دور الأجسام الالتهابية في الأمراض البشرية وإمكانيتها كأهداف علاجية The role of inflammasomes in human diseases and their potential as therapeutic targets

المجلة: Signal Transduction and Targeted Therapy، المجلد: 9، العدد: 1
DOI: https://doi.org/10.1038/s41392-023-01687-y
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38177104
تاريخ النشر: 2024-01-05

دور الأجسام الالتهابية في الأمراض البشرية وإمكانيتها كأهداف علاجية

جينغ ياو كينان ستيرلينغ زهي وانغ يون زانغ و ويهونغ سونغ

الملخص

تعتبر الإنفلامازومات مجمعات بروتينية كبيرة تلعب دورًا رئيسيًا في استشعار الإشارات الالتهابية وتحفيز الاستجابة المناعية الفطرية. يتكون كل مجمع إنفلامازوم من ثلاثة مكونات رئيسية: جزيء استشعار علوي مرتبط ببروتين فعّال سفلي مثل كاسبيز-1 من خلال بروتين موصل يُعرف باسم ASC. عادةً ما يحدث تشكيل الإنفلامازوم استجابةً للعوامل المعدية أو الأضرار الخلوية. ثم يقوم الإنفلامازوم النشط بتحفيز تنشيط كاسبيز-1، يليه إفراز السيتوكينات المؤيدة للالتهاب وموت الخلايا النخرية. تساهم تنشيط الإنفلامازوم غير الطبيعي ونشاطه في تطور مرض السكري والسرطان والعديد من الاضطرابات القلبية الوعائية والعصبية التنكسية. نتيجة لذلك، تركز الأبحاث الحديثة بشكل متزايد على دراسة الآليات التي تنظم تجميع وتنشيط الإنفلامازومات، بالإضافة إلى إمكانية استهداف الإنفلامازومات لعلاج أمراض مختلفة. حاليًا، تجري العديد من التجارب السريرية لتقييم الإمكانات العلاجية لعدة علاجات تستهدف الإنفلامازومات. لذلك، قد يكون لفهم كيفية مساهمة الإنفلامازومات المختلفة في علم الأمراض تأثيرات كبيرة على تطوير استراتيجيات علاجية جديدة. في هذه المقالة، نقدم ملخصًا للأدوار البيولوجية والمرضية للإنفلامازومات في الصحة والمرض. كما نبرز الأدلة الرئيسية التي تشير إلى أن استهداف الإنفلامازومات قد يكون استراتيجية جديدة لتطوير علاجات معدلة للأمراض قد تكون فعالة في عدة حالات.

نقل الإشارة والعلاج المستهدف (2024) 9:10 ؛https://doi.org/10.1038/s41392-023-01687-y

مقدمة

تتيح الاستجابة المناعية الفطرية للبشر الدفاع ضد مسببات الأمراض الجديدة، والمهيجات البيئية، وتلف الأنسجة جزئيًا من خلال تحفيز الالتهاب عندما تتعرف خلايا المناعة على جزيئات توجد عادة في العديد من مسببات الأمراض أو الخلايا التالفة ولكنها غائبة في الجسم. تُدار هذه الاستجابة الالتهابية بواسطة مجمعات بروتينية كبيرة تُعرف باسم الإنفلامازومات، والتي أظهرت الأبحاث المتزايدة أنها تلعب دورًا حيويًا في جهاز المناعة. يعود تاريخ الأبحاث المتعلقة بالإنفلامازومات إلى عام 1985، عندما أظهر هانازاوا وزملاؤه لأول مرة أن التعرض للليبوبوليسكاريد (LPS) يحفز إنتاج الإنترلوكين-1 (IL-1) في البلعميات البيريتونية الفأرية (الشكل 1). في النهاية، كانت هذه الدراسة الأولى التي تقترح وجود منصات جزيئية داخل الخلوية محددة يمكن أن تحفز الاستجابة الالتهابية من خلال تحفيز تنشيط الكاسبيز المؤيد للالتهاب و pro-IL-1. أو معالجة IL-18 المؤيدة. في التسعينيات، IL-1 الذي يتم تحفيزه بواسطة الكاسبيز-1 تم اكتشاف وتصنيف المعالجة والإفراز، مما قدم أول دليل ملموس على أن مركبًا جزيئيًا كان مسؤولًا عن هذه العملية. ومع ذلك، لم يتم استخدام مصطلح “إنفلامازوم” لوصف هذا المركب المتعدد البروتينات حتى عام 2002. تم التعرف على أول إنفلامازوم وهو بروتين يحتوي على مجالات NACHT وLRR وPYD (NLRP1) في عام 2002، وتبعه NLRP3 بسرعة في عام 2004. من الآن فصاعدًا
تم تحديد العديد من الإنفلامسومات، كل منها له وظائف مناعية وأدوار فريدة.
على مدى العقود القليلة الماضية، كان هناك عدد متزايد من أنواع مختلفة من الإنفلامازومات. ما سمح في النهاية بتوصيف إنفلامازومات مميزة هو أن كل نوع يحتوي على بروتينات هيكلية فريدة. تنتمي معظم البروتينات الهيكلية إلى عائلة بروتينات ربط النوكليوتيدات، والبروتينات الغنية بالتكرارات الليوسينية (NLRs)، أو مستقبلات شبيهة بالغياب في الميلانوما 2 (ALRs)، والمعروفة أيضًا بعائلة بروتينات PYRIN-HIN-200 (PYHIN) (الشكل 2أ). تلعب NLRs دورًا أساسيًا في الالتهاب وتنتمي إلى عائلة مستقبلات التعرف على الأنماط (PRRs) التي تستشعر إشارات الإجهاد لتوليد استجابات مناعية لمنع المزيد من الضرر. بدلاً من ذلك، فإن وظيفة عائلة HIN-200 في جهاز المناعة الفطري الثديي هي اكتشاف المحفزات السيتوبلازمية من أجل تنظيم الاستجابة المناعية.
تتكون NLRs من ثلاثة مكونات رئيسية: مجال تأثير في الطرف N، ومجال ربط النوكليوتيدات المركزي (NACHT)، ومجال تكرار غني بالليوسين في الطرف C (LRR). تقوم الاختلافات في مجال المؤثر N-terminal بتقسيمها إلى مجموعتين فرعيتين: تحتوي NLRs التي تحتوي على مجال بيرين (PYD) على أعضاء من مجموعة NLRP، وNLRs التي تحتوي على مجال تنشيط وتجنيد الكاسبيز (CARD) هي أعضاء من مجموعة NLRC. حاليًا، الأعضاء المعروفون من عائلة NLR التي تتوسط في
تاريخ الاستلام: 28 أكتوبر 2022 تاريخ المراجعة: 18 سبتمبر 2023 تاريخ القبول: 13 أكتوبر 2023
نُشر على الإنترنت: 05 يناير 2024
الشكل 1 الأحداث الرئيسية في أبحاث الأجسام الالتهابية وتطبيقاتها. مربع أزرق: اكتشافات المكونات الرئيسية لمختلف الأجسام الالتهابية، مربع بنفسجي: التطبيقات السريرية التمثيلية لمعدلات الأجسام الالتهابية، مربع أخضر: العلاقة بين الأجسام الالتهابية ومختلف الأمراض البشرية، مربع وردي: أصل مصطلح “الجسم الالتهابي”. تم إنشاء الشكل بمساعدة FIGDRAW.
تجمع الإنفلامازومات يشمل NLRP-1، 3، 6، 7، 9 و NLRC4. عند التنشيط، عادةً ما تشكل NLRs مركبًا للالتهاب مع بروتين التكيف ASC (بروتين مرتبط بالاستماتة يشبه البقع ويحتوي على CARD) متصلًا ببروتين فعّال أو بروتين إشارة في مجرى الدم، مثل الكاسبيز-1 أو 5 (الشكل 2ب).
تعمل NLRs كعناصر استشعار في الانفلامازومات التي تتعرف على أنماط الجزيئات المرتبطة بالعوامل الممرضة الأجنبية (PAMPs) أو أنماط الجزيئات المرتبطة بالتلف الداخلي (DAMPs). بمجرد تنشيطها، تتجمع NLRs بشكل أوليغوميري عبر مجالات NACHT، مما يمكنها من الارتباط ببروتين المحول ASC. يتكون بروتين التكيف ASC من منطقتين لتفاعل البروتينات: منطقة PYD في الطرف N ومنطقة CARD في الطرف C. عند التوظيف في NLRs الم oligomerized، يحرر ASC مجال CARD الخاص به من التكوين المثبط ذاتيًا. بعد ذلك، يقوم ASC المجمع بتجنيد البروكاسبيز عبر تفاعلات CARD-CARD، مما يؤدي إلى تحفيز التهجين، والانقسام الذاتي، وتفعيل الكاسبيز 1. الكاسبيز-1 النشط يقطع السيتوكينات البروالتهابية داخل الخلايا، مثل IL-1 و IL-18، مما يؤدي إلى نضوجهم وتنشيطهم. بمجرد تنشيطهم، IL-1 ثم يتم إفراز IL-18 خارج الخلية حيث يحفز الالتهاب في خلايا أخرى قريبة. بالإضافة إلى ذلك، يقوم الكاسبيز-1 النشط أيضًا بقطع غازدرمين D (GSDMD)، مما يحرر الجزء الطرفي N من GSDMD، الذي يحفز الموت الخلوي الالتهابي (بايروبتوسيس) ويعزز المزيد من IL-1. إفراز. من الجدير بالذكر أن بروتينات PYHIN تحتوي على مجال HIN200 المرتبط بالحمض النووي وواحد أو عدة مجالات PYD. تسمح هذه التكوينات بتشكيل مجمعات جزيئية ضخمة مع بروتينات أخرى تحتوي على PYD، والتي تلعب في النهاية دورًا حيويًا في التعرف على الحمض النووي السيتوزولي. من بين بروتينات PYHIN،
الغياب في الميلانوما 2 (AIM2) و IFI16 هما العضوان المعروفان بقدرتهما على تنشيط الكاسبيز-1. يعمل مجال HIN200 في الطرف C من AIM2، المعروف أيضًا باسم مجال ارتباط الأوليغونوكليوتيد/الأوليغوسكاريد لـ AIM2، كحساس يتعرف على الحمض النووي. بدلاً من ذلك، يمكن لمجال PYD في AIM2 التفاعل مع بروتين المحول ASC لتحفيز كل من تنشيط NF-кВ وcaspase-1.
منذ اكتشافها الأول، أظهرت مجموعة متزايدة من الأبحاث أن النشاط الشاذ للإنفلامازوم يساهم في تطور العديد من الاضطرابات، بما في ذلك الحالات الأيضية والعصبية التنكسية والالتهابية. في السنوات الأخيرة، تم إحراز تقدم كبير في تحديد الآليات التي تنشط الإنفلامازومات ودورها في الأمراض المختلفة. أدت هذه الاكتشافات إلى زيادة الاهتمام بتطوير علاجات جديدة تستهدف الإنفلامازومات، والتي تخضع حاليًا للتقييم في العديد من التجارب السريرية. هنا، نقدم الأساس الهيكلي لمختلف الإنفلامازومات والآليات التي تحفز تنشيط الإنفلامازوم. كما نقوم بتلخيص فهمنا الحالي للأدوار المتنوعة التي تلعبها كل إنفلامازوم في تطور الأمراض المختلفة.

هيكل مستشعرات الالتهاب

في القسم التالي، سنقدم نظرة عامة على الهياكل المعروفة جيدًا للإنفلامازوم، بما في ذلك جزيئات NLRP1 وNLRP3 وNLRC4 وAIM2. سنقوم أيضًا بالإبلاغ عن هيكل الجزيئات المعروفة بتكوين مجمعات الالتهاب تحت ظروف معينة، مثل IFI16 (الذي يتم تحفيزه بواسطة الإنترفيرون).
ب
الشكل 2 الهياكل التمثيلية لبروتينات مستشعر الالتهاب والالتهابات. أ هيكل تمثيلي لبروتينات مستشعر الالتهاب، بما في ذلك NLRPs (NLRP1 و NLRP3)، NLRCs (NLRC4)، و ALRs (AIM2). ب هيكل تمثيلي للاحتقان، بما في ذلك احتقان NLRP1، احتقان NLRP3، احتقان NLRC4، واحتقان AIM2. NLRs، بروتينات تحتوي على مجال ربط النوكليوتيدات وتكرارات غنية بالليوسين؛ NLRPs، NLRs تحتوي على مجال بيرين الطرفي (PYD)؛ NLRCs، NLRs تحتوي على مجال تنشيط الكاسبيز وتجنيد (CARD)؛ ALRs، مستقبل شبيه بـ AIM2 (AIM2) غائب في الميلانوما؛ NAIP، بروتين مثبط موت الخلايا المبرمج NLR. تم إنشاء الشكل بواسطة FIGDRAW.
بروتين 16)، NLRC5، NLRP6، NLRP7، وNLRP9. مجتمعة، توفر هذه الدراسات رؤى حول الآليات الجزيئية لتكوين الانفلامازوم وتقدم أساسًا لفهم العواقب المرضية لمختلف الأمراض على وظيفة الانفلامازوم بشكل أفضل.

هيكل إنزيمات NLRP1 الالتهابية

تم العثور على عدة متغيرات من النسخ البديلة المتعددة التي تشفر ما يصل إلى 5 أشكال متميزة لجين NLRP1 البشري، حيث يتم تشفير الشكل الأطول (الشكل 1) بواسطة متغير النسخ NLRP1 1 (معرف الجين: 22861). يحتوي الشكل 1 على عدة مجالات محفوظة، بما في ذلك مجال PYD (مجال موت البيرين)، مجال NACHT، مجال NOD2_WH (مجال حلزوني جناحي NOD2)، مجال NLRC4_HD2 (مجال حلزوني NLRC4)، مجال LRR_RI (مجالات LRR، عائلة مثبط ريبونوكلياز RI) ، مجال LRR_AMN1 (مجال LRR [نمط هيكلي])، مجال FIIND (وظيفة للعثور) ومجال CARD. بالمقارنة مع الشكل 1، يفتقر الشكل المشفر 2 إلى جزء داخلي في مجال FIIND، بينما يفتقر الشكل 3 إلى جزء داخلي في مجال LRR_RI، ويفتقر الشكل 4 إلى جزئين داخليين في مجالي FIIND و LRR_RI، ويحتوي الشكل 5 على نهاية C أقصر ومتميزة. ومع ذلك، لم يتم تحديد الاختلاف الوظيفي للأشكال المتميزة بعد.
تنتمي مجالات PYD وCARD إلى عائلة مجالات الموت (DD) الفائقة. أظهرت تحليلات طيف الرنين المغناطيسي النووي أن بنية NLRP1-PYD تختلف عن عائلة DD الفائقة لأن حلقة غير مرتبة بشكل مرن تحل محل ثالثها. -حلزون، وقد يؤثر هذا الاختلاف على كيفية عمل NLRP1 في تفاعلات البروتين-بروتين. علاوة على ذلك، تعتمد نشاط NLRP1 على ASC، الذي يتفاعل مع مجال CARD الطرفي C، وعلى الانقسام الذاتي عند سيرين. داخل FIIND، وكلاهما ضروري لنشاط inflammasome NLRP1. يحتوي NLRP1-CARD على بقع سطحية مشحونة بشكل بارز، يمكن أن تتفاعل مع procaspase-1-CARD عبر شحنة مكملة.
سطح. تشكل NLRP1-CARD خيوطًا لولبية مركزية، وهي كافية لتحفيز تكوين بقع ASC. تحليل الهيكل يظهر أن NLRP1-CARD يتفاعل مع ASC-CARD لتشكيل معقد الخيوط من خلال تفاعل بين مجموعة محفوظة من أسطح التفاعل (النوع الأول والثاني والثالث). علاوة على ذلك، فإن NLRP1-FIIND هو نوع من نطاق ZU5-UPA. يحتوي على دافع SF/S المحفوظ وأحماض أمينية محفوظة من الغلوتاميك (Glu) والهستيدين (His) المجاورة لموقع القطع، والتي تنفذ الانقسام الذاتي بعد الترجمة وتنظم كفاءة المعالجة الذاتية، على التوالي. يعمل NLRP1-FIIND على تقليل عتبة تكتل NLRP1-CARD وتشكيل الألياف بشكل وظيفي. بدلاً من ذلك، يقوم NLRP1-ZU5 بتثبيط تنشيط NLRP1 عن طريق تقليل تشكيل خيوط NLRP1-UPA-CARD. بالإضافة إلى ذلك، تسبب تحور بقايا الهيستيدين في فقدان الانقسام الذاتي لـ NLRP1. النمط الفرعي 2 من NLRP1 يفتقر إلى الإكسون 14 ورؤى من الأبحاث حول تعدد أشكال النوكليوتيد المفرد (SNP) المرتبط بالمرض بالقرب من البقايا البعيدة المحفوظة هيستيدين. تشير هذه المنطقة إلى أنها مهمة للتفكك الذاتي وتنشيط NLRP1. الطفرة الجينية rs11651270 (M1184V) في NLRP1 هي نوع شائع مرتبط بشكل كبير بالربو، يمكن أن تبقي NLRP1-FIIND في شكل أحادي، وبالتالي تعزز تجميع NLRP1 الكامل، لكنها مستقلة عن التحلل الذاتي.

هيكل إنزيمات NLRP3 الالتهابية

يحتوي NLRP3 البشري على عدة متغيرات نسخ بديلة (معرف الجين: 114548). المتغير الأكثر شيوعًا المشار إليه لطول NLRP3 الكامل هو الأيزوفور e، الذي يتم ترميزه بواسطة متغير النسخ 3 أو 6 من NLRP3. يحتوي الأيزوفور e على عدة مجالات محفوظة، بما في ذلك PYD وFISNA (مجال مرتبط بـ NATCH خاص بالأسماك) ومجال NATCH ومجال NOD2_WH ومجالات LRR_RI. بالمقارنة مع الأيزوفور e، يحتوي الأيزوفور a على كودون بدء ترجمى أقل حفظًا ويحتوي على اثنين من الأحماض الأمينية الإضافية في الطرف N؛ يتم ترميز الأيزوفور b بواسطة متغير النسخ 2 من NLRP3، والأيزوفور c هو
تم ترميزها بواسطة النسخة المتغيرة 4 من NLRP3، بينما يتم ترميز الشكل المتغير d بواسطة النسخة المتغيرة 5 من NLRP3. تحتوي هذه الأشكال المتغيرة على مقاطع داخلية أقصر ولكنها مختلفة في مجال LRR_RI مقارنة بالشكل المتغير e، حيث تفتقر النسخة المتغيرة 2 إلى اثنين من الإكسونات في الإطار، وتفتقر النسخة المتغيرة 4/5 إلى إكسون واحد في الإطار.
NLRP3 يدمج محفزات التهابية مختلفة ويعتمد على ميزات هيكلية مميزة داخل النهايات N، وNATCH، وLRR. يظهر ATP affinity عالية للارتباط مع مجال NLRP3NATCH الذي يساهم في الت oligomerization الذاتي لـ NLRP3، وتعتبر Motifs Walker A وB وextended Walker B المناطق الرئيسية المقترحة لارتباط ATP في NACHT. من المتوقع أن تؤدي طفرات NLRP3 إلى تعطيل الهيكل المحيط بمناطق ارتباط ATP هذه، مما يغير ديناميات تفاعلات الروابط الهيدروجينية والشحنات ويعزز من affinity ارتباطها بـ ATP. من الجدير بالذكر أن NLRP3 يتجمع من خلال تفاعلات PYD-PYD بين NLRP3 وASC. لقد أشارت التحليلات الهيكلية والتسلسلية إلى أن NLRP3PYD يتفاعل مع ASC-PYD باستخدام واجهات ربط متكافئة تتكون من بقايا كارهة للماء وبقايا سطحية محفوظة مشحونة. تشكل تفاعلات NLRP3-PYD وASC-PYD وASC-CARD خيوطًا، وتقوم بتنشيط NLRP3 لتكوين خيوط ASC-PYD، ومن ثم تجمع ASC-CARD، مما يؤدي بدوره إلى تكوين خيوط caspase-1-CARD مما يؤدي إلى تنشيط inflammasome NLRP3. علاوة على ذلك، هناك رابطة ثنائية الكبريت بين السيستين المحفوظ. وسيس يبدو أن ذلك مهم لتفعيل NLRP3 بواسطة الأذى المعقم (أي، نقص التروية)، ولكن ليس العدوى.
في حالة الراحة، يوجد تفاعل NLRP3 PYD-PYD يشكل خيوطًا أسطوانية تتكون من 3 واجهات غير متكافئة رئيسية. تتكون الواجهة الأكثر هيمنة من بقايا قطبية عالية تسهل التفاعلات المتجانسة. تسهّل عملية ت oligomerization لـ PYD-PYD بواسطة تسلسل الوصل المرن ونطاق NLRP3-FISNA، ويتم تنشيط التغير التوافقي لـ NLRP3 بواسطة تدفق. بالإضافة إلى ذلك، يشكل NLRP3 حلقة قفصية من عشرة وحدات (أو اثني عشر وحدة) يتم ربطها معًا من خلال تفاعلات LRR المتماثلة. داخل القفص، يشكل PYD ثنائيًا مع مجال NACHT الموجود في أعلى الحلقة. الحلقة الحمضية، التي تمتد من جزء انتقالي من LRR، تسهل التفاعلات الجزيئية بين المواقع المقعرة المتقابلة لـ LRRs. هيكل قفص الحلقة هو شكل غير نشط من NLRP3 الذي يتواجد في الأغشية وهو ضروري لتنشيط NLRP3 وكبحه. الشكل المتغير من NLRP3 الذي يفتقر إلى الإكسونات المتداخلة في مجال LRR لا يمكن تنشيطه تحت ظروف معينة. إحدى الاحتمالات هي أن التقطيع البديل لنطاق LRR يمكن أن ينظم النشاط العشوائي لـ NLRs. ومع ذلك، فقد تم ربط المتغيرات التي تظهر في NLRP3 بعدة أمراض. لذلك، فإن الدراسات الإضافية التي تركز على هيكل NLRP3 ضرورية للمساعدة في توجيه الجهود المستقبلية في تشخيص الأمراض وعلاجها.

هيكل إنزيمات NLRC4 الالتهابية

الجين البشري NLRC4 له نوعان: أ و ب (معرف الجين: 58484). ترجمات NLRC4 المتغيرة 1 و 2 و 3 تشفر نفس البروتين، مع كون النسخة الأطول هي النوع أ. يحتوي النوع أ على مجالات محفوظة، بما في ذلك CARD، مجال NATCH، مجال LRR_AMN1، ومجالات LRR_RI. مقارنة بالنوع نمط يتم ترميزه بواسطة النسخة المتغيرة 4 من NLRC4 ويفتقر إلى مجال NATCH وموضع AMN1 في مجال LRR؛ وبالتالي، فإن الشكل المتغير يمتلك مجال LRR أقصر من الشكل المتغير a.
يحتوي مجال NATCH من NLRC4 على مجال مركزي لربط النوكليوتيدات (NBD) ومجال حلزوني مجنح (WHD). التفاعل الذي يتوسطه ADP بين NBD وWHD يثبت الشكل المغلق لـ NLRC4 ويمنع المجال الحلزوني لـ NLRC4 الوظائف المحفوظة والوظيفية – الحلزونات من NBD. يتم الاحتفاظ ببروتين NLRC4 في حالة أحادية بسبب مجال LRR الطرفي C الذي يمنع مجال NBD. تم اكتشاف عامل تنشيط البروتياز ICE (IPAF)، المعروف أيضًا باسم NLRC4، مع اكتشاف أن الكاسبيز-1 لا يمكن تنشيطه بواسطة NLRC4 الكامل، ولكن بدلاً من ذلك بواسطة البروتين المقطوع الذي يفتقر إلى LRRs الطرفية C. الروابط البكتيرية المعترف بها بواسطة بروتينات مثبطة موت الخلايا المبرمج NLR (NAIPs) ضرورية لتكوين
NLRC4 inflammasome. تشير الأدلة إلى أن NAIPs هي المستقبلات العليا التي تعترف بالروابط البكتيرية، بينما يعمل NLRC4 كموصل سفلي يجمع NAIPs لتكوين inflammasome. المجالات الحلزونية المرتبطة بـ NBD من NAIP، ولكن ليس مجال LRR، يُعتقد أنها تتوسط هذه الخصوصية للروابط. تشير الأدلة أيضًا إلى أن مجالات BIR1 وpre-BIR وHD1 في NAIP2 وNAIP5 متورطة في تمكين التعرف المحدد على روابطها الخاصة. علاوة على ذلك، يرتبط البروتين البكتيري PrgJ مباشرة بـ NAIP2، مكونًا جزيء NAIP2 مرتبط برابط واحد ويحفز بشكل متتابع تشكيل مركب inflammasome NAIP2-NLRC4. على وجه التحديد، استجابةً للمؤثرات أو مسببات الأمراض، undergo NLRC4 إعادة تشكيل هيكلي ويشكل هيكلًا يشبه العجلة مع سطح تحفيزي واحد. بمجرد تنشيطه، يستخدم NLRC4 هذا السطح لتحفيز تنشيط inflammasome NAIP2-NLRC4 عبر آلية ذاتية الانتشار. يحدث هذا التنشيط الذاتي لأن بروتينات NAIP2 تحتوي على سطح تحفيزي يتطابق مع سطح تكتل NLRC4 المكمل (سطح المستقبل)، ومعًا، تشكل هذه الأسطح هيكل العجلة المزدوجة لـ مركب PrgJ-NAIP2-NLRC4.
تعتبر مركبات NAIP5-NLRC4 أيضًا هياكل كبيرة تحتوي على 11 أو 12 وحدة فرعية لها وظيفة حاسمة في الاستجابة المناعية للبروتين البكتيري flagellin. يحدث تجميع مركبات NAIP5-NLRC4 استجابةً لارتباط flagellin بـ NAIP5، مما يحفز تجنيد NLRC4 وتشكيل مركب غير متجانس على شكل قرص. تجذب NAIP5 غير المرتبطة بالروابط NLRC4 غير النشطة عبر سطح نواة مكشوف بالكامل. عند ارتباط flagellin، undergo WHD من NAIP5 دورانًا حجميًا ينشط NLRC4، مما يمكّن NAIP5 من الاندماج مع بروتين NLRC4، ويثبت مركب NAIP5-NLRC4. تشكل متعددات NAIP5-NLRC4 الناتجة عن flagellin لاحقًا حلزونات يمنى ويسرى بزاوية وقطر علاوة على ذلك، يمكن لـ NLRC4-CARD أن ينوي تجميع الكاسبيز-1 وتنشيط الكاسبيز-1. يعتبر خيوط NLRC4-CARD حلزونيًا لليسار يتكون من 3.6 وحدة فرعية لكل دورة حلزونية، مشابهًا لخيوط ASCCARD وCASP1-CARD. يتفاعل NLRC4-CARD العلوي وCASP1-CARD السفلي بناءً على التجميعات الحلزونية المتسقة. تعزز الطفرات التي تم الإبلاغ عنها والتي تؤثر على مجالات NATCH أو LRR من احتمال وجود pathogenicity في الاضطرابات الالتهابية الذاتية. ميكانيكيًا، تنشط طفرة NLRC4 p.W655C inflammasome NLRC4 عبر الارتباط بواجهتين LRR.

هيكل inflammasomes AIM2

يتم التعبير عن جين AIM2 البشري كنسختين (معرف الجين: 9447). النسخة الأطول 1 يتم ترميزها بواسطة النسخة المتغيرة 1 من AIM2، والتي تحتوي على مجالين محفوظين، بما في ذلك PYD ومجال ربط الحمض النووي HIN (مجال HIN-200/IF120x). بدلاً من ذلك، تفتقر النسخة 2 إلى مجال PYD المحفوظ.
AIM2 هو عضو في عائلة PYHIN، التي تتميز بمجال بيرين N-terminal الذي يسمح بتكوين مجمعات متعددة الجزيئات عبر تفاعلات PYD-PYD مع بروتينات أخرى تحتوي على بيرين. وجد الباحثون أن AIM2 PYD يتجمع ذاتيًا، وأن الطفرات في هذه البقايا يمكن أن تعطل التجمع الذاتي لـ AIM2 PYD (مثل طفرة F27G). يكشف التحليل الهيكلي أن مجال AIM2 PYD مشابه لأسطوانة B-DNA، والتي يمكن أن ترتبط بمجال AIM2 HIN عند الوجه القاعدي المقعر، مما يشكل مجمع بروتين مثبط ذاتيًا. يمتلك AIM2-PYD طي مجال موت مع توزيع شحنة مميز وبقع كارهة للماء؛ يحتوي لولب a2 الخاص به على بقايا ليسين محفوظة بشدة تثبت اللولب القصير a3، ويمكن لـ AIM2 PYD ربط مجال AIM2 HIN أو PYD ASC من خلال السطح المتداخل بالقرب من لولبه a2. علاوة على ذلك، تؤدي مجالات AIM2 PYD المختلفة إلى تكوينات مميزة حول منطقة اللولب a3، حيث أن المنطقة مرنة للغاية والبيئات المختلفة تجعل الركائز التكوينية الموجودة مسبقًا تختلف. من الجدير بالذكر أن هذا التبديل التكويني يُعتقد أنه
hام للانخفاض الذاتي لـ AIM2. وجد الباحثون أن مجال AIM2 HIN يمكن أن يتعرف على الحمض النووي مزدوج الشريطة (dsDNA)، مثل البكتيريا والفيروسات. عند ارتباط الحمض النووي، ينفصل مجال AIM2 PYD عن مجال HIN، مما يبدأ الإشارات السفلية. أظهرت أدلة إضافية أن خيوط AIM2 وASC-PYD تتجمع في اتجاهين، بينما يحدث التعرف بين AIM2 وبروتين ASC بطريقة رأس إلى ذيل ويتطلب على الأقل واحدًا ليكون متعدد الجزيئات. تشير هذه الأعمال إلى أن التفاعلات بين PYD-HIN وPYD-PYD ضرورية للانخفاض الذاتي لـ AIM2 وتكوين inflammasome. مشابهًا لـ NLRP3، يحدث تناظر الحلزوني لخيط AIM2-PYD عبر الخيوط المجمعة بين AIM2-PYD وASC-PYD السفلي، ويمكن أن ينوي AIM2 المنشط أيضًا خيوط PYD من ASC ويحفز cascades الإشارات اللاحقة. يجب أن يُذكر أن بعض الأبحاث تشير إلى أن AIM2-PYD لا يعمل كعامل مثبط ذاتي؛ بدلاً من ذلك، فإنه يربط بين ارتباط الروابط والتكتل لإنشاء قالب هيكلي. يدفع AIM2-PYD كل من ارتباط dsDNA وتشكيل الخيوط، ويمكن أن يرتبط مجال ارتباط dsDNA من AIM2 بكل من التكتل والمساعدة في تشكيل الخيوط لتشكيل خيوط AIM2/DNA. علاوة على ذلك، تشير نتائج بعض تحليلات الهيكل باستخدام cryo-EM إلى أن خيوط AIM2-PYD وASC-PYD قد تكون متميزة عن بعضها البعض. ومع ذلك، تم اعتبار الأبحاث حول هيكل AIM2-PYD في حالة غير نشطة مثيرة للجدل وتتطلب مزيدًا من التوضيح.

هيكل inflammasomes الأخرى

يمتلك IFI16 البشري 4 نسخ، مع كون النسخة 1 مشفرة بواسطة النسخة المتغيرة 1 من IFI16 (معرف الجين: 3428). تحتوي النسخة 1 على ثلاثة مجالات محفوظة، بما في ذلك مجال Pyrin، ومجال HIN (مجال HIN-200/IF120x)، ونهاية C من Neogenin. مقارنةً بالنسخة 1 من IFI16، تفتقر النسخة 2 والنسخة 3 والنسخة 4 إلى نهاية C من Neogenin، ولكن لديها مجال PTZ00449 مؤقت. يحتوي IFI16 أيضًا على مجالين HIN (HINa وHINb) يتكونان من عدد قليل من المجالات الفرعية المعبأة بإحكام لربط السكريات/النوكليوتيدات (OB). يرتبط HINa بعمود الحمض النووي عبر الحلقة L45 من طية OB2، وHINb يحفز كميات من الإنترفيرون (IFN)- ويرتبط بالحمض النووي. يتعرف IFI16 على الحمض النووي بشكل غير محدد من خلال جذب كهربائي بين العمود الفقري للسكر-الفوسفات من dsDNA والبقايا المشحونة إيجابيًا من مجال HIN الخاص به. لا تتجمع مجالات IFI16-HIN200 المعزولة، ويدفع PYD غير المرتبط بالحمض النووي تجميع الخيوط. علاوة على ذلك، يحتوي IFI16 على إشارة موضع نووي متعددة الأجزاء محفوظة بشدة (NLS). لقد أظهر IFI16 أنه يمكنه اكتشاف الحمض النووي النووي الممرض بشكل أساسي داخل النواة، مما يدعم الحاجة إلى NLS وظيفية.
يقوم NLRC5 البشري بترميز عدة نسخ مختلفة (معرف الجين: 84166). تحتوي النسخة 1 من NLRC5 على المجالات المحفوظة التالية، بما في ذلك مجال تجنيد الكاسبيز غير النمطي، ومجال NACHT، وNLRC4_HD2، وأطول مجالات LRR، والتي تشمل LRR_RI وموضعين هيكليين LRR_RI وLRR_AMN. مقارنةً بالنمط 1، تحتوي الأنماط 2 إلى 7 و10 على ستة مجالات محفوظة تتوافق مع النمط 1، بينما تحتوي الأنماط 8 و9 على مجال آخر لوحدة تنظيم الفوسفاتاز البروتيني 1 (PPP1R42)، وتفتقر الأنماط 11 إلى 20 إلى مجال LRR_AMN1، في حين أن النمط 21 يفتقر إلى مجال LRR_AMN1 ولكنه يحتوي على مجال PP1R42. يُعتبر NLRC5 فريدًا لأنه يحتوي على عدد غير عادي من LRRs ومجال CARD غير النمطي. تشير نمذجة التشابه إلى أن NLRC5 يمكن أن يشكل هيبتامير متجانس عند التنشيط. من المثير للاهتمام أن NLRC5 البشري لديه نشاط نسخي داخلي ضمن مجاله الفعال في الطرف N. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن يتفاعل مجال التأثير الطرفي N لـ NLRC5 مع CARD المتتالي downstream لبروتين الجين القابل للتحفيز بواسطة حمض الريتينويك I (RIG-I). لقد أظهرت التحليلات الهيكلية أيضًا أن NLRC5 ينتمي إلى عائلة CARD الفرعية ويمكن تصنيفه كـ CARD غير نمطي.
يتم التعبير عن NLRP6 البشري كنوعين من الأيزومرات، حيث يكون الأيزومر 1 أطول ويحتوي على أربعة مجالات محفوظة، بما في ذلك مجال Pyrin DD الموجود في ASC، ومجال NATCH، واثنين من مجالات LRR_RI.
دور الأجسام الالتهابية في الأمراض البشرية وإمكاناتها كـ… ياو وآخرون.
5 (معرف الجين: 171389). بدلاً من ذلك، تفتقر النسخة 2 إلى مجال LRR_RI ولكنها تحتوي على مجال NOD2_WH، ومجال NLRC4_HD2، ومجال PPP1R42. عند التحفيز بواسطة LPS، يرتبط NLRP6 بـ LPS مباشرة، ثم يتشكل ثنائيًا ويتسبب في تغييرات شكلية عالمية. بعد التحفيز الثانوي بواسطة ATP، يشكل ثنائي NLRP6 منصة جزيئية خطية تجذب ASC لإنشاء هيكل جزيئي أعلى. يمكن لـ PYD من NLRP6 بمفرده أن يتجمع ذاتيًا في هياكل خيطية يمكنها جذب موصل ASC من خلال تفاعلات PYD-PYD. مع التجميع المعتمد على التركيز، يشكل NLRP6 الكامل خيوطًا تحتوي على مجالات NBD و LRR التي تحيط بنواة PYD.
جين NLRP7 يتم التعبير عنه كأشكال متغيرة ثلاثة، حيث الشكل المتغير 3 هو الأطول ويتكون من منطقة PYD في الطرف N، تليها منطقة NACHT المركزية ومنطقة LRR في الطرف C كما هو الحال مع جميع NLRs (معرف الجين: 199713). بالإضافة إلى ذلك، هناك نطاق فرعي من عائلة GTPase SAR1 (Gem1) في منطقة NACHT للشكل المتغير 3. الأشكال المتغيرة 1 و2 من NLRP7 أقصر من الشكل المتغير 3. من المثير للاهتمام أن منطقة PYD من NLRP7 تظهر انحرافًا إيجابيًا عن قيم التحول الكيميائي العشوائي، مما يشير إلى بنية حلزونية ألفا عالية. تحليل الطيف النووي المغناطيسي يظهر أن NLRP7-PYD يعرض طية DD على شكل حزمة من ستة لولب ألفا، والتي تختلف عن PYDs الأخرى من حيث أن مجموعة كارهة للماء تثبت اللولب ألفا 3 والحلقة. في NLRP7-PYD. علاوة على ذلك، فإن الأسطح الكهروستاتيكية مختلفة في NLRP7 و NLRP1 PYDs. عند التفعيل، يظهر المجال المرتبط بـ NACHT وجزء صغير من LRR من أحد جزيئات NLRP7 من المجال الواقي LRR ويتفاعل مع الأوليغومر المتكون من مجال NACHT من جزيء NLRP7 آخر. بعض الطفرات غير المتجانسة في NLRP7، مثل L398R و R693W، قللت من إمكانيته في التكتل. بالإضافة إلى ذلك، تم إثبات أن NBD الخاص بـ NLRP7 يعمل كمنطقة ربط ATP مع نشاط ATPase. يتطلب تشكيل وتنشيط إنفلامازوم NLRP7 وجود نمط Walker A المرتبط بالنيوكليوتيدات بشكل سليم لكي يتمكن NBD من الارتباط بالنيوكليوتيدات وتحليلها بفعالية.
يتكون NLRP9 البشري من منطقة PYD في الطرف N ومنطقة NACHT المركزية، تليها مباشرة منطقة LRR في الطرف C (معرف الجين: 338321). أظهرت التحليلات الهيكلية أن NLRP9-PYD البشري يحتوي على حلقة طرفية N تواجه نحو داخل حزمة الحلزونات، وتقترح أن الحلقة الطرفية N لـ NLRP9-PYD قد تنظم تجميع الانفلامسوم. على النقيض، أفادت دراسة أخرى أن NLRP9-PYD هو أحادي الجزيء وغير قادر على تكوين بقع ASC أو التعدد الذاتي، مما يشير إلى أن NLRP9-PYD يتبنى شكلًا يتوافق مع تشكيل الخيوط. تشير هذه النتائج إلى أن تشكيل إنزيم NLRP9 قد يختلف بشكل كبير عن تشكيل الإنزيمات الالتهابية الأخرى.

تفعيل الإنفلامازومات

عند تحفيزها بواسطة الروابط الميكروبية أو مستقبلات أخرى، تتجمع بعض NLRs أو أعضاء عائلة PYHIN وتستقطب مكونات إضافية لبناء مجمعات بروتينية متعددة داخل الخلايا أكبر، والمعروفة أيضًا باسم inflammasomes (الشكل 3). على الرغم من أن NLRP1 و NLRC4 يمكنهما استقطاب الكاسبيز-1 مباشرة من خلال تفاعلات CARD-CARD، فإن معظم مستشعرات inflammasome تعزز التجميع من خلال استقطاب ASC عبر تفاعلات PYD-PYD المتماثلة (الشكل 2b). بعد التوظيف، يؤدي الانقسام الذاتي الناتج عن القرب إلى تحرير الوحدات الحفازة من الكاسبيز-1 لتشكيل الكاسبيز-1 الناضج. بمجرد أن يصبح نشطًا، يقوم الكاسبيز-1 بعد ذلك بمعالجة البرو-IL-1. و IL-18 لتحفيز إفراز IL-1 و IL-18 ويقطع GSDMD لتحفيز البيروبتوز.

تنشيط إنزيم NLRP3

حتى الآن، فإن أكثر وصف كامل لتفعيل الإنفلامازوم هو من خلال إنفلامازوم NLRP3. هناك مساران رئيسيان يحدث من خلالهما تفعيل إنفلامازوم NLRP3، بما في ذلك المسار التقليدي وغير التقليدي. وقد ركزت العديد من الدراسات الناشئة على الجزيئات.
الشكل 3 مسارات تمثيلية لتنشيط الانفلامازوم. أ. يمكن أن يؤدي ثنائي ببتيد الموراميل، سم الأنثراكس القاتل، توكسوبلازما غوندي، الإشعاع فوق البنفسجي B، و RNA الفيروسي مزدوج الشريطة إلى انقسام NLRP1، حيث يتجمع NLRP1 ويؤدي إلى تجنيد كاسبيز-1 لتشكيل انفلامازوم NLRP1. ب. يمكن أن ينشط الليببوليسكاريد، ATP خارج الخلية، فيروس RNA، و RNA الفيروسي أحادي الشريطة NLRP3، مما يؤدي إلى تجنيد ASC وتجنيد كاسبيز-1 التالي، وبالتالي تشكيل انفلامازوم NLRP3. ج. يتعرف NAIP على الفلاجيلين ويتفاعل مع NLRC4 لتحفيز تجنيد ASC وكاسبيز-1 وتشكيل انفلامازوم NLRC4 اللاحق. يمكن لجزيئات الحمض النووي مزدوجة الشريط من الطفيليات والبكتيريا وفيروسات الحمض النووي أن تُكتشف بواسطة AIM2، ثم يتجمع AIM2 عبر مجاله HIN، ويقوم AIM2 المتجمع بتجنيد ASC و caspase-1 على التوالي، ويشكل بعد ذلك inflammasome AIM2. تقوم inflammasomes بقطع pro-caspase-1 لإنتاج caspase-1 الناضج (المعروف أيضًا باسم caspase-1 المقطوع P10 و P20)، ويقوم caspase-1 المقطوع بقطع GSDMD و pro-interleukin-1. ، و البروتين المؤيد للإنترلوكين-18، تشكل أشكال GSDMD المقطعة ثقبًا بيريبتوتي لتنفيذ البيروبتوس، و الإنترلوكين- بالإضافة إلى أن الإنترلوكين-18 يتم إفرازه إلى الفضاء خارج الخلوي لتنظيم الالتهاب. تم إنشاء الشكل بمساعدة FIGDRAW.
الآليات التي تحفز تنشيط إنزيم NLRP3 وكيف تختلف هذه الظروف اعتمادًا على نوع الخلية المضيفة والمحرض المعني.
مسار تنشيط إنزيم NLRP3 الالتهابي القياسي. يبدأ المسار القياسي لتنشيط إنزيم NLRP3 الالتهابي بتحفيز NLRP3 و كاسبيز-1 و برو-IL-1. التعبير، مما يؤدي لاحقًا إلى التجميع المعقد الذي يتكون من NLRP3 و ASC و pro-caspase-1. يتضمن ذلك خطوتين، خطوة التهيئة وخطوة التفعيل. تحفز المحفزات، بما في ذلك PAMPs و DAMPs، كل من خطوة التهيئة وخطوة تفعيل inflammasome NLRP3. خلال هذه العملية، يعمل inflammasome كمنصة لجذب السيتوكينات المؤيدة للالتهابات، مثل IL-1. و IL-18، بينما يسهل أيضًا معالجتها ونضوجها. بالإضافة إلى ذلك، يقوم الانفلامازوم بتحفيز انقسام GSDMD، مما يؤدي إلى إطلاق شظاياه الطرفية N وتكوين ثقوب تسهل البيروبتوس.
خلال مرحلة التحضير، تتفاعل PAMPs وDAMPs مع PRRs، مثل NLRs ومستقبلات Toll-like (TLRs)، وتساعد هذه التفاعلات في نسخ وتعبير NLRP3 وcaspase-1 وpro-IL-1. TLRs هي مستقبلات مرتبطة بالغشاء تتعرف على PAMPs. بدورها، يبدأ هذا التعرف سلسلة الالتهاب من خلال تعزيز تنشيط النواة.
عامل- (NF-кB) ويحفز NLRP3 و pro-IL-1 التعبيرات. بالإضافة إلى ذلك، فإن مستويات NLRP3 الكافية والتعديلات ما بعد الترجمة المحددة ضرورية لتنشيط إنزيم NLRP3. NLRP3 عادة ما يكون م ubiquitinated في حالة الراحة. ثم تؤدي إشارات التهيئة إلى إزالة ubiquitin من NLRP3، وهذه التعديلات مطلوبة لتنشيط NLRP3. على سبيل المثال، تم إثبات أن BRCC3، وهو إنزيم مزيل للـ ubiquitin، يقوم بإزالة وحدات ubiquitin من NLRP3 من خلال الارتباط المباشر مع مجال LRR لـ NLRP3 الم ubiquitinated في خلايا مختلفة، بما في ذلك البلعميات، وخلايا 293 T، وخلايا NG5. الأخ أبراكساس 1 (ABRO1) يقوم أيضًا بتنظيم إزالة اليوبكويتين من NLRP3 ويساعد BRCC3 في تنشيط جسم الالتهاب NLRP3. من المثير للاهتمام أن الفسفرة لـ NLRP3 في مواقع أحماض أمينية مختلفة تؤدي إلى تأثيرات مختلفة. الفسفرة لـ NLRP3 عند Ser295 أو Ser5 تثبط تجميع منصة inflammasome NLRP3، مما يمنع تنشيط inflammasome. على النقيض، فإن فوسفاتة NLRP3 البشري عند Ser198 ضرورية لإزالة اليوبكويتين من NLRP3 وتفعيل جسم الالتهاب NLRP3 لاحقًا. تشير هذه النتائج مجتمعة إلى أن خطوة التحفيز في تنشيط إنزيم NLRP3 الالتهابي منظمة بشكل كبير بواسطة التعديلات ما بعد الترجمة لـ NLRP3.
تُنظم مرحلة تنشيط إنزيم NLRP3 بواسطة العديد من العوامل التي تساعد في تحديد كيفية استجابة خلية المناعة المعينة.
يستجيب للعامل الممرض. على سبيل المثال، يؤدي تنشيط قناة الأيونات المرتبطة بـ ATP P2X purinoceptor 7 (P2X7) إلى تدفق التدفق الذي ثبت أنه يساعد في تحفيز تنشيط إنزيم NLRP3 عن طريق تعطيل توازن الأيونات الميتوكوندرية وتوليد أنواع الأكسجين التفاعلية الميتوكوندرية (mROS) اللاحقة. يساهم التدفق في تنشيط inflammasome NLRP3 من خلال آلية مختلفة تمامًا، حيث التدفق يحفز تكتل NLRP3 بينما التدفق يعزز بلمرة ASC. تظهر هذه النتائج أن تدفق الأيونات يلعب دورًا حاسمًا في تنشيط إنزيم NLRP3، مما يشير إلى أن تعديلها قد يكون هدفًا علاجيًا محتملاً. كما أن عدم تنظيم العضيات المختلفة يشارك أيضًا في تنشيط NLRP3، بما في ذلك الاضطرابات في الليزوزومات، وعطل الميتوكوندريا، وتفكك جهاز جولجي العابر. يعزز الثنائي الببتيد الليزوزوموتروبي Leu-LeuOme تمزق الليزوزومات ويحفز تبادل الأيونات. تدفق التدفق) للسماح بتنشيط إنزيم NLRP3. تقوم الميتوفاجي بتطهير الميتوكوندريا المعطلة وتثبيط إفراز الجذور الحرة الميتوكوندرية، والتي تعمل كمحفز لـ NLRP3. بالإضافة إلى ذلك، يسهل تنشيط NLRP3 تفكيك شبكة جولجي العابر إلى حويصلات متناثرة، والتي تجذب NLRP3، تليها تعزيز تفاعل ASC والت signaling اللاحق الذي يؤدي إلى تنشيط NLRP3. لقد أظهر مستقبل القنب 1 (CB1R) أيضًا أنه يساعد في تنظيم تنشيط إنزيم NLRP3. بعد الإدخال، يتفاعل CB1R مع بروتينات NLRP3 و caspase 1 و GSDMD لمنع تحلل إنزيم NLRP3. ومع ذلك، لا يزال غير واضح ما إذا كان CB1R متورطًا في تعطيل الليسوسوم.
مسار تنشيط إنزيم NLRP3 الالتهابي غير الكنسي. يتضمن مسار إنزيم NLRP3 الالتهابي غير الكنسي تنشيط إنزيمات كاسبيز “غير كنسية”، بما في ذلك كاسبيز-4 وكاسبيز-5 وكاسبيز-11. يتم تنشيط المسار غير الكنسي أيضًا بواسطة محفزات سيتوسولية مباشرة ويرتبط ارتباطًا وثيقًا بأهميته في الاضطرابات الالتهابية. على عكس المسار الكنسي، تم إثبات أن كاسبيز-4 يعمل ككاسبيز رئيسي متورط في تنشيط إنزيم NLRP3 الالتهابي غير الكنسي، وقد تم إثبات أن عدوى البكتيريا سالبة الجرام تحفز المسار غير الكنسي، مما يؤدي إلى تلف الخلايا وموتها عبر عملية البيروبتوس.
يتم تحفيز التنشيط غير الكنسي لجهاز الالتهاب NLRP3 بواسطة عدوى البكتيريا سالبة الجرام. تتفاعل PAMPs و DAMPs مع TLRs لتنشيط NF-kB وتعزيز نسخ NLRP3. وقد اكتشفت التقدمات الحديثة أنه في الفئران تم تنشيط الكاسبيز-11 (المماثل للكاسبيز-4 في البشر) في مسار إشارة LPS بدلاً من الكاسبيز-1. أظهرت الفئران التي تعاني من نقص كاسبيز-11 انخفاضًا في IL-1 إنتاج؛ ومع ذلك، أظهرت البلعميات المفقودة جين كاسبيز-11 IL-1 طبيعي الإنتاج استجابةً للمؤثرات، مما يشير إلى أنه على الرغم من أن LPS متورط في التنشيط الكلاسيكي لجهاز الالتهاب NLRP3، تنشيط inflammasome غير التقليدي يعتمد على الكاسبيز 11. يحفز LPS TLR4، ويؤدي إشارات TLR4 إلى تنشيط كينازات البروتين المنشطة بواسطة الميتوجين (MAPKs)، NF-кВ، وعوامل تنظيم الإنترفيرون (IRFs). بعد ذلك، تعزز هذه الأحداث نسخ IL-1 ، IL-18، و NLRP3. ثم تشكل IRF3 و IRF-7 المرتفعة معًا مركبًا يحفز التعبير عن IFN- . ارتباط IFN- إلى IFN- يؤدي مستقبل إلى تنشيط مسار JAK/STAT، وبالتالي زيادة التعبير عن النسخ الخاص بالكاسبيز-11. ت triggers الكاسبيز-11 النشط عملية البيروبتوز عن طريق قطع GSDMD، مما يؤدي إلى إطلاق HMGB1 و IL-1a. بالإضافة إلى ذلك، حدد الباحثون آلية تنشيط NLRP3 الناتجة عن انخفاض التوتر، والتي أظهرت أن انخفاض الأسمولية يمكن أن يؤدي إلى تقليل التعبير داخل الخلايا. تركيزات كافية لتنشيط إنزيم NLRP3.
ومع ذلك، يجب الإشارة إلى أن بعض تفاصيل المسار غير الكنسي لا تزال مثيرة للجدل. على سبيل المثال، كان
دور الأجسام الالتهابية في الأمراض البشرية وإمكاناتها كـ… ياو وآخرون.
أظهرت أن تنشيط إنزيم NLRP3 يمكن أن يحدث دون إشارة التحفيز في أحادية النواة البشرية. وهناك أيضًا أدلة على أن محفزًا واحدًا يمكن أن يوفر كل من إشارات التحفيز والتنشيط. تحتاج الدراسات المتقدمة إلى توضيح هذه المسألة بشكل أكبر. في النهاية، تؤدي كل من المسارات الكنسية وغير الكنسية لتنشيط إنزيم NLRP3 إلى الموت الخلوي النخر (بايروبتوسيس) من خلال آلية تم تحفيزها بواسطة انقسام GSDMD. كما تم تحديد غازدرمين E (GSDME) كمركب جزيئي في المسار النخري الناتج عن NLRP3. ومع ذلك، فإن مستويات GSDME الذاتية منخفضة نسبيًا ووظيفتها لا تزال غير مفهومة تمامًا. وبالتالي، تم التعرف على GSDMD كمنفذ رئيسي يتوسط موت الخلايا النخرية عند تنشيط إنزيم NLRP3.

تنشيط إنزيم NLRP1

اكتشف تشوب وآخرون ووصفوا أول مستشعر يشكل inflammasome، وهو NLRP1 البشري، في ورقتهم الرائدة عام 2002. على الرغم من أنه كان الأول الذي تم اكتشافه، إلا أن تفعيل NLRP1 لا يزال غير واضح على الرغم من الأبحاث المستمرة التي تم إجراؤها لتوضيح آليته الأساسية. نظرًا لاختلاف هيكل المجال بين NLRP1 وNLRP3، هناك بعض الاختلافات الرئيسية بين مكونات نيرب 3 ونيرب 1 التي سنناقشها أدناه.
يمكن أن تنشط السموم البكتيرية والأوليات المتنوعة إنزيم NLRP1، بما في ذلك إشعاع الأشعة فوق البنفسجية B، RNA الفيروسات مزدوجة السلسلة، بروتيازات الفيروسات، مكون جدار الخلية البكتيرية الموراميل ثنائي الببتيد، والتعرض لـ LeTx. هناك أيضًا عدة طرق يمكن أن تنشط بها مسببات الأمراض إنزيم NLRP1. أولاً وقبل كل شيء، استجابةً لإنزيمات البروتياز السيستين من الفيروس المعوي 3 C أو إنزيم البروتياز لعامل الجمرة الخبيثة القاتل، يحدث قطع لـ NLRP1 بالقرب من مجاله N-terminal PYRIN، مما يسمح بإرسال NLRP1 N-terminal إلى البروتيازوم للتفكيك. وبالتالي تحفيز تكتل مجال CARD الطرفي C وتنشيط الكاسبيز-1. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن ترتبط جزيئات RNA مزدوجة الشريط طويلة (dsRNA) أو خيوط RNA إيجابية (+RNA) بمجال NACHT-LRR لـ NLRP1 لتنشيط NLRP1. عند التنشيط، يتجمع NLRP1 ويؤدي إلى تنشيط الكاسبيز-1 و IL-1 إفراز بالإضافة إلى ذلك، يقوم NLRP1 أيضًا بتقطيع البروكاسبيز-5، مما قد يعزز IL-1 في الكيراتينوسيت البشرية. تم الإشارة أيضًا إلى أن التدفق الخارجي له دور في تنشيط NLRP1. علاوة على ذلك، أظهرت الدراسات أيضًا أن البروتياز الشبيه بـ 3C يمكنه تعطيل GSDMD، مما يمكّن تنشيط الكاسبيز-3 الناتج عن NLRP1 من دفع الموت الخلوي النخر المعتمد على غازدرمين E.

تنشيط إنزيم NLRC4

تنتمي NLRC4 إلى عائلة NLRC، التي تلعب دورًا حيويًا في الاستجابة المناعية للجراثيم البكتيرية. مشابهةً لبقية الإنفلامازومات، يتم تنظيم تفعيل NLRC4 بشكل دقيق من خلال آليات النسخ وما بعد النسخ. ومع ذلك، فإن ارتباط الليغاند والفوسفوريلation هما الآليتان التنظيميتان الأكثر وصفًا لتنشيط إنزيم NLRC4. بغض النظر عن التعديلات المعنية، فإن تنشيط P53 من خلال الضغط الجيني السام أو المحفزات المؤيدة للالتهابات يؤدي إلى زيادة تعبير NLRC4.
البكتيريا سالبة الجرام التي تمتلك أنظمة إفراز من النوع الثالث أو الرابع تنشط inflammasome NLRC4. قد يكون الحقن السيتوبلازمي لمكونات بكتيرية من هذه الأنواع من البكتيريا قادرًا على تحفيز تنشيط NLRC4 مباشرة، وموقع الفلاجيلين في السيتوسول كافٍ لتنشيط الكاسبيز-1 بطريقة تعتمد على NLRC4. قد تقوم PAMPs الأخرى بتعديل NLRC4، حيث تشارك كل من الآليات المعتمدة على السوط وغير المعتمدة على السوط في تنشيط NLRC4 بواسطة P. aeruginosa. نظرًا لأن NLRC4 لا يتفاعل مباشرة مع ligand منشط، قد يستشعر NLRC4 PAMPs السيتوسولية من خلال مسار مشترك، مشابه للمسارات المقترحة في تنشيط NLRP3. إن فسفرة NLRC4 بواسطة PKCS ضرورية لتنشيط inflammasome NLRC4. على عكس NLRP3، فإن التركيز العالي خارج الخلية لا يعيق نشاط NLRC4، مما يشير إلى أن NLRC4 ليس مستشعر تدفق أيوني.
بالإضافة إلى ذلك، يجب أن يتعاون NLRC4 مع NLR آخر، وهو NAIP، للحماية من هذا الممرض. تعتبر NAIPs المستقبلات العلوية التي تتعرف على الروابط البكتيرية والتي تقوم بعد ذلك بوساطة تشكيل inflammasome NLRC4. يمكن أن تتفاعل NAIPs مع NLRC4 وتسبب تكتل NLRC4 عند ارتباطها بالروابط البكتيرية. نظرًا لأن NLRC4 يفتقر إلى مجال PYD، قد يقوم NLRC4 بتجنيد بروتين يحتوي على PYD (مثل NLRP3) للتفاعل مع العدوى البكتيرية. علاوة على ذلك، يحتوي NLRC4 على مجال CARD، مما يشير إلى تفاعلات مباشرة مع البروكاسبيز-1. ASC ليس ضروريًا لتفعيل الكاسبيز-1 المعتمد على NLRC4 استجابةً لـ L. pneumophila. في الوقت نفسه، ASC مطلوب لتحقيق الاستجابة القصوى في تفعيل الكاسبيز-1 الناتج عن البكتيريا. تظهر هذه النتائج أن ASC و NAIP هما عنصران حاسمان لتفعيل إنزيم NLRC4، على الرغم من أن الآليات الدقيقة لا تزال غير واضحة وتحتاج إلى مزيد من البحث.

تنشيط إنفلامازوم AIM2

AIM2 هو عضو في عائلة PYHIN يلعب دورًا حيويًا في التعرف على الحمض النووي السيتوزولي. باعتباره أول عضو غير من عائلة NLR يتم التعرف عليه كونه يشكل هيكل inflammasome، يمكن لـ AIM2 استقطاب ASC وتنشيط IL-1 المعتمد على الكاسبيز-1. النضوج. يحمي جهاز المناعة AIM2 من مسببات الأمراض، مثل فرانسيلا تولارنسيس وليستيريا مونوسيتوجين، من خلال استشعار الحمض النووي المزدوج الشريطة السيتوزولي. كما ذُكر أعلاه، يتم تحفيز أوليغوميرازايم AIM2 من خلال الارتباط بين المواقع المجمعة على الروابط ونطاق HIN الطرفي C لـ AIM2، ولكن ليس من خلال نطاق الأوليغوميرازايم المركزي (كما كان الحال بالنسبة لنطاق NACHT في NLRs). يشكل AIM2 وASC وcaspase-1 أوليغوميرازايم AIM2. أما بالنسبة لـ NLRP3، فإن AIM2 يحتوي على نطاق PYD يتفاعل مع ASC من خلال تفاعلات PYD-PYD المتماثلة، مما يمكّن من تجنيد pro-caspase-1 عبر نطاق CARD لـ ASC. بعد ذلك، يعزز تنشيط caspase-1 نضوج وإفراز السيتوكينات المسببة للالتهابات (مثل IL-1). و IL-18). بالإضافة إلى ذلك، يقود AIM2 شكلًا من أشكال الإشارات الالتهابية وموت الخلايا، المعروف باسم PANoptosis، من خلال تنظيم مستشعرات المناعة الفطرية ZBP1 و pyrin. لقد أظهرت الدراسات أيضًا أن AIM2 لديه متطلبات ربط مرنة، حيث يمكن للبكتيريا و dsDNA السيتوزولي من الفيروسات أو المضيف تنشيط AIM2. نتيجة لذلك، تم اقتراح أن AIM2 متورط في الاستجابات المناعية الذاتية الناتجة عن الحمض النووي الذاتي في الذئبة الحمامية الجهازية. هناك حاجة إلى دراسات إضافية لتوضيح مسارات الحمض النووي المزدوج الفيروسية والحمض النووي الذاتي بشكل أكبر.
تنشيط إنفلامازوم IFI16 و NLRC5 و NLRP6 و NLRP7 و NLRP9. يُعتبر IFI16 عضوًا آخر في عائلة PYHIN التي يمكن أن تشكل إنفلامازوم غير نمطي. تم العثور على تعبير IFI16 في خلايا سلف النخاع الشوكي، اللمفاويات الناضجة، وحيدات الدم في الدم المحيطي، خلايا T، والخلايا الظهارية. على عكس AIM2، يتم العثور على IFI16 بشكل أساسي في نوى الخلايا الهادئة ويعمل على التعرف على الفيروسات التي تدخل النوى. من المعروف أن IFI16 يتعرف على عدة مسببات الأمراض، بما في ذلك فيروس الهربس المرتبط بساركوما كابوسي (KSHV) وفيروس الإنفلونزا A (IAV). ينتقل IFI16 إلى السيتوبلازم من النواة عند التنشيط، مكونًا التهابيات نووية وسيتوسولية تحتوي على IFI16 وASC وكاسبيز-1. بعد ذلك، يقوم إنزيم IFI16 بتحفيز تنشيط الكاسبيز-1 و IL-1 شق. IL الناتج عن KSHV- وتعتمد تعبيرات IL-6 على تعبير IFI16 و ASC، مقترحًا أن إنزيم IFI16، وليس الإنزيمات الأخرى، هو الذي يبدأ الاستجابات لعدوى KSHV. بالإضافة إلى ذلك، يرتبط IFI16 بالحمض النووي الفيروسي ويسهل بعد ذلك IFN- الإنتاج من خلال تفاعل مباشر بين IFI16 و STING. يتضح أن IFI16 هو مستقبل نمطي فريد يلعب دورين في السيتوبلازم والنواة. علاوة على ذلك، تشير وجود كل من الإنفلامازومات النووية والسيتوسولية إلى أن الجهاز المناعي الفطري يتبنى نهجًا متعدد الأوجه للكشف عن مسببات الأمراض داخل الخلايا.
NLRC5، مثل NLRC4، مهم أيضًا في الدفاعات المضادة للبكتيريا. يتم التعبير عن NLRC5 في كل من السيتوبلازم ونواة الخلايا، و
يمكن لـ NLRC5 تنظيم تعبير جينات MHC من الفئة الأولى. من المقبول على نطاق واسع أن NLRC5 ينظم تعبير الجينات داخل النواة، لكن وظيفته داخل السيتوبلازم أقل وضوحًا وتحتاج إلى فهم. في الخلايا الوحيدة، يلعب NLRC5 دورًا حيويًا في الوساطة في تنشيط الكاسبيز-1 و IL-1. إفراز استجابةً للعدوى من الإشريكية القولونية، والمكورات العنقودية الذهبية، والشغيلة المرنة، أو عند التحفيز بواسطة روابط TLR. من المثير للاهتمام أن المحفزات NLRP3 يمكن أن تحفز IL-1 الإفراز عبر NLRC5. كما وُجد أن ASC وNLRP3 يتفاعلان جسديًا مع NLRC5، حيث تتطلب المجالات NACHT السليمة أن يرتبط NLRC5 بـ NLRP3. إن التعبير المشترك عن ASC وpro-caspase-1 وpro-IL-1 NLRC5 و NLRP3 في خلايا HEK293T يسبب IL-1 انشقاق. من المثير للاهتمام أن ربيطات TLR والمنشطات NLRP3 لا يبدو أن لها تأثير على إنتاج السيتوكينات في غياب NLRC5، في حين أن التعبير المشترك لـ NLRC5 وpro-caspase-1 وpro-IL-1 بدون NLRP3 يؤدي إلى انقسام IL-1 تشير هذه البيانات إلى أن NLRC5 يبدو أنه قادر على تشكيل إنفلامازوم وظيفي، على الرغم من أنه لا يزال يتعين تحديد ما إذا كان NLRC5 يمكن أن يشكل مركب إنفلامازوم بشكل مستقل.
تم الإبلاغ سابقًا عن أن إنزيمات NLRP6 الالتهابية تنظم الميكروبات المعوية في الفئران. هناك أيضًا أدلة على أن NLRP6 يمكن أن يشكل إنزيمات الالتهاب في المختبر. على سبيل المثال، في دراسة حيث تم التعبير عن NLRP6 وASC في خلايا 293T، تم استقطاب NLRP6 إلى هياكل شبيهة بالبقع داخل ASC. علاوة على ذلك، فإن إدخال بلازميدات ترمز إلى NLRP6 وASC وpro-caspase-1 في خلايا COS-7L يحفز IL-1. إفراز تأتي أدلة إضافية على نازعة الالتهاب NLRP6 من دراسات تظهر أن الفئران التي تفتقر إلى NLRP6 طورت التهاب القولون المعزز الناتج عن كبريتات الدكستران الصوديوم (DSS)، مثل تلك التي تعاني من نقص ASC وIL-18. ومن المثير للاهتمام، أن إحدى الدراسات أفادت بأن تربية الفئران من النوع البري والفئران التي تفتقر إلى NLRP6 معًا زادت من شدة المرض في الفئران من النوع البري، وهو ما تم تفسيره كدليل على أن الميكروبات يمكن أن تعمل كعامل محفز لزيادة التهاب القولون بطريقة تعتمد على NLRP6. بالإضافة إلى ذلك، كان إنتاج IL-18 حاسمًا للحفاظ على توازن الأمعاء. كما تم الافتراض أن ligands غير المعروفة قد تنشط نازعة الالتهاب NLRP6، مما يؤدي في النهاية إلى نضوج IL-18، ومنع اختلال التوازن الميكروبي، وتنظيم الميكروبات من خلال آلية غير معروفة. تم الحصول على مزيد من الرؤية حول وظيفة نازعة الالتهاب NLRP6 في توازن الأمعاء من خلال دراسات حول إنتاج المخاط في الفئران التي تعرضت لعدوى مسببة للأمراض المعوية. كان هناك انخفاض كبير في سمك المخاط في الفئران التي تفتقر إلى NLRP6 أو ASC أو الكاسبيز-1، مما زاد من التصاق البكتيريا وانتشارها في الفئران المصابة بـ C. rodentium. من الواضح أن إنفلامازوم NLRP6 يشارك في حماية الحاجز المعوي وتنظيم اختلال التوازن الميكروبي؛ ومع ذلك، لا يزال غير واضح كيف تنشط الروابط المعوية إنفلامازوم NLRP6.
تم الإبلاغ عن تنشيط إنزيم NLRP7 في البلعميات البشرية عند تعرضها للببتيدات الدهنية الميكروبية. يمكن أن تنشط مجموعة متنوعة من الليبوبايدز البكتيرية المكلّسة، بالإضافة إلى المحفزات TLR2، NLRP7 مما يؤدي إلى تفعيل الكاسبيز-1 وإنتاج IL- الإنتاج. بالإضافة إلى ذلك، يُعتقد أن تنشيط TLR2 استجابةً للببتيدات الدهنية المُستبدلة يعتمد على نضوج IL-1. من خلال NLRP7 ومطلوب لنسخ الكيموكينات، برو-IL-1 ، و IL-18 المؤيد. إن نسخ هذه الجزيئات الإشارية، بدورها، يعمل كخطوة تمهيدية لتنشيط إنزيم NLRP7. من خلال تنشيط NLRP7، يصبح الكاسبيز-1 نشطًا إنزيميًا، مما يؤدي إلى IL-1 ونضوج IL-18، الذي يقيّد بعد ذلك تكاثر البكتيريا داخل الخلايا. ومع ذلك، لم تُلاحظ إفرازات IL-6 أو عامل نخر الورم-أ (TNF-أ) المستقلة عن الكاسبيز-1 بعد تنشيط إنفلامازوم NLRP7. بالإضافة إلى ذلك، وجدت بعض الدراسات في المختبر أن NLRP7 هو منظم سلبي للالتهاب. على سبيل المثال، يتفاعل NLRP7 مباشرة مع البروكاسبيز-1 ويثبط IL-1. نضوج في خلايا HEK293 التي تم نقلها بشكل عابر. حدثت نفس الحالة في خلايا THP-1، حيث زادت مستويات NLRP7 عند إضافة LPS أو IL-1. التحفيز. على وجه التحديد، أفرزت خلايا THP-1 التي تعبر عن NLRP7 كميات أقل من IL-1 من
دور الأجسام الالتهابية في الأمراض البشرية وإمكاناتها كـ… ياو وآخرون.
خلايا ناقلة فارغة عند معالجتها بـ LPS. بشكل متسق، أظهر المرضى الذين يعانون من ورم هيداتي خلال الحمل والذين لديهم طفرات في NLRP7 ونسخ نادرة مستويات منخفضة من IL وإفراز TNF استجابةً لـ LPS. ميكانيكياً، يعتبر PYD حاسماً في تثبيط IL-1 المعالجة، بحيث أن الطفرات التي تقطع البروتين بعد PYD تلغي IL-1 التثبيط. يتواجد NLRP7 معًا مع جهاز جولجي ومراكز تنظيم الأنابيب الدقيقة في خلايا الدم البيضاء أحادية النواة الطرفية، مما يشير إلى أن NLRP7 يؤثر أيضًا على IL-1. وإفراز TNF عبر نقل السيتوكينات في هذه الخلايا. لا يزال الدور الدقيق لـ NLRP7 في المناعة الفطرية غير واضح. علاوة على ذلك، فإنه غير معروف ما إذا كانت إنزيمات NLRP7 يمكن أن تتشكل في أنواع خلايا أخرى أو إذا كانت هناك ليغاندات أخرى يمكن أن تنشط NLRP7. قد تكون هذه الأسئلة مجالات مثيرة للبحث في المستقبل القريب.
أظهرت دراسة حديثة أن NLRP9 يمكن أن يبدأ تشكيل الإنفلامازوم عند تحفيز قصير لـ dsRNA. يعمل NLRP9b ككاشف للكشف عن فيروس الروتا في الأمعاء. ومن المثير للاهتمام أن NLRP9b لم يرتبط مباشرة بـ RNA الفيروسي؛ بل عمل إنزيم الهيليكاز DHX9 كبروتين رابط مباشر لـ RNA الذي يسهل التعرف على الفيروس بواسطة NLRP9. ومع ذلك، لا يزال الآلية التي يميز بها DHX9 بين RNA الفيروس والـ RNA الخاص بالخلية المضيفة غير واضحة. ومن المثير للاهتمام أن NLRP9b يتم التعبير عنه بشكل رئيسي في خلايا الظهارة المعوية وليس في الخلايا المناعية المجاورة. أظهرت الفئران المعدلة وراثيًا التي تفتقر إلى NLRP9b زيادة في القابلية للإصابة بفيروس الروتا، مما يشير إلى أن NLRP9b يمارس وظيفة وقائية في خلايا الظهارة المعوية. عند الإصابة بفيروس الروتا، يشكل NLRP9b إنفلامازومات مع ASC وcaspase-1 لتحفيز نضوج IL-18 وGSDMD-induced pyroptosis في الفئران. الفئران التي تفتقر إلى NLRP9b- أو ASC- أو caspase1- تظهر مستويات مرتفعة من الفيروسات وأعراض مرضية أكثر من الفئران من النوع البري، مما يشير إلى أن
يمكن أن يبدأ NLRP9b تشكيل الانفلامازوم عند الإصابة بفيروس الروتا. علاوة على ذلك، فإن الفئران التي تفتقر إلى GSDMD أكثر عرضة للإصابة بفيروس الروتا، مما يشير إلى أن إزالة فيروس الروتا تتطلب GSDMD. كما أن NLRP9 البشري قادر أيضًا على الارتباط بـ RNA فيروس الروتا. ومع ذلك، لا يزال غير واضح ما إذا كان NLRP9 البشري يؤدي نفس الوظائف مثل NLRP9 الفأري. هناك حاجة لمزيد من التحقيقات لتحديد الآليات الجزيئية الدقيقة التي تكمن وراء تشكيل انفلامازوم NLRP9 البشري.
توفر هذه الدراسات فهماً أفضل للمناعة الفطرية والإنفلامازومات، وتقترح أنه قد تكون هناك أهداف علاجية جديدة محتملة للأمراض المرتبطة بنشاط الإنفلامازومات غير الطبيعي. كما تكشف هذه الدراسات أن الإنفلامازومات تُعبر في أنواع مختلفة من الخلايا وتستجيب لمسببات الأمراض المتنوعة في كل من السيتوبلازم والنواة. يمكن أن تُعزى الاختلافات في الآليات التي تنظم تنشيط الإنفلامازومات التي أبلغت عنها هذه الدراسات إلى عدة عوامل، بما في ذلك الاختلافات الجوهرية في أنواع الخلايا، ومستويات التعبير عن الإنفلامازومات، وأنواع المحفزات المستخدمة لتحدي الخلايا. يجب إجراء مزيد من التحقيقات التي تركز على الدور الدقيق الذي تلعبه الإنفلامازومات في تعديل مسارات الإشارات المناعية الفطرية في الأنظمة ذات الصلة.

أدوار الإنفلامازومات في الأمراض المختلفة

هناك علاقة قوية بين الأجسام الالتهابية ومجموعة متنوعة من الأمراض المناعية الذاتية والأمراض الالتهابية الذاتية، بما في ذلك الأمراض القلبية الوعائية، والأمراض التنكسية العصبية، والاضطرابات الأيضية (الشكل 4). وبالمثل، مع تزايد فهمنا للأجسام الالتهابية على مدى العقود القليلة الماضية، أصبح من الواضح بشكل متزايد أن الأجسام الالتهابية تلعب دورًا إما سببيًا أو مساهمًا.
الشكل 4 تساهم أنواع مختلفة من الإنفلامازومات في أمراض أنظمة مختلفة في جسم الإنسان. تم إنشاء الشكل بمساعدة FIGDRAW
الأدوار في بدء وتطور مختلف الأمراض. هنا، نقدم نظرة عامة على الأدوار المحتملة التي قد تلعبها تلك الأجسام الالتهابية في الأمراض المختلفة.

اضطرابات القلب والأوعية الدموية

تلعب الالتهابات دورًا رئيسيًا في تطور اضطرابات القلب والأوعية الدموية، وقد تم ربط النشاط غير الطبيعي لجهاز الالتهاب بعدد من هذه الحالات، بما في ذلك تصلب الشرايين. تصلب الشرايين هو مرض مزمن يتميز بالتصلب أو التضيق التدريجي للأوعية الدموية الشريانية، مما يمكن أن يؤدي إلى النوبات القلبية والسكتات الدماغية. في تصلب الشرايين، تتجمع كميات كبيرة من الكوليسترول وخلايا الدم البيضاء في جدار الشريان، مما يمنع الدم الغني بالأكسجين من الوصول إلى الأعضاء. مقارنةً بالأنسجة الشريانية الخالية من الأمراض، تحتوي لويحات تصلب الشرايين على مستويات أعلى من IL-18 وم receptors IL-18. يؤدي تنشيط inflammasome إلى زيادة إنتاج IL-18، مما قد يساهم في علم الأمراض المرتبط بتصلب الشرايين. على سبيل المثال، الفئران التي تفتقر إلى بروتين ApoE تتطور لديها تصلب الشرايين بشكل تلقائي، وتكون لويحات تصلب الشرايين أكثر عدم استقرار عندما تكون مستويات IL-18 مرتفعة، في حين أن نقص IL-18 يؤدي إلى حدوث آفات أصغر. زيادة الأحماض الدهنية الحرة (FFAs) والبروتين الدهني منخفض الكثافة (LDL) في دم الإنسان يمكن أن تحفز البرو-IL الإنتاج عبر TLRs. مستقبل سطح الخلية CD36 يعزز امتصاص LDL المؤكسد (ox-LDL) وتبلور الكوليسترول، وتقوم بلورات الكوليسترول هذه بتنشيط inflammasome NLRP3 في المختبر عبر تلف الفاجوليزوزوم. تشير هذه البيانات إلى أن الأحماض الدهنية الحرة أو LDL يمكن أن توفر إشارة التهيئة أو التنشيط للإنفلامازومات. في البلعميات، ينشط الكوليسترول إنفلامازوم NLRP3 ويعزز IL-1. الإفراز بطريقة تعتمد على كاتيبسين ب. في الفئران التي تم فيها حذف مستقبلات LDL، تم زرع نخاع العظم من NLRP3-/-, ASC-/-, أو IL أظهرت الفئران -/- انخفاضًا في تصلب الشرايين. وبالمثل، فإن حجم الآفات التصلبية في الفئران التي تفتقر إلى ApoE يتقلص بشكل كبير بواسطة IL- تعطيل. هذه النتائج واعدة وتقترح أنه يجب إجراء دراسات إضافية لتوضيح الآلية الدقيقة لتنشيط الإنفلامازوم في تصلب الشرايين، بالإضافة إلى مساهمة IL-1. إلى تكوين اللويحات.
يمكن أن يسبب ارتفاع ضغط الدم تضخم عضلة القلب وتليفها، مما يؤدي إلى تطور فشل القلب. كما أن ارتفاع ضغط الدم يؤدي إلى زيادة تنظيم NLRP3 و IL-1 في القلب أو الأوعية الدموية. تمت ملاحظته في نماذج حيوانية مختلفة، مثل الفئران المصابة بارتفاع ضغط الدم التلقائي، وفئران تضخم البطين الأيمن غير المتعوض، والفئران المصابة بارتفاع ضغط الدم الناتج عن الأسيتات ديكسيكورتيكستيرون. من المثير للاهتمام أن تضيق الشريان الأورطي العرضي (TAC) وجد أيضًا أنه يزيد من نشاط NLRP3 و caspase-1 في خلايا عضلة القلب، ولكن ليس في خلايا غير عضلة القلب. هذا يشير إلى أن الموقع الأصلي لتنشيط إنزيم NLRP3 قد يكون في خلايا القلب. ومع ذلك، لا يزال غير واضح كيف يتم تنشيط الإنزيمات الالتهابية دون حدوث ضرر إقفاري أو موت خلايا. هناك أدلة على أن تنشيط إنزيم NLRP3 يتم بواسطة زيادة كيناز البروتين المعتمد على الكالسودين II نشاط (CaMKIIS) استجابةً للضغوط الزائدة. استخدام CaMKII المحدد لعضلة القلب في الفئران التي تحمل جين KO (CKO)، لاحظ الباحثون أن نشاط الكاسبيز-1 قد انخفض، و IL-1 وكانت مستويات IL-18 منخفضة في الفئران المعالجة بـ TAC من نوع CKO. بالإضافة إلى ذلك، قد يؤدي داء السكري إلى اعتلال عضلة القلب السكري، حيث يمكن أن يؤدي تنشيط NLRP3 بطريقة تعتمد على كاتيبسين ب إلى تفاقم الحالة من خلال تعزيز البيروبتوس. قد تتعزز هذه التأثيرات بواسطة الجلوكوز، الذي يعد محفزًا محتملاً لـ NLRP3. بشكل عام، تشير هذه النتائج إلى أن العلاجات التي تستهدف إنزيم NLRP3 قد تساعد في منع إعادة تشكيل القلب وفشل القلب.
تم ربط إنزيم NLRP3 أيضًا بتطور الرجفان الأذيني. في خلايا القلب الأذينية من مرضى الرجفان الأذيني، كانت نشاط إنزيم NLRP3 مرتفعًا. أظهرت الفئران التي تعبر عن NLRP3 النشط بشكل دائم في خلايا القلب (خلايا القلب-KI) انقباضات أذينية مبكرة عفوية؛ واستخدام MCC950 لتثبيط NLRP3 قلل من ذلك.
الانقباضات الأذينية المبكرة العفوية. أظهرت فئران CardiomyocyteKI أذينين أكبر، وإعادة تشكيل كهربائية، و أنماط الإفراز من الشبكة الساركوبلازمية، التي تم منعها من خلال تقليل NLRP3 في خلايا عضلة القلب. تشير هذه النتائج إلى أن استهداف inflammasome NLRP3 يمكن أن يكون علاجًا جديدًا للرجفان الأذيني.
هناك أدلة على أن اعتلال عضلة القلب المتوسع مصحوب بمكون التهابي يلعب دورًا مهمًا في مسبباته. على سبيل المثال، هناك ارتباط سريري بين مستويات NLRP3 inflammasome المتداولة ووظيفة القلب، بالإضافة إلى العلاقة بين مستويات NT-pro BNP ومعدل إعادة الاستشفاء التراكمي لدى المرضى الذين يعانون من اعتلال عضلة القلب المتوسع. يحدث تنشيط NLRP3 أيضًا بطريقة تعتمد على الوقت استجابةً للاحتشاء. تطلق الخلايا الإقفارية DAMPs وalarmins، مما يحفز بشكل قوي inflammasome NLRP3. خلال مرحلة الشفاء، تكون تجمعات ASC الأكثر شيوعًا في خلايا القلب والليفية. علاوة على ذلك، وُجد أن المرضى الذين يعانون من التهاب عضلة القلب الحاد لديهم نيرب3 (NLRP3) فيلاموسومات في عضلة القلب الداخلية. فيروس CVB3، وهو فيروس شائع يسبب التهاب عضلة القلب، يزيد من كاسبيز-1 وASC وIL-1 التعبير في الفئران المصابة عن طريق تغيير تنشيط NLRP3. ميكانيكياً، يقوم الكاتيبسين ب بوساطة كل من تنشيط inflammasome و pyroptosis في التهاب عضلة القلب الناتج عن CVB3 في التجارب.
تنظم إنزيمات NLRP3 أيضًا بدء وانتشار اضطراب قلبي وعائي آخر: الانصمام الخثاري الوريدي (VTE). تشير زيادة نشاط NRLP3، التي تدل عليها مستويات عالية من كاسبيز-1 و IL-1 تمت ملاحظة مستويات IL-6 أو بروتين سي التفاعلي في المرضى الذين يعانون من تجلط الأوردة العميقة. نقص الأكسجين وتدفق الدم المنخفض يحفزان تنشيط NLRP3 وزيادة مستويات الكاسبيز-1 و IL-1 بعد تجلط الأوردة التجريبي. لقد وجدت دراسات التدخل التجريبية أيضًا أن الحذف الجيني لـ NLRP3 أو الكاسبيز-1 أو GSDMD، وكذلك تثبيط الكاسبيز-1 أو IL-1 لقد تم إظهار أنه يحسن تجلط الأوردة. بشكل عام، قد يكون من الممكن تطوير علاجات جديدة ضد تجلط الأوردة العميقة من خلال استهداف إنزيم NLRP3 الالتهابي بشكل انتقائي وزيادة فوائد مضادات التخثر. باختصار، هناك أدلة كبيرة على أن الإنزيمات الالتهابية تلعب أدوارًا مسببة أو مساهمة في تطور العديد من الأمراض القلبية الوعائية. تشير هذه البيانات إلى أن الإنزيمات الالتهابية، كاسبيز-1، و IL-1 قد تكون أهدافًا علاجية واعدة لأمراض القلب والأوعية الدموية.
تم الإبلاغ عن أن العديد من الأدوية المستخدمة بشكل شائع مثل أدوية مضادات الأورام (مثل دوكسوروبيسين) والأدوية المضادة للذهان لها تأثيرات سامة على القلب بشكل كبير. علاوة على ذلك، وجدت دراسة حديثة أن Sirtuin 3 يخفف من السمية القلبية الناتجة عن الدوكسوروبيسين من خلال تثبيط تنشيط إنزيمات NLRP3. كانت السمية القلبية الناتجة عن مضادات الذهان مدفوعة بشكل أساسي بتوطين مستقبلات CB1R الذي أدى إلى استقرار إنزيم NLRP3 والانتحار الخلوي الناتج عن البيروبتوس. تشير هذه النتائج إلى أن تنشيط الإنفلامازوم قد يعمل كوسيط للتسمم الناتج عن الأدوية. وبالتالي، فإن استهداف مسار إشارات الإنفلامازوم لديه القدرة على تخفيف الآثار السلبية على القلب الناتجة عن أدوية مضادة للأورام أو مضادات الذهان.

اضطرابات عصبية

NLRP3 هو أول إنفلامازوم تم دراسته في الجهاز العصبي المركزي (CNS)، وعلى الرغم من أنه يقع بشكل أساسي في الخلايا الدبقية الصغيرة، إلا أنه يُعبر عنه أيضًا في الخلايا العصبية، والخلايا النجمية، والخلايا الدبقية قليلة التغصن. تلعب إنزيمات NLRP3 دورًا حاسمًا في عدة أمراض دماغية، بما في ذلك مرض الزهايمر (AD) ومرض باركنسون (PD) والتصلب الجانبي الضموري (ALS) والتصلب المتعدد (MS) والعدوى في الجهاز العصبي المركزي. يحتوي NLRP3 على نوعين رئيسيين، بما في ذلك NLRP3 الكامل والطول والذي لا يحتوي على الإكسون 5. يعمل بروتين NLRP3 الكامل الطول بشكل فعال، بينما يعتبر الشكل المتغير لـ NLRP3 الذي يفتقر إلى الإكسون 5 غير وظيفي ولا يمكن تنشيطه. تشارك بروتينات NLRP3 الوظيفية في الالتهاب العصبي للأمراض التنكسية العصبية. ومع ذلك، فإن الوظائف الدقيقة لبروتين NLRP3 الكامل الطول والذي يفتقر إلى الإكسون 5 في الاضطرابات التنكسية العصبية لا تزال غير واضحة.
تم الإشارة أيضًا إلى أنماط الالتهاب الأخرى، بما في ذلك NLRP1 وNLRC4 وAIM2، في بعض الاضطرابات العصبية. تم اكتشاف AIM2 في معظم خلايا الجهاز العصبي المركزي، بما في ذلك الخلايا العصبية، والميكروغليا، وخلايا بطانة الدماغ. من ناحية أخرى، تم ملاحظة إنزيمات NLRP1 الالتهابية بشكل رئيسي في الخلايا العصبية، بينما تم العثور على تعبير NLRC4 بشكل أساسي في الميكروغليا والأستروسيتات. علاوة على ذلك، فإن العلامات المميزة للأمراض التنكسية العصبية مثل الأميلويد- ، – سينوكليين ( – سين)، وبروتين ربط الحمض النووي TDP43 يمكن أن يعمل كأنماط جزيئية منشطة للمناعة في الجهاز العصبي المركزي.
هو أكثر الاضطرابات العصبية التنكسية شيوعًا. تتميز بتكوين لويحات عصبية وتشابكات ليفية عصبية (NFTs) في الدماغ. تُسبب اللويحات العصبية تراكم A بينما تعتبر NFTs نتيجة لفرط الفسفرة للبروتين تاو داخل الخلايا العصبية. يتم إنتاجه بشكل أساسي داخل الخلايا العصبية ثم يتم إطلاقه من الدماغ إلى السائل الدماغي الشوكي والأوعية الدموية. عند تجاوز عتبة حرجة، تشكل أوليغومرات، وألياف، ورواسب في لويحات عصبية، والتي يمكن أن تعمل كعوامل تنشيطية DAMPs لتفعيل إنزيمات NLRP3. أليافي IL-1 الميكروغليالي المستحث يحدث الإفراز بطريقة تعتمد على NLRP3 و ASC. بالإضافة إلى ذلك، القابل للذوبان والأوليغوميري الببتيدات لها نفس القوة في تحفيز تنشيط إنزيم NLRP3 المعتمد على CD36 وإنتاج IL-1. الإنتاج. يتم تنظيم تنشيط NLRP3 بشكل إضافي بواسطة الالتهام الذاتي، حيث وُجد أن نقص بروتين الالتهام الذاتي المرتبط بالخلايا 7 (ATG7) يزيد من انقسام كاسبيز-1 و IL-1. إطلاق في الخلايا الدبقية الصغيرة. وجدت دراسة أخرى أن وسائط الخلايا المجمعة من الميكروغليا المعالجة كانت سامة عصبيًا، وكان هذا التأثير أكثر وضوحًا في الميكروغليا التي تفتقر إلى ATG7، مما يشير إلى أن تنشيط inflammasome الميكروغليا بشكل جيد يمكن أن يحد من تدمير الخلايا العصبية. وقد أظهرت الدراسات أيضًا أن inflammasome NLRP3 يعمل في الخلايا النجمية، ويمكن للخلايا النجمية أن تطلق IL-1. بطريقة تعتمد على ASC عند امتصاص ومع ذلك، تم العثور على إنزيم NLRC4 أيضًا في الخلايا النجمية وقد يعزز IL-1 نضوج. ما إذا كانت الأجسام الالتهابية المختلفة تعمل بشكل تآزري أو مستقل يحتاج إلى مزيد من التحقيق. في تقييم امتصاص داخل الجسم الحي، أظهرت الفئران المعدلة وراثياً التي تفتقر إلى بروتين سلف الأميلويد (APP)/بريسينيلين 1 (PS1)/NLRP3 (فئران تم إنتاجها من تزاوج فئران APP/PS1 وفئران NLRP3 المعدلة وراثياً) أدلة على البلعمة وزيادة قدرة الجسم على التخلص من البلعمة. تم زيادة تعبير إنزيم تحلل الأنسولين (IDE) أيضًا في مستخلصات الدماغ المأخوذة من فئران APP/PS1/نقص NLRP3. لقد أظهر IDE أنه يؤدي إلى تدهور خارج الخلية ، مما يشير إلى أن NLRP3 يلعب دورًا في تحقيق التوازن في الدماغ التحميل. بالإضافة إلى ذلك، يحدث فقدان التشابك العصبي في أدمغة مرض الزهايمر، ويعمل حظر الإشارات المرتبطة بـ NLRP3 على الحماية من فقدان الشوكات العصبية في فئران APP/PS1. علاوة على ذلك، فإن تكوين بقع ASC هو سمة أخرى من سمات تنشيط الانفلامازوم، وعند الإفراج، ترتبط بقع ASC بسرعة بـ الببتيدات. أ كما تم إظهار أنه يرتبط مع ASC في عينات الدماغ من الفئران المصابة بمرض الزهايمر وAPP/PS1. علاوة على ذلك، يمكن لرقائق ASC أن تزرع A ترسيب في فئران APP/PS1. تشير هذه النتائج إلى أن إطلاق بقع ASC قد يساهم في المرحلة المبكرة من A ترسيب ومرضية مرض الزهايمر. وجدت دراسة حديثة أيضًا أن القابلية لتنشيط inflammasome كانت مرتبطة بزيادة احتمالية وجود عجز إدراكي لدى مرضى الزهايمر. بالإضافة إلى ذلك، تم الإشارة إلى أن إنزيمات AIM2 وNLRP1 الالتهابية على وجه الخصوص لها دور في مرض الزهايمر، حيث أظهر مرضى الزهايمر زيادة في تعبير NLRP1 في أدمغتهم. أظهرت الخلايا العصبية في فئران APP/PS1 زيادة في مستويات NLRP1. أيضًا، قلل NLRP1 من عدد الخلايا العصبية الميتة ولكن لم يكن له تأثير على الإجمالي الإيداع في هذا النموذج. بالإضافة إلى ذلك، يُعتقد أن AIM2 يلعب دورًا حيويًا في مسببات مرض الزهايمر، حيث تم تقليل تنشيط الخلايا الدبقية الصغيرة، وزادت مستويات IL-6 وIL-18 عندما تم حذف AIM2 في فئران 5XFAD. ومع ذلك، لم تتحسن سلوكيات الحقل المفتوح وأداء الذاكرة المكانية. يشير إلى أن إنزيم AIM2 قد لا يؤثر بشكل مباشر على الإدراك أو تشكيل الذاكرة.
تشير الأبحاث إلى أن -يمكن أن يؤدي سين إلى تنشيط inflammasome في مرض باركنسون. يمكن أن يحفز ألفا-سين NLRP3 inflammasome.
دور الإنفلامسومات في الأمراض البشرية وإمكاناتها كـ… ياو وآخرون.
تنشيط و IL- إطلاق في كل من المونوسيتات والميكروغليا بطريقة تعتمد على الكاتيبسين ب والكاسبيز-1. يمكن لمثبطات TLR2 أن تمنع هذا -إنتاج IL بواسطة Syn- إطلاق في أحادية النواة البشرية. هذا يشير إلى أن TLR2 قد يتوسط في مسار الإشارة الذي من خلاله يحفز الألفا-سينوكلين تنشيط إنزيم NLRP3. ومع ذلك، هناك حاجة إلى بيانات إضافية لتوضيح هذه الآلية ودورها في مرض باركنسون. في الفئران المصابة بمرض باركنسون الناتج عن MPTP والميكروغليا البشرية، يقوم الدوبامين بتثبيط تنشيط إنزيم NLRP3 الميكروغلي من خلال الإشارة عبر DRD1 وDRD2، مما يؤدي إلى يوبكويتين NLRP3 وتدهوره اللاحق. وبالمثل، فإن تثبيط تنشيط إنزيم NLRP3 في الخلايا الدبقية الصغيرة قلل بشكل كبير من التنكس العصبي الدوباميني وحسن العجز الحركي في الفئران المعالجة بـ MPTP، على الرغم من أن الآلية وراء ذلك لا تزال غير معروفة. تم الإشارة أيضًا إلى NLRP3 العصبي في مسببات مرض باركنسون. يعمل بروتين باركين المشفر بواسطة PRKN كـ E3 يوبكويتين ليغاز، وتؤدي طفرات PRKN إلى مرض باركنسون أحادي الجين. في الخلايا العصبية الدوبامينية، يؤدي تقليل نشاط باركين إلى تنشيط عفوي لمركبات NLRP3 الالتهابية، ويقوم باركين بمنع هذا التنشيط عن طريق يوبيلتينغ NLRP3. تشير هذه النتائج إلى أن كل من إنزيمات NLRP3 الالتهابية العصبية والميكروغليالية تلعب دورًا في مسببات مرض باركنسون؛ وما إذا كان الاثنان يعملان بشكل متكامل لا يزال بحاجة إلى تحديد.
ALS هو مرض تنكسي عصبي يدمر تدريجياً الخلايا العصبية الحركية العليا والسفلى، مما يؤدي إلى ضمور وشلل العضلات الإرادية. إن إنزيم سوبر أكسيد ديسموتاز (SOD1) وTDP43 هما جزيئان رئيسيان في خطر عالٍ من الطفرات الجينية التي تسبب مرض ALS العائلي. لقد كانت هناك أدلة على أن إنزيم NLRP3 الالتهابي يتم تفعيله في أدمغة وأعصاب الحبل الشوكي لمرضى ALS المتقطع وكذلك في نماذج الفئران المصابة بـ ALS. أظهرت عينات خزعة مأخوذة من الحبل الشوكي لمرضى ALS زيادة في NLRP3 وASC وcaspase-1 وIL-1. مما يشير إلى أن تنشيط NLRP3 قد يكون مرتفعًا لدى هؤلاء المرضى. بالإضافة إلى ذلك، يظهر نموذج الفأر الطافر SOD1 لمرض التصلب الجانبي الضموري مستوى متزايد من تنشيط NLRP3، فضلاً عن تكوين بقع ASC و IL-1. النضوج في الحبل الشوكي. تم العثور على أن نقص الكاسبيز-1 و IL-1 أعاد العجز الحركي المرتبط بمرض التصلب الجانبي الضموري في الفئران الطافرة SOD1. من المثير للاهتمام، أن إحدى الدراسات وجدت أن NLRP3 كان موجودًا في خلايا CD11b + ولكن ليس في خلايا lba1 + في الحبل الشوكي لفئران SOD1. هذا يشير إلى أن خلايا المناعة المحيطية قد تساهم أيضًا في الالتهاب في الأمراض التنكسية العصبية. علاوة على ذلك، أظهرت الأدلة أيضًا أن تنشيط إنزيم NLRP3 حدث في العضلات وقرب الوصلات العصبية العضلية، مما زاد من تدهور العضلات الهيكلية في فئران SOD1G93A. بشكل عام، لا يزال هناك الكثير لنتعلمه عن دور تنشيط NLRP3 في تطور مرض التصلب الجانبي الضموري.
التصلب المتعدد هو مرض مناعي ذاتي شائع في الجهاز العصبي المركزي يتميز بهجوم على الخلايا الدبقية قليلة التغصن وإزالة الميالين. وقد تم الإبلاغ عن أن مرضى التصلب المتعدد لديهم مستويات مرتفعة من الكاسبيز-1 وعامل النمو الشبيه بالأنسولين 1 في أحادية الدم المحيطية، وأنسجة الدماغ، والسائل الدماغي الشوكي. بالإضافة إلى ذلك، فإن وظيفة حاسمة لـ NLRP3 في التهاب الدماغ والنخاع الشوكي المناعي الذاتي التجريبي (EAE) هي تحفيز هجرة خلايا CD4 +T من خلال زيادة تعبير البروتينات المرتبطة بالكيمياء الحيوية، مما يشير إلى أن نموذج حيوانات EAE لمرض التصلب المتعدد يتضمن الهيكل الالتهابي NLRP3. اضطراب طيف التهاب العصب البصري (NMOSD) هو مرض مناعي ذاتي آخر يؤثر على الجهاز العصبي المركزي. تشترك التصلب المتعدد وNMOSD في أعراض مشابهة. أظهرت دراسات حديثة أن مستويات NLRP3 في السائل الدماغي الشوكي كانت مرتفعة بشكل ملحوظ لدى المرضى الذين يعانون من NMOSD أو التصلب المتعدد. بالإضافة إلى ذلك، كان لدى مرضى NMOSD مستويات أعلى من NLRP3 في السائل الدماغي الشوكي مقارنة بمرضى التصلب المتعدد. تشير هذه النتائج إلى أن مستويات NLRP3 في السائل الدماغي الشوكي قد تكون علامة تشخيصية محتملة في NMOSD و MS.
معًا، تدعم هذه النتائج الفكرة القائلة بأن زيادة القابلية للعمل غير الطبيعي لجهاز الالتهاب في أنواع مختلفة من الخلايا في الجهاز العصبي المركزي قد تجعل الدماغ أكثر عرضة للتغيرات التنكسية العصبية، وبالتالي تعزز تطور مرض الزهايمر، ومرض باركنسون، أو غيرها من الأمراض العصبية. هناك حاجة لمواصلة البحث في
تطوير أدوية تستهدف أنواع خلايا معينة أو مسارات إشارات الإنفلامازوم. يمكن أن توفر هذه الأبحاث رؤى قيمة حول كيفية مساهمة الإنفلامازومات في علم الأمراض في مختلف الاضطرابات التنكسية العصبية. قد تكون لهذه الأدوية إمكانيات علاجية كبيرة ويجب استكشافها بشكل أكبر.

اضطرابات الجهاز التنفسي

تُعتبر الإنفلامازومات متورطة في مسببات العديد من الاضطرابات التنفسية، بما في ذلك الربو، ومرض الانسداد الرئوي المزمن (COPD)، والعدوى الرئوية، والتليف الرئوي، ومتلازمة الضائقة التنفسية الحادة (ARDS). ونتيجة لذلك، أصبحت الإنفلامازومات محورًا مهمًا للبحث الذي يهدف إلى تطوير مؤشرات تشخيصية جديدة وطرق علاجية في الأمراض الرئوية وغيرها من الاضطرابات التنفسية.
الربو هو مرض التهابي مزمن في المسالك الهوائية يؤثر على الخلايا الالتهابية والسيتوكينات في الرئتين. التعرض للمنتجات الصناعية أو الميكروبات أو غيرها من المواد المسببة للحساسية يؤدي إلى قيود قابلة للعكس في تدفق الهواء إلى الرئتين ومنهما، بالإضافة إلى فرط استجابة المجاري الهوائية. تسبب الالتهابات المستمرة في المجاري الهوائية تغييرات هيكلية في أنسجة المجاري الهوائية، والمعروفة باسم إعادة تشكيل المجاري الهوائية، مما يؤدي إلى انسداد مجرى الهواء غير القابل للعكس وفقدان تدريجي لوظيفة الرئة. هناك أدلة متزايدة على أن إنزيم NLRP3 يلعب دورًا في الربو. وجد الباحثون زيادة في التعبير عن NLRP3 و IL-1. جينات في البلغم المستخرج من رئتي 127 مريضًا بالربو. آلية تنشيط إنزيمات NLRP3 في الربو غير واضحة. أدت عدوى الكلاميديا والهيموفيلوس، أو OVA، وجزيئات ثاني أكسيد التيتانيوم النانوية، وعلاجات السيليكا إلى تحفيز NLRP3، كاسبيز-1، وIL-1. التعبير، مما يؤدي في النهاية إلى التهاب العدلات المقاوم للستيرويدات وزيادة الاستجابة. نقص فوليستاتين-مثل 1 يقلل من الإفراز المفرط للمخاط الناتج عن OVA وإنتاج المخاط الهوائي MUC5AC، ويثبط NLRP3 و IL-1. التعبير، إنتاج السيتوكينات الالتهابية، وتسلل الخلايا الالتهابية. ما إذا كانت التدخلات على إنزيم NLPR3 تختلف عن أهداف الالتهاب الأخرى يمكن أن تكون بمثابة طريق إضافي للبحث.
يمكن أيضًا رؤية تنشيط الأجسام الالتهابية وتغيرات استجابتها المرتبطة بتطور التهاب المسالك الهوائية في مرض الانسداد الرئوي المزمن. أظهر مقارنة مرض الانسداد الرئوي المزمن مع التدخين مستويات مرتفعة من NLRP3 وCaspase-1 وASC وIL-1. وحمض نووي ريبوزي رسول IL-18 في خلايا الدم المحيطية وحمض نووي ريبوزي رسول IL-18 في الأنسجة القصبية. ومع ذلك، فإن مستويات mRNA لـ NLRP3 وCaspase-1 وASC وIL-1 , و كانت مستويات mRNA IL18 أعلى في تفاقم حاد لمرض الانسداد الرئوي المزمن (AECOPD) مقارنةً بتلك الموجودة في مرضى COPD في المرحلة المستقرة، مما يشير إلى مشاركة أكبر لمركب NLRP3 الالتهابي في AECOPD. كما وجدت الدراسات أن مستخلص دخان السجائر (CSE) يحفز تعبير بروتين الصدمة الحرارية 60 وينشط مركب NLRP3 الالتهابي عبر مسار إشارة TLR4-MyD88-NF-кB. الإقلاع عن التدخين هو أهم تدخل لمرضى COPD من المدخنين. هناك أدلة على أن CSE يحفز الموت الخلوي المبرمج عبر مسار ROS-NLRP3-caspase-1-GSDMD في خلايا الظهارة الشعب الهوائية البشرية. تلعب الجسيمات الدقيقة (PM2.5) أيضًا دورًا في إصابة الرئة: بعد التعرض لـ PM، يقوم Sirtuin1 (SIRT1) بتثبيط بروتين ربط عنصر تنظيم الستيرول-1 (SREBP-1) ويقلل بشكل أكبر من مركبات PIR و NLRP3 الالتهابية. بالإضافة إلى ذلك، يساهم مسار ROS-TRPM2-Ca2 -NLRP3 أيضًا في إصابة الرئة الناتجة عن PM 2.5. تشير هذه الدراسات إلى أن مركب NLRP3 الالتهابي يمكن تنشيطه عبر مسارات متعددة في إصابة الرئة، مما يوفر هدفًا علاجيًا جديدًا لمرض COPD.
مرض فيروس كورونا الشديد 2019 (COVID-19) هو عدوى فيروسية RNA يمكن أن تسبب التهابًا رئويًا مستمرًا، واضطرابًا في إنتاج السيتوكينات، واستجابة IFN مستمرة، بالإضافة إلى فشل تنفسي. يمكن أن تحفز الفيروسات مركب NLRP3 الالتهابي. أظهرت دراسة ما بعد الوفاة أن المرضى الذين توفوا بسبب COVID19 كان لديهم مستويات وفيرة من NLRP3 و ASC و caspase-1 في رئاتهم. عندما يدخل COVID-19 الخلايا عبر بروتين إنزيم تحويل الأنجيوتنسين 2 (ACE2)، يتم التعرف على dsRNA و ssRNA
المشتقة من الفيروس بواسطة TLR3 و TLR7، مما يؤدي إلى ارتفاع مستويات pro-IL-1 و pro-IL-18، والتي يتم تقطيعها إلى أشكالها الناضجة بمجرد تنشيط مركب NLRP3 الالتهابي. يمكن تنشيط NLRP3 مباشرة بواسطة بروتين N الفيروسي. توجد علاقة بين مستويات IL-1 , IL-18، إنزيم لاكتات ديهيدروجيناز، وشدة COVID-19 لدى المرضى، مما يشير إلى أن تنشيط المركب الالتهابي والموت الخلوي المبرمج متورطان في علم الأمراض. أظهر مرضى COVID-19 أيضًا باستمرار GSDMD في مصلهم. نموذج الفأر البشري MISTRG6- المصاب بـ SARS-CoV-2 يعيد إنتاج علم الأمراض، التهاب الرئة، اضطراب إنتاج السيتوكينات، استجابة إنترفيرون مستمرة، بالإضافة إلى فشل تنفسي، مع نظام مناعي بشري. تلعب العدوى والتكاثر لـ SARS-CoV-2 في البلعميات المقيمة في الرئة دورًا حاسمًا في تطور المرض. عند الإصابة، تتعرض البلعميات البشرية لاستجابة التهابية يتم التحكم فيها بواسطة مستقبلات CD16 و ACE2. تشمل هذه الاستجابة تنشيط المركبات الالتهابية، مما يؤدي إلى إفراز IL-1 و IL-18، والموت الخلوي المبرمج. تساهم جميع هذه العوامل في الحالة الالتهابية المفرطة للرئتين. ومع ذلك، يمكن أن يساعد تثبيط مسار مركب NLRP3 الالتهابي في عكس الضرر الرئوي المزمن الناتج عن هذه الاستجابة. عند تثبيطه باستخدام MCC950، تم إفراز الفيروس بواسطة البلعميات المصابة، مما يشير إلى أن جين NLRP3 يتم تنشيطه لمنع عدوى SARS-CoV-2. معًا، يمكن أن يحسن العلاج المبكر المستهدف لمركب NLRP3 الالتهابي من تشخيص COVID-19.
متلازمة الضائقة التنفسية الحادة (ARDS) هي مرض التهابي يتميز بإصابة حويصلات رئوية منتشرة، نقص الأكسجة، وفشل تنفسي حاد. يمكن أن تؤدي ARDS إلى تطور وذمة رئوية بسبب زيادة نفاذية بطانة الأوعية الدقيقة الرئوية، مما يعيق تهوية أنسجة الرئة. يعزز caspase-1 و IL-18 تطور ARDS، وقد ارتبطت مستويات IL-18 المتداولة بشدة المرض والوفيات. تنشيط LPS بواسطة TLR4 ينشط مركب NLRP3 الالتهابي، بالإضافة إلى تعبير IL-1R1 على أسطح البلعميات الهوائية عبر مسار يعتمد على MyD88/NF-кВ. تشير إشارات LPS-TLR4 إلى البلعميات الهوائية لزيادة ARDS من خلال زيادة إشارات IL-1 -IL-1RI. هناك أيضًا أدلة على أن الموت الخلوي المبرمج الذي يتوسطه NLRP3 يلعب دورًا في مسببات ARDS. تحفز الهيستونات خارج الخلوية موت البلعميات الهوائية المبرمج عبر مسار NLRP3/caspase-1، مما يؤدي إلى تفاقم التهاب الرئة في ARDS.
النتيجة النهائية للأمراض الالتهابية الرئوية هي التليف. يقوم مركب NLRP3 الالتهابي بوساطة التليف الرئوي عبر مسار إشارة IL-1 -IL-1Rs-MyD88-NF-кB. علاوة على ذلك، وجدت الدراسات أيضًا أن مركب NLRP3 الالتهابي يمكن أن يحول خلايا بطانة الرئة إلى انتقال ظهاري-ميزانشيمي، مما يعزز التليف الرئوي. يلعب caspase-1 و IL-1 أدوارًا حيوية في تكوين الأنسجة الرئوية. يقوم إنزيم caspases-1 بتقطيع pro-IL-1 ويسمح بإفراز IL-1 يؤدي ارتفاع IL-1 إلى تأثير مسبب للتليف، وعادة ما يحدث بالاقتران مع زيادة تعبير IL-1Rs في تكوين الأنسجة. أظهرت دراسة على الخلايا الليفية الرئوية الأولية للفئران أن مركب NLRP3 الالتهابي يزيد من إنتاج IL-1 ، مما يؤدي إلى تليف الرئة عند تحفيزه بواسطة بليوميسين. بشكل جماعي، ساعدت هذه التحقيقات في توضيح دور المركبات الالتهابية في تطور التليف الرئوي وقد تؤدي إلى اكتشاف أهداف علاجية جديدة لمجموعة متنوعة من الاضطرابات التنفسية.

اضطرابات الجهاز الهضمي

تلعب المركبات الالتهابية دورًا في مجموعة متنوعة من اضطرابات الجهاز الهضمي وأصبحت موضوعًا شائعًا للبحث. يوفر البحث الذي يركز على المركبات الالتهابية فهمًا أفضل لآليات العديد من الأمراض والحالات الهضمية، بما في ذلك بعض العدوى البكتيرية والفيروسية، ومرض الكبد الدهني (FLD)، والتهاب البنكرياس، ومرض الأمعاء الالتهابي (IBD).
حتى الآن، البكتيريا الممرضة الضارة الوحيدة التي تم العثور عليها للبقاء في الغشاء المخاطي المعدي البشري هي هيليكوباكتر بيلوري
(HP). تشير بعض الأبحاث إلى أن تنشيط المركب الالتهابي قد يكون عاملًا مساهمًا في شدة عدوى HP. على سبيل المثال، وجدت دراسة أن مستويات NLRP3 و GSDMD كانت أعلى بشكل ملحوظ في الأنسجة المعدية للأفراد المصابين بـ HP مقارنةً بالضوابط الصحية. في خلايا المناعة الفطرية، يتم تحفيز تنشيط المركب الالتهابي بواسطة HP، مما يؤدي إلى إخراج وإنتاج ROS، مما يؤدي إلى زيادة إفراز IL-1 . من الجدير بالذكر أن مستويات IL-1 المرتفعة تم إلغاؤها في العدلات التي تفتقر إلى NLRP3، مما يشير إلى أن تنشيط مركب NLRP3 الالتهابي يلعب دورًا مهمًا في الاستجابة الالتهابية لـ HP. بالإضافة إلى ذلك، منع خفض أو حذف NLRP3 التهاب المعدة في الفئران المصابة بـ HP. تشير هذه النتائج إلى أن بكتيريا HP قد تتلاعب بالآلية التي تنظم مركب NLRP3 الالتهابي لقمع الاستجابة المناعية.
العدوى المزمنة بفيروس التهاب الكبد شائعة الانتشار في جميع أنحاء العالم. فيروس التهاب الكبد B (HBV) هو عدوى فيروسية تهاجم الكبد ويمكن أن تسبب التهاب الكبد المزمن B (CHB). أظهرت مرضى فشل الكبد الحاد المرتبط بـ HBV مستويات أعلى من NLRP3 و caspase-1 و IL-1 , و IL-18 في أنسجة كبدهم. علاوة على ذلك، كانت مستويات NLRP3 و ASC و IL-1 في أنسجة كبد مرضى CHB مرتبطة إيجابيًا بتركيزات HBV-DNA. تشير هذه البيانات إلى أن العدوى طويلة الأمد بـ HBV تنشط مسار إشارة NLRP3 وتعزز إصابة أنسجة الكبد بواسطة IL-1 و IL-18. بالمثل، أظهر المرضى الذين يعانون من التهاب الكبد المزمن زيادة ملحوظة في مستويات IL-1 في المصل. من الناحية الميكانيكية، يقوم فيروس التهاب الكبد C (HCV) RNA بتحفيز إشارة TLR7 المعتمدة على MyD88، وينشط مسار مركب NLRP3 الالتهابي، وبالتالي يحفز إنتاج IL-1 . عند الإصابة بـ HCV، يرتبط ASC بـ NLRP3، مما يتسبب في تفتت جهاز جولجي. نتيجة لذلك، يزداد تكاثر HCV ويحدث التهاب الكبد المزمن. بخلاف العوامل المضادة للفيروسات، يمكن أن يكون تثبيط مركب NLRP3 الالتهابي والسيتوكينات المرتبطة به نهجًا علاجيًا قابلاً للتطبيق لتقليل التهاب الكبد.
FLD هو مرض كبدي يؤدي إلى تراكم الدهون بشكل تدريجي في الكبد. يعاني مرضى FLD من مستويات عالية من caspase-1 في المصل، وترتبط هذه المستويات ارتباطًا وثيقًا بشدة المرض. يؤدي تراكم الدهون المفرط في الخلايا الكبدية الميتة إلى تنشيط البلعميات عبر NLRP3 و caspase-1. أظهر الباحثون أن تثبيط الموت الخلوي المبرمج من خلال استهداف مركبات NLRP3 الالتهابية يمكن أن يخفف من التهاب الكبد. يُعتبر إنزيم NLRP3 مرتبطًا بتطور مرض الكبد الدهني في الفئران، ويتم منع التهاب الكبد الدهني الناتج عن النظام الغذائي في الفئران التي تفتقر إلى وظيفة إنزيم NLRP3. إن تثبيط إنزيم NLRP3 أدى إلى تقليل الالتهاب وتراكم الدهون والتليف بشكل كبير في مرض الكبد الدهني. على النقيض، هناك أدلة على أن نقص NLRP3 يلعب دورًا ضارًا من خلال زيادة مستويات الألانين ترانس أميناز (ALT) والأسبارتات ترانس أميناز (AST). أظهرت فئران نموذج مرض الكبد الدهني التي تفتقر إلى NLRP3 محتوى أعلى من الدهون الثلاثية، ودرجات إصابة الكبد، والتهاب الأنسجة الدهنية. هناك حاجة إلى مزيد من البحث لشرح النتائج المتناقضة المذكورة أعلاه. يمكن أن يسبب الشرب الثقيل على المدى الطويل مرض الكبد الكحولي، وكان لدى المرضى الذين يعانون من تلف شديد في الكبد مستويات أعلى من mRNA لـ NLRP3 و IL-1. ، IL-18، وكاسبيز-1 مقارنة بالمرضى الذين يعانون من تلف كبد أقل حدة. ساهم تناول الكحول على المدى الطويل في تلف الكبد وعزز NLRP3 وASC وcaspase-1 وIL-1 التعبير في الفئران من النوع البري. يمكن أن يسبب استهلاك الكحول المزمن اضطرابات استقلابية تتميز بزيادة إنتاج حمض البوليك وATP، مما يمكن أن يؤدي إلى تنشيط إنزيم NLRP3 وإلحاق الضرر بالميتوكوندريا. تخفيض مستقبلات الهيدروكربونات العطرية وتنشيط TXNIP هما الآليتان الرئيسيتان المسؤولتان عن تنشيط NLRP3 الناتج عن الإيثانول في البلعميات البشرية. تشير هذه الدراسات مجتمعة إلى أن التدخلات التي تهدف إلى تثبيط تنشيط إنزيم NLRP3 قد تساعد في تقليل مرض الكبد الكحولي.
التهاب البنكرياس هو حالة التهابية يمكن تقسيمها إلى ثلاثة أنواع رئيسية: التهاب البنكرياس الحاد، التهاب البنكرياس الحاد الشديد
دور الأجسام الالتهابية في الأمراض البشرية وإمكاناتها كـ… ياو وآخرون.
التهاب البنكرياس، والتهاب البنكرياس المزمن. يلعب NLRP3 دورًا حاسمًا في التهاب أنسجة البنكرياس. NLRP3، كاسبيز-1، برو-IL-1 تمت ملاحظة تنشيط IL-18 المؤيد في نموذج الفأر لالتهاب البنكرياس الحاد. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن يؤدي تثبيط P2X7R إلى تقليل الالتهاب المزمن في البنكرياس والتليف من خلال تقليل IL-1 المعتمد على NLRP3. وإفرازات IL-18 في نموذج الفأر لالتهاب البنكرياس المزمن. يُعتقد أن إنزيم NLRP3 الالتهابي يساهم أيضًا في تطور التليف لدى المرضى الذين يعانون من التهاب البنكرياس المزمن. إنه ينشط خلايا النجمية البنكرياسية (PSCs) التي تطلق كمية كبيرة من المصفوفة خارج الخلوية (ECM). من خلال تثبيط NLRP3، يمكن تقليل تنشيط PSC وترسيب ECM، مما يؤدي في النهاية إلى تخفيف تليف البنكرياس. تتعرف خلايا البنكرياس على PAMPs وDAMPs في الأنسجة المتضررة من التهاب البنكرياس الحاد، مما يؤدي إلى تحفيز تعبير NF-кB وNLRP3 inflammasome، ونضوج الكاسبيز-1، والبروبتوسيس. في الفئران التي تعاني من التهاب البنكرياس الحاد الشديد، وُجد أن نقص NLRP3 يساعد أيضًا في تخفيف المضاعفات الالتهابية. تشير هذه الدراسات إلى أن العلاجات المستهدفة للإنفلامازوم يمكن أن تساعد في تخفيف أو حتى علاج العديد من حالات التهاب البنكرياس.
مرض الأمعاء الالتهابي (IBD) هو اضطراب معوي مزمن ومتكرر لا تحدث فيه أي تشوهات هيكلية أو كيميائية حيوية. التهاب القولون التقرحي (UC) ومرض كرون (CD) والعوامل المعدية والعوامل البيئية هي عوامل خطر لمرض الأمعاء الالتهابي. كان لدى مرضى UC و CD مستويات مرتفعة من NLRP3 و IL علاوة على ذلك، إنزيم NLRP3 الالتهابي و IL-1 تزداد المستويات في غشاء مخاطي لمرضى التهاب الأمعاء، وترتبط هذه المستويات ارتباطًا وثيقًا بشدة المرض. تم إعاقة تطور التهاب الأمعاء من خلال حذف ونقص NLRP3، مما يشير إلى أن مرض التهاب الأمعاء يتم تحفيزه من خلال الإفراط في تنشيط إنزيم NLRP3. على النقيض، أظهرت الدراسات أن إنزيم NLRP3 ينظم الاستجابات المناعية المخاطية والتوازن المعوي. تتطلب تكاثر خلايا بطانة الأمعاء IL-18 المستحث بواسطة NLRP3. تحفيز إنزيم NLRP3 لإنتاج IL-1 و IL-18 تحمي من التهاب القولون وتكون الأورام المرتبطة بالتهاب القولون في الفئران. ما إذا كان إنزيم NLRP3 يساهم في مرض التهاب الأمعاء (IBD) بطريقة مفيدة أو ضارة هو موضوع نقاش. قد تنبع النتائج غير المتسقة من اختلافات في البروتوكولات التجريبية، أو سلالات الفئران المستخدمة، أو تأثيرات الجرعة والاستجابة في الميكروبيوم. بالإضافة إلى ذلك، يبدو أن بعض الطفرات الجينية في إنزيم NLRP3 تلعب أيضًا دورًا في علم الأمراض المرتبط بمرض التهاب الأمعاء. أظهر إنزيم NLRP3، المشفر بواسطة RS772009059 (R779C)، في 3 مرضى ظهور مبكر لمرض التهاب الأمعاء. تم العثور أيضًا على ارتباط إيجابي بين حدوث الأمراض الشديدة ونشاط إنزيم NLRP3 في البلعميات عندما يكون R779C موجودًا في نماذج التهاب القولون الحاد المستحث بواسطة DSS. ستُلهم المزيد من الدراسات حول كيفية تنظيم إنزيم NLRP3 الالتهاب أساليب جديدة للعلاج لالتهاب الأمعاء.

اضطرابات الجهاز البولي التناسلي

تم ربط الإنفلامازومات بمرض الاضطرابات البولية التناسلية، بما في ذلك أمراض الكلى، والأكياس، والبروستاتا، والمبيض. يتميز إصابة الكلى الحادة (AKI) بانخفاض مفاجئ في معدل الترشيح الكبيبي وزيادة في تراكم نواتج الفضلات، مما يمكن أن يؤدي إلى إصابة نقص التروية وإعادة التروية (IRI). NLRP3، IL-1 مستويات IL-18 مرتفعة في نقص تروية الأنسجة. يلعب إنزيم NLRP3 دورًا حيويًا في الفشل الكلوي الحاد. تم اكتشاف تنشيط إنزيم NLRP3 وتلف الميتوكوندريا في نموذج الفشل الكلوي الحاد الناتج عن نقص التروية، وتقوم الميتوكوندريا التالفة بتنشيط إنزيم NLRP3 عبر مسار mROS-TXNIP-NLRP3. حذف NLRP3 حمى الكلى من المزيد من الأضرار الالتهابية والإصابة. علاوة على ذلك، حدثت النخر المائي أيضًا في خلايا الظهارة الأنبوبية في فئران نقص تروية الكلى. اكتشفت دراسة أخرى أن الحماية من إصابة الإقفار وإعادة التروية (IRI) لوحظت في الفئران المعدلة وراثيًا لإزالة جين NLRP3، ولكن ليس في الفئران المعدلة وراثيًا لإزالة جين ASC أو جين caspase-1. وهذا يشير إلى أن NLRP3 قد يؤثر بشكل مباشر على خلايا الظهارة الأنبوبية في الكلى أثناء إصابة الإقفار وإعادة التروية. بالإضافة إلى ذلك، فإن نقص P2X7R يقلل من تكوين إنزيم NLRP3 ويخفف من إصابة الكلى.
نقص الببتيد المضاد للميكروبات المرتبط بالكاثيليسين (CRAMP) يعزز الاستجابات الالتهابية والموت الخلوي عبر فرط التعبير عن إنزيم NLRP3. يشير ذلك إلى أن CRAMP يلعب دورًا وقائيًا في الكلى من خلال تثبيط تنشيط إنزيم NLRP3. بالإضافة إلى ذلك، تم الإشارة أيضًا إلى أن NLRP6 له دور في إصابة الكلى الحادة. يتم تقليل تعبير NLRP6 عندما تحدث إصابة كلوية سامة. يُعتقد أن نقص NLRP6 يزيد من شدة الفشل الكلوي الحاد من خلال تثبيط فسفرة ERK1/2 و p38 MAPK، وكبح تعبير الجين الحامي للكلى Klotho. تزداد تعبير NLRC4 بعد نقص تروية الأنسجة. العلاج بـ RMT3-23، وهو جسم مضاد محايد ضد جزيء يحتوي على مجال الغلوبولين المناعي T وخاصية المخاط 3 (Tim-3)، يقلل من تعبير NLRC4 في نقص تروية الأنسجة. تشير هذه الدراسة إلى أن Tim-3 يتوسط تنشيط inflammasome NLRC4 في الفشل الكلوي الحاد. وقد لوحظ أن تعبير NLRC5 مرتفع في الفئران التي خضعت لإصابة نقص التروية. نقص NLRC5 يثبط الإجهاد التأكسدي والموت الخلوي عن طريق تعزيز مسار إشارة PIK3/Akt في خلايا HK-2. ميكانيكياً، يقوم NLRC5 بتقليل تنظيم إشارات ERK1/2 وAkt، مما يؤدي إلى تفاقم الاستجابة الالتهابية والموت الخلوي في خلايا الظهارة الأنبوبيّة. لذلك، تقدم هذه النتائج منظوراً جديداً حول الآثار العلاجية في مرضى الفشل الكلوي الحاد.
ترافق تقدم مرض الكلى التهاب الأنسجة الأنبوبيّة والتليف. تشير الأدلة إلى أن NLRP3 يلعب دورًا رئيسيًا في تقدم اعتلال الكلى الناتج عن انسداد الحالب الأحادي الجانب عبر مسار inflammasome NLRP3. نقص NLRP3 يثبط إصابة الأنابيب، والالتهاب الأنبوبي البيني، والتليف في الفئران المعدلة وراثياً لنقص NLRP3، وهذه الملاحظات تتماشى مع تثبيط نشاط الكاسبيز-1 بالإضافة إلى IL-1. الإنتاج. على النقيض، تم الإبلاغ أيضًا عن أن NLRP3 له تأثير وقائي على إصابة الأنابيب المبكرة. مستويات mRNA لـ NLRP3 مرتفعة في خلايا الظهارة الأنبوبية الكلوية، مما يقلل من إصابة الكلى من خلال الحفاظ على سلامة الكلى. تشير هذه النتائج المثيرة للجدل إلى أن NLRP3 يعمل بشكل مختلف في المراحل المختلفة من اعتلال الكلى الناتج عن انسداد. يتم استهداف NLRP3 بواسطة أدوية مثل الأليسكيرين، والفلوروفينيدون، والميفونيدون، التي تقلل من نشاط inflammasome NLRP3 وتثبط إفراز IL-1. في اعتلال الكلى الناتج عن انسداد.
يسهل الالتهاب التهاب الكلى الذئبي الناتج عن الذئبة الحمامية الجهازية. يتم العثور على إنزيم NLRP3 في خلايا بودوسيت ويساهم في إصابة الخلايا وزيادة البروتين في البول خلال تطور التهاب الكلى الذئبي. إنترلوكين-1 الناتج عن إنفلامازوم NLRP3 وقد أظهرت الدراسات أن إنتاج IL-18 مرتفع في الأنسجة الكلوية والبودوسيتات لدى الفئران التي تعاني من ضعف الكلى. ميكانيكياً، يتم تنظيم تنشيط إنزيم NLRP3 بواسطة RIP3 في خلايا البودوسيت. بالإضافة إلى ذلك، تنشيط كيناز تخليق الجليكوجين و P2X7R تنشط NLRP3/IL-1 المسار ومن ثم تفاقم تطور وتقدم التهاب الكلية الذئبي. يمكن أن يمنع دواء علاج السرطان تريز ديبالاديوم تفعيل NLRP3 المعتمد على MAPK (ERK، JNK) وطريق الأوتوفاجي/NLRP3، مما يخفف من الالتهاب الأنبوبي بين الأنسجة ويستعيد وظيفة الكلى. تشير هذه البيانات إلى أن إنزيم NLRP3 يلعب دورًا مهمًا في الفيزيولوجيا المرضية لالتهاب الكلى الذئبي.
التهاب كبيبات الكلى IgA هو التهاب كبيبات الكلى المزمن والمتقدم، والذي يتميز بترسب معقد المناعة IgA في المساحة الكبيبية. مستويات NLRP3 مرتفعة بشكل ملحوظ في المرضى الذين يعانون من اعتلال الكلى، بالإضافة إلى في نموذج الفأر لاعتلال الكلى. معقد المناعة lgA ينشط inflammasome NLRP3، مما يؤدي إلى خلل في الميتوكوندريا وزيادة إنتاج الجذور الحرة الميتوكوندرية في البلعميات. نقص NLRP3 يقلل من إصابة الكلى في اعتلال الكلى IgA. علاوة على ذلك، هناك أدلة تشير إلى أن IgA يحفز تعبير NLRP3 في خلايا البودوسيت وكذلك التحول العابر للخلايا البالعة، مما يؤدي إلى تليف الكلى في اعتلال الكلى IgA. من المثير للاهتمام أن المرضى الذين يعانون من اعتلال الكلى IgA لديهم توقعات أسوأ عندما يكون تعبير mRNA الخاص بـ NLRP3 منخفضًا. قد تعكس المستويات المنخفضة من mRNA و بروتين NLRP3 في الأنابيب فقدان الظهارة الأنبوبية.
الظاهرة ووفاة الخلايا. يجب إجراء مزيد من التحقيقات لتوضيح الدور الدقيق لجهاز الالتهاب NLRP3 في اعتلال الكلى IgA.
الإنفلامازوم NLRP3 و IL-1 تم الإشارة إلى الإفرازات في تطوير التهابات المسالك البولية. CFT073، وهو سلالة من الإشريكية القولونية الممرضة للمسالك البولية (UPEC)، زاد من نشاط الكاسبيز-1 وعزز IL-1. إطلاق من خلايا الظهارة المثانية. زيادة في IL-1 تم قمع الإفراز في البداية ثم تم تحفيزه لاحقًا بواسطة التأثير ثنائي الطور لـ الهيموليسين. تم التوسط في ذلك بواسطة -الهيموليسين من خلال تنشيط إنزيم NLRP3 في طريقة مستقلة عن NF-кB. تشير هذه النتائج إلى أن يمكن أن يعدل الهيموليسين نشاط inflammasome NLRP3 في خلايا الظهارة المثانية. يحتوي البول على العديد من المواد التي يمكن أن تكون ضارة إذا لم يتم التخلص منها، وهذا يتضح بشكل خاص مع حصوات المثانة. حصوات المثانة هي كتل معدنية متصلبة تتكون من فوسفات الكالسيوم الثنائي (CPPD) وحمض اليوريك أحادي الصوديوم (MSU). وقد وُجد أن CPPD وMUS يمكن أن تحفز الكاسبيز-1 في خلايا الظهارة البولية. ومع ذلك، يمكن تقليل تنشيط الكاسبيز-1 بواسطة NAC وفيراباميل، وهما من مزيلات الجذور الحرة المعروفة كمخفضات لـ TXNIP. تشير هذه البيانات إلى أن CPPD وMSU يسببان تنشيط inflammasome NLRP3 في الظهارة البولية للمثانة، وأن هذه الآلية تعتمد على توليد ROS وتعبير TXNIP.
تم ربط إنزيم NLRP3 أيضًا بانسداد مخرج المثانة. يمكن أن تتسبب أي عدد من الحالات، مثل حصوات المثانة، في انسداد مخرج المثانة. خلال انسداد مخرج المثانة في الظهارة البولية، يتم تنشيط NLRP3، مما يؤدي في النهاية إلى التليف وعدم التعويض. ومع ذلك، يمكن لمثبط NLRP3 المعروف باسم جليبوريد أن يمنع الالتهاب ويحول دون حدوث خلل في انسداد مخرج المثانة في مراحله المبكرة. هذا يشير إلى أن إنزيم NLRP3 يلعب دورًا حاسمًا في انسداد مخرج المثانة. إن انسداد مخرج المثانة يحفز التليف، الذي يكون مسؤولًا عن عدم تعويض المثانة المزمن في هذه الحالة. وقد أظهرت الأبحاث أن IL-1 يمكن لمضادات مستقبلات أن تمنع إنتاج الكولاجين في المثانة الناتج عن انسداد مخرج المثانة، مما يشير إلى تورط NLRP3/IL-1. مسار في التليف. بالإضافة إلى ذلك، IL-1 تم العثور على أنه يحفز تعبير الكولاجين في خلايا الظهارة البولية المعزولة. تشير هذه البيانات إلى أن IL-1 الذي يتم وساطته بواسطة NLRP3 إطلاق يؤدي إلى التليف خلال انسداد مخرج المثانة من خلال تحفيز إنتاج الكولاجين في خلايا الظهارة البولية.
التهاب البروستاتا هو مرض التهابي له أسباب معدية وغير معدية. في دراسة أجريت على الفئران، تم اكتشاف أن اختلال الهرمونات يمكن أن يسبب التهاب البروستاتا المزمن غير البكتيري. تؤدي هذه الحالة إلى زيادة مستويات التعبير عن NLRP3 وASC وCaspase-1، مما يسبب تنشيط الانفلامازوم واستجابات التهابية. ومع ذلك، وُجد أن الميلاتونين فعال في كبح التهاب البروستاتا وآلام الحوض، من خلال تثبيط مسار إشارة انفلامازوم NLRP3. بالإضافة إلى ذلك، تم ملاحظة تنشيط Sirt1 في نموذج الفئران التجريبي لالتهاب البروستاتا المناعي الذاتي، مما يوضح المزيد من الفوائد العلاجية المحتملة للميلاتونين. في دراسة أخرى، أظهر تحفيز Trichomonas vaginalis زيادة في التعبير عن NLRP3 وASC وCaspase-1 وIL-1. بينما أدى تثبيط NLRP3 وCaspase-1 إلى تقليل IL-1 الناتج عن T. vaginalis إفراز في خط خلايا الظهارة البروستاتية (RWPE1). توفر هذه الدراسات دليلًا على أن إنزيم NLRP3 مرتبط بتطور التهاب البروستاتا.
متلازمة المبيض المتعدد الكيسات هي نوع من العقم ناتج بشكل رئيسي عن فرط الأندروجين. في نماذج متلازمة المبيض المتعدد الكيسات، يتم التعبير عن TLR4 في المبيض، بالإضافة إلى هرمون مضاد مولر في المصل، التستوستيرون، كاسبيز 1، IL-1. وزادت مستويات الأنسولين. ميكانيكياً، تنشيط NLRP3 في زيادة -هيدروكسيستيرويد ديهيدروجيناز وتعبير مستقبل الأندروجين (AR) وقام بتقليل تعبير مستقبل هرمون تحفيز الجريب، إن تثبيط NLRP3 قمع تعبير ASC وGSDMD-C وAR.
تشير هذه النتائج إلى أن تنشيط إنزيم NLRP3 الالتهابي أمر حاسم لتطور متلازمة المبيض المتعدد الكيسات الناتجة عن زيادة الأندروجينات.
تلعب إنزيمات NLRP3 دورًا في شيخوخة المبايض وخصوبة الإناث. NLRP3، كاسبيز-1، و IL-1 تم زيادة التعبير في خلايا الجرانووزا من الفئران التي تعاني من قصور المبيض. بالإضافة إلى ذلك، يزداد تعبير NLRP3 في المبيض مع تقدم الفئران من النوع البري في العمر. إزالة NLRP3 تؤدي إلى تحسين معدلات الحمل والبقاء، بالإضافة إلى مستويات الهرمونات في مبايض هذه الفئران. تشير هذه النتائج إلى أن ارتفاع مستوى إنزيم NLRP3 قد يساهم في العجز المرتبط بالعمر في خصوبة الإناث. بالإضافة إلى ذلك، فإن الانتباذ البطاني الرحمي هو متلازمة التهابية مزمنة تعتمد على الإستروجين. يمكن أن تؤدي إلى العقم، وعادة ما تُستخدم العلاجات المعتمدة على الهرمونات لعلاجها. تشير الأبحاث إلى أن إنزيم NLRP3 قد يكون له دور في تطور الانتباذ البطاني الرحمي. أظهرت الدراسات أن مستويات NLRP3 أعلى في عينات الانتباذ البطاني الرحمي المبيضي، وقد أظهر استخدام MCC950 لتثبيط NLRP3 أنه يقلل من IL-1. تركيزات في خلايا السدى المستمدة من الكيس. أظهرت النتائج أن NLRP3/IL-1 مهم لعلم أمراض الانتباذ البطاني الرحمي.

اضطرابات نظام الدم واللمف

عدد متزايد من الباحثين يستكشفون تأثير تنشيط الإنفلامازوم الشاذ على اضطرابات الدم والجهاز اللمفاوي. حتى الآن، تشير عدة دراسات إلى أن الإنفلامازومات تلعب دورًا في مسببات اللوكيميا، الأورام النقوية التناسلية، متلازمة خلل التنسج النقوي (MDS)، اللمفوما، والأمراض المناعية الذاتية.
تشير اللوكيميا إلى مجموعة من الأمراض الدموية المستنسخة التي تؤثر على نضوج وتكاثر الخلايا النخاعية واللمفاوية. للوكيميا أشكال حادة ومزمنة، بما في ذلك اللوكيميا النخاعية الحادة (AML)، واللوكيميا اللمفاوية الحادة (ALL)، واللوكيميا اللمفاوية المزمنة (CLL)، واللوكيميا النخاعية المزمنة (CML). وقد أفادت الدراسات بأن IL-1 غير المنظم… الإفراز يرتبط بشكل إيجابي بتقدم المرض وسوء التنبؤ في اللوكيميا. لقد حددت الأبحاث طفرة KrasG12D كعامل خطر وراثي لسرطان الدم. وقد لوحظ أن هذه الطفرة يمكن أن تنشط إنزيم NLRP3، مما يؤدي إلى تكاثر النخاع والعوز الخلوي. ومع ذلك، أظهرت التجارب مع نماذج الفئران KrasG12D أن نقص NLRP3 يمكن أن يعكس هذه التأثيرات. تم العثور أيضًا على أن المرضى الذين تم تشخيصهم حديثًا بسرطان الدم النخاعي الحاد (AML) لديهم زيادة في تعبير NLRP3 في خلاياهم الأحادية النواة في نخاع العظام وخلاياهم الأحادية النواة في الدم المحيطي (PBMCs). غلوكوكورتيكويدات تُستخدم غالبًا لعلاج المرضى الذين يعانون من اللوكيميا اللمفاوية الحادة. إن مستويات NLRP3 وكاسبيز-1 أعلى بشكل ملحوظ في خلايا اللوكيميا اللمفاوية الحادة المقاومة للغلوكوكورتيكويدات، حيث يقوم كاسبيز-1 بتقطيع مستقبل الغلوكوكورتيكويد. على النقيض، كان تعبير NLRP3 أقل بكثير في لمفاويات CLL مقارنة بالمتبرعين الأصحاء، في حين كان تعبير P2X7R أعلى. بجانب تنشيط إنزيمات NLRP3 الالتهابية، يقوم مستقبل P2X7R أيضًا بتثبيط موت الخلايا المبرمج وتعزيز تكاثر الخلايا. تؤدي تقليل NLRP3 إلى تحفيز تعبير P2X7R، مما يؤدي بدوره إلى نمو الورم. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن يحفز الكركمين تعبير AIM2 وNLRC4 وIFI16 في خلايا اللوكيميا U937، مما ينشط بعد ذلك الكاسبيز 1، ويعزز انقسام GSDMD، بالإضافة إلى تحفيز النخر المبرمج. بشكل عام، يمكن أن يكون استهداف الإنفلامازومات له تأثيرات علاجية على اللوكيميا.
تشمل الأورام النقوية التكاثرية كثرة الكريات الحمر الحقيقية، thrombocythemia الأساسية، والتليف النقوي الأولي. أظهرت تحليلات المرضى أن IL-1 تم زيادة المستويات في جميع الأنواع الثلاثة المختلفة من الأورام النقوية التكاثرية. علاوة على ذلك، أنتجت البلعميات الإيجابية لـ JAK2V617F كميات أكبر من IL-1 و IL18 ، الذي عزز إنتاج وتنشيط العدلات ودخول الكريات البيضاء إلى الآفة. بالإضافة إلى ذلك، AIM2، IL وكانت مستويات الكاسبيز-1 مرتفعة بشكل ملحوظ في الخلايا الإيجابية لـ JAK2V617F. تشير هذه البيانات إلى أن الإنفلامازومات ضرورية
دور الأجسام الالتهابية في الأمراض البشرية وإمكاناتها كـ… ياو وآخرون.
في مسببات الأورام النقوية المفرطة. تصف متلازمات خلل التنسج النقوي مجموعة من الأورام الخبيثة قبل اللوكيميا الناتجة عن تكوين دم غير طبيعي وغير فعال. تم اقتراح تنشيط إنزيم NLRP3 كعامل مساهم في متلازمات خلل التنسج النقوي. يمكن أن يؤدي الألارمين S100A9 إلى توليد ROS، مما ينشط بعد ذلك إنزيم NLRP3، مما يؤدي إلى IL- الإفراز والاحتضار الحراري.
لقد تم الإبلاغ عن أن الإنفلامازومات تلعب أيضًا دورًا في تطور اللمفوما. تُعتبر إنفلامازومات NLRP3 مرتبطة بالعديد من أنواع السرطان كعامل مؤيد للورم. يُظهر المرضى الذين يعانون من لمفوما الخلايا B الكبيرة المنتشرة (DLBCL) تثبيطًا للمناعة. يتميز ذلك بزيادة ملحوظة في مستويات IL-18 في أنسجة اللمفوما، والتي ترتبط إيجابيًا بتعبير ligand 1 المبرمج للموت (PD-L1). يتم تحفيز PD-L1 بواسطة تنشيط إنزيم NLRP3، مما يقلل من نسبة الخلايا التائية السامة في خطوط خلايا DLBCL. ومع ذلك، فإن حجب إنزيم NLRP3 في الجسم الحي يمنع نمو اللمفوما ويكبح المناعة المضادة للورم. يتم تحقيق ذلك من خلال تقليل تعبير PD-L1 في بيئة الورم وتقليل نسبة الخلايا التائية التي تعبر عن PD-1/TIM-3، والخلايا التائية التنظيمية، والخلايا المثبطة المشتقة من النخاع، والبلاعم المرتبطة بالورم. لقد أظهرت الدراسات أن إنزيم NLRP3 ينظم PD-L1 والخلايا المناعية لتعزيز المناعة المثبطة، بينما يؤثر IL-18 سلبًا على المناعة المضادة لللمفوما في الجسم الحي. يعاني المرضى الذين يعانون من متلازمة سجوجرن (SS) من فرط نشاط P2X7R، مما يؤدي إلى تحفيز استجابات التهابية حادة من خلال إنزيم NLRP3. قد يصاب مرضى متلازمة سجوجرن بسرطان الغدد اللمفاوية غير هودجكين المرتبط بالأنسجة اللمفاوية المخاطية (MALT-NHL). كانت تعبيرات P2X7R وNLRP3 وcaspase-1 وIL-18 أعلى في المرضى الذين لديهم مراكز تكاثر وذوي الأجسام المضادة الذاتية، وكانت أعلى بشكل ملحوظ في المرضى الذين تطور لديهم MALT-NHL خلال المتابعة. تحدث الأورام اللمفاوية الخبيثة للخلايا التائية الجلدية بشكل شائع على شكل فطرية الجلد (MF)، حيث زادت تعبير NLRP1 في المراحل المبكرة من MF، في حين أن الكاسبيز وكانت مستويات IL-18 مرتفعة خلال كل من المراحل المبكرة والمتأخرة من تشكيل MF. من المثير للاهتمام أنه في لمفومة الخلايا التائية الجلدية (CTCL)، يمكن أن تنتقل NLRP3 غير المجمعة إلى الورم الخبيث نواة الخلايا، وترتبط بمروج IL-4 البشري لتنظيم تعبير IL-4، يمكن أن يثبط IL-4 تجميع inflammasome NLRP3. لقد تم اكتشاف أن العدوى الناتجة عن فيروس الهربس المرتبط بساركوما كابوسي (KSHV) في خلايا B والخلايا البطانية مرتبطة بتطور ساركوما كابوسي وليمفوما خلايا B الناتجة عن الانصباب الأولي، على التوالي. خلال العدوى الأولية لـ KSHV في الخلايا البطانية، يمكن لخلايا B في ساركوما كابوسي والخلايا اللمفاوية الناتجة عن الانصباب الأولي إفراز IL-1. و IL-18 عند تنشيط الكاسبيز-1. وقد وُجد أن IFI16 يتفاعل مع ASC، ولكن ليس مع AIM2 أو NLRP3، ومن ثم مع البروكاسبيز-1، لتشكيل إنفلامازوم فعال في KHSV. أفادت دراسة أخرى أن الطفرات في IL-18 (rs1946518) و NFκB-94 ins/del (rs28362491) زادت من القابلية للإصابة بسرطان الغدد اللمفاوية من نوع B. بالإضافة إلى ذلك، تم إظهار أن الأليل G في IL-18 مرتبط بشكل ملحوظ بخطر اللمفوما. تظهر هذه النتائج أن أنواعًا معينة من الإنفلامسومات تلعب أدوارًا مختلفة في تطور اللمفوما.
يعاني المرضى المصابون بالذئبة الحمراء الجهازية (SLE) من اختلال في توازن Th1/Th2 وTreg/Th17، وقد أظهرت الأدلة أن NLRP3 وNLRP1 وNLRC4 وAIM2 كانت متورطة في تنظيم استجابات المناعة المعتمدة على خلايا Th1 وTfh وTh17. يساهم اللبتين في تطور SLE من خلال تنشيط إنزيم NLRP3 الالتهابي وتعزيز تمايز خلايا Th17 في الفئران المصابة بالذئبة الحمراء. يتم التعرف على الذئبة الحمامية الجهازية من خلال وجود الأجسام المضادة لـ anti-dsDNA، والتي يمكن قياسها باستخدام اختبار الأجسام المضادة للنواة (ANA). بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن تقوم الأجسام المضادة لـ anti-dsDNA بتنشيط إنزيم NLRP3 في أحادية النواة البشرية وتسبب إفراز IL-1. ، مما يساهم بشكل أكبر في مسببات مرض الذئبة الحمامية الجهازية. أظهرت الأبحاث أن AIM2 يمكن أن يشجع على إنتاج الخلايا في المرضى الذين يعانون من الذئبة الحمامية الجهازية. ناس
يميل الأشخاص الذين يعانون من الذئبة الحمامية الجهازية (SLE) إلى أن يكون لديهم مستويات أعلى من mRNA AIM2 في كبدهم، وخلايا الدم البيضاء المحيطية، والطحال مقارنة بالأفراد الأصحاء. كما وُجد أن AIM2 يساعد أيضًا في منع إشارات IFN المستحثة بواسطة الحمض النووي التي تثبط SLE. ومع ذلك، تشير بعض الدراسات إلى أن AIM2 قد يساهم في تطوير خلايا Th17 في الذئبة الحمامية الجهازية. في الفئران، وُجد أن تثبيط تعبير AIM2 يحسن بشكل كبير أعراض الذئبة الحمامية الجهازية. بينما توجد أبحاث حول أدوار NLRP3 وAIM2 في الذئبة الحمامية الجهازية، فإن وظائف الأجسام الالتهابية الأخرى في المرض لم تُفهم بعد بشكل كامل.
التهاب المفاصل الروماتويدي (RA) هو مرض مناعي ذاتي يتميز بخلل في الجهاز المناعي والتهاب المفاصل. يعاني المرضى المصابون بالتهاب المفاصل الروماتويدي من مستويات مرتفعة من NLRP3 و IL-1. الإفراز في خلايا الدم المحيطية الوحيدة النواة (PBMC) الخاصة بهم، بالإضافة إلى زيادة في IL-18 في سائل غسل القصبات الهوائية والحويصلات الهوائية (BALF) إذا كانوا يعانون من التهاب الرئة الخلالي المتكرر المرتبط بالروماتويد (RA-UIP). تم العثور على أن نقص NLRP3 يمنع تمايز خلايا Th17 في مرضى التهاب المفاصل الروماتويدي، مما يشير إلى أن NLRP3 يعزز تمايز خلايا Th17، التي يمكن أن تفاقم الالتهاب. ميكانيكياً، يمكن لمستقبلات الكالسيوم الحساسة (CaSR) في مرضى التهاب المفاصل الروماتويدي تنشيط إنزيم NLRP3، مما يؤدي إلى إفراز IL-1 وتعزيز تورم المفاصل. PTX3 و C1q المكمل يعززان فرط تنشيط inflammasome NLRP3 والاحتراق في مرضى التهاب المفاصل الروماتويدي. بالإضافة إلى ذلك، يدرس الباحثون بشكل متزايد إنزيمات AIM2 الالتهابية كمستقبلات سيتوبلازمية في التهاب المفاصل الروماتويدي. لوحظ أن مستويات AIM2 في المصل كانت أقل لدى مرضى التهاب المفاصل الروماتويدي مقارنة بالأشخاص الأصحاء؛ ومع ذلك، كانت مستويات ASC وcaspase-1 وIL-1… كانت المستويات أعلى. الأفراد الذين تم تشخيصهم بالتهاب المفاصل الروماتويدي لديهم مستويات مرتفعة من mDNA في بلازما الدم والأنسجة الزليلية مقارنة بالأفراد الأصحاء. لديهم أيضًا فرصة أكبر لتنشيط إنزيمات AIM2 الالتهابية. بالإضافة إلى ذلك، أظهر نموذج التهاب المفاصل في الجرذان تنشيط إنزيم NLRP1 الالتهابي. تم العثور على أن وحيدات النوى من مرضى التهاب المفاصل الروماتويدي تعبر عن NLRC4 بشكل متزايد. ومع ذلك، هناك حاجة إلى مزيد من البحث لتحديد الدور الدقيق للإنفلامازومات وارتباطها بالعرضة وشدة التهاب المفاصل الروماتويدي.
لقد ظهر استخدام العلاج المستهدف للإنفلامازوم كاستراتيجية علاجية محتملة لاضطرابات نظام الدم واللمف. إن الروابط بين اضطرابات نظام الدم واللمف والإنفلامازومات هي مجالات بحث نشطة. من الضروري إجراء مزيد من الأبحاث لفهم الدور الكامل للإنفلامازومات في هذه الاضطرابات وتطوير علاجات فعالة لها.

اضطرابات أخرى

بالإضافة إلى المرض المذكور أعلاه، ترتبط اضطرابات أخرى بنشاط غير طبيعي للإنفلامازوم، بما في ذلك النقرس، السكري، والسمنة. النقرس هو اضطراب شائع يتميز بتراكم بلورات MSU في الهياكل المفصلية وغير المفصلية. بلورات MSU هي DAMP نموذجية تحفز تنشيط إنفلامازوم NLRP3، و IL-1. الإفراز ضروري في بدء نوبات أو تفجرات النقرس الالتهابي. أدى تحفيز MSU إلى تقليل تسرب العدلات إلى الركبة في الفئران التي تفتقر إلى مكونات حيوية من الإنفلامازومات (NLRP3، ASC، أو كاسبيز-1). بروتين ربط RNA القابل للتحفيز بالبرد، وهو DAMP داخلي المنشأ، ينشط تسرب العدلات المحفز بواسطة MSU عبر مسار NLRP3/ASC/caspase-1/IL-1 عملية تعتمد على مستقبل CXC-الموتيف 2 التي تتوسطها مسار MyD88.
داء السكري من النوع 2 (T2D) هو مرض التهابي مزمن يتميز بمقاومة الأنسولين، وزيادة مستويات TNF، والإنترلوكين، والأديبوكينات في الدم. IL-1 يعيق حساسية الأنسولين عن طريق فوسفاتة ركيزة مستقبل الأنسولين-1، مما يؤدي إلى تعطيل إشارة PI3K-Akt المستحثة بواسطة الأنسولين في الخلايا المستهدفة للأنسولين. أظهرت الدراسات أن الأفراد المصابين بداء السكري من النوع الثاني لديهم مستويات أعلى من نشاط إنزيم NLRP3 في خلاياهم النخاعية مقارنةً بأولئك الذين لا يعانون من هذه الحالة. أظهرت الأبحاث التي أجريت على الفئران التي تفتقر إلى جينات NLRP3 وASC أو الكاسبيز-1 أنها تتمتع بتحمل أفضل للجلوكوز وحساسية أعلى للأنسولين عند تناولها حميات غنية بالدهون. ببتيد مكون من 37 حمض أميني
هرمون، بولي ببتيد أميلويد الجزر، يتم إفرازه بواسطة يمكن أن تشكل خلايا – مع الأنسولين هيكل أميلويد في جزر البنكرياس لدى مرضى السكري من النوع الثاني. لقد وُجد أن القنبونات الذاتية يمكن أن تحفز إنتاج IL-1 من خلال inflammasome NLRP3 عبر مستقبل CB1 المحيطي، مما يمكن أن يؤدي إلى موت البنكرياس -الخلايا. في جزر البنكرياس للفئران المعالجة بالأنانداميد، وهو كانابينويد داخلي، زادت مستويات ASC وتفعيل الكاسبيز-1، وIL-1 تم تنظيم الإفراز بشكل متزايد في خط خلايا البلعميات الفأرية RAW264 بطريقة تعتمد على NLRP3. بالإضافة إلى ذلك، تم العثور على أن الأحماض الدهنية المشبعة يمكن أن تحفز أيضًا مرض السكري من النوع 2 من خلال تنشيط inflammasome NLRP3. يمكن لجهاز الالتهاب NLRP3 أن يستشعر السيراميد، وهو نوع من الأحماض الدهنية المشبعة، مما يؤدي إلى تنشيط الكاسبيز-1 في البلعميات المشتقة من نخاع العظام في الفئران وقطع الأنسجة الدهنية من البربخ. من ناحية أخرى، لقد أظهرت الأحماض الدهنية غير المشبعة أنها تعزز حساسية الأنسولين من خلال تقليل إنتاج IL-1.
السمنة هي تضخم الخلايا الدهنية يتميز جزئيًا بتوسع الأنسجة الدهنية الناتج عن تسلل خلايا المناعة. يمكن أن تزيد السمنة من العديد من الاضطرابات الأيضية. في المرضى البدينين، يزداد تعبير NLRP3 و ASC/PYCARD. أظهرت الأبحاث أن تثبيط IL-1 لكن ليس IL-18، يمكن أن يعزز تعبير الجينات الدهنية. وهذا يشير إلى أن الكاسبيز-1 يلعب دورًا في تنظيم تكوين الدهون من خلال IL-1. . أظهرت الدراسات أيضًا أن الكاسبيز-1 ضروري لتكوين الأنسجة الدهنية. في الفئران التي تفتقر إلى الكاسبيز-1، كان هناك انخفاض في حجم الخلايا الدهنية، وانخفاض في كتلة الدهون، وزيادة في تعبير الجينات المولدة للدهون، وتحسن في حساسية الأنسولين. بالإضافة إلى ذلك، وُجد أن الفئران التي تفتقر إلى NLRP3 وASC وcaspase-1 محمية من السمنة الناتجة عن نظام غذائي عالي الدهون. أظهر الباحثون أيضًا أن الفئران التي تفتقر إلى IL18 تطورت لديها السمنة بسبب زيادة تناول الطعام. تحتاج الدراسات الإضافية إلى توضيح الآلية والدور الدقيق للإنفلامازومات وتفعيل الكاسبيز-1 في الخلايا الدهنية وعلم أمراض السمنة.

علاج مستهدف للإنفلامازوم

تُعترف بشكل متزايد بالأجسام الالتهابية المختلفة في الأمراض المتنوعة، وبالتالي فإن استهداف مسارات إشارات الأجسام الالتهابية لديه القدرة على تطوير استراتيجيات جديدة للتدخل العلاجي (الشكل 5). حاليًا، تستهدف الأدوية المعتمدة من إدارة الغذاء والدواء الأمريكية بشكل أساسي المسارات المتعلقة بالأجسام الالتهابية بدلاً من استهداف الأجسام الالتهابية نفسها مباشرة (الجدول 1). وبالتالي، يتم إجراء المزيد من الأبحاث حاليًا في تطوير وتقييم العلاجات المستهدفة للأجسام الالتهابية (الجدول 2).

تعديل بروتين المستشعر

في السنوات الأخيرة، كان هناك اهتمام كبير بتطوير مثبطات بروتينات مستشعر inflammasome كعلاجات محتملة للأمراض الالتهابية. يرتبط DPP9 السيتوزولي بنهاية C من NLRP1 ويثبط تنشيط inflammasome. أظهرت الدراسات الحديثة أن مثبط NLRP3 MCC950 يمكن أن يثبط بشكل فعال تنشيط NLRP3 من خلال استهداف مجاله NACHT مباشرة. على وجه التحديد، تم إثبات أن MCC950 يمنع نمط ووكر B داخل مجال NACHT لـ NLRP3، مما يمنع تحلل ATP بواسطة NLRP3. ترانيلست هو دواء يستخدم للحساسية يمكن أن يمنع تجميع NLRP3 عن طريق الارتباط مباشرةً بميدانه NACHT ومنعه من التكوين. إن القيام بذلك يوقف أيضًا التفاعلات المباشرة بين جزيئات NLRP3 ويعطل تفاعلها الطبيعي مع ASC. دواء آخر، CY-09، يتفاعل مع نمط ووكر A الخاص بـ NLRP3 ويزيل ATP المرتبط بـ NLRP3 دون التأثير على NLRP1 أو NLRC4. ن-بنزيل 5-(4-سلفامويل بنزيلدين-2-ثيوكثيازوليدين-4-أون) المتماثلات، التي هي هجين من CY-09، تثبط بشكل انتقائي تكوين بقع أوليغومر من NLRP3 وASC. هذا يقلل من تجميع inflammasome NLRP3. يتفاعل الأوريدونين مع Cys279 من مجال NACHT الخاص بـ NLRP3 عبر رابطة تساهمية، مما يمنع تفاعلات NLRP3-NEK7.
الشكل 5 مثبطات الإنفلامازومات والمسارات المرتبطة بها. تستهدف مثبطات مميزة NLRP1 و NLRP3 و AIM2 و ASC و كاسبيز-1 و إنترلوكين-1. إنترلوكين-18، أو GSDMD لمنع تنشيط inflammasome وما يترتب على ذلك من بيريبتوسيس وإطلاق السيتوكينات. تم إنشاء الشكل بمساعدة FIGDRAW
الجدول 1. الأدوية المعتمدة من إدارة الغذاء والدواء المتعلقة بالإنفلامازوم وتطبيقاتها
اسم الدواء هدف سنة التطبيقات الأولية التطبيقات الحديثة أكثر التفاعلات السلبية شيوعًا بلا
أنكينرا IL-1 2001 را كابس، ديرا رد فعل في موقع الحقن، تفاقم التهاب المفاصل الروماتويدي، عدوى في الجهاز التنفسي العلوي، صداع، غثيان، إسهال، التهاب الجيوب الأنفية، ألم مفاصل، أعراض شبيهة بالإنفلونزا، وألم في البطن (حدوث ) ١٠٣٩٥٠
ريلوناسيبت IL-1 2008 كابز FCAS، MWS ردود فعل في موقع الحقن والتهابات الجهاز التنفسي العلوي ١٢٥٢٤٩
كاناكينوماب IL-1 2009 كابز FCAS، MWS التهاب البلعوم، الإسهال، الإنفلونزا، الصداع، والغثيان ١٢٥٣١٩
RA التهاب المفاصل الروماتويدي، CAPS متلازمات دورية مرتبطة بالكريوبيرين، DIRA نقص مضاد مستقبلات الإنترلوكين-1، FCAS متلازمة الالتهاب الذاتي البارد العائلية، MWS متلازمة موكل-ويلز
وتخفيف تنشيط إنزيم NLRP3. التتراهيدروكينولين، مركب مُصنَّع، يثبط تجميع وتفعيل إنزيم NLRP3 عن طريق الارتباط بنطاق NACHT الخاص بـ NLRP3 ومنع تكتل ASC. OLT1177، -مركب نيتريل السلفونيل، يرتبط مباشرة بـ NLRP3 ليعوق نشاط ATPase الخاص به، بالإضافة إلى قمع نشاط كاسبيز-1 و IL-1 إنتاج في وحيدات النوى من المرضى الذين يعانون من متلازمة دورية مرتبطة بالكريوبيرين. أظهر OLT1177 سلامة وتحمل ممتازين في التجربة السريرية من المرحلة الأولى في فشل القلب وانخفاض الكسر القذفي لدى المرضى. -الكاروتين يرتبط بـ PYD الخاص بـ NLRP3، مما يثبط تنشيط إنزيم NLRP3 في البلعميات الذي تسببه ATP، بلورات MSU، والنجرسين. 4-ميثيلين ديوكسي- -نيتروستيرين يرتبط بمجالات NACHT و LRR في NLRP3 ليعيق نشاط ATPase الخاص به. ليكرين يعيق تفاعل NLRP3 مع ASC من خلال استهداف PYD على Leu9 وLeu50 وThr53.
العامل المضاد للسرطان تيفانتينيب يثبط مباشرة نشاط ATPase الخاص بـ NLRP3 والتجمع اللاحق لمجمع inflammasome NLRP3. تم إثبات أن Bay 11-7082 يثبط تنظيم بيوستوم ASC والانفلامازوم NLRP3 من خلال ألكلة السيستين في منطقة ATPase من NLRP3. ومع ذلك، فإن Bay 11-7082 يثبط أيضًا IKK نشاط الكيناز، مما يؤدي إلى تعديل تعبير NLRP3 عبر مسار NF-кB. 4-هيدروكسي نونينال، وهو منتج من أكسدة الدهون، يعطل التفاعل بين NLRP3 و NEK7 من خلال الارتباط المباشر بـ NLRP3. NIC0102، مثبط للبروتيازوم متاح عن طريق الفم، يعزز تعدد اليوبكويتين لنظام NLRP3، ويعطل تفاعل NLRP3-ASC، ويمنع تكتل ASC، وبالتالي يمنع تنشيط نظام الالتهاب NLRP3. INF39 يثبط تفاعل NEK7-NLRP3، وبالتالي يمنع تفاعلات NLRP3-NLRP3 وNLRP3-ASC، بالإضافة إلى تكتل ASC وتكوين البقع.
بروتين POP3 الخاص بـ PYD، وهو مثبط لمجمعات AIM2 الالتهابية، يتنافس مع ASC لتجنيد AIM2. أوبوفاتول، وهو مركب كيميائي من البيسفينول، يمنع تكوين بيروبتوسوم ASC ويثبط inflammasome NLRP3 وAIM2. RGFP966، مثبط انتقائي لإنزيمات إزالة الأسيتيل من الهيستونات 3، ينظم AIM2 بشكل مكاني وزماني. الأبتامرات الحمض النووي، وهي جزيئات صغيرة من الحمض النووي أحادي السلسلة أو الحمض النووي الريبي، لديها القدرة على الارتباط بـ AIM2 وكبح نشاط inflammasome الخاص به. روكسادستات (FG-4592) يثبط AIM2 بطريقة تعتمد على CD73.
أظهرت الأبحاث الحديثة أن بعض المنتجات المستمدة من النباتات الطبية أو المنتجات الطبيعية النشطة بيولوجيًا يمكن أن تعمل كمثبطات لنظام الالتهاب NLRP3 أو AIM2. ستكون هذه مرشحات قيمة لعلاج الأمراض المرتبطة بنظام الالتهاب. يرتبط الكوستونوليد، المكون النشط الرئيسي في العشبة الطبية التقليدية الصينية ساوسوريا لابا، بشكل تساهمي مع Cys598 في مجال NACHT من NLRP3 عبر -ميثيلين- -موتيف البيوتيرولاكتون في الكوستونوليد. هذا يمنع نشاط ATPase الخاص بـ NLRP3 وتجميع inflammasome NLRP3. EFLA-945، مستخلص من ورق عنب أحمر، يحد من دخول الحمض النووي إلى البلعميات المشتقة من THP-1، مما يمنع تنشيط إنزيم AIM2. تستخلصات الإيثانول المشتقة من بذور Cornus officinalis تثبط تكوين بقع AIM2 الناتجة عن dsDNA.

تعديل ASC

نظرًا لأن ASC هو بروتين التكيف الخاص بالإنفلاموسومات التقليدية، فإن استهداف ASC يمكن أن ينظم أيضًا تنشيط الإنفلاموسوم. J114، وهو مركب كيميائي، عطل تفاعلات NLRP3 أو AIM2 مع ASC وقمع تكتل ASC. لقد وُجد أن استر حمض الكافيك الفينيثيل (CAPE) يمكن أن يرتبط مباشرة بـ ASC، مما يمنع التفاعلات بين NLRP3 وASC التي يتم تحفيزها بواسطة بلورات MSU. أظهرت دراسة تتعلق بنموذج فأر لالتهاب المفاصل النقرسي الناتج عن بلورات MSU أن الإدارة الفموية لـ CAPE أدت إلى انخفاض في تنشيط الكاسبيز-1 و IL-1. إطلاق في نسيج القدم وإفراز كيس الهواء. VHHASC، نوع من الأجسام المضادة أحادية النطاق من الألبكة، يعيق التفاعلات بين ASC وCARD من خلال ترك PYD الخاص بـ ASC وظيفيًا، ومن خلال تثبيت خيوط وسيطة لتنشيط inflammasome. لونيدامين، مثبط صغير الجزيئات للجليكوليز، يرتبط مباشرة بـ ASC ويمنع تكتله. ديهدروكوتوس لاكتون، وهو مكون رئيسي في الطب الصيني التقليدي سوسوريا لابا، منع تكتل ASC. قد يعيق السولفورافان بشكل مباشر تشكيل NLRP3 من خلال تثبيط ASC أو كاسبيز-1. بريفيلين A، مكون طبيعي مستخرج من Centipeda minima، يقلل من تنشيط إنزيم NLRP3 عن طريق حجب تكتل ASC. 1,2,4-تريميثوكسي بنزين، وهو مكون نشط مستخرج من الزيوت الأساسية، قام بتثبيط تكتل ASC وكذلك التفاعل بين البروتينات بين NLRP3 و ASC.

تعديل الكاسبيز

مؤخراً، ركزت صناعة الأدوية على تطوير مثبطات إنزيم الكاسبيز-1، وهو مكون من جميع الإنفلامازومات التقليدية. مادة تُدعى VX-765، المعروفة أيضاً باسم بيلناكاسان، يمكن أن تساعد في تقليل شدة مرض الزهايمر من خلال تثبيط الكاسبيز-1 بشكل انتقائي. يتم تحقيق ذلك من خلال التعديل التساهمي لبقايا السيستين الحفازة. بالإضافة إلى ذلك، تم العثور على أن VX-765 يحسن العجز المعرفي المرتبط بمرض الزهايمر ويحافظ على وظائف البطين، مما يخفف من احتشاء عضلة القلب في الفئران. للأسف، أظهرت الدراسات أن التعرض الطويل الأمد لـ VX-765 في الحيوانات يسبب سمية كبدية، مما يمنع المزيد من تطوير المادة. سنسوسيد A، وهو مكون في المكملات الغذائية وأدوية فقدان الوزن، يثبط النشاط الإنزيمي للكاسبيز-1 لتقليل الالتهاب المعتمد على NLRP3 وAIM2 المرتبط بمستقبل P2X7. برالناساسان، مركب غير ببتيدي يمتص عن طريق الفم، يمكن أن يثبط كاسبيز-1. تم إظهار أن برالناساسن يقلل من تلف المفاصل في نموذج الفئران لالتهاب المفاصل الناجم عن الكولاجيناز، مما يشير إلى أنه يمكن استخدامه للعلاج
التهاب المفاصل العظمي. لقد أظهر برالناساسن أيضًا أنه يقلل من التهاب القولون في الفئران الناتج عن سلفات الدكستران الصوديوم مع آثار جانبية قليلة أو معدومة.

معدلات IL-1/IL-18

IL-1 و IL-18 هما السيتوكينات الالتهابية الرئيسية التي يتم تنشيطها بواسطة الانفلامازوم وتلعب دورًا كبيرًا في مسببات العديد من الأمراض. تم الموافقة على العوامل البيولوجية المضادة لـ IL-1 للاستخدام السريري. أنكينرا هو نوع من الأدوية المستخدمة لعلاج الأمراض الالتهابية. يعمل كمانع لمستقبلات الإنترلوكين-1 المؤتلف. يعاني المرضى المصابون بالتهاب المفاصل الروماتويدي الذين يتلقون علاج الأناكينرا من انخفاض في نشاط المرض. وجدت تجربة عشوائية صغيرة أجريت في عدة مراكز أن الأناكينرا حسنت بشكل كبير المعايير الالتهابية والسكريّة لدى المرضى الذين يعانون من كل من التهاب المفاصل الروماتويدي والسكري من النوع الثاني (NCT02236481). كاناكنوماب، وهو جسم مضاد وحيد النسيلة يستهدف الإنسان مضاد IL- تمت الموافقة عليه من قبل إدارة الغذاء والدواء الأمريكية ووكالة الأدوية الأوروبية كعلاج لمتلازمات دورية مرتبطة بالكريوبيرين. في تجربة عشوائية مزدوجة التعمية، وُجد أن كاناكنوماب فعال في تقليل معدل تكرار الأحداث القلبية الوعائية مقارنةً بمجموعة التحكم. من الجدير بالذكر أن الأناكينرا يتطلب حقنًا أكثر تكرارًا وله عمر نصف أقصر يبلغ فقط من ناحية أخرى، يتمتع كاناكنوماب بمدة نصف عمر أطول تبلغ 26 يومًا وقد أظهر في تجربة سريرية عشوائية مزدوجة التعمية استجابة علاجية أفضل وزيادة في الأمان للمرضى الذين يعانون من التهاب المفاصل الروماتويدي النشط (NCT00784628). تم مؤخرًا الموافقة على ريلوناسيبت، وهو مثبط IL-1 (فخ IL-1) يُستخدم بشكل رئيسي لعلاج النقرس لدى الأطفال، لإجراء تجربة المرحلة الثالثة في التهاب التامور المتكرر. جيفوكزيماب، وهو IL-1 بروتين الربط، يمتلك خصائص تعديل ألوستيري فريدة. قد يستفيد المرضى الذين يعانون من الأمراض الالتهابية وأمراض أخرى من الجيفوكزوماب.
تجري حاليًا دراسة مثبطات IL-18 من خلال التجارب السريرية أيضًا. أحد هذه المثبطات هو GSK1070806، وهو جسم مضاد محايد للبشر IL-18. تم إجراء دراسة سريرية من المرحلة الأولى على رجال أصحاء وبدينين ذوي أنظمة مناعية طبيعية لتحديد سلامة وفعالية ومعدل استقلاب الأجسام المضادة لـ GSK1070806. أظهرت الدراسة أن GSK1070806 كان جيد التحمل بشكل عام، مع نتائج إيجابية.

معدلات GSDMD

GSDMD هو الوسيط الرئيسي في عملية البيروبتوسيس ويحفزها مباشرة عند تنشيط الإنفلاموسومات، مما يجعله هدفًا محتملاً لعلاج الأمراض المرتبطة بالإنفلاموسومات. ديسلفيرام هو دواء تمت الموافقة عليه من قبل إدارة الغذاء والدواء الأمريكية لعلاج إدمان الكحول. يعمل كمانع لتكوين المسام الذي يتم تحفيزه بواسطة GSDMD. كما أن هذا الدواء يمنع تكوين المسام عن طريق تعديل كيميائي للرابطة التساهمية بين Cys191/Cys192 في GSDMD البشري/الفأري. عندما يتم معالجة الفئران بالدي سولفيرام، تظهر انخفاضًا في البيروبتوز، وإطلاق السيتوكينات، والموت الإنتاني الناتج عن LPS. وقد تم اكتشاف أن نيكروسولفوناميد يمكن أن يمنع تجمع GSDMD عن طريق الارتباط بالحمض الأميني Cys191 في GSDMD. هذا، بدوره، يقلل من حدوث النخر العصبي الناتج عن في الجسم الحي. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن يعيق ثنائي ميثيل الفومارات تجمع GSDMD وتعدد الجزيئات. تتطلب المزيد من الأبحاث للتحقيق في إمكانيات مثبطات GSDMD لعلاج مختلف الأمراض.

معدلات أخرى

بالإضافة إلى الطرق المذكورة، يمكن أن تؤثر مواد أخرى على الإنفلامازومات من خلال استهداف مسارات الإشارة المتعلقة بتنشيط الإنفلامازوم. واحدة من هذه المواد، JC2-11، هي نوع من مشتقات البنزيليدين أستوفينون التي أظهرت وعدًا كمثبط شامل للإنفلامازوم. تشير الأبحاث المبكرة إلى أنها يمكن أن تمنع انقسام كاسبيز-1، IL-1 الإفراز، انقسام GSDMD، وإنتاج الميتوكوندريا النشطة للجذور الحرة. ليكوخالكون ب، وهو مكون من عرق السوس، يرتبط بـ NEK7 لقمع تنشيط إنزيم NLRP3 عن طريق تقليل التفاعل بين
الجدول 2. التجارب السريرية للأدوية المتعلقة بمسار الإنفلامازوم
رقم NCT اسم الدواء هدف الشروط نوع الدراسة و/أو المرحلة التسجيل أسلحة تاريخ إكمال الدراسة
NCT05658575 OLT1177 NLRP3 نوبة النقرس الحادة، هجوم النقرس، تفجر النقرس، التهاب المفاصل النقرسي، التهاب المفاصل الناتج عن النقرس، ألم المفاصل تداخلي، المرحلة 2/3 ٣٠٠
أ: دابانسوتريل (المعروف أيضًا باسم OLT1177)
ب: قرص وهمي
2023-10
NCT04540120 OLT1177 NLRP3 كوفيد-19، متلازمة إطلاق السيتوكينات تجريبي، المرحلة الثانية ٤٩
أ: OLT1177
كبسولات
ب: كبسولات وهمية
٢٠٢٢-٠٧
NCT03595371 OLT1177 NLRP3 متلازمة شنيتزلر تجريبي، المرحلة الثانية 10
أ: OLT1177
كبسولات
فبراير 2023
NCT02104050 OLT1177 NLRP3 التهاب المفاصل العظمي، الألم تجريبي، المرحلة الثانية ٢٠٢
أ: جل OLT1177
ب: جل وهمي
2015-08
NCT01768975 OLT1177 NLRP3 التهاب المفاصل العظمي في الركبة تجريبي، المرحلة الثانية 79
أ: جل OLT1177
ب: جل وهمي
2013-08
NCT03534297 OLT1177 NLRP3 فشل القلب الانقباضي تجريبي، المرحلة 1 30
أ: OLT1177
كبسولات
ب: كبسولات وهمية
2019-11
NCT02134964 OLT1177 NLRP3 صحي تجريبي، المرحلة 1 ٣٥
أ: OLT1177
كبسولات
ب: كبسولات وهمية
2014-12
NCT01636141 OLT1177 NLRP3 صحي تجريبي، المرحلة 1 ٣٦
أ: جل OLT1177
ب: جل وهمي
2012-08
NCT05130892 الكولشيسين، الترانيلست، والأوريدونين NLRP3 NLRP3، بروتين سي التفاعلي عالي الحساسية، التدخل التاجي عبر الجلد تداخلي، المرحلة الرابعة 132
أ: مجموعة الكولشيسين
ب: مجموعة ترانيلست
مجموعة أوريدونين
د: مجموعة عدم التدخل
فبراير 2023
NCT05855746 كولشيسين NLRP3 التهاب عضلة القلب الحاد تجريبي، المرحلة 3 ٣٠٠
أ: كولشيسين
ب: دواء وهمي
يونيو 2027
NCT05734612 كولشيسين NLRP3 إصابة إعادة التروية، عضلة القلب تجريبي، المرحلة 3 ٨٠
أ: كولشيسين
ب: دواء وهمي
مارس 2023
NCT04322565 كولشيسين NLRP3 عدوى فيروس كورونا، التهاب رئوي فيروسي تجريبي، المرحلة الثانية 193
أ: كولشيسين
ب: معيار الرعاية
2021-10
NCT04867226 كولشيسين عدوى فيروس كورونا تجريبي، المرحلة الثانية 100
أ: دواء الكولشيسين
ب: الرعاية المعتادة
يونيو 2021
NCT05118737 كولشيسين التهاب رئوي COVID-19 تدخلية، المرحلة المبكرة 1 ٢٣٠
أ: كولشيسين
ب: التحكم
2022-08
NCT03923140 ترانيلست متلازمات دورية مرتبطة بالكريوبيرين تجريبي، المرحلة الثانية 71 أ: ترانيلست ٢٠٢٤-١٠
NCT01109121 ترانيلست النقرس المعتدل إلى الشديد، فرط حمض اليوريك تجريبي، المرحلة الثانية ١١٢
أ: ألوبيورينول 400 ملغ يومياً
ب: ترانيلست 300 ملغ يومياً + ألوبيورينول 400 ملغ يومياً
سي: ترانيلست 300 ملغ يومياً + ألوبورينول 600 ملغ يومياً
2011-01
NCT04047095 -كاروتين جراحة القلب تداخلي ٥٥
أ: وجبة عادية بالإضافة إلى كيس واحد من مغذيات المناعة في الساعة 8 صباحًا، 1 ظهرًا و6 مساءً.
ب: وجبة عادية في الساعة 8 صباحًا، 1 ظهرًا و6 مساءً.
2021-10
NCT03005496 -كاروتين الولادة المبكرة تداخلي، المرحلة الرابعة ٥٦ يونيو 2017
الجدول 2. متابعة
NCT03842709 براميبيكسول ألم مزمن NLRP3
أ: نيفيديبين + ديكساميثازون + زنك -كاروتين + فيتامين د3
ب: نيفيديبين + ديكساميثازون
تدخلية، المرحلة المبكرة 1 ٤٥
أ: قرص براميبيكسول الفموي
ب: دواء وهمي
فبراير 2021
NCT02375685 جيفوكزيماب IL-1 التهاب القزحية المزمن تدخلية، المرحلة المبكرة 3 71 أ: جفوكزيماب 2015-11
NCT01965145 جيفوكزيماب IL-1 التهاب القزحية الناتج عن بهجت تجريبي، المرحلة 3 84
أ: جفوكزيماب
ب: دواء وهمي
2015-09
NCT01835132 جيفوكزيماب IL-1 التهاب الصلبة تداخلي، المرحلة 1/2 ٨ أ: جفوكزيماب فبراير 2016
NCT01211977 جيفوكزيماب IL-1 متلازمة موكل ويلز، التهاب ذاتي، مرض بهجت تداخلي، المرحلة 1/2 21 غير متوفر 2011-04
NCT02723786 GSK1070806 IL-18 زراعة الكلى تجريبي، المرحلة الثانية ٧ أ: GSK1070806 مارس 2018
NCT01648153 GSK1070806 IL-18 داء السكري تجريبي، المرحلة الثانية 37
أ: GSK1070806
ب: GSK1070806
ج: دواء وهمي (محلول ملحي)
يناير 2014
NCT03522662 GSK1070806 IL-18 مرض بهجت تجريبي، المرحلة الثانية 12 أ: GSK1070806 ٢٠٢٠-٠٤
NCT05590338 GSK1070806 IL-18 التهاب الجلد التأتبي تجريبي، المرحلة 1 ٣٨
أ: GSK1070806، تسريب وريدي (IV)
ب: GSK1070806، حقنة وريدية
ج: دواء وهمي
2023-12
NCT01035645 GSK1070806 IL-18 أمراض الأمعاء الالتهابية تجريبي، المرحلة 1 78
أ: GSK1070806
ب: دواء وهمي
2012-07
NCT04485130 ديisulfiram IL-18 كوفيد-19 تجريبي، المرحلة الثانية 11
أ: ديسلفيرام
ب: دواء وهمي
فبراير 2022
NCT02561481 سولفورافان مسار تنشيط إنزيم NLRP3 اضطراب طيف التوحد تداخلي، المرحلة 1/2 60
أ: سلفورافان
ب: دواء وهمي
٢٠٢٠-٠١
NCT04972188 ZYIL1 مسار inflammasome NLRP3 صحي تجريبي، المرحلة 1 ١٨ كبسولة ZYIL1 2021-10
NCT04731324 ZYIL1 مسار inflammasome NLRP3 صحي تجريبي، المرحلة 1 30 كبسولة ZYIL1 يونيو 2021
NCT04409522 الميلاتونين مسار inflammasome NLRP3 كوفيد-19 تداخلي ٥٥
أ: الميلاتونين
ب: العلاج المعتاد
2020-09
NCT05567068 أتورفاستاتين مسار mTOR/NLRP3 inflammasome أمراض الأمعاء الالتهابية تجريبي، المرحلة الثانية ٤٤
أ: أتورفاستاتين 80 ملغ
ب: ميسالامين
٢٠٢٧-٠٩
NCT05781698 فينوفيبرات مسار mTOR/NLRP3 inflammasome أمراض الأمعاء الالتهابية تجريبي، المرحلة الثانية 60
أ: ميسالامين
ب: ميسالامين + فينوفibrate
2024-06
NCT 05276895 جليكيريزين تنشيط إنزيم NLRP3 والتهاب NF- مسار الإشارة التهاب المفاصل العظمي تداخلي 60
أ: كيرسيتين + فيستين
ب: كيرسيتين + فيستين + جليكيريزين
ج: دواء وهمي
2024-12
NLRP3 و NEK7. علاوة على ذلك، يمنع البرستيميرين والجينسوسيد Rg3 التفاعل بين NEK7 وNLRP3، مما يؤدي إلى تقليل التفاعل بين NLRP3 وASC، وانخفاض تكتل ASC، وفي النهاية، تقليل تكوين البقع. يثبط ميثيل غالات تجميع إنزيم NLRP3 عن طريق حجب الإفراط في إنتاج ROS وتكوين أوليغوميرات NLRP3. 5-أندروستينيديون يعزز إشارات NF-кВ ويثبط الموت الخلوي الناتج عن الالتهاب. يقلل الريبوفلافين من إنتاج الجذور الحرة الميتوكوندرية وإطلاق الحمض النووي الميتوكوندري، مما يثبط تجميع إنزيم NLRP3. ديهدروأرتيميسين يحفز البلعمة الذاتية لتثبيط إنزيم AIM2 ومسارات NF-kB/HIF-1a/VEGF. ML365، أقوى مثبط لقناة TWIK2، يمنع inflammasome NLRP3 المستحث بواسطة ATP. الكركمين يقلل من NLRP1 و كاسبيز-1 و GSDMD و IL-1 في نماذج حرمان الأكسجين والجلوكوز وانسداد الشريان الدماغي الأوسط. وجدت التجارب السريرية أن N-أسيتيل سيستئين، وهو مادة مضادة للأكسدة ومضادة للالتهابات، يمكن أن يقلل من تعبير البلعميات عن NLRP3، ويقلل من IFN- إنتاج في خلايا NK، وبالتالي تقليل تخليق وإطلاق IL-18. تستخدم الجلوكوكورتيكويدات على نطاق واسع في علاج مرض الانسداد الرئوي المزمن (COPD) وتفاقم مرض الانسداد الرئوي المزمن (AECOPD). دواء مضاد للالتهابات جديد، 17-أوكسي-DHA، عند دمجه مع الهرمونات يمكن أن يثبط تنشيط إنزيم NLRP3 وإطلاق IL-1 الناضج. على الرغم من المحاولات لعلاج مرضى COPD بالعلاجات التي تستهدف المؤثرات المرتبطة بالالتهاب في المراحل المتوسطة إلى الشديدة، لم تُظهر بعض التجارب السريرية العشوائية فوائد كبيرة. على سبيل المثال، عندما تم حقن مرضى COPD بمضاد إنترلوكين- الأجسام المضادة وحيدة النسيلة المسماة كاناكنوماب لمدة 45 أسبوعًا، لم يتحسن حجم الزفير القسري في 1 ثانية والسعة الحيوية القسرية مقارنة بمجموعة الدواء الوهمي. تشير هذه النتائج إلى أن استهداف المؤثرات المرتبطة بالإنفلامازوم قد لا يكون له التأثيرات المرغوبة. لذلك، هناك حاجة إلى دراسات واسعة النطاق ومصممة بشكل جيد للوصول إلى استنتاج نهائي. هناك أيضًا بعض المرشحين العلاجيين القادرين على تثبيط تنشيط الإنفلامازوم ولكن آليتهم غير مفهومة حاليًا. يمكن أن تثبط الفيمسارتان، والمركبات الفينولية ومشتقات الكوينون ميثيد نور-تريتربين، والدihydrotanshinone I، ومشتقات السلفوناميد العطرية، ومركبات السلفونيل يوريا الثلاثية تنشيط إنفلامازوم NLRP3 أو AIM2.

الاستنتاجات

تلعب الإنفلامازومات دورًا لا يمكن الاستغناء عنه في العديد من الأمراض. سيوفر فهم آليات تنشيط وتجميع الإنفلامازومات المختلفة ووظائفها في ظروف متنوعة رؤى قيمة لاستراتيجيات التدخل الفعالة في المستقبل. قدمت هذه المراجعة إنفلامازومات مختلفة، وهياكلها، وآليات تنشيطها، وكيف تؤثر على الأمراض المختلفة، والأهداف العلاجية المحتملة واستراتيجيات التدخل. الإنفلامازومات هي مجمعات متعددة البروتينات تلعب دورًا حيويًا في تنظيم الاستجابات الالتهابية والمناعية. تم تحديد أنواع مختلفة من الإنفلامازومات، كل منها يتميز بمكونات بروتينية مختلفة. إن فهم الهياكل المميزة لهذه الإنفلامازومات أمر ضروري لتوضيح وظائفها المحددة وتطوير علاجات مستهدفة للأمراض الالتهابية. قدمت الدراسات الهيكلية المتقدمة حول الإنفلامازومات المختلفة لنا منظورًا جديدًا ونهجًا لدراسة آليات تنشيط الالتهاب. يرتبط تنشيط الإنفلامازوم بتغيير في شكل بروتينات الاستشعار المختلفة، وتجميع الإنفلامازوم من خلال التفاعلات المتجانسة. يتم تنشيط إنفلامازومات مختلفة بواسطة محفزات محددة، مما يؤدي إلى تجميعها وتنشيط الكاسبيز-1، مما يؤدي إلى نضوج السيتوكينات المسببة للالتهاب مثل IL-1. و IL-18. المسار الكنسي يحفز تنشيط الانفلامازوم استجابةً لعملية من خطوتين. الخطوة الأولى تتضمن تنشيط مستقبلات التعرف على الأنماط (PRRs) التي تكتشف الأنماط الجزيئية المرتبطة بالميكروبات (PAMPs) أو الأنماط الجزيئية المرتبطة بالضرر (DAMPs) وتنشط NF-kB لتحفيز نسخ NLRP3 والسيتوكينات المؤيدة للالتهاب. بمجرد أن يتم تنظيم NLRP3، تتضمن الخطوة الثانية
دور الأجسام الالتهابية في الأمراض البشرية وإمكاناتها كـ… ياو وآخرون.
تجميع معقد الالتهاب وتنشيط الكاسبيز-1 اللاحق. يتم تحفيز المسار غير التقليدي لتنشيط الالتهاب بواسطة تنشيط الكاسبيز-4 أو -5 (الكاسبيز-11 في الفئران) استجابةً لـ LPS السيتوزولي من البكتيريا سالبة الجرام. الكاسبيز- يقوم بتفكيك GSDMD، مما يؤدي إلى إطلاق السيتوكينات المسببة للالتهابات والاحتضار الخلوي. تشمل المسارات البديلة تنشيط الانفلامازومات بواسطة مستقبلات أخرى مثل مستقبلات RIG-I الشبيهة (RLRs) أو مستشعرات الحمض النووي مثل AIM2. تتضمن هذه المسارات مكونات وآليات مختلفة لتنشيط الانفلامازومات. يساعد فهم مسارات تنشيط الانفلامازومات المختلفة في تطوير علاجات محتملة لمجموعة من الأمراض. حققت الأبحاث الجديدة تقدمًا مهمًا في فهم كيفية مساهمة بعض الانفلامازومات في مختلف الأمراض البشرية. يمكن أن تكون هذه المعرفة مفيدة في اكتشاف علاجات جديدة للحالات الأيضية والعصبية التنكسية والالتهابية. من الضروري تحديد أدوار الانفلامازومات المحددة في الأمراض الجهازية، حتى يمكن تطوير أساليب علاجية مستهدفة لتنظيم أنشطتها وتقليل الالتهاب. لقد أسفرت عملية تحديد الأهداف العلاجية وإنشاء استراتيجيات مستهدفة للانفلامازومات عن نتائج مشجعة في كل من التجارب المخبرية والسريرية.
لا تزال هناك العديد من الأسئلة غير المجابة في مجال أبحاث الإنفلامازومات. تنشيط الإنفلامازومات له مسارات مختلفة، بما في ذلك المسارات التقليدية وغير التقليدية، مع وجود عمليات متعددة متورطة. تتضمن عملية تنشيط الإنفلامازومات المعقدة أيضًا مسارات إشارات متعددة. يبقى فهم هذه الآليات بالكامل تحديًا. على الرغم من وجود بعض المثبطات المتاحة، إلا أن تطوير مثبطات عالية الانتقائية وفعالة تستهدف مكونات الإنفلامازوم المحددة لا يزال قيد التقدم. بالإضافة إلى ذلك، فإن الآليات التنظيمية التي تتحكم في نشاط الإنفلامازوم وتفاعلها مع مسارات المناعة الأخرى، مثل الالتهام الذاتي وإشارات السيتوكين، ليست مفهومة بالكامل. قد لا تعكس نماذج الحيوانات المستخدمة لدراسة الأمراض المرتبطة بالإنفلامازومات الفسيولوجيا البشرية بشكل كامل، مما يجعل من الصعب تطبيق النتائج من نماذج الحيوانات على الإعدادات السريرية البشرية. علاوة على ذلك، قد يكون من الصعب تحديد المساهمات المحددة لمختلف الإنفلامازومات في حالات المرض بسبب وظائفها المتداخلة. بينما تم ربط الإنفلامازومات بمختلف الأمراض، فإن استخدام العلاجات المستهدفة للإنفلامازوم في الممارسة السريرية محدود حاليًا. هناك حاجة إلى مزيد من الأبحاث لسد هذه الفجوة وتعزيز معرفتنا بعلم الأحياء الخاص بالإنفلامازوم. قد يؤدي ذلك إلى تطوير علاجات آمنة وفعالة تعدل نشاط الإنفلامازوم في حالات المرض. هناك حاجة إلى مزيد من التحقيقات لفهم الدور الكامل للإنفلامازومات في مسببات الأمراض ومعالجة أي جدل. مع استمرار البحث في هذا المجال، يمكننا أن نتوقع رؤية نتائج سريرية أفضل وفهم أكبر للعلاقة بين الالتهاب والأمراض البشرية.

شكر وتقدير

تم دعم هذا العمل من قبل المختبر الرئيسي لمرض الزهايمر في مقاطعة تشجيانغ (ZJAD-2021004)، مؤسسة العلوم الطبيعية الوطنية في الصين (82201576)، برنامج الشباب لسلطة مستشفيات بكين (QML20210804) وبحوث الطب في بكين 2021-8 (YZ)؛ ومؤسسة العلوم الطبيعية الوطنية في الصين. و 82293642) إلى WS. كان WS هو كرسي أبحاث كندا في مرض الزهايمر.

مساهمات المؤلفين

قام JY و WS بتصور وتصميم هذا المشروع. كتب JY و KS مسودة المخطوطة. قام JY و KS و ZW و YZ بالبحث ومراجعة الأدبيات. قام WS و YZ بمراجعة المخطوطة والإشراف على المشروع. قرأ جميع المؤلفين ووافقوا على المقال.

معلومات إضافية

المصالح المتنافسة: يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.
دور الأجسام الالتهابية في الأمراض البشرية وإمكاناتها كـ… ياو وآخرون.
٢٢

REFERENCES

  1. Taguchi, T. & Mukai, K. Innate immunity signalling and membrane trafficking. Curr. Opin. Cell Biol. 59, 1-7 (2019).
  2. Hanazawa, S. et al. Functional role of interleukin 1 in periodontal disease: induction of interleukin 1 production by Bacteroides gingivalis lipopolysaccharide in peritoneal macrophages from and mice. Infect. Immun. 50, 262-270 (1985).
  3. Martinon, F., Burns, K. & Tschopp, J. The inflammasome: a molecular platform triggering activation of inflammatory caspases and processing of proll-beta. Mol. Cell 10, 417-426 (2002).
  4. Watson, R. W., Rotstein, O. D., Parodo, J., Bitar, R. & Marshall, J. C. The IL-1 betaconverting enzyme (caspase-1) inhibits apoptosis of inflammatory neutrophils through activation of IL-1 beta. J. Immunol. 161, 957-962 (1998).
  5. Dinarello, C. A. Unraveling the NALP-3/IL-1beta inflammasome: a big lesson from a small mutation. Immunity 20, 243-244 (2004).
  6. Inohara, N. et al. Nod1, an Apaf-1-like activator of caspase-9 and nuclear factorkappaB. J. Biol. Chem. 274, 14560-14567 (1999).
  7. Ogura, Y. et al. Nod2, a Nod1/Apaf-1 family member that is restricted to monocytes and activates NF-kappaB. J. Biol. Chem. 276, 4812-4818 (2001).
  8. Wagner, R. N., Proell, M., Kufer, T. A. & Schwarzenbacher, R. Evaluation of Nodlike receptor (NLR) effector domain interactions. PLoS One 4, e4931 (2009).
  9. Hornung, V. et al. AIM2 recognizes cytosolic dsDNA and forms a caspase-1activating inflammasome with ASC. Nature 458, 514-518 (2009).
  10. Roberts, T. L. et al. HIN-200 proteins regulate caspase activation in response to foreign cytoplasmic DNA. Science 323, 1057-1060 (2009).
  11. Cartwright, N. et al. Selective NOD1 agonists cause shock and organ injury/ dysfunction in vivo. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175, 595-603 (2007).
  12. Proell, M., Riedl, S. J., Fritz, J. H., Rojas, A. M. & Schwarzenbacher, R. The Nod-like receptor (NLR) family: a tale of similarities and differences. PLoS One 3, e2119 (2008).
  13. Sutterwala, F. S. et al. Immune recognition of Pseudomonas aeruginosa mediated by the IPAF/NLRC4 inflammasome. J. Exp. Med 204, 3235-3245 (2007).
  14. Agostini, L. et al. NALP3 forms an IL-1beta-processing inflammasome with increased activity in Muckle-Wells autoinflammatory disorder. Immunity 20, 319-325 (2004).
  15. Elinav, E. et al. NLRP6 inflammasome regulates colonic microbial ecology and risk for colitis. Cell 145, 745-757 (2011).
  16. Khare, S. et al. An NLRP7-containing inflammasome mediates recognition of microbial lipopeptides in human macrophages. Immunity 36, 464-476 (2012).
  17. Zhu, S. et al. Nlrp9b inflammasome restricts rotavirus infection in intestinal epithelial cells. Nature 546, 667-670 (2017).
  18. Maharana, J. Elucidating the interfaces involved in CARD-CARD interactions mediated by NLRP1 and Caspase-1 using molecular dynamics simulation. J. Mol. Graph Model 80, 7-14 (2018).
  19. Mayor, A., Martinon, F., De Smedt, T., Petrilli, V. & Tschopp, J. A crucial function of SGT1 and HSP90 in inflammasome activity links mammalian and plant innate immune responses. Nat. Immunol. 8, 497-503 (2007).
  20. de Alba, E. Structure and interdomain dynamics of apoptosis-associated specklike protein containing a CARD (ASC). J. Biol. Chem. 284, 32932-32941 (2009).
  21. Lu, A. et al. Unified polymerization mechanism for the assembly of ASCdependent inflammasomes. Cell 156, 1193-1206 (2014).
  22. Kostura, M. J. et al. Identification of a monocyte specific pre-interleukin 1 beta convertase activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86, 5227-5231 (1989).
  23. He, W. T. et al. Gasdermin D is an executor of pyroptosis and required for interleukin-1beta secretion. Cell Res 25, 1285-1298 (2015).
  24. Albrecht, M., Choubey, D. & Lengauer, T. The HIN domain of IFI-200 proteins consists of two OB folds. Biochem. Biophys. Res Commun. 327, 679-687 (2005).
  25. Fernandes-Alnemri, T., Yu, J. W., Datta, P., Wu, J. & Alnemri, E. S. AIM2 activates the inflammasome and cell death in response to cytoplasmic DNA. Nature 458, 509-513 (2009).
  26. Veeranki, S., Duan, X., Panchanathan, R., Liu, H. & Choubey, D. IFI16 protein mediates the anti-inflammatory actions of the type-l interferons through suppression of activation of caspase-1 by inflammasomes. PLoS One 6, e27040 (2011).
  27. Damiano, J. S., Newman, R. M. & Reed, J. C. Multiple roles of CLAN (caspaseassociated recruitment domain, leucine-rich repeat, and NAIP CIIA HET-E, and TP1-containing protein) in the mammalian innate immune response. J. Immunol. 173, 6338-6345 (2004).
  28. Choubey, D. et al. Interferon-inducible p200-family proteins as novel sensors of cytoplasmic DNA: role in inflammation and autoimmunity. J. Interferon Cytokine Res 30, 371-380 (2010).
  29. Davis, B. K. et al. Cutting edge: NLRC5-dependent activation of the inflammasome. J. Immunol. 186, 1333-1337 (2011).
  30. Kempster, S. L. et al. Developmental control of the Nlrp6 inflammasome and a substrate, IL-18, in mammalian intestine. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 300, G253-263, (2011).
  31. Marleaux, M., Anand, K., Latz, E. & Geyer, M. Crystal structure of the human NLRP9 pyrin domain suggests a distinct mode of inflammasome assembly. FEBS Lett. 594, 2383-2395 (2020).
  32. Hiller, S. et al. NMR structure of the apoptosis- and inflammation-related NALP1 pyrin domain. Structure 11, 1199-1205 (2003).
  33. Finger, J. N. et al. Autolytic proteolysis within the function to find domain (FIIND) is required for NLRP1 inflammasome activity. J. Biol. Chem. 287, 25030-25037 (2012).
  34. Jin, T., Curry, J., Smith, P., Jiang, J. & Xiao, T. S. Structure of the NLRP1 caspase recruitment domain suggests potential mechanisms for its association with procaspase-1. Proteins 81, 1266-1270 (2013).
  35. Robert Hollingsworth, L. et al. Mechanism of filament formation in UPApromoted CARD8 and NLRP1 inflammasomes. Nat. Commun. 12, 189 (2021).
  36. Gong, Q. et al. Structural basis for distinct inflammasome complex assembly by human NLRP1 and CARD8. Nat. Commun. 12, 188 (2021).
  37. Xu, Z. et al. Homotypic CARD-CARD interaction is critical for the activation of NLRP1 inflammasome. Cell Death Dis. 12, 57 (2021).
  38. D’Osualdo, A. et al. CARD8 and NLRP1 undergo autoproteolytic processing through a ZU5-like domain. PLoS One 6, e27396 (2011).
  39. Huang, M. et al. Structural and biochemical mechanisms of NLRP1 inhibition by DPP9. Nature 592, 773-777 (2021).
  40. Moecking, J. et al. NLRP1 variant M1184V decreases inflammasome activation in the context of DPP9 inhibition and asthma severity. J. Allergy Clin. Immunol. 147, 2134-2145.e2120 (2021).
  41. Moecking, J. et al. Inflammasome sensor NLRP1 disease variant M1184V promotes autoproteolysis and DPP9 complex formation by stabilizing the FIIND domain. J. Biol. Chem. 298, 102645 (2022).
  42. Rahman, T. et al. NLRP3 sensing of diverse inflammatory stimuli requires distinct structural features. Front Immunol. 11, 1828 (2020).
  43. Sahoo, B. R. et al. A conformational analysis of mouse Nalp3 domain structures by molecular dynamics simulations, and binding site analysis. Mol. Biosyst. 10, 1104-1116 (2014).
  44. Brinkschulte, R. et al. ATP-binding and hydrolysis of human NLRP3. Commun. Biol. 5, 1176 (2022).
  45. Samson, J. M. et al. Computational Modeling of NLRP3 Identifies Enhanced ATP Binding and Multimerization in Cryopyrin-Associated Periodic Syndromes. Front Immunol. 11, 584364 (2020).
  46. Bae, J. Y. & Park, H. H. Crystal structure of NALP3 protein pyrin domain (PYD) and its implications in inflammasome assembly. J. Biol. Chem. 286, 39528-39536 (2011).
  47. Oroz, J., Barrera-Vilarmau, S., Alfonso, C., Rivas, G. & de Alba, E. ASC pyrin domain self-associates and binds NLRP3 protein using equivalent binding interfaces. J. Biol. Chem. 291, 19487-19501 (2016).
  48. Hochheiser, I. V. & Geyer, M. An assay for the seeding of homotypic pyrin domain filament transitions. Methods Mol. Biol. 2523, 197-207 (2022).
  49. Isazadeh, M. et al. Split-luciferase complementary assay of NLRP3 PYD-PYD interaction indicates inflammasome formation during inflammation. Anal. Biochem 638, 114510 (2022).
  50. Hochheiser, I. V. et al. Directionality of PYD filament growth determined by the transition of NLRP3 nucleation seeds to ASC elongation. Sci. Adv. 8, eabn7583 (2022).
  51. Tapia-Abellan, A. et al. Sensing low intracellular potassium by NLRP3 results in a stable open structure that promotes inflammasome activation. Sci. Adv. 7, eabf4468 (2021).
  52. Andreeva, L. et al. NLRP3 cages revealed by full-length mouse NLRP3 structure control pathway activation. Cell 184, 6299-6312.e6222 (2021).
  53. Ohto, U. et al. Structural basis for the oligomerization-mediated regulation of NLRP3 inflammasome activation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 119, e2121353119 (2022).
  54. Hoss, F. et al. Alternative splicing regulates stochastic NLRP3 activity. Nat. Commun. 10, 3238 (2019).
  55. Ehtesham, N. et al. Three functional variants in the NLRP3 gene are associated with susceptibility and clinical characteristics of systemic lupus erythematosus. Lupus 30, 1273-1282 (2021).
  56. Zhou, L. et al. Excessive deubiquitination of NLRP3-R779C variant contributes to very-early-onset inflammatory bowel disease development. J. Allergy Clin. Immunol. 147, 267-279 (2021).
  57. Dessing, M. C. et al. Donor and recipient genetic variants in NLRP3 associate with early acute rejection following kidney transplantation. Sci. Rep. 6, 36315 (2016).
  58. Ozturk, K. H. & Unal, G. O. Novel splice-site variants c.393G>A, c.278_2A>G in exon 2 and Q705K variant in exon 3 of NLRP3 gene are associated with bipolar I disorder. Mol. Med. Rep. 26, 293 (2022).
  59. Chauhan, D. et al. GSDMD drives canonical inflammasome-induced neutrophil pyroptosis and is dispensable for NETosis. EMBO Rep. 23, e54277 (2022).
  60. Hu, Z. et al. Crystal structure of NLRC4 reveals its autoinhibition mechanism. Science 341, 172-175 (2013).
  61. Poyet, J. L. et al. Identification of Ipaf, a human caspase-1-activating protein related to Apaf-1. J. Biol. Chem. 276, 28309-28313 (2001).
  62. Yang, J. et al. Sequence determinants of specific pattern-recognition of bacterial ligands by the NAIP-NLRC4 inflammasome. Cell Discov. 4, 22 (2018).
  63. Yang, X. et al. Structural basis for specific flagellin recognition by the NLR protein NAIP5. Cell Res. 28, 35-47 (2018).
  64. Paidimuddala, B. et al. Mechanism of NAIP-NLRC4 inflammasome activation revealed by cryo-EM structure of unliganded NAIP5. Nat. Struct. Mol. Biol. 30, 159-166 (2023).
  65. Tenthorey, J. L., Kofoed, E. M., Daugherty, M. D., Malik, H. S. & Vance, R. E. Molecular basis for specific recognition of bacterial ligands by NAIP/NLRC4 inflammasomes. Mol. Cell 54, 17-29 (2014).
  66. Kofoed, E. M. & Vance, R. E. Innate immune recognition of bacterial ligands by NAIPs determines inflammasome specificity. Nature 477, 592-595 (2011).
  67. Zhang, L. et al. Cryo-EM structure of the activated NAIP2-NLRC4 inflammasome reveals nucleated polymerization. Science 350, 404-409 (2015).
  68. Hu, Z. et al. Structural and biochemical basis for induced self-propagation of NLRC4. Science 350, 399-404 (2015).
  69. Halff, E. F. et al. Formation and structure of a NAIP5-NLRC4 inflammasome induced by direct interactions with conserved N – and C-terminal regions of flagellin. J. Biol. Chem. 287, 38460-38472 (2012).
  70. Diebolder, C. A., Halff, E. F., Koster, A. J., Huizinga, E. G. & Koning, R. I. Cryoelectron tomography of the NAIP5/NLRC4 inflammasome: Implications for NLR activation. Structure 23, 2349-2357 (2015).
  71. Li, Y. et al. Cryo-EM structures of ASC and NLRC4 CARD filaments reveal a unified mechanism of nucleation and activation of caspase-1. Proc. Natl Acad. Sci. USA 115, 10845-10852 (2018).
  72. Lu, A. et al. Molecular basis of caspase-1 polymerization and its inhibition by a new capping mechanism. Nat. Struct. Mol. Biol. 23, 416-425 (2016).
  73. Matyszewski, M. et al. Cryo-EM structure of the NLRC4(CARD) filament provides insights into how symmetric and asymmetric supramolecular structures drive inflammasome assembly. J. Biol. Chem. 293, 20240-20248 (2018).
  74. Wang, L. et al. A novel mutation in the NBD domain of NLRC4 causes mild autoinflammation with recurrent urticaria. Front Immunol. 12, 674808 (2021).
  75. Canna, S. W. et al. An activating NLRC4 inflammasome mutation causes autoinflammation with recurrent macrophage activation syndrome. Nat. Genet 46, 1140-1146 (2014).
  76. Chear, C. T. et al. A novel de novo NLRC4 mutation reinforces the likely pathogenicity of specific LRR domain mutation. Clin. Immunol. 211, 108328 (2020).
  77. Ionescu, D. et al. First description of late-onset autoinflammatory disease due to somatic NLRC4 mosaicism. Arthritis Rheumatol. 74, 692-699 (2022).
  78. Moghaddas, F. et al. Autoinflammatory mutation in NLRC4 reveals a leucine-rich repeat (LRR)-LRR oligomerization interface. J. Allergy Clin. Immunol. 142, 1956-1967.e1956 (2018).
  79. Steiner, A. et al. Recessive NLRC4-autoinflammatory disease reveals an ulcerative colitis locus. J. Clin. Immunol. 42, 325-335 (2022).
  80. Raghawan, A. K., Ramaswamy, R., Radha, V. & Swarup, G. HSC70 regulates coldinduced caspase-1 hyperactivation by an autoinflammation-causing mutant of cytoplasmic immune receptor NLRC4. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 116, 21694-21703 (2019).
  81. Lu, A., Kabaleeswaran, V., Fu, T., Magupalli, V. G. & Wu, H. Crystal structure of the F27G AIM2 PYD mutant and similarities of its self-association to DED/DED interactions. J. Mol. Biol. 426, 1420-1427 (2014).
  82. Jin, T. et al. Structures of the HIN domain:DNA complexes reveal ligand binding and activation mechanisms of the AIM2 inflammasome and IFI16 receptor. Immunity 36, 561-571 (2012).
  83. Matyszewski, M. et al. Distinct axial and lateral interactions within homologous filaments dictate the signaling specificity and order of the AIM2-ASC inflammasome. Nat. Commun. 12, 2735 (2021).
  84. Wang, H., Yang, L. & Niu, X. Conformation switching of AIM2 PYD domain revealed by NMR relaxation and MD simulation. Biochem Biophys. Res Commun. 473, 636-641 (2016).
  85. Morrone, S. R. et al. Assembly-driven activation of the AIM2 foreign-dsDNA sensor provides a polymerization template for downstream ASC. Nat. Commun. 6, 7827 (2015).
  86. Lu, A. et al. Plasticity in PYD assembly revealed by cryo-EM structure of the PYD filament of AIM2. Cell Discov. 1, 15013 (2015).
  87. Liao, J. C. et al. Interferon-inducible protein 16: insight into the interaction with tumor suppressor p53. Structure 19, 418-429 (2011).
  88. Ni, X. et al. New insights into the structural basis of DNA recognition by HINa and HINb domains of IFI16. J. Mol. Cell Biol. 8, 51-61 (2016).
  89. Fan, X. et al. Structural mechanism of DNA recognition by the p204 HIN domain. Nucleic Acids Res. 49, 2959-2972 (2021).
  90. Trapani, J. A., Dawson, M., Apostolidis, V. A. & Browne, K. A. Genomic organization of IFI16, an interferon-inducible gene whose expression is associated with human myeloid cell differentiation: correlation of predicted protein domains with exon organization. Immunogenetics 40, 415-424 (1994).
  91. Liu, Z., Zheng, X., Wang, Y. & Song, H. Bacterial expression of the HINab domain of IFI16: purification, characterization of DNA binding activity, and cocrystallization with viral dsDNA. Protein Expr. Purif. 102, 13-19 (2014).
  92. Tian, Y. & Yin, Q. Structural analysis of the HIN1 domain of interferon-inducible protein 204. Acta Crystallogr F. Struct. Biol. Commun. 75, 455-460 (2019).
  93. Li, T., Diner, B. A., Chen, J. & Cristea, I. M. Acetylation modulates cellular distribution and DNA sensing ability of interferon-inducible protein IFI16. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 109, 10558-10563 (2012).
  94. Motyan, J. A., Bagossi, P., Benko, S. & Tozser, J. A molecular model of the fulllength human NOD-like receptor family CARD domain containing 5 (NLRC5) protein. BMC Bioinforma. 14, 275 (2013).
  95. Neerincx, A. et al. The N-terminal domain of NLRC5 confers transcriptional activity for MHC class I and II gene expression. J. Immunol. 193, 3090-3100 (2014).
  96. Cui, J. et al. NLRC5 negatively regulates the NF-kappaB and type I interferon signaling pathways. Cell 141, 483-496 (2010).
  97. Gutte, P. G., Jurt, S., Grutter, M. G. & Zerbe, O. Unusual structural features revealed by the solution NMR structure of the NLRC5 caspase recruitment domain. Biochemistry 53, 3106-3117 (2014).
  98. Leng, F. et al. NLRP6 self-assembles into a linear molecular platform following LPS binding and ATP stimulation. Sci. Rep. 10, 198 (2020).
  99. Shen, C. et al. Molecular mechanism for NLRP6 inflammasome assembly and activation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 116, 2052-2057 (2019).
  100. de Sa Pinheiro, A. et al. Backbone and sidechain (1)H, (15)N and (13)C assignments of the NLRP7 pyrin domain. Biomol. NMR Assign. 3, 207-209 (2009).
  101. Pinheiro, A. S. et al. Three-dimensional structure of the NLRP7 pyrin domain: insight into pyrin-pyrin-mediated effector domain signaling in innate immunity. J. Biol. Chem. 285, 27402-27410 (2010).
  102. Singer, H. et al. NLRP7 inter-domain interactions: the NACHT-associated domain is the physical mediator for oligomeric assembly. Mol. Hum. Reprod. 20, 990-1001 (2014).
  103. Radian, A. D., Khare, S., Chu, L. H., Dorfleutner, A. & Stehlik, C. ATP binding by NLRP7 is required for inflammasome activation in response to bacterial lipopeptides. Mol. Immunol. 67, 294-302 (2015).
  104. Ha, H. J. & Park, H. H. Crystal structure of the human NLRP9 pyrin domain reveals a bent N-terminal loop that may regulate inflammasome assembly. FEBS Lett. 594, 2396-2405 (2020).
  105. Chen, S. et al. Novel Role for Tranilast in Regulating NLRP3 Ubiquitination, Vascular Inflammation, and Atherosclerosis. J. Am. Heart Assoc. 9, e015513 (2020).
  106. Py, B. F., Kim, M. S., Vakifahmetoglu-Norberg, H. & Yuan, J. Deubiquitination of NLRP3 by BRCC3 critically regulates inflammasome activity. Mol. Cell 49, 331-338 (2013).
  107. Ren, G. et al. ABRO1 promotes NLRP3 inflammasome activation through regulation of NLRP3 deubiquitination. EMBO J. 38, e100376 (2019).
  108. Mezzasoma, L., Talesa, V. N., Romani, R. & Bellezza, I. ANP and BNP Exert AntiInflammatory Action via NPR-1/cGMP axis by interfering with canonical, noncanonical, and alternative routes of inflammasome activation in human THP1 cells. Int. J. Mol. Sci. 22, 24 (2020).
  109. Zhang, Z. et al. Protein kinase D at the Golgi controls NLRP3 inflammasome activation. J. Exp. Med. 214, 2671-2693 (2017).
  110. Song, N. et al. NLRP3 phosphorylation is an essential priming event for inflammasome activation. Mol. Cell 68, 185-197.e186 (2017).
  111. Yaron, J. R. et al. regulates to drive inflammasome signaling: dynamic visualization of ion flux in live cells. Cell Death Dis. 6, e1954 (2015).
  112. Green, J. P. et al. Chloride regulates dynamic NLRP3-dependent ASC oligomerization and inflammasome priming. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 115, E9371-E9380 (2018).
  113. Hornung, V. et al. Silica crystals and aluminum salts activate the NALP3 inflammasome through phagosomal destabilization. Nat. Immunol. 9, 847-856 (2008).
  114. Chen, J. & Chen, Z. J. Ptdlns4P on dispersed trans-Golgi network mediates NLRP3 inflammasome activation. Nature 564, 71-76 (2018).
  115. Li, L. et al. CB1R-stabilized NLRP3 inflammasome drives antipsychotics cardiotoxicity. Signal Transduct. Target Ther. 7, 190 (2022).
  116. Kayagaki, N. et al. Non-canonical inflammasome activation targets caspase-11. Nature 479, 117-121 (2011).
  117. Kayagaki, N. et al. Caspase-11 cleaves gasdermin D for non-canonical inflammasome signalling. Nature 526, 666-671 (2015).
  118. Yamamoto, M. et al. ASC is essential for LPS-induced activation of procaspase-1 independently of TLR-associated signal adaptor molecules. Genes Cells 9, 1055-1067 (2004).
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
24
119. Aachoui, Y. et al. Caspase-11 protects against bacteria that escape the vacuole. Science 339, 975-978 (2013).
120. Tong, W. et al. Resveratrol inhibits LPS-induced inflammation through suppressing the signaling cascades of TLR4-NF-kappaB/MAPKs/IRF3. Exp. Ther. Med 19, 1824-1834 (2020).
121. Simoes, D. C. M., Paschalidis, N., Kourepini, E. & Panoutsakopoulou, V. An integrin axis induces IFN-beta production in plasmacytoid dendritic cells. J. Cell Biol. 221, e202102055 (2022).
122. Igbe, I. et al. Dietary quercetin potentiates the antiproliferative effect of interferon-alpha in hepatocellular carcinoma cells through activation of JAK/ STAT pathway signaling by inhibition of SHP2 phosphatase. Oncotarget 8, 113734-113748 (2017).
123. Flood, B. et al. Caspase-11 regulates the tumour suppressor function of STAT1 in a murine model of colitis-associated carcinogenesis. Oncogene 38, 2658-2674 (2019).
124. Aizawa, E. et al. GSDME-dependent incomplete pyroptosis permits selective IL1alpha release under caspase-1 inhibition. iScience 23, 101070 (2020).
125. Compan, V. et al. Cell volume regulation modulates NLRP3 inflammasome activation. Immunity 37, 487-500 (2012).
126. Gritsenko, A. et al. Priming is dispensable for NLRP3 inflammasome activation in human monocytes in vitro. Front Immunol. 11, 565924 (2020).
127. Ming, S. L. et al. The human-specific STING agonist G10 activates Type I interferon and the NLRP3 inflammasome in porcine cells. Front Immunol. 11, 575818 (2020).
128. Zhou, B. & Abbott, D. W. Gasdermin E permits interleukin-1 beta release in distinct sublytic and pyroptotic phases. Cell Rep. 35, 108998 (2021).
129. Robinson, K. S. et al. ZAKalpha-driven ribotoxic stress response activates the human NLRP1 inflammasome. Science 377, 328-335 (2022).
130. Langorgen, J., Williksen, J. H., Johannesen, K. & Erichsen, H. G. [Tissue adhesives versus conventional skin closure]. Tidsskr. Nor. Laegeforen 107, 2944-2945 (1987).
131. Chui, A. J. et al. N-terminal degradation activates the NLRP1B inflammasome. Science 364, 82-85 (2019).
132. Saresella, M. et al. The NLRP3 and NLRP1 inflammasomes are activated in Alzheimer’s disease. Mol. Neurodegener. 11, 23 (2016).
133. Zwicker, S. et al. Th17 micro-milieu regulates NLRP1-dependent caspase-5 activity in skin autoinflammation. PLoS One 12, e0175153 (2017).
134. Zhang, B. et al. Chronic glucocorticoid exposure activates BK-NLRP1 signal involving in hippocampal neuron damage. J. Neuroinflammation 14, 139 (2017).
135. Planes, R. et al. Human NLRP1 is a sensor of pathogenic coronavirus 3CL proteases in lung epithelial cells. Mol. Cell 82, 2385-2400.e2389 (2022).
136. Mariathasan, S. et al. Differential activation of the inflammasome by caspase-1 adaptors ASC and Ipaf. Nature 430, 213-218 (2004).
137. Reyes Ruiz, V. M. et al. Broad detection of bacterial type III secretion system and flagellin proteins by the human NAIP/NLRC4 inflammasome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 114, 13242-13247 (2017).
138. Miao, E. A. et al. Innate immune detection of the type III secretion apparatus through the NLRC4 inflammasome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 107, 3076-3080 (2010).
139. Zhao, Y. et al. The NLRC4 inflammasome receptors for bacterial flagellin and type III secretion apparatus. Nature 477, 596-600 (2011).
140. Lage, S. L. et al. Cytosolic flagellin-induced lysosomal pathway regulates inflammasome-dependent and -independent macrophage responses. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 110, E3321-E3330 (2013).
141. Gram, A. M. et al. Salmonella flagellin activates NAIP/NLRC4 and canonical NLRP3 inflammasomes in human macrophages. J. Immunol. 206, 631-640 (2021).
142. Pereira, M. S. et al. Activation of NLRC4 by flagellated bacteria triggers caspase-1-dependent and -independent responses to restrict Legionella pneumophila replication in macrophages and in vivo. J. Immunol. 187, 6447-6455 (2011).
143. Mohamed, M. F. et al. Crkll/Abl phosphorylation cascade is critical for NLRC4 inflammasome activity and is blocked by Pseudomonas aeruginosa ExoT. Nat. Commun. 13, 1295 (2022).
144. Arlehamn, C. S., Petrilli, V., Gross, O., Tschopp, J. & Evans, T. J. The role of potassium in inflammasome activation by bacteria. J. Biol. Chem. 285, 10508-10518 (2010).
145. Naseer, N. et al. Human NAIP/NLRC4 and NLRP3 inflammasomes detect Salmonella type III secretion system activities to restrict intracellular bacterial replication. PLoS Pathog. 18, e1009718 (2022).
146. Eibl, C. et al. Structural and functional analysis of the NLRP4 pyrin domain. Biochemistry 51, 7330-7341 (2012).
147. Case, C. L. & Roy, C. R. Asc modulates the function of NLRC4 in response to infection of macrophages by Legionella pneumophila. mBio 2, (2011).
148. Van Opdenbosch, N. et al. Caspase-1 Engagement and TLR-Induced c-FLIP Expression Suppress ASC/Caspase-8-Dependent Apoptosis by Inflammasome Sensors NLRP1b and NLRC4. Cell Rep. 21, 3427-3444 (2017).
149. Fernandes-Alnemri, T. et al. The AIM2 inflammasome is critical for innate immunity to Francisella tularensis. Nat. Immunol. 11, 385-393 (2010).
150. Rathinam, V. A. et al. The AIM2 inflammasome is essential for host defense against cytosolic bacteria and DNA viruses. Nat. Immunol. 11, 395-402 (2010).
151. Lee, S. et al. AIM2 forms a complex with pyrin and ZBP1 to drive PANoptosis and host defence. Nature 597, 415-419 (2021).
152. Zhou, Q. et al. Pseudorabies virus infection activates the TLR-NF-kappaB axis and AIM2 inflammasome to enhance inflammatory responses in mice. J. Virol. 97, e0000323 (2023).
153. Dawson, M. J., Elwood, N. J., Johnstone, R. W. & Trapani, J. A. The IFN-inducible nucleoprotein IFI 16 is expressed in cells of the monocyte lineage, but is rapidly and markedly down-regulated in other myeloid precursor populations. J. Leukoc. Biol. 64, 546-554 (1998).
154. Gariglio, M. et al. Immunohistochemical expression analysis of the human interferon-inducible gene IFI16, a member of the HIN200 family, not restricted to hematopoietic cells. J. Interferon Cytokine Res. 22, 815-821 (2002).
155. Wei, W. et al. Expression of IFI 16 in epithelial cells and lymphoid tissues. Histochem Cell Biol. 119, 45-54 (2003).
156. Kerur, N. et al. IFI16 acts as a nuclear pathogen sensor to induce the inflammasome in response to Kaposi Sarcoma-associated herpesvirus infection. Cell Host Microbe 9, 363-375 (2011).
157. Roy, A. et al. Nuclear innate immune DNA sensor IFI16 Is Degraded during Lytic Reactivation of Kaposi’s Sarcoma-Associated Herpesvirus (KSHV): Role of IFI16 in Maintenance of KSHV Latency. J. Virol. 90, 8822-8841 (2016).
158. Jiang, Z. et al. IFI16 directly senses viral RNA and enhances RIG-I transcription and activation to restrict influenza virus infection. Nat. Microbiol 6, 932-945 (2021).
159. Unterholzner, L. et al. IFI16 is an innate immune sensor for intracellular DNA. Nat. Immunol. 11, 997-1004 (2010).
160. Kumar, H. et al. NLRC5 deficiency does not influence cytokine induction by virus and bacteria infections. J. Immunol. 186, 994-1000 (2011).
161. Janowski, A. M., Kolb, R., Zhang, W. & Sutterwala, F. S. Beneficial and detrimental roles of NLRs in carcinogenesis. Front Immunol. 4, 370 (2013).
162. Wlodarska, M. et al. NLRP6 inflammasome orchestrates the colonic hostmicrobial interface by regulating goblet cell mucus secretion. Cell 156, 1045-1059 (2014).
163. Kinoshita, T., Wang, Y., Hasegawa, M., Imamura, R. & Suda, T. PYPAF3, a PYRINcontaining APAF-1-like protein, is a feedback regulator of caspase-1-dependent interleukin-1beta secretion. J. Biol. Chem. 280, 21720-21725 (2005).
164. Messaed, C. et al. NLRP7, a nucleotide oligomerization domain-like receptor protein, is required for normal cytokine secretion and co-localizes with Golgi and the microtubule-organizing center. J. Biol. Chem. 286, 43313-43323 (2011).
165. Luo, Y. et al. Macrophagic CD146 promotes foam cell formation and retention during atherosclerosis. Cell Res 27, 352-372 (2017).
166. Liu, W. et al. Erythroid lineage Jak2V617F expression promotes atherosclerosis through erythrophagocytosis and macrophage ferroptosis. J. Clin. Invest 132, e155724 (2022).
167. Yvan-Charvet, L. et al. Combined deficiency of ABCA1 and ABCG1 promotes foam cell accumulation and accelerates atherosclerosis in mice. J. Clin. Invest 117, 3900-3908 (2007).
168. Buono, C. et al. T-bet deficiency reduces atherosclerosis and alters plaque antigen-specific immune responses. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 102, 1596-1601 (2005).
169. Zhang, Z. et al. Evidence that cathelicidin peptide LL-37 may act as a functional ligand for CXCR2 on human neutrophils. Eur. J. Immunol. 39, 3181-3194 (2009).
170. Duewell, P. et al. NLRP3 inflammasomes are required for atherogenesis and activated by cholesterol crystals. Nature 464, 1357-1361 (2010).
171. Elhage, R. et al. Reduced atherosclerosis in interleukin-18 deficient apolipoprotein E-knockout mice. Cardiovasc Res 59, 234-240 (2003).
172. Chang, P. Y., Chang, S. F., Chang, T. Y., Su, H. M. & Lu, S. C. Synergistic effects of electronegative-LDL- and palmitic-acid-triggered IL-1beta production in macrophages via LOX-1- and voltage-gated-potassium-channel-dependent pathways. J. Nutr. Biochem 97, 108767 (2021).
173. Sheedy, F. J. et al. CD36 coordinates NLRP3 inflammasome activation by facilitating intracellular nucleation of soluble ligands into particulate ligands in sterile inflammation. Nat. Immunol. 14, 812-820 (2013).
174. Grace, N. D. Prevention of recurrent variceal bleeding-is surgical rescue the answer? Ann. Intern Med. 112, 242-244, (1990).
175. Kirii, H. et al. Lack of interleukin-1beta decreases the severity of atherosclerosis in ApoE-deficient mice. Arterioscler Thromb. Vasc. Biol. 23, 656-660 (2003).
176. Alexander, M. R. et al. Genetic inactivation of IL-1 signaling enhances atherosclerotic plaque instability and reduces outward vessel remodeling in advanced atherosclerosis in mice. J. Clin. Invest 122, 70-79 (2012).
177. Sun, H. J. et al. NLRP3 inflammasome activation contributes to VSMC phenotypic transformation and proliferation in hypertension. Cell Death Dis. 8, e3074 (2017).
178. Al-Qazazi, R. et al. Macrophage-NLRP3 Activation Promotes Right Ventricle Failure in Pulmonary Arterial Hypertension. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 206, 608-624 (2022).
179. Suetomi, T. et al. Inflammation and NLRP3 inflammasome activation initiated in response to pressure overload by calmodulin-dependent protein kinase II delta signaling in cardiomyocytes are essential for adverse cardiac remodeling. Circulation 138, 2530-2544 (2018).
180. Liu, C. et al. Cathepsin B deteriorates diabetic cardiomyopathy induced by streptozotocin via promoting NLRP3-mediated pyroptosis. Mol. Ther. Nucleic Acids 30, 198-207 (2022).
181. Zhang, Y. et al. Gut microbiota dysbiosis promotes age-related atrial fibrillation by lipopolysaccharide and glucose-induced activation of NLRP3-inflammasome. Cardiovasc Res 118, 785-797 (2022).
182. Yao, C. et al. Enhanced cardiomyocyte NLRP3 inflammasome signaling promotes atrial fibrillation. Circulation 138, 2227-2242 (2018).
183. Zeng, C. et al. NLRP3 inflammasome-mediated pyroptosis contributes to the pathogenesis of non-ischemic dilated cardiomyopathy. Redox Biol. 34, 101523 (2020).
184. Sun, X. et al. Colchicine ameliorates dilated cardiomyopathy Via SIRT2-mediated suppression of NLRP3 inflammasome activation. J. Am. Heart Assoc. 11, e025266 (2022).
185. Toldo, S. et al. Inhibition of the NLRP3 inflammasome limits the inflammatory injury following myocardial ischemia-reperfusion in the mouse. Int J. Cardiol. 209, 215-220 (2016).
186. Wang, S. H. et al. GSK-3beta-mediated activation of NLRP3 inflammasome leads to pyroptosis and apoptosis of rat cardiomyocytes and fibroblasts. Eur. J. Pharm. 920, 174830 (2022).
187. de Almeida Oliveira, N. C. et al. Multicellular regulation of miR-196a-5p and miR-425-5 from adipose stem cell-derived exosomes and cardiac repair. Clin. Sci. (Lond.) 136, 1281-1301 (2022).
188. Bao, J., Sun, T., Yue, Y. & Xiong, S. Macrophage NLRP3 inflammasome activated by CVB3 capsid proteins contributes to the development of viral myocarditis. Mol. Immunol. 114, 41-48 (2019).
189. Liu, X. et al. Mitochondrial calpain-1 activates NLRP3 inflammasome by cleaving ATP5A1 and inducing mitochondrial ROS in CVB3-induced myocarditis. Basic Res Cardiol. 117, 40 (2022).
190. Wang, Y. et al. Cathepsin B aggravates coxsackievirus B3-induced myocarditis through activating the inflammasome and promoting pyroptosis. PLoS Pathog. 14, e1006872 (2018).
191. Chu, C. et al. miR-513c-5p suppression aggravates pyroptosis of endothelial cell in deep venous thrombosis by promoting caspase-1. Front Cell Dev. Biol. 10, 838785 (2022).
192. Folco, E. J., Sukhova, G. K., Quillard, T. & Libby, P. Moderate hypoxia potentiates interleukin-1beta production in activated human macrophages. Circ. Res 115, 875-883 (2014).
193. Zhang, Y. et al. Inflammasome activation promotes venous thrombosis through pyroptosis. Blood Adv. 5, 2619-2623 (2021).
194. Kong, C. Y. et al. Underlying the mechanisms of doxorubicin-induced acute cardiotoxicity: Oxidative stress and cell death. Int. J. Biol. Sci. 18, 760-770 (2022).
195. Li, X. Q., Tang, X. R. & Li, L. L. Antipsychotics cardiotoxicity: What’s known and what’s next. World J. Psychiatry 11, 736-753 (2021).
196. Sun, Z. et al. SIRT3 attenuates doxorubicin-induced cardiotoxicity by inhibiting NLRP3 inflammasome via autophagy. Biochem Pharm. 207, 115354 (2023).
197. Li, S. et al. Microglial NLRP3 inflammasome activates neurotoxic astrocytes in depression-like mice. Cell Rep. 41, 111532 (2022).
198. Gustin, A. et al. NLRP3 inflammasome is expressed and functional in mouse brain microglia but not in astrocytes. PLoS One 10, e0130624 (2015).
199. Johann, S. et al. NLRP3 inflammasome is expressed by astrocytes in the SOD1 mouse model of ALS and in human sporadic ALS patients. Glia 63, 2260-2273 (2015).
200. Liu, D. et al. Melatonin Attenuates White Matter Injury via Reducing Oligodendrocyte Apoptosis After Subarachnoid Hemorrhage in Mice. Turk. Neurosurg. 30, 685-692 (2020).
201. Yao, J., Wang, Z., Song, W. & Zhang, Y. Targeting NLRP3 inflammasome for neurodegenerative disorders. Mol Psychiatry, https://doi.org/10.1038/s41380-023-02239-0, (2023).
202. Yan, J. et al. CCR5 activation promotes NLRP1-dependent neuronal pyroptosis via CCR5/PKA/CREB pathway after intracerebral hemorrhage. Stroke 52, 4021-4032 (2021).
203. Wang, L. Q. et al. LncRNA-Fendrr protects against the ubiquitination and degradation of NLRC4 protein through HERC2 to regulate the pyroptosis of microglia. Mol. Med 27, 39 (2021).
204. Ma, C. et al. AIM2 controls microglial inflammation to prevent experimental autoimmune encephalomyelitis. J. Exp. Med. 218, e20201796 (2021).
205. Zhang, Y., Chen, H., Li, R., Sterling, K. & Song, W. Amyloid beta-based therapy for Alzheimer’s disease: challenges, successes and future. Signal Transduct. Target Ther. 8, 248 (2023).
206. Moloney, C. M., Lowe, V. J. & Murray, M. E. Visualization of neurofibrillary tangle maturity in Alzheimer’s disease: A clinicopathologic perspective for biomarker research. Alzheimers Dement 17, 1554-1574 (2021).
207. Head, E. et al. Amyloid-beta peptide and oligomers in the brain and cerebrospinal fluid of aged canines. J. Alzheimers Dis. 20, 637-646 (2010).
208. Jie, F. et al. Stigmasterol attenuates inflammatory response of microglia via NFkappaB and NLRP3 signaling by AMPK activation. Biomed. Pharmacother. 153, 113317 (2022).
209. Luciunaite, A. et al. Soluble Abeta oligomers and protofibrils induce NLRP3 inflammasome activation in microglia. J. Neurochem 155, 650-661 (2020).
210. Yang, Y. et al. Sulforaphane attenuates microglia-mediated neuronal damage by down-regulating the ROS/autophagy/NLRP3 signal axis in fibrillar Abetaactivated microglia. Brain Res 1801, 148206 (2023).
211. Schnaars, M., Beckert, H. & Halle, A. Assessing beta-amyloid-induced NLRP3 inflammasome activation in primary microglia. Methods Mol. Biol. 1040, 1-8 (2013).
212. Chaturvedi, S., Naseem, Z., El-Khamisy, S. F. & Wahajuddin, M. Nanomedicines targeting the inflammasome as a promising therapeutic approach for cell senescence. Semin Cancer Biol. 86, 46-53 (2022).
213. Couturier, J. et al. Activation of phagocytic activity in astrocytes by reduced expression of the inflammasome component ASC and its implication in a mouse model of Alzheimer disease. J. Neuroinflammation 13, 20 (2016).
214. Liu, L. & Chan, C. IPAF inflammasome is involved in interleukin-1beta production from astrocytes, induced by palmitate; implications for Alzheimer’s Disease. Neurobiol. Aging 35, 309-321 (2014).
215. Heneka, M. T. et al. NLRP3 is activated in Alzheimer’s disease and contributes to pathology in APP/PS1 mice. Nature 493, 674-678 (2013).
216. Friker, L. L. et al. beta-amyloid clustering around ASC fibrils boosts its toxicity in microglia. Cell Rep. 30, 3743-3754.e3746 (2020).
217. Hulse, J. & Bhaskar, K. Crosstalk between the NLRP3 inflammasome/ASC speck and amyloid protein aggregates drives disease progression in Alzheimer’s and Parkinson’s Disease. Front Mol. Neurosci. 15, 805169 (2022).
218. Spanic, E., Langer Horvat, L., Ilic, K., Hof, P. R. & Simic, G. NLRP1 Inflammasome activation in the hippocampal formation in Alzheimer’s disease: Correlation with neuropathological changes and unbiasedly estimated neuronal loss. Cells 11, 2223 (2022).
219. Tan, M. S. et al. Amyloid-beta induces NLRP1-dependent neuronal pyroptosis in models of Alzheimer’s disease. Cell Death Dis. 5, e1382 (2014).
220. Wu, P. J., Hung, Y. F., Liu, H. Y. & Hsueh, Y. P. Deletion of the inflammasome sensor Aim2 mitigates abeta deposition and microglial activation but increases inflammatory cytokine expression in an Alzheimer Disease Mouse Model. Neuroimmunomodulation 24, 29-39 (2017).
221. Pike, A. F. et al. alpha-Synuclein evokes NLRP3 inflammasome-mediated IL1beta secretion from primary human microglia. Glia 69, 1413-1428 (2021).
222. Freeman, D. et al. Alpha-synuclein induces lysosomal rupture and cathepsin dependent reactive oxygen species following endocytosis. PLoS One 8, e62143 (2013).
223. Konstantin Nissen, S. et al. Changes in CD163+, CD11b+, and CCR2+ peripheral monocytes relate to Parkinson’s disease and cognition. Brain Behav. Immun. 101, 182-193 (2022).
224. Yan, Y. et al. Dopamine controls systemic inflammation through inhibition of NLRP3 inflammasome. Cell 160, 62-73 (2015).
225. Lee, E. et al. MPTP-driven NLRP3 inflammasome activation in microglia plays a central role in dopaminergic neurodegeneration. Cell Death Differ. 26, 213-228 (2019).
226. Kitada, T. et al. Mutations in the parkin gene cause autosomal recessive juvenile parkinsonism. Nature 392, 605-608 (1998).
227. Panicker, N. et al. Neuronal NLRP3 is a parkin substrate that drives neurodegeneration in Parkinson’s disease. Neuron 110, 2422-2437.e2429 (2022).
228. Coyne, A. N. et al. Nuclear accumulation of CHMP7 initiates nuclear pore complex injury and subsequent TDP-43 dysfunction in sporadic and familial ALS. Sci. Transl. Med. 13, eabe1923 (2021).
229. Debye, B. et al. Neurodegeneration and NLRP3 inflammasome expression in the anterior thalamus of SOD1(G93A) ALS mice. Brain Pathol. 28, 14-27 (2018).
230. Bellezza, I. et al. Peroxynitrite activates the NLRP3 inflammasome cascade in SOD1(G93A) mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Mol. Neurobiol. 55, 2350-2361 (2018).
231. Meissner, F., Molawi, K. & Zychlinsky, A. Mutant superoxide dismutase 1-induced IL-1beta accelerates ALS pathogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 107, 13046-13050 (2010).
232. Cihankaya, H., Theiss, C. & Matschke, V. Little helpers or mean rogue-role of microglia in animal models of amyotrophic lateral sclerosis. Int. J. Mol. Sci. 22, 993 (2021).
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
233. Moreno-Garcia, L. et al. Inflammasome in ALS skeletal muscle: NLRP3 as a potential biomarker. Int. J. Mol. Sci. 22, 2523 (2021).
234. McKenzie, B. A. et al. Caspase-1 inhibition prevents glial inflammasome activation and pyroptosis in models of multiple sclerosis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 115, E6065-E6074 (2018).
235. Huang, W. X., Huang, P. & Hillert, J. Increased expression of caspase-1 and interleukin-18 in peripheral blood mononuclear cells in patients with multiple sclerosis. Mult. Scler. 10, 482-487 (2004).
236. Inoue, M., Williams, K. L., Gunn, M. D. & Shinohara, M. L. NLRP3 inflammasome induces chemotactic immune cell migration to the CNS in experimental autoimmune encephalomyelitis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 109, 10480-10485 (2012).
237. Peng, Y. et al. NLRP3 level in cerebrospinal fluid of patients with neuromyelitis optica spectrum disorders: Increased levels and association with disease severity. Mult. Scler. Relat. Disord. 39, 101888 (2019).
238. Elmahdy, M. K., Abdelaziz, R. R., Elmahdi, H. S. & Suddek, G. M. Effect of Agmatine on a mouse model of allergic airway inflammation: A comparative study. Autoimmunity 55, 608-619 (2022).
239. Wood, L. G. et al. Saturated fatty acids, obesity, and the nucleotide oligomerization domain-like receptor protein 3 (NLRP3) inflammasome in asthmatic patients. J. Allergy Clin. Immunol. 143, 305-315 (2019).
240. Kim, R. Y. et al. Role for NLRP3 inflammasome-mediated, IL-1 beta-dependent responses in severe, steroid-resistant asthma. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 196, 283-297 (2017).
241. Wang, Y. et al. FSTL1 aggravates OVA-induced inflammatory responses by activating the NLRP3/IL-1 beta signaling pathway in mice and macrophages. Inflamm. Res 70, 777-787 (2021).
242. Chaly, Y. et al. Follistatin-like protein 1 enhances NLRP3 inflammasomemediated IL-1beta secretion from monocytes and macrophages. Eur. J. Immunol. 44, 1467-1479 (2014).
243. Wang, H. et al. NLRP3 inflammasome involves in the acute exacerbation of patients with chronic obstructive pulmonary disease. Inflammation 41, 1321-1333 (2018).
244. Mo, R., Zhang, J., Chen, Y. & Ding, Y. Nicotine promotes chronic obstructive pulmonary disease via inducing pyroptosis activation in bronchial epithelial cells. Mol. Med. Rep. 25, 92 (2022).
245. Buscetta, M. et al. Cigarette smoke inhibits the NLRP3 inflammasome and leads to caspase-1 activation via the TLR4-TRIF-caspase-8 axis in human macrophages. FASEB J. 34, 1819-1832 (2020).
246. Zhang, M. Y. et al. Cigarette smoke extract induces pyroptosis in human bronchial epithelial cells through the ROS/NLRP3/caspase-1 pathway. Life Sci. 269, 119090 (2021).
247. Tien, C. P. et al. Ambient particulate matter attenuates Sirtuin1 and augments SREBP1-PIR axis to induce human pulmonary fibroblast inflammation: molecular mechanism of microenvironment associated with COPD. Aging (Albany NY) 11, 4654-4671 (2019).
248. Wang, C. et al. Oxidative stress activates the TRPM2-Ca(2+)-NLRP3 axis to promote PM(2.5)-induced lung injury of mice. Biomed. Pharmacother. 130, 110481 (2020).
249. Sanche, S. et al. High contagiousness and rapid spread of severe acute respiratory syndrome Coronavirus 2. Emerg. Infect. Dis. 26, 1470-1477 (2020).
250. Gholaminejhad, M. et al. Formation and activity of NLRP3 inflammasome and histopathological changes in the lung of corpses with COVID-19. J. Mol. Histol. 53, 883-890 (2022).
251. Bortolotti, D. et al. TLR3 and TLR7 RNA sensor activation during SARS-CoV-2 infection. Microorganisms 9, 1820 (2021).
252. Pan, P. et al. SARS-CoV-2 N protein promotes NLRP3 inflammasome activation to induce hyperinflammation. Nat. Commun. 12, 4664 (2021).
253. Yong, S. J. et al. Inflammatory and vascular biomarkers in post-COVID-19 syndrome: A systematic review and meta-analysis of over 20 biomarkers. Rev. Med. Virol. 33, e2424 (2023).
254. Abd El-Ghani, S. E. et al. Serum interleukin 1beta and sP-selectin as biomarkers of inflammation and thrombosis, could they be predictors of disease severity in COVID 19 Egyptian patients? (a cross-sectional study). Thromb. J. 20, 77 (2022).
255. Suzuki, S. et al. Serum gasdermin D levels are associated with the chest computed tomography findings and severity of COVID-19. Respir. Investig. 60, 750-761 (2022).
256. Sefik, E. et al. Inflammasome activation in infected macrophages drives COVID19 pathology. Nature 606, 585-593 (2022).
257. Sefik, E. et al. Inflammasome activation in infected macrophages drives COVID19 pathology. bioRxiv, the preprint server for biology, https://doi.org/10.1101/ 2021.09.27.461948 (2022).
258. Albornoz, E. A. et al. SARS-CoV-2 drives NLRP3 inflammasome activation in human microglia through spike protein. Mol. Psych. advance online publication, https://doi.org/10.1038/s41380-022-01831-0 (2022).
259. Radermacher, P., Maggiore, S. M. & Mercat, A. Fifty years of research in ARDS. Gas exchange in acute respiratory distress syndrome. Am. J. Respir. Crit. Care Med 196, 964-984 (2017).
260. Zhang, T. et al. CaMK4 promotes acute lung injury through NLRP3 inflammasome activation in type II alveolar epithelial cell. Front Immunol. 13, 890710 (2022).
261. He, X. et al. TLR4-upregulated IL-1 beta and IL-1RI promote alveolar macrophage pyroptosis and lung inflammation through an autocrine mechanism. Sci. Rep. 6, 31663 (2016).
262. Jiang, P. et al. Extracellular histones aggravate inflammation in ARDS by promoting alveolar macrophage pyroptosis. Mol. Immunol. 135, 53-61 (2021).
263. Song, C. et al. Fluorofenidone attenuates pulmonary inflammation and fibrosis via inhibiting the activation of NALP3 inflammasome and IL-1beta/IL-1R1/ MyD88/NF-kappaB pathway. J. Cell Mol. Med. 20, 2064-2077 (2016).
264. Galliher-Beckley, A. J., Lan, L. Q., Aono, S., Wang, L. & Shi, J. Caspase-1 activation and mature interleukin-1beta release are uncoupled events in monocytes. World J. Biol. Chem. 4, 30-34 (2013).
265. Kolb, M., Margetts, P. J., Anthony, D. C., Pitossi, F. & Gauldie, J. Transient expression of IL-1 beta induces acute lung injury and chronic repair leading to pulmonary fibrosis. J. Clin. Invest 107, 1529-1536 (2001).
266. Liu, W., Han, X., Li, Q., Sun, L. & Wang, J. Iguratimod ameliorates bleomycininduced pulmonary fibrosis by inhibiting the EMT process and NLRP3 inflammasome activation. Biomed. Pharmacother. 153, 113460 (2022).
267. Yang, W. et al. Pyroptosis impacts the prognosis and treatment response in gastric cancer via immune system modulation. Am. J. Cancer Res. 12, 1511-1534 (2022).
268. Jang, A. R. et al. Unveiling the crucial role of type IV secretion system and motility of helicobacter pylori in IL-1beta production via NLRP3 inflammasome activation in neutrophils. Front Immunol. 11, 1121 (2020).
269. Pachathundikandi, S. K., Blaser, N., Bruns, H. & Backert, S. Helicobacter pylori Avoids the Critical Activation of NLRP3 inflammasome-mediated production of oncogenic mature IL-1beta in human immune cells. Cancers (Basel) 12, 803 (2020).
270. Pan, X. et al. Human hepatocytes express absent in melanoma 2 and respond to hepatitis B virus with interleukin-18 expression. Virus Genes 52, 445-452 (2016).
271. Li, Z. & Jiang, J. The NLRP3 inflammasome mediates liver failure by activating procaspase-1 and pro-IL-1 beta and regulating downstream CD40-CD40L signaling. J. Int. Med. Res. 49, 3000605211036845 (2021).
272. Xie, W. H. et al. Hepatitis B virus X protein promotes liver cell pyroptosis under oxidative stress through NLRP3 inflammasome activation. Inflamm. Res 69, 683-696 (2020).
273. Negash, A. A. et al. IL-1 beta production through the NLRP3 inflammasome by hepatic macrophages links hepatitis virus infection with liver inflammation and disease. PLoS Pathog. 9, e1003330 (2013).
274. Daussy, C. F. et al. The Inflammasome Components NLRP3 and ASC act in concert with IRGM to rearrange the golgi apparatus during Hepatitis C virus infection. J. Virol 95, e00826-20 (2021).
275. Dixon, L. J., Berk, M., Thapaliya, S., Papouchado, B. G. & Feldstein, A. E. Caspase-1mediated regulation of fibrogenesis in diet-induced steatohepatitis. Lab Invest 92, 713-723 (2012).
276. L’Homme, L. et al. Unsaturated fatty acids prevent activation of NLRP3 inflammasome in human monocytes/macrophages. J. Lipid Res. 54, 2998-3008 (2013).
277. Li, Q. et al. Irisin alleviates LPS-induced liver injury and inflammation through inhibition of NLRP3 inflammasome and NF-kappaB signaling. J. Recept Signal Transduct. Res 41, 294-303 (2021).
278. Ruan, S. et al. Antcin A alleviates pyroptosis and inflammatory response in Kupffercells of non-alcoholic fatty liver disease by targeting NLRP3. Int Immunopharmacol. 100, 108126 (2021).
279. Pierantonelli, I. et al. Lack of NLRP3-inflammasome leads to gut-liver axis derangement, gut dysbiosis and a worsened phenotype in a mouse model of NAFLD. Sci. Rep. 7, 12200 (2017).
280. Gallego, P., Castejon-Vega, B., Del Campo, J. A. & Cordero, M. D. The Absence of NLRP3-inflammasome modulates hepatic fibrosis progression, lipid metabolism, and inflammation in KO NLRP3 mice during aging. Cells 9, 2148 (2020).
281. Yen, I. C. et al. 4-Acetylantroquinonol B ameliorates nonalcoholic steatohepatitis by suppression of ER stress and NLRP3 inflammasome activation. Biomed. Pharmacother. 138, 111504 (2021).
282. Rampanelli, E. et al. Metabolic injury-induced NLRP3 inflammasome activation dampens phospholipid degradation. Sci. Rep. 7, 2861 (2017).
283. Lippai, D. et al. Alcohol-induced IL-1beta in the brain is mediated by NLRP3/ASC inflammasome activation that amplifies neuroinflammation. J. Leukoc. Biol. 94, 171-182 (2013).
284. DeSantis, D. A. et al. Alcohol-induced liver injury is modulated by NIrp3 and NIrc4 inflammasomes in mice. Mediators Inflamm. 2013, 751374 (2013).
285. Iracheta-Vellve, A. et al. Inhibition of sterile danger signals, uric acid and ATP, prevents inflammasome activation and protects from alcoholic steatohepatitis in mice. J. Hepatol. 63, 1147-1155 (2015).
286. Kim, S. K., Choe, J. Y. & Park, K. Y. Ethanol augments monosodium urate-induced NLRP3 inflammasome activation via regulation of AhR and TXNIP in human macrophages. Yonsei Med. J. 61, 533-541 (2020).
287. Wang, J. et al. Cathepsin B aggravates acute pancreatitis by activating the NLRP3 inflammasome and promoting the caspase-1-induced pyroptosis. Int Immunopharmacol. 94, 107496 (2021).
288. Zhang, G. X. et al. P2X7R blockade prevents NLRP3 inflammasome activation and pancreatic fibrosis in a mouse model of chronic pancreatitis. Pancreas 46, 1327-1335 (2017).
289. Cui, L. et al. Saikosaponin A inhibits the activation of pancreatic stellate cells by suppressing autophagy and the NLRP3 inflammasome via the AMPK/mTOR pathway. Biomed. Pharmacother. 128, 110216 (2020).
290. Li, F. et al. Pachymic acid alleviates experimental pancreatic fibrosis through repressing NLRP3 inflammasome activation. Biosci. Biotechnol. Biochem. 86, 1497-1505 (2022).
291. Hoque, R. et al. TLR9 and the NLRP3 inflammasome link acinar cell death with inflammation in acute pancreatitis. Gastroenterology 141, 358-369 (2011).
292. Sendler, M. et al. NLRP3 inflammasome regulates development of systemic inflammatory response and compensatory anti-inflammatory response syndromes in mice with acute pancreatitis. Gastroenterology 158, 253-269.e214 (2020).
293. Ananthakrishnan, A. N. Environmental risk factors for inflammatory bowel disease. Gastroenterol. Hepatol. (N. Y) 9, 367-374 (2013).
294. Ranson, N. et al. NLRP3-Dependent and -Independent Processing of Interleukin (IL)-1 beta in Active Ulcerative Colitis. Int. J. Mol. Sci. 20, 57 (2018).
295. Wang, S. L. et al. Inhibition of NLRP3 attenuates sodium dextran sulfate-induced inflammatory bowel disease through gut microbiota regulation. Biomed. J. 46, 100580 (2023).
296. He, R. et al. L-Fucose ameliorates DSS-induced acute colitis via inhibiting macrophage M1 polarization and inhibiting NLRP3 inflammasome and NF-kB activation. Int Immunopharmacol. 73, 379-388 (2019).
297. Hirota, S. A. et al. NLRP3 inflammasome plays a key role in the regulation of intestinal homeostasis. Inflamm. Bowel Dis. 17, 1359-1372 (2011).
298. Zaki, M. H. et al. The NLRP3 inflammasome protects against loss of epithelial integrity and mortality during experimental colitis. Immunity 32, 379-391 (2010).
299. Zaki, M. H., Lamkanfi, M. & Kanneganti, T. D. The Nlrp3 inflammasome: contributions to intestinal homeostasis. Trends Immunol. 32, 171-179 (2011).
300. Bai, Y. J. et al. Effects of IL-1beta and IL-18 induced by NLRP3 inflammasome activation on myocardial reperfusion injury after PCI. Eur. Rev. Med. Pharm. Sci. 23, 10101-10106 (2019).
301. Wen, Y. et al. mROS-TXNIP axis activates NLRP3 inflammasome to mediate renal injury during ischemic AKI. Int J. Biochem Cell Biol. 98, 43-53 (2018).
302. Gong, W. et al. NLRP3 deletion protects against renal fibrosis and attenuates mitochondrial abnormality in mouse with 5/6 nephrectomy. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 310, F1081-1088, (2016).
303. Xiao, C. et al. Tisp40 induces tubular epithelial cell GSDMD-mediated pyroptosis in renal ischemia-reperfusion injury via NF-kappaB signaling. Front Physiol. 11, 906 (2020).
304. Kim, H. J. et al. NLRP3 inflammasome knockout mice are protected against ischemic but not cisplatin-induced acute kidney injury. J. Pharm. Exp. Ther. 346, 465-472 (2013).
305. Qian, Y. et al. P2X7 receptor signaling promotes inflammation in renal parenchymal cells suffering from ischemia-reperfusion injury. Cell Death Dis. 12, 132 (2021).
306. Pan, L. L. et al. Cathelicidin-related antimicrobial peptide protects against ischaemia reperfusion-induced acute kidney injury in mice. Br. J. Pharm. 177, 2726-2742 (2020).
307. Valino-Rivas, L. et al. Loss of NLRP6 expression increases the severity of acute kidney injury. Nephrol. Dial. Transpl. 35, 587-598 (2020).
308. Cuarental, L. et al. The transcription factor Fosl1 preserves Klotho expression and protects from acute kidney injury. Kidney Int 103, 686-701 (2023).
309. Guo, Y., Zhang, J., Lai, X., Chen, M. & Guo, Y. Tim-3 exacerbates kidney ischaemia/reperfusion injury through the TLR-4/NF-kappaB signalling pathway and an NLR-C4 inflammasome activation. Clin. Exp. Immunol. 193, 113-129 (2018).
310. Li, Q. et al. NLRC5 deficiency protects against acute kidney injury in mice by mediating carcinoembryonic antigen-related cell adhesion molecule 1 signaling. Kidney Int 94, 551-566 (2018).
311. Lichtnekert, J. et al. Anti-GBM glomerulonephritis involves IL-1 but is independent of NLRP3/ASC inflammasome-mediated activation of caspase-1. PLoS One 6, e26778 (2011).
312. Wu, M. et al. NLRP3 deficiency ameliorates renal inflammation and fibrosis in diabetic mice. Mol. Cell Endocrinol. 478, 115-125 (2018).
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
313. Pulskens, W. P. et al. Nlrp3 prevents early renal interstitial edema and vascular permeability in unilateral ureteral obstruction. PLoS One 9, e85775 (2014).
314. Wang, W. et al. Aliskiren restores renal AQP2 expression during unilateral ureteral obstruction by inhibiting the inflammasome. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 308, F910-922, (2015).
315. Fu, R. et al. Podocyte Activation of NLRP3 Inflammasomes Contributes to the Development of Proteinuria in Lupus Nephritis. Arthritis Rheumatol. 69, 1636-1646 (2017).
316. Lv, F. et al. CD36 aggravates podocyte injury by activating NLRP3 inflammasome and inhibiting autophagy in lupus nephritis. Cell Death Dis. 13, 729 (2022).
317. Hu, H., Li, M., Chen, B., Guo, C. & Yang, N. Activation of necroptosis pathway in podocyte contributes to the pathogenesis of focal segmental glomerular sclerosis. Clin. Exp. Nephrol. 26, 1055-1066 (2022).
318. Zhao, J. et al. Lupus nephritis: glycogen synthase kinase 3beta promotion of renal damage through activation of the NLRP3 inflammasome in lupus-prone mice. Arthritis Rheumatol. 67, 1036-1044 (2015).
319. Wu, C. Y. et al. Tris DBA Ameliorates Accelerated and Severe Lupus Nephritis in Mice by Activating Regulatory T Cells and Autophagy and Inhibiting the NLRP3 Inflammasome. J. Immunol. 204, 1448-1461 (2020).
320. Peng, W., Pei, G. Q., Tang, Y., Tan, L. & Qin, W. IgA1 deposition may induce NLRP3 expression and macrophage transdifferentiation of podocyte in IgA nephropathy. J. Transl. Med 17, 406 (2019).
321. Yang, S. M. et al. Antroquinonol mitigates an accelerated and progressive IgA nephropathy model in mice by activating the Nrf2 pathway and inhibiting T cells and NLRP3 inflammasome. Free Radic. Biol. Med 61, 285-297 (2013).
322. Tsai, Y. L. et al. NLRP3 inflammasome: Pathogenic role and potential therapeutic target for IgA nephropathy. Sci. Rep. 7, 41123 (2017).
323. Chun, J. et al. NLRP3 localizes to the tubular epithelium in human kidney and correlates with outcome in IgA nephropathy. Sci. Rep. 6, 24667 (2016).
324. Demirel, I. et al. Activation of the NLRP3 inflammasome pathway by uropathogenic escherichia coli is virulence factor-dependent and influences colonization of bladder epithelial cells. Front Cell Infect. Microbiol 8, 81 (2018).
325. Harper, S. N., Leidig, P. D., Hughes, F. M. Jr., Jin, H. & Purves, J. T. Calcium pyrophosphate and monosodium urate activate The NLRP3 inflammasome within bladder urothelium via reactive oxygen species and TXNIP. Res Rep. Urol. 11, 319-325 (2019).
326. Hughes, F. M. Jr. et al. The NLRP3 inflammasome mediates inflammation produced by bladder outlet obstruction. J. Urol. 195, 1598-1605 (2016).
327. Hughes, F. M. Jr., Sexton, S. J., Jin, H., Govada, V. & Purves, J. T. Bladder fibrosis during outlet obstruction is triggered through the NLRP3 inflammasome and the production of IL-1beta. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 313, F603-F610 (2017).
328. Lu, J. et al. Rapamycin-induced autophagy attenuates hormone-imba-lance-induced chronic non-bacterial prostatitis in rats via the inhibition of NLRP3 inflammasome-mediated inflammation. Mol. Med Rep. 19, 221-230 (2019).
329. Gu, N. Y. et al. Trichomonas vaginalis induces IL-1beta production in a human prostate epithelial cell line by activating the NLRP3 inflammasome via reactive oxygen species and potassium ion efflux. Prostate 76, 885-896 (2016).
330. Lai, Y. et al. Elevated levels of follicular fatty acids induce ovarian inflammation via ERK1/2 and inflammasome activation in PCOS. J. Clin. Endocrinol. Metab. 107, 2307-2317 (2022).
331. Wang, D. et al. Exposure to hyperandrogen drives ovarian dysfunction and fibrosis by activating the NLRP3 inflammasome in mice. Sci. Total Environ. 745, 141049 (2020).
332. Refaie, M. M. M., El-Hussieny, M. & Abdelraheem, W. M. Diacerein ameliorates induced polycystic ovary in female rats via modulation of inflammasome/caspase1/IL1beta and Bax/Bcl2 pathways. Naunyn Schmiedebergs Arch. Pharm. 395, 295-304 (2022).
333. Navarro-Pando, J. M. et al. Inhibition of the NLRP3 inflammasome prevents ovarian aging. Sci. Adv. 7, eabc7409 (2021).
334. Murakami, M. et al. Effectiveness of NLRP3 Inhibitor as a Non-Hormonal Treatment for ovarian endometriosis. Reprod. Biol. Endocrinol. 20, 58 (2022).
335. Carey, A. et al. Identification of interleukin-1 by functional screening as a key mediator of cellular expansion and disease progression in acute myeloid leukemia. Cell Rep. 18, 3204-3218 (2017).
336. Hamarsheh, S. et al. Oncogenic Kras(G12D) causes myeloproliferation via NLRP3 inflammasome activation. Nat. Commun. 11, 1659 (2020).
337. Jia, Y. et al. Aberrant NLRP3 inflammasome associated with aryl hydrocarbon receptor potentially contributes to the imbalance of T-helper cells in patients with acute myeloid leukemia. Oncol. Lett. 14, 7031-7044 (2017).
338. Paugh, S. et al. NALP3 inflammasome upregulation and CASP1 cleavage of the glucocorticoid receptor cause glucocorticoid resistance in leukemia cells. Nat. Genet. 47, 607-614 (2015).
339. Salaro, E. et al. Involvement of the P2X7-NLRP3 axis in leukemic cell proliferation and death. Sci. Rep. 6, 26280 (2016).
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
340. Zhou, Y. et al. Curcumin activates NLRC4, AIM2, and IFI16 inflammasomes and induces pyroptosis by up-regulated ISG3 transcript factor in acute myeloid leukemia cell lines. Cancer Biol. Ther. 23, 328-335 (2022).
341. Cominal, J. G. et al. Bone Marrow Soluble Mediator Signatures of Patients With Philadelphia Chromosome-Negative Myeloproliferative Neoplasms. Front Oncol. 11, 665037 (2021).
342. Rai, S. et al. Inhibition of interleukin-1beta reduces myelofibrosis and osteosclerosis in mice with JAK2-V617F driven myeloproliferative neoplasm. Nat. Commun. 13, 5346 (2022).
343. Liew, E. L. et al. Identification of AIM2 as a downstream target of JAK2V617F. Exp. Hematol. Oncol. 5, 2 (2015).
344. Shi, L. et al. Cellular senescence induced by S100A9 in mesenchymal stromal cells through NLRP3 inflammasome activation. Aging (Albany NY) 11, 9626-9642 (2019).
345. Zhao, X. et al. NLRP3 inflammasome activation plays a carcinogenic role through effector cytokine IL-18 in lymphoma. Oncotarget 8, 108571-108583 (2017).
346. Lu, F. et al. NLRP3 inflammasome upregulates PD-L1 expression and contributes to immune suppression in lymphoma. Cancer Lett. 497, 178-189 (2021).
347. Baldini, C., Santini, E., Rossi, C., Donati, V. & Solini, A. The P2X7 receptor-NLRP3 inflammasome complex predicts the development of non-Hodgkin’s lymphoma in Sjogren’s syndrome: a prospective, observational, single-centre study. J. Intern Med. 282, 175-186 (2017).
348. Bostan, E., Gokoz, O. & Atakan, N. The role of NLRP1 and NLRP3 inflammasomes in the etiopathogeneses of pityriasis lichenoides chronica and mycosis fungoides: an immunohistochemical study. Arch. Dermatol Res. 315, 231-239 (2023).
349. Huanosta-Murillo, E. et al. NLRP3 regulates IL-4 expression in TOX(+) CD4(+) T cells of cutaneous T cell lymphoma to potentially promote disease progression. Front Immunol. 12, 668369 (2021).
350. Singh, V. V. et al. Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus latency in endothelial and cells activates gamma interferon-inducible protein 16-mediated inflammasomes. J. Virol. 87, 4417-4431 (2013).
351. Liu, Z. H. et al. Genetic Polymorphisms in NLRP3 Inflammasome-Associated Genes in Patients with B-Cell Non-Hodgkin’s Lymphoma. J. Inflamm. Res. 14, 5687-5697 (2021).
352. Yu, Y. et al. Leptin facilitates the differentiation of Th17 cells from MRL/Mp-Fas Ipr lupus mice by activating NLRP3 inflammasome. Innate Immun. 26, 294-300 (2020).
353. Shin, M. S. et al. Self double-stranded (ds)DNA induces IL-1beta production from human monocytes by activating NLRP3 inflammasome in the presence of antidsDNA antibodies. J. Immunol. 190, 1407-1415 (2013).
354. Zhang, H. et al. Anti-dsDNA antibodies bind to TLR4 and activate NLRP3 inflammasome in lupus monocytes/macrophages. J. Transl. Med. 14, 156 (2016).
355. Yang, M. et al. AIM2 deficiency in B cells ameliorates systemic lupus erythematosus by regulating Blimp-1-Bcl-6 axis-mediated B-cell differentiation. Signal Transduct. Target Ther. 6, 341 (2021).
356. Leite, J. A. et al. The DNA sensor AIM2 protects against streptozotocin-induced type 1 diabetes by regulating intestinal homeostasis via the IL-18 Pathway. Cells 9, 959 (2020).
357. Wu, H. et al. The IL-21-TET2-AIM2-c-MAF pathway drives the T follicular helper cell response in lupus-like disease. Clin. Transl. Med 12, e781 (2022).
358. Choulaki, C. et al. Enhanced activity of NLRP3 inflammasome in peripheral blood cells of patients with active rheumatoid arthritis. Arthritis Res Ther. 17, 257 (2015).
359. Meloni, F. et al. Cytokine profile of bronchoalveolar lavage in systemic sclerosis with interstitial lung disease: comparison with usual interstitial pneumonia. Ann. Rheum. Dis. 63, 892-894 (2004).
360. Zhao, C., Gu, Y., Zeng, X. & Wang, J. NLRP3 inflammasome regulates Th17 differentiation in rheumatoid arthritis. Clin. Immunol. 197, 154-160 (2018).
361. D’Espessailles, A., Mora, Y. A., Fuentes, C. & Cifuentes, M. Calcium-sensing receptor activates the NLRP3 inflammasome in LS14 preadipocytes mediated by ERK1/2 signaling. J. Cell Physiol. 233, 6232-6240 (2018).
362. Wu, X. Y. et al. Complement C1q synergizes with PTX3 in promoting NLRP3 inflammasome over-activation and pyroptosis in rheumatoid arthritis. J. Autoimmun. 106, 102336 (2020).
363. Chen, Y. et al. Expression of AIM2 in rheumatoid arthritis and its role on fibroblast-like synoviocytes. Mediat. Inflamm. 2020, 1693730 (2020).
364. Hajizadeh, S., DeGroot, J., TeKoppele, J. M., Tarkowski, A. & Collins, L. V. Extracellular mitochondrial DNA and oxidatively damaged DNA in synovial fluid of patients with rheumatoid arthritis. Arthritis Res Ther. 5, R234-R240 (2003).
365. Li, F. et al. Inhibition of P2X4 suppresses joint inflammation and damage in collagen-induced arthritis. Inflammation 37, 146-153 (2014).
366. Delgado-Arevalo, C. et al. NLRC4-mediated activation of CD1c+ DC contributes to perpetuation of synovitis in rheumatoid arthritis. JCI Insight 7, e152886 (2022).
367. Zhou, Y. et al. Lipoxin A4 attenuates MSU-crystal-induced NLRP3 inflammasome activation through suppressing Nrf2 thereby increasing TXNRD2. Front Immunol. 13, 1060441 (2022).
368. Amaral, F. A. et al. NLRP3 inflammasome-mediated neutrophil recruitment and hypernociception depend on leukotriene in a murine model of gout. Arthritis Rheum. 64, 474-484 (2012).
369. Fujita, Y. et al. Cold-inducible RNA-binding protein (CIRP) potentiates uric acidinduced IL-1beta production. Arthritis Res. Ther. 23, 128 (2021).
370. Gonzalez-Cabello, R., Perl, A., Kalmar, L. & Gergely, P. Short-term stimulation of lymphocyte proliferation by indomethacin in vitro and in vivo. Acta Physiol. Hung. 70, 25-30 (1987).
371. Lee, H. M. et al. Upregulated NLRP3 inflammasome activation in patients with type 2 diabetes. Diabetes 62, 194-204 (2013).
372. Youm, Y. H. et al. Elimination of the NLRP3-ASC inflammasome protects against chronic obesity-induced pancreatic damage. Endocrinology 152, 4039-4045 (2011).
373. Chiazza, F. et al. Targeting the NLRP3 inflammasome to reduce diet-induced metabolic abnormalities in mice. Mol. Med 21, 1025-1037 (2016).
374. Tomita, T. Islet amyloid polypeptide in pancreatic islets from type 2 diabetic subjects. Islets 4, 223-232 (2012).
375. Jourdan, T. et al. Activation of the NIrp3 inflammasome in infiltrating macrophages by endocannabinoids mediates beta cell loss in type 2 diabetes. Nat. Med 19, 1132-1140 (2013).
376. Gianfrancesco, M. A. et al. Saturated fatty acids induce NLRP3 activation in human macrophages through efflux resulting from phospholipid saturation and Na, K-ATPase disruption. Biochim Biophys. Acta Mol. Cell Biol. Lipids 1864, 1017-1030 (2019).
377. Camell, C. D. et al. Macrophage-specific de novo synthesis of ceramide is dispensable for inflammasome-driven inflammation and insulin resistance in obesity. J. Biol. Chem. 290, 29402-29413 (2015).
378. Stienstra, R. et al. The inflammasome-mediated caspase-1 activation controls adipocyte differentiation and insulin sensitivity. Cell Metab. 12, 593-605 (2010).
379. van Diepen, J. A. et al. Caspase-1 deficiency in mice reduces intestinal triglyceride absorption and hepatic triglyceride secretion. J. Lipid Res. 54, 448-456 (2013).
380. Stienstra, R. et al. Inflammasome is a central player in the induction of obesity and insulin resistance. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 108, 15324-15329 (2011).
381. Zorrilla, E. P. & Conti, B. Interleukin-18 null mutation increases weight and food intake and reduces energy expenditure and lipid substrate utilization in high-fat diet fed mice. Brain Behav. Immun. 37, 45-53 (2014).
382. Hollingsworth, L. R. et al. DPP9 sequesters the C terminus of NLRP1 to repress inflammasome activation. Nature 592, 778-783 (2021).
383. Sharif, H. et al. Dipeptidyl peptidase 9 sets a threshold for CARD8 inflammasome formation by sequestering its active C-terminal fragment. Immunity 54, 1392-1404.e1310 (2021).
384. Coll, R. C. et al. MCC950 directly targets the NLRP3 ATP-hydrolysis motif for inflammasome inhibition. Nat. Chem. Biol. 15, 556-559 (2019).
385. Zhuang, T. et al. Tranilast directly targets NLRP3 to protect melanocytes from keratinocyte-derived il-1beta under oxidative stress. Front Cell Dev. Biol. 8, 588 (2020).
386. Jiang, H. et al. Identification of a selective and direct NLRP3 inhibitor to treat inflammatory disorders. J. Exp. Med. 214, 3219-3238 (2017).
387. Zuo, D. et al. Design and synthesis of an N-benzyl 5-(4-sulfamoylbenzylidene-2-thioxothiazolidin-4-one scaffold as a novel NLRP3 inflammasome inhibitor. Bioorg. Med. Chem. Lett 65, 128693 (2022).
388. He, H. et al. Oridonin is a covalent NLRP3 inhibitor with strong antiinflammasome activity. Nat. Commun. 9, 2550 (2018).
389. Dai, Z. et al. Development of novel tetrahydroquinoline inhibitors of NLRP3 inflammasome for potential treatment of DSS-induced mouse colitis. J. Med Chem. 64, 871-889 (2021).
390. Marchetti, C. et al. OLT1177, a beta-sulfonyl nitrile compound, safe in humans, inhibits the NLRP3 inflammasome and reverses the metabolic cost of inflammation. Proc. Natl Acad. Sci. USA 115, E1530-E1539 (2018).
391. Wohlford, G. F. et al. Phase 1B, randomized, double-blinded, dose escalation, single-center, repeat dose safety and pharmacodynamics study of the oral NLRP3 inhibitor dapansutrile in subjects with NYHA II-III systolic heart failure. J. Cardiovasc Pharm. 77, 49-60 (2020).
392. Yang, G. et al. Direct binding to NLRP3 pyrin domain as a novel strategy to prevent NLRP3-driven inflammation and gouty arthritis. Arthritis Rheumatol. 72, 1192-1202 (2020).
393. He, Y. et al. 3,4-methylenedioxy-beta-nitrostyrene inhibits NLRP3 inflammasome activation by blocking assembly of the inflammasome. J. Biol. Chem. 289, 1142-1150 (2014).
394. Liang, Q. et al. Lycorine ameliorates bleomycin-induced pulmonary fibrosis via inhibiting NLRP3 inflammasome activation and pyroptosis. Pharm. Res. 158, 104884 (2020).
395. Huang, Y. et al. Tivantinib alleviates inflammatory diseases by directly targeting NLRP3. iScience 26, 106062 (2023).
396. Juliana, C. et al. Anti-inflammatory compounds parthenolide and Bay 11-7082 are direct inhibitors of the inflammasome. J. Biol. Chem. 285, 9792-9802 (2010).
397. Lee, J., Rhee, M. H., Kim, E. & Cho, J. Y. BAY 11-7082 is a broad-spectrum inhibitor with anti-inflammatory activity against multiple targets. Mediat. Inflamm. 2012, 416036 (2012).
398. Hsu, C. G. et al. The lipid peroxidation product 4-hydroxynonenal inhibits NLRP3 inflammasome activation and macrophage pyroptosis. Cell Death Differ. 29, 1790-1803 (2022).
399. Wu, X. et al. Discovery of a novel oral proteasome inhibitor to block NLRP3 inflammasome activation with anti-inflammation Activity. J. Med Chem. 65, 11985-12001 (2022).
400. Shi, Y., Lv, Q., Zheng, M., Sun, H. & Shi, F. NLRP3 inflammasome inhibitor INF39 attenuated NLRP3 assembly in macrophages. Int Immunopharmacol. 92, 107358 (2021).
401. Khare, S. et al. The PYRIN domain-only protein POP3 inhibits ALR inflammasomes and regulates responses to infection with DNA viruses. Nat. Immunol. 15, 343-353 (2014).
402. Kim, J. et al. Obovatol inhibits NLRP3, AIM2, and non-canonical inflammasome activation. Phytomedicine 63, 153019 (2019).
403. Zhang, M. J. et al. The HDAC3 inhibitor RGFP966 ameliorated ischemic brain damage by downregulating the AIM2 inflammasome. FASEB J. 34, 648-662 (2020).
404. Ni, X., Castanares, M., Mukherjee, A. & Lupold, S. E. Nucleic acid aptamers: clinical applications and promising new horizons. Curr. Med. Chem. 18, 4206-4214 (2011).
405. Yang, H. et al. Roxadustat (FG-4592) protects against ischaemia-induced acute kidney injury via improving CD73 and decreasing AIM2 inflammasome activation. Nephrol. Dial. Transpl. 38, 858-875 (2023).
406. Xu, H. et al. Costunolide covalently targets NACHT domain of NLRP3 to inhibit inflammasome activation and alleviate NLRP3-driven inflammatory diseases. Acta Pharm. Sin. B 13, 678-693 (2023).
407. Chung, I. C. et al. EFLA 945 restricts AIM2 inflammasome activation by preventing DNA entry for psoriasis treatment. Cytokine 127, 154951 (2020).
408. Lee, S. B. et al. Cornus officinalis seed extract inhibits AIM2-inflammasome activation and attenuates imiquimod-induced psoriasis-like skin inflammation. Int. J. Mol. Sci. 24, 5653 (2023).
409. Jiao, Y. et al. Discovery of a novel and potent inhibitor with differential speciesspecific effects against NLRP3 and AIM2 inflammasome-dependent pyroptosis. Eur. J. Med Chem. 232, 114194 (2022).
410. Lee, H. E. et al. Targeting ASC in NLRP3 inflammasome by caffeic acid phenethyl ester: a novel strategy to treat acute gout. Sci. Rep. 6, 38622 (2016).
411. Schmidt, F. I. et al. A single domain antibody fragment that recognizes the adaptor ASC defines the role of ASC domains in inflammasome assembly. J. Exp. Med. 213, 771-790 (2016).
412. Chen, C. et al. Directly targeting ASC by lonidamine alleviates inflammasomedriven diseases. J. Neuroinflammation 19, 315 (2022).
413. Chen, Y. et al. Dehydrocostus lactone inhibits NLRP3 inflammasome activation by blocking ASC oligomerization and prevents LPS-mediated inflammation in vivo. Cell Immunol. 349, 104046 (2020).
414. Li, Y. et al. Pharmacological Effects and Mechanisms of Chinese Medicines Modulating NLRP3 Inflammasomes in Ischemic Cardio/Cerebral Vascular Disease. Am. J. Chin. Med. 46, 1727-1741 (2018).
415. Qin, Q. et al. Brevilin A inhibits NLRP3 inflammasome activation in vivo and in vitro by acting on the upstream of NLRP3-induced ASC oligomerization. Mol. Immunol. 135, 116-126 (2021).
416. Liao, Y. J. et al. Correction: 1,2,4-Trimethoxybenzene selectively inhibits NLRP3 inflammasome activation and attenuates experimental autoimmune encephalomyelitis. Acta Pharm. Sin. 43, 504 (2022).
417. Flores, J., Fillion, M. L. & LeBlanc, A. C. Caspase-1 inhibition improves cognition without significantly altering amyloid and inflammation in aged Alzheimer disease mice. Cell Death Dis. 13, 864 (2022).
418. Wu, J. et al. Sennoside A is a novel inhibitor targeting caspase-1. Food Funct. 13, 9782-9795 (2022).
419. Rudolphi, K., Gerwin, N., Verzijl, N., van der Kraan, P. & van den Berg, W. Pralnacasan, an inhibitor of interleukin-1beta converting enzyme, reduces joint damage in two murine models of osteoarthritis. Osteoarthr. Cartil. 11, 738-746 (2003).
420. Loher, F. et al. The interleukin-1 beta-converting enzyme inhibitor pralnacasan reduces dextran sulfate sodium-induced murine colitis and T helper 1 T -cell activation. J. Pharm. Exp. Ther. 308, 583-590 (2004).
421. Bami, S. et al. The use of anakinra in the treatment of secondary hemophagocytic lymphohistiocytosis. Pediatr. Blood Cancer 67, e28581 (2020).
422. Ruscitti, P., Berardicurti, O., Cipriani, P. & Giacomelli, R. Benefits of anakinra versus TNF inhibitors in rheumatoid arthritis and type 2 diabetes: long-term findings from participants furtherly followed-up in the TRACK study, a
multicentre, open-label, randomised, controlled trial. Clin. Exp. Rheumatol. 39, 403-406 (2021).
423. Ruscitti, P. et al. Anti-interleukin-1 treatment in patients with rheumatoid arthritis and type 2 diabetes (TRACK): A multicentre, open-label, randomised controlled trial. PLoS Med. 16, e1002901 (2019).
424. Hosono, K., Kato, C. & Sasajima, T. Real-world safety and effectiveness of canakinumab in patients with cryopyrin-associated periodic fever syndrome: a longterm observational study in Japan. Clin. Exp. Rheumatol. 40, 1543-1553 (2022).
425. Everett, B. M. et al. Inhibition of interleukin-1beta and reduction in atherothrombotic cardiovascular events in the CANTOS trial. J. Am. Coll. Cardiol. 76, 1660-1670 (2020).
426. Schumacher, H. R. Jr. et al. Rilonacept (interleukin-1 trap) for prevention of gout flares during initiation of uric acid-lowering therapy: results from a phase III randomized, double-blind, placebo-controlled, confirmatory efficacy study. Arthritis Care Res (Hoboken) 64, 1462-1470 (2012).
427. Klein, A. L. et al. Phase 3 trial of interleukin-1 trap rilonacept in recurrent pericarditis. N. Engl. J. Med. 384, 31-41 (2021).
428. Issafras, H., Corbin, J. A., Goldfine, I. D. & Roell, M. K. Detailed mechanistic analysis of gevokizumab, an allosteric anti-IL-1beta antibody with differential receptor-modulating properties. J. Pharm. Exp. Ther. 348, 202-215 (2014).
429. Wlodek, E. et al. A pilot study evaluating GSK1070806 inhibition of interleukin18 in renal transplant delayed graft function. PLoS One 16, e0247972 (2021).
430. Mistry, P. et al. Safety, tolerability, pharmacokinetics, and pharmacodynamics of single-dose antiinterleukin- 18 mAb GSK1070806 in healthy and obese subjects. Int. J. Clin. Pharm. Ther. 52, 867-879 (2014).
431. Hu, J. J. et al. FDA-approved disulfiram inhibits pyroptosis by blocking gasdermin D pore formation. Nat. Immunol. 21, 736-745 (2020).
432. Han, C. et al. New mechanism of nerve injury in Alzheimer’s disease: beta-amyloid-induced neuronal pyroptosis. J. Cell Mol. Med 24, 8078-8090 (2020).
433. Lv, T. et al. Targeting of GSDMD sensitizes HCC to anti-PD-1 by activating cGAS pathway and downregulating PD-L1 expression. J. Immunother. Cancer 10, e004763 (2022).
434. Li, Q. et al. Licochalcone B specifically inhibits the NLRP3 inflammasome by disrupting NEK7-NLRP3 interaction. EMBO Rep. 23, e53499 (2022).
435. Zhao, Q. et al. Pristimerin protects against inflammation and metabolic disorder in mice through inhibition of NLRP3 inflammasome activation. Acta Pharm. Sin. 42, 975-986 (2021).
436. Shi, Y. et al. Ginsenoside Rg3 suppresses the NLRP3 inflammasome activation through inhibition of its assembly. FASEB J. 34, 208-221 (2020).
437. Liu, P. et al. Methyl gallate improves hyperuricemia nephropathy mice through inhibiting NLRP3 pathway. Front Pharm. 12, 759040 (2021).
438. Wu, T. et al. 5-Androstenediol prevents radiation injury in mice by promoting NF-kappaB signaling and inhibiting AIM2 inflammasome activation. Biomed. Pharmacother. 121, 109597 (2020).
439. Ahn, H. & Lee, G. S. Riboflavin, vitamin B2, attenuates NLRP3, NLRC4, AIM2, and non-canonical inflammasomes by the inhibition of caspase-1 activity. Sci. Rep. 10, 19091 (2020).
440. Wang, Y., Li, Z., Teng, M. & Liu, J. Dihydroartemisinin inhibits activation of the AIM2 inflammasome pathway and NF-kappaB/HIF-1alpha/VEGF pathway by inducing autophagy in A431 human cutaneous squamous cell carcinoma cells. Int J. Med. Sci. 18, 2705-2715 (2021).
441. Wu, X. Y. et al. ML365 inhibits TWIK2 channel to block ATP-induced NLRP3 inflammasome. Acta Pharm. Sin. 43, 992-1000 (2022).
442. Huang, L. et al. Curcumin alleviates cerebral ischemia-reperfusion injury by inhibiting NLRP1-dependent neuronal pyroptosis. Curr. Neurovasc Res 18, 189-196 (2021).
443. Liu, X., Lu, X. & Hu, Z. N-acetylcysteine (NAC) inhibits synthesis of IL-18 in macrophage by suppressing NLRP3 expression to reduce the production of IFNgamma from NK cells. Comput Math. Methods Med. 2021, 7596343 (2021).
444. Cipollina, C. et al. 17-oxo-DHA displays additive anti-inflammatory effects with fluticasone propionate and inhibits the NLRP3 inflammasome. Sci. Rep. 6, 37625 (2016).
445. Yang, X. et al. Pretreatment with low-dose fimasartan ameliorates NLRP3 inflammasome-mediated neuroinflammation and brain injury after intracerebral hemorrhage. Exp. Neurol. 310, 22-32 (2018).
446. Gonzalez-Cofrade, L. et al. Phenolic and quinone methide nor-triterpenes as selective NLRP3 inflammasome inhibitors. Bioorg. Chem. 132, 106362 (2023).
447. Wei, Z. et al. Dihydrotanshinone I specifically inhibits NLRP3 inflammasome activation and protects against septic shock in vivo. Front Pharm. 12, 750815 (2021).
448. Albanese, V. et al. Novel aryl sulfonamide derivatives as NLRP3 inflammasome inhibitors for the potential treatment of cancer. J. Med. Chem. 66, 5223-5241 (2023).
449. Yokochi, E., Kohno, S. & Ohata, K. Pharmacological studies on the clathrate compound of mobenzoxamine with beta-cyclodextrin. (I). Effects on the digestive system]. Nihon Yakurigaku Zasshi 92, 297-310 (1988).
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as…
Yao et al.
Open Access This article is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License, which permits use, sharing, adaptation, distribution and reproduction in any medium or format, as long as you give appropriate credit to the original author(s) and the source, provide a link to the Creative Commons license, and indicate if changes were made. The images or other third party material in this article are included in the article’s Creative Commons license, unless indicated otherwise in a credit line to the material. If material is not included in the article’s Creative Commons license and your intended use is not permitted by statutory regulation or exceeds the permitted use, you will need to obtain permission directly from the copyright holder. To view a copy of this license, visit http:// creativecommons.org/licenses/by/4.0/.
© The Author(s) 2023

  1. The National Clinical Research Center for Geriatric Disease, Xuanwu Hospital, Capital Medical University, Beijing 100053, China; Townsend Family Laboratories, Department of Psychiatry, Brain Research Center, The University of British Columbia, 2255 Wesbrook Mall, Vancouver, BC V6T 1Z3, Canada; Key Laboratory of Neurodegenerative Diseases, Ministry of Education, Beijing, P.R. China; Zhejiang Clinical Research Center for Mental Disorders, Key Laboratory of Alzheimer’s Disease of Zhejiang Province, School of Mental Health and The Affiliated Kangning Hospital, Institute of Aging, Wenzhou Medical University, Wenzhou, Zhejiang 325000, China and Oujiang Laboratory (Zhejiang Lab for Regenerative Medicine, Vision and Brain Health), Wenzhou, Zhejiang 325000, China
    Correspondence: Yun Zhang (zhangyun@xwhosp.org) or Weihong Song (weihong@wmu.edu.cn)
    These authors contributed equally: Jing Yao, Keenan Sterling

Journal: Signal Transduction and Targeted Therapy, Volume: 9, Issue: 1
DOI: https://doi.org/10.1038/s41392-023-01687-y
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38177104
Publication Date: 2024-01-05

The role of inflammasomes in human diseases and their potential as therapeutic targets

Jing Yao , Keenan Sterling , Zhe Wang , Yun Zhang and Weihong Song

Abstract

Inflammasomes are large protein complexes that play a major role in sensing inflammatory signals and triggering the innate immune response. Each inflammasome complex has three major components: an upstream sensor molecule that is connected to a downstream effector protein such as caspase-1 through the adapter protein ASC. Inflammasome formation typically occurs in response to infectious agents or cellular damage. The active inflammasome then triggers caspase-1 activation, followed by the secretion of pro-inflammatory cytokines and pyroptotic cell death. Aberrant inflammasome activation and activity contribute to the development of diabetes, cancer, and several cardiovascular and neurodegenerative disorders. As a result, recent research has increasingly focused on investigating the mechanisms that regulate inflammasome assembly and activation, as well as the potential of targeting inflammasomes to treat various diseases. Multiple clinical trials are currently underway to evaluate the therapeutic potential of several distinct inflammasome-targeting therapies. Therefore, understanding how different inflammasomes contribute to disease pathology may have significant implications for developing novel therapeutic strategies. In this article, we provide a summary of the biological and pathological roles of inflammasomes in health and disease. We also highlight key evidence that suggests targeting inflammasomes could be a novel strategy for developing new disease-modifying therapies that may be effective in several conditions.

Signal Transduction and Targeted Therapy (2024)9:10 ; https://doi.org/10.1038/s41392-023-01687-y

INTRODUCTION

The innate immune response enables humans to defend against new pathogens, environmental irritants, and tissue damage in part by triggering inflammation when immune cells recognize molecules that are commonly found in many pathogens or damaged cells but are otherwise absent in the body. This inflammatory response is mediated by large protein complexes called inflammasomes that have been increasingly shown to play a vital role in the immune system. The history of inflammasomerelated research dates back to 1985, when Hanazawa and colleagues first showed that exposure to Lipopolysaccharide (LPS) induces interleukin-1 (IL-1) production in murine peritoneal macrophages (Fig. 1). Ultimately, this study was the first to suggest the existence of specific intracellular molecular platforms that could trigger the inflammatory response by inducing proinflammatory caspase activation and pro-IL-1 or pro-IL-18 processing. In the 1990s, caspase-1-mediated IL-1 processing and secretion was discovered and characterized, which provided the first tangible evidence that a molecular complex was responsible for this process. However, it was not until 2002 that the term “inflammasome” was coined to describe this multiprotein complex. The first inflammasome to be identified was NACHT, LRR, and PYD domains-containing protein 1 (NLRP1) in 2002, and NLRP3 quickly followed this in 2004. Henceforward,
many inflammasomes have been identified, each with unique immune functions and roles.
Over the past few decades, there has been a growing number of different types of inflammasomes. What has ultimately allowed for distinct inflammasomes to be characterized is that each type contains unique scaffolding proteins. Most of the scaffolding proteins belong to the nucleotide-binding domain, leucine-rich repeat-containing proteins (NLRs) family, or the absent in melanoma 2-like receptors (ALRs), also known as PYRIN-HIN-200 (PYHIN) proteins family (Fig. 2a). NLRs play an essential role in inflammation and belong to the pattern recognition receptors (PRRs) family that sense stress signals to generate immune responses to prevent further damage. Alternatively, the HIN-200 family’s function in the mammalian innate immune system is to detect cytoplasmic stimuli in order to regulate the immune response.
NLRs consist of three main components: an N-terminal effector domain, a central nucleotide-binding (NACHT) domain, and a C-terminal leucine-rich repeat (LRR) domain. Differences in the N-terminal effector domain further divide them into two subgroups: NLRs containing a pyrin domain (PYD) are members of the NLRP subgroup, and NLRs with a caspase activation and recruitment domain (CARD) are members of the NLRC subgroup. Currently, known members of the NLR family that mediate the
Received: 28 October 2022 Revised: 18 September 2023 Accepted: 13 October 2023
Published online: 05 January 2024
Fig. 1 Milestone events in inflammasome-related research and their applications. Blue box: discoveries of key components of different inflammasomes, purple box: representative clinical applications of inflammasome-related modulators, green box: the association between inflammasomes and various human diseases, pink box: the origin of the term “inflammasome”. The figure was created with the assistance of FIGDRAW
assembly of inflammasomes include NLRP-1,3,6,7,9 and NLRC4. Upon activation, NLRs typically form an inflammasome complex with the adaptor protein ASC (apoptosis-associated speck-like protein containing CARD) connected to a downstream effector or signaling protein, such as caspase-1 or 5 (Fig. 2b).
NLRs act as the sensor components of inflammasomes that recognize foreign pathogen-associated molecular patterns (PAMPs) or endogenous damage-associated molecular patterns (DAMPs). Once activated, NLRs homo-oligomerize via NACHT domains, enabling them to bind to the ASC adapter protein. The ASC adaptor protein consists of two protein-protein interaction domains: an N-terminal PYD and a C-terminal CARD. Upon recruitment to the oligomerized NLRs, ASC releases its CARD domain from the auto-inhibited conformation. The assembled ASC subsequently recruits pro-caspase via CARD-CARD interactions, thereby inducing heterodimerization, auto-cleavage, and caspase1 activation. Active caspase-1 cleaves the intracellular proinflammatory cytokines, such as IL-1 and IL-18, resulting in their maturation and activation. Once activated, IL-1 and IL-18 are then secreted out of the cell where they stimulate inflammation in other cells nearby. Additionally, active caspase-1 also cleaves gasdermin D (GSDMD), releasing the N -terminal fragment of GSDMD, which induces pyroptosis and promotes further IL-1 secretion. Notably, PYHIN proteins contain a DNA-binding HIN200 domain and one or several PYD domains. This conformation allows for the formation of macromolecular complexes with other PYD-containing proteins that ultimately play a vital role in recognizing the cytosolic DNA. Among the PYHIN proteins,
absent in melanoma 2 (AIM2) and IFI16 are the members known to be capable of caspase-1 activation. The C-terminal HIN200 domain of AIM2, also known as the oligonucleotide/oligosacchar-ide-binding domain of AIM2, acts as the sensor that recognizes DNA. Alternatively, the PYD domain of AIM2 can interact with the adapter protein ASC to induce both NF-кВ and caspase-1 activation.
Since their initial discovery, a growing body of research has implicated that aberrant inflammasome activity contributes to the development of multiple disorders, including metabolic, neurodegenerative, and inflammatory conditions. In recent years, there has been significant progress in identifying the mechanisms that activate inflammasomes and their role in different diseases. These discoveries have led to an increasing interest in developing new inflammasome-targeting therapies, which are presently under evaluation in numerous clinical trials. Herein, we introduce the structural basis of different inflammasomes and the mechanisms that drive inflammasome activation. We also summarize our current understanding of the various roles each inflammasome plays in the development of different diseases.

STRUCTURE OF INFLAMMASOME SENSORS

In the following section, we will present an overview of the welldescribed inflammasome structures, including the NLRP1, NLRP3, NLRC4, and AIM2 molecules. We will also report on the structure of molecules known to form inflammasome complexes under specific conditions, such as IFI16 (interferon-inducible
b
Fig. 2 Representative structures of the inflammasome sensor proteins and the inflammasomes. a Representative structure of the inflammasome sensor proteins, including NLRPs (NLRP1 and NLRP3), NLRCs (NLRC4), and ALRs (AIM2). b Representative structure of the inflammasomes, including the NLRP1 inflammasome, the NLRP3 inflammasome, the NLRC4 inflammasome, and the AIM2 inflammasome. NLRs, nucleotide-binding domain, leucine-rich repeat-containing proteins; NLRPs, NLRs containing an N-terminal pyrin domain (PYD); NLRCs, NLRs containing a caspase activation and recruitment domain (CARD); ALRs, absent in melanoma 2 (AIM2)-like receptor; NAIP, NLR apoptosis inhibitory protein. The figure was created by FIGDRAW
protein 16), NLRC5, NLRP6, NLRP7, and NLRP9. Collectively, these studies provide insights into the molecular mechanisms of inflammasome formation and offer a basis on which to better understand the pathological consequences of various diseases on inflammasome function.

Structure of NLRP1 inflammasomes

Multiple alternatively spliced transcript variants encoding up to 5 distinct isoforms have been found for the Human NLRP1 gene, with the longest isoform (isoform 1) encoded by NLRP1 transcript variant 1 (Gene ID: 22861). Isoform 1 contains several conserved domains, including the PYD (Pyrin death domain), NACHT domain, NOD2_WH (NOD2 winged helix) domain, NLRC4_HD2 (NLRC4 helical domain), LRR_RI (LRRs, ribonuclease inhibitor RI-like subfamily) domain, LRR_AMN1 (LRR [structural motif]) domain, FIIND (function to find) domain, and CARD. Compared to isoform 1, the encoded isoform 2 lacks an internal segment in the FIIND domain, isoform 3 lacks an internal segment in the LRR_RI domain, isoform 4 lacks two internal segments in the FIIND and LRR_RI domain, and isoform 5 has a shorter and distinct C-terminus. However, the functional variance of distinct isoforms has yet to be determined.
The PYD and CARD domains belong to the death domain (DD) superfamily. NMR spectroscopy analysis has shown that the structure of NLRP1-PYD differs from the DD superfamily because a flexibly disordered loop replaces its third -helix, and this difference may influence how NLRP1 functions in proteinprotein interactions. Furthermore, NLRP1 activity depends on ASC, which interacts with its C-terminal CARD domain, and on autolytic cleavage at Ser within the FIIND, both of which are essential for NLRP1 inflammasome activity. NLRP1-CARD contains prominently charged surface patches, which can interact with the procaspase-1-CARD via a complementary charge
surface. NLRP1-CARD forms central helical filaments, which are sufficient to induce ASC speck formation. Structural analysis shows that NLRP1-CARD interacts with ASC-CARD to form the filament complex via an interaction between a conserved set of interaction surfaces (Type I, II, and III). Moreover, NLRP1-FIIND is a type of ZU5-UPA domain. It contains a conserved SF/S motif and conserved glutamic acid (Glu) and histidine (His) residues adjacent to the cleavage site, which execute post-translational autocleavage and regulate the auto-processing efficiency, respectively. NLRP1-FIIND functionally reduces the NLRP1-CARD oligomerization and filament formation threshold. Alternatively, NLRP1-ZU5 inhibits NLRP1 activation by downregulating NLRP1-UPA-CARD filament formation. Additionally, mutation of His residues caused the loss of NLRP1 autocleavage. Isoform 2 of NLRP1 lacks exon 14 and insights from research on a diseaseassociated single nucleotide polymorphism (SNP) near the highly conserved distal residue His suggest this region is important for autolytic cleavage and NLRP1 activation. The SNP rs11651270 (M1184V) is a common NLRP1 variant, significantly associated with asthma, that can keep NLRP1-FIIND monomeric and subsequently promote the full-length NLRP1 assembly, but is independent of autoproteolysis.

Structure of NLRP3 inflammasomes

Human NLRP3 has several alternatively spliced transcript variants (Gene ID: 114548). The most commonly referred to variant for fulllength NLRP3 is isoform e, which is encoded by NLRP3 transcript variant 3 or 6. Isoform e has several conserved domains, including the PYD, FISNA (Fish-specific NATCH associated domain), NATCH domain, NOD2_WH domain, and LRR_RI domains. Compared to isoform e, isoform a contains a less conserved translational start codon and possesses two more amino acids at N-terminus; isoform b is encoded by NLRP3 transcript variant 2, isoform c is
encoded by NLRP3 transcript variant 4, and isoform d is encoded by NLRP3 transcript variant 5. These isoforms have shorter but different internal segments in the LRR_RI domain than isoform e, as variant 2 lacks two in-frame exons and variant 4/5 lacks one inframe exon.
NLRP3 integrates different inflammatory stimuli and relies on distinct structural features within the N-terminus, NATCH, and LRR domains. ATP shows high binding affinity with the NLRP3NATCH domain that mediates NLRP3 self-oligomerization, and the Walker A, B, and extended Walker B motifs are the proposed key ATP binding regions in NACHT. NLRP3 mutations are predicted to disrupt the structure around these ATP binding regions, changing the dynamics of the hydrogen-bond and charge interactions and enhancing their ATP binding affinity. Notably, NLRP3 assembles via PYD-PYD interactions between NLRP3 and ASC. Structural and sequence analyses have indicated that NLRP3PYD interacts with ASC-PYD using equivalent binding interfaces composed of hydrophobic residues and charged conserved surface residues. NLRP3-PYD, ASC- PYD, and ASC-CARD interactions form filaments, activate NLRP3 nucleate ASC-PYD filaments, and subsequently cluster the ASC-CARD, which in turn nucleates caspase-1-CARD filaments leading to NLRP3 inflammasome activation. Moreover, there is a disulfide bond between conserved Cys and Cys that appears to be important for NLRP3 activation by sterile insults (i.e., ischemia), but not infections.
In a resting state, an NLRP3 PYD-PYD interaction exists that forms cylindrical filaments composed of 3 major asymmetric interfaces. The most dominant interface consists of highly polar residues that mediate homomeric interactions. The PYD-PYD oligomerization is facilitated by the flexible linker sequence and the NLRP3-FISNA domain, and the NLRP3 conformational change is activated by efflux. Additionally, NLRP3 forms a decamer (or dodecamer) ring cage that is held together by LRR homomeric interactions. Inside the cage, PYD forms a dimer with the NACHT domain located at the top of the ring. The acidic loop, which extends from a transition segment of LRR, mediates molecular interactions between opposing concave sites of LRRs. The ring cage structure is an inactive form of NLRP3 which localizes to membranes and is essential for NLRP3 activation and inhibition. The NLRP3 isoform lacking in-frame exons in the LRR domain cannot be activated under certain conditions. One possibility is that the alternative splicing of the LRR domain could regulate the stochastic activity of NLRs. Nevertheless, variants that arise in NLRP3 have been implicated in several diseases. Therefore, further studies focused on the structure of NLRP3 are warranted to help guide further efforts in disease diagnosis and treatment.

Structure of NLRC4 inflammasomes

The human NLRC4 gene has 2 isoforms: a and b (Gene ID: 58484). NLRC4 transcript variants 1, 2, and 3 encode the same protein, with the longest transcript being isoform a. Isoform a contains conserved domains, including CARD, NATCH domain, LRR_AMN1 domain, and LRR_RI domains. Compared to isoform , isoform is encoded by NLRC4 transcript variant 4 and it lacks the NATCH domain and an AMN1 motif in the LRR domain; thus, isoform has a shorter LRR domain than isoform a.
The NATCH domain of NLRC4 contains a central nucleotidebinding domain (NBD) and a winged helix domain (WHD). The ADP-mediated interaction between the NBD and WHD stabilizes NLRC4’s closed conformation and the NLRC4 helical domain inhibits conserved and functional -helixes of the NBD. The NLRC4 protein is kept in a monomeric state due to the C-terminal LRR domain blocking the NBD domain. ICE-protease Activating Factor (IPAF), also called the NLRC4, was discovered along with the finding that caspase-1 cannot be activated by full-length NLRC4, but instead by the truncated protein lacking the C-terminal LRRs. Bacterial ligands recognized by the NLR apoptosis inhibitory proteins (NAIPs) are essential for NAIP-
NLRC4 inflammasome formation. Evidence suggests that NAIPs are the upstream receptors that recognize bacterial ligands, while NLRC4 functions as the downstream adaptor that congregates NAIPs for inflammasome formation. The NBD-associated helical domains of NAIP, but not the LRR domain, are believed to mediate this ligand specificity. Evidence also shows that the BIR1, pre-BIR, and HD1 domains in NAIP2 and NAIP5 are implicated as enabling the specific recognition of their respective ligands. Moreover, the bacterial protein PrgJ directly binds to NAIP2, forming a single ligand-bound NAIP2 molecule and sequentially triggering the formation of the NAIP2-NLRC4 inflammasome complex. Specifically, in response to stimuli or pathogens, NLRC4 undergoes structural remodeling and forms a wheel-like structure with a single catalytic surface. Once active, NLRC4 uses this surface to catalyze NAIP2-NLRC4 inflammasome activation via a self-propagating mechanism. This self-activation happens because the NAIP2 proteins contain a catalytic surface that matches the complementary NLRC4 oligomerization surface (the receptor surface), and together, these surfaces form the wheel-like double-ring structure of the PrgJ-NAIP2-NLRC4 complex.
NAIP5-NLRC4 complexes are also large constructions containing 11 or 12 subunits that have a crucial function in the immune response to the bacterial protein flagellin. The assembly of NAIP5NLRC4 complexes occurs in response to flagellin binding to NAIP5, which induces the recruitment of NLRC4 and subsequent formation of a disk-shaped hetero-oligomeric complex. Unliganded mouse NAIP5 recruits inactive NLRC4 via a fully exposed nucleating surface. Upon flagellin binding, the WHD of NAIP5 undergoes a steric rotation that activates NLRC4, consequently enabling NAIP5 to integrate with the NLRC4 protein, and stabilizing the NAIP5-NLRC4 complex. Flagellin-induced NAIP5NLRC4 multimers subsequently form left- and right-handed helixes with a pitch of and a diameter of Furthermore, NLRC4-CARD can nucleate caspase-1 assembly and activate caspase-1. The NLRC4-CARD filament is a left-handed helix consisting of 3.6 subunits per helical turn, similar to the ASCCARD and CASP1-CARD filament. The upstream NLRC4-CARD and downstream CASP1-CARD interact based on the consistent helical assemblies. Mutations that have been reported influencing the NATCH or LRR domains of NLRC4 reinforce the likely pathogenicity in autoinflammatory disorders. Mechanistically, the p.W655C NLRC4 mutation activates the NLRC4 inflammasome via engaging 2 LRR interfaces.

Structure of AIM2 inflammasomes

The human AIM2 gene is expressed as two isoforms (Gene ID: 9447). The longer isoform 1 is encoded by the AIM2 variant 1, which contains two conserved domains, including the PYD and DNA-binding HIN (HIN-200/IF120x domain) domain. Alternatively, isoform 2 lacks a conserved PYD domain.
AIM2 is a member of the PYHIN family, which is characterized by an N-terminal pyrin domain that allows for the formation of multimolecular complexes via PYD-PYD interactions with other pyrin-containing proteins. Researchers found that the AIM2 PYD self-oligomerizes, and mutations on these residues could disrupt AIM2 PYD self-association (e.g., the F27G mutation). Structural analysis reveals that the AIM2 PYD domain is similar to a B-DNA cylinder, which could bind to the AIM2 HIN domain at the concave basic face, forming an autoinhibited protein complex. AIM2-PYD has a death domain fold with a distinct charge distribution and hydrophobic patches; its a2 helix contains a highly conserved lysine residue that stabilizes the short a3 helix, and the AIM2 PYD can bind the AIM2 HIN domain or the ASC PYD through the overlapping surface near its a2 helix. Moreover, different AIM2 PYD domains yield distinct conformations around the a3 helix region, as the region is highly flexible and different environments make the pre-existing conformational substrates vary. Notably, this conformational switching is believed to be
important for the autoinhibition of AIM2. Researchers found that the AIM2 HIN domain could recognize double-stranded DNA (dsDNA), such as bacteria and viruses. When DNA binds, the AIM2 PYD domain separates from the HIN domain, initiating downstream signaling. Additional evidence demonstrated that AIM2- and ASC-PYD filaments assemble bidirectionally, whereas recognition between AIM2 and the ASC protein occurs in a head-to-tail manner and requires at least one to be oligomeric. These works indicate that the interactions between PYD-HIN and PYD-PYD are essential for AIM2’s autoinhibition and inflammasome formation. Similar to NLRP3, the helical symmetry of the AIM2-PYD filament occurs via the filaments assembled between AIM2-PYD and downstream ASC-PYD, and activated AIM2 could also nucleate the PYD filaments of ASC and induce subsequent signaling cascades. It should be mentioned that some research suggests that AIM2-PYD does not act as an autoinhibitory factor; instead, it couples ligand binding with oligomerization to create a structural template. AIM2-PYD drives both dsDNA binding and filament formation, and the dsDNAbinding domain of AIM2 can both oligomerize and assist filament formation forming AIM2/DNA filaments. Additionally, the results of some cryo-EM structural analyses suggest the AIM2-PYD and ASC-PYD filaments may be distinct from one another. However, research on the structure of AIM2-PYD in an inactive state has been considered controversial and requires further clarification.

Structure of other inflammasomes

Human IFI16 has 4 isoforms, with isoform 1 being encoded by the IFI16 variant 1 (Gene ID: 3428). Isoform 1 contains three conserved domains, including a Pyrin domain, a HIN domain (HIN-200/IF120x domain), and a Neogenin C-terminus. Compared to the IFI16 isoform 1, isoform 2, isoform 3, and isoform 4 lack the Neogenin Cterminus, but have a provisional PTZ00449 domain. IFI16 also has two HIN domains (HINa and HINb) that are comprised of a few tightly packed oligosaccharide/nucleotide-binding (OB) fold subdomains. HINa binds to the DNA backbone via loop L45 of the OB2 fold, and HINb both induces interferon (IFN)- and binds DNA. IFI16 recognizes DNA non-specifically through an electrostatic attraction between the sugar-phosphate backbone of dsDNA and the positively charged residues of its HIN domain. The isolated IFI16-HIN200 domains do not oligomerize, and the non-DNA-binding PYD drives filament assembly. Moreover, IFI16 contains a highly conserved multipartite nuclear localization signal (NLS). IFI16 has been shown to detect pathogenic nuclear DNA primarily inside the nucleus, supporting the need for a functional NLS.
Human NLRC5 encodes several different isoforms (Gene ID: 84166). NLRC5 isoform 1 has the following conserved domains, including the atypical caspase recruitment domain, the NACHT domain, NLRC4_HD2, and the longest LRR domains, which include the LRR_RI and the two structural motifs LRR_RI and LRR_AMN. Compared to isoform 1, isoforms 2 to 7 and 10 have six conserved domains consistent with isoform 1, isoforms 8 and 9 have another protein phosphatase 1 regulatory subunit 42 (PPP1R42) domain, isoforms 11 to 20 lack an LRR_AMN1 domain, and isoform 21 lacks an LRR_AMN1 domain but contains a PP1R42 domain. NLRC5 is unique because it poses an unusually high number of LRRs and an atypical CARD domain. Homology modeling suggests that NLRC5 could form a homo-heptamer upon activation. Interestingly, human NLRC5 has intrinsic transcriptional activity within its N-terminal effector domain. Additionally, the NLRC5 N-terminal effector domain can interact with the downstream tandem CARD of the protein retinoic acid-inducible gene I (RIG-I). Structural analysis has also shown that NLRC5 belongs to the CARD subfamily and can be classified as an atypical CARD.
Human NLRP6 is expressed as two isoforms, with isoform 1 being longer and containing four conserved domains, including a Pyrin DD found in ASC, a NATCH domain, and two LRR_RI domains
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
5 (Gene ID: 171389). Alternatively, isoform 2 lacks an LRR_RI domain but has a NOD2_WH, an NLRC4_HD2, and a PPP1R42 domain. Upon stimulation by LPS, NLRP6 binds LPS directly, subsequently dimerizes and causes global conformational changes. Following a secondary stimulation by ATP, the NLRP6 homodimer forms a linear molecular platform that recruits ASC to create a higher-level molecular structure. The PYD of NLRP6 alone is capable of selfassembling into filamentous structures that can recruit the ASC adaptor via PYD-PYD interactions. With concentrationdependent assembly, full-length NLRP6 forms filaments containing the NBD and LRR domains that surround a PYD core.
The NLRP7 gene is expressed as three isoforms, with isoform 3 being the longest and consisting of an N-terminal PYD, followed by a central NACHT domain and a C-terminal LRR domain as with all the NLRs (Gene ID: 199713). Additionally, there is a GTPase SAR1 family (Gem1) subdomain in the NACHT domain of isoform 3. NLRP7 isoforms 1 and 2 are shorter than isoform 3. Interestingly, the PYD domain of NLRP7 shows positive deviation from random coil chemical shift values, which indicates a highly a-helical structure. The NMR spectroscopic analysis demonstrates that NLRP7-PYD exhibits a six-a-helix bundle DD fold, which is different from other PYDs in that a hydrophobic cluster stabilizes helix a3 and loop in the NLRP7-PYD. Moreover, the electrostatic surfaces are different in NLRP7 and NLRP1 PYDs. Upon activation, the NACHT-associated domain and a small part of the LRR of one NLRP7 emerge from the protective LRR domain and interact with the formed oligomer of the NACHT domain from another NLRP7 molecule. Some missense mutations in NLRP7, such as L398R and R693W, decreased its oligomerization potential. Additionally, the NBD of NLRP7 has been shown to function as an ATP-binding domain with ATPase activity. NLRP7 inflammasome formation and activity require an intact nucleotidebinding Walker A motif in order for the NBD to effectively bind and hydrolyze nucleotides.
Human NLRP9 consists of an N-terminal PYD and a central NACHT domain, directly followed by a C-terminal LRR domain (Gene ID: 338321). Structural analysis has shown that human NLRP9-PYD has an N-terminal loop that faces toward the helical bundle’s interior, and suggests the N-terminal loop of NLRP9-PYD might regulate the inflammasome’s assembly. In contrast, another study reported that the NLRP9-PYD is monomeric and unable to nucleate ASC specks or self-polymerize, suggesting NLRP9-PYD adopts a conformation that is compatible with filament formation. These findings indicate that the formation of the NLRP9 inflammasome may differ greatly from that of other inflammasomes.

ACTIVATION OF THE INFLAMMASOMES

Upon stimulation by microbial ligands or other receptors, certain NLRs or PYHIN family members oligomerize and recruit additional components to build larger intracellular multi-protein complexes, also known as inflammasomes (Fig. 3). Although NLRP1 and NLRC4 can recruit caspase-1 directly through CARD-CARD interactions, most inflammasome sensors promote assembly by recruiting ASC via homotypic PYD-PYD interactions (Fig. 2b). After recruitment, proximity-induced autoproteolytic cleavage of caspase-1 releases its catalytic subunits to form mature caspase1. Once active, caspase-1 then processes pro-IL-1 and IL-18 to induce the secretion of IL-1 and IL-18 and cleaves GSDMD to trigger pyroptosis.

NLRP3 inflammasome activation

To date, our most complete description of inflammasome activation is through the NLRP3 inflammasome. There are two main pathways through which NLRP3 inflammasome activation occurs, including the canonical and noncanonical pathways. Several emerging studies have focused on the molecular
Fig. 3 Representative pathways of the inflammasome activation. a Muramyl dipeptide, anthrax lethal toxin, Toxoplasma Godii, ultraviolet B irradiation, and double-stranded viral RNA can induce the cleavage of NLRP1, NLRP1 oligomerizes and leads to caspase-1 recruitment to form NLRP1 inflammasome. b Lipopolysaccharide, extracellular ATP, RNA virus, single-stranded viral RNA can activate the NLRP3, induce the ASC recruitment and following caspase-1 recruitment, and consequently form the NLRP3 inflammasome. c NAIP recognizes flagellin and interacts with NLRC4 to induce the ASC and caspase-1 recruitment and subsequent NLRC4 inflammasome formation. Double-stranded DNA of parasite, bacterium, and DNA virus can be sensed by AIM2, then AIM2 oligomerized via its HIN domain, oligomerized AIM2 recruits ASC and caspase-1 respectively, and forms AIM2 inflammasome subsequently. e Inflammasomes cleave pro-caspase-1 to produce mature caspase-1 (also known as cleaved caspase-1 P10 and P20), cleaved caspase-1 cleaves GSDMD, pro-interleukin-1 , and pro-interleukin-18, cleaved GSDMD forms pyroptotic pore to execute pyroptosis, and interleukin- as well as interleukin-18 are released to extracellular space to regulate inflammation. The figure was created with the assistance of FIGDRAW
mechanisms that drive NLRP3 inflammasome activation and how these circumstances vary depending on the type of host cell and stimulus involved.
Canonical NLRP3 inflammasome activation pathway. The canonical pathway of the NLRP3 inflammasome activation begins with the induction of NLRP3, caspase-1, and pro-IL-1 expression, subsequently leading to the complex assembly comprising NLRP3, ASC, and pro-caspase-1. It includes two steps, the priming and activation steps. Stimuli, including PAMPs and DAMPs, drive both the priming and activation steps of NLRP3 inflammasome activation. Throughout this process, the inflammasome functions as a platform for attracting the pro-inflammatory cytokines, such as IL-1 and IL-18, while also facilitating their processing and maturation. Additionally, the inflammasome triggers the GSDMD cleavage, leading to the release of its N-terminal fragments and the formation of pores that facilitate pyroptosis.
During the priming phase, PAMPs and DAMPs engage with PRRs, such as NLRs and Toll-like receptors (TLRs), and this interaction facilitates the transcription and expression of NLRP3, caspase-1, and pro-IL-1 . TLRs are membrane-bound receptors that recognize PAMPs. In turn, this recognition initiates the inflammatory cascade by promoting the activation of nuclear
factor- (NF-кB) and stimulates NLRP3 and pro-IL-1 expressions. Additionally, adequate NLRP3 levels and specific post-translational modifications are vital for NLRP3 inflammasome activation. NLRP3 is typically ubiquitinated in a resting state. The priming signals then induce NLRP3 deubiquitination, and these modifications are required for NLRP3 activation. For example, BRCC3, a deubiquitinating enzyme, has been shown to remove ubiquitin moieties from NLRP3 by directly associating with the ubiquitinated NLRP3 LRR domain in various cells, including macrophages, 293 T, and NG5 cells. Abraxas brother 1 (ABRO1) also modulates NLRP3 deubiquitination and assists BRCC3 to activate NLRP3 inflammasome. Intriguingly, phosphorylation of NLRP3 at distinct amino acid sites yields the different effects. NLRP3 phosphorylation at Ser295 or Ser5 suppresses the assembly of the NLRP3 inflammasome platform, thereby inhibiting inflammasome activation. In contrast, phosphorylation of human NLRP3 at Ser198 is essential for NLRP3 deubiquitination and the subsequent NLRP3 inflammasome activation. Collectively, these findings suggest the priming step in NLRP3 inflammasome activation is highly regulated by post-translational modifications of NLRP3.
The NLRP3 inflammasome activation phase is regulated by many factors that ultimately help dictate how a given immune cell
responds to the pathogen. For example, activation of the ATPgated ion channel P2X purinoceptor 7 (P2X7) leads to efflux and influx which has been shown to help trigger NLRP3 inflammasome activation by disrupting mitochondrial ion balance and subsequent mitochondrial reactive oxygen species (mROS) generation. efflux contributes to the NLRP3 inflammasome activation through a distinct different mechanism, whereby efflux induces the oligomerization of NLRP3 while efflux promotes the polymerization of ASC. These findings demonstrate that ion flux plays a crucial role in NLRP3 inflammasome activation, indicating their modulation may serve as a potential therapeutic target. Dysregulation of various organelles is also involved in NLRP3 activation, encompassing disturbances in lysosomes, mitochondria dysfunction, and disintegration of the trans-Golgi apparatus. The lysosomotropic dipeptide Leu-LeuOme promotes lysosomal rupture and induces an ion exchange ( efflux and influx) to allow the activation of the NLRP3 inflammasome. Mitophagy clears the impaired mitochondria and suppresses the mROS release, which serves as the activator of NLRP3. In addition, NLRP3 activation facilitates the disassembly of the trans-Golgi network into dispersed vesicles, which recruit NLRP3, followed by the promotion of ASC polymerization and the subsequent downstream signaling that leads to NLRP3 activation. Cannabinoid receptor 1 (CB1R) has also been shown to help regulate activation of the NLRP3 inflammasome. After internalization, CB1R interacts with NLRP3, caspase 1, and GSDMD proteins to inhibit the degradation of NLRP3 inflammasome. However, whether CB1R is involved in the lysosome disruption is still unclear.
Non-canonical NLRP3 inflammasome activation pathway. The non-canonical NLRP3 inflammasome pathway involves the activation of “non-canonical” caspases, including caspase-4, caspase-5, and caspase-11. The non-canonical pathway is also activated by direct cytosolic stimuli and is most closely associated with its significance in inflammatory disorders. Unlike the canonical pathway, caspase-4 has been shown to act as the major caspase involved in non-canonical NLRP3 inflammasome activation and it has been demonstrated that Gram-negative bacterial infections induce the non-canonical pathway, which results in cellular damage and death via pyroptosis.
Non-canonical activation of the NLRP3 inflammasome is induced by Gram-negative bacterial infections. PAMPs and DAMPs interact with TLRs to activate NF-kB and promote NLRP3 transcription. Recent advances have discovered that in mice caspase-11 (analogous to caspase-4 in humans) was activated in the LPS signaling pathway rather than caspase-1. Caspase-11 deficiency mice exhibited attenuated IL-1 production; however, caspase-11-/- macrophages exhibited normal IL-1 production in response to stimuli, suggesting that although LPS is involved in the canonical activation of the NLRP3 inflammasome, noncanonical inflammasome activation is dependent on caspase11. LPS stimulates TLR4, and TLR4 signaling induces activation of mitogen-activated protein kinases (MAPKs), NF-кВ, and interferon regulatory factors (IRFs). Subsequently, these events promote the transcription of IL-1 , IL-18, and NLRP3. Elevated IRF3 and IRF-7 then form a complex which induces the expression of IFN- . The binding of IFN- to the IFN- receptor results in activation of the JAK/STAT pathway and, consequently, upregulating the transcription of caspase-11. Active caspase-11 triggers pyroptosis by cleaving GSDMD, resulting in the release of HMGB1 and IL-1a. Additionally, researchers have identified a hypotonicity-induced NLRP3 activation mechanism, which demonstrated that low osmolarities can trigger a downregulation in intracellular concentrations that are sufficient to activate the NLRP3 inflammasome.
However, it should be mentioned that certain details of the non-canonical pathway remain controversial. For instance, it was
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
demonstrated that NLRP3 inflammasome activation can occur without the priming signal in human monocytes, and there is also evidence that a single stimulus can provide both the priming and activating signals. Advanced studies are needed to clarify this issue further. Ultimately, both the canonical and noncanonical pathways of NLRP3 inflammasome activation lead to pyroptosis through a mechanism that was triggered by GSDMD cleavage. Gasdermin E (GSDME) has also been identified as a downstream molecular of NLRP3-induced pyroptotic pathway. However, the levels of endogenous GSDME are relatively low and its function is still not fully understood. Thus, GSDMD has been recognized as a major executor that mediates pyroptotic cell death upon NLRP3 inflammasome activation.

NLRP1 inflammasome activation

Tschopp et al. discovered and described the first inflammasomeforming sensor, human NLRP1 in their landmark 2002 paper. Although it was the first to be discovered, the activation of NLRP1 has remained unclear despite the continued and ongoing research that has been conducted to elucidate its underlying mechanism. As the domain structure differs between NLRP1 and NLRP3, there are certain key differences between the components of NLRP3 and NLRP1 inflammasomes that we will discuss below.
Diverse bacterial and protozoan toxins can activate the NLRP1 inflammasome, including ultraviolet B irradiation, double-stranded viral RNA, viral proteases, the bacterial cell wall component muramyl dipeptide, and LeTx exposure. There are also several ways in which pathogens can activate the NLRP1 inflammasome. First of all, in response to enterovirus 3 C cysteine proteases or the anthrax lethal factor protease, cleavage of NLRP1 near its N-terminal PYRIN domain occurs, allowing the N-terminal NLRP1 to be sent to the proteasome for degradation and consequently inducing C-terminal CARD domain oligomerization and the activation of caspase-1. Additionally, long doublestranded RNA (dsRNA) or RNA-positive (+RNA) strands could bind to the NACHT-LRR domain of NLRP1 to activate NLRP1. Upon activation, NLRP1 oligomerizes and leads to caspase-1 activation and IL-1 secretion. Additionally, NLRP1 also cleaves pro-caspase-5, which could promote IL-1 in human keratinocytes. efflux has also been implicated in NLRP1 activation. Furthermore, studies have also shown that 3C-like protease can inactivate the GSDMD, enabling NLRP1-induced caspase-3 activation to drive Gasdermin E-dependent pyroptosis.

NLRC4 inflammasome activation

NLRC4 belongs to the NLRC family, which plays a vital role in the immune response to bacterial pathogens. Similar to other inflammasomes, transcriptional and post-transcriptional mechanisms tightly regulate NLRC4 activation. However, ligand binding and phosphorylation are the most well-described regulatory mechanisms of NLRC4 inflammasome activation. Regardless of the modifications involved, activating P53 through genotoxic stress or pro-inflammatory stimuli leads to the upregulation of NLRC4 expression.
Gram-negative bacteria with type III or IV secretion systems activate the NLRC4 inflammasome. Cytoplasmic injection of bacterial components from these types of bacteria may be able to trigger NLRC4 activation directly, and flagellin localization in the cytosol is sufficient to activate caspase-1 in an NLRC4-dependent manner. Other PAMPs may modulate NLRC4, as both flagellin-dependent and flagellin-independent mechanisms are involved in the activation of NLRC4 by P. aeruginosa. Since NLRC4 does not directly interact with an activating ligand, NLRC4 may sense cytosolic PAMPs through a common pathway, similar to the pathways proposed in NLRP3 activation. NLRC4 phosphorylation by PKCS is essential for the NLRC4 inflammasome activation. Unlike NLRP3, high extracellular does not inhibit NLRC4 activity, indicating NLRC4 is not an ionic flux sensor.
Additionally, NLRC4 must collaborate with another NLR, NAIP, to protect against this pathogen. NAIPs are the upstream receptors that recognize bacterial ligands which then mediate NLRC4 inflammasome formation. NAIPs can interact with NLRC4 and induce NLRC4 oligomerization upon bacterial ligand binding. As NLRC4 lacks the PYD domain, NLRC4 may recruit a PYDcontaining protein (such as an NLRP3) to react to bacterial infections. Moreover, NLRC4 contains a CARD domain, which suggests direct interactions with procaspase-1. ASC is not necessary for NLRC4-dependent caspase-1 activation in response to L. pneumophila. At the same time, ASC is required for the maximal response in bacterial-induced caspase-1 activation. These findings demonstrate that ASC and NAIP are crucial for NLRC4 inflammasome activation, although the exact mechanisms remain unclear and need further investigation.

AIM2 inflammasome activation

AIM2 is a PYHIN family member that plays a vital role in recognizing cytosolic DNA. As the first non-NLR family member to be identified as forming an inflammasome scaffold, AIM2 can recruit ASC and activate caspase-1-dependent IL-1 maturation. The AIM2 inflammasome protects against pathogens, like Francisella tularensis and Listeria monocytogene, by sensing cytosolic dsDNA. As mentioned above, oligomerization of the AIM2 inflammasome is mediated by binding between sites clustered on ligands and the C-terminal HIN domain of AIM2, but not by the central oligomerization domain (as was the case for the NACHT domain in NLRs). AIM2, ASC, and caspase-1 form the AIM2 inflammasome. As for NLRP3, AIM2 has a PYD domain that interacts with ASC through homotypic PYD-PYD interactions., which enables pro-caspase-1 recruitment via the ASC CARD domain. Subsequently, activation of caspase-1 promotes the maturation and secretion of pro-inflammatory cytokines (such as IL-1 and IL-18). Additionally, AIM2 drives a form of inflammatory signaling and cell death, known as PANoptosis, by regulating the innate immune sensors ZBP1 and pyrin. AIM2 has also been shown to have permissive ligand requirements, as bacteria and cytosolic dsDNA from viruses or the host can activate AIM2. As a result, it has been suggested that AIM2 is involved in self-DNAinduced autoimmune responses in systemic lupus erythematosus. Additional studies to further disambiguate the viral dsDNA and self-DNA pathways are needed.
IFI16, NLRC5, NLRP6, NLRP7, and NLRP9 inflammasome activation IFI16 is another member of the PYHIN family that can form an atypical inflammasome. IFI16 expression has been found in myeloid precursor cells, mature lymphocytes, peripheral blood monocytes, T cells, and epithelial cells. Unlike AIM2, IFI16 is primarily found in the nuclei of resting cells and serves to recognize viruses that enter the nuclei. Several pathogens are known to be recognized by IFI16, including the Kaposi sarcomaassociated herpesvirus (KSHV) and the influenza A virus (IAV). IFI16 migrates to the cytoplasm from the nucleus upon activation, forming nuclear and cytosolic inflammasomes containing IFI16, ASC, and caspase-1. Subsequently, the IFI16 inflammasome induces caspase-1 activation and IL-1 cleavage. KSHV-induced IL- and IL-6 expressions are dependent on IFI16 and ASC expression, suggesting that the IFI16 inflammasome, but not other inflammasomes, initiates the responses to KSHV infection. Additionally, IFI16 binds to viral DNA and subsequently facilitates IFN- production via a direct interaction between IFI16 and STING. It is evidenced that IFI16 is a unique PRR that plays dual roles in the cytoplasm and nucleus. Moreover, the existence of both nuclear and cytosolic inflammasomes indicates that the innate immune system applies a multifaceted approach to detect intracellular pathogens.
NLRC5, like NLRC4, is also vital in antibacterial defenses. NLRC5 is expressed both in the cytoplasm and nucleus of cells, and
NLRC5 can regulate MHC class I gene expression. It is widely accepted that NLRC5 regulates gene expression within the nucleus, but its function within the cytoplasm is less clear and needs to be understood. In monocytes, NLRC5 plays a vital role in mediating caspase-1 activation and IL-1 secretion in response to infections from Escherichia coli, S. aureus, and Shigella flexneri, or upon stimulation by TLR ligands. Intriguingly, NLRP3 agonists can trigger IL-1 secretion via NLRC5. ASC and NLRP3 were also found to interact physically with NLRC5, with intact NACHT domains being required for NLRC5 to bind to NLRP3. The coexpression of ASC, pro-caspase-1, pro-IL-1 , NLRC5, and NLRP3 in HEK293T cells causes IL-1 cleavage. Interestingly, TLR ligands and NLRP3 agonists appear to have no effect on cytokine production in the absence of NLRC5, whereas the co-expression of NLRC5, pro-caspase-1, and pro-IL-1 without NLRP3 induces the cleavage of IL-1 These data suggested that NLRC5 appears to be able to form a functional inflammasome, although it remains to be determined if NLRC5 can form an inflammasome complex independently.
NLRP6 inflammasomes have previously been reported to regulate intestinal microbiota in mice. There is also evidence that NLRP6 can form inflammasomes in vitro. For example, in a study where NLRP6 and ASC were expressed in 293T cells, NLRP6 was recruited into speck-like structures within the ASC. Moreover, transfecting plasmids encoding NLRP6, ASC, and pro-caspase-1 into COS-7L cells induces IL-1 secretion. Further evidence of NLRP6 inflammasomes comes from studies showing that NLRP6deficient mice developed enhanced dextran sulfate sodium (DSS)induced colitis, like that of ASC- and IL-18-deficient mice. Intriguingly, one study reported that housing wild-type mice and NLRP6-deficient mice together enhanced disease severity in wild-type mice, which was interpreted as evidence that microbiota can act as a driving factor of enhanced colitis in an NLRP6dependent manner. In addition, IL-18 production was crucial for maintaining intestinal homeostasis. It was also hypothesized that unknown ligands might activate the NLRP6 inflammasome, ultimately leading to the IL-18 maturation, preventing dysbiosis, and regulating microbiota through an unknown mechanism. Further insight into the function of NLRP6 inflammasome in intestinal homeostasis was gained through studies on mucus production in mice challenged with an enteric pathogen. There was a significant decrease in mucus thickness in mice lacking NLRP6, ASC, or caspase-1, which increased bacterial adherence and dissemination in C. rodentium-infected mice. The NLRP6 inflammasome is clearly involved in protecting the intestinal barrier and regulating dysbiosis; however, how intestinal ligands activate the NLRP6 inflammasome remains unclear.
NLRP7 inflammasome activation was reportedly identified in human macrophages upon exposure to microbial acylated lipopeptides. Various bacterial acylated lipopeptides, as well as TLR2 agonists, could activate NLRP7-inducing caspase-1-mediated IL- production. Additionally, the activation of TLR2 in response to acylated lipopeptides is believed to be reliant on the maturation of IL-1 through NLRP7 and required for the transcription of chemokines, pro-IL-1 , and pro-IL-18. The transcription of these signaling molecules, in turn, acts as the priming step for NLRP7 inflammasome activation. By activating NLRP7, caspase-1 becomes enzymatically active, leading to IL-1 and IL-18 maturation, which subsequently restricts intracellular bacterial replication. However, caspase-1-independent IL-6 or tumor necrosis factor-a (TNF-a) secretions are not observed following NLRP7 inflammasome activation. Additionally, some in vitro studies have found that NLRP7 is a negative regulator of inflammation. For instance, NLRP7 directly interacts with pro-caspase-1 and inhibits IL-1 maturation in transiently transfected HEK293 cells. The same situation occurred in THP-1 cells, where NLRP7 levels were increased upon LPS or IL-1 stimulation. Specifically, NLRP7-expressing THP-1 cells secreted less IL-1 than
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
empty vector-transfected cells when treated with LPS. Consistently, patients with a hydatidiform mole during pregnancy who have NLRP7 mutations and rare variants showed low levels of IL and TNF secretion in response to LPS. Mechanistically, the PYD is critical for inhibiting IL-1 processing, such that proteintruncating mutations after the PYD abolish IL-1 inhibition. NLRP7 co-localizes with Golgi and microtubule-organizing centers in peripheral blood mononuclear cells, which indicates that NLRP7 also influences IL-1 and TNF secretion via cytokine trafficking in these cells. The exact role of NLRP7 in innate immunity remains unclear. Furthermore, it is unknown whether NLRP7 inflammasomes can be formed in other cell types or if other ligands can activate NLRP7. These questions may serve as exciting areas of research in the near future.
A recent study has suggested that NLRP9 could initiate inflammasome formation upon short dsRNA stimulation. NLRP9b acts as a sensor detecting rotavirus in the intestine. Interestingly, NLRP9b did not directly bind viral RNA; instead, the RNA helicase DHX9 acted as a direct RNA-binding protein that mediates viral recognition by NLRP9. However, the mechanism by which DHX9 differentiates between the viral and host RNA is still unclear. Interestingly, NLRP9b is mainly expressed in intestinal epithelial cells but not the neighboring immune cells. NLRP9b conditional KO mice showed higher susceptibility to rotavirus infection, suggesting that NLRP9b exerts a protective function in intestinal epithelial cells. Upon rotavirus infection, NLRP9b forms inflammasomes with ASC and caspase-1 to trigger the maturation of IL-18 and GSDMD-induced pyroptosis in mice. NLRP9b-, ASC-, or caspase1- deficient mice exhibit elevated viral loads and pathological symptoms than wild-type mice, suggesting that
NLRP9b could initiate inflammasome formation upon rotavirus infection. Moreover, GSDMD-deficient mice are more vulnerable to rotavirus infection, suggesting that rotavirus clearance requires GSDMD. Human NLRP9 is also capable of binding to rotavirus RNA. However, it remains unclear whether human NLRP9 performs the same functions as the murine NLRP9. Further investigations are warranted to determine the exact molecular mechanisms underlying human NLRP9 inflammasome formation.
These studies provide a better understanding of innate immunity and inflammasomes, and suggest there may be new potential therapeutic targets for diseases associated with aberrant inflammasome activity. These studies also reveal that inflammasomes are expressed in various types of cells and respond to diverse pathogens in both the cytoplasm and nucleus. Variations in the mechanisms that regulate inflammasome activation reported by these studies could be attributed to several factors, including inherent differences in cell types, the expression levels of inflammasomes, and the types of stimuli used to challenge cells. Further investigations focused on the precise role that inflammasomes play in modulating the innate immune signaling pathways should be conducted in the relevant systems.

ROLES OF THE INFLAMMASOMES IN VARIOUS DISEASES

There is a strong correlation between inflammasomes and various autoimmune and autoinflammatory diseases, including cardiovascular diseases, neurodegenerative diseases, and metabolic disorders (Fig. 4). Similarly, as our understanding of inflammasomes has grown over the past few decades, it has become increasingly clear that inflammasomes play either causative or contributing
Fig. 4 Different inflammasomes contribute to diseases of different systems in the human body. The figure was created with the assistance of FIGDRAW
roles in the initiation and progression of various diseases. Here, we provide an overview of the potential roles those inflammasomes may play in different diseases.

Cardiovascular disorders

Inflammation plays a key role in the development of cardiovascular disorders, and aberrant inflammasome activity has been implicated in several of these conditions, including atherosclerosis. Atherosclerosis is a chronic disease characterized by the progressive hardening or narrowing of arterial vessels that can lead to heart attacks and strokes. In atherosclerosis, high quantities of cholesterol and white blood cells clog the arterial wall, preventing oxygen-rich blood from reaching the organs. Compared to disease-free arterial tissues, atherosclerotic plaques contain higher levels of IL-18 and IL-18 receptors. Inflammasome activation leads to elevated IL-18 production, which may contribute to the pathology of atherosclerosis. For example, mice lacking Apolipoprotein E (ApoE) develop atherosclerosis spontaneously, and atherosclerotic plaques are more unstable when IL-18 levels are high, whereas IL-18 deficiency results in smaller lesions. Elevation of free fatty acids (FFAs) and low-density lipoprotein (LDL) in human blood can induce pro-IL production via TLRs. The cell surface receptor CD36 promotes oxidized LDL (ox-LDL) internalization and cholesterol crystallization, and these cholesterol crystals activate the NLRP3 inflammasome in vitro via phagolysosomal damage. This data indicates that FFAs or LDL can provide the priming or activation signal for inflammasomes. In macrophages, cholesterol activates the NLRP3 inflammasome and mediates IL-1 release in a Cathepsin B-dependent manner. In LDL receptor knock-out mice, transplantation of bone marrow from NLRP3-/-, ASC-/-, or IL -/- mice showed decreased atherosclerosis. Similarly, the size of atherosclerotic lesions in ApoE-deficient mice is significantly reduced by IL- inactivation. These findings are promising and suggest additional studies should be conducted to clarify the exact mechanism of inflammasome activation in atherosclerosis, as well as the contribution of IL-1 to atherogenesis.
Hypertension can cause myocardial hypertrophy and fibrosis, leading to the development of heart failure. Hypertension-induced cardiac or vascular upregulation of NLRP3 and IL-1 has been observed in different animal models, such as spontaneously hypertensive rats, decompensated right ventricular hypertrophy rats, and deoxycorticosterone acetate-induced hypertensive mice. Interestingly, a transverse aortic constriction (TAC) was also found to increase NLRP3 and caspase-1 activity in cardiomyocytes, but not in non-cardiomyocytes. This suggested that the original site of NLRP3 inflammasome activation may be in cardiomyocytes. However, it remains unclear how inflammasomes activate without ischemic damage or cell death. There is evidence that activation of the NLRP3 inflammasome is mediated by increased /calmodulin-dependent protein kinase II (CaMKIIS) activity in response to pressure overloads. Using cardiomyocyte-specific CaMKII -KO (CKO) mice, researchers observed that caspase-1 activity was attenuated, and IL-1 and IL-18 levels were reduced in TAC-treated CKO mice. Additionally, diabetes mellitus may lead to diabetic cardiomyopathy, in which NLRP3 activation in a Cathepsin B-dependent manner could aggravate the condition by promoting pyroptosis. These effects may be intensified by glucose, which is a potential stimulus for NLRP3. Altogether, these findings suggest that therapies targeting the NLRP3 inflammasome may help to prevent cardiac remodeling and heart failure.
The NLRP3 inflammasome has also been implicated in the development of atrial fibrillation. In atrial cardiomyocytes from patients with atrial fibrillation, NLRP3 inflammasome activity was increased. Mice expressing constitutively active NLRP3 in their cardiomyocytes (cardiomyocyte-KI) showed spontaneous premature atrial contractions; using MCC950 to inhibit NLRP3 blunted
the spontaneous premature atrial contractions. CardiomyocyteKI mice exhibited larger atria, electrical remodeling, and abnormal spontaneous release patterns from the sarcoplasmic reticulum, which were prevented by the knockdown of NLRP3 in cardiomyocytes. These findings suggest that targeting the NLRP3 inflammasome could be a new therapy for atrial fibrillation.
There is evidence that dilated cardiomyopathy is accompanied by an inflammatory component that plays an important role in its pathogenesis. For instance, there is a clinical correlation between circulating levels of NLRP3 inflammasome and cardiac function, as well as between the NT-pro BNP levels and the cumulative rehospitalization rate in patients with dilatated cardiomyopathy. NLRP3 activation also occurs in a time-dependent manner in response to ischemia. Ischemic cells release DAMPs and alarmins, which strongly stimulate the NLRP3 inflammasome. During the healing phase, ASC aggregates are most prevalent in cardiomyocytes and fibroblasts. Furthermore, patients with acute myocarditis have been found to have NLRP3 inflammasomes in their endomyocardium. CVB3, a common virus causing myocarditis, increases caspase-1, ASC, and IL-1 expression in infected mice by altering NLRP3 activation. Mechanistically, Cathepsin B mediates both inflammasome activation and pyroptosis in experimental CVB3-induced myocarditis.
The NLRP3 inflammasome also regulates the initiation and propagation of another cardiovascular disorder: Venous thromboembolism (VTE). Elevated NRLP3 activity, indicated by high caspase-1, IL-1 , IL-6, or C-reactive protein levels, was observed in patients with VTE. Hypoxia and reduced blood flow induce NLRP3 activation and elevated levels of caspase-1 and IL-1 following experimental venous thrombosis. Experimental intervention studies have also found that genetic deletion of NLRP3, caspase-1, or GSDMD, and inhibition of caspase-1 or IL-1 has been shown to ameliorate venous thrombosis. Altogether, developing novel therapeutics against VTE may be possible by selectively targeting the NLRP3 inflammasome and maximizing the benefits of anticoagulation. In summary, there is considerable evidence that inflammasomes play either causative or contributing roles in the development of several cardiovascular diseases. This data suggests that inflammasomes, caspase-1, and IL-1 may be promising therapeutic targets for cardiovascular diseases.
Several commonly used medications like anti-tumor drugs (i.e. doxorubicin) and antipsychotic drugs are reported to have significant cardiotoxic effects. Moreover, a recent study found that Sirtuin 3 alleviates the doxorubicin-induced cardiotoxicity by inhibiting the activation of the NLRP3 inflammasomes. Antipsychotic cardiotoxicity was predominantly mediated by CB1R translocation-induced NLRP3 inflammasome stabilization and subsequent pyroptotic cell death. These findings indicate that inflammasome activation may act as a mediator of drug-induced toxicity. As such, targeting the inflammasome signaling pathway has the potential to relieve the cardiotoxic effects of anti-tumor or antipsychotic drugs.

Neurological disorders

NLRP3 is the first inflammasome to have been studied in the central nervous system (CNS), and while it is predominantly located in microglia, it is also expressed in neurons, astrocytes, and oligodendrocytes. NLRP3 inflammasomes play a crucial role in several cerebral pathologies, including Alzheimer’s disease (AD), Parkinson’s disease (PD), amyotrophic lateral sclerosis (ALS), multiple sclerosis (MS), and CNS infections. NLRP3 has two major isoforms, including the full-length NLRP3 and the one without exon 5. The full-length NLRP3 protein functions effectively, while the NLRP3 isoform without exon 5 is a nonfunctional variant that cannot be activated. The functional NLRP3 proteins are involved in neuroinflammation of neurodegenerative diseases. However, the exact functions of full-length NLRP3 and the exon 5-lacking in neurodegenerative disorders are still unclear.
Other inflammasomes, including NLRP1, NLRC4, and AIM2, have also been implicated in some neurological disorders. AIM2 has been detected in most cells of the CNS, including neurons, microglia, and brain endothelial cells. On the other hand, NLRP1 inflammasomes have been observed predominantly in neurons, whereas NLRC4 expression has been found mainly in microglia and astrocytes. Furthermore, hallmarks of neurodegenerative disease such as amyloid- , – synuclein ( – Syn), and transactive response DNA-binding protein 43 (TDP43) can act as immune stimulatory molecular patterns in the CNS.
is the most common neurodegenerative disorder. It is characterized by the formation of neuritic plaques and neurofibrillary tangles (NFTs) in the brain. Neuritic plaques are caused by the accumulation of A , whereas NFTs are a result of hyperphosphorylated tau inside neurons. is primarily produced within neurons and is then released from the brain into the CSF and blood vessels. Upon exceeding a critical threshold, forms oligomers, fibrils, and deposits in neuritic plaques, which can act as DAMPs to activate NLRP3 inflammasomes. Fibrillar -induced microglial IL-1 release occurs in an NLRP3- and ASC-dependent manner. In addition, soluble and oligomeric peptides are equally as potent in inducing CD36-mediated NLRP3 inflammasome activation and IL-1 production. NLRP3 activation is further regulated by autophagy-mediated autophagy, as deficiencies in the cellular autophagy-related protein 7 (ATG7) were found to increase caspase-1 cleavage and IL-1 release in microglia. Another study found that cell media collected from -treated microglia was neurotoxic, and this effect was more pronounced in ATG7-deficient microglia, indicating that well-controlled microglial inflammasome activation could limit neuronal destruction. Studies have also shown that NLRP3 inflammasome functions in astrocytes, and astrocytes can release IL-1 in an ASC-dependent manner upon uptake of However, the NLRC4 inflammasome was also found in astrocytes and could promote IL-1 maturation. Whether different inflammasomes act synergistically or independently needs further investigation. In an in vivo uptake assessment, amyloid precursor protein (APP)/presenilin 1 (PS1)/NLRP3-knockout mice (mice generated from the cross of APP/PS1 mice and NLRP3knockout mice) showed evidence of phagocytosis and an increased phagocytic clearance capacity. Insulin-degrading enzyme (IDE) expression was also increased in brain lysates obtained from APP/PS1/NLRP3-knockout mice. IDE has been shown to degrade extracellular , indicating that NLRP3 plays a role in balancing the cerebral load. Additionally, synaptic loss occurs in AD brains, and blocking NLRP3-associated signaling protects against neuronal spine loss in APP/PS1 mice. Furthermore, the ASC speck formation is another feature of inflammasome activation, and upon release, the ASC specks bind quickly to peptides. A was also shown to bind with ASC in brain samples from AD and APP/PS1 mice. Moreover, ASC specks can seed A deposition in APP/PS1 mice. These findings suggest that the release of ASC specks may contribute to early A deposition and the pathogenesis of AD. A recent study also found that susceptibility to inflammasome activation was correlated with a higher likelihood of cognitive deficits in AD patients. Additionally, AIM2 and NLRP1 inflammasomes in particular have been implicated in AD as Alzheimer’s patients have increased NLRP1 expression in their brains. Neurons in APP/PS1 mice showed an upregulation of NLRP1 levels. Also, NLRP1 reduced the number of apoptotic neurons but had no effect on overall deposition in this model. In addition, AIM2 is believed to play a vital role in AD pathogenesis, as microglial activation was attenuated, and IL-6 and IL-18 levels were increased when AIM2 was knocked out in 5XFAD mice. However, both open-field behavior and spatial memory performance were not improved, suggesting the AIM2 inflammasome may not directly affect cognition or memory formation.
Research suggests that -Syn could also trigger inflammasome activation In PD. a-Syn can induce NLRP3 inflammasome
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
activation and IL- release in both monocytes and microglia in a cathepsin B- and caspase-1-dependent manner. TLR2 inhibitors can block this -Syn induced IL- release in human monocytes. This suggests that TLR2 may mediate the signaling pathway by which a-Syn induces NLRP3 inflammasome activation. However, additional data is needed to clarify this mechanism and its role in PD. In MPTP-induced PD mice and human microglia, dopamine inhibits the activation of microglial NLRP3 inflammasome through signaling via DRD1 and DRD2, leading to the ubiquitination and subsequent degradation of NLRP3. Similarly, inhibiting microglial NLRP3 inflammasome activation significantly reduced dopaminergic neurodegeneration and ameliorated motor deficits in the MPTP-treated mice, although the mechanism behind this remains unknown. Neuronal NLRP3 has also been implicated in PD pathogenesis. The parkin protein encoded by PRKN functions as an E3 ubiquitin ligase, and PRKN mutations lead to monogenic PD. In dopaminergic neurons, reducing parkin activity induces spontaneous activation of the NLRP3 inflammasomes, and parkin inhibits this activation by ubiquitinating NLRP3. These findings suggest that both neuronal and microglial NLRP3 inflammasomes play a role in the pathogenesis of PD; whether the two work synergistically remains to be determined.
ALS is a neurodegenerative disease that gradually destroys upper and lower motor neurons, leading to the atrophy and paralysis of voluntary muscles. Superoxide dismutase (SOD1) and TDP43 are key molecules at high risk of genetic mutations that cause familial ALS. There has been evidence that the NLRP3 inflammasome is activated in the brains and spinal cord of sporadic ALS patients as well as in ALS mouse models. Bioptic samples taken from the spinal cord of ALS patients showed an increase in NLRP3, ASC, caspase-1, and IL-1 , suggesting NLRP3 activation may be elevated in these patients. In addition, the SOD1 mutant mouse model of ALS exhibits an increased level of NLRP3 activation, as well as ASC speck formation and IL-1 maturation in its spinal cord. It was found that caspases-1 and IL-1 deficiencies restored the motor deficits associated with ALS in SOD1 mutant mice. Interestingly, one study found that NLRP3 was present in CD11b + cells but not in lba1 + cells in the spinal cord of SOD1 mice. This suggests that peripheral immune cells may also contribute to inflammation in neurodegenerative diseases. Furthermore, evidence also showed that NLRP3 inflammasome activation occurred in muscle and near neuromuscular junctions, which enhanced skeletal muscle degeneration in SOD1G93A mice. Altogether, there is still much to learn about the role of NLRP3 activation in ALS development.
MS is a common autoimmune disease in CNS characterized by oligodendrocyte attack and demyelination. It has been reported that MS patients have elevated caspase-1 and insulin-like growth factor 1 levels in their peripheral blood monocytes, brain tissues, and cerebrospinal fluid. In addition, a crucial function of NLRP3 in experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) is to prime CD4 +T cell migration through increasing the expression of chemotaxis-related protein, which indicates that the EAE animal model for MS involves the NLRP3 inflammasome. Neuromyelitis optica spectrum disorder (NMOSD) is another CNS autoimmune disease. MS and NMOSD share similar symptoms. Recent studies have identified that NLRP3 levels in the CSF were significantly increased in patients suffering from NMOSD or MS. In addition, NMOSD patients had higher CSF NLRP3 levels compared with MS patients. These findings indicate that levels of NLRP3 in CSF could be a potential diagnostic marker in NMOSD and MS.
Together, these findings support the notion that an increased susceptibility to aberrant inflammasome action and activity in various cell types of the CNS could make the brain more vulnerable to neurodegenerative changes, and subsequently promote the development of AD, PD, or other neurological diseases. There is a need for continued research in the
development of drugs that target specific cell types or inflammasome signaling pathways. This research could provide valuable insights into how inflammasomes contribute to disease pathology in various neurodegenerative disorders. Such drugs may have significant therapeutic potential and should be further explored.

Respiratory disorders

Inflammasomes are implicated in the pathogenesis of several respiratory disorders, including asthma, chronic obstructive pulmonary disease (COPD), pulmonary infection, pulmonary fibrosis, and acute respiratory distress syndrome (ARDS). As a result, inflammasomes have become a significant focus for research aimed at developing new diagnostic biomarkers and therapeutic avenues in pulmonary diseases and other respiratory disorders.
Asthma is a chronic inflammatory disease of the airways that affects inflammatory cells and cytokines in the lungs. Exposure to industrial products, microbes, or other allergens induces reversible limitations in airflow into and out of the lungs, as well as airway hyper-responsiveness. Persistent airway inflammation causes structural changes in airway tissues, known as airway remodeling, resulting in nonreversible airway obstruction and progressive loss of lung function. There is increasing evidence that NLRP3 inflammasome plays a role in asthma. Researchers found upregulated expression of NLRP3 and of IL-1 genes in phlegm obtained from the lungs of 127 asthmatic patients. The mechanism by which NLRP3 inflammasomes are activated in asthma is unclear. Chlamydia and Haemophilus infection, or OVA, titanium dioxide nanoparticles, and silica treatments stimulated the NLRP3, caspase-1, and IL-1 expression, ultimately causing steroid-resistant neutrophil inflammation and hyperresponsiveness. Follistatin-like 1 deficiency attenuates OVA-induced mucus over secretion and airway mucin MUC5AC production, inhibits the NLRP3 and IL-1 expression, inflammatory cytokines production, and inflammatory cell infiltration. Whether interventions on the NLPR3 inflammasome differ from other inflammation targets could serve as an additional avenue of research.
Activation of inflammasomes and alterations of their responses linked to the development of airway inflammation may also be seen in COPD. A comparison of COPD with smoking revealed elevated levels of NLRP3, Caspase-1, ASC, IL-1 , and IL-18 mRNA in peripheral blood mononuclear cells and bronchial tissues. However, the mRNA levels of NLRP3, Caspase-1, ASC, IL-1 , and IL18 mRNA were higher in acute exacerbation of COPD (AECOPD) than those in COPD patients in the stable stage, suggesting a greater involvement of the NLRP3 inflammasome in AECOPD. Studies also found that cigarette smoke extract (CSE) stimulates the heat shock protein 60 expression and activates NLRP3 inflammasome through the TLR4-MyD88-NF-кB signal pathway. Smoking cessation is the most important COPD intervention for smokers. There is evidence that CSE induces pyroptosis via the ROS-NLRP3-caspase-1-GSDMD pathway in human bronchial epithelial cells. Particulate matter (PM2.5) also plays a role in lung injury: after PM exposure, Sirtuin1 (SIRT1) inhibits sterol regulatory element binding protein-1 (SREBP-1) and further decreases PIR and NLRP3 inflammasomes. In addition, the ROS-TRPM2-Ca2 -NLRP3 pathway also contributes to lung injury induced by PM 2.5. These studies indicate that the NLRP3 inflammasome can be activated via multiple pathways in lung injury, which provides a new therapeutic target for COPD.
Severe coronavirus disease 2019 (COVID-19) is a viral RNA infection that can cause persistent lung inflammation, dysregulation of cytokine production, sustained IFN response, as well as respiratory failure. Viruses could trigger the NLRP3 inflammasome. Postmortem study showed that patients with fatal COVID19 were found to have abundant NLRP3, ASC, and caspase-1 in their lungs. As COVID-19 enters cells through the protein angiotensin-converting enzyme 2 (ACE2), dsRNA and ssRNA
derived from the virus are recognized by TLR3 and TLR7, leading to elevated pro-IL-1 and pro-IL-18 levels, which are then cleaved into their mature forms once the NLRP3 inflammasome has been activated. NLRP3 can be directly activated by viral N protein. A correlation exists between levels of IL-1 , IL-18, lactate dehydrogenase, and COVID-19 severity in patients, which indicates that inflammasome activation and pyroptosis are involved in the pathology. COVID-19 patients have also consistently shown GSDMD in their serum. SARS-CoV-2 infected MISTRG6- human ACE2 (hACE2) humanized mouse model recapitulates the pathology, lung inflammation, dysregulation of cytokine production, sustained interferon response, as well as respiratory failure, with a human immune system. Infection and replication of SARS-CoV-2 in lung-resident macrophages play a crucial role in the development of the disease. When infected, human macrophages experience an inflammatory response that is controlled by CD16 and ACE2 receptors. This response includes the activation of inflammasomes, which leads to the release of IL-1 and IL-18, and pyroptosis. All of these factors contribute to the hyperinflammatory state of the lungs. However, inhibiting the NLRP3 inflammasome pathway can help reverse the chronic lung damage caused by this response. When inhibited with MCC950, the virus was released by infected macrophages, which indicated that the NLRP3 gene is activated to prevent SARS-CoV-2 infection. Together, early treatment targeting NLRP3 inflammasome could improve the prognosis of COVID-19.
Acute respiratory distress syndrome (ARDS) is an inflammatory disease that is characterized by diffuse alveolar injury hypoxemia, and acute respiratory failure. ARDS can lead to the development of pulmonary edema due to increased permeability of pulmonary microvascular endothelium, which impairs lung tissue ventilation. Caspase-1 and IL-18 promote ARDS development, and circulating IL-18 levels have been associated with disease severity and mortality. The recognition of LPS by TLR4 activates the NLRP3 inflammasome, as well as IL-1R1 expression on alveolar macrophage surfaces via the MyD88/NF-кВ dependent pathway. LPS-TLR4 signals alveolar macrophages that increase ARDS by upregulating IL-1 -IL-1RI signaling. There is also evidence that NLRP3-mediated pyroptosis plays a role in ARDS pathogenesis. Extracellular histones induce alveolar macrophage pyroptosis via the NLRP3/caspase-1 pathway, which exacerbates lung inflammation in ARDS.
The end result of inflammatory pulmonary diseases is fibrosis. The NLRP3 inflammasome mediates pulmonary fibrosis through the IL-1 -IL-1Rs-MyD88-NF-кB signaling pathway. Moreover, studies also found that NLRP3 inflammasome could transform lung endothelial cells into epithelial-mesenchymal transition, promoting pulmonary fibrosis. Caspase-1 and IL-1 play vital roles in pulmonary fibrogenesis. Caspases-1enzyme cleavages the pro-IL-1 and allows secretion of IL-1 Elevated IL-1 has a profibrotic effect, and usually occurs in combination with higher expression of IL-1Rs in fibrogenesis. A study on mouse primary lung fibroblasts showed that the NLRP3 inflammasome increases IL-1 production, leading to lung fibrosis when induced by bleomycin. Collectively, these investigations have helped to clarify the role of inflammasomes in the development of pulmonary fibrosis and may lead to the discovery of new treatment targets for various respiratory disorders.

Digestive disorders

Inflammasomes play a role in a variety of digestive disorders and have become a popular topic of research. Research focused on inflammasomes offers a better understanding of the mechanisms of several digestive diseases and conditions, including certain bacterial and viral infections, fatty liver disease (FLD), pancreatitis, and inflammatory bowel disease (IBD).
To date, the only harmful pathogenic bacterium that has been found to survive in human gastric mucosa is helicobacter pylori
(HP). Some research suggests that inflammasome activation may be a contributing factor in the severity of HP infections. For example, one study found that NLRP3 and GSDMD levels were significantly higher in the gastric tissues of HP-infected individuals compared with healthy controls. In the innate immune cell neutrophils, inflammasome activation is stimulated by HP, which triggers efflux and ROS production, resulting in an increase in IL-1 secretion. Notably, the elevated IL-1 levels were abolished in NLRP3-deficient neutrophils, suggesting that activation of the NLRP3 inflammasome plays an important role in the inflammatory response to HP. Additionally, NLRP3 knock-down or knock-out prevented gastritis in HP-infected mice. These findings suggest that HP bacteria may manipulate the machinery regulating the NLRP3 inflammasome to suppress the immune response.
Chronic infection with viral hepatitis is of high prevalence worldwide. Hepatitis B virus (HBV) is a viral infection that attacks the liver and can cause chronic hepatitis B (CHB). HBV-related acute-on-chronic liver failure patients have been shown to have higher levels of NLRP3, caspase-1, IL-1 , and IL-18 in their liver tissues. Moreover, the NLRP3, ASC, and IL-1 levels in liver tissues of CHB patients were positively correlated with the concentrations of HBV-DNA. This data suggests that longterm HBV infection activates the NLRP3 signaling pathway and promotes the IL-1 and IL-18-mediated injury of liver tissues. Similarly, patients with chronic hepatitis have significantly increased serum IL-1 levels. Mechanistically, the Hepatitis C virus (HCV) RNA induces MyD88-mediated TLR7 signaling, activates the NLRP3 inflammasome pathway, and consequently triggers IL-1 production. Upon HCV infection, ASC binds to NLRP3, causing fragmentation of the Golgi. As a result, HCV replication increases and chronic liver inflammation occurs. Apart from antiviral agents, inhibiting the NLRP3 inflammasome and its associated cytokines could be a viable therapeutic approach to reduce liver inflammation.
FLD is a hepatic disease that results in the progressive buildup of fat in the liver. Patients with FLD have high serum caspase-1 levels, and these levels closely correlate with disease severity. Excessive fat accumulation in dead hepatocytes activates macrophages via NLRP3 and caspase-1. Researchers have shown that inhibiting pyroptosis through targeting NLRP3 inflammasomes can alleviate liver inflammation. NLRP3 inflammasome is implicated in the development of FLD in mice, and diet-induced steatohepatitis is prevented in mice lacking NLRP3 inflammasome function. The inhibition of the NLRP3 inflammasome significantly reduced inflammation, lipid accumulation, and fibrosis in FLD. In contrast, there is evidence that NLRP3 deficiency plays a harmful role via increasing serum alanine transaminase (ALT) and aspartate transaminase (AST) levels. FLD model mice lacking NLRP3 displayed a higher triglyceride content, liver injury scores, and adipose tissue inflammation. More research is necessary to explain the contradictory results mentioned above. Long-term heavy drinking can cause alcoholic liver disease, and patients with severe liver damage had higher mRNA levels of NLRP3, IL-1 , IL-18, and caspase-1 compared to patients with milder liver damage. Long-term alcohol intake facilitated liver damage and promoted NLRP3, ASC, caspase-1, and IL-1 expression in wild-type mice. Chronic alcohol consumption can cause metabolic disorders characterized by excess production of uric acid and ATP, which can trigger NLRP3 inflammasome activation and mitochondrial damage. Aryl hydrocarbon receptor downregulation and activation of TXNIP are the primary mechanisms responsible for ethanol-induced NLRP3 activation in human macrophages. Taken together, these studies suggest that interventions aimed at inhibiting NLRP3 inflammasome activation could help abate alcoholic liver disease.
Pancreatitis is an inflammatory condition that can be broken down into three main types: acute pancreatitis, severe acute
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
pancreatitis, and chronic pancreatitis. NLRP3 plays a crucial role in pancreatic tissue inflammation. NLRP3, caspase-1, pro-IL-1 , and pro-IL-18 activation were observed in a mouse model of acute pancreatitis. Additionally, Inhibition of P2X7R could reduce chronic pancreatic inflammation and fibrosis by attenuating NLRP3-mediated IL-1 and IL-18 secretions in a mouse model of chronic pancreatitis. The NLRP3 inflammasome is also believed to contribute to the development of fibrosis in patients with chronic pancreatitis. It activates pancreatic stellate cells (PSCs), which release a large amount of extracellular matrix (ECM). By inhibiting NLRP3, PSC, activation and ECM deposition can be reduced, ultimately relieving pancreatic fibrosis. Pancreatic cells recognize PAMPs and DAMPs in tissue damaged by acute pancreatitis, triggering NF-кB and NLRP3 inflammasome expression, caspase-1 maturation, and pyroptosis. In mice with severe acute pancreatitis, NLRP3 deficiency was also found to alleviate inflammatory complications. These studies suggest that inflammasome-targeted treatments could help alleviate or even treat many cases of pancreatitis.
Inflammatory bowel disease (IBD) is a chronic, recurring gastrointestinal disorder in which no structural or biochemical abnormalities occur. Ulcerative colitis (UC), Crohn’s disease (CD), infectious agents, and environmental factors are risk factors for IBD. UC and CD patients had increased levels of NLRP3 and IL Moreover, NLRP3 inflammasome and IL-1 levels are increased in IBD patients’ mucosa, and these levels closely correlate with disease severity. The development of intestinal inflammation was impaired by the deletion and inhibition of NLRP3, which indicates that IBD is promoted by overactivation of the NLRP3 inflammasome. In contrast, studies have demonstrated that the NLRP3 inflammasome regulates mucosal immune responses and intestinal homeostasis. Proliferation of intestinal endothelial cells requires NLRP3-induced IL-18. NLRP3 inflammasome activation-induced IL-1 and IL-18 protect against colitis and colitis-associated tumorigenesis in mice. Whether the NLRP3 inflammasome contributes to IBD in a beneficial or pathogenic way is a topic of debate. The inconsistent results may stem from variations in experimental protocols, the strains of mice utilized, or dose-response effects in microbiota. Additionally, certain genetic mutations in the NLRP3 inflammasome also appear to play a role in the pathology of IBD. NLRP3, encoded by RS772009059 (R779C), in 3 patients showed early-onset IBD. A positive correlation was also found between the incidence of severe diseases and NLRP3 inflammasome activity in macrophages when R779C is present in DSS-induced acute colitis models. More studies on how the NLRP3 inflammasome regulates inflammation will inspire new approaches to therapeutics for IBD.

Urogenital disorders

Inflammasomes have been implicated in the pathology of urogenital disorders, including renal, cystic, prostate, and ovarian diseases. Acute kidney injury (AKI) is characterized by a sudden decrease in glomerular filtration rate and an increase in waste product accumulation, which can lead to ischemia-reperfusion injury (IRI). NLRP3, IL-1 , and IL-18 levels are elevated in IRI. The NLRP3 inflammasome plays a vital role in AKI. NLRP3 inflammasome activation and mitochondrial damage were detected in IRinduced AKI model mice, and damaged mitochondria further activate the NLRP3 inflammasome via the mROS-TXNIP-NLRP3 pathway. NLRP3 deletion protected the kidney from further inflammatory damage and injury. Moreover, pyroptosis also occurred in tubular epithelial cells of renal IRI mice. Another study discovered that protection from IRI was observed in NLRP3 knockout mice, but not in ASC knockout or caspase-1 knockout mice. This suggests that NLRP3 may directly impact renal IRI’s tubular epithelial cells. Additionally, P2X7R deficiency attenuates NLRP3 inflammasome formation and kidney injury.
Cathelicidin-related antimicrobial peptide (CRAMP) deficiency promotes inflammatory responses and apoptosis via NLRP3 inflammasome overexpression. It indicates that CRAMP plays a protective role in the kidney by inhibiting the NLRP3 inflammasome activation. Additionally, NLRP6 also has been implicated in AKI. NLRP6 expression is downregulated when nephrotoxic kidney injury occurs. NLRP6 deficiency is believed to exacerbate the severity of AKI by inhibiting the phosphorylation of ERK1/2 and p38 MAPK, and suppressing the nephroprotective gene Klotho expression. NLRC4 expression is increased after IRI. Treatment with RMT3-23, a neutralizing antibody against T cell immunoglobulin domain and mucin domain-containing molecule3 (Tim-3), decreases NLRC4 expression in IRI. This study suggests that Tim-3 mediates NLRC4 inflammasome activation in AKI. It has been observed that the expression of NLRC5 is elevated in mice that have undergone IRI. NLRC5 deficiency suppresses oxidative stress and apoptosis by promoting the PIK3/Akt signaling pathway in HK-2 cells. Mechanistically, NLRC5 downregulates ERK1/2 and Akt signaling, exacerbating the inflammatory response and apoptosis in tubular epithelial cells. Therefore, these findings present a novel perspective on therapeutic implications in AKI patients.
The progression of renal disease is accompanied by tubulointerstitial inflammation and fibrosis. Evidence shows that NLRP3 plays a key role in the progression of unilateral ureteral obstruction nephropathy via the NLRP3 inflammasome pathway. NLRP3 deficiency suppresses tubular injury, tubulointerstitial inflammation, and fibrosis in NLRP3-knockout mice, and these observations are in line with the inhibition of caspase-1 activity as well as IL-1 production. In contrast, it was also reported that NLRP3 has a protective effect on early tubular injury. NLRP3 mRNA levels are elevated in renal tubular epithelial cells, attenuating renal injury by preserving renal integrity. These controversial results indicate that NLRP3 functions distinctly at the different stages of obstruction nephropathy. NLRP3 is targeted by drugs like aliskiren, fluorofenidone, and mefunidone, which decrease NLRP3 inflammasome activity and suppress the release of IL-1 in obstruction nephropathy.
Inflammation facilitates systemic lupus erythematosus-induced lupus nephritis. NLRP3 inflammasome is found in podocytes and contributes to cellular injury and proteinuria during lupus nephritis development. NLRP3 inflammasome-mediated IL-1 and IL-18 production have been shown to be elevated in the renal tissue and podocytes of mice with renal impairments. Mechanistically, NLRP3 inflammasome activation is regulated by RIP3 in podocytes. In addition, activation of glycogen synthase kinase and P2X7R activate the NLRP3/IL-1 pathway and subsequently aggravate the development and progression of lupus nephritis. The cancer treatment drug tris dipalladium could inhibit MAPK (ERK, JNK)-mediated NLRP3 activation and the autophagy/NLRP3 pathway, alleviating tubulointerstitial inflammation and restoring renal function. These data suggest that the NLRP3 inflammasome plays an important role in lupus nephritis pathophysiology.
IgA nephropathy is a chronic, progressive glomerulonephritis characterized by the deposition of the IgA immune complex in the glomerular mesangium. NLRP3 levels are significantly upregulated in patients with nephropathy, as well as in the nephropathy mouse model. The lgA immune complex activates the NLRP3 inflammasome, leading to mitochondrial dysfunction and mROS overproduction in macrophages. NLRP3 deficiency attenuates renal injury in IgA nephropathy. Furthermore, there is evidence that IgA induces podocyte NLRP3 expression as well as macrophage trans-differentiation, which leads to renal fibrosis in IgA nephropathy. Intriguingly, patients with IgA nephropathy have a worse prognosis when their NLRP3 mRNA expression is low. Reduced levels of NLRP3 mRNA and protein in the tubules may reflect a loss of the tubular epithelial
phenotype and cell death. Further investigation needs to be done to clarify the exact role of NLRP3 inflammasome in IgA nephropathy.
The NLRP3 inflammasome and IL-1 release have been implicated in the development of urinary tract infections. CFT073, a strain of uropathogenic Escherichia coli (UPEC), increased caspase-1 activity and promoted IL-1 release from bladder epithelial cells. The increase in IL-1 release was initially suppressed and later induced by the biphasic effect of hemolysin. This was mediated by -hemolysin through NLRP3 inflammasome activation in an NF-кB-independent manner. These findings suggest that -hemolysin can modulate the NLRP3 inflammasome activity in bladder epithelial cells. Urine contains many substances that can be potentially harmful if not eliminated, and this is particularly evident with bladder stones. Bladder stones are hardened mineral clumps that are composed of calcium pyrophosphate (CPPD) and monosodium urate (MSU). It has been found that CPPD and MUS can trigger caspase-1 in urothelial cells. However, the activation of caspase-1 can be reduced by NAC and Verapamil, which are ROS scavengers and recognized as downregulators of TXNIP. This data suggests that the CPPD and MSU cause NLRP3 inflammasome activation in bladder urothelium, and this mechanism is dependent on ROS generation and TXNIP expression.
The NLRP3 inflammasome has also been implicated in bladder outlet obstruction. Any number of conditions, such as bladder stones, can cause bladder outlet obstruction. During bladder outlet obstruction in the urothelium, NLRP3 is activated, eventually leading to fibrosis and decompensation. However, an NLRP3 inhibitor called Glyburide can block the inflammation and prevent dysfunction of bladder outlet obstruction in its early stages. This suggests that the NLRP3 inflammasome plays a critical role in bladder outlet obstruction. A blocked bladder outlet stimulates fibrosis, which is responsible for chronic bladder decompensation in this condition. Research has demonstrated that IL-1 receptor antagonists can prevent collagen production in the bladder caused by bladder outlet obstruction, indicating the involvement of the NLRP3/IL-1 pathway in fibrosis. Additionally, IL-1 was found to stimulate collagen expression in isolated urothelial cells. These data suggested that NLRP3-mediated IL-1 release triggers fibrosis during bladder outlet obstruction by driving collagen production in urothelial cells.
Prostatitis is an inflammatory disease which has both infectious and non-infectious causes. In a study using rats, it was discovered that a hormone imbalance can cause chronic non-bacterial prostatitis. This condition leads to an increase in expression levels of NLRP3, ASC, and Caspase-1, causing inflammasome activation and inflammatory responses. However, melatonin was found to be effective in suppressing prostate inflammation and pelvic pain, by inhibiting the NLRP3 inflammasome signaling pathway. Additionally, the activation of Sirt1 was observed in an experimental autoimmune prostatitis mouse model, further demonstrating the potential therapeutic benefits of melatonin. In another study, Trichomonas vaginalis stimulation was shown to increase the expression of NLRP3, ASC, Caspase-1, and IL-1 , while inhibition of NLRP3 and Caspase-1 decreased the T. vaginalisinduced IL-1 secretion in a prostate epithelial cell line (RWPE1). These studies provide evidence that the NLRP3 inflammasome is associated with the development of prostatitis.
Polycystic ovary syndrome is a type of infertility mainly caused by hyperandrogenism. In polycystic ovary syndrome models, ovarian TLR4 expression, as well as serum anti-Müllerian hormone, testosterone, caspase1, IL-1 , and insulin levels were increased. Mechanistically, activation of NLRP3 in upregulated the -hydroxysteroid dehydrogenase and androgen receptor (AR) expression and downregulated the folliclestimulating hormone receptor expression, inhibition of NLRP3 suppressed the expression of ASC, GSDMD-C, and AR.
These results indicate that activating the NLRP3 inflammasome is crucial for the progression of hyperandrogen-induced polycystic ovary syndrome.
The NLRP3 inflammasome plays a role in ovarian aging and female fertility. NLRP3, caspase-1, and IL-1 expression were increased in granulosa cells from mice with ovarian insufficiency. Additionally, NLRP3 expression increases in the ovary as wild-type mice age. Ablation of NLRP3 leads to improved pregnancy and survival rates, as well as hormone levels in the ovaries of these mice. These findings suggest that elevated NLRP3 inflammasome may contribute to age-related deficits in female fertility. Additionally, endometriosis is an estrogen-dependent chronic inflammatory syndrome. It can lead to infertility, and hormonebased treatments are usually used to treat it. Research suggests that the NLRP3 inflammasome could be involved in the development of endometriosis. Studies have shown that NLRP3 levels are higher in ovarian endometriosis samples, and using MCC950 to inhibit NLRP3 has been shown to decrease IL-1 concentrations in cyst-derived stromal cells. The results suggested that NLRP3/IL-1 is crucial for the pathogenesis of endometriosis.

Blood and lymphatic system disorders

A growing number of researchers are exploring the effect that aberrant inflammasome activation has on disorders of the blood and lymphatic system. To date, several studies suggest that inflammasomes play a role in the pathogenesis of leukemia, myeloproliferative neoplasms, myelodysplastic syndrome (MDS), lymphoma, and autoimmune diseases.
Leukemia refers to a group of clonal hematological diseases that affect the maturation and proliferation of myeloid cells and lymphocytes. Leukemia has both acute and chronic forms, including acute myeloid leukemia (AML), acute lymphocytic leukemia (ALL), chronic lymphocytic leukemia (CLL), and chronic myeloid leukemia (CML). Studies have reported that dysregulated IL-1 secretion positively correlates with disease progression and poor prognosis in leukemia. Research has identified the KrasG12D mutation as a genetic risk factor for Leukemia. It has been observed that this mutation can activate the NLRP3 inflammasome, resulting in myeloproliferation and cytopenia. Nevertheless, experiments with KrasG12D murine models have demonstrated that NLRP3 deficiency can reverse these effects. Patients newly diagnosed with AML have also been found to have increased NLRP3 expression in their bone marrow mononuclear cells and their peripheral blood mononuclear cells (PBMCs). Glucocorticoids are often used to treat patients with ALL. NLRP3 and caspase-1 are significantly higher in ALL cells resistant to glucocorticoids, as caspase-1 cleaves the glucocorticoid receptor. In contrast, NLRP3 expression was significantly lower in CLL lymphocytes than in healthy donors, whereas P2X7R expression was higher. Aside from activating NLRP3 inflammasomes, P2X7R also inhibits apoptosis and promotes cell proliferation. NLRP3 downmodulation triggers P2X7R expression, which consequently leads to tumor growth. In addition, curcumin could induce the expression of AIM2, NLRC4, and IFI16 inflammasomes in leukemia cells U937, which subsequently activated caspase 1, promoted GSDMD cleavage, as well as induced pyroptosis. Altogether, targeting the inflammasomes could have therapeutic effects on leukemia.
Myeloproliferative neoplasms include polycythemia vera, essential thrombocythemia, and primary myelofibrosis. Analysis of patients showed that the IL-1 levels were increased in all three different types of myeloproliferative neoplasms. Moreover, JAK2V617F positive macrophages produced greater IL-1 and IL18 , which promoted the production and activation of neutrophils and the entry of leukocytes into lesion. Additionally, AIM2, IL , and caspase-1 were significantly increased in JAK2V617F positive cells. This data indicates that inflammasomes are vital
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
in the pathogenesis of myeloproliferative neoplasms. MDS describes a group of malignant preleukemic HSC malignancies resulting from abnormal and ineffective hematopoiesis. The activation of the NLRP3 inflammasome was suggested as contributing to MDS. The alarmin S100A9 could induce ROS generation, which subsequently activates the NLRP3 inflammasome, leading to IL- secretion and pyroptosis.
It has been reported that inflammasomes also play a role in lymphoma development. The NLRP3 inflammasomes are implicated in numerous cancers as a pro-tumorigenic factor. Patients with diffuse large B cell lymphoma (DLBCL) exhibit immunosuppression. This is characterized by significantly increased levels of IL-18 in lymphoma tissues, which is positively correlated with the expression of programmed death ligand 1 (PD-L1). PD-L1 is induced by NLRP3 inflammasome activation, and this reduces the proportion of cytotoxic T cells in DLBCL cell lines. However, in vivo blockade of the NLRP3 inflammasome inhibits lymphoma growth and suppresses anti-tumor immunity. This is achieved by decreasing the expression of PD-L1 in the tumor microenvironment and downregulating the proportion of PD-1/TIM-3-expressing T cells, regulatory T cells, myeloid-derived suppressor cells, and tumor-associated macrophages. It has been shown that the NLRP3 inflammasome regulates PD-L1 and immune cells to promote immunosuppression, while IL-18 negatively impacts anti-lymphoma immunity in vivo. Patients with Sjögren’s syndrome (SS) have hyperfunctioning P2X7R, which triggers acute inflammatory responses through the NLRP3 inflammasome. SS patients may develop mucosa-associated lymphoid tissue nonHodgkin’s lymphoma (MALT-NHL). P2X7R, NLRP3, caspase-1, and IL-18 expression were higher in patients with germinative centers and autoantibody-positive individuals and were significantly higher in patients who developed a MALT-NHL during followup. Primary cutaneous T cell lymphomas most commonly occur as mycosis fungoides (MF), NLRP1 expression was increased in the early stages of MF, whereas caspase , and IL-18 levels were increased during both the early and late stages of MF formation. Intriguingly, in cutaneous T cell lymphoma (CTCL), unassembled NLRP3 can translocate to the malignant cells nucleus, and bind to human IL-4 promoter to regulate the IL-4 expression, IL-4 can inhibit the NLRP3 inflammasome assembly. It has been discovered that infections caused by Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus (KSHV) in B and endothelial cells are linked to the development of Kaposi’s sarcoma and primary effusion B-cell lymphomas, respectively. During primary infection of KSHV in endothelial cells, B cells in Kaposi’s sarcoma endothelial and primary effusion B-cell lymphomas can secrete IL-1 and IL-18 upon caspase-1 activation. It has been found that IFI16 interacts with ASC, but not AIM2 or NLRP3, and subsequently procaspase-1, to form an effective inflammasome in KHSV. Another study reported that mutations in IL-18 (rs1946518) and NFкB-94 ins/del (rs28362491) promoted the susceptibility to B-cell NHL. Additionally, allele G in IL-18 was shown to be remarkably associated with the risk of lymphoma. These findings show that specific inflammasomes play different roles in lymphoma development.
Patients with systemic lupus erythematosus (SLE) suffer from disordered Th1/Th2 and Treg/Th17 balances, evidence has demonstrated that NLRP3, NLRP1, NLRC4, and AIM2 were involved in the regulation of Th1, Tfh, and Th17 cell-mediated immune responses. Leptin contributes to SLE development by activating the NLRP3 inflammasome and promoting Th17 cell differentiation in lupus erythematosus mice. SLE is identified by the presence of anti-dsDNA antibodies, which can be measured using an antinuclear (ANA) test. Additionally, in human monocytes, antidsDNA antibodies can activate the NLRP3 inflammasome and cause the secretion of IL-1 , further contributing to the pathogenesis of SLE. Research has shown that AIM2 can encourage the production of cells in patients with SLE. People
with SLE tend to have higher levels of AIM2 mRNA in their liver, PBMCs, and spleen than healthy individuals. AIM2 has also been found to help prevent SLE-inhibiting DNA-induced IFN signals. However, some studies suggest that AIM2 may contribute to the development of Th17 cells in SLE. In mice, inhibiting AIM2 expression has been found to greatly improve SLE symptoms. While there is research on the roles of NLRP3 and AIM2 in SLE, the functions of other inflammasomes in the disease are not yet fully understood.
Rheumatoid Arthritis (RA) is an autoimmune disease characterized by immune dysregulation and joint inflammation. Patients with RA have elevated levels of NLRP3 and IL-1 secretion in their peripheral blood mononuclear cells (PBMC), as well as an increase in IL-18 in their bronchoalveolar lavage fluid (BALF) if they have RA-recurrent interstitial pneumonia (RA-UIP). NLRP3 deficiency has been found to inhibit Th17 cell differentiation in RA patients, indicating that NLRP3 promotes the differentiation of Th17 cells, which can exacerbate inflammation. Mechanistically, calcium-sensitive receptors (CaSR) in RA patients can activate the NLRP3 inflammasome, releasing IL-1 and promoting joint swelling. PTX3 and complement C1q promote NLRP3 inflammasome hyperactivation and scorching in RA patients. Additionally, researchers are increasingly studying AIM2 inflammasomes as cytoplasmic receptors in RA. It was observed that the levels of serum AIM2 were lower in RA patients compared to healthy controls; however, ASC, caspase-1, and IL-1 levels were higher. Individuals diagnosed with RA have elevated levels of mDNA in their plasma and synovial tissue compared to healthy individuals. They also have a higher chance of activating AIM2 inflammasomes. In addition, the adjuvant arthritis rat model showed activation of the NLRP1 inflammasome. Monocytes from RA patients were found to have an increased expression of NLRC4. However, more research is needed to determine the exact role of inflammasomes and their association with the susceptibility and severity of RA.
The use of inflammasome-targeting therapy has emerged as a possible therapeutic strategy for blood and lymphatic system disorders. The associations between blood and lymphatic system disorders and the inflammasomes are active research areas. It is imperative to conduct further research to fully understand the role of inflammasomes in these disorders and to develop effective treatments for them.

Other disorders

In addition to the disease mentioned above, other disorders are associated with abnormal inflammasome activity, including gout, diabetes, and obesity. Gout is a common disorder characterized by the MSU crystals depositing in the articular and non-articular structures. MSU crystals are a typical DAMP that induced the NLRP3 inflammasome activation, and the IL-1 release is vital in the initiation of inflammatory gout attacks or flares. MSU stimulation resulted in decreased knee neutrophil infiltration in mice lacking critical components of inflammasomes (NLRP3, ASC, or caspase-1). An endogenous DAMP, cold-inducible RNAbinding protein, activates MSU-stimulated neutrophil infiltration via an NLRP3/ASC/caspase-1/IL-1 MyD88 pathway-mediated CXC-motif receptor 2-dependent process.
Diabetes type 2 (T2D) is a chronic inflammatory disease characterized by insulin resistance, upregulated circulating TNF, interleukin, and adipokines levels. IL-1 hinders insulin sensitivity by phosphorylating insulin receptor substrate-1, leading to the insulin-induced PI3K-Akt signaling disruption in insulin-targeted cells. Studies have shown that individuals with T2D have higher levels of NLRP3 inflammasome activity in their myeloid cells than those without the condition. Research conducted on mice without NLRP3, ASC, or caspase-1 genes has revealed that they exhibit better glucose tolerance and insulin sensitivity when consuming high-fat diets. A 37-amino-acid peptide
hormone, islet amyloid polypeptide, released by -cells along with insulin, can form an amyloid structure in the pancreatic islets of T2D patients. It has been found that endocannabinoids can trigger the production of IL-1 through the NLRP3 inflammasome via the peripheral CB1 receptor, which can result in the death of pancreatic -cells. In rat islets treated with anandamide, an endocannabinoid, levels of ASC and caspase-1 activation were increased, and IL-1 secretion was upregulated in mouse macrophage cell line RAW264 in an NLRP3-dependent manner. In addition, it has been found that saturated fatty acids can also trigger T2D by activating the NLRP3 inflammasome. The NLRP3 inflammasome can sense ceramide, which is a type of saturated fatty acid, leading to the activation of caspase-1 in mouse bone marrow-derived macrophages and epididymal adipose tissue explants. On the other hand, unsaturated fatty acids have been shown to enhance insulin sensitivity by decreasing the production of IL-1
Obesity is an adipocyte hypertrophy characterized in part by immune cell infiltration-induced adipose tissue expansion. Obesity can increase multiple metabolic disorders. In obese patients, NLRP3 and ASC/PYCARD expression is increased. Research has shown that the inhibition of IL-1 , but not IL-18, can enhance adipogenic gene expression. This indicates that caspase-1 plays a role in regulating adipogenesis through IL-1 . Studies have also revealed that caspase-1 is essential for the formation of adipose tissue. In mice that lacked caspase-1, there was a decrease in adipocyte size, a reduction in fat mass, an increase in the expression of adipogenic genes, and an improvement in insulin sensitivity. In addition, NLRP3-, ASC-, and caspase-1-deficient mice were found to be protected against obesity induced by a high-fat diet. Researchers also have shown that mice lacking IL18 developed obesity due to increased food intake. Further studies are needed to clarify the mechanism and accurate role of the inflammasomes and caspase-1 activation in adipocytes and the pathogenesis of obesity.

INFLAMMASOME-TARGETED THERAPY

Different inflammasomes are increasingly recognized in various diseases, thus targeting inflammasome signaling pathways has the potential to develop new strategies for therapeutic intervention (Fig. 5). Currently, the FDA-approved drugs primarily target inflammasome-related pathways rather than directly targeting inflammasomes themselves (Table 1). Thus, more researches, however, are being conducted in the development and evaluation of inflammasome-targeting therapies (Table 2).

Sensor protein modulation

In recent years, there has been significant interest in developing inhibitors of inflammasome sensor proteins as potential therapeutics for inflammatory diseases. Cytosolic DPP9 binds to NLRP1 C terminus and inhibits inflammasome activation. Recent studies have revealed that the NLRP3 inhibitor MCC950 can effectively inhibit the activation of NLRP3 by directly targeting its NACHT domain. Specifically, MCC950 has been shown to block the Walker B motif within the NACHT domain of NLRP3, thus preventing ATP hydrolysis by NLRP3. Tranilast is a drug used for allergies that can prevent NLRP3 assembly by binding directly to its NACHT domain and preventing it from forming. Doing this also stops direct interactions between NLRP3 molecules and disrupts their natural interaction with ASC. Another drug, CY-09, interacts with the NLRP3 Walker A motif and removes ATP bound to NLRP3 without affecting NLRP1 or NLRC4. N-benzyl 5-(4-sulfamoylben-zylidene-2-thioxothiazolidin-4-one analogs), which are hybrids of CY-09, selectively inhibit the formation of oligomer specks of NLRP3 and ASC. This reduces the assembly of the NLRP3 inflammasome. Oridonin interacts with Cys279 of the NLRP3 NACHT domain via a covalent bond, inhibiting NLRP3-NEK7 interactions
Fig. 5 Inhibitors of the inflammasomes and inflammasome-related pathways. Distinct inhibitors target NLRP1, NLRP3, AIM2, ASC, caspase-1, interleukin-1 , interleukin-18, or GSDMD to inhibit the inflammasome activation and subsequent pyroptosis and cytokine release. The figure was created with the assistance of FIGDRAW
Table 1. FDA approved inflammasome-related drugs and their applications
Drug name Target Year Initial applications Recent applications Most common adverse reactions BLA
Anakinra IL-1 2001 RA CAPS, DIRA Injection site reaction, worsening of rheumatoid arthritis, upper respiratory tract infection, headache, nausea, diarrhea, sinusitis, arthralgia, flu like-symptoms, and abdominal pain (incidence ) 103950
Rilonacept IL-1 2008 CAPS FCAS, MWS Injection-site reactions and upper respiratory tract infections 125249
Canakinumab IL-1 2009 CAPS FCAS, MWS Sopharyngitis, diarrhea, influenza, headache, and nausea 125319
RA rheumatoid arthritis, CAPS cryopyrin-associated periodic syndromes, DIRA deficiency of interleukin-1 receptor antagonist, FCAS Familial Cold Autoinflammatory Syndrome, MWS Muckle-Wells Syndrome
and attenuating the NLRP3 inflammasome activation. Tetrahydroquinoline, a synthesized compound, inhibits the NLRP3 inflammasome assembly and activation by binding to the NLRP3 NACHT domain and blocking ASC oligomerization. OLT1177, a -sulfonyl nitrile compound, binds to NLRP3 directly to inhibit its ATPase activity, as well as to suppress caspase-1 activity and IL-1 production in monocytes from patients with cryopyrin-associated periodic syndrome. OLT1177 demonstrated excellent safety and tolerability in the phase I trial in heart failure and reduced ejection fraction in patients. -Carotene binds to NLRP3’s PYD, suppressing NLRP3 inflammasome activation in macrophages induced by ATP, MSU crystals, and nigericin. 4-Methylenedioxy- -nitrostyrene binds to NACHT and LRR domains of NLRP3 to inhibit its ATPase activity. Lycorine disrupts the interaction of NLRP3 with ASC by targeting the PYD on Leu9, Leu50, and Thr53.
Anticancer agent tivantinib directly inhibits the NLRP3 ATPase activity and the subsequent assembly of the NLRP3 inflammasome complex. Bay 11-7082 was demonstrated to inhibit the ASC pyroptosome and the NLRP3 inflammasome organization via cysteine alkylation in the ATPase region of NLRP3. However, Bay 11-7082 also suppresses the IKK kinase activity, resulting in the modulation of NLRP3 expression via NF-кB pathway. 4hydroxynonenal, a lipid peroxidation product, disrupts the interaction between NLRP3 and NEK7 via directly binding NLRP3. NIC0102, an orally bioavailable proteasome inhibitor, promotes the NLRP3 polyubiquitination, disrupts the NLRP3-ASC interaction, and blocks ASC oligomerization, thus inhibiting activation of the NLRP3 inflammasome. INF39 suppresses the NEK7-NLRP3 interaction and, in turn, inhibits NLRP3-NLRP3 and NLRP3-ASC interactions, as well as ASC oligomerization and speckle formation.
PYD-only protein POP3, an inhibitor of AIM2 inflammasomes, competes with ASC for AIM2 recruitment. Obovatol, a bisphenol chemical, inhibits the ASC pyroptosome formation and suppresses the NLRP3 and AIM2 inflammasome. RGFP966, a selective inhibitor of histone deacetylases 3, regulates the AIM2 spatiotemporally. DNA aptamers, small single-stranded DNA or RNA molecules, have the potential to bind to AIM2 and suppress its inflammasome activity. Roxadustat (FG-4592) inhibits AIM2 in a CD73-dependent manner.
Recent research has found some products derived from medicinal plants or bioactive natural products can act as inhibitors of NLRP3 or AIM2 inflammasome. These will be valuable candidates for treating inflammasome-related diseases. Costunolide, the major active ingredient in the Chinese traditional medicinal herb Saussurea lappa, covalently binds to Cys598 in the NACHT domain of NLRP3 via the -methylene- -butyrolactone motif in costunolide. This inhibits NLRP3 ATPase activity and NLRP3 inflammasome assembly. EFLA-945, an extract from red grapevine leaf, limits the DNA entry into THP-1-derived macrophages, thus inhibiting the AIM2 inflammasome activation. Ethanolic extracts derived from seeds of Cornus officinalis suppress AIM2 speck formation induced by dsDNA.

ASC modulation

As ASC is the adaptor protein of canonical inflammasomes, targeting ASC could also regulate inflammasome activation. J114, a chemical compound, disrupted interactions of NLRP3 or AIM2 with ASC and suppressed ASC oligomerization. It has been found that Caffeic acid phenethyl ester (CAPE) can directly bind to ASC, thereby preventing NLRP3-ASC interactions that are triggered by MSU crystals. A study involving a mouse model of gouty arthritis induced by MSU crystals showed that oral administration of CAPE resulted in a decrease in caspase-1 activation and IL-1 release in foot tissue and air pouch exudate. VHHASC, a type of alpaca single-domain antibody, impairs interactions between ASC and CARD by leaving the PYD of ASC functional, and by stabilizing an intermediate filament of inflammasome activation. Lonidamine, a small-molecule glycolysis inhibitor, directly binds to ASC and inhibits its oligomerization. Dehydrocostus lactone, a main component of traditional Chinese medicine Saussurea lappa, blocked the ASC oligomerization. Sulforaphane may directly disrupt the formation of NLRP3 via suppressing ASC or Caspase-1. Brevilin A, a natural ingredient derived from Centipeda minima, decreases the NLRP3 inflammasome activation by blocking the ASC oligomerization. 1,2,4-trimethoxybenzene, an active ingredient obtained from essential oils, inhibited ASC oligomerization as well as proteinprotein interaction between NLRP3 and ASC.

Caspase modulation

Recently, the pharmaceutical industry has focused on developing inhibitors of caspase-1 protease, a component of all canonical inflammasomes. A substance called VX-765, also known as belnacasan, can help lessen the severity of AD by selectively inhibiting caspase-1. This is achieved through the covalent modification of catalytic cysteine residues. In addition, VX-765 has been found to improve cognitive impairments associated with AD and preserve ventricular functions, thereby ameliorating myocardial infarction in mice. Unfortunately, long-term exposure to VX765 in animals has been shown to cause hepatotoxicity, preventing further development of the substance. Sennoside A, an ingredient in dietary supplements and weight-loss medicines, inhibits the enzymatic activity of caspase-1 to downregulate the NLRP3 and AIM2 inflammasome-involved inflammation dependent on P2X7. Pralnacasan, an orally absorbed nonpeptide compound, can inhibit caspase-1. Pralnacasan was shown to reduce joint damage in a collagenase-induced osteoarthritis mouse model, suggesting it could be used to treat
osteoarthritis. Pralnacasan has also been shown to attenuate dextran sulfate sodium-induced murine colitis with little to no side effects.

IL-1/IL-18 modulators

IL-1 and IL-18 are the major inflammasome-activated inflammatory cytokines and play a significant role in the pathogenesis of several diseases. The biological anti-IL-1 agents have been approved for clinical application. Anakinra is a type of medication used to treat inflammatory diseases. It works as a recombinant interleukin-1 receptor antagonist. Patients with RA who are treated with anakinra experience a decrease in disease activity. A small randomized trial conducted at multiple centers found that anakinra significantly improved inflammatory and glycemic parameters in patients with both RA and T2D (NCT02236481). Canakinumab, which is a monoclonal antibody that targets human anti-IL- , has been approved by the US FDA and the European Medicines Agency as a treatment for cryopyrin-associated periodic syndromes. In a randomized, double-blind trial, canakinumab was found to be effective in reducing the recurrence rate of cardiovascular events compared to control group. Notably, anakinra requires more frequent injections and has a shorter halflife of only . Canakinumab, on the other hand, has a longer half-life of 26 days and has been shown in a randomized, doubleblind clinical trial to provide better treatment response and increased safety for patients with active RA (NCT00784628). Rilonacept, an IL-1 inhibitor (IL-1 Trap) that is mainly used for the treatment of gout in children, was recently approved for a phase 3 trial in recurrent pericarditis. Gevokizumab, an IL-1 binding protein, possesses unique allosteric modulating properties. Patients with inflammatory and other diseases may benefit from gevokizumab.
IL-18 blockers are currently under investigation through clinical trials as well. One of these blockers is GSK1070806, which is a recombinant human IL-18 neutralizing antibody. A phase 1 clinical study was conducted on healthy and obese males with normal immune systems to determine the safety, efficacy, and antibody metabolism rate of GSK1070806. The study showed that GSK1070806 was generally well-tolerated, with positive results.

GSDMD modulators

GSDMD is the principal mediator of pyroptosis and directly triggers pyroptosis when inflammasomes are activated, making it a potential target for treating inflammasome-related diseases. Disulfiram is a drug that has been approved by the FDA for treating alcoholism. It works as an inhibitor of pore formation that is induced by GSDMD. This drug also blocks pore formation by covalently modifying Cys191/Cys192 in human/mouse GSDMD. When mice are treated with disulfiram, they show reduced pyroptosis, cytokine release, and LPS-induced septic death. It has been discovered that Necrosulfonamide can prevent the clustering of GSDMD by attaching to the Cys191 amino acid in GSDMD. This, in turn, reduces the incidence of neuronal pyroptosis triggered by in vivo. Additionally, Dimethyl fumarate can also impede GSDMD clustering and oligomerization. Further research is required to investigate the potential of GSDMD inhibitors for treating various ailments.

Other modulators

In addition to the methods mentioned, other substances can affect inflammasomes by targeting the signaling pathways related to inflammasome activation. One of these substances, JC2-11, is a type of benzylideneacetophenone derivative that has shown promise as a potential pan-inflammasome inhibitor. Early research suggests that it can prevent caspase-1 cleavage, IL-1 release, GSDMD cleavage, and the production of mROS. Licochalcone B, a component of licorice, binds to NEK7 to suppress NLRP3 inflammasome activation by decreasing the interaction between
Table 2. Clinical trials of inflammasome pathway related drugs
NCT number Drug name Target Conditions Study Type and/or phase Enrollment Arms Study completion date
NCT05658575 OLT1177 NLRP3 Acute gout fare, gout attack, gout flare, gouty arthritis, gout arthritis, joint pain Interventional, Phase2/3 300
A: Dapansutrile (also called OLT1177)
B: Placebo Tablet
2023-10
NCT04540120 OLT1177 NLRP3 Covid19, cytokine release syndrome Interventional, Phase2 49
A: OLT1177
Capsules
B: Placebo Capsules
2022-07
NCT03595371 OLT1177 NLRP3 Schnitzler syndrome Interventional, Phase2 10
A: OLT1177
Capsules
2023-02
NCT02104050 OLT1177 NLRP3 Osteoarthritis, pain Interventional, Phase 2 202
A: OLT1177 gel
B: Placebo gel
2015-08
NCT01768975 OLT1177 NLRP3 Osteoarthritis of the Knee Interventional, Phase 2 79
A: OLT1177 gel
B: Placebo gel
2013-08
NCT03534297 OLT1177 NLRP3 Systolic Heart Failure Interventional, Phase 1 30
A: OLT1177
Capsules
B: Placebo Capsules
2019-11
NCT02134964 OLT1177 NLRP3 Healthy Interventional, Phase 1 35
A: OLT1177
Capsules
B: Placebo Capsules
2014-12
NCT01636141 OLT1177 NLRP3 Healthy Interventional, Phase 1 36
A: OLT1177 gel
B: Placebo gel
2012-08
NCT05130892 Colchicine, tranilast, and oridonin NLRP3 NLRP3, high-sensitivity Creactive protein, percutaneous coronary intervention Interventional, Phase 4 132
A: Colchicine group
B: Tranilast group
C: Oridonin group
D: Non-intervention group
2023-02
NCT05855746 Colchicine NLRP3 Acute Myocarditis Interventional, Phase 3 300
A: Colchicine
B: Placebo
2027-06
NCT05734612 Colchicine NLRP3 Reperfusion injury, myocardial Interventional, Phase 3 80
A: Colchicine
B: Placebo
2023-03
NCT04322565 Colchicine NLRP3 Coronavirus infections, viral pneumonia Interventional, Phase 2 193
A: Colchicine
B: Standard of care
2021-10
NCT04867226 Colchicine Coronavirus infection Interventional, Phase 2 100
A: Colchicine drug
B: Usual care
2021-06
NCT05118737 Colchicine COVID-19 pneumonia Interventional, early Phase 1 230
A: Colchicine
B: Control
2022-08
NCT03923140 Tranilast Cryopyrin-Associated Periodic Syndromes Interventional, Phase 2 71 A: Tranilast 2024-10
NCT01109121 Tranilast Moderate to severe gout, hyperuricemia Interventional, Phase 2 112
A: Allopurinol 400 mg QD
B: Tranilast 300 mg QD + Allopurinol 400 mg QD
C: Tranilast 300 mg QD + Allopurinol 600 mg QD
2011-01
NCT04047095 -Carotene Cardiac Surgery Interventional 55
A : normal meal plus one sachet immune nutrients at 8 a.m., 1 p.m. and 6 p.m.
B: normal meal at 8 a.m., 1 p.m. and 6 p.m.
2021-10
NCT03005496 -Carotene PreTerm birth Interventional, Phase 4 56 2017-06
Table 2. continued
NCT03842709 Pramipexole NLRP3 Chronic Pain
A: Nifedipin + Dexamethasone + Zinc -Carotene + Vitamin D3
B: Nifedipin + Dexamethasone
Interventional, early Phase 1 45
A: Pramipexole Oral Tablet
B: Placebo
2021-02
NCT02375685 Gevokizumab IL-1 Chronic Uveitis Interventional, early Phase 3 71 A: Gevokizumab 2015-11
NCT01965145 Gevokizumab IL-1 Behcet’s Uveitis Interventional, Phase 3 84
A: Gevokizumab
B: Placebo
2015-09
NCT01835132 Gevokizumab IL-1 Scleritis Interventional, Phase 1/2 8 A: Gevokizumab 2016-02
NCT01211977 Gevokizumab IL-1 Muckle Wells Syndrome, autoinflammatory, Behcet’s Disease Interventional, Phase 1/2 21 Not provided 2011-04
NCT02723786 GSK1070806 IL-18 Kidney transplantation Interventional, Phase 2 7 A: GSK1070806 2018-03
NCT01648153 GSK1070806 IL-18 Diabetes Mellitus Interventional, Phase 2 37
A: GSK1070806
B: GSK1070806
C: Placebo (Saline)
2014-01
NCT03522662 GSK1070806 IL-18 Behcet’s Disease Interventional, Phase 2 12 A: GSK1070806 2020-04
NCT05590338 GSK1070806 IL-18 Dermatitis, atopic Interventional, Phase 1 38
A: GSK1070806, intravenous (IV) infusion
B: GSK1070806, IV bolus
C: Placebo
2023-12
NCT01035645 GSK1070806 IL-18 Inflammatory bowel diseases Interventional, Phase 1 78
A: GSK1070806
B: Placebo
2012-07
NCT04485130 Disulfiram IL-18 Covid19 Interventional, Phase 2 11
A: Disulfiram
B: Placebo
2022-02
NCT02561481 Sulforaphane NLRP3 inflammasome activation pathway Autism spectrum disorder Interventional, Phase 1/2 60
A: Sulforaphane
B: Placebo
2020-01
NCT04972188 ZYIL1 NLRP3 inflammasome pathway Healthy Interventional, Phase 1 18 A: ZYIL1 Capsule 2021-10
NCT04731324 ZYIL1 NLRP3 inflammasome pathway Healthy Interventional, Phase 1 30 A: ZYIL1 Capsule 2021-06
NCT04409522 Melatonin NLRP3 inflammasome pathway COVID-19 Interventional 55
A: Melatonin
B: The usual treatment
2020-09
NCT05567068 Atorvastatin mTOR/NLRP3 inflammasome pathway Inflammatory Bowel Diseases Interventional, Phase 2 44
A: Atorvastatin 80 mg
B: Mesalamine
2027-09
NCT05781698 Fenofibrate mTOR/NLRP3 inflammasome pathway Inflammatory Bowel Diseases Interventional, Phase 2 60
A: Mesalamine
B: Mesalamine + Fenofibrate
2024-06
NCT 05276895 Glycyrrhizin NLRP3 inflammasome activation and NF- signaling pathway Osteoarthritis Interventional 60
A: Quercetin + Fisetin
B: Quercetin + Fisetin + Glycyrrhizin
C: Placebo
2024-12
NLRP3 and NEK7. Furthermore, pristimerin and ginsenoside Rg3 prevent the interaction between NEK7 and NLRP3, leading to reduced interaction between NLRP3 and ASC, decreased ASC oligomerization, and ultimately, reduced speckle formation. Methyl gallate inhibits the NLRP3 inflammasome assembly by blocking the ROS over-generation and NLRP3 oligomerization. 5-androstenediol promotes NF-кВ signaling and suppresses inflammasome-mediated pyroptosis. Riboflavin downregulates mROS production and mDNA release, thus inhibiting the NLRP3 inflammasome assembly. Dihydroartemisinin induces autophagy to inhibit the AIM2 inflammasome and NF-kB/HIF-1a/VEGF pathways. ML365, the most potent TWIK2 channel blocker, inhibits ATP-induced NLRP3 inflammasome. Curcumin downregulates NLRP1, caspase-1, GSDMD, and IL-1 in oxygen-glucose deprivation and middle cerebral artery occlusion models. Clinical trials found that N -acetylcysteine, an antioxidant and anti-inflammatory reagent, can reduce macrophagic expression of NLRP3, decrease IFN- production in NK cells, and subsequently reduce the synthesis and release of IL-18. Glucocorticoids are widely used in treating COPD and AECOPD. A new antiinflammatory drug, 17-oxo-DHA, when combined with hormones can inhibit the activation of the NLRP3 inflammasome and the release of mature IL-1 Despite attempts to treat COPD patients with therapies targeting inflammasome-related effectors at moderate to severe stages, some randomized clinical trials have not shown significant benefits. For example, when COPD patients were infused with a human anti-IL- monoclonal antibody called canakinumab for 45 weeks, their forced expiratory volume in 1 s and forced vital capacity did not improve when compared to a placebo group. These results suggest that targeting inflammasome-related effectors may not have the desired effects. Therefore, large-scale, well-designed studies are necessary to draw a definitive conclusion. There are also some therapeutic candidates that are capable of inhibiting inflammasome activation but their mechanism is not currently understood. Fimasartan, phenolic and quinonemethide nor-triterpenes, dihydrotanshinone I, aryl sulfonamide derivatives, and tertiary sulfonylurea compounds could inhibt the NLRP3 or AIM2 inflammasome activation.

CONCLUSIONS

Inflammasomes play an irreplaceable role in multiple diseases. Understanding the mechanisms of activation and assembly of different inflammasomes and their functions in various conditions will provide valuable insights for effective intervention strategies in the future. This review introduced different inflammasomes, their structures, activation mechanisms, how they impact various diseases, and the potential therapeutic targets and intervention strategies. Inflammasomes are multiprotein complexes that play a vital role in regulating inflammatory and immune responses. Various types of inflammasomes have been identified, each characterized by different protein components. Understanding the distinct architectures of these inflammasomes is essential for elucidating their specific functions and developing targeted therapies for inflammatory diseases. Advanced structural studies on different inflammasomes have provided us with a brand-new perspective and approach to studying the mechanisms of inflammation activation. Inflammasome activation is associated with a conformation change of different sensor proteins, and the inflammasome assembly via homotypic interactions. Different inflammasomes are activated by specific stimuli, which trigger their assembly and the activation of caspase-1, leading to the maturation of proinflammatory cytokines like IL-1 and IL-18. The canonical pathway triggers inflammasome activation in response to a two-step process. The first step involves the activation of PRRs which detect PAMPs or DAMPs and activate NF-kB to induce transcription of NLRP3 and proinflammatory cytokines. Once NLRP3 has been upregulated, the second step involves the
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
assembly of the inflammasome complex and subsequent caspase-1 activation. The non-canonical pathway of inflammasome activation is triggered by the activation of caspase-4 or -5 (caspase11 in mice) in response to cytosolic LPS from Gram-negative bacteria. Caspase- cleaves GSDMD, leading to the release of proinflammatory cytokines and pyroptosis. Alternative pathways include the activation of inflammasomes by other PRRs like RIG-Ilike receptors (RLRs) or DNA sensors like AIM2. These pathways involve different inflammasome components and mechanisms for their activation. Understanding the different inflammasome activation pathways helps develop potential therapies for multiple diseases. New research has made important strides in comprehending how certain inflammasomes contribute to various human ailments. This knowledge can be useful in discovering fresh treatments for metabolic, neurodegenerative, and inflammatory conditions. It is essential to identify the roles of specific inflammasomes in systemic diseases, so that targeted therapeutic approaches can be developed to regulate their activities and reduce inflammation. The identification of therapeutic targets and the creation of inflammasome-targeted strategies have yielded encouraging results in both lab and clinical trials.
There are still many unanswered questions in the research field of inflammasomes. The activation of inflammasomes has different pathways, including canonical and non-canonical, with multiple processes involved. The intricate process of inflammasome activation also involves multiple signaling pathways. Understanding these mechanisms fully remains a challenge. Although there are some inhibitors available, the development of highly selective and potent inhibitors targeting specific inflammasome components is still in progress. Additionally, the regulatory mechanisms controlling inflammasome activity and its interplay with other immune pathways, such as autophagy and cytokine signaling, are not fully understood. Animal models used to study inflammasome-related diseases may not fully replicate human physiology, making it difficult to apply findings from animal models to human clinical settings. Moreover, it can be difficult to determine the specific contributions of different inflammasomes in disease states due to their overlapping functions. While inflammasomes have been linked to various diseases, the use of inflammasome-targeted therapies in clinical practice is currently limited. Further research is required to bridge this gap and enhance our knowledge of inflammasome biology. This could lead to the development of safe and effective treatments that modulate inflammasome activity in disease settings. More investigations are necessary to fully understand the role of inflammasomes in disease pathogenesis and to address any controversies. As research in this area continues, we can expect to see better clinical outcomes and a greater understanding of the relationship between inflammation and human diseases.

ACKNOWLEDGEMENTS

This work was supported by the Key Laboratory of Alzheimer’s Disease of Zhejiang Province (ZJAD-2021004), the National Natural Science Foundation of China (82201576), Beijing Hospitals Authority Youth Programme (QML20210804) and Beijing Medical Research 2021-8 (YZ); and the National Natural Science Foundation of China and 82293642) to WS. WS was the Canada Research Chair in Alzheimer’s Disease.

AUTHOR CONTRIBUTIONS

JY and WS conceived and designed this project. JY and KS wrote the draft of the manuscript. JY, KS, ZW and YZ did the literature search and review. WS and YZ revised the manuscript and supervised the project. All authors have read and approved the article.

ADDITIONAL INFORMATION

Competing interests: The authors declare no competing interests.
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
22

REFERENCES

  1. Taguchi, T. & Mukai, K. Innate immunity signalling and membrane trafficking. Curr. Opin. Cell Biol. 59, 1-7 (2019).
  2. Hanazawa, S. et al. Functional role of interleukin 1 in periodontal disease: induction of interleukin 1 production by Bacteroides gingivalis lipopolysaccharide in peritoneal macrophages from and mice. Infect. Immun. 50, 262-270 (1985).
  3. Martinon, F., Burns, K. & Tschopp, J. The inflammasome: a molecular platform triggering activation of inflammatory caspases and processing of proll-beta. Mol. Cell 10, 417-426 (2002).
  4. Watson, R. W., Rotstein, O. D., Parodo, J., Bitar, R. & Marshall, J. C. The IL-1 betaconverting enzyme (caspase-1) inhibits apoptosis of inflammatory neutrophils through activation of IL-1 beta. J. Immunol. 161, 957-962 (1998).
  5. Dinarello, C. A. Unraveling the NALP-3/IL-1beta inflammasome: a big lesson from a small mutation. Immunity 20, 243-244 (2004).
  6. Inohara, N. et al. Nod1, an Apaf-1-like activator of caspase-9 and nuclear factorkappaB. J. Biol. Chem. 274, 14560-14567 (1999).
  7. Ogura, Y. et al. Nod2, a Nod1/Apaf-1 family member that is restricted to monocytes and activates NF-kappaB. J. Biol. Chem. 276, 4812-4818 (2001).
  8. Wagner, R. N., Proell, M., Kufer, T. A. & Schwarzenbacher, R. Evaluation of Nodlike receptor (NLR) effector domain interactions. PLoS One 4, e4931 (2009).
  9. Hornung, V. et al. AIM2 recognizes cytosolic dsDNA and forms a caspase-1activating inflammasome with ASC. Nature 458, 514-518 (2009).
  10. Roberts, T. L. et al. HIN-200 proteins regulate caspase activation in response to foreign cytoplasmic DNA. Science 323, 1057-1060 (2009).
  11. Cartwright, N. et al. Selective NOD1 agonists cause shock and organ injury/ dysfunction in vivo. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 175, 595-603 (2007).
  12. Proell, M., Riedl, S. J., Fritz, J. H., Rojas, A. M. & Schwarzenbacher, R. The Nod-like receptor (NLR) family: a tale of similarities and differences. PLoS One 3, e2119 (2008).
  13. Sutterwala, F. S. et al. Immune recognition of Pseudomonas aeruginosa mediated by the IPAF/NLRC4 inflammasome. J. Exp. Med 204, 3235-3245 (2007).
  14. Agostini, L. et al. NALP3 forms an IL-1beta-processing inflammasome with increased activity in Muckle-Wells autoinflammatory disorder. Immunity 20, 319-325 (2004).
  15. Elinav, E. et al. NLRP6 inflammasome regulates colonic microbial ecology and risk for colitis. Cell 145, 745-757 (2011).
  16. Khare, S. et al. An NLRP7-containing inflammasome mediates recognition of microbial lipopeptides in human macrophages. Immunity 36, 464-476 (2012).
  17. Zhu, S. et al. Nlrp9b inflammasome restricts rotavirus infection in intestinal epithelial cells. Nature 546, 667-670 (2017).
  18. Maharana, J. Elucidating the interfaces involved in CARD-CARD interactions mediated by NLRP1 and Caspase-1 using molecular dynamics simulation. J. Mol. Graph Model 80, 7-14 (2018).
  19. Mayor, A., Martinon, F., De Smedt, T., Petrilli, V. & Tschopp, J. A crucial function of SGT1 and HSP90 in inflammasome activity links mammalian and plant innate immune responses. Nat. Immunol. 8, 497-503 (2007).
  20. de Alba, E. Structure and interdomain dynamics of apoptosis-associated specklike protein containing a CARD (ASC). J. Biol. Chem. 284, 32932-32941 (2009).
  21. Lu, A. et al. Unified polymerization mechanism for the assembly of ASCdependent inflammasomes. Cell 156, 1193-1206 (2014).
  22. Kostura, M. J. et al. Identification of a monocyte specific pre-interleukin 1 beta convertase activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86, 5227-5231 (1989).
  23. He, W. T. et al. Gasdermin D is an executor of pyroptosis and required for interleukin-1beta secretion. Cell Res 25, 1285-1298 (2015).
  24. Albrecht, M., Choubey, D. & Lengauer, T. The HIN domain of IFI-200 proteins consists of two OB folds. Biochem. Biophys. Res Commun. 327, 679-687 (2005).
  25. Fernandes-Alnemri, T., Yu, J. W., Datta, P., Wu, J. & Alnemri, E. S. AIM2 activates the inflammasome and cell death in response to cytoplasmic DNA. Nature 458, 509-513 (2009).
  26. Veeranki, S., Duan, X., Panchanathan, R., Liu, H. & Choubey, D. IFI16 protein mediates the anti-inflammatory actions of the type-l interferons through suppression of activation of caspase-1 by inflammasomes. PLoS One 6, e27040 (2011).
  27. Damiano, J. S., Newman, R. M. & Reed, J. C. Multiple roles of CLAN (caspaseassociated recruitment domain, leucine-rich repeat, and NAIP CIIA HET-E, and TP1-containing protein) in the mammalian innate immune response. J. Immunol. 173, 6338-6345 (2004).
  28. Choubey, D. et al. Interferon-inducible p200-family proteins as novel sensors of cytoplasmic DNA: role in inflammation and autoimmunity. J. Interferon Cytokine Res 30, 371-380 (2010).
  29. Davis, B. K. et al. Cutting edge: NLRC5-dependent activation of the inflammasome. J. Immunol. 186, 1333-1337 (2011).
  30. Kempster, S. L. et al. Developmental control of the Nlrp6 inflammasome and a substrate, IL-18, in mammalian intestine. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 300, G253-263, (2011).
  31. Marleaux, M., Anand, K., Latz, E. & Geyer, M. Crystal structure of the human NLRP9 pyrin domain suggests a distinct mode of inflammasome assembly. FEBS Lett. 594, 2383-2395 (2020).
  32. Hiller, S. et al. NMR structure of the apoptosis- and inflammation-related NALP1 pyrin domain. Structure 11, 1199-1205 (2003).
  33. Finger, J. N. et al. Autolytic proteolysis within the function to find domain (FIIND) is required for NLRP1 inflammasome activity. J. Biol. Chem. 287, 25030-25037 (2012).
  34. Jin, T., Curry, J., Smith, P., Jiang, J. & Xiao, T. S. Structure of the NLRP1 caspase recruitment domain suggests potential mechanisms for its association with procaspase-1. Proteins 81, 1266-1270 (2013).
  35. Robert Hollingsworth, L. et al. Mechanism of filament formation in UPApromoted CARD8 and NLRP1 inflammasomes. Nat. Commun. 12, 189 (2021).
  36. Gong, Q. et al. Structural basis for distinct inflammasome complex assembly by human NLRP1 and CARD8. Nat. Commun. 12, 188 (2021).
  37. Xu, Z. et al. Homotypic CARD-CARD interaction is critical for the activation of NLRP1 inflammasome. Cell Death Dis. 12, 57 (2021).
  38. D’Osualdo, A. et al. CARD8 and NLRP1 undergo autoproteolytic processing through a ZU5-like domain. PLoS One 6, e27396 (2011).
  39. Huang, M. et al. Structural and biochemical mechanisms of NLRP1 inhibition by DPP9. Nature 592, 773-777 (2021).
  40. Moecking, J. et al. NLRP1 variant M1184V decreases inflammasome activation in the context of DPP9 inhibition and asthma severity. J. Allergy Clin. Immunol. 147, 2134-2145.e2120 (2021).
  41. Moecking, J. et al. Inflammasome sensor NLRP1 disease variant M1184V promotes autoproteolysis and DPP9 complex formation by stabilizing the FIIND domain. J. Biol. Chem. 298, 102645 (2022).
  42. Rahman, T. et al. NLRP3 sensing of diverse inflammatory stimuli requires distinct structural features. Front Immunol. 11, 1828 (2020).
  43. Sahoo, B. R. et al. A conformational analysis of mouse Nalp3 domain structures by molecular dynamics simulations, and binding site analysis. Mol. Biosyst. 10, 1104-1116 (2014).
  44. Brinkschulte, R. et al. ATP-binding and hydrolysis of human NLRP3. Commun. Biol. 5, 1176 (2022).
  45. Samson, J. M. et al. Computational Modeling of NLRP3 Identifies Enhanced ATP Binding and Multimerization in Cryopyrin-Associated Periodic Syndromes. Front Immunol. 11, 584364 (2020).
  46. Bae, J. Y. & Park, H. H. Crystal structure of NALP3 protein pyrin domain (PYD) and its implications in inflammasome assembly. J. Biol. Chem. 286, 39528-39536 (2011).
  47. Oroz, J., Barrera-Vilarmau, S., Alfonso, C., Rivas, G. & de Alba, E. ASC pyrin domain self-associates and binds NLRP3 protein using equivalent binding interfaces. J. Biol. Chem. 291, 19487-19501 (2016).
  48. Hochheiser, I. V. & Geyer, M. An assay for the seeding of homotypic pyrin domain filament transitions. Methods Mol. Biol. 2523, 197-207 (2022).
  49. Isazadeh, M. et al. Split-luciferase complementary assay of NLRP3 PYD-PYD interaction indicates inflammasome formation during inflammation. Anal. Biochem 638, 114510 (2022).
  50. Hochheiser, I. V. et al. Directionality of PYD filament growth determined by the transition of NLRP3 nucleation seeds to ASC elongation. Sci. Adv. 8, eabn7583 (2022).
  51. Tapia-Abellan, A. et al. Sensing low intracellular potassium by NLRP3 results in a stable open structure that promotes inflammasome activation. Sci. Adv. 7, eabf4468 (2021).
  52. Andreeva, L. et al. NLRP3 cages revealed by full-length mouse NLRP3 structure control pathway activation. Cell 184, 6299-6312.e6222 (2021).
  53. Ohto, U. et al. Structural basis for the oligomerization-mediated regulation of NLRP3 inflammasome activation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 119, e2121353119 (2022).
  54. Hoss, F. et al. Alternative splicing regulates stochastic NLRP3 activity. Nat. Commun. 10, 3238 (2019).
  55. Ehtesham, N. et al. Three functional variants in the NLRP3 gene are associated with susceptibility and clinical characteristics of systemic lupus erythematosus. Lupus 30, 1273-1282 (2021).
  56. Zhou, L. et al. Excessive deubiquitination of NLRP3-R779C variant contributes to very-early-onset inflammatory bowel disease development. J. Allergy Clin. Immunol. 147, 267-279 (2021).
  57. Dessing, M. C. et al. Donor and recipient genetic variants in NLRP3 associate with early acute rejection following kidney transplantation. Sci. Rep. 6, 36315 (2016).
  58. Ozturk, K. H. & Unal, G. O. Novel splice-site variants c.393G>A, c.278_2A>G in exon 2 and Q705K variant in exon 3 of NLRP3 gene are associated with bipolar I disorder. Mol. Med. Rep. 26, 293 (2022).
  59. Chauhan, D. et al. GSDMD drives canonical inflammasome-induced neutrophil pyroptosis and is dispensable for NETosis. EMBO Rep. 23, e54277 (2022).
  60. Hu, Z. et al. Crystal structure of NLRC4 reveals its autoinhibition mechanism. Science 341, 172-175 (2013).
  61. Poyet, J. L. et al. Identification of Ipaf, a human caspase-1-activating protein related to Apaf-1. J. Biol. Chem. 276, 28309-28313 (2001).
  62. Yang, J. et al. Sequence determinants of specific pattern-recognition of bacterial ligands by the NAIP-NLRC4 inflammasome. Cell Discov. 4, 22 (2018).
  63. Yang, X. et al. Structural basis for specific flagellin recognition by the NLR protein NAIP5. Cell Res. 28, 35-47 (2018).
  64. Paidimuddala, B. et al. Mechanism of NAIP-NLRC4 inflammasome activation revealed by cryo-EM structure of unliganded NAIP5. Nat. Struct. Mol. Biol. 30, 159-166 (2023).
  65. Tenthorey, J. L., Kofoed, E. M., Daugherty, M. D., Malik, H. S. & Vance, R. E. Molecular basis for specific recognition of bacterial ligands by NAIP/NLRC4 inflammasomes. Mol. Cell 54, 17-29 (2014).
  66. Kofoed, E. M. & Vance, R. E. Innate immune recognition of bacterial ligands by NAIPs determines inflammasome specificity. Nature 477, 592-595 (2011).
  67. Zhang, L. et al. Cryo-EM structure of the activated NAIP2-NLRC4 inflammasome reveals nucleated polymerization. Science 350, 404-409 (2015).
  68. Hu, Z. et al. Structural and biochemical basis for induced self-propagation of NLRC4. Science 350, 399-404 (2015).
  69. Halff, E. F. et al. Formation and structure of a NAIP5-NLRC4 inflammasome induced by direct interactions with conserved N – and C-terminal regions of flagellin. J. Biol. Chem. 287, 38460-38472 (2012).
  70. Diebolder, C. A., Halff, E. F., Koster, A. J., Huizinga, E. G. & Koning, R. I. Cryoelectron tomography of the NAIP5/NLRC4 inflammasome: Implications for NLR activation. Structure 23, 2349-2357 (2015).
  71. Li, Y. et al. Cryo-EM structures of ASC and NLRC4 CARD filaments reveal a unified mechanism of nucleation and activation of caspase-1. Proc. Natl Acad. Sci. USA 115, 10845-10852 (2018).
  72. Lu, A. et al. Molecular basis of caspase-1 polymerization and its inhibition by a new capping mechanism. Nat. Struct. Mol. Biol. 23, 416-425 (2016).
  73. Matyszewski, M. et al. Cryo-EM structure of the NLRC4(CARD) filament provides insights into how symmetric and asymmetric supramolecular structures drive inflammasome assembly. J. Biol. Chem. 293, 20240-20248 (2018).
  74. Wang, L. et al. A novel mutation in the NBD domain of NLRC4 causes mild autoinflammation with recurrent urticaria. Front Immunol. 12, 674808 (2021).
  75. Canna, S. W. et al. An activating NLRC4 inflammasome mutation causes autoinflammation with recurrent macrophage activation syndrome. Nat. Genet 46, 1140-1146 (2014).
  76. Chear, C. T. et al. A novel de novo NLRC4 mutation reinforces the likely pathogenicity of specific LRR domain mutation. Clin. Immunol. 211, 108328 (2020).
  77. Ionescu, D. et al. First description of late-onset autoinflammatory disease due to somatic NLRC4 mosaicism. Arthritis Rheumatol. 74, 692-699 (2022).
  78. Moghaddas, F. et al. Autoinflammatory mutation in NLRC4 reveals a leucine-rich repeat (LRR)-LRR oligomerization interface. J. Allergy Clin. Immunol. 142, 1956-1967.e1956 (2018).
  79. Steiner, A. et al. Recessive NLRC4-autoinflammatory disease reveals an ulcerative colitis locus. J. Clin. Immunol. 42, 325-335 (2022).
  80. Raghawan, A. K., Ramaswamy, R., Radha, V. & Swarup, G. HSC70 regulates coldinduced caspase-1 hyperactivation by an autoinflammation-causing mutant of cytoplasmic immune receptor NLRC4. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 116, 21694-21703 (2019).
  81. Lu, A., Kabaleeswaran, V., Fu, T., Magupalli, V. G. & Wu, H. Crystal structure of the F27G AIM2 PYD mutant and similarities of its self-association to DED/DED interactions. J. Mol. Biol. 426, 1420-1427 (2014).
  82. Jin, T. et al. Structures of the HIN domain:DNA complexes reveal ligand binding and activation mechanisms of the AIM2 inflammasome and IFI16 receptor. Immunity 36, 561-571 (2012).
  83. Matyszewski, M. et al. Distinct axial and lateral interactions within homologous filaments dictate the signaling specificity and order of the AIM2-ASC inflammasome. Nat. Commun. 12, 2735 (2021).
  84. Wang, H., Yang, L. & Niu, X. Conformation switching of AIM2 PYD domain revealed by NMR relaxation and MD simulation. Biochem Biophys. Res Commun. 473, 636-641 (2016).
  85. Morrone, S. R. et al. Assembly-driven activation of the AIM2 foreign-dsDNA sensor provides a polymerization template for downstream ASC. Nat. Commun. 6, 7827 (2015).
  86. Lu, A. et al. Plasticity in PYD assembly revealed by cryo-EM structure of the PYD filament of AIM2. Cell Discov. 1, 15013 (2015).
  87. Liao, J. C. et al. Interferon-inducible protein 16: insight into the interaction with tumor suppressor p53. Structure 19, 418-429 (2011).
  88. Ni, X. et al. New insights into the structural basis of DNA recognition by HINa and HINb domains of IFI16. J. Mol. Cell Biol. 8, 51-61 (2016).
  89. Fan, X. et al. Structural mechanism of DNA recognition by the p204 HIN domain. Nucleic Acids Res. 49, 2959-2972 (2021).
  90. Trapani, J. A., Dawson, M., Apostolidis, V. A. & Browne, K. A. Genomic organization of IFI16, an interferon-inducible gene whose expression is associated with human myeloid cell differentiation: correlation of predicted protein domains with exon organization. Immunogenetics 40, 415-424 (1994).
  91. Liu, Z., Zheng, X., Wang, Y. & Song, H. Bacterial expression of the HINab domain of IFI16: purification, characterization of DNA binding activity, and cocrystallization with viral dsDNA. Protein Expr. Purif. 102, 13-19 (2014).
  92. Tian, Y. & Yin, Q. Structural analysis of the HIN1 domain of interferon-inducible protein 204. Acta Crystallogr F. Struct. Biol. Commun. 75, 455-460 (2019).
  93. Li, T., Diner, B. A., Chen, J. & Cristea, I. M. Acetylation modulates cellular distribution and DNA sensing ability of interferon-inducible protein IFI16. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 109, 10558-10563 (2012).
  94. Motyan, J. A., Bagossi, P., Benko, S. & Tozser, J. A molecular model of the fulllength human NOD-like receptor family CARD domain containing 5 (NLRC5) protein. BMC Bioinforma. 14, 275 (2013).
  95. Neerincx, A. et al. The N-terminal domain of NLRC5 confers transcriptional activity for MHC class I and II gene expression. J. Immunol. 193, 3090-3100 (2014).
  96. Cui, J. et al. NLRC5 negatively regulates the NF-kappaB and type I interferon signaling pathways. Cell 141, 483-496 (2010).
  97. Gutte, P. G., Jurt, S., Grutter, M. G. & Zerbe, O. Unusual structural features revealed by the solution NMR structure of the NLRC5 caspase recruitment domain. Biochemistry 53, 3106-3117 (2014).
  98. Leng, F. et al. NLRP6 self-assembles into a linear molecular platform following LPS binding and ATP stimulation. Sci. Rep. 10, 198 (2020).
  99. Shen, C. et al. Molecular mechanism for NLRP6 inflammasome assembly and activation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 116, 2052-2057 (2019).
  100. de Sa Pinheiro, A. et al. Backbone and sidechain (1)H, (15)N and (13)C assignments of the NLRP7 pyrin domain. Biomol. NMR Assign. 3, 207-209 (2009).
  101. Pinheiro, A. S. et al. Three-dimensional structure of the NLRP7 pyrin domain: insight into pyrin-pyrin-mediated effector domain signaling in innate immunity. J. Biol. Chem. 285, 27402-27410 (2010).
  102. Singer, H. et al. NLRP7 inter-domain interactions: the NACHT-associated domain is the physical mediator for oligomeric assembly. Mol. Hum. Reprod. 20, 990-1001 (2014).
  103. Radian, A. D., Khare, S., Chu, L. H., Dorfleutner, A. & Stehlik, C. ATP binding by NLRP7 is required for inflammasome activation in response to bacterial lipopeptides. Mol. Immunol. 67, 294-302 (2015).
  104. Ha, H. J. & Park, H. H. Crystal structure of the human NLRP9 pyrin domain reveals a bent N-terminal loop that may regulate inflammasome assembly. FEBS Lett. 594, 2396-2405 (2020).
  105. Chen, S. et al. Novel Role for Tranilast in Regulating NLRP3 Ubiquitination, Vascular Inflammation, and Atherosclerosis. J. Am. Heart Assoc. 9, e015513 (2020).
  106. Py, B. F., Kim, M. S., Vakifahmetoglu-Norberg, H. & Yuan, J. Deubiquitination of NLRP3 by BRCC3 critically regulates inflammasome activity. Mol. Cell 49, 331-338 (2013).
  107. Ren, G. et al. ABRO1 promotes NLRP3 inflammasome activation through regulation of NLRP3 deubiquitination. EMBO J. 38, e100376 (2019).
  108. Mezzasoma, L., Talesa, V. N., Romani, R. & Bellezza, I. ANP and BNP Exert AntiInflammatory Action via NPR-1/cGMP axis by interfering with canonical, noncanonical, and alternative routes of inflammasome activation in human THP1 cells. Int. J. Mol. Sci. 22, 24 (2020).
  109. Zhang, Z. et al. Protein kinase D at the Golgi controls NLRP3 inflammasome activation. J. Exp. Med. 214, 2671-2693 (2017).
  110. Song, N. et al. NLRP3 phosphorylation is an essential priming event for inflammasome activation. Mol. Cell 68, 185-197.e186 (2017).
  111. Yaron, J. R. et al. regulates to drive inflammasome signaling: dynamic visualization of ion flux in live cells. Cell Death Dis. 6, e1954 (2015).
  112. Green, J. P. et al. Chloride regulates dynamic NLRP3-dependent ASC oligomerization and inflammasome priming. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 115, E9371-E9380 (2018).
  113. Hornung, V. et al. Silica crystals and aluminum salts activate the NALP3 inflammasome through phagosomal destabilization. Nat. Immunol. 9, 847-856 (2008).
  114. Chen, J. & Chen, Z. J. Ptdlns4P on dispersed trans-Golgi network mediates NLRP3 inflammasome activation. Nature 564, 71-76 (2018).
  115. Li, L. et al. CB1R-stabilized NLRP3 inflammasome drives antipsychotics cardiotoxicity. Signal Transduct. Target Ther. 7, 190 (2022).
  116. Kayagaki, N. et al. Non-canonical inflammasome activation targets caspase-11. Nature 479, 117-121 (2011).
  117. Kayagaki, N. et al. Caspase-11 cleaves gasdermin D for non-canonical inflammasome signalling. Nature 526, 666-671 (2015).
  118. Yamamoto, M. et al. ASC is essential for LPS-induced activation of procaspase-1 independently of TLR-associated signal adaptor molecules. Genes Cells 9, 1055-1067 (2004).
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
24
119. Aachoui, Y. et al. Caspase-11 protects against bacteria that escape the vacuole. Science 339, 975-978 (2013).
120. Tong, W. et al. Resveratrol inhibits LPS-induced inflammation through suppressing the signaling cascades of TLR4-NF-kappaB/MAPKs/IRF3. Exp. Ther. Med 19, 1824-1834 (2020).
121. Simoes, D. C. M., Paschalidis, N., Kourepini, E. & Panoutsakopoulou, V. An integrin axis induces IFN-beta production in plasmacytoid dendritic cells. J. Cell Biol. 221, e202102055 (2022).
122. Igbe, I. et al. Dietary quercetin potentiates the antiproliferative effect of interferon-alpha in hepatocellular carcinoma cells through activation of JAK/ STAT pathway signaling by inhibition of SHP2 phosphatase. Oncotarget 8, 113734-113748 (2017).
123. Flood, B. et al. Caspase-11 regulates the tumour suppressor function of STAT1 in a murine model of colitis-associated carcinogenesis. Oncogene 38, 2658-2674 (2019).
124. Aizawa, E. et al. GSDME-dependent incomplete pyroptosis permits selective IL1alpha release under caspase-1 inhibition. iScience 23, 101070 (2020).
125. Compan, V. et al. Cell volume regulation modulates NLRP3 inflammasome activation. Immunity 37, 487-500 (2012).
126. Gritsenko, A. et al. Priming is dispensable for NLRP3 inflammasome activation in human monocytes in vitro. Front Immunol. 11, 565924 (2020).
127. Ming, S. L. et al. The human-specific STING agonist G10 activates Type I interferon and the NLRP3 inflammasome in porcine cells. Front Immunol. 11, 575818 (2020).
128. Zhou, B. & Abbott, D. W. Gasdermin E permits interleukin-1 beta release in distinct sublytic and pyroptotic phases. Cell Rep. 35, 108998 (2021).
129. Robinson, K. S. et al. ZAKalpha-driven ribotoxic stress response activates the human NLRP1 inflammasome. Science 377, 328-335 (2022).
130. Langorgen, J., Williksen, J. H., Johannesen, K. & Erichsen, H. G. [Tissue adhesives versus conventional skin closure]. Tidsskr. Nor. Laegeforen 107, 2944-2945 (1987).
131. Chui, A. J. et al. N-terminal degradation activates the NLRP1B inflammasome. Science 364, 82-85 (2019).
132. Saresella, M. et al. The NLRP3 and NLRP1 inflammasomes are activated in Alzheimer’s disease. Mol. Neurodegener. 11, 23 (2016).
133. Zwicker, S. et al. Th17 micro-milieu regulates NLRP1-dependent caspase-5 activity in skin autoinflammation. PLoS One 12, e0175153 (2017).
134. Zhang, B. et al. Chronic glucocorticoid exposure activates BK-NLRP1 signal involving in hippocampal neuron damage. J. Neuroinflammation 14, 139 (2017).
135. Planes, R. et al. Human NLRP1 is a sensor of pathogenic coronavirus 3CL proteases in lung epithelial cells. Mol. Cell 82, 2385-2400.e2389 (2022).
136. Mariathasan, S. et al. Differential activation of the inflammasome by caspase-1 adaptors ASC and Ipaf. Nature 430, 213-218 (2004).
137. Reyes Ruiz, V. M. et al. Broad detection of bacterial type III secretion system and flagellin proteins by the human NAIP/NLRC4 inflammasome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 114, 13242-13247 (2017).
138. Miao, E. A. et al. Innate immune detection of the type III secretion apparatus through the NLRC4 inflammasome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 107, 3076-3080 (2010).
139. Zhao, Y. et al. The NLRC4 inflammasome receptors for bacterial flagellin and type III secretion apparatus. Nature 477, 596-600 (2011).
140. Lage, S. L. et al. Cytosolic flagellin-induced lysosomal pathway regulates inflammasome-dependent and -independent macrophage responses. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 110, E3321-E3330 (2013).
141. Gram, A. M. et al. Salmonella flagellin activates NAIP/NLRC4 and canonical NLRP3 inflammasomes in human macrophages. J. Immunol. 206, 631-640 (2021).
142. Pereira, M. S. et al. Activation of NLRC4 by flagellated bacteria triggers caspase-1-dependent and -independent responses to restrict Legionella pneumophila replication in macrophages and in vivo. J. Immunol. 187, 6447-6455 (2011).
143. Mohamed, M. F. et al. Crkll/Abl phosphorylation cascade is critical for NLRC4 inflammasome activity and is blocked by Pseudomonas aeruginosa ExoT. Nat. Commun. 13, 1295 (2022).
144. Arlehamn, C. S., Petrilli, V., Gross, O., Tschopp, J. & Evans, T. J. The role of potassium in inflammasome activation by bacteria. J. Biol. Chem. 285, 10508-10518 (2010).
145. Naseer, N. et al. Human NAIP/NLRC4 and NLRP3 inflammasomes detect Salmonella type III secretion system activities to restrict intracellular bacterial replication. PLoS Pathog. 18, e1009718 (2022).
146. Eibl, C. et al. Structural and functional analysis of the NLRP4 pyrin domain. Biochemistry 51, 7330-7341 (2012).
147. Case, C. L. & Roy, C. R. Asc modulates the function of NLRC4 in response to infection of macrophages by Legionella pneumophila. mBio 2, (2011).
148. Van Opdenbosch, N. et al. Caspase-1 Engagement and TLR-Induced c-FLIP Expression Suppress ASC/Caspase-8-Dependent Apoptosis by Inflammasome Sensors NLRP1b and NLRC4. Cell Rep. 21, 3427-3444 (2017).
149. Fernandes-Alnemri, T. et al. The AIM2 inflammasome is critical for innate immunity to Francisella tularensis. Nat. Immunol. 11, 385-393 (2010).
150. Rathinam, V. A. et al. The AIM2 inflammasome is essential for host defense against cytosolic bacteria and DNA viruses. Nat. Immunol. 11, 395-402 (2010).
151. Lee, S. et al. AIM2 forms a complex with pyrin and ZBP1 to drive PANoptosis and host defence. Nature 597, 415-419 (2021).
152. Zhou, Q. et al. Pseudorabies virus infection activates the TLR-NF-kappaB axis and AIM2 inflammasome to enhance inflammatory responses in mice. J. Virol. 97, e0000323 (2023).
153. Dawson, M. J., Elwood, N. J., Johnstone, R. W. & Trapani, J. A. The IFN-inducible nucleoprotein IFI 16 is expressed in cells of the monocyte lineage, but is rapidly and markedly down-regulated in other myeloid precursor populations. J. Leukoc. Biol. 64, 546-554 (1998).
154. Gariglio, M. et al. Immunohistochemical expression analysis of the human interferon-inducible gene IFI16, a member of the HIN200 family, not restricted to hematopoietic cells. J. Interferon Cytokine Res. 22, 815-821 (2002).
155. Wei, W. et al. Expression of IFI 16 in epithelial cells and lymphoid tissues. Histochem Cell Biol. 119, 45-54 (2003).
156. Kerur, N. et al. IFI16 acts as a nuclear pathogen sensor to induce the inflammasome in response to Kaposi Sarcoma-associated herpesvirus infection. Cell Host Microbe 9, 363-375 (2011).
157. Roy, A. et al. Nuclear innate immune DNA sensor IFI16 Is Degraded during Lytic Reactivation of Kaposi’s Sarcoma-Associated Herpesvirus (KSHV): Role of IFI16 in Maintenance of KSHV Latency. J. Virol. 90, 8822-8841 (2016).
158. Jiang, Z. et al. IFI16 directly senses viral RNA and enhances RIG-I transcription and activation to restrict influenza virus infection. Nat. Microbiol 6, 932-945 (2021).
159. Unterholzner, L. et al. IFI16 is an innate immune sensor for intracellular DNA. Nat. Immunol. 11, 997-1004 (2010).
160. Kumar, H. et al. NLRC5 deficiency does not influence cytokine induction by virus and bacteria infections. J. Immunol. 186, 994-1000 (2011).
161. Janowski, A. M., Kolb, R., Zhang, W. & Sutterwala, F. S. Beneficial and detrimental roles of NLRs in carcinogenesis. Front Immunol. 4, 370 (2013).
162. Wlodarska, M. et al. NLRP6 inflammasome orchestrates the colonic hostmicrobial interface by regulating goblet cell mucus secretion. Cell 156, 1045-1059 (2014).
163. Kinoshita, T., Wang, Y., Hasegawa, M., Imamura, R. & Suda, T. PYPAF3, a PYRINcontaining APAF-1-like protein, is a feedback regulator of caspase-1-dependent interleukin-1beta secretion. J. Biol. Chem. 280, 21720-21725 (2005).
164. Messaed, C. et al. NLRP7, a nucleotide oligomerization domain-like receptor protein, is required for normal cytokine secretion and co-localizes with Golgi and the microtubule-organizing center. J. Biol. Chem. 286, 43313-43323 (2011).
165. Luo, Y. et al. Macrophagic CD146 promotes foam cell formation and retention during atherosclerosis. Cell Res 27, 352-372 (2017).
166. Liu, W. et al. Erythroid lineage Jak2V617F expression promotes atherosclerosis through erythrophagocytosis and macrophage ferroptosis. J. Clin. Invest 132, e155724 (2022).
167. Yvan-Charvet, L. et al. Combined deficiency of ABCA1 and ABCG1 promotes foam cell accumulation and accelerates atherosclerosis in mice. J. Clin. Invest 117, 3900-3908 (2007).
168. Buono, C. et al. T-bet deficiency reduces atherosclerosis and alters plaque antigen-specific immune responses. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 102, 1596-1601 (2005).
169. Zhang, Z. et al. Evidence that cathelicidin peptide LL-37 may act as a functional ligand for CXCR2 on human neutrophils. Eur. J. Immunol. 39, 3181-3194 (2009).
170. Duewell, P. et al. NLRP3 inflammasomes are required for atherogenesis and activated by cholesterol crystals. Nature 464, 1357-1361 (2010).
171. Elhage, R. et al. Reduced atherosclerosis in interleukin-18 deficient apolipoprotein E-knockout mice. Cardiovasc Res 59, 234-240 (2003).
172. Chang, P. Y., Chang, S. F., Chang, T. Y., Su, H. M. & Lu, S. C. Synergistic effects of electronegative-LDL- and palmitic-acid-triggered IL-1beta production in macrophages via LOX-1- and voltage-gated-potassium-channel-dependent pathways. J. Nutr. Biochem 97, 108767 (2021).
173. Sheedy, F. J. et al. CD36 coordinates NLRP3 inflammasome activation by facilitating intracellular nucleation of soluble ligands into particulate ligands in sterile inflammation. Nat. Immunol. 14, 812-820 (2013).
174. Grace, N. D. Prevention of recurrent variceal bleeding-is surgical rescue the answer? Ann. Intern Med. 112, 242-244, (1990).
175. Kirii, H. et al. Lack of interleukin-1beta decreases the severity of atherosclerosis in ApoE-deficient mice. Arterioscler Thromb. Vasc. Biol. 23, 656-660 (2003).
176. Alexander, M. R. et al. Genetic inactivation of IL-1 signaling enhances atherosclerotic plaque instability and reduces outward vessel remodeling in advanced atherosclerosis in mice. J. Clin. Invest 122, 70-79 (2012).
177. Sun, H. J. et al. NLRP3 inflammasome activation contributes to VSMC phenotypic transformation and proliferation in hypertension. Cell Death Dis. 8, e3074 (2017).
178. Al-Qazazi, R. et al. Macrophage-NLRP3 Activation Promotes Right Ventricle Failure in Pulmonary Arterial Hypertension. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 206, 608-624 (2022).
179. Suetomi, T. et al. Inflammation and NLRP3 inflammasome activation initiated in response to pressure overload by calmodulin-dependent protein kinase II delta signaling in cardiomyocytes are essential for adverse cardiac remodeling. Circulation 138, 2530-2544 (2018).
180. Liu, C. et al. Cathepsin B deteriorates diabetic cardiomyopathy induced by streptozotocin via promoting NLRP3-mediated pyroptosis. Mol. Ther. Nucleic Acids 30, 198-207 (2022).
181. Zhang, Y. et al. Gut microbiota dysbiosis promotes age-related atrial fibrillation by lipopolysaccharide and glucose-induced activation of NLRP3-inflammasome. Cardiovasc Res 118, 785-797 (2022).
182. Yao, C. et al. Enhanced cardiomyocyte NLRP3 inflammasome signaling promotes atrial fibrillation. Circulation 138, 2227-2242 (2018).
183. Zeng, C. et al. NLRP3 inflammasome-mediated pyroptosis contributes to the pathogenesis of non-ischemic dilated cardiomyopathy. Redox Biol. 34, 101523 (2020).
184. Sun, X. et al. Colchicine ameliorates dilated cardiomyopathy Via SIRT2-mediated suppression of NLRP3 inflammasome activation. J. Am. Heart Assoc. 11, e025266 (2022).
185. Toldo, S. et al. Inhibition of the NLRP3 inflammasome limits the inflammatory injury following myocardial ischemia-reperfusion in the mouse. Int J. Cardiol. 209, 215-220 (2016).
186. Wang, S. H. et al. GSK-3beta-mediated activation of NLRP3 inflammasome leads to pyroptosis and apoptosis of rat cardiomyocytes and fibroblasts. Eur. J. Pharm. 920, 174830 (2022).
187. de Almeida Oliveira, N. C. et al. Multicellular regulation of miR-196a-5p and miR-425-5 from adipose stem cell-derived exosomes and cardiac repair. Clin. Sci. (Lond.) 136, 1281-1301 (2022).
188. Bao, J., Sun, T., Yue, Y. & Xiong, S. Macrophage NLRP3 inflammasome activated by CVB3 capsid proteins contributes to the development of viral myocarditis. Mol. Immunol. 114, 41-48 (2019).
189. Liu, X. et al. Mitochondrial calpain-1 activates NLRP3 inflammasome by cleaving ATP5A1 and inducing mitochondrial ROS in CVB3-induced myocarditis. Basic Res Cardiol. 117, 40 (2022).
190. Wang, Y. et al. Cathepsin B aggravates coxsackievirus B3-induced myocarditis through activating the inflammasome and promoting pyroptosis. PLoS Pathog. 14, e1006872 (2018).
191. Chu, C. et al. miR-513c-5p suppression aggravates pyroptosis of endothelial cell in deep venous thrombosis by promoting caspase-1. Front Cell Dev. Biol. 10, 838785 (2022).
192. Folco, E. J., Sukhova, G. K., Quillard, T. & Libby, P. Moderate hypoxia potentiates interleukin-1beta production in activated human macrophages. Circ. Res 115, 875-883 (2014).
193. Zhang, Y. et al. Inflammasome activation promotes venous thrombosis through pyroptosis. Blood Adv. 5, 2619-2623 (2021).
194. Kong, C. Y. et al. Underlying the mechanisms of doxorubicin-induced acute cardiotoxicity: Oxidative stress and cell death. Int. J. Biol. Sci. 18, 760-770 (2022).
195. Li, X. Q., Tang, X. R. & Li, L. L. Antipsychotics cardiotoxicity: What’s known and what’s next. World J. Psychiatry 11, 736-753 (2021).
196. Sun, Z. et al. SIRT3 attenuates doxorubicin-induced cardiotoxicity by inhibiting NLRP3 inflammasome via autophagy. Biochem Pharm. 207, 115354 (2023).
197. Li, S. et al. Microglial NLRP3 inflammasome activates neurotoxic astrocytes in depression-like mice. Cell Rep. 41, 111532 (2022).
198. Gustin, A. et al. NLRP3 inflammasome is expressed and functional in mouse brain microglia but not in astrocytes. PLoS One 10, e0130624 (2015).
199. Johann, S. et al. NLRP3 inflammasome is expressed by astrocytes in the SOD1 mouse model of ALS and in human sporadic ALS patients. Glia 63, 2260-2273 (2015).
200. Liu, D. et al. Melatonin Attenuates White Matter Injury via Reducing Oligodendrocyte Apoptosis After Subarachnoid Hemorrhage in Mice. Turk. Neurosurg. 30, 685-692 (2020).
201. Yao, J., Wang, Z., Song, W. & Zhang, Y. Targeting NLRP3 inflammasome for neurodegenerative disorders. Mol Psychiatry, https://doi.org/10.1038/s41380-023-02239-0, (2023).
202. Yan, J. et al. CCR5 activation promotes NLRP1-dependent neuronal pyroptosis via CCR5/PKA/CREB pathway after intracerebral hemorrhage. Stroke 52, 4021-4032 (2021).
203. Wang, L. Q. et al. LncRNA-Fendrr protects against the ubiquitination and degradation of NLRC4 protein through HERC2 to regulate the pyroptosis of microglia. Mol. Med 27, 39 (2021).
204. Ma, C. et al. AIM2 controls microglial inflammation to prevent experimental autoimmune encephalomyelitis. J. Exp. Med. 218, e20201796 (2021).
205. Zhang, Y., Chen, H., Li, R., Sterling, K. & Song, W. Amyloid beta-based therapy for Alzheimer’s disease: challenges, successes and future. Signal Transduct. Target Ther. 8, 248 (2023).
206. Moloney, C. M., Lowe, V. J. & Murray, M. E. Visualization of neurofibrillary tangle maturity in Alzheimer’s disease: A clinicopathologic perspective for biomarker research. Alzheimers Dement 17, 1554-1574 (2021).
207. Head, E. et al. Amyloid-beta peptide and oligomers in the brain and cerebrospinal fluid of aged canines. J. Alzheimers Dis. 20, 637-646 (2010).
208. Jie, F. et al. Stigmasterol attenuates inflammatory response of microglia via NFkappaB and NLRP3 signaling by AMPK activation. Biomed. Pharmacother. 153, 113317 (2022).
209. Luciunaite, A. et al. Soluble Abeta oligomers and protofibrils induce NLRP3 inflammasome activation in microglia. J. Neurochem 155, 650-661 (2020).
210. Yang, Y. et al. Sulforaphane attenuates microglia-mediated neuronal damage by down-regulating the ROS/autophagy/NLRP3 signal axis in fibrillar Abetaactivated microglia. Brain Res 1801, 148206 (2023).
211. Schnaars, M., Beckert, H. & Halle, A. Assessing beta-amyloid-induced NLRP3 inflammasome activation in primary microglia. Methods Mol. Biol. 1040, 1-8 (2013).
212. Chaturvedi, S., Naseem, Z., El-Khamisy, S. F. & Wahajuddin, M. Nanomedicines targeting the inflammasome as a promising therapeutic approach for cell senescence. Semin Cancer Biol. 86, 46-53 (2022).
213. Couturier, J. et al. Activation of phagocytic activity in astrocytes by reduced expression of the inflammasome component ASC and its implication in a mouse model of Alzheimer disease. J. Neuroinflammation 13, 20 (2016).
214. Liu, L. & Chan, C. IPAF inflammasome is involved in interleukin-1beta production from astrocytes, induced by palmitate; implications for Alzheimer’s Disease. Neurobiol. Aging 35, 309-321 (2014).
215. Heneka, M. T. et al. NLRP3 is activated in Alzheimer’s disease and contributes to pathology in APP/PS1 mice. Nature 493, 674-678 (2013).
216. Friker, L. L. et al. beta-amyloid clustering around ASC fibrils boosts its toxicity in microglia. Cell Rep. 30, 3743-3754.e3746 (2020).
217. Hulse, J. & Bhaskar, K. Crosstalk between the NLRP3 inflammasome/ASC speck and amyloid protein aggregates drives disease progression in Alzheimer’s and Parkinson’s Disease. Front Mol. Neurosci. 15, 805169 (2022).
218. Spanic, E., Langer Horvat, L., Ilic, K., Hof, P. R. & Simic, G. NLRP1 Inflammasome activation in the hippocampal formation in Alzheimer’s disease: Correlation with neuropathological changes and unbiasedly estimated neuronal loss. Cells 11, 2223 (2022).
219. Tan, M. S. et al. Amyloid-beta induces NLRP1-dependent neuronal pyroptosis in models of Alzheimer’s disease. Cell Death Dis. 5, e1382 (2014).
220. Wu, P. J., Hung, Y. F., Liu, H. Y. & Hsueh, Y. P. Deletion of the inflammasome sensor Aim2 mitigates abeta deposition and microglial activation but increases inflammatory cytokine expression in an Alzheimer Disease Mouse Model. Neuroimmunomodulation 24, 29-39 (2017).
221. Pike, A. F. et al. alpha-Synuclein evokes NLRP3 inflammasome-mediated IL1beta secretion from primary human microglia. Glia 69, 1413-1428 (2021).
222. Freeman, D. et al. Alpha-synuclein induces lysosomal rupture and cathepsin dependent reactive oxygen species following endocytosis. PLoS One 8, e62143 (2013).
223. Konstantin Nissen, S. et al. Changes in CD163+, CD11b+, and CCR2+ peripheral monocytes relate to Parkinson’s disease and cognition. Brain Behav. Immun. 101, 182-193 (2022).
224. Yan, Y. et al. Dopamine controls systemic inflammation through inhibition of NLRP3 inflammasome. Cell 160, 62-73 (2015).
225. Lee, E. et al. MPTP-driven NLRP3 inflammasome activation in microglia plays a central role in dopaminergic neurodegeneration. Cell Death Differ. 26, 213-228 (2019).
226. Kitada, T. et al. Mutations in the parkin gene cause autosomal recessive juvenile parkinsonism. Nature 392, 605-608 (1998).
227. Panicker, N. et al. Neuronal NLRP3 is a parkin substrate that drives neurodegeneration in Parkinson’s disease. Neuron 110, 2422-2437.e2429 (2022).
228. Coyne, A. N. et al. Nuclear accumulation of CHMP7 initiates nuclear pore complex injury and subsequent TDP-43 dysfunction in sporadic and familial ALS. Sci. Transl. Med. 13, eabe1923 (2021).
229. Debye, B. et al. Neurodegeneration and NLRP3 inflammasome expression in the anterior thalamus of SOD1(G93A) ALS mice. Brain Pathol. 28, 14-27 (2018).
230. Bellezza, I. et al. Peroxynitrite activates the NLRP3 inflammasome cascade in SOD1(G93A) mouse model of amyotrophic lateral sclerosis. Mol. Neurobiol. 55, 2350-2361 (2018).
231. Meissner, F., Molawi, K. & Zychlinsky, A. Mutant superoxide dismutase 1-induced IL-1beta accelerates ALS pathogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 107, 13046-13050 (2010).
232. Cihankaya, H., Theiss, C. & Matschke, V. Little helpers or mean rogue-role of microglia in animal models of amyotrophic lateral sclerosis. Int. J. Mol. Sci. 22, 993 (2021).
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
233. Moreno-Garcia, L. et al. Inflammasome in ALS skeletal muscle: NLRP3 as a potential biomarker. Int. J. Mol. Sci. 22, 2523 (2021).
234. McKenzie, B. A. et al. Caspase-1 inhibition prevents glial inflammasome activation and pyroptosis in models of multiple sclerosis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 115, E6065-E6074 (2018).
235. Huang, W. X., Huang, P. & Hillert, J. Increased expression of caspase-1 and interleukin-18 in peripheral blood mononuclear cells in patients with multiple sclerosis. Mult. Scler. 10, 482-487 (2004).
236. Inoue, M., Williams, K. L., Gunn, M. D. & Shinohara, M. L. NLRP3 inflammasome induces chemotactic immune cell migration to the CNS in experimental autoimmune encephalomyelitis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 109, 10480-10485 (2012).
237. Peng, Y. et al. NLRP3 level in cerebrospinal fluid of patients with neuromyelitis optica spectrum disorders: Increased levels and association with disease severity. Mult. Scler. Relat. Disord. 39, 101888 (2019).
238. Elmahdy, M. K., Abdelaziz, R. R., Elmahdi, H. S. & Suddek, G. M. Effect of Agmatine on a mouse model of allergic airway inflammation: A comparative study. Autoimmunity 55, 608-619 (2022).
239. Wood, L. G. et al. Saturated fatty acids, obesity, and the nucleotide oligomerization domain-like receptor protein 3 (NLRP3) inflammasome in asthmatic patients. J. Allergy Clin. Immunol. 143, 305-315 (2019).
240. Kim, R. Y. et al. Role for NLRP3 inflammasome-mediated, IL-1 beta-dependent responses in severe, steroid-resistant asthma. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 196, 283-297 (2017).
241. Wang, Y. et al. FSTL1 aggravates OVA-induced inflammatory responses by activating the NLRP3/IL-1 beta signaling pathway in mice and macrophages. Inflamm. Res 70, 777-787 (2021).
242. Chaly, Y. et al. Follistatin-like protein 1 enhances NLRP3 inflammasomemediated IL-1beta secretion from monocytes and macrophages. Eur. J. Immunol. 44, 1467-1479 (2014).
243. Wang, H. et al. NLRP3 inflammasome involves in the acute exacerbation of patients with chronic obstructive pulmonary disease. Inflammation 41, 1321-1333 (2018).
244. Mo, R., Zhang, J., Chen, Y. & Ding, Y. Nicotine promotes chronic obstructive pulmonary disease via inducing pyroptosis activation in bronchial epithelial cells. Mol. Med. Rep. 25, 92 (2022).
245. Buscetta, M. et al. Cigarette smoke inhibits the NLRP3 inflammasome and leads to caspase-1 activation via the TLR4-TRIF-caspase-8 axis in human macrophages. FASEB J. 34, 1819-1832 (2020).
246. Zhang, M. Y. et al. Cigarette smoke extract induces pyroptosis in human bronchial epithelial cells through the ROS/NLRP3/caspase-1 pathway. Life Sci. 269, 119090 (2021).
247. Tien, C. P. et al. Ambient particulate matter attenuates Sirtuin1 and augments SREBP1-PIR axis to induce human pulmonary fibroblast inflammation: molecular mechanism of microenvironment associated with COPD. Aging (Albany NY) 11, 4654-4671 (2019).
248. Wang, C. et al. Oxidative stress activates the TRPM2-Ca(2+)-NLRP3 axis to promote PM(2.5)-induced lung injury of mice. Biomed. Pharmacother. 130, 110481 (2020).
249. Sanche, S. et al. High contagiousness and rapid spread of severe acute respiratory syndrome Coronavirus 2. Emerg. Infect. Dis. 26, 1470-1477 (2020).
250. Gholaminejhad, M. et al. Formation and activity of NLRP3 inflammasome and histopathological changes in the lung of corpses with COVID-19. J. Mol. Histol. 53, 883-890 (2022).
251. Bortolotti, D. et al. TLR3 and TLR7 RNA sensor activation during SARS-CoV-2 infection. Microorganisms 9, 1820 (2021).
252. Pan, P. et al. SARS-CoV-2 N protein promotes NLRP3 inflammasome activation to induce hyperinflammation. Nat. Commun. 12, 4664 (2021).
253. Yong, S. J. et al. Inflammatory and vascular biomarkers in post-COVID-19 syndrome: A systematic review and meta-analysis of over 20 biomarkers. Rev. Med. Virol. 33, e2424 (2023).
254. Abd El-Ghani, S. E. et al. Serum interleukin 1beta and sP-selectin as biomarkers of inflammation and thrombosis, could they be predictors of disease severity in COVID 19 Egyptian patients? (a cross-sectional study). Thromb. J. 20, 77 (2022).
255. Suzuki, S. et al. Serum gasdermin D levels are associated with the chest computed tomography findings and severity of COVID-19. Respir. Investig. 60, 750-761 (2022).
256. Sefik, E. et al. Inflammasome activation in infected macrophages drives COVID19 pathology. Nature 606, 585-593 (2022).
257. Sefik, E. et al. Inflammasome activation in infected macrophages drives COVID19 pathology. bioRxiv, the preprint server for biology, https://doi.org/10.1101/ 2021.09.27.461948 (2022).
258. Albornoz, E. A. et al. SARS-CoV-2 drives NLRP3 inflammasome activation in human microglia through spike protein. Mol. Psych. advance online publication, https://doi.org/10.1038/s41380-022-01831-0 (2022).
259. Radermacher, P., Maggiore, S. M. & Mercat, A. Fifty years of research in ARDS. Gas exchange in acute respiratory distress syndrome. Am. J. Respir. Crit. Care Med 196, 964-984 (2017).
260. Zhang, T. et al. CaMK4 promotes acute lung injury through NLRP3 inflammasome activation in type II alveolar epithelial cell. Front Immunol. 13, 890710 (2022).
261. He, X. et al. TLR4-upregulated IL-1 beta and IL-1RI promote alveolar macrophage pyroptosis and lung inflammation through an autocrine mechanism. Sci. Rep. 6, 31663 (2016).
262. Jiang, P. et al. Extracellular histones aggravate inflammation in ARDS by promoting alveolar macrophage pyroptosis. Mol. Immunol. 135, 53-61 (2021).
263. Song, C. et al. Fluorofenidone attenuates pulmonary inflammation and fibrosis via inhibiting the activation of NALP3 inflammasome and IL-1beta/IL-1R1/ MyD88/NF-kappaB pathway. J. Cell Mol. Med. 20, 2064-2077 (2016).
264. Galliher-Beckley, A. J., Lan, L. Q., Aono, S., Wang, L. & Shi, J. Caspase-1 activation and mature interleukin-1beta release are uncoupled events in monocytes. World J. Biol. Chem. 4, 30-34 (2013).
265. Kolb, M., Margetts, P. J., Anthony, D. C., Pitossi, F. & Gauldie, J. Transient expression of IL-1 beta induces acute lung injury and chronic repair leading to pulmonary fibrosis. J. Clin. Invest 107, 1529-1536 (2001).
266. Liu, W., Han, X., Li, Q., Sun, L. & Wang, J. Iguratimod ameliorates bleomycininduced pulmonary fibrosis by inhibiting the EMT process and NLRP3 inflammasome activation. Biomed. Pharmacother. 153, 113460 (2022).
267. Yang, W. et al. Pyroptosis impacts the prognosis and treatment response in gastric cancer via immune system modulation. Am. J. Cancer Res. 12, 1511-1534 (2022).
268. Jang, A. R. et al. Unveiling the crucial role of type IV secretion system and motility of helicobacter pylori in IL-1beta production via NLRP3 inflammasome activation in neutrophils. Front Immunol. 11, 1121 (2020).
269. Pachathundikandi, S. K., Blaser, N., Bruns, H. & Backert, S. Helicobacter pylori Avoids the Critical Activation of NLRP3 inflammasome-mediated production of oncogenic mature IL-1beta in human immune cells. Cancers (Basel) 12, 803 (2020).
270. Pan, X. et al. Human hepatocytes express absent in melanoma 2 and respond to hepatitis B virus with interleukin-18 expression. Virus Genes 52, 445-452 (2016).
271. Li, Z. & Jiang, J. The NLRP3 inflammasome mediates liver failure by activating procaspase-1 and pro-IL-1 beta and regulating downstream CD40-CD40L signaling. J. Int. Med. Res. 49, 3000605211036845 (2021).
272. Xie, W. H. et al. Hepatitis B virus X protein promotes liver cell pyroptosis under oxidative stress through NLRP3 inflammasome activation. Inflamm. Res 69, 683-696 (2020).
273. Negash, A. A. et al. IL-1 beta production through the NLRP3 inflammasome by hepatic macrophages links hepatitis virus infection with liver inflammation and disease. PLoS Pathog. 9, e1003330 (2013).
274. Daussy, C. F. et al. The Inflammasome Components NLRP3 and ASC act in concert with IRGM to rearrange the golgi apparatus during Hepatitis C virus infection. J. Virol 95, e00826-20 (2021).
275. Dixon, L. J., Berk, M., Thapaliya, S., Papouchado, B. G. & Feldstein, A. E. Caspase-1mediated regulation of fibrogenesis in diet-induced steatohepatitis. Lab Invest 92, 713-723 (2012).
276. L’Homme, L. et al. Unsaturated fatty acids prevent activation of NLRP3 inflammasome in human monocytes/macrophages. J. Lipid Res. 54, 2998-3008 (2013).
277. Li, Q. et al. Irisin alleviates LPS-induced liver injury and inflammation through inhibition of NLRP3 inflammasome and NF-kappaB signaling. J. Recept Signal Transduct. Res 41, 294-303 (2021).
278. Ruan, S. et al. Antcin A alleviates pyroptosis and inflammatory response in Kupffercells of non-alcoholic fatty liver disease by targeting NLRP3. Int Immunopharmacol. 100, 108126 (2021).
279. Pierantonelli, I. et al. Lack of NLRP3-inflammasome leads to gut-liver axis derangement, gut dysbiosis and a worsened phenotype in a mouse model of NAFLD. Sci. Rep. 7, 12200 (2017).
280. Gallego, P., Castejon-Vega, B., Del Campo, J. A. & Cordero, M. D. The Absence of NLRP3-inflammasome modulates hepatic fibrosis progression, lipid metabolism, and inflammation in KO NLRP3 mice during aging. Cells 9, 2148 (2020).
281. Yen, I. C. et al. 4-Acetylantroquinonol B ameliorates nonalcoholic steatohepatitis by suppression of ER stress and NLRP3 inflammasome activation. Biomed. Pharmacother. 138, 111504 (2021).
282. Rampanelli, E. et al. Metabolic injury-induced NLRP3 inflammasome activation dampens phospholipid degradation. Sci. Rep. 7, 2861 (2017).
283. Lippai, D. et al. Alcohol-induced IL-1beta in the brain is mediated by NLRP3/ASC inflammasome activation that amplifies neuroinflammation. J. Leukoc. Biol. 94, 171-182 (2013).
284. DeSantis, D. A. et al. Alcohol-induced liver injury is modulated by NIrp3 and NIrc4 inflammasomes in mice. Mediators Inflamm. 2013, 751374 (2013).
285. Iracheta-Vellve, A. et al. Inhibition of sterile danger signals, uric acid and ATP, prevents inflammasome activation and protects from alcoholic steatohepatitis in mice. J. Hepatol. 63, 1147-1155 (2015).
286. Kim, S. K., Choe, J. Y. & Park, K. Y. Ethanol augments monosodium urate-induced NLRP3 inflammasome activation via regulation of AhR and TXNIP in human macrophages. Yonsei Med. J. 61, 533-541 (2020).
287. Wang, J. et al. Cathepsin B aggravates acute pancreatitis by activating the NLRP3 inflammasome and promoting the caspase-1-induced pyroptosis. Int Immunopharmacol. 94, 107496 (2021).
288. Zhang, G. X. et al. P2X7R blockade prevents NLRP3 inflammasome activation and pancreatic fibrosis in a mouse model of chronic pancreatitis. Pancreas 46, 1327-1335 (2017).
289. Cui, L. et al. Saikosaponin A inhibits the activation of pancreatic stellate cells by suppressing autophagy and the NLRP3 inflammasome via the AMPK/mTOR pathway. Biomed. Pharmacother. 128, 110216 (2020).
290. Li, F. et al. Pachymic acid alleviates experimental pancreatic fibrosis through repressing NLRP3 inflammasome activation. Biosci. Biotechnol. Biochem. 86, 1497-1505 (2022).
291. Hoque, R. et al. TLR9 and the NLRP3 inflammasome link acinar cell death with inflammation in acute pancreatitis. Gastroenterology 141, 358-369 (2011).
292. Sendler, M. et al. NLRP3 inflammasome regulates development of systemic inflammatory response and compensatory anti-inflammatory response syndromes in mice with acute pancreatitis. Gastroenterology 158, 253-269.e214 (2020).
293. Ananthakrishnan, A. N. Environmental risk factors for inflammatory bowel disease. Gastroenterol. Hepatol. (N. Y) 9, 367-374 (2013).
294. Ranson, N. et al. NLRP3-Dependent and -Independent Processing of Interleukin (IL)-1 beta in Active Ulcerative Colitis. Int. J. Mol. Sci. 20, 57 (2018).
295. Wang, S. L. et al. Inhibition of NLRP3 attenuates sodium dextran sulfate-induced inflammatory bowel disease through gut microbiota regulation. Biomed. J. 46, 100580 (2023).
296. He, R. et al. L-Fucose ameliorates DSS-induced acute colitis via inhibiting macrophage M1 polarization and inhibiting NLRP3 inflammasome and NF-kB activation. Int Immunopharmacol. 73, 379-388 (2019).
297. Hirota, S. A. et al. NLRP3 inflammasome plays a key role in the regulation of intestinal homeostasis. Inflamm. Bowel Dis. 17, 1359-1372 (2011).
298. Zaki, M. H. et al. The NLRP3 inflammasome protects against loss of epithelial integrity and mortality during experimental colitis. Immunity 32, 379-391 (2010).
299. Zaki, M. H., Lamkanfi, M. & Kanneganti, T. D. The Nlrp3 inflammasome: contributions to intestinal homeostasis. Trends Immunol. 32, 171-179 (2011).
300. Bai, Y. J. et al. Effects of IL-1beta and IL-18 induced by NLRP3 inflammasome activation on myocardial reperfusion injury after PCI. Eur. Rev. Med. Pharm. Sci. 23, 10101-10106 (2019).
301. Wen, Y. et al. mROS-TXNIP axis activates NLRP3 inflammasome to mediate renal injury during ischemic AKI. Int J. Biochem Cell Biol. 98, 43-53 (2018).
302. Gong, W. et al. NLRP3 deletion protects against renal fibrosis and attenuates mitochondrial abnormality in mouse with 5/6 nephrectomy. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 310, F1081-1088, (2016).
303. Xiao, C. et al. Tisp40 induces tubular epithelial cell GSDMD-mediated pyroptosis in renal ischemia-reperfusion injury via NF-kappaB signaling. Front Physiol. 11, 906 (2020).
304. Kim, H. J. et al. NLRP3 inflammasome knockout mice are protected against ischemic but not cisplatin-induced acute kidney injury. J. Pharm. Exp. Ther. 346, 465-472 (2013).
305. Qian, Y. et al. P2X7 receptor signaling promotes inflammation in renal parenchymal cells suffering from ischemia-reperfusion injury. Cell Death Dis. 12, 132 (2021).
306. Pan, L. L. et al. Cathelicidin-related antimicrobial peptide protects against ischaemia reperfusion-induced acute kidney injury in mice. Br. J. Pharm. 177, 2726-2742 (2020).
307. Valino-Rivas, L. et al. Loss of NLRP6 expression increases the severity of acute kidney injury. Nephrol. Dial. Transpl. 35, 587-598 (2020).
308. Cuarental, L. et al. The transcription factor Fosl1 preserves Klotho expression and protects from acute kidney injury. Kidney Int 103, 686-701 (2023).
309. Guo, Y., Zhang, J., Lai, X., Chen, M. & Guo, Y. Tim-3 exacerbates kidney ischaemia/reperfusion injury through the TLR-4/NF-kappaB signalling pathway and an NLR-C4 inflammasome activation. Clin. Exp. Immunol. 193, 113-129 (2018).
310. Li, Q. et al. NLRC5 deficiency protects against acute kidney injury in mice by mediating carcinoembryonic antigen-related cell adhesion molecule 1 signaling. Kidney Int 94, 551-566 (2018).
311. Lichtnekert, J. et al. Anti-GBM glomerulonephritis involves IL-1 but is independent of NLRP3/ASC inflammasome-mediated activation of caspase-1. PLoS One 6, e26778 (2011).
312. Wu, M. et al. NLRP3 deficiency ameliorates renal inflammation and fibrosis in diabetic mice. Mol. Cell Endocrinol. 478, 115-125 (2018).
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
313. Pulskens, W. P. et al. Nlrp3 prevents early renal interstitial edema and vascular permeability in unilateral ureteral obstruction. PLoS One 9, e85775 (2014).
314. Wang, W. et al. Aliskiren restores renal AQP2 expression during unilateral ureteral obstruction by inhibiting the inflammasome. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 308, F910-922, (2015).
315. Fu, R. et al. Podocyte Activation of NLRP3 Inflammasomes Contributes to the Development of Proteinuria in Lupus Nephritis. Arthritis Rheumatol. 69, 1636-1646 (2017).
316. Lv, F. et al. CD36 aggravates podocyte injury by activating NLRP3 inflammasome and inhibiting autophagy in lupus nephritis. Cell Death Dis. 13, 729 (2022).
317. Hu, H., Li, M., Chen, B., Guo, C. & Yang, N. Activation of necroptosis pathway in podocyte contributes to the pathogenesis of focal segmental glomerular sclerosis. Clin. Exp. Nephrol. 26, 1055-1066 (2022).
318. Zhao, J. et al. Lupus nephritis: glycogen synthase kinase 3beta promotion of renal damage through activation of the NLRP3 inflammasome in lupus-prone mice. Arthritis Rheumatol. 67, 1036-1044 (2015).
319. Wu, C. Y. et al. Tris DBA Ameliorates Accelerated and Severe Lupus Nephritis in Mice by Activating Regulatory T Cells and Autophagy and Inhibiting the NLRP3 Inflammasome. J. Immunol. 204, 1448-1461 (2020).
320. Peng, W., Pei, G. Q., Tang, Y., Tan, L. & Qin, W. IgA1 deposition may induce NLRP3 expression and macrophage transdifferentiation of podocyte in IgA nephropathy. J. Transl. Med 17, 406 (2019).
321. Yang, S. M. et al. Antroquinonol mitigates an accelerated and progressive IgA nephropathy model in mice by activating the Nrf2 pathway and inhibiting T cells and NLRP3 inflammasome. Free Radic. Biol. Med 61, 285-297 (2013).
322. Tsai, Y. L. et al. NLRP3 inflammasome: Pathogenic role and potential therapeutic target for IgA nephropathy. Sci. Rep. 7, 41123 (2017).
323. Chun, J. et al. NLRP3 localizes to the tubular epithelium in human kidney and correlates with outcome in IgA nephropathy. Sci. Rep. 6, 24667 (2016).
324. Demirel, I. et al. Activation of the NLRP3 inflammasome pathway by uropathogenic escherichia coli is virulence factor-dependent and influences colonization of bladder epithelial cells. Front Cell Infect. Microbiol 8, 81 (2018).
325. Harper, S. N., Leidig, P. D., Hughes, F. M. Jr., Jin, H. & Purves, J. T. Calcium pyrophosphate and monosodium urate activate The NLRP3 inflammasome within bladder urothelium via reactive oxygen species and TXNIP. Res Rep. Urol. 11, 319-325 (2019).
326. Hughes, F. M. Jr. et al. The NLRP3 inflammasome mediates inflammation produced by bladder outlet obstruction. J. Urol. 195, 1598-1605 (2016).
327. Hughes, F. M. Jr., Sexton, S. J., Jin, H., Govada, V. & Purves, J. T. Bladder fibrosis during outlet obstruction is triggered through the NLRP3 inflammasome and the production of IL-1beta. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 313, F603-F610 (2017).
328. Lu, J. et al. Rapamycin-induced autophagy attenuates hormone-imba-lance-induced chronic non-bacterial prostatitis in rats via the inhibition of NLRP3 inflammasome-mediated inflammation. Mol. Med Rep. 19, 221-230 (2019).
329. Gu, N. Y. et al. Trichomonas vaginalis induces IL-1beta production in a human prostate epithelial cell line by activating the NLRP3 inflammasome via reactive oxygen species and potassium ion efflux. Prostate 76, 885-896 (2016).
330. Lai, Y. et al. Elevated levels of follicular fatty acids induce ovarian inflammation via ERK1/2 and inflammasome activation in PCOS. J. Clin. Endocrinol. Metab. 107, 2307-2317 (2022).
331. Wang, D. et al. Exposure to hyperandrogen drives ovarian dysfunction and fibrosis by activating the NLRP3 inflammasome in mice. Sci. Total Environ. 745, 141049 (2020).
332. Refaie, M. M. M., El-Hussieny, M. & Abdelraheem, W. M. Diacerein ameliorates induced polycystic ovary in female rats via modulation of inflammasome/caspase1/IL1beta and Bax/Bcl2 pathways. Naunyn Schmiedebergs Arch. Pharm. 395, 295-304 (2022).
333. Navarro-Pando, J. M. et al. Inhibition of the NLRP3 inflammasome prevents ovarian aging. Sci. Adv. 7, eabc7409 (2021).
334. Murakami, M. et al. Effectiveness of NLRP3 Inhibitor as a Non-Hormonal Treatment for ovarian endometriosis. Reprod. Biol. Endocrinol. 20, 58 (2022).
335. Carey, A. et al. Identification of interleukin-1 by functional screening as a key mediator of cellular expansion and disease progression in acute myeloid leukemia. Cell Rep. 18, 3204-3218 (2017).
336. Hamarsheh, S. et al. Oncogenic Kras(G12D) causes myeloproliferation via NLRP3 inflammasome activation. Nat. Commun. 11, 1659 (2020).
337. Jia, Y. et al. Aberrant NLRP3 inflammasome associated with aryl hydrocarbon receptor potentially contributes to the imbalance of T-helper cells in patients with acute myeloid leukemia. Oncol. Lett. 14, 7031-7044 (2017).
338. Paugh, S. et al. NALP3 inflammasome upregulation and CASP1 cleavage of the glucocorticoid receptor cause glucocorticoid resistance in leukemia cells. Nat. Genet. 47, 607-614 (2015).
339. Salaro, E. et al. Involvement of the P2X7-NLRP3 axis in leukemic cell proliferation and death. Sci. Rep. 6, 26280 (2016).
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as… Yao et al.
340. Zhou, Y. et al. Curcumin activates NLRC4, AIM2, and IFI16 inflammasomes and induces pyroptosis by up-regulated ISG3 transcript factor in acute myeloid leukemia cell lines. Cancer Biol. Ther. 23, 328-335 (2022).
341. Cominal, J. G. et al. Bone Marrow Soluble Mediator Signatures of Patients With Philadelphia Chromosome-Negative Myeloproliferative Neoplasms. Front Oncol. 11, 665037 (2021).
342. Rai, S. et al. Inhibition of interleukin-1beta reduces myelofibrosis and osteosclerosis in mice with JAK2-V617F driven myeloproliferative neoplasm. Nat. Commun. 13, 5346 (2022).
343. Liew, E. L. et al. Identification of AIM2 as a downstream target of JAK2V617F. Exp. Hematol. Oncol. 5, 2 (2015).
344. Shi, L. et al. Cellular senescence induced by S100A9 in mesenchymal stromal cells through NLRP3 inflammasome activation. Aging (Albany NY) 11, 9626-9642 (2019).
345. Zhao, X. et al. NLRP3 inflammasome activation plays a carcinogenic role through effector cytokine IL-18 in lymphoma. Oncotarget 8, 108571-108583 (2017).
346. Lu, F. et al. NLRP3 inflammasome upregulates PD-L1 expression and contributes to immune suppression in lymphoma. Cancer Lett. 497, 178-189 (2021).
347. Baldini, C., Santini, E., Rossi, C., Donati, V. & Solini, A. The P2X7 receptor-NLRP3 inflammasome complex predicts the development of non-Hodgkin’s lymphoma in Sjogren’s syndrome: a prospective, observational, single-centre study. J. Intern Med. 282, 175-186 (2017).
348. Bostan, E., Gokoz, O. & Atakan, N. The role of NLRP1 and NLRP3 inflammasomes in the etiopathogeneses of pityriasis lichenoides chronica and mycosis fungoides: an immunohistochemical study. Arch. Dermatol Res. 315, 231-239 (2023).
349. Huanosta-Murillo, E. et al. NLRP3 regulates IL-4 expression in TOX(+) CD4(+) T cells of cutaneous T cell lymphoma to potentially promote disease progression. Front Immunol. 12, 668369 (2021).
350. Singh, V. V. et al. Kaposi’s sarcoma-associated herpesvirus latency in endothelial and cells activates gamma interferon-inducible protein 16-mediated inflammasomes. J. Virol. 87, 4417-4431 (2013).
351. Liu, Z. H. et al. Genetic Polymorphisms in NLRP3 Inflammasome-Associated Genes in Patients with B-Cell Non-Hodgkin’s Lymphoma. J. Inflamm. Res. 14, 5687-5697 (2021).
352. Yu, Y. et al. Leptin facilitates the differentiation of Th17 cells from MRL/Mp-Fas Ipr lupus mice by activating NLRP3 inflammasome. Innate Immun. 26, 294-300 (2020).
353. Shin, M. S. et al. Self double-stranded (ds)DNA induces IL-1beta production from human monocytes by activating NLRP3 inflammasome in the presence of antidsDNA antibodies. J. Immunol. 190, 1407-1415 (2013).
354. Zhang, H. et al. Anti-dsDNA antibodies bind to TLR4 and activate NLRP3 inflammasome in lupus monocytes/macrophages. J. Transl. Med. 14, 156 (2016).
355. Yang, M. et al. AIM2 deficiency in B cells ameliorates systemic lupus erythematosus by regulating Blimp-1-Bcl-6 axis-mediated B-cell differentiation. Signal Transduct. Target Ther. 6, 341 (2021).
356. Leite, J. A. et al. The DNA sensor AIM2 protects against streptozotocin-induced type 1 diabetes by regulating intestinal homeostasis via the IL-18 Pathway. Cells 9, 959 (2020).
357. Wu, H. et al. The IL-21-TET2-AIM2-c-MAF pathway drives the T follicular helper cell response in lupus-like disease. Clin. Transl. Med 12, e781 (2022).
358. Choulaki, C. et al. Enhanced activity of NLRP3 inflammasome in peripheral blood cells of patients with active rheumatoid arthritis. Arthritis Res Ther. 17, 257 (2015).
359. Meloni, F. et al. Cytokine profile of bronchoalveolar lavage in systemic sclerosis with interstitial lung disease: comparison with usual interstitial pneumonia. Ann. Rheum. Dis. 63, 892-894 (2004).
360. Zhao, C., Gu, Y., Zeng, X. & Wang, J. NLRP3 inflammasome regulates Th17 differentiation in rheumatoid arthritis. Clin. Immunol. 197, 154-160 (2018).
361. D’Espessailles, A., Mora, Y. A., Fuentes, C. & Cifuentes, M. Calcium-sensing receptor activates the NLRP3 inflammasome in LS14 preadipocytes mediated by ERK1/2 signaling. J. Cell Physiol. 233, 6232-6240 (2018).
362. Wu, X. Y. et al. Complement C1q synergizes with PTX3 in promoting NLRP3 inflammasome over-activation and pyroptosis in rheumatoid arthritis. J. Autoimmun. 106, 102336 (2020).
363. Chen, Y. et al. Expression of AIM2 in rheumatoid arthritis and its role on fibroblast-like synoviocytes. Mediat. Inflamm. 2020, 1693730 (2020).
364. Hajizadeh, S., DeGroot, J., TeKoppele, J. M., Tarkowski, A. & Collins, L. V. Extracellular mitochondrial DNA and oxidatively damaged DNA in synovial fluid of patients with rheumatoid arthritis. Arthritis Res Ther. 5, R234-R240 (2003).
365. Li, F. et al. Inhibition of P2X4 suppresses joint inflammation and damage in collagen-induced arthritis. Inflammation 37, 146-153 (2014).
366. Delgado-Arevalo, C. et al. NLRC4-mediated activation of CD1c+ DC contributes to perpetuation of synovitis in rheumatoid arthritis. JCI Insight 7, e152886 (2022).
367. Zhou, Y. et al. Lipoxin A4 attenuates MSU-crystal-induced NLRP3 inflammasome activation through suppressing Nrf2 thereby increasing TXNRD2. Front Immunol. 13, 1060441 (2022).
368. Amaral, F. A. et al. NLRP3 inflammasome-mediated neutrophil recruitment and hypernociception depend on leukotriene in a murine model of gout. Arthritis Rheum. 64, 474-484 (2012).
369. Fujita, Y. et al. Cold-inducible RNA-binding protein (CIRP) potentiates uric acidinduced IL-1beta production. Arthritis Res. Ther. 23, 128 (2021).
370. Gonzalez-Cabello, R., Perl, A., Kalmar, L. & Gergely, P. Short-term stimulation of lymphocyte proliferation by indomethacin in vitro and in vivo. Acta Physiol. Hung. 70, 25-30 (1987).
371. Lee, H. M. et al. Upregulated NLRP3 inflammasome activation in patients with type 2 diabetes. Diabetes 62, 194-204 (2013).
372. Youm, Y. H. et al. Elimination of the NLRP3-ASC inflammasome protects against chronic obesity-induced pancreatic damage. Endocrinology 152, 4039-4045 (2011).
373. Chiazza, F. et al. Targeting the NLRP3 inflammasome to reduce diet-induced metabolic abnormalities in mice. Mol. Med 21, 1025-1037 (2016).
374. Tomita, T. Islet amyloid polypeptide in pancreatic islets from type 2 diabetic subjects. Islets 4, 223-232 (2012).
375. Jourdan, T. et al. Activation of the NIrp3 inflammasome in infiltrating macrophages by endocannabinoids mediates beta cell loss in type 2 diabetes. Nat. Med 19, 1132-1140 (2013).
376. Gianfrancesco, M. A. et al. Saturated fatty acids induce NLRP3 activation in human macrophages through efflux resulting from phospholipid saturation and Na, K-ATPase disruption. Biochim Biophys. Acta Mol. Cell Biol. Lipids 1864, 1017-1030 (2019).
377. Camell, C. D. et al. Macrophage-specific de novo synthesis of ceramide is dispensable for inflammasome-driven inflammation and insulin resistance in obesity. J. Biol. Chem. 290, 29402-29413 (2015).
378. Stienstra, R. et al. The inflammasome-mediated caspase-1 activation controls adipocyte differentiation and insulin sensitivity. Cell Metab. 12, 593-605 (2010).
379. van Diepen, J. A. et al. Caspase-1 deficiency in mice reduces intestinal triglyceride absorption and hepatic triglyceride secretion. J. Lipid Res. 54, 448-456 (2013).
380. Stienstra, R. et al. Inflammasome is a central player in the induction of obesity and insulin resistance. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 108, 15324-15329 (2011).
381. Zorrilla, E. P. & Conti, B. Interleukin-18 null mutation increases weight and food intake and reduces energy expenditure and lipid substrate utilization in high-fat diet fed mice. Brain Behav. Immun. 37, 45-53 (2014).
382. Hollingsworth, L. R. et al. DPP9 sequesters the C terminus of NLRP1 to repress inflammasome activation. Nature 592, 778-783 (2021).
383. Sharif, H. et al. Dipeptidyl peptidase 9 sets a threshold for CARD8 inflammasome formation by sequestering its active C-terminal fragment. Immunity 54, 1392-1404.e1310 (2021).
384. Coll, R. C. et al. MCC950 directly targets the NLRP3 ATP-hydrolysis motif for inflammasome inhibition. Nat. Chem. Biol. 15, 556-559 (2019).
385. Zhuang, T. et al. Tranilast directly targets NLRP3 to protect melanocytes from keratinocyte-derived il-1beta under oxidative stress. Front Cell Dev. Biol. 8, 588 (2020).
386. Jiang, H. et al. Identification of a selective and direct NLRP3 inhibitor to treat inflammatory disorders. J. Exp. Med. 214, 3219-3238 (2017).
387. Zuo, D. et al. Design and synthesis of an N-benzyl 5-(4-sulfamoylbenzylidene-2-thioxothiazolidin-4-one scaffold as a novel NLRP3 inflammasome inhibitor. Bioorg. Med. Chem. Lett 65, 128693 (2022).
388. He, H. et al. Oridonin is a covalent NLRP3 inhibitor with strong antiinflammasome activity. Nat. Commun. 9, 2550 (2018).
389. Dai, Z. et al. Development of novel tetrahydroquinoline inhibitors of NLRP3 inflammasome for potential treatment of DSS-induced mouse colitis. J. Med Chem. 64, 871-889 (2021).
390. Marchetti, C. et al. OLT1177, a beta-sulfonyl nitrile compound, safe in humans, inhibits the NLRP3 inflammasome and reverses the metabolic cost of inflammation. Proc. Natl Acad. Sci. USA 115, E1530-E1539 (2018).
391. Wohlford, G. F. et al. Phase 1B, randomized, double-blinded, dose escalation, single-center, repeat dose safety and pharmacodynamics study of the oral NLRP3 inhibitor dapansutrile in subjects with NYHA II-III systolic heart failure. J. Cardiovasc Pharm. 77, 49-60 (2020).
392. Yang, G. et al. Direct binding to NLRP3 pyrin domain as a novel strategy to prevent NLRP3-driven inflammation and gouty arthritis. Arthritis Rheumatol. 72, 1192-1202 (2020).
393. He, Y. et al. 3,4-methylenedioxy-beta-nitrostyrene inhibits NLRP3 inflammasome activation by blocking assembly of the inflammasome. J. Biol. Chem. 289, 1142-1150 (2014).
394. Liang, Q. et al. Lycorine ameliorates bleomycin-induced pulmonary fibrosis via inhibiting NLRP3 inflammasome activation and pyroptosis. Pharm. Res. 158, 104884 (2020).
395. Huang, Y. et al. Tivantinib alleviates inflammatory diseases by directly targeting NLRP3. iScience 26, 106062 (2023).
396. Juliana, C. et al. Anti-inflammatory compounds parthenolide and Bay 11-7082 are direct inhibitors of the inflammasome. J. Biol. Chem. 285, 9792-9802 (2010).
397. Lee, J., Rhee, M. H., Kim, E. & Cho, J. Y. BAY 11-7082 is a broad-spectrum inhibitor with anti-inflammatory activity against multiple targets. Mediat. Inflamm. 2012, 416036 (2012).
398. Hsu, C. G. et al. The lipid peroxidation product 4-hydroxynonenal inhibits NLRP3 inflammasome activation and macrophage pyroptosis. Cell Death Differ. 29, 1790-1803 (2022).
399. Wu, X. et al. Discovery of a novel oral proteasome inhibitor to block NLRP3 inflammasome activation with anti-inflammation Activity. J. Med Chem. 65, 11985-12001 (2022).
400. Shi, Y., Lv, Q., Zheng, M., Sun, H. & Shi, F. NLRP3 inflammasome inhibitor INF39 attenuated NLRP3 assembly in macrophages. Int Immunopharmacol. 92, 107358 (2021).
401. Khare, S. et al. The PYRIN domain-only protein POP3 inhibits ALR inflammasomes and regulates responses to infection with DNA viruses. Nat. Immunol. 15, 343-353 (2014).
402. Kim, J. et al. Obovatol inhibits NLRP3, AIM2, and non-canonical inflammasome activation. Phytomedicine 63, 153019 (2019).
403. Zhang, M. J. et al. The HDAC3 inhibitor RGFP966 ameliorated ischemic brain damage by downregulating the AIM2 inflammasome. FASEB J. 34, 648-662 (2020).
404. Ni, X., Castanares, M., Mukherjee, A. & Lupold, S. E. Nucleic acid aptamers: clinical applications and promising new horizons. Curr. Med. Chem. 18, 4206-4214 (2011).
405. Yang, H. et al. Roxadustat (FG-4592) protects against ischaemia-induced acute kidney injury via improving CD73 and decreasing AIM2 inflammasome activation. Nephrol. Dial. Transpl. 38, 858-875 (2023).
406. Xu, H. et al. Costunolide covalently targets NACHT domain of NLRP3 to inhibit inflammasome activation and alleviate NLRP3-driven inflammatory diseases. Acta Pharm. Sin. B 13, 678-693 (2023).
407. Chung, I. C. et al. EFLA 945 restricts AIM2 inflammasome activation by preventing DNA entry for psoriasis treatment. Cytokine 127, 154951 (2020).
408. Lee, S. B. et al. Cornus officinalis seed extract inhibits AIM2-inflammasome activation and attenuates imiquimod-induced psoriasis-like skin inflammation. Int. J. Mol. Sci. 24, 5653 (2023).
409. Jiao, Y. et al. Discovery of a novel and potent inhibitor with differential speciesspecific effects against NLRP3 and AIM2 inflammasome-dependent pyroptosis. Eur. J. Med Chem. 232, 114194 (2022).
410. Lee, H. E. et al. Targeting ASC in NLRP3 inflammasome by caffeic acid phenethyl ester: a novel strategy to treat acute gout. Sci. Rep. 6, 38622 (2016).
411. Schmidt, F. I. et al. A single domain antibody fragment that recognizes the adaptor ASC defines the role of ASC domains in inflammasome assembly. J. Exp. Med. 213, 771-790 (2016).
412. Chen, C. et al. Directly targeting ASC by lonidamine alleviates inflammasomedriven diseases. J. Neuroinflammation 19, 315 (2022).
413. Chen, Y. et al. Dehydrocostus lactone inhibits NLRP3 inflammasome activation by blocking ASC oligomerization and prevents LPS-mediated inflammation in vivo. Cell Immunol. 349, 104046 (2020).
414. Li, Y. et al. Pharmacological Effects and Mechanisms of Chinese Medicines Modulating NLRP3 Inflammasomes in Ischemic Cardio/Cerebral Vascular Disease. Am. J. Chin. Med. 46, 1727-1741 (2018).
415. Qin, Q. et al. Brevilin A inhibits NLRP3 inflammasome activation in vivo and in vitro by acting on the upstream of NLRP3-induced ASC oligomerization. Mol. Immunol. 135, 116-126 (2021).
416. Liao, Y. J. et al. Correction: 1,2,4-Trimethoxybenzene selectively inhibits NLRP3 inflammasome activation and attenuates experimental autoimmune encephalomyelitis. Acta Pharm. Sin. 43, 504 (2022).
417. Flores, J., Fillion, M. L. & LeBlanc, A. C. Caspase-1 inhibition improves cognition without significantly altering amyloid and inflammation in aged Alzheimer disease mice. Cell Death Dis. 13, 864 (2022).
418. Wu, J. et al. Sennoside A is a novel inhibitor targeting caspase-1. Food Funct. 13, 9782-9795 (2022).
419. Rudolphi, K., Gerwin, N., Verzijl, N., van der Kraan, P. & van den Berg, W. Pralnacasan, an inhibitor of interleukin-1beta converting enzyme, reduces joint damage in two murine models of osteoarthritis. Osteoarthr. Cartil. 11, 738-746 (2003).
420. Loher, F. et al. The interleukin-1 beta-converting enzyme inhibitor pralnacasan reduces dextran sulfate sodium-induced murine colitis and T helper 1 T -cell activation. J. Pharm. Exp. Ther. 308, 583-590 (2004).
421. Bami, S. et al. The use of anakinra in the treatment of secondary hemophagocytic lymphohistiocytosis. Pediatr. Blood Cancer 67, e28581 (2020).
422. Ruscitti, P., Berardicurti, O., Cipriani, P. & Giacomelli, R. Benefits of anakinra versus TNF inhibitors in rheumatoid arthritis and type 2 diabetes: long-term findings from participants furtherly followed-up in the TRACK study, a
multicentre, open-label, randomised, controlled trial. Clin. Exp. Rheumatol. 39, 403-406 (2021).
423. Ruscitti, P. et al. Anti-interleukin-1 treatment in patients with rheumatoid arthritis and type 2 diabetes (TRACK): A multicentre, open-label, randomised controlled trial. PLoS Med. 16, e1002901 (2019).
424. Hosono, K., Kato, C. & Sasajima, T. Real-world safety and effectiveness of canakinumab in patients with cryopyrin-associated periodic fever syndrome: a longterm observational study in Japan. Clin. Exp. Rheumatol. 40, 1543-1553 (2022).
425. Everett, B. M. et al. Inhibition of interleukin-1beta and reduction in atherothrombotic cardiovascular events in the CANTOS trial. J. Am. Coll. Cardiol. 76, 1660-1670 (2020).
426. Schumacher, H. R. Jr. et al. Rilonacept (interleukin-1 trap) for prevention of gout flares during initiation of uric acid-lowering therapy: results from a phase III randomized, double-blind, placebo-controlled, confirmatory efficacy study. Arthritis Care Res (Hoboken) 64, 1462-1470 (2012).
427. Klein, A. L. et al. Phase 3 trial of interleukin-1 trap rilonacept in recurrent pericarditis. N. Engl. J. Med. 384, 31-41 (2021).
428. Issafras, H., Corbin, J. A., Goldfine, I. D. & Roell, M. K. Detailed mechanistic analysis of gevokizumab, an allosteric anti-IL-1beta antibody with differential receptor-modulating properties. J. Pharm. Exp. Ther. 348, 202-215 (2014).
429. Wlodek, E. et al. A pilot study evaluating GSK1070806 inhibition of interleukin18 in renal transplant delayed graft function. PLoS One 16, e0247972 (2021).
430. Mistry, P. et al. Safety, tolerability, pharmacokinetics, and pharmacodynamics of single-dose antiinterleukin- 18 mAb GSK1070806 in healthy and obese subjects. Int. J. Clin. Pharm. Ther. 52, 867-879 (2014).
431. Hu, J. J. et al. FDA-approved disulfiram inhibits pyroptosis by blocking gasdermin D pore formation. Nat. Immunol. 21, 736-745 (2020).
432. Han, C. et al. New mechanism of nerve injury in Alzheimer’s disease: beta-amyloid-induced neuronal pyroptosis. J. Cell Mol. Med 24, 8078-8090 (2020).
433. Lv, T. et al. Targeting of GSDMD sensitizes HCC to anti-PD-1 by activating cGAS pathway and downregulating PD-L1 expression. J. Immunother. Cancer 10, e004763 (2022).
434. Li, Q. et al. Licochalcone B specifically inhibits the NLRP3 inflammasome by disrupting NEK7-NLRP3 interaction. EMBO Rep. 23, e53499 (2022).
435. Zhao, Q. et al. Pristimerin protects against inflammation and metabolic disorder in mice through inhibition of NLRP3 inflammasome activation. Acta Pharm. Sin. 42, 975-986 (2021).
436. Shi, Y. et al. Ginsenoside Rg3 suppresses the NLRP3 inflammasome activation through inhibition of its assembly. FASEB J. 34, 208-221 (2020).
437. Liu, P. et al. Methyl gallate improves hyperuricemia nephropathy mice through inhibiting NLRP3 pathway. Front Pharm. 12, 759040 (2021).
438. Wu, T. et al. 5-Androstenediol prevents radiation injury in mice by promoting NF-kappaB signaling and inhibiting AIM2 inflammasome activation. Biomed. Pharmacother. 121, 109597 (2020).
439. Ahn, H. & Lee, G. S. Riboflavin, vitamin B2, attenuates NLRP3, NLRC4, AIM2, and non-canonical inflammasomes by the inhibition of caspase-1 activity. Sci. Rep. 10, 19091 (2020).
440. Wang, Y., Li, Z., Teng, M. & Liu, J. Dihydroartemisinin inhibits activation of the AIM2 inflammasome pathway and NF-kappaB/HIF-1alpha/VEGF pathway by inducing autophagy in A431 human cutaneous squamous cell carcinoma cells. Int J. Med. Sci. 18, 2705-2715 (2021).
441. Wu, X. Y. et al. ML365 inhibits TWIK2 channel to block ATP-induced NLRP3 inflammasome. Acta Pharm. Sin. 43, 992-1000 (2022).
442. Huang, L. et al. Curcumin alleviates cerebral ischemia-reperfusion injury by inhibiting NLRP1-dependent neuronal pyroptosis. Curr. Neurovasc Res 18, 189-196 (2021).
443. Liu, X., Lu, X. & Hu, Z. N-acetylcysteine (NAC) inhibits synthesis of IL-18 in macrophage by suppressing NLRP3 expression to reduce the production of IFNgamma from NK cells. Comput Math. Methods Med. 2021, 7596343 (2021).
444. Cipollina, C. et al. 17-oxo-DHA displays additive anti-inflammatory effects with fluticasone propionate and inhibits the NLRP3 inflammasome. Sci. Rep. 6, 37625 (2016).
445. Yang, X. et al. Pretreatment with low-dose fimasartan ameliorates NLRP3 inflammasome-mediated neuroinflammation and brain injury after intracerebral hemorrhage. Exp. Neurol. 310, 22-32 (2018).
446. Gonzalez-Cofrade, L. et al. Phenolic and quinone methide nor-triterpenes as selective NLRP3 inflammasome inhibitors. Bioorg. Chem. 132, 106362 (2023).
447. Wei, Z. et al. Dihydrotanshinone I specifically inhibits NLRP3 inflammasome activation and protects against septic shock in vivo. Front Pharm. 12, 750815 (2021).
448. Albanese, V. et al. Novel aryl sulfonamide derivatives as NLRP3 inflammasome inhibitors for the potential treatment of cancer. J. Med. Chem. 66, 5223-5241 (2023).
449. Yokochi, E., Kohno, S. & Ohata, K. Pharmacological studies on the clathrate compound of mobenzoxamine with beta-cyclodextrin. (I). Effects on the digestive system]. Nihon Yakurigaku Zasshi 92, 297-310 (1988).
The role of inflammasomes in human diseases and their potential as…
Yao et al.
Open Access This article is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License, which permits use, sharing, adaptation, distribution and reproduction in any medium or format, as long as you give appropriate credit to the original author(s) and the source, provide a link to the Creative Commons license, and indicate if changes were made. The images or other third party material in this article are included in the article’s Creative Commons license, unless indicated otherwise in a credit line to the material. If material is not included in the article’s Creative Commons license and your intended use is not permitted by statutory regulation or exceeds the permitted use, you will need to obtain permission directly from the copyright holder. To view a copy of this license, visit http:// creativecommons.org/licenses/by/4.0/.
© The Author(s) 2023

  1. The National Clinical Research Center for Geriatric Disease, Xuanwu Hospital, Capital Medical University, Beijing 100053, China; Townsend Family Laboratories, Department of Psychiatry, Brain Research Center, The University of British Columbia, 2255 Wesbrook Mall, Vancouver, BC V6T 1Z3, Canada; Key Laboratory of Neurodegenerative Diseases, Ministry of Education, Beijing, P.R. China; Zhejiang Clinical Research Center for Mental Disorders, Key Laboratory of Alzheimer’s Disease of Zhejiang Province, School of Mental Health and The Affiliated Kangning Hospital, Institute of Aging, Wenzhou Medical University, Wenzhou, Zhejiang 325000, China and Oujiang Laboratory (Zhejiang Lab for Regenerative Medicine, Vision and Brain Health), Wenzhou, Zhejiang 325000, China
    Correspondence: Yun Zhang (zhangyun@xwhosp.org) or Weihong Song (weihong@wmu.edu.cn)
    These authors contributed equally: Jing Yao, Keenan Sterling