is worth noting that the absorption of metallic silver nanocrystallites typically occurs around 3 keV , as supported by the optical absorption peak [58].

Fourier transform infrared spectroscopy (FTIR)

The biomolecules responsible for the efficient reduction, capping, and encapsulation of silver nanoparticles (AgNPs) were identified through Fourier transform infrared spectroscopy (FTIR). Similar peaks were observed in the FTIR spectra of both silver nitrate and AgNPs, albeit at slightly different wavelengths. This discovery provides compelling evidence for the presence of ginger extract as a natural component within the synthesized AgNPs. Additionally, the intricacy observed in the fingerprint region of the spectra indicates the presence of components originating from silver nitrate. Figure 5 illustrates representative FTIR spectra of both silver nitrate (used as a reference) and silver nanoparticles, with the assignment of IR bands based on relevant literature sources [59, 60]. Absorption peaks were observed in the FTIR spectra of the synthesized AgNPs at wavenumbers of 3421, 2927, 1632, 1385, 1076, and (Fig. 5). Particularly noteworthy is the identification of amide groups as the source of the bands observed at and within the range of 1,700 to in the AgNPs spectra. These findings strongly suggest an interaction between the silver
nanoparticles and the predominant proteinaceous phytoconstituents present in ginger. Peaking at , the stretching of bonds in silver nitrate was observed in the higher wavenumber range (corresponding to lower frequencies). Following the synthesis of AgNPs, absorption peaks at and , corresponding to the stretching bands of OH contributed by alcohols [61] and CN stretching vibration of the amine [62], respectively, originating from oligosaccharide residues in the plant extract, exhibited narrower profiles and migrated towards higher wavenumber regions. The peak at was attributed to the antisymmetric stretching of groups, which are abundantly found in lipids. Of significant relevance, the occurrence of the bending ( ) peak at , representing the amide I vibration, was observed. Notably, the structure of proteins was modified by the interaction with the silver nanoparticles, as evidenced by the sharpening and shifting of this peak to a wavenumber of . Therefore, these findings provide compelling evidence that proteins effectively encapsulated the silver nanoparticles derived from ginger extract, potentially facilitated by free amine groups or cysteine residues [63]. Furthermore, the identified wavenumbers revealed the presence of various functional groups within the silver nanoparticles synthesized using ginger extract, including alkyne, alkene, phenol, ether, and alkane. Remarkably, plants rich in alkaloids and polyphenolic compounds possess an extraordinary capacity to significantly reduce silver ions, resulting in the formation of silver nanoparticles, while also acting as highly effective stabilizing agents [64]. Moreover, The FTIR analysis of the ginger extract manifested spectral peaks at the wavenumbers 3287 , 2924, 1634, 1513, 1076, and as mentioned in previous investigation [65]. Notably, these peaks exhibited slight
Fig. 5 Fourier transform infrared spectra of silver nitrate (blue) and silver nanoparticles from ginger (red)
shifts upon application in the synthesis of silver nanoparticles, a phenomenon discussed in prior study [66].

In vitro cytotoxicity

The viability of L929 cells was assessed using the MTT assay, in strict accordance with ISO 10993 guidelines, which dictate a minimum cell viability threshold of [67]. Figure 6C illustrates that aqueous ginger extract does not induce cytotoxicity in fibroblast cells, even at concentrations as high as . Nevertheless, noteworthy alterations in cellular morphology, characterized by a rounded form, are discernible, as depicted in Fig. 6A. Conversely, the application of a cosolvent-assisted ginger extraction method exerts negligible influence on the cytotoxic response of fibroblast cells, even when exposed to the maximal concentration of . Notably, cellular morphology maintains its customary characteristics when contrasted against the control as evidenced in Fig. S3. Upon the synthesis of AgNPs by the aforementioned ginger extracts, a discernable escalation in cytotoxicity towards fibroblast cells is ascertained. Figure 6D illustrates the outcomes of this evaluation, revealing that
AgNPs obtained from ginger extract in water demonstrated superior biocompatibility, with cell viability consistently exceeding at concentrations below mL . In contrast, AgNPs synthesized with cosolvents ( 50 ethyl acetate: 50 ethanol) exhibited marginally heightened cytotoxicity. Furthermore, the biocompatibility of AgNPs was influenced by the pH of the cosolvent preparation, with AgNPs synthesized at pH 5 being safe at a concentration of , while those prepared at pH 7 and pH 6 were safe at concentrations of and , respectively. The concurrence of these findings with the maximum silver concentration detected via EDS analysis, as depicted in Fig. 4. In all instances, the cellular morphology of L929 cells subjected to assessment with GE-AgNPs utilizing a cosolvent, at a concentration of , remained devoid of conspicuous alterations, as evidenced by the findings presented in Fig. 6B, relative to the control group. These observations serve to underscore the safety profile of GE-AgNPs across various pH levels of cosolvent extraction, provided they are judiciously dimensioned as elucidated earlier.
Fig. 6 The morphology of L929 cell line: A co-cultured with ginger extracts and (B) silver nanoparticles. Cell viability of L929 Cells: C co-cultured with ginger extracts and (D) silver nanoparticles. Incubated for 24 h with aqueous ginger extract (red), cosolvent ginger extract at pH 5 (green), pH 6 (blue), pH 7 (orange), compared with untreated (Control) and toxic control (Triton-X-100). Scale bar:

Molecular docking

The process of molecular docking was executed on the lipoxygenase enzyme employing the evaluated ginger extracts. To achieve this aim, the three-dimensional structure of lipoxygenase (PDB ID: 7LAF) was employed as a reference. The docking scores for the various poses were assessed, only retaining those with a total energy lower than , and in ArgusLab, Vina, and Autodock, respectively, as depicted in Table 4. The comprehensive set of docking scores, encompassing the standard ligand (nordihydroguaiaretic acid), and those compounds extracted from ginger, is available in Table 4. In the context of the lipoxygenase molecular docking, Clionasterol exhibited the most favorable docking score, resulting in an overall calculated binding energy of . A comparative analysis revealed that the ligand nordihydroguaiaretic acid exhibited a lower docking score than the other compounds, with a total energy of . Figure 7 elucidates the primary interactions between clionasterol and the specific amino acid residues within the binding site of lipoxygenase. While clionasterol exhibits a diminished binding energy in comparison to the standard ligand, it is noteworthy that the frequency of hydrogen bond occurrences is notably reduced. This observation suggests a diminished binding stability of the compound, rendering clionasterol more susceptible to dissociation as contrasted with the standard ligand. In this context, it becomes apparent that the molecular structure of 6-gingerol facilitates the formation of hydrogen bonds at two distinct ligand positions: one engaging ASP with
a spatial separation of Å and Å, and another involving a Pi-Sigma interaction with the amino acid LEU. Conversely, the standard ligand establishes hydrogen bonds at two specific positions, entailing distances of Å and Å with the amino acid THR and ASN, along with a singular Pi-Sigma interaction with the amino acid ILE. As a result, it becomes evident that 6-gingerol manifests a more robust binding affinity towards LOX [68] relative to the standard ligand. This finding aligns cohesively with the discerned outcomes of the StructureActivity Relationship (SAR) analysis as shown in Table S3, wherein alpha-zingiberene, sesquiphellandrene, and betabisabolene, by virtue of unfavorable bonding interactions, do not demonstrate appreciable binding with the LOX protein. Furthermore, the investigation also reveals that compounds such as butan-2-one, 4-(3-hydroxy-2-methoxy-phenyl)-, alpha-curcumene, diacetoxy-6-gingerdiol, 6-isoshogaol, 8-shogaol, and 1-(4-hydroxy-3-methoxyphenyl) tetradec-4-en-3-one are capable of inhibiting LOX activity through a mechanism without unfavorable bonding. The diverse nature of these prominent compounds contributes substantively to the augmentation of LOX inhibition efficiency. Therefore, the synthesis of silver nanoparticles using ginger extract is crucial in enabling the aforementioned particles to inhibit inflammation through the LOX mechanism.

In-vitro lipoxygenase inhibitory activity

The findings of anti-inflammatory efficacy experiments revealed notable differences when comparing the effects of water extract ginger, co-solvent extract ginger (ethyl
Table 4 Molecular docking data of positive control as nordihydroguaiaretic acid, and ginger compounds against lipoxygenase
Compounds Contents (%) Binding affinity ( ) of ligands to LOX
Water Cosolvent Arguslab Vina Autodock
Nordihydroguaiaretic acid -11.5195 -8.0 -5.12
6-gingerol 27.69 9.83 -11.1077 -6.4 -4.11
6-shogaol 11.56 9.11 -12.2919 -6.3 -4.51
Butan-2-one, 4-(3-hydroxy-2-methoxyphenyl)- 9.26 4.43 -9.0293 -6.2 -4.08
Alpha-zingiberene 6.29 7.35 -12.0969 -7.9 -5.83
Alpha-curcumene 6.26 3.57 -13.141 -7.6 -5.45
Sesquiphellandrene 3.73 4.22 -12.1881 -6.7 -5.98
Beta-bisabolene 3.60 4.24 -12.8127 -7.7 -5.56
Diacetoxy-6-gingerdiol 1.92 2.05 -10.2678 -7.0 -2.97
6-isoshogaol 0.93 9.11 12.7547 -6.8 -5.46
3-decanone,1-(4-hydroxy-3-methoxyphenyl)- 0.63 1.11 -11.7984 -6.1 -4.68
8-shogaol 1.35 2.57 -12.7358 -7.0 -5.33
(S)-8-gingerol 1.28 1.31 -12.2436 -6.5 -4.25
1-(4-hydroxy-3-methoxyphenyl)tetradec-4-en-3-one 1.08 2.87 -11.2954 -6.9 -4.95
Clionasterol 0.83 1.37 -14.1923 -8.9 -8.61
Fig. 7 Molecular docking conformation of (A) positive control as nordihydroguaiaretic acid, and ginger extracts containing (B) 6-gingerol, (C) 6-shogaol, (D) butan-2-one, 4-(3-hydroxy-2-methoxyphenyl)-, (E) Alpha-curcumene, (F) diacetoxy-6-gingerdiol, (G) 6-isoshogaol, (H) 3-decanone,1-(4-hydroxy-3-met hoxyphenyl)-, (I) 8-shogaol, (J) (S)-8-gingerol, (K) 1-(4-hydroxy-3-methoxyphenyl)tetradec-4-en-3-one, and (L) clionasterol at active site of LOX
acetate: ethanol), and silver nanoparticles synthesized using these extracts, with a particular emphasis on their performance at higher concentrations. Notably, all investigated substances exhibited enhanced anti-inflammatory properties in inhibiting lipoxygenase (LOX) activity at elevated concentrations. Specifically, silver nanoparticles synthesized from water extract ginger exhibited remarkable LOX inhibitory effects at concentrations of 10 and , resulting in inhibitory percentages of and , respectively. In contrast, water extract ginger, when applied at equivalent concentrations, displayed lower LOX inhibitory activities, with inhibitory percentages of and , respectively, as indicated in Fig. 8. Similarly, silver nanoparticles synthesized from co-solvent extract ginger at concentrations of 10 and consistently demonstrated substantial LOX inhibition, yielding inhibitory percentages of and , respectively. In contrast, co-solvent extract ginger, under the same concentration conditions, exhibited lower LOX inhibitory activities, resulting in inhibitory percentages of and , respectively. Notably, all tested samples outperformed gallic acid, employed as the positive control, in terms of LOX inhibition across the entire concentration range. These results provide compelling evidence that silver nanoparticles synthesized from water extract ginger and co-solvent extract ginger possess superior LOX inhibitory properties compared to direct ginger extract.

Conclusion

The synthesis of AgNPs was conducted utilizing a conventional chemical method, with the utilization of Zingiber officinale extract as a reducing agent. The AgNPs underwent a thorough analysis that encompassed several physical, structural, and morphological properties. These properties included size, shape, and dispersity, which were evaluated using techniques such as UV-Vis spectroscopy, Zeta potential measurements, Fourier-transform infrared spectroscopy (FTIR), transmission electron microscopy (TEM), energy-dispersive X-ray spectroscopy (EDS) examinations. The GE-AgNPs exhibited significant antioxidant properties, as indicated by the results of radical scavenging experiments. The ginger extracts obtained by the use of ethyl acetate and ethanol, with a pH of 6 and a concentration of , shown significantly improved ability to scavenge free radicals when compared to well-known antioxidants as Trolox and Ascorbic acid. Significantly, the ginger extracts demonstrated anti-inflammatory properties that can be linked to the suppression of lipoxygenase (LOX) activity. The study demonstrated that silver nanoparticles synthesized from water extract ginger and co-solvent extract ginger exhibit significantly enhanced lipoxygenase (LOX) inhibitory properties, especially at higher concentrations, outperforming direct ginger extract and the positive control, gallic acid. These findings suggest the potential therapeutic value of these nanoparticles for managing inflammation.
Fig. 8 linoleic acid was employed as the substrate to investigate the potential inhibition of lipoxygenase (LOX) activity. Gallic acid (GA), utilized as a positive control, alongside silver nanoparticles synthesized from ginger extracted using co-solvent represented by AgNPs(Co), silver nanoparticles synthesized from ginger extracted using water depicted by AgNPs(W), ginger extracted using water (W), and ginger extracted using co-solvent (Co) were tested at concentrations of (red bars) and (green bars). Notably, all tested compounds exhibited inhibitory effects on the enzyme activity. Error bars in the graph signify the standard deviation from the mean, and each bar represents the average result derived from three independent experimental trials
In addition, the biocompatibility of GE-AgNPs was found to be up to . Furthermore, experimental confirmation through molecular docking [69] revealed that 6-gingerol exhibited a stronger binding affinity towards LOX. This aligns with the Structure-Activity Relationship analysis, emphasizing its potential to enhance LOX inhibition efficiency. This underscores the importance of synthesizing silver nanoparticles using ginger extract for inhibiting inflammation through the LOX mechanism. The combined results of this study highlight the significant bioactive, biocompatible, and antiinflammatory properties of GE-AgNPs, suggesting their potential use as a valuable addition to cosmetic products, with the recommended concentration being to maintain their free radical scavenging, anti-inflammatory, and safety properties.

Supplementary Information

The online version contains supplementary material available at https://doi. org/10.1186/s12906-024-04381-w.
Additional file 1: Supplementary Table 1. Gas chromatography-tandem mass spectrometry (GC-MS/MS) of Zingiber officinale extracted with 50% ethanol and 50% ethyl acetate mixture. Supplementary Table 2. Gas chromatography-tandem mass spectrometry (GC-MS/MS) of Zingiber officinale extracted with water. Supplementary Table 3. Active compounds and bioactivities of Zingiber officinale extracted with water (GW) and cosolvent between 50% ethanol and 50% ethyl acetate mixture (GE). Supplementary Table 4. PASS analysis of 6-gingerol. Supplementary Table 5. PASS analysis of 6-shogaol. Supplementary Table 6. PASS analysis of Zingiberine. Supplementary Table 7. PASS analysis of butan-2-one, 4-(3-hydroxy-2-methoxyphenyl). Supplementary Table 8. PASS analysis of beta-bisabolene. Supplementary Table 9. PASS analysis of sesquiphellandrene. Supplementary Table 10. PASS analysis of alpha-curcumene. Supplementary Table 11. PASS analysis of 1-(4-hydroxy-3-methoxy-phenyl)tetradec-4-en-3-one. Supplementary Table 12. PASS analysis of 8-shogaol. Supplementary Table 13. PASS analysis of diacetoxy-6-gingerdiol. Supplementary Table 14. PASS analysis of 6-isoshogaol. Supplementary Table 15. PASS analysis of clionasterol. Supplementary Table 16. PASS analysis of (S)-8-gingerol. Supplementary Table 17. PASS analysis of 3-decanone,1-(4-hydroxy-3-methoxyphenyl).
Additional file 2: Figure S1. GC-MS/MS chromatogram graph of water extract of Zingiber officinale.
Additional file 3: Figure S2. GC-MS/MS chromatogram graph of 50% ethanol and 50% ethyl acetate mixture of Zingiber officinale.
Additional file 4: Figure S3. Cytotoxicity of L929 cells exposed to (A) complete medium (negative control) and (B) Triton-X-100 (positive control). Scale bar: .

Acknowledgements

The authors express their gratitude to the Research Excellence Center for Innovation and Health Products (RECIHP) at Walailak University, Nakhon Si Thammarat 80160, Thailand and Biomedical Engineering and Innovation Research Center, Chiang Mai University, Chiang Mai, 50200, Thailand.

Authors’ contributions

T.O. and K.E. prepared a study design, wrote manuscript, and supervised the overall manuscript work. P.K. and C.M. reviewed manuscript and supervised the overall manuscript work. The author(s) read and approved the final manuscript.

Funding

Not applicable.

Availability of data and materials

The data that support the findings of this study are available in supplementary file.

Declarations

Not applicable.
Not applicable.

Competing interests

The authors declare no competing interests.

Author details

Department of Applied Thai Traditional Medicine, School of Medicine, Walailak University, Nakhon Si Thammarat 80160, Thailand. Biomedical Engineering Institute, Chiang Mai University, Chiang Mai 50200, Thailand. Biomedical Engineering and Innovation Research Center, Chiang Mai University, Chiang Mai 50200, Thailand. Research Excellence Center for Innovation and Health Products (RECIHP), Walailak University, Nakhon Si Thammarat 80160, Thailand.
Received: 16 October 2023 Accepted: 29 January 2024
Published online: 13 February 2024

References

  1. Hernández-Díaz JA, Garza-García JJO, Zamudio-Ojeda A, León-Morales JM, López-Velázquez JC, García-Morales S. Plant-mediated synthesis of nanoparticles and their antimicrobial activity against phytopathogens. J Sci Food Agric. 2021;101(4):1270-87.
  2. Thipe VC, Karikachery AR, Çakılkaya P, Farooq U, Genedy HH, Kaeokhamloed N, Phan D-H, Rezwan R, Tezcan G, Roger E, et al. Green nanotech-nology-An innovative pathway towards biocompatible and medically relevant gold nanoparticles. J Drug Delivery Sci Technol. 2022;70:103256.
  3. Mohammadinejad R, Karimi S, Iravani S, Varma RS. Plant-derived nanostructures: types and applications. J Green Chemistry. 2016;18(1):20-52.
  4. Zhang M, Hu W, Cai C, Wu Y, Li J, Dong S. Advanced application of stimuliresponsive drug delivery system for inflammatory arthritis treatment. Materials Today Bio. 2022;14:100223.
  5. Ziegler D. Painful diabetic neuropathy: treatment and future aspects. Diabetes Metab Res Rev. 2008;24(S1):S52-7.
  6. Harris J-D. Management of expected and unexpected opioid-related side effects. Clin J Pain. 2008;24:58-13.
  7. Beg S, Swain S, Hasan H, Barkat MA, Hussain MS. Systematic review of herbals as potential anti-inflammatory agents: recent advances, current clinical status and future perspectives. Pharmacogn Rev. 2011;5(10):120-37.
  8. Skulachev VP. Cationic antioxidants as a powerful tool against mitochondrial oxidative stress. Biochem Biophys Res Commun. 2013;441(2):275-9.
  9. Rhim J-W, Wang L-F, Lee Y, Hong S-I. Preparation and characterization of bio-nanocomposite films of agar and silver nanoparticles: laser ablation method. Carbohyd Polym. 2014;103:456-65.
  10. Yue Y, Zhou B, Shi J, Chen C, Li N, Xu Z, Liu L, Kuang L, Ma M, Fu H. -Irradiation assisted synthesis of graphene oxide sheets supported Ag nanoparticles with single crystalline structure and parabolic distribution from interlamellar limitation. Appl Surf Sci. 2017;403:282-93.
  11. Shyam A, Chandran SS, George B. E S: Plant mediated synthesis of AgNPs and its applications: an overview. Inorganic Nano-Metal Chemist. 2021;51(12):1646-62.
  12. Saravanan A, Kumar PS, Hemavathy RV, Jeevanantham S, Harikumar P, Priyanka G, Devakirubai DRA. A comprehensive review on sources, analysis and toxicity of environmental pollutants and its removal methods from water environment. Sci Total Environ. 2022;812:152456.
  13. Shafey AME. Green synthesis of metal and metal oxide nanoparticles from plant leaf extracts and their applications: a review. Green Processing Synthesis. 2020;9(1):304-39.
  14. Rudrappa M, Kumar RS, Nagaraja SK, Hiremath H, Gunagambhire PV, Almansour Al, Perumal K, Nayaka S. Myco-nanofabrication of silver nanoparticles by penicillium brasilianum and their antimicrobial, photoprotective and anticancer effect on breast cancer cell line. Antibiotics. 2023;12(3):567.
  15. Rudrappa M, Rudayni HA, Assiri RA, Bepari A, Basavarajappa DS, Nagaraja SK, Chakraborty B, Swamy PS, Agadi SN, Niazi SK, et al. Plumeria albamediated green synthesis of silver nanoparticles exhibits antimicrobial effect and anti-oncogenic activity against glioblastoma U118 MG cancer cell line. Nanomaterials. 2022;12(3):493.
  16. Ling JK, Hadinoto K: Deep Eutectic Solvent as Green Solvent in Extraction of Biological Macromolecules: A Review. In: International Journal of Molecular Sciences. 2022;23.
  17. Liao DW, Cheng C, Liu JP, Zhao LY, Huang DC, Chen GT. Characterization and antitumor activities of polysaccharides obtained from ginger by different extraction methods. Int J Biol Macromol. 2020;152:894-903.
  18. Zhang M, Zhao R, Wang D, Wang L, Zhang Q, Wei S, Lu F, Peng W, Wu C. Ginger and its bioactive components are potential resources for health beneficial agents. Phytother Res. 2021;35(2):711-42.
  19. Wang Q, Kuang H, Su Y, Sun Y, Feng J, Guo R, Chan K. Naturally derived anti-inflammatory compounds from Chinese medicinal plants. J Ethnopharmacol. 2013;146(1):9-39.
  20. Sudlna GF, Pushkareva MA, Shephard P, Klein T. Cyclooxygenase (COX) and 5-lipoxygenase (5-LOX) selectivity of COX inhibitors. Prostaglandins, Leukotrienes Essential Fatty Acids. 2008;78(2):99-108.
  21. Lee T-Y, Lee K-C, Chen S-Y, Chang H-H. 6-Gingerol inhibits ROS and iNOS through the suppression of PKC-a and NF-kB pathways in lipopolysac-charide-stimulated mouse macrophages. Biochem Biophys Res Commun. 2009;382(1):134-9.
  22. Zhang F-L, Zhou B-W, Yan Z-Z, Zhao J, Zhao B-C, Liu W-F, Li C, Liu K-X. 6-Gingerol attenuates macrophages pyroptosis via the inhibition of MAPK signaling pathways and predicts a good prognosis in sepsis. Cytokine. 2020;125:154854.
  23. Liang N, Sang Y, Liu W, Yu W, Wang X. Anti-inflammatory effects of gingerol on lipopolysaccharide-stimulated RAW 264.7 cells by inhibiting NF-kB signaling pathway. Inflammation. 2018;41(3):835-45.
  24. Devadiga A, Shetty KV, Saidutta MB. Timber industry waste-teak leaf extract mediated synthesis of antibacterial silver nanoparticles. Int Nano Letters. 2015;5(4):205-14.
  25. Zhang L, Ravipati AS, Koyyalamudi SR, Jeong SC, Reddy N, Smith PT, Bartlett J, Shanmugam K, Münch G, Wu MJ. Antioxidant and anti-inflammatory activities of selected medicinal plants containing phenolic and flavonoid compounds. J Agric Food Chem. 2011;59(23):12361-7.
  26. Ongtanasup T, Prommee N, Jampa O, Limcharoen T, Wanmasae S, Nissapatorn V, Paul AK, Pereira MD, Wilairatana P, Nasongkla N et al: The Cholesterol-Modulating Effect of the New Herbal Medicinal Recipe from Yellow Vine (Coscinium fenestratum (Goetgh.)), Ginger (Zingiber officinale Roscoe.), and Safflower (Carthamus tinctorius L.) on Suppressing PCSK9 Expression to Upregulate LDLR Expression in HepG2 Cells. In: Plants. vol. 11; 2022.
  27. Magalhães LM, Santos F, Segundo MA, Reis S, Lima JLFC. Rapid microplate high-throughput methodology for assessment of Folin-Ciocalteu reducing capacity. Talanta. 2010;83(2):441-7.
  28. Mammen D, Daniel M. A critical evaluation on the reliability of two aluminum chloride chelation methods for quantification of flavonoids. Food Chem. 2012;135(3):1365-8.
  29. Moragot C, Pitaksit S, Patcharaporn P, Chantanapa C, Sutida W, Jiraphat N, Jitbanjong T, Jitbanjong T: Antioxidant and Tyrosinase Inhibitory Properties of an Aqueous Extract of Garcinia atroviridis Griff. ex. T. Anderson Fruit Pericarps. Pharmacognosy Journal 2020, 12(1).
  30. Chakraborty B, Kumar RS, Almansour Al, Kotresha D, Rudrappa M, Pallavi SS, Hiremath H, Perumal K, Nayaka S. Evaluation of antioxidant, antimicrobial and antiproliferative activity of silver nanoparticles derived from Galphimia glauca leaf extract. J King Saud University – Sci. 2021;33(8):101660.
  31. Re R, Pellegrini N, Proteggente A, Pannala A, Yang M, Rice-Evans C. Antioxidant activity applying an improved ABTS radical cation decolorization assay. Free Radical Biol Med. 1999;26(9):1231-7.
  32. Lu J, Zeng X, Feng Y, Li S, Wang Y, Liu Y, Chen F, Guan Z, Chen T, Wei F. Inhibitory effects of Jasminum grandiflorum L. essential oil on lipopolysaccharide-induced microglia activation-integrated characteristic analysis of volatile compounds, network pharmacology, and BV-2 cell. Front Pharmacol. 2023;14:1180618.
  33. Satpathy S, Patra A, Ahirwar B, Delwar Hussain M. Antioxidant and anticancer activities of green synthesized silver nanoparticles using aqueous extract of tubers of Pueraria tuberosa. Artificial Cells Nanomedicine Biotechnol. 2018;46(sup3):71-85.
  34. Anandalakshmi K, Venugobal J, Ramasamy V. Characterization of silver nanoparticles by green synthesis method using Pedalium murex leaf extract and their antibacterial activity. Appl Nanosci. 2016;6(3):399-408.
  35. Nasongkla N, Tuchinda P, Munyoo B, Eawsakul K. Preparation and Characterization of MUC-30-loaded polymeric micelles against MCF-7 cell lines using molecular docking methods and in vitro study. Evidence-Based Complement Alternat Med. 2021;2021:5597681.
  36. Pooprommin P, Manaspon C, Dwivedi A, Mazumder A, Sangkaew S, Wanmasae S, Tangpong J, Ongtanasup T, Eawsakul K. Alginate/pectin dressing with niosomal mangosteen extract for enhanced wound healing: evaluating skin irritation by structure-activity relationship. Heliyon. 2022;8(12):e12032.
  37. Jongwannasiri C, Krasaesin A, Pinijsuwan S, Udomsom S, Boonprakong L, Eawsakul K, Osathanon T, Manaspon C. Diamond-like carbon (DLC)coated titanium surface inhibits bacterial growth and modulates human alveolar bone cell responses in vitro. Diam Relat Mater. 2023;136:110022.
  38. Ongtanasup T, Mazumder A, Dwivedi A, Eawsakul K: Homology Modeling, Molecular Docking, Molecular Dynamic Simulation, and Drug-Likeness of the Modified Alpha-Mangostin against the β-Tubulin Protein of Acanthamoeba Keratitis. In: Molecules. vol. 27; 2022.
  39. Eawsakul K, Ongtanasup T, Ngamdokmai N, Bunluepuech K. Alpha-glucosidase inhibitory activities of astilbin contained in Bauhinia strychnifolia Craib. stems: an investigation by in silico and in vitro studies. BMC Complement Med Ther. 2023;23(1):25.
  40. Eawsakul K, Panichayupakaranant P, Ongtanasup T, Warinhomhoun S, Noonong K, Bunluepuech K. Computational study and in vitro alphaglucosidase inhibitory effects of medicinal plants from a Thai folk remedy. Heliyon. 2021;7(9):e08078.
  41. Ongtanasup T, Wanmasae S, Srisang S, Manaspon C, Net-anong S, Eawsakul K. In silico investigation of ACE2 and the main protease of SARS-CoV-2 with phytochemicals from Myristica fragrans (Houtt.) for the discovery of a novel COVID-19 drug. Saudi J Biol Sci. 2022;29(9):103389.
  42. Goodsell DS, Morris GM, Olson AJ. Automated docking of flexible ligands: applications of autodock. J Mol Recognit. 1996;9(1):1-5.
  43. Trott O, Olson AJ. AutoDock Vina: Improving the speed and accuracy of docking with a new scoring function, efficient optimization, and multithreading. J Comput Chem. 2010;31(2):455-61.
  44. Bitencourt-Ferreira G, de Azevedo WF: Molecular Docking Simulations with ArgusLab. In: Docking Screens for Drug Discovery. edn. Edited by de Azevedo Jr WF. New York, NY: Springer New York; 2019: 203-220.
  45. Li M, Kamdenlek P, Kuntanawat P, Eawsakul K, Porntaveetus T, Osathanon T, Manaspon CJCMUJNS. In vitro preparation and evaluation of chitosan/ pluronic hydrogel as a local delivery of crude extract of phycocyanin for treating gingivitis. Chiang Mai Univ J Nat Sci. 2022;21:e2022052.
  46. Marathe SJ, Hamzi W, Bashein AM, Deska J, Seppänen-Laakso T, Singhal RS, Shamekh S. Anti-Angiogenic effect of cantharellus cibarius extracts, its correlation with lipoxygenase inhibition, and role of the bioactives therein. Nutr Cancer. 2022;74(2):724-34.
  47. Singh PP, Saldaña MDA. Subcritical water extraction of phenolic compounds from potato peel. Food Res Int. 2011;44(8):2452-8.
  48. Zhu H, Zhang J, Li C, Liu S, Wang L. Morinda citrifolia L. leaves extracts obtained by traditional and eco-friendly extraction solvents: Relation between phenolic compositions and biological properties by multivariate analysis. Industrial Crops Prod. 2020;153:112586.
  49. Mohd Hazli UHA, Abdul-Aziz A, Mat-Junit S, Chee CF, Kong KW. Solidliquid extraction of bioactive compounds with antioxidant potential from Alternanthera sesillis (red) and identification of the polyphenols using UHPLC-QqQ-MS/MS. Food Res Int. 2019;115:241-50.
  50. Altaf MM, Ahmad Khan MS, Ahmad I: Chapter 2 – Diversity of Bioactive Compounds and Their Therapeutic Potential. In: New Look to Phytomedicine. edn. Edited by Ahmad Khan MS, Ahmad I, Chattopadhyay D: Academic Press; 2019: 15-34.
  51. Atanasov AG, Waltenberger B, Pferschy-Wenzig E-M, Linder T, Wawrosch C, Uhrin P, Temml V, Wang L, Schwaiger S, Heiss EH, et al. Discovery and resupply of pharmacologically active plant-derived natural products: a review. Biotechnol Adv. 2015;33(8):1582-614.
  52. Govorov AO, Fan Z, Hernandez P, Slocik JM, Naik RR. Theory of circular dichroism of nanomaterials comprising chiral molecules and nanocrystals: plasmon enhancement, dipole interactions, and dielectric effects. Nano Lett. 2010;10(4):1374-82.
  53. de Aragão AP, de Oliveira TM, Quelemes PV, Perfeito MLG, Araújo MC, Santiago JDAS, Cardoso VS, Quaresma P, de Souza de Almeida Leite JR, da Silva DA. Green synthesis of silver nanoparticles using the seaweed Gracilaria birdiae and their antibacterial activity. Arabian J Chemist. 2019;12(8):4182-8.
  54. Zoecklein BW, Fugelsang KC, Gump BH, Nury FS: Phenolic Compounds and Wine Color. In: Production Wine Analysis. edn. Edited by Zoecklein BW, Fugelsang KC, Gump BH, Nury FS. Boston, MA: Springer US; 1990: 129-168.
  55. Capek I: Noble Metal Nanoparticles. In: Noble Metal Nanoparticles: Preparation, Composite Nanostructures, Biodecoration and Collective Properties. edn. Edited by Capek I. Tokyo: Springer Japan; 2017: 125-210.
  56. Cumberland SA, Lead JR. Particle size distributions of silver nanoparticles at environmentally relevant conditions. J Chromatogr A. 2009;1216(52):9099-105.
  57. Fernando I, Zhou Y. Impact of pH on the stability, dissolution and aggregation kinetics of silver nanoparticles. Chemosphere. 2019;216:297-305.
  58. Vijayaraghavan K, Nalini SPK, Prakash NU, Madhankumar D. Biomimetic synthesis of silver nanoparticles by aqueous extract of Syzygium aromaticum. Mater Lett. 2012;75:33-5.
  59. Sreelekha E, George B, Shyam A, Sajina N, Mathew B. A comparative study on the synthesis, characterization, and antioxidant activity of green and chemically synthesized silver nanoparticles. BioNanoScience. 2021;11(2):489-96.
  60. Kumar Panda M, Kumar Dhal N, Kumar M, Manjari Mishra P, Kumar Behera R. Green synthesis of silver nanoparticles and its potential effect on phytopathogens. Materials Today: Proceedings. 2021;35:233-8.
  61. Iyer RI, Panda T. Biosynthesis of gold and silver nanoparticles with antimicrobial activity by callus cultures of Michelia champaca L. J Nanosci Nanotechnol. 2016;16(7):7345-57.
  62. Sathiyaseelan A, Shajahan A, Kalaichelvan PT, Kaviyarasan V. Fungal chitosan based nanocomposites sponges-an alternative medicine for wound dressing. Int J Biol Macromol. 2017;104:1905-15.
  63. Shankar SS, Ahmad A, Sastry M. Geranium leaf assisted biosynthesis of silver nanoparticles. Biotechnol Prog. 2003;19(6):1627-31.
  64. Chandran Priyadarshni K, Krishnamoorthi R, Mumtha C, Ulagan Mahalingam P. Biochemical analysis of cultivated mushroom, Pleurotus florida and synthesis of silver nanoparticles for enhanced antimicrobial effects on clinically important human pathogens. Inorg Chem Commun. 2022;142:109673.
  65. Saikia J, Washmin N, Borah T, Sarmah P, Konwar P, Siga A, Haldar S, Banik D. Physicochemical properties, chemical composition and sensory attributes of Alpinia nigra (Gaertn.) B.L. Burtt rhizome: an underutilized spice source. European Food Res Technol. 2023;249(4):1097-112.
  66. Panigrahi S, Praharaj S, Basu S, Ghosh SK, Jana S, Pande S, Vo-Dinh T, Jiang H, Pal T. Self-assembly of silver nanoparticles: synthesis, stabilization, optical properties, and application in surface-enhanced raman scattering. J Phys Chem B. 2006;110(27):13436-44.
  67. Wallin RF, Arscott E. A practical guide to ISO 10993-5: Cytotoxicity. J Med Device Diagnostic Indust. 1998;20:96-8.
  68. Pournaderi PS, Yaghmaei P, Khodaei H, Noormohammadi Z, Hejazi SH. The effects of 6-Gingerol on reproductive improvement, liver functioning and Cyclooxygenase-2 gene expression in estradiol valerate – Induced polycystic ovary syndrome in Wistar rats. Biochem Biophys Res Commun. 2017;484(2):461-6.
  69. Rudrappa M, Nayaka S, Kumar RS. In silico molecular docking approach of melanin against melanoma causing MITF proteins and anticancer, oxida-tion-reduction, photoprotection, and drug-binding affinity properties of extracted melanin from streptomyces sp. strain MR28. Appl Biochemist Biotechnol. 2023;195(7):4368-86.

Publisher’s Note

Springer Nature remains neutral with regard to jurisdictional claims in published maps and institutional affiliations.
  1. *Correspondence:
    Komgrit Eawsakul
    komgrit.ea@wu.ac.th
    Full list of author information is available at the end of the article