نقص الأكسجين، الإجهاد التأكسدي، وتفاعل إشارات HIFs وNRF2 في السرطان Hypoxia, oxidative stress, and the interplay of HIFs and NRF2 signaling in cancer

المجلة: Experimental & Molecular Medicine، المجلد: 56، العدد: 3
DOI: https://doi.org/10.1038/s12276-024-01180-8
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38424190
تاريخ النشر: 2024-03-01

نقص الأكسجين، الإجهاد التأكسدي، وتفاعل إشارات HIFs وNRF2 في السرطان

تاي جون باي ستيفانوس برانوتو هاليس وميك يونغ كواك

© المؤلف(ون) 2024

الملخص

الأكسجين ضروري للحياة ويعمل كمتقبل نهائي للإلكترونات في إنتاج الطاقة الميتوكوندري. تتكيف الخلايا مع مستويات الأكسجين المتغيرة من خلال أنظمة استجابة معقدة. تقوم عوامل الاستجابة لنقص الأكسجين (HIFs)، بما في ذلك HIF-1a وHIF-2a، بتنظيم الاستجابة الخلوية لنقص الأكسجين، من خلال تنشيط الجينات لزيادة إمدادات الأكسجين وتقليل الاستهلاك. في ظل ظروف وجود فائض من الأكسجين وما ينتج عنه من إجهاد أكسيدي، يقوم عامل النواة المرتبط بالحديد 2 (NRF2) بتنشيط المئات من الجينات لإزالة المؤكسدات والبقاء الخلوي التكيفي. يُعتبر نقص الأكسجين والإجهاد الأكسيدي من السمات الأساسية للأورام الصلبة، وتلعب HIFs وNRF2 أدوارًا محورية في نمو الأورام وتقدمها. إن التفاعل المعقد بين نقص الأكسجين والإجهاد الأكسيدي داخل بيئة الورم يضيف طبقة أخرى من التعقيد إلى أنظمة الإشارات HIF وNRF2. تهدف هذه المراجعة إلى توضيح التغيرات الديناميكية ووظائف مسارات الإشارات HIF وNRF2 استجابةً لظروف نقص الأكسجين والإجهاد الأكسيدي، مع التأكيد على تداعياتها داخل بيئة الورم. بالإضافة إلى ذلك، استكشفت هذه المراجعة التفاعل المعقد بين HIFs وNRF2، مقدمة رؤى حول أهمية هذه التفاعلات لتطوير استراتيجيات جديدة لعلاج السرطان.

الطب التجريبي والجزيئي (2024) 56:501-514؛https://doi.org/10.1038/s12276-024-01180-8

مقدمة

الأكسجين ( ) هو العنصر الأكثر أساسية لمعظم الكائنات الحية على الأرض ويعمل كمتقبل نهائي للإلكترونات في عملية إنتاج الطاقة الميتوكوندرية تركيز تتعرض لها الخلايا لتغيرات كبيرة بسبب الاضطرابات البيئية وعمليات النقل والتوزيع داخل الكائنات الحية. وتتميز الظروف الناقصة الأكسجين، التي تتسم بنقص كافٍ العرض بالنسبة للكمية المطلوبة، شائع في حالات مرضية مختلفة، مثل مرض الانسداد الرئوي المزمن ومرض القلب الإقفاري. هذه الحالات ملحوظة بشكل خاص في بيئة الورم الدقيقة (TME)، حيث تكون الأوعية الدموية محدودة. . ومع ذلك، على الرغم من أن هو جزيء مستقر نسبيًا، تكوين الجذور الحرة المشتقة يتناسب مع تركيز. استنشاق يمكن أن تؤدي التركيزات الأعلى من الضغط الجزئي الطبيعي إلى مستويات عالية من أنواع الأكسجين التفاعلية (ROS). في ظل هذه الظروف، تتعرض الخلايا للإجهاد التأكسدي، حيث يتجاوز إنتاج المؤكسدات بشكل كبير إنتاج مضادات الأكسدة والقدرة على إصلاح المكونات الخلوية التالفة بواسطة المؤكسدات. “. وبناءً عليه، تطورت الخلايا لتصبح لديها أنظمة استجابة معقدة للتكيف مع المتغيرات التوافر. العوامل الرئيسية المسؤولة عن الاستجابة الخلوية لنقص الأكسجين هي عوامل الاستجابة لنقص الأكسجين (HIFs)، بما في ذلك HIF-1a وHIF-2a. تقوم هذه العوامل النسخية بتنشيط تعبير مجموعة من الجينات المعنية بزيادة توفير (الجينات التي تنظم تكوين الكريات الحمراء وتكوين الأوعية الدموية) وتقليل إنفاق (جينات لـ -استقلاب جليكولي مستقل)، مما يؤدي في النهاية إلى تحفيز استجابة تكيفية خلوية لـ -بيئة مقيدة . العكس من نقص الأكسجين، المعروف باسم فرط الأكسجين، هو أيضًا حالة حرجة تحفز الخلايا
خلل في الجزيئات الكبيرة، وفي النهاية، موت الخلايا. استجابةً لذلك، تزداد مستويات التعبير عن الجينات المعنية بإزالة الجذور الحرة الناتجة عن فرط الأكسجين وإصلاح الخلايا التالفة. يعتبر عامل النسخ الرئيسي الذي يتوسط هذه الاستجابة هو عامل النسخ المرتبط بالعامل 2 (NRF2) الذي يعزز التكيف وبقاء الخلايا في ظل ظروف الإجهاد التأكسدي. .
نقص الأكسجين والإجهاد التأكسدي هما من السمات الأساسية للأورام الصلبة خلال عملية نمو الورم السريع، يؤدي نقص تكوين الأوعية الدموية إلى خلق بيئة ناقصة الأكسجين داخل نسيج الورم. في الواقع، المتوسط يُقال إنه 10 مم زئبقي ( لسرطان الثدي والرأس والعنق وسرطان عنق الرحم. في هذه الظروف، يتم تنشيط عوامل الاستجابة لنقص الأكسجين (HIFs) وتعزز التعبير عن مجموعة متنوعة من الجينات التي تؤدي إلى تكوين الأوعية الدموية في الورم، والانتقال الظهاري-الم mesenchymal (EMT)، والغزو/الانتقال، والتمثيل الغذائي الخاص بالسرطان، والهروب المناعي، واكتساب صفات خلايا السرطان الجذعية (CSC). يتماشى مع ذلك، تم ربط مستويات HIF في عينات خزعة الورم بمعدلات وفيات مرتفعة لدى المرضى المصابين بالسرطان؛ لذلك، يتم التحقيق في مثبطات HIF الكيميائية كخيار علاجي لعلاج السرطان. مقارنةً بالخلايا غير السرطانية، تظهر الخلايا السرطانية مستويات عالية من أنواع الأكسجين التفاعلية (ROS) بسبب تنشيط الجينات المسرطنة، ومعدل الأيض المرتفع، وإجهاد نقص الأكسجين. للتعامل مع الإجهاد التأكسدي، تقوم خلايا السرطان بتنشيط NRF2 بشكل غير طبيعي، مما يعزز التعبير عن الجينات المشاركة في إزالة أنواع الأكسجين التفاعلية، وتكاثر الخلايا، ومقاومة الموت الخلوي، وإعادة برمجة الأيض، مما يفضل في النهاية نمو السرطان وتقدمه. . بالإضافة إلى ذلك، فإن نقص الأكسجين والإجهاد التأكسدي في بيئة الورم المجاورة (TME) هما عاملان مرتبطان بدلاً من أن يكونا عاملين مستقلين؛ لذلك، فإن تأثيراتهما على أنظمة الإشارات HIF وNRF2 معقدة بشكل ملحوظ. على سبيل المثال، غالبًا ما يتواجد نقص الأكسجين والإجهاد التأكسدي معًا في بيئة الورم المجاورة. يمكن أن يؤدي نقص الأكسجين إلى
زيادة مؤقتة في إنتاج أنواع الأكسجين التفاعلية من خلال خلل في المركب الثالث للميتوكوندريا من الجدير بالذكر أن الإجهاد التأكسدي يعمل أيضًا كعنصر إشاري للاستجابة لنقص الأكسجين. يمكن لجذور الأكسجين التفاعلية (ROS) أن تثبت HIF-1α عن طريق تثبيط نشاط بروتين مجال هيدروكسيلاز البرولين (PHD). علاوة على ذلك، عندما يكون الضغط الناجم عن نقص الأكسجين مستمرًا، يتم تقليل إنتاج الجذور الحرة للأكسجين في الميتوكوندريا من خلال آلية تتضمن استبدال وحدة السيتوكروم ج أوكسيداز وتحسين كفاءة نقل الإلكترونات لاحقًا. نظرًا للدور المحوري لمؤشرات نقص الأكسجين (HIFs) وإشارات NRF2 في سياق نمو الورم وتطوره، فإن الحصول على فهم شامل لكيفية استجابة هذه الأنظمة للضغوط البيئية الفريدة والتغيرات داخل بيئة الورم (TME) أمر ضروري. تهدف هذه المراجعة إلى توضيح التغيرات الديناميكية ووظائف مسارات إشارات HIF وNRF2، لا سيما استجابةً لظروف نقص الأكسجين والإجهاد التأكسدي، مع التركيز بشكل خاص على تداعياتها داخل بيئة الورم. علاوة على ذلك، تستعرض هذه المراجعة التفاعل المعقد بين HIFs وNRF2 في سياق السرطان.

أنظمة الاستجابة التكيفية للمتغيرات توترات منخفضة التوتر وعوامل نقص الأكسجين

يمثل اكتشاف عوامل الاستجابة للاختناق (HIFs) وتنظيمها بواسطة بروتين كابح الورم فون هيبل-لينداو (pVHL) وPHDs تقدمًا كبيرًا في فهمنا للاستجابات الخلوية للاختناق. تعتبر HIFs بروتينات عوامل نسخ هيتيروديمرية تتكون من وحدتين فرعيتين من عائلة الحلزون-الحلقة-الحلزون-Per-Arnt-Sim: الـ -حساس وحدة فرعية والنشطة بشكل دائم وحدة فرعية . من بين الوحدات الفرعية، تعتبر HIF-1α (المشفرة بواسطة HIF1A) و HIF-2α (المشفرة بواسطة EPAS1) بروتينات موصوفة بشكل جيد تتحكم في النشاط النسخي للعديد من الجينات وتساهم في استراتيجيات التكيف في الظروف المنخفضة البيئات. بالمقابل، تم دراسة HIF-3a (المشفر بواسطة HIF3A) بشكل نسبي أقل هيف-1 تتفاعل الوحدة الفرعية (المشفرة بواسطة ناقل النوكليوس الأريلي الهيدروكربوني؛ ARNT) مع HIF تثبيت مركب HIF وتمكين نسخ جينات الهدف لـ HIF .
تلعب دورًا حتميًا في تنظيم استقرار بروتين HIF-a. تحت الظروف الطبيعية تركيزات، تُدرج الذرات في بقايا البرولين المحددة من HIFs (P402/P564 من HIF-1α وP405/P531 من HIF-2α) بواسطة PHDs. يتم التعرف على هذه الوحدات الفرعية من HIF-α المهددة بالأكسدة بشكل انتقائي وت ubiquitinated بواسطة مركب pVHL-elongin BC-Cullin 2 (CUL2)، مما يؤدي إلى التحلل البروتيني (الشكل 1، اللوحة اليسرى). من الجدير بالذكر أن الثدييات تمتلك ثلاثة أنواع محددة من PHDs، وهي PHD1-3، التي تحفز هيدروكسيلation لوحدات HIF-α في وجود و كيتوجلوتارات تظهر هذه الإنزيمات PHD تفضيلات متفاوتة لوحدات HIF-a، حيث يستهدف PHD2 بشكل أساسي HIF-1a، بينما يظهر PHD3 نشاطًا أكبر تجاه HIF-2a مقارنةً بـ HIF-1a. تحت ظروف نقص الأكسجين )، يتم تثبيط الهيدروكسيل بسبب نقص في كركيزة، مما يؤدي إلى تراكم HIF-a. إن انتقال وحدات HIF-a المستقرة إلى النواة يسهل تزاوجها مع “، مما يؤدي إلى تشكيل مركب قادر على التعرف والارتباط بعنصر استجابة نقص الأكسجين (HRE؛ -(A/G)CGTG-3′) في مناطق المحفز للجينات المستهدفة بالإضافة إلى المسار التقليدي الذي يتوسطه PHD/pVHL، يوجد آلية تنظيمية أخرى تتضمن عامل تثبيط HIF-1 (FIH-1). يقوم FIH-1 بتعديل نشاط HIF من خلال هيدروكسيل أسيد الأسباراجين 803 داخل وحدات HIF-α، مما يمنع تفاعل HIF-1 مع المنشطات المساعدة على النسخ، أي بروتين ربط CREB و p300 (الشكل 1، اللوحة اليسرى). .
على الرغم من أن HIF-1a و HIF-2a يشتركان في تشابهات هيكلية وقدرة على الارتباط بنفس HRE، إلا أنهما يظهران خصائص وظيفية مميزة. يتم التعبير عن HIF-1a بشكل واسع في الأنسجة ناقصة الأكسجين، في حين يتم التعبير عن HIF-2a بشكل أكثر انتقائية في أنسجة معينة، مثل البطانة الوعائية. يتم تنشيط HIF-1α بسرعة استجابةً لنقص الأكسجين الحاد، مما يؤدي إلى زيادة تنظيم الجينات
مرتبط بتحول الأيض الجليكولي واحتجاز دورة الخلية. على النقيض من ذلك، يصبح HIF-2a نشطًا تدريجيًا تحت ظروف نقص الأكسجين المستمرة، مما يزيد من مستويات التعبير للجينات المشاركة في تكوين كريات الدم الحمراء وخصائص الخلايا الجذعية الورمية. .
لقد أظهرت الدراسات أن HIFs تزيد من تعبير العديد من الجينات استجابةً لانخفاض تركيزات. أظهر تحليل المصفوفة الدقيقة للخلايا البطانية الرئوية البشرية زيادة في التعبير عن 245 جينًا، بما في ذلك الجينات التي تشفر عوامل النمو، السيتوكينات، المستقبلات، جزيئات نقل الإشارة، وعوامل النسخ، كجينات مرتفعة بشكل شائع استجابةً لكل من الإفراط في التعبير عن HIF-1a والتعريض لظروف نقص الأكسجين. تشمل الجينات المنظمة بواسطة HIF-1 عامل نمو بطانة الأوعية الدموية (VEGF)، ناقلات الجلوكوز (GLUTs)، كيناز البيروفات (PDK1)، الإريثروبويتين، عامل النمو الشبيه بالأنسولين 2 (IGF-2)، عامل النمو المحول بروتين لمفومة الخلايا B 2 (BCL-2)، بروتين التفاعل مع BCL-2 3 (BNIP3)، وأكسيداز الهيم 1 (HO-1) في خلايا الورم العصبي، يُقال إن HIF-1a و HIF-2a يشتركان في عدة جينات مستهدفة، مثل VEGF، هيدروكسيلاز التيروزين، وN-myc المنظم أسفل. بالإضافة إلى هذه الأهداف المشتركة، تم الإبلاغ عن جينات مستهدفة محددة. على سبيل المثال، يعتمد تعبير BNIP3 فقط على HIF-1a، بينما يعتمد تعبير عامل النسخ المرتبط بالثمانيات 4 (OCT4) على HIF-2. .

الزيادة، الإجهاد التأكسدي، وNRF2

عامل النسخ NRF2، المشفر بواسطة جين NFE2L2، يلعب دورًا حاسمًا كمنظم رئيسي في الحفاظ على توازن الأكسدة والاختزال الخلوي استجابةً للإجهاد التأكسدي، الذي يمكن أن يُستحث بواسطة الفائض عند التفعيل، يقوم NRF2 بتحفيز تعبير مئات الجينات المشاركة في عمليات خلوية متنوعة، بما في ذلك الاستجابات المضادة للأكسدة والمواد الغريبة، وتكاثر الخلايا وبقائها، والتمثيل الغذائي، من بين أمور أخرى. . على الرغم من زيادة الإنتاج في رئتي الجرذان المعرضة لفرط الأكسجين، زيادة تعبير إنزيمات مضادات الأكسدة تؤخر ضرر الرئة الناتج عن . بعد ذلك، تم الكشف عن أن NRF2 هو العامل النسخي الرئيسي المسؤول عن هذا النظام المعزز للاستجابة وبالمثل، فإن حاضنة الأكسجين العالي لخلايا الظهارة الرئوية نشطت مسار NRF2 عبر محور إشارة ROS-مستقبل عامل نمو البشرة-كيناز الفوسفاتيديلينوزيتول-3 (PI3K). .
NRF2 هو عامل نسخ من نوع كاب و كولار (CNC) مع سحاب ليوسين (bZIP) يتكون من سبعة مجالات Neh، كل منها له وظائف مميزة. . يحتوي مجال Neh1 على منطقة CNC-bZIP لارتباط الحمض النووي والتفاعل مع بروتينات MAF الصغيرة (sMAF). يحتوي مجال Neh2 من NRF2 على دلالات DLG وETGE المحفوظة بشكل كبير، والتي ترتبط بمنظمها السلبي بروتين 1 المرتبط بـ Kelchlike ECH (KEAP1) ارتباط مجال Neh2 من NRF2 بمجال Kelch من KEAP1 هو الآلية الرئيسية لتنظيم نشاط NRF2. . تلعب مجالات Neh3-5 دورًا في نشاط النقل من خلال الارتباط بالعديد من مكونات الآلية النسخية. يقوم مجال Neh6 بوساطة تنظيم سلبي مستقل عن KEAP1 لاستقرار NRF2 من خلال الارتباط بـ بروتين يحتوي على تكرارات نقل -TrCP) (الشكل 1، اللوحة اليمنى) .
تتم مراقبة نشاط NRF2 بشكل دقيق من خلال عملية التحلل التي تتوسطها KEAP1. في الظروف العادية، يرتبط NRF2 بجزيئين من KEAP1، وهو بروتين موصل لـ E3 يوبكويتين ليغاز المعتمد على CUL3، ويتم تحلله باستمرار بواسطة بروتيازوم 26S. تحت ظروف الإجهاد التأكسدي، تتفاعل الأنواع التفاعلية للأكسجين أو الإلكتروفيلات مع أو تعدل بقايا السيستين (Cys) في KEAP1، مما يؤدي إلى تغييرات في الشكل البروتيني لـ KEAP1 وتعطيل لاحق لمجمع NRF2 DLG motif-KEAP1-CUL3. تؤدي هذه العملية في النهاية إلى الانتقال النووي لـ NRF2 الذي تم تصنيعه حديثًا وارتباط مجمع NRF2-sMAF بعناصر الاستجابة المضادة للأكسدة (AREs؛ 5′-A/GTGACnnnGC-3′)، مما يؤدي إلى تنشيط الجينات المستهدفة (الشكل 1، اللوحة اليمنى). التفاعل بين NRF2 و KEAP1 يتضمن نموذجين بناءً على استجابات KEAP1. النموذج الأول هو آلية تعتمد على مستشعر Cys، حيث توجد بقايا Cys في
الشكل 1: HIFs وNRF2، أنظمة الاستجابة التكيفية لتوافر الأكسجين المتغير. [يسار] في ظروف نقص الأكسجين، تستقر HIFs، وتنتقل إلى النواة، وترتبط بـ HRE، مما يؤدي إلى تحفيز التعبير عن جينات الهدف الخاصة بها. في وجود الأكسجين، يتم تكسير HIFs باستمرار بواسطة المسار التقليدي الذي يتوسطه PHD/pVHL. كما يساهم الآلية التنظيمية لـ FIH-1 في تثبيط نشاط HIF. [يمين] يحافظ NRF2 على توازن الأكسدة والاختزال الخلوي استجابةً للإجهاد التأكسدي، الذي يمكن أن يتم تحفيزه بواسطة بيئة غنية بالأكسجين. يمكن أن تثبط ROS/الالكترونيات والمواد غير الالكترونية، مثل p62، تفاعلات NRF2-KEAP1 لتنشيط التعبير عن جينات الهدف NRF2. يحدث هذا التثبيط من خلال تعديل Cys لـ KEAP1 والتنافس مع KEAP1 للارتباط بـ NRF2. بالإضافة إلى ذلك، كمسار تنظيمي مستقل عن KEAP1، يتم فسفرة NRF2 بواسطة GSK-3. يؤدي إلى -تحلل البروتينات بواسطة البروتيازوم المتوسّط بواسطة TrCP لـ NRF2.
KEAP1 يستشعر الإشارات المؤكسدة أو الكهربائية على سبيل المثال، يستجيب Cys151 في مجال BTB للسلفورافان، بينما تم تحديد Cys226/613/622/624 كـ -أجهزة استشعار تستجيب لتنشيط NRF2 النموذج الثاني هو آلية مستقلة عن مستشعر السيستين، حيث يتم إعاقة وظيفة KEAP1 من خلال تفاعلات البروتين-بروتين بدلاً من الاعتماد على التغيرات في بقايا السيستين. يرتبط نمط ETGE في NRF2 بقوة مع KEAP1، مما يعمل كوصلة، بينما يعمل نمط DLG كقفل بسبب انخفاض قوة ارتباطه. يعمل P62، الذي لديه affinity أكبر لـ KEAP1 مقارنة بنمط DLG في NRF2، كمانع لتفاعل البروتين-بروتين. وبالتالي، يمكن أن تؤدي زيادة مستويات P62 إلى تعطيل ارتباط NRF2 DLG-KEAP1، مما يؤدي إلى تنشيط تعبير الجينات المستهدفة لـ NRF2. .
NRF2 يشارك في تنظيم أكثر من 200 جين. هذه الجينات تشفر العديد من الإنزيمات التي ت metabolize المرحلة I و II، بما في ذلك NAD(P)H: كوينون أوكسيدوريدوكتاز 1 (NQO1)، ريدوكتازات الألدو-كيتو، ناقلات الجلوتاثيون (GSH) S، و UDP غلوكورونوسيل ترانسفيراز. كما تشمل ناقلات الأدوية من المرحلة III ومكونات النظام القائم على GSH، بما في ذلك إنزيم الجلوتامات-سيستين ليغاز الحفاز (GCLC) ووحدات التعديل (GCLM)، ريدوكتاز GSH، وبيروكسيداز GSH (GPXs). بالإضافة إلى ذلك، ينظم NRF2 الجينات المتعلقة بالبروتينات الثيولية، بما في ذلك الثيوريدوكسيين (TRXs) والبيروكسيدوكسيين، فضلاً عن الجينات المعنية بتمثيل الكربوهيدرات وإنزيمات توليد NADPH مثل جلوكوز-6-فوسفات ديهيدروجيناز (G6PD) وإنزيم الماليك 1. كما يؤثر NRF2 على الجينات المرتبطة بتمثيل الهيم والحديد، مثل والفيريتينات، بالإضافة إلى الجينات التي تشفر جزيئات الإشارة وعوامل النسخ هذه الآلية التنظيمية ضرورية للحفاظ على توازن الأكسدة والاختزال الخلوي والدفاع ضد الأضرار المرتبطة بالإجهاد التأكسدي.

استجابة متقاطعة: نقص الأكسجين – NRF2 والإجهاد التأكسدي – HIFs

في الحالات الواقعية، تؤدي التعايش والتفاعل بين نقص الأكسجين والإجهاد التأكسدي إلى استجابة أكثر تعقيدًا لعوامل الاستجابة لنقص الأكسجين (HIFs) وNRF2. لقد تم إثبات منذ فترة طويلة أن ظروف نقص الأكسجين تؤدي إلى زيادة في علامات الإجهاد التأكسدي، بما في ذلك الجلوتاثيون المؤكسد (GSH). وبما يتماشى مع ذلك، تم الإبلاغ عن زيادات في مضادات الأكسدة، مثل GPX وسوبر أكسيد ديسموتاز، في نماذج حيوانية مختلفة لنقص الأكسجين. تشير هذه الملاحظات إلى أن إنتاج الجذور الحرة يزيد في ظل ظروف نقص الأكسجين؛ لذلك، كان من المهم تحديد كل من مرحلة نقص الأكسجين والآليات التي يحدث من خلالها هذا الارتفاع. في معظم إعدادات نقص الأكسجين التجريبية، كان ارتفاع الجذور الحرة استجابة سريعة. تزداد مستويات السوبر أوكسيد بشكل مؤقت خلال 10 دقائق
بعد نقص الأكسجين الحاد في خلايا الإنسان تم تأكيد مشاركة الميتوكوندريا في توليد الجذور الحرة للأكسجين (ROS) في عدة دراسات. خلايا Hep3B التي تم استنفاد الميتوكوندريا منها لا تستطيع إنتاج الجذور الحرة للأكسجين أثناء نقص الأكسجين. تستند الزيادة العابرة في سوبر أكسيد التي يسببها نقص الأكسجين أيضًا على الميتوكوندريا الوظيفية. تم تحديد المركب الثالث للميتوكوندريا كآلية لتوليد ROS الميتوكوندري تحت ظروف نقص الأكسجين. أدى كتم بروتين الحديد-الكبريت من نوع ريسكي في المركب الثالث إلى تقليل توليد ROS الناتج عن نقص الأكسجين، مما يشير إلى الدور المحتمل للمركب الثالث كجهاز استشعار لنقص الأكسجين. من المعروف أن أنواع الأكسجين التفاعلية الميتوكوندرية الناتجة عن نقص الأكسجين تعمل كجزيئات إشارة لتكاثر الخلايا وتنشيط HIF. .
تحت ظروف نقص الأكسجين المستمر، يمكن أن يكون تراكم الجذور الحرة الضارة (ROS) ضارًا للخلايا. لحماية الميتوكوندريا من الإجهاد التأكسدي، يزيد HIF-1a من مستويات تعبير PDK1، مما ينشط الأيض المستقل عن الميتوكوندريا. علاوة على ذلك، يعزز HIF-1a كفاءة نقل الإلكترونات من خلال استبدال وحدة المركب IV وتقليل توليد الجذور الحرة الضارة من خلال تثبيط المركب. . تساعد هذه الإجراءات في منع إنتاج ROS الميتوكوندري المفرط خلال نقص الأكسجين. على الرغم من الزيادة المؤقتة في ROS ومضادات الأكسدة تحت ظروف نقص الأكسجين، لم يتم ملاحظة تنشيط NRF2 بشكل متسق. على سبيل المثال، تظل مستويات NRF2 في خلايا الظهارة الرئوية وخلايا سرطان القولون والمستقيم وشبكية العين في الجرذان دون تغيير أو تتناقص خلال نقص الأكسجين. مقترحًا أن عوامل النسخ الأخرى التي يتم تنشيطها بواسطة نقص الأكسجين، مثل عامل النواة كابا ب (NF-kB) وصندوق فوكهيد O 3 (FoxO)، تؤدي بشكل أساسي إلى زيادة مستويات تعبير البروتينات المضادة للأكسدة. بالإضافة إلى ذلك، فإن تنشيط HIF-1a يقلل من نشاط النسخ NRF2 في كلى الفئران المعرضة للإقفار وخلايا البطانة الوعائية. .
علاوة على ذلك، يعمل الإجهاد التأكسدي كمنبه إضافي لتنشيط HIF. على وجه التحديد، تعمل PHDs كأجهزة استشعار ROS. تحتفظ PHD2، وهي الهيدروكسيلاز الرئيسية لـ HIF-1a، بعدة بقايا Cys في مجالها التحفيزي، ويؤدي الإجهاد التأكسدي إلى تفاعل ثنائي PHD2 من خلال أكسدة Cys، مما يؤدي إلى تثبيط نشاط PHD2. تتطلب درجة الدكتوراه كعامل مساعد، وحالة الأكسدة والاختزال لهذا العامل المساعد مهمة أيضًا لنشاطها الإنزيمي. يؤدي نقص مضاد الأكسدة الخلوي الأسكوربات إلى أكسدة إلى في حالات PHDs، مما يؤدي إلى تعطيل هذه الإنزيمات . بالإضافة إلى ذلك، فإن تشكيل مركب GSH-Cys520 الناتج عن المؤكسد في بروتين HIF-1a يعزز استقرار HIF-1a . تشير هذه الأدلة مجتمعة إلى أن تنشيط HIF يحدث استجابةً للإجهاد التأكسدي. ووفقًا لهذه النتائج، فإن ROS الميتوكوندري، الذي يزداد خلال نقص الأكسجين، يُقال إنه
يساهم في زيادة تنظيم HIF أظهرت هذه النتائج أن نقص الأكسجين والإجهاد التأكسدي هما عاملان مرتبطان بدلاً من أن يكونا عاملين مستقلين. لذلك، فإن تأثيرات هذين النظامين على أنظمة إشارات HIFs وNRF2 معقدة، مما يشير إلى وجود شبكة تربط بين هذين النظامين.

التفاعل بين HIFs و NRF2

تشير الأدلة الكبيرة إلى وجود علاقة بين وظيفة وتنظيم HIFs وNRF2. كما هو موضح في الجدول 1، تشير تقارير متعددة إلى وجود ارتباط إيجابي بين HIFs وNRF2، والذي يُلاحظ غالبًا في خلايا السرطان. في نماذج متعددة من خلايا السرطان، أظهر كتم NRF2 أنه يقلل من مستويات HIF1a، مما يؤدي إلى قمع تكاثر الخلايا المعتمد على HIF-1a، وتكوين الأوعية، ونمو الورم، والهجرة/الغزو. تم تفسير العلاقة الإيجابية بين HIF-1a وNRF2 من خلال عدة آليات. أولاً، كآلية تنظيمية مباشرة، تم تحديد منطقة ARE وظيفية محفوظة في منطقة المحفز لجين HIF1A (الشكل 2a). في هذا السياق، تم ربط ارتفاع HIF-1a الذي يتم بوساطة NRF2 بزيادة مستويات كل من NRF2 وHIF-1a في سرطانات الثدي والمثانة، فضلاً عن مقاومة السيكلوفسفاميد في خلايا الكبد السرطانية (HCCs). ثانيًا، تم اقتراح أن جينات أهداف NRF2 تشكل رابطًا جزيئيًا بين HIF-1a وNRF2 (الشكل 2b). على سبيل المثال، يمكن أن يرتبط NQO1 مباشرة بـ HIF-1a ومن ثم يمنع ارتباط PHD والانحلال البروتيني، مما يؤدي إلى تراكم HIF-1a. لقد أظهر الهدف NRF2 TRX1 أنه يزيد من نشاط HIF-1a في خلايا السرطان الغدي بعد نقص الأكسجين المتقطع، يؤدي أكسيداز NADPH 1 (NOX1) إلى زيادة مستويات ROS وزيادة مستويات NRF2/TRX1 وبالتالي زيادة مستويات بروتين HIF-1a. أول أكسيد الكربون (CO)، وهو ناتج رئيسي لعملية الأيض لـ HO-1، تم الإبلاغ عنه بأنه يثبت بروتين HIF-1a من خلال كبح الترجمة ليوبيكويتين HIF-1a. ثالثًا، تم اقتراح عدة جزيئات إشارة للعمل كوسائط في العلاقة بين HIF-1a وNRF2. في الورم الدبقي، يعزز بروتين NIX الشبيه بنيب3 في الميتوكوندريا، الذي تزداد مستويات تعبيره بواسطة NRF2، ارتفاع HIF، مما يؤدي إلى الحفاظ على خلايا جذعية الورم الدبقي. . في خلايا سرطان الثدي والقولون، زاد كتم NRF2 من مستويات تعبير miR-181c-5p، مما أدى لاحقًا إلى تثبيط التنفس الميتوكوندري. الاستهلاك من خلال استهداف الوحدة الفرعية المعقدة IV، مما يمنع في النهاية تراكم HIF-1a تحت ظروف نقص الأكسجين (الشكل 2ج) رابعًا، تم الإبلاغ عن تفاعل مباشر بين بروتينات HIF-1a وNRF2 (الشكل 2d). يرتبط NRF2 مباشرة بـ HIF-1a من خلال مجال التحلل المعتمد؛ هذه التفاعل يمنع ارتباط PHD، مما يؤدي إلى تراكم HIF-1α في حالة نقص الأكسجين الزائف تركزت معظم الدراسات حول العلاقة بين HIFs وNRF2 بشكل أساسي على HIF-1a، ولكن تم الإبلاغ مؤخرًا عن ارتباط مع HIF-2a. مستويات HIF-2a، التي تزداد تدريجيًا تحت ظروف نقص الأكسجين المستمر (72 ساعة)، تنخفض بعد كتم NRF2 والعلاج بمثبط كيميائي لـ NRF2. في هذا السياق، يؤدي تثبيط NRF2 إلى زيادة miR-181a-2-3p، الذي يستهدف مباشرة HIF-2a، مما يؤدي بالتالي إلى تقليل نمط CSC المعتمد على HIF-2a في خلايا سرطان القولون والمستقيم (الشكل 2c). .
لا تتوافق HIFs وNRF2 دائمًا بشكل إيجابي. على سبيل المثال، تحت ظروف تجريبية معينة أو في أنواع خلايا محددة، يظهر ارتباطهما علاقة عكسية. على سبيل المثال، هناك تقارير تصف تنظيم HIFs وNRF2 من حيث التغيرات في ROS (الشكل 2e). على سبيل المثال، في خلايا السرطان التي تعاني من نقص في فومارات هيدراتاز، يؤدي تراكم الفومارات إلى إنتاج سوكسينات GSH، مما يؤدي إلى زيادة ROS الميتوكوندرية وتنشيط HIF-1a لاحقًا. في هذا السياق، يساهم NRF2 المستحث بالفومارات في تثبيط HIF-1a؛ لذلك، فإن تقليل NRF2 في هذه الخلايا يزيد من مستويات HIF-1a. بروتين الساعة الجزيئية BMAL1 ينظم مباشرة تعبير NRF2 عبر ارتباط E-box. لذلك، تظهر الخلايا التي تفتقر إلى BMAL1 مستويات مرتفعة من تعبير HIF-1a بسبب تراكم ROS، الذي ينتج عن انخفاض مستويات تعبير NRF2. .
تم الإبلاغ عن علاقات سببية أكثر تحديدًا. أدى تحفيز HIF-1a إلى كبح النسخ NRF2 لـ HO-1 والإنترلوكين-8 في خلايا البطانية؛ وُجد أن انخفاض نشاط NRF2 كان بسبب ارتفاع مستوى BTB وCNC التماثلي 1 (BACH1)، وهو شريك كابح لـ NRF2. ) يُعزى التنظيم المتبادل بين HIFs وNRF2 إلى عملية يوبكويتين تتضمن هذه البروتينات (الشكل 2 ج). يُعتبر UBXN7 عامل مساعد يوفر دعامة لكل من يوبكويتين HIFs بواسطة ليغاز E3 المعتمد على CUL2، ويوبكويتين NRF2 بواسطة ليغاز E3 المعتمد على CUL3. ترتبط مستويات UBXN7 المرتفعة بتراكم HIF-1a، بينما يؤدي حذف UBXN7 إلى زيادة مستويات NRF2 وانخفاض HIF-1a. تماشيًا مع هذه التقارير عن الارتباط السلبي، عزز كتم NRF2 تراكم HIF-1a في أنسجة الكبد المعالجة بالكحول. وأنسجة الرئة المعالجة بنقص التروية وإعادة التروية في هذا السياق، فإن العلاج بعدة أنواع من العوامل المنشطة لـ NRF2 يقلل من مستويات HIF. إن معالجة خلايا بطانة الأوعية الدموية البشرية بالأندروغرافوليد قللت من HIF-1a، وكان تنشيط NRF2 متورطًا في هذه العملية. .

أنظمة الاستجابة والسرطان: ارتفاع HIFs وNRF2 في السرطان

في الأورام الصلبة المتقدمة، تنشأ المناطق الناقصة الأكسجين بسبب الشذوذات في الأوعية الدموية للورم؛ وبالتالي، فإن نقص الأكسجين داخل الورم هو المحفز الرئيسي لتنشيط HIF. لدعم ذلك، أظهرت التحليلات المناعية النسيجية لعينات الأورام السرطانية البشرية أن خلايا السرطان تظهر مستويات أعلى من تعبير HIF مقارنة بالخلايا الطبيعية المحيطة بها. تعبّر خلايا الورم عن جينات مستهدفة منظمة بواسطة HIF والتي تعتبر حاسمة لتقدم السرطان، بما في ذلك تلك المعنية بتكوين الأوعية الدموية للورم، والتحولات الأيضية، والنقائل/الغزو، ومقاومة العلاج، والغزو المناعي. لقد كشفت النتائج الأخيرة أيضًا عن الدور الهام لـ HIF-2a في خصائص الخلايا الجذعية السرطانية. .
في بعض أنسجة الأورام، يتم التعبير عن HIFs بشكل متساوٍ بغض النظر عن تكوين الأوعية الدموية، مما يشير إلى حدوث آلية مستقلة لرفع مستوى HIF. مثال واحد موصوف جيدًا هو طفرة فقدان الوظيفة لـ الجين والزيادة اللاحقة في HIF-1a وHIF-2a في سرطان الخلايا الكلوية الواضحة تم تحديد ارتباطات إضافية بين حذف جين كابح الورم وزيادة HIF. إن فقدان كابح الورم p53 يعيق تحلل HIF-1α بواسطة MDM2 من خلال البروتيازوم، مما يعزز بالتالي التنشيط النسخي لـ VEGF. تؤدي الطفرات السلبية السائدة في مثبط الورم الفوسفاتاز ونظير التنسين (PTEN) إلى زيادة مستويات تعبير HIF1a، مما يؤدي إلى تعبير الجينات المستهدفة في سرطان البروستاتا. الفومارات، وهو أونكوميتابوليت يتراكم في سرطان الخلايا الكلوية الناقص في فومارات هيدراتاز، يحفز زيادة تعبير HIF من خلال التنافس عند بالإضافة إلى ذلك، فإن الميكرو RNA المستحثة بواسطة نقص الأكسجين، والتي تُسمى هايبوكساميRs، تنظم HIFs والاستجابات الخلوية اللاحقة لنقص الأكسجين. .
NRF2 يمنع بدء السرطان من خلال تنسيق آليات الحماية ضد المواد المسرطنة المحتملة وغيرها من المخاطر في الخلايا الطبيعية والصحية. ومع ذلك، في خلايا السرطان، فإن NRF2 له تأثيرات مسرطنة، مما يساهم في نمو الورم وتطوره. داخل البيئة المجهرية المميزة بالظروف المؤكسدة، يتم غالبًا تعطيل التوازن الدقيق لتنظيم NRF2، مما يؤدي إلى تنشيط غير طبيعي لـ NRF2. يؤدي خلل في مسار NRF2 إلى تنشيط أنظمة الدفاع الخلوية وزيادة تنظيم الجينات المستهدفة، مما يعزز بقاء وتكاثر خلايا السرطان.
تُصنف طفرات NRF2 على أنها طفرات مكتسبة للوظيفة وتركز في دلالات DLG وETGE المسؤولة عن ارتباط KEAP1. تؤدي هذه الطفرات إلى تعطيل التفاعل بين NRF2 وKEAP1. وهذا يمنع تشكيل معقد NRF2-KEAP1CUL3 المطلوب لتدهور NRF2، مما يؤدي إلى تراكم NRF2 وتنشيط مستمر لجيناته المستهدفة. تُصنف الطفرات في KEAP1 على أنها طفرات فقدان الوظيفة وتوزع في جميع أنحاء جينوم KEAP1، مع
الجدول 1. العلاقة الإيجابية بين HIFs وNRF2 في السرطان تبرز أدوارهم التعاونية في تعزيز نمو الورم وتطوره.
سرطان آلية الظواهر مرجع
سرطان الثدي حذف N-glycan المفرد (N418Q) لبروتين ErbB3 (HER3) يقلل من تأثير هناجولين- تراكم النواة المعتمد على HIF-1 وبروتين NRF2. نمو الخلايا، الهجرة ١٠١
خفض NRF2 يقلل من HIF-1 والجينات اللاحقة المعنية بعملية التحلل السكري. انتشار 98
يرتبط NRF2 بـ ARE على بعد 30 كيلوبايتًا upstream من موقع HIF1A. ٥٧
زيادة التعبير عن NRF2 تعزز تعبير الإنزيمات الرئيسية في مسار الفوسفات البنتوز، بما في ذلك G6PD وTKT، وHIF اللاحق. وإشارات نوتش 1. انتشار، هجرة 99
خفض NRF2 يزيد من مستويات miR-181c لتثبيط HIF-1 تكييف الأيض من خلال التحلل السكري وPPP والتلقيم الذاتي تحت نقص الأكسجين. إعادة برمجة الأيض، الالتهام الذاتي 65
سرطان القولون والمستقيم تقليل NRF2 يقلل من الخلوية والميتوكوندريا استهلاك وإنتاج ATP، مما يعيق HIF- الاستقرار تحت نقص الأكسجين. نمو الورم، تكوين الأوعية الدموية ٤٥
NRF2 و HIF و NF-кВ تتواجد بكثرة في قلب الكتل المتنامية. CSC، مقاومة الضغط 165
خفض NRF2 يزيد من مستويات miR-181a-2-3p ويثبط HIF- الاستقرار تحت نقص الأكسجين المزمن ). نمو الورم، خصائص خلايا السرطان الجذعية 66
سرطان بطانة الرحم miR-148b يقلل من NRF2 و HIF-1 عن طريق تقليل تنظيم ERMP1 في ظل ظروف نقص الأكسجين. انتشار 192
سرطان المريء الحرشفي حجب الشRNA لـ NRF2 HIF-1 التفعيل بعد علاج. الهجرة، الغزو 53
سرطان المعدة تزيد نقص الأكسجين أو VEGFA من تعبير VEGFR2 لتسهيل الانتقال النووي لـ NRF2، بينما أدى تقليل NRF2 إلى تثبيط HIF-1. المستويات. البقاء، الغزو 100
تثبيط TRPM2 يزعزع استقرار NRF2 و HIF-1 من خلال يوبكويتيناتها. فيروبتوسيس 184
ورم دبقي متعدد الأشكال تثبيط NRF2 يثبط الميتوكوندريا الاستهلاك وبالتالي يعزز HIF-1 التحلل تحت ظروف نقص الأكسجين. التكاثر، نمو الورم، تكوين الأوعية الدموية 52
تنشيط NRF2 الناتج عن الإجهاد التأكسدي ينشط NIX ويزيد من مستوى HIF- و HIF- تحت ظروف نقص الأكسجين. خلايا الساق، البقاء، نمو الورم 63
نقص الأكسجين (12 ساعة) يحفز HIF-1 تثبيت وتعزيز البلعميات المستقطبة M2 لتنشيط مسار PI3K/Akt/NRF2. التكاثر، خلايا السرطان الجذعية، التحول الظهاري، مقاومة الأدوية، نمو الورم، تكوين الأوعية الدموية 164
سرطان الخلايا الكبدية تنظم NRF2 مستوى النسخ لـ HIF1A عبر توافق ARE على محفزه تحت ظروف نقص الأكسجين الخفيف ) شرط. مقاومة السيسبلاتين ٥٦
تثبيط NRF2 يقلل من HIF-1 تنشيط إشارة HSP70. مقاومة 5-FU، بقاء الخلايا، الهجرة، الغزو، نمو الورم ١١٢
يرتبط NRF2 بنطاق التحلل المعتمد على الأكسجين (ODD) لـ HIF-1 ويؤثر سلبًا على هيدروكسيلات HIF-1 بواسطة PHD2. نمو الورم ٥٥
سرطان الكلى تتراكم خلايا نقص FH الفومارات لاستقرار NRF2 المستقل عن ROS و HIF المعتمد على ROS . انتشار 67
سرطان الغدة الرئوية نقص الأكسجين المتقطع يعزز إنتاج ROS بواسطة NOX1 لتنشيط NRF2 من خلال تثبيت البروتين و Trx1 اللاحق، مما يزيد من HIF-1. الإشارة. البقاء 60
تكون السرطان الرئوي iAs يحفز HIF-1 المعتمد على NRF2 تنشيط لتعزيز تخليق الهيكسوزامين ومسار السيرين/الجلايسين في التحلل السكري. CSC، إعادة برمجة الأيض 51
سرطان المبيض زيادة في أنواع الأكسجين التفاعلية (ROS) بواسطة هرمون تحفيز الجريب (FSH) تنشط NRF2، مما يعزز HIF-1 بشكل أكبر. تعبير VEGF الناتج عن. تكوين الأوعية الدموية ٥٤
سرطان البنكرياس والرئة نقص NRF2 يعيق HIF-1 تحت نقص الأكسجين. كشفت تجارب التفاعل المناعي المشترك عن تفاعل بروتيني بين NRF2 و HIF-1 . انتشار 193
ARE عنصر استجابة مضادات الأكسدة، Co-IP اختبار التفاعل المناعي المشترك، CSC خلية جذعية سرطانية، EMT الانتقال من الظهارة إلى الميزانشيم، ERMP1 ميتالوببتيداز الشبكة الإندوبلازمية 1، FH هيدرات الفومارات، G6PD نازعة هيدروجين الجلوكوز-6-فوسفات، HSP70 بروتين الصدمة الحرارية 70، NOX1 نازعة هيدروجين NADPH 1، PPP مسار الفوسفات الخماسي، TKT ترانس كيتولاز، TRPM2 قناة الكاتيونات المحتملة العابرة، العائلة الفرعية M، العضو 2، TRX1 ثيوريدوكسين 1، VEGF عامل نمو بطانة الأوعية الدموية.

تفاعل إيجابي

الشكل 2 التفاعل بين HIFs وNRF2. [الأعلى] الارتباطات الإيجابية بين HIFs وNRF2. أ كآلية تنظيمية مباشرة، يرتبط NRF2 بـ ARE الموجود في منطقة المحفز لجين HIF1A، مما يحفز تعبير HIF-1 تستهدف NRF2 TRX1 و NQO1 لتعزيز تراكم واستقرار HIF-1 أول أكسيد الكربون الناتج عن HO-1 يساهم أيضًا في HIF-1 التثبيت. ج تثبيط NRF2 يزيد من مستويات التعبير عن miR-181c-5p و miR-181a-2-3p، مما يثبط HIF-1 و HIF-2 المستويات، على التوالي. يمكن لـ NRF2 الارتباط مباشرةً بنطاق التحلل المعتمد على الأكسجين لـ HIF-1 ويمنع تفاعل HIF-1 مع PHD2. [أسفل] ارتباطات سلبية بين HIFs وNRF2. e يمكن أن تؤدي زيادة مستويات NRF2 إلى تثبيط HIF- من خلال تقليل مستويات ROS. هيف- يمكن أن يقمع تعبير NRF2 و HO-1 من خلال زيادة BACH1، وهو شريك قمعي لـ NRF2. UBXN7 هو عامل مساعد لعملية ubiquitination لكل من HIFs بواسطة CUL2 وNRF2 عبر مجمعات قائمة على CUL3. لـ UBXN7 تأثيرات متعارضة على HIFs وNRF2. على سبيل المثال، عندما يتم حذف UBXN7، تزداد مستويات NRF2 بينما يؤدي ذلك في الوقت نفسه إلى انخفاض في HIF-1. المستويات.
ثراء خاص لوحظ داخل مجال كيلش، الذي يتفاعل مع دلالات DLG و ETGE لـ NRF2 في هذه الخلايا السرطانية الطافرة، يتم تنشيط NRF2 بشكل دائم، مما يزيد من التعبير عن الجينات المستهدفة التي تعزز بقاء الخلايا السرطانية، وتكاثرها، وتقدمها، ومقاومتها للعلاج. تم تحديد طفرات في NRF2 و KEAP1 في عدة أنواع من السرطان بتفاوت في الانتشار. وُجدت طفرات جسدية في NRF2 في المرضى الذين وقد تم الإبلاغ عن وجود طفرات KEAP1 في و من المرضى الذين يعانون من أدينوكارسينومات المرارة والرئة، على التوالي بالإضافة إلى الطفرات الجسدية في NRF2 و KEAP1، تم توضيح عدة آليات جزيئية لتفعيل NRF2 بشكل مفرط في السرطانات، بما في ذلك كتم KEAP1 من خلال ميثلة المحفز. تفعيل NRF2 النسخي بواسطة الأورام الخبيثة مثل KRAS استقرار NRF2 من خلال تراكم p62 وتفعيل NRF2 بواسطة الأونكوميتابوليت الفومارات .
يمكن أن تعزز HIFs وNRF2 المنشطتان في خلايا السرطان نمو الورم وتقدمه بشكل تعاوني من خلال زيادة التعبير عن الجينات المشتركة
الجينات المستهدفة (الجدول 2). تتماشى هذه النتائج مع وجود ارتباط متبادل بين مستويات تعبير HIF-1a وNRF2، حيث ترتبط المستويات العالية من هذه العوامل النسخية بنتائج سيئة لدى مرضى الورم الدبقي. في الأقسام التالية، نستكشف الأدوار المحددة لـ HIFs و NRF2 في الخصائص الأساسية للسرطان، بما في ذلك نمو السرطان والبقاء، مقاومة العلاج، تكوين الأوعية الدموية، الانبثاث، خلايا السرطان الجذعية، ومقاومة الفيروبتوز (الشكل 3). بشكل خاص، سيكون تركيزنا على دراسة التفاعلات بين HIFs و NRF2 فيما يتعلق بهذه الجوانب الأساسية للسرطان.

تكاثر السرطان والبقاء

يلعب HIF-1a دورًا حاسمًا في بقاء السرطان وتكاثره في البيئات منخفضة الأكسجين من خلال تنظيم مجموعة واسعة من الجينات. أولاً، يعزز HIF-1a عملية التحلل السكري من خلال زيادة تنظيم إنزيمات التحلل السكري الرئيسية، بما في ذلك الألدولاز A، كيناز الفوسفوغليسيرات 1، وكيناز البيروفات M. وبالمثل، يثبط HIF-1a الفسفرة التأكسدية الميتوكوندرية من خلال زيادة تنظيم اللاكتات.
الجدول 2. الجينات المستهدفة لـ HIFs وNRF2 تشارك في تكاثر/بقاء السرطان، مقاومة العلاج، تكوين الأوعية الدموية، التحول الظهاري/الانتقال، اكتساب صفات خلايا السرطان الجذعية، والفيروبتوز.
أنماط سرطان جينات الهدف NRF2 جينات أهداف HIFs
التكاثر/البقاء/التحول الأيضي NOTCH1 ، HK2، PKM جي 6 بي دي، بي جي دي، إم إي 1 NOTCH1 ، HK2، PKM PFKFB3، LDHA، PDK1 ALDOA، PGK1، PFKL
مقاومة العلاج BCL-2، ABCC1، ABCG2، ABCC2، ABCC3 BCL-2 ABCC1 ABCG2، ABCB1
تكوين الأوعية الدموية VEGF HMOX1 VEGF، SDF1، SCF، PGF، ANGPT2
EMT/نقائل NOTCH1 HMOX1 نوتش4 NOTCH1 HMOX1 MMP2، ZEB1، SNAI1، TWIST، SNAI2 (SLUG)، ADAM12
خلايا السرطان الجذعية OCT4، NANOG NOTCH1 SLC7A11 ABCB1، ABCG2، ABCC1 OCT4 نانوج، سوكس2 NOTCH1 SLC7A11، ABCB1، ABCG2، CD47، CXCR4
فيروبتوزيس SLC7A11، GCLM، HMOX1، GCLC، FPN، FTL، FTH1، TXNRD1، GPX4، NQO1 ، HERC2 ، VAMP8 SLC7A11، GCLM HMOX1
NOTCH1 بروتين متجانس موضع عصبي NOTCH 1، HK2 هيكسوكيناز-2، PKM كيناز البيروفات isozyme العضلي، G6PD نازعة هيدروجين الجلوكوز-6-فوسفات، PGD نازعة هيدروجين الفوسفوغليكونات، ME1 إنزيم الماليك-1، PFKFB3 كيناز الفوسفو-2-6-فركتوز/فوسفاتاز-2،6-ثنائي الفوسفات 3؛ LDHA نازعة هيدروجين اللاكتات A، PDK1 كيناز نازعة هيدروجين البيروفات 1، ALDOA ألدوكاز A، PGK1 كيناز الفوسفوغليسرات 1، PFKL كيناز الفوسفو-6-فركتوز، نوع الكبد، BCL-2 لمفوما خلايا B 2، عضو من عائلة ناقلات ATP الفرعية C عضو من عائلة السوبر فاملي G لمربط ATP عضو من عائلة ناقلات ATP الفرعية C 2 عضو من عائلة ناقلات ATP الفرعية C عضو من عائلة ناقلات ATP الفرعية B هيم أوكسيداز ماتريكس ميتالوبيبتيداز 2، ZEB1 بروتين زنك إصبعي مرتبط بمربع E 1، SNAI1 مثبط النسخ من عائلة الحلزون 1، TWIST عامل النسخ من عائلة BHLH 1، ADAM12 ديسينتيرين ومعدن بروتيناز 12، OCT4 عامل النسخ المرتبط بالأوكتامير 4، NANOG عامل النسخ من عائلة NK2، SLC7A11 ناقل عائلة 7 العضو 11 (xCT)، SOX2 SRY (منطقة تحديد الجنس Y)-صندوق 2، CD47 مجموعة التمايز 47، CXCR4 مستقبل كيموكين نوع C-X-C 4، GCLM وحدة تعديل إنزيم الجلوتامات-سيستين، GCLC وحدة تحفيز إنزيم الجلوتامات-سيستين، FPN فيروبرتين-1، FTL سلسلة خفيفة من الفيريتين، FTH1 سلسلة ثقيلة من الفيريتين، TXNRD1 مختزل الثيوريدوكسين 1، GPX4 بيروكسيداز الجلوتاثيون 4، NQO1 نازع هيدروجين الكينون NAD(P)H 1، HERC2 مجال HECT ومجال مشابه لـ RCC1 2، VAMP8 بروتين مرتبط بالغشاء الحويصلي 8.
ديهيدروجيناز A و PDK1 . بالإضافة إلى ذلك، يزيد HIF-1a من مستويات GLUT4 لزيادة امتصاص الجلوكوز الخلوي . هذا التحول الأيضي يمكّن خلايا السرطان من إنتاج ATP مع تقليل إنتاج ROS تحت ظروف محرومة، مما يعزز في النهاية انتشار السرطان. ثانياً، كآلية مقاومة للتوتر التكيفي، يقوم HIF-1a بتنشيط البلعمة الذاتية من خلال زيادة تعبير BNIP3، مما يسهل إزالة العضيات التالفة مثل الميتوكوندريا. ثالثًا، يقوم HIF-1α بتثبيط تخليق البروتين من خلال تعديل العديد من الجينات المشاركة في عملية الترجمة، مما يقلل من استهلاك الطاقة ويمنع تراكم البروتينات غير المطوية. .
بالتوازي، يشارك NRF2 في تكاثر السرطان والبقاء من خلال الجينات المستهدفة في الأسفل. أولاً، أنظمة مضادات الأكسدة وإزالة السموم، مثل تخليق GSH وإنزيمات التجديد، تحمي خلايا السرطان من بيئة الورم المؤكسدة وعلاج الأدوية المضادة للسرطان السامة للخلايا. ثانيًا، يؤدي ارتفاع جينات مسار الفوسفات الخماسي، بما في ذلك G6PD و6-فوسفوغلوكونات ديهيدروجيناز، إلى تسهيل تخليق البيورين وتوليد NAD(P)H، مما يؤدي إلى تعزيز تكاثر الخلايا. ثالثًا، لقد أظهر NRF2 أنه ينظم تعبير الجينات المرتبطة بنمو الخلايا، بما في ذلك IGF-1 ومستقبل بروتين العظام المورفوجيني 1 (BMPR1)، كما كشفت عنه تحليل ملف تعريف ChIP-seq. .
تدعم عدة خطوط من الأدلة التفاعل التعاوني بين NRF2 و HIF في تعزيز تكاثر السرطان وبقائه. أظهرت الأبحاث التي أجريت على خلايا سرطان الثدي التأثير التعاوني لزيادة مستوى NRF2 و HIF-1a على تكاثر الخلايا، مما أدى إلى تعزيز الجينات المسؤولة عن التحلل السكري، بما في ذلك هيكسوكيناز 2، وبيروفات كيناز M2، و لاكتات ديهيدروجيناز. استهداف NRF2 باستخدام shRNA أدى إلى تقليل تعبير HIF-1a والجينات الجليكولية، مما أدى في النهاية إلى كبح تكاثر السرطان. إن زيادة تعبير NRF2 تحفز تعبير G6PD وت activates HIF-1a، مما يؤدي إلى تنشيط إشارة NOTCH1 وتكاثر سرطان الثدي. وبالمثل، في سرطان الكبد، تساهم مستويات NRF2 و HIF-1a المرتفعة في نمو السرطان وتطوره. أدى تقليل NRF2 إلى التخفيف من تراكم HIF-1a، بينما لم يؤثر إسكات HIF-1a على حالة NRF2. من الناحية الآلية، يمكن أن تؤدي التفاعل المباشر بين NRF2 و HIF-1a إلى عرقلة التحلل الذي يتم بوساطة PHD-VHL، مما يساهم بذلك في استقرار HIF-1a. في عينات الأنسجة من مرضى سرطان المعدة،
كانت مستويات التعبير العالية لـ NRF2 مرتبطة إيجابيًا بتعبير HIF-1a و HO-1 في المختبر، زادت الظروف الناقصة الأكسجين من مستويات التعبير عن NRF2 و HO-1، كما فعل HIF-1a. أدى تقليل NRF2 إلى حجب زيادة HIF-1a و HO-1، مما زاد من قمع بقاء سرطان المعدة. من الناحية الميكانيكية، يقوم VEGF-A المدفوع بنقص الأكسجين بتنشيط الانتقال النووي لـ NRF2 من خلال سلسلة إشارات RAP1B/ERK/AKT. لقد تم إثبات أهمية إشارات AKT في تنظيم HIFs وNRF2 أيضًا في نمو سرطان الثدي الناتج عن ERBB3. لقد قام بروتين ERBB3 الطافري (ERBB3 N418Q) بحظر تراكم HIF-1a وNRF2 من خلال تثبيط تنشيط إشارة PI3K-AKT، مما أدى إلى قمع نمو السرطان وهجرته. تظهر هذه النتائج أنه في العديد من الأورام، تساهم HIFs وNRF2 بشكل مشترك في تكاثر خلايا السرطان وبقائها، حيث ترتبط الزيادات في NRF2 غالبًا بشكل مباشر أو غير مباشر بالزيادات في HIFs.

مقاومة العلاج

زيادة تدفق الأدوية المضادة للسرطان هي واحدة من الآليات الرئيسية التي من خلالها تقوم خلايا السرطان بوساطة مقاومة الأدوية المتعددة وعدم استجابة العلاج. يعزز HIF-1a التعبير عن ناقلات ABC (ناقلات الربط بالأدينوسين ثلاثي الفوسفات)، بما في ذلك مقاومة الأدوية المتعددة 1 (MDR1)، وبروتين مقاومة الأدوية المتعددة المرتبط 1 (MRP1)، وبروتين مقاومة سرطان الثدي (BCRP)، من خلال العمل على عناصر الاستجابة للأكسجين (HREs). بالإضافة إلى ذلك، يقوم HIF-1α بتحفيز تعبير البروتينات المضادة للاستماتة، مثل BCL-2 وBCL-XL، بينما يثبط تعبير البروتينات المؤدية للاستماتة، مثل بروتين X المرتبط بـ BCL-2 (BAX) ومثبط الموت المرتبط بمجال BH3. . تؤدي هذه التغييرات بالتالي إلى تنظيم منسق يعزز بقاء خلايا السرطان من خلال منع موت الخلايا المبرمج، مما يسهم بشكل أكبر في مقاومة الأدوية.
التفعيل التأسيسي لـ NRF2 في السرطان هو عامل مهم يعزز من القضاء على أدوية السرطان من خلال زيادة مستويات التعبير عن إنزيمات الأيض من المرحلة الثانية، مما يؤدي إلى مقاومة العلاج الكيميائي. . بالإضافة إلى ذلك، يعزز NRF2 خروج الأدوية من الخلايا من خلال زيادة تنظيم العديد من ناقلات ABC، مثل MDR1 و BCRP تمت تمييز مناطق ARE الوظيفية في مناطق المحفز لهذه النقل علاوة على ذلك، فإن الارتفاعات التي يسببها NRF2 في مستويات بروتين BCL-2 المضاد للاستماتة تشارك في مقاومة موت الخلايا الناتج عن الإيتوبوسيد. .
الشكل 3 التأثيرات التعاونية لـ HIFs و NRF2 على الأنماط الأساسية للسرطان. في بيئة الورم الدقيقة التي تتميز بنقص الأكسجين والإجهاد التأكسدي، يتم تنشيط HIFs و NRF2 بشكل غير طبيعي، مما يعزز الأنماط الأساسية للسرطان، مثل تكاثر السرطان والبقاء، مقاومة العلاج، تكوين الأوعية الدموية، التحول الظهاري/الانتقال، اكتساب سمات خلايا السرطان الجذعية، ومقاومة الفيروبتوز. تستجيب HIFs لكل من نقص الأكسجين والإجهاد التأكسدي، وهما حالتان من المحتمل أن تكونا حتميتين في ظروف نقص الأكسجين. بالمقابل، تتغير مستويات NRF2 في ظل ظروف نقص الأكسجين بطريقة تعتمد على السياق، مما يشير إلى أن الإجهاد التأكسدي المرتبط بنقص الأكسجين لا يصاحب بالضرورة تنشيط NRF2.
لقد سلطت العديد من الدراسات الضوء على العلاقة بين NRF2 و HIFs في منح المقاومة للعلاج الكيميائي. في ظل ظروف نقص الأكسجين الخفيفة ( ) في HCC، يمكن لـ NRF2 التفاعل مباشرة مع ARE الموجود في المنطقة العليا لجين HIF1A تؤدي هذه التفاعلات إلى زيادة تعبير HIF-1a، مما يؤدي إلى مقاومة علاج السيسبلاتين. في سرطان الكبد الخلوي المقاوم لـ 5-فلورويوراسيل، يقلل تقليل NRF2 من مستويات تعبير HIF-1a، بينما يزيد التعبير المفرط له من مستويات تعبير HIF-1a. في هذا السياق، فإن إدارة siRNA المستهدف لـ NRF2 تعزز من التأثير المضاد للسرطان لـ عن طريق تثبيط إشارات HIF-1a/HSP70 ومن ثم تثبيط BCL-2. تشير هذه الدراسات إلى أن NRF2 و HIF-1a يتعاونان في تطوير مقاومة العلاج الكيميائي.

تكوين الأوعية الدموية للأورام

يحدث تكوين الأوعية الدموية مع نمو الأورام. ويتضمن ذلك إفراز عوامل تحفيز تكوين الأوعية الدموية التي تحفز الأورام على التقدم من حالة السكون وتؤدي إلى تشكيل أوعية دموية جديدة، مما يحفز النمو السريع. أحد العوامل المعروفة جيدًا التي تعزز تكوين الأوعية الدموية هو VEGF. في ظل ظروف نقص الأكسجين، تغزو خلايا الورم الأنسجة المجاورة من المواقع الأولية وتنتشر من خلال تكوين الأوعية الدموية الجديدة للورم، الذي يتم تنظيمه بواسطة VEGF. تم تحديد موقع ارتباط HIF-1 وتمت دراسته في جين VEGF، وفشلت الخلايا التي تم حذف ARNT منها في زيادة تعبير VEGF.
المستويات عند التعرض لمحفزات نقص الأكسجين . بالإضافة إلى ذلك، يتم تنظيم عوامل النمو الوعائية الأخرى، بما في ذلك عامل الاشتقاق من الستروما 1، وعامل الخلايا الجذعية، وأعضاء عائلة أنجيوبيوتين، بواسطة HIFs وتشارك في ت vascularization الورم .
تم الإبلاغ عن أن NRF2 يزيد من تعبير عدة جينات مستهدفة تتعلق بتكوين الأوعية الدموية، بما في ذلك HO-1 و VEGF و IGF-1؛ لذلك، يمكن أن تؤثر نشاطه على عملية تشكيل الأوعية الدموية. لقد تم إثبات العلاقة بين NRF2 وتنظيم تكوين الأوعية الدموية في دراسات باستخدام فئران . في هذه الدراسات، تم تعزيز إعادة التوعية في الفئران مقارنة بالفئران من النوع البري في نموذج نقص تروية الأطراف الخلفية. ومع ذلك، في المختبر، يعزز علاج السيتوكينات المولدة للأوعية الانتقال النووي لـ NRF2، مما يحفز تشكيل الأنابيب للخلايا البطانية. بالإضافة إلى ذلك، فإن بقاء واستجابة الأوعية الدموية للخلايا المولدة للأوعية المستمدة من نخاع العظام من تم تقليل عدد الفئران بشكل كبير يمكن أن تُعزى هذه الفجوات بين أنظمة الخلايا في المختبر ونماذج الحيوانات الحية إلى الدور المحتمل المحفز للأوعية الدموية للجذور الحرة التفاعلية وزيادة الاستجابة الالتهابية في الفئران التي تم حذف جين Nrf2 منها. . تشير دراسات إضافية أيضًا إلى دور إيجابي لـ NRF2 في تكوين الأوعية الدموية. تؤدي الإزالة المحددة لـ NRF2 في خلايا البطانة إلى انخفاض كثافة الأوعية الدموية ونمو الأوعية الدموية عن طريق زيادة تعبير ligand 4 الشبيه دلتا ونشاط NOTCH. فقدان Nrf2 أوقف ارتفاع VEGF في
أدمغة الفئران المصابة بارتفاع ضغط الدم الوريدي، وقد أدى نقص Nrf2 إلى تثبيط تشكيل الأنابيب الوعائية في خلايا بطانة الأوعية الدقيقة الدماغية الأولية نموذج التعايش المشترك لسرطان الكبد مع وحيدات النوى أظهر أن تنشيط NRF2 في البلعميات يحفز نمط M2، مما يعزز ارتفاع VEGF في خلايا السرطان ويمهد الطريق لعملية التحول الظهاري. .
في هذا السياق، تشير الأدلة إلى أن كتم NRF2 يمنع إشارات HIF-1 ألفا لتقليل تكوين الأوعية الدموية ونمو الأورام المزروعة. في خلايا سرطان القولون، أدى كتم NRF2 إلى تقليل ارتفاع HIF-1a، مما أدى إلى تثبيط تكوين الأوعية الدموية سواء في المختبر أو في الجسم الحي. . بالإضافة إلى هذه الأحداث الجزيئية، فإن مستويات التعبير المرتفعة لـ miR-181c وانخفاض لاحق في تم اقتراح أن الاستهلاك يعزز تحلل بروتين HIF-1a في الخلايا المثبطة لـ NRF2. وبالمثل، أدى تقليل NRF2 في خلايا الورم الدبقي وسرطان المبيض إلى انخفاض مستويات HIF-1a، مع انخفاض متزامن في مستويات تعبير VEGF. ومع ذلك، فإن مكملات الكركمين زادت من مستوى NRF2 وGSH، مما أدى إلى تثبيط تراكم HIF-1a وفي النهاية قمع تكوين الأوعية الدموية في سرطان الكبد الغازي والغزو. .

EMT وانتشار السرطان

نقص الأكسجين هو قوة دافعة قوية لعملية التحول الظهاري إلى الميزانشيمي (EMT)، وهي عملية تتحول فيها خلايا السرطان إلى نمط ظاهري ميزانشيمي، مما يعزز هجراتها وغزوها. تشمل مسارات الإشارة وعوامل النسخ المرتبطة بـ EMT، بما في ذلك NF-кВ، وعامل النمو المحول. (TGF- )، الحلزون، والالتواء، يتم تعزيزها بواسطة نقص الأكسجين أظهرت دراسة أولية تحليل مستويات HIF-1a في عينات الأورام أن مستويات HIF-1a كانت مرتفعة في من سرطانات الثدي النقيلي، بينما فقط أظهرت أنواع سرطان الثدي الأولية ارتفاعات في مستويات HIF-1a تماشيًا مع هذه النتائج، تحتوي المناطق القريبة من المحفزات لجينات SNAIL وTWIST وZEB1 على عناصر استجابة نقص الأكسجين (HREs) التي تتفاعل مباشرة مع HIF-1a في ظل ظروف نقص الأكسجين. في خلايا سرطان الثدي، تؤدي مستويات التعبير المرتفعة لبروتين ديسينتغرين ومعدن بروتيناز 12، التي تتوسطها HIF-1a وHIF-2a، إلى هجرة وغزو مدفوعين بنقص الأكسجين، مما يؤدي إلى انتشار سرطان الثدي إلى الرئة. .
على الرغم من المشاركة الواضحة لعوامل نقص الأكسجين (HIFs) في التحول الظهاري المتقطع (EMT) وهجرة السرطان، إلا أن تأثير NRF2 على هذه الجوانب ليس متسقًا. تظهر خلايا السرطان التي تحتوي على مستويات مرتفعة من NRF2 بشكل مستمر تفعيل EMT وهجرة السرطان. تسهيل انتشار الورم من خلال الإفراط في تنشيط NRF2 عن طريق حذف جين KEAP1 في سرطان الخلايا الحرشفية الرئوية تم ربط NRF2 أيضًا بـ TGF- تحفيز EMT عن طريق زيادة تعبير NOTCH4 مباشرة في هذا السياق، أدى تقليل NRF2 أو تثبيط ROS إلى تقليل إشارة NOTCH ومن ثم قمع EMT في خلايا سرطان الرئة. علاوة على ذلك، تم تحديد NRF2 كعامل استقرار ظاهري للهجين الظهاري/الميسنشيما وإشارة NOTCH المنشطة لهجرة السرطان. . ومع ذلك، تم اقتراح دور سلبي لـ NRF2 في التحول الظهاري وانتشار السرطان. في سرطان الكبد، يؤدي فقدان NRF2 إلى زيادة مرونة السرطان وحركته من خلال تعزيز إشارات SMAD تظهر خلايا سرطان الرئة التي تم كتم NRF2 زيادة في كل من الأساس و TGF- تحريك الخلايا الناتج عن زيادة مستويات الجذور الحرة للأكسجين .
أشارت عدة دراسات إلى وجود رابط تعاوني بين HIFs وNRF2 في انتشار السرطان. أدى الإفراط في التعبير عن NRF2 وإسكات KEAP1 إلى تعزيز تعبير G6PD وHIF-1a/NOTCH1 لتحفيز EMT وهجرة سرطان الثدي. تزيد الظروف الناقصة للأكسجين من تعبير NRF2 وHIF-1a وHO-1 في خلايا سرطان المعدة، بينما يثبط تثبيط NRF2 غزو السرطان من خلال تقليل متزامن في تعبير HIF-1a. . في نموذج يحاكي نقص الأكسجين باستخدام خفض مستوى NRF2 أدى إلى تقليل مستويات التعبير عن HIF-1a و HO-1 و ميتالوبروتيناز المصفوفة 2، مما نتج عنه قمع هجرة السرطان وغزوها في سرطان الخلايا الحرشفية المريئي. .

خصائص خلايا السرطان الجذعية

تعد خلايا السركومة الجذعية مجموعة صغيرة من الخلايا داخل الورم التي تمتلك قدرات التجديد الذاتي وبدء الورم. وجود خلايا السركومة الجذعية هو
يُعتقد أنها تسبب فشل علاج السرطان، حيث تعزز الخصائص الخبيثة، بما في ذلك النقائل، والغزو، ومقاومة العلاج، والهروب المناعي. تم تحديد عدة علامات تعدد القدرات الجنينية، بما في ذلك SRY-box 2 (SOX2) و Krüppel-like factor 4 (KLF4) و OCT4 و NANOG، كعلامات لخلايا السرطان الجذعية. تم تحديد علامات CSC محددة لكل نوع من أنواع الأورام وتستخدم عادة لعزل وتوصيف CSCs. على سبيل المثال، ، و تم استخدامها لوصف خلايا السركومة الجذعية في الثدي بينما CD44 جزيء التصاق الخلايا الظهارية ، و CD166 تستخدم كعلامات لخلايا السرطان الجذعية القولونية .
مقيد تؤدي توفر المواد إلى إثراء واعتماد خلايا السرطان الجذعية على عوامل نقص الأكسجين للبقاء، والتجديد الذاتي، والنمو. في سرطان الثدي الثلاثي السلبي، يزيد العلاج الكيميائي من مستويات التعبير عن HIF-1a وجيناته المستهدفة، مما يؤدي لاحقًا إلى زيادة عدد خلايا سرطان الثدي الجذعية من خلال ارتفاع مستويات الإنترلوكين 6 و أظهرت هذه الدراسة أن مثبطات HIF يمكن أن تستعيد حساسية خلايا سرطان الثدي الجذعية للعلاج الكيميائي. العوامل المضادة لتكوين الأوعية، مثل بيفاسيزوماب، تحفز إثراء خلايا CSC في زراعة سرطان الثدي عن طريق خلق بيئة نقص الأكسجين داخل الورم وزيادة تعبير HIF-1a. كعوامل تساهم في الآليات الجزيئية الأساسية، تقوم HIFs بتنشيط عوامل النسخ ومسارات الإشارة المعنية بتجديد الخلايا الجذعية والقدرة على التعدد، بما في ذلك OCT4 و NOTCH. HIF-2α يرتبط مباشرة بمروج OCT4 ويزيد من مستويات تعبير OCT4، مما يعزز نمو التيراتوما. يؤدي العلاج الكيميائي إلى زيادة تعبير HIF-1a، الذي يشكل معقد نسخ في موقع ارتباط OCT4 لتسهيل تعبير جينات تعددية القدرات الأخرى، بما في ذلك NANOG وSOX2 وKLF4. في سرطان المبيض، فإن مسار NF-кB المدفوع بـ HIF-1a مسؤول عن تحفيز خصائص خلايا السرطان الجذعية من خلال زيادة تعبير SIRT1. علاوة على ذلك، تشير الأدلة إلى أن HIF-2α يلعب دورًا في الحفاظ على خصائص خلايا السرطان الجذعية من خلال تنشيط إشارات WNT و NOTCH. عن طريق رفع مستويات سوبر أكسيد ديسموتاز (SOD) وتقليل مستويات أنواع الأكسجين التفاعلية الميتوكوندريا (ROS) يتماشى مع هذه النتائج، أدى تقليل HIF-2a في سرطان الخلايا الكلوية إلى تثبيط تعبير CXCR4، وهو مستقبل كيميائي يُستخدم كعلامة لخلايا جذعية في سرطان الخلايا الكلوية، مما أدى إلى تثبيط نمو الكتل الورمية والأورام. تؤكد هذه الدراسات مجتمعة على الدور الحاسم لمسار HIF في تنظيم خصائص خلايا السرطان الجذعية.
تشير التقارير إلى أن خلايا CSCs تظهر مستويات أعلى من تعبير الجينات المضادة للأكسدة ومستويات أقل من ROS مقارنة بالخلايا الطبيعية. . تشير هذه النتيجة إلى أن NRF2 متورط في تطوير خصائص خلايا السرطان الجذعية. حاليًا، تشير الأدلة المتزايدة إلى أن إشارات NRF2 تشارك في الحفاظ على نمط الخلايا الجذعية تظهر خلايا سرطان الرأس والعنق التي تتمتع بمستويات منخفضة من ROS سمات أكثر من سمات الخلايا الجذعية، مثل الخصائص الجذعية ومقاومة العلاج الكيميائي. وتكون مستويات NRF2 المرتفعة مسؤولة عن الحفاظ على خلايا CSCs منخفضة ROS من خلال زيادة تعبير الإنزيمات المضادة للأكسدة والإنزيمات الجليكولية وعلامات الخصائص الجذعية. . في سرطان الكبد المقاوم للسورافينيب، عزز إشارات NRF2 خصائص خلايا السركومة الجذعية وزاد مستويات تعبير الناقلات في خلايا جذعية من الورم الدبقي (GSCs) المعزولة من عينات جراحية، أدى كتم NRF2 إلى تقليل نسبة GSCs ومستويات التعبير عن علامات التجديد الذاتي، بما في ذلك SOX2. تظهر خلايا السركومة الجذعية في الثدي الناتجة عن العلاج الكيميائي غنى في CD44 وخصائص خلايا السركومة، بما في ذلك النمو الكروي وزيادة تكوين الأورام. يتم تحفيز هذه التغيرات من خلال تنشيط NRF2 المرتبط بـ p62. وبالمثل، كشفت تجارب إضافية تتعلق بعزل فئات خلايا السرطان الجذعية باستخدام إنزيم الألدهايد ديهيدروجيناز، وجزيء التصاق الخلايا الظهارية، أو CD133 أن زيادة مستويات NRF2 تلعب دورًا حاسمًا في تطوير خصائص خلايا السرطان الجذعية والحفاظ عليها وتعزيز نموها. . بالإضافة إلى دوره في أنظمة مضادات الأكسدة وتدفق الأدوية، يدعم NRF2 خصائص الخلايا الجذعية CSC من خلال زيادة تنظيم NOTCH و FOXO3 و تعبير -كاتينين على الرغم من أن الآلية الأساسية الدقيقة التي تزيد بها تعبير NRF2 في خلايا السرطان الجذعية لم يتم توضيحها بالكامل، فقد تم اقتراح أن الزيادات في مستويات p62 أو بروتين كيناز R-like ER kinase (PERK) المنشط بواسطة إجهاد الشبكة الإندوبلازمية قد تكون متورطة. .
أظهرت عدة تقارير وجود ارتباط بين HIFs وNRF2 في خلايا السرطان الجذعية. تتطور خلايا الرئة الظهارية المعرضة للزرنيخ غير العضوي إلى خصائص مشابهة لخلايا السرطان الجذعية مع زيادة في مستويات التعبير عن علامات الجذعية. خلال هذه العملية، يحفز تنشيط NRF2 زيادة في مستويات HIF-1a، مما يسمح بإعادة برمجة التمثيل الغذائي نحو التحلل السكري. في هذا السياق، أدى حذف NRF2 إلى تقليل تراكم HIF-1a الناجم عن الزرنيخ غير العضوي وتعبير علامات الخلايا الجذعية. في عينات سريرية من مرضى الورم الدبقي، تم تحديد مستويات مرتفعة من تعبير NIX الميتوكوندري كعلامة لخلايا الورم الجذعية، وكانت الزيادات الناجمة عن نقص الأكسجة في مستويات NIX مرتبطة بزيادة تعبير NRF2 المدفوع بواسطة ROS، مما ساهم بشكل أكبر في خصائص الخلايا الجذعية من خلال تنشيط HIF/mTOR. تعمل البلعميات من النمط M2 المستحثة بنقص الأكسجين على تعزيز خصائص الخلايا الجذعية في الورم الدبقي من خلال إفراز VEGF، الذي يتم بواسطة تنشيط HIF-1a. ويشارك تنشيط NRF2 المعتمد على PI3K/AKT في هذا المحور VEGF-GSC. في دراسة تتعلق بزراعة كريات من خلايا سرطان القولون المعدلة وراثيًا باستخدام جهاز رصد يراقب النشاط النسخي لـ HIFs وNRF2، لوحظت زيادات في مستويات التعبير عن هذه العوامل النسخية داخل نوى الكريات، مما يشير إلى تنظيم متناسق لـ HIF وNRF2 في نظام زراعة ثلاثي الأبعاد. بالإضافة إلى ذلك، في خلايا سرطان القولون والمستقيم، يتم قمع الارتفاعات المطولة في مستويات OCT4 وخصائص الخلايا الجذعية الناتجة عن نقص الأكسجين بواسطة تثبيط NRF2، والآلية الأساسية لهذا التأثير هي كبح تراكم HIF-2α. .

مقاومة للفيروبتوز

الفيروبتوز هو مسار موت الخلايا المعتمد على الحديد والذي يتميز بأكسدة الدهون، ويتضمن خصائص مميزة عن تلك الخاصة بالاستماتة، مثل غشاء خلوي ونواة سليمة، وزيادة كثافة الغشاء الثنائي، وتقليل حجم الميتوكوندريا والنتوءات. زيادة الحديد الحر داخل الخلايا تسبب توليد أنواع الأكسجين التفاعلية من خلال تفاعل فينتون، مما يؤدي إلى تراكم بيروكسيدات الدهون ومن ثم حدوث الفيروبتوز. في هذا السياق، يمنع عامل خلب الحديد RSL3 الموت الخلوي الناتج عن الحديد. إزالة إن GPX4 ضروري لمنع الفيروبتوز. يؤدي حذف Gpx4 في الفئران إلى موت الخلايا الناتج عن الفيروبتوز في الكلى. أظهرت الدراسات الناشئة حول الفيروبتوز في مختلف الأمراض ارتباط هذا النظام الجديد لموت الخلايا بالعمليات المرضية، بما في ذلك السرطان. تعتمد خلايا السرطان من النوع الميزانشيمي المقاومة للعلاج بشكل كبير على GPX4، ويمكن أن يمنع تثبيط الليبأوكسيجيناز موت الخلايا الفيروبتوتي عبر تثبيط GPX4. .
ترتبط نقص الأكسجين وعوامل الاستجابة الهيبوكسية (HIFs) بالفيروبتوزيس بطريقة تعتمد على السياق. يقلل نقص الأكسجين من مستويات الحديد الحر في الخلايا ويزيد من مستويات تعبير الفيريتين، مما يؤدي إلى حماية البلعميات الهيبوكسية من الفيروبتوزيس الناتج عن RSL3. في سرطان الخلايا الكلوية الواضح، تؤدي مستويات HIF المرتفعة إلى قمع الفيروبتوز في استجابةً للإيراستين أو تثبيط تخليق GSH. إن تثبيط تجميع مجموعات الحديد والكبريت 2 في الميتوكوندريا بواسطة الأدوية أو بواسطة siRNA يقلل من مستويات HIF-1a وHIF-2a، مما يؤدي إلى تراكم الحديد الزائد ومن ثم موت الخلايا الناتج عن الفيروبتوزيس في سرطان الخلايا الكلوية الواضح. بروتين شبيه ناقل مستقبلات الهيدروكربونات العطرية يمنع الفيروبتوزيس عن طريق تنشيط HIF-1a في خلايا سرطان الرئة غير الصغيرة. . في المقابل، تشير بعض التقارير إلى أن HIFs تحفز الفيروبتوز تحت ظروف معينة. تنشيط HIF-2a في سرطان القولون والمستقيم يزيد من التعبير عن الجينات المرتبطة بتمثيل الدهون والحديد، مما يؤدي إلى زيادة القابلية للفيروبتوز الناتج عن ثنائي ميثيل الفومارات. علاج خلايا الورم الدبقي باستخدام مثبط PHD روكزادوستات يؤدي إلى تراكم بيروكسيدات الدهون والحديد، مما يؤدي إلى الموت الخلوي الناتج عن الحديد. ؛ في هذه الحالة، يساهم HIF-2a في الفيروبتوزيس من خلال زيادة تنظيم جينات تنظيم الدهون.
NRF2 ينظم بشكل مباشر الجينات المرتبطة بتمثيل الحديد (HO-1، سلسلة الفيريتين الخفيفة والثقيلة) ونشاط مضادات الأكسدة (GPX4، ثيوريدوكسين ريدوكتاز 1، GCLC، GCLM، وناقل السيستين/ الجلوتامات SLC7A11)، مما يمنع تراكم الحديد الحر وأكسدة الدهون. لذلك، تم التعرف على NRF2
كمنظم سلبي للفيروبتوز في خلايا الورم الدبقي، يؤدي التعبير القسري عن NRF2 إلى زيادة تعبير SLC7A11 (المعروف أيضًا باسم xCT) ويعزز مقاومة الفيروبتوز. يؤدي تثبيط NRF2 إلى زيادة توليد ROS الناتج عن الإراستين من خلال تقليل SLC7A11، مما يجعل خلايا الورم الدبقي أكثر حساسية للفيروبتوس. أظهرت دراسة أخرى تتعلق بخلايا سرطان الرأس والعنق أن مقاومة RSL3 مرتبطة بزيادة مستويات التعبير عن NRF2 و p62؛ لذلك، فإن تثبيط NRF2 أو p62 يعكس مقاومة الفيروبتوس. . وبالمثل، يسهل علاج سيتوكسيماب الموت الخلوي الناتج عن الحديد المستحث بواسطة RSL3 من خلال تثبيط إشارة NRF2/HO-1 في خلايا سرطان القولون المستحثة بواسطة طفرات KRAS مؤخراً، تم تحديد بروتين مثبط الفيروبتوز (FSP1) كهدف جديد لـ NRF2. تؤدي طفرات KEAP1 في خلايا سرطان الرئة إلى زيادة تعبير FSP1، مما يؤدي إلى مقاومة الفيروبتوز والعلاج الإشعاعي. بالإضافة إلى ذلك، ينظم NRF2 مباشرةً إنزيمات E3 اليوبكويتين الليغاز HERC2 و VAMP3. لذلك، فإن حذف NRF2 في خلايا سرطان المبيض المقاومة للفيروبتوز يزيد من مستوى الأبوفيتيرين في الأوتوفاغوسوم ومخزون الحديد القابل للتغير داخل الخلايا، مما يؤدي في النهاية إلى زيادة حساسية الفيروبتوز. تشير هذه الدراسات إلى أن مسار NRF2 يلعب دورًا حاسمًا في آلية مقاومة الفيروبتوز.
بالنظر إلى دور كل من مسارات HIF وNRF2 في الفيروبتوز، من المتوقع وجود ارتباطات بين هذه المسارات الإشارية والسرطان. ومع ذلك، تفتقر الدراسات الشاملة حول هذه العلاقة حاليًا. في الخلايا غير السرطانية، يؤدي نقص الأكسجين وإعادة التروية إلى الفيروبتوز، بينما يمنع تنشيط NRF2 موت الخلايا الفيروبتوزي. في خلايا سرطان المعدة، يؤدي كتم TRPM2 (مستقبلات البوتاسيوم المؤقتة الميلاتستين-2) إلى زيادة مستويات ROS والحديد وبيروكسيدات الدهون، مما يؤدي إلى الفيروبتوز. في هذه الدراسة، تم نسب الفيروبتوز الناتج عن كتم TRPM-2 إلى عدم استقرار HIF-1a وNRF2. سيوضح توضيح أدوار HIF وNRF2 في تنظيم الفيروبتوزيس إمكانية تطوير استراتيجيات جديدة لعلاج السرطان من خلال تحفيز الفيروبتوزيس.

الملاحظات الختامية

في البيئة المميزة لنقص الأكسجين والإجهاد التأكسدي للأورام، تلعب الزيادات في مستويات HIFs وNRF2 دورًا حاسمًا في نمو الأورام وتقدمها. يمكن أن تحدث الزيادات في مستويات هذين العاملين النسخيين ليس فقط بسبب المحفزات البيئية ولكن أيضًا استجابةً للتغيرات في مسارات الإشارة المحددة داخل الورم. على سبيل المثال، تؤدي طفرات KRAS إلى زيادة مستويات تعبير NRF2، مما يعزز نمو الورم. عندما تم كتم KRAS الطافرة في خلايا سرطان القولون، تم تثبيط تراكم HIF1a الناتج عن نقص الأكسجين. . بالإضافة إلى ذلك، فإن فقدان PTEN يؤدي إلى تنشيط AKT و GSK-3 اللاحق تؤدي المثبطات إلى زيادة في NRF2 ونشاط النسخ لـ HIF-1α وبالمثل، يؤدي تنشيط مستقبل عامل نمو البشرة البشري 2 (HER2) إلى زيادة مستويات تعبير HIF-1a عبر تنشيط mTOR. تم الإبلاغ أيضًا عن أن HER2 يحفز استقرار NRF2 من خلال الارتباط المباشر بالبروتين. مركب أونكوميترابوليت، الفومارات، يحفز في الوقت نفسه ارتفاع مستويات NRF2 من خلال تعديل KEAP1 وينشط HIF-1a من خلال زيادة في الميتوكوندريا. تشير هذه التقارير إلى وجود ترابط عميق بين مسارات إشارات الورم وتعزيز نمو الورم وتقدمه من خلال زيادة مستويات HIF وNRF2، بغض النظر عما إذا كان بيئة الورم الدقيقة منخفضة الأكسجين أو غنية بالإجهاد التأكسدي.
لقد أصبح التحكم في مسارات الإشارات HIF وNRF2 في الأورام قضية حاسمة. تشير التقارير الحالية إلى أنه، خلال التفاعل بين هذين العاملين النسخيين، يبدو أن NRF2 هو منظم علوي لـ HIF. وقد تم الإبلاغ عن أن تثبيط NRF2 في خلايا السرطان يثبط نشاط HIF من خلال أحداث جزيئية متعددة، بما في ذلك التنظيم المباشر لتعبير HIF-1a بواسطة NRF2، واستقرار HIF-1a بواسطة الهدف NRF2 NQO1 وTRX1، وتعبير CO وmiRNA المدفوع بواسطة HO-1. إن الهيمنة النسبية لـ NRF2 في تنظيم هذين العاملين تشير إلى أن HIFs تطورت كنظام يستجيب لكليهما.
الإجهاد الناجم عن نقص الأكسجين والإجهاد التأكسدي، والذي من المحتمل أن يكون حتميًا في ظل ظروف نقص الأكسجين. على النقيض من ذلك، تتغير مستويات NRF2 تحت ظروف نقص الأكسجين بطريقة تعتمد على السياق، مما يشير إلى أن الإجهاد التأكسدي المرتبط بنقص الأكسجين لا يصاحب بالضرورة تنشيط NRF2. تشير هذه العلاقة إلى أن تثبيط NRF2 في الأورام التي تشهد زيادة في كل من HIF وNRF2 قد يكون استراتيجية أكثر كفاءة بالنظر إلى استجابة HIFs لنقص الأكسجين والإجهاد التأكسدي. على سبيل المثال، يمنع العلاج باستخدام البروساتول، وهو مثبط لتخليق بروتين NRF2، تراكم HIF-1a الناتج عن نقص الأكسجين ويقلل من استهلاك الجلوكوز في خلايا سرطان القولون. علاوة على ذلك، تحت ظروف نقص الأكسجين المستمر، قام البروساتول بتثبيط الزيادة في HIF-2a وقام بقمع تطور خصائص خلايا السرطان الجذعية المستحثة بنقص الأكسجين. .
من ناحية أخرى، تشير التقارير إلى أن مادة واحدة يمكن أن تثبط كل من HIFs وNRF2 من خلال آليات مستقلة. لقد أظهر تريبتوليد، وهو ديتيربينويد معزول من Tripterygium wilfordii، أنه يثبط تعبير NRF2 وHIF-1a في خلايا اللوكيميا النقوية. بمزيد من التفصيل، في خلايا اللوكيميا المقاومة للدوكسوروبيسين أو الإيماتينيب التي تعبر بشكل كبير عن كل من NRF2 و HIF-1a، أدى العلاج بالتريبتوليد بمفرده أو بالاشتراك مع الأدوية المقاومة المعنية إلى تثبيط NRF2 وجيناته المستهدفة، بالإضافة إلى HIF-1a وجيناته المستهدفة. يعزز هذا التأثير المثبط نسبة الموت الخلوي داخل الخلايا، مما يشير إلى أن التريبتوليد يمكن أن يستعيد حساسية الأدوية من خلال قمع مسارات NRF2 و HIF-1a. علاوة على ذلك، فإن العلاج المشترك بالتريبتوليد والإيداروبيسين له تأثيرات تآزرية على خلايا جذع اللوكيميا، مما يعزز موت الخلايا من خلال تقليل تعبير NRF2 و HIF. وجيناتهم المستهدفة الكاردامونين، وهو شالكين طبيعي من Alpiniae katsumadai، يثبط نمو خلايا سرطان الثدي من خلال قمع HIF-1a عن طريق حجب مسار mTOR وتحفيز إعادة برمجة التمثيل الغذائي المميزة بانخفاض امتصاص الجلوكوز ونقل اللاكتات. كما أن الكاردامونين قام بتثبيط تعبير NRF2 وNQO1 وHO-1، مما أدى إلى زيادة موت الخلايا المبرمج الناتج عن ROS.
بشكل عام، استكشفت هذه المراجعة التفاعل المعقد بين HIFs وNRF2، مقدمة رؤى حول أهمية هذه التفاعلات لتطوير استراتيجيات جديدة لعلاج السرطان. على وجه الخصوص، بالنظر إلى أن كلا من هذين العاملين النسخيين يلعبان أيضًا أدوارًا حاسمة في فسيولوجيا الخلايا الطبيعية، من المتوقع أن يتيح توضيح المسارات الإشارية المشتركة المرتبطة بزيادتهما في الأورام وكشف الآليات الجزيئية الكامنة وراء العلاقة بين هذين العاملين تطوير التنظيم الانتقائي لـ HIFs وNRF2 في السرطانات.

REFERENCES

  1. Raymond, J. & Segrè, D. The effect of oxygen on biochemical networks and the evolution of complex life. Science 311, 1764-1767 (2006).
  2. Wicks, E. E. & Semenza, G. L. Hypoxia-inducible factors: cancer progression and clinical translation. J. Clin. Investig. 132, e159839 (2022).
  3. Halliwell, B. Biochemistry of oxidative stress. Biochem Soc. Trans. 35, 1147-1150 (2007).
  4. Semenza, G. L. Defining the role of hypoxia-inducible factor 1 in cancer biology and therapeutics. Oncogene 29, 625-634 (2010).
  5. Yamamoto, M., Kensler, T. W. & Motohashi, H. The KEAP1-NRF2 system: a thiolbased sensor-effector apparatus for maintaining redox homeostasis. Physiol. Rev. 98, 1169-1203 (2018).
  6. O’Malley, J., Kumar, R., Inigo, J., Yadava, N. & Chandra, D. Mitochondrial stress response and cancer. Trends Cancer 6, 688-701 (2020).
  7. Vaupel, P., Höckel, M. & Mayer, A. Detection and characterization of tumor hypoxia using pO2 histography. Antioxid. Redox Signal 9, 1221-1235 (2007).
  8. Nakamura, H. & Takada, K. Reactive oxygen species in cancer: current findings and future directions. Cancer Sci. 112, 3945-3952 (2021).
  9. Rojo de la Vega, M., Chapman, E. & Zhang, D. D. NRF2 and the hallmarks of cancer. Cancer Cell 34, 21-43 (2018).
  10. Hermes-Lima, M. et al. Preparation for oxidative stress under hypoxia and metabolic depression: revisiting the proposal two decades later. Free Radic. Biol. Med. 89, 1122-1143 (2015).
  11. Lee, G. et al. Oxidative dimerization of PHD2 is responsible for its inactivation and contributes to metabolic reprogramming via HIF-1a activation. Sci. Rep. 6, 18928 (2016).
  12. Fukuda, R. et al. HIF-1 regulates cytochrome oxidase subunits to optimize efficiency of respiration in hypoxic cells. Cell 129, 111-122 (2007).
  13. Semenza, G. L. The genomics and genetics of oxygen homeostasis. Annu. Rev. Genomics Hum. Genet. 21, 183-204 (2020).
  14. Wang, G. L., Jiang, B. H., Rue, E. A. & Semenza, G. L. Hypoxia-inducible factor 1 is a basic-helix-loop-helix-PAS heterodimer regulated by cellular O 2 tension. Proc. Natl Acad. Sci. USA 92, 5510-5514 (1995).
  15. Schofield, C. J. & Ratcliffe, P. J. Oxygen sensing by HIF hydroxylases. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 5, 343-354 (2004).
  16. Bruick, R. K. & McKnight, S. L. A conserved family of prolyl-4-hydroxylases that modify HIF. Science 294, 1337-1340 (2001).
  17. Appelhoff, R. J. et al. Differential function of the prolyl hydroxylases PHD1, PHD2, and PHD3 in the regulation of hypoxia-inducible factor*. J. Biol. Chem. 279, 38458-38465 (2004).
  18. Mahon, P. C., Hirota, K. & Semenza, G. L. FIH-1: a novel protein that interacts with HIF-1a and VHL to mediate repression of HIF-1 transcriptional activity. Genes Dev. 15, 2675-2686 (2001).
  19. Cowman, S. J. & Koh, M. Y. Revisiting the HIF switch in the tumor and its immune microenvironment. Trends Cancer 8, 28-42 (2022).
  20. Holmquist-Mengelbier, L. et al. Recruitment of HIF-1a and HIF-2a to common target genes is differentially regulated in neuroblastoma: HIF-2a promotes an aggressive phenotype. Cancer Cell 10, 413-423 (2006).
  21. Koh, M. Y. & Powis, G. Passing the baton: the HIF switch. Trends Biochem. Sci. 37, 364-372 (2012).
  22. Manalo, D. J. et al. Transcriptional regulation of vascular endothelial cell responses to hypoxia by HIF-1. Blood 105, 659-669 (2005).
  23. Semenza, G. L. Hypoxia-inducible factors: mediators of cancer progression and targets for cancer therapy. Trends Pharm. Sci. 33, 207-214 (2012).
  24. Covello, K. L. et al. HIF-2a regulates Oct-4: effects of hypoxia on stem cell function, embryonic development, and tumor growth. Genes Dev. 20, 557-570 (2006).
  25. Sowter, H. M., Ratcliffe, P. J., Watson, P., Greenberg, A. H. & Harris, A. L. HIF-1dependent regulation of hypoxic induction of the cell death factors BNIP3 and NIX in human tumors. Cancer Res. 61, 6669-6673 (2001).
  26. Dodson, M. et al. Modulating NRF2 in disease: timing is everything. Annu. Rev. Pharm. Toxicol. 59, 555-575 (2019).
  27. Torrente, L. & DeNicola, G. M. Targeting NRF2 and its downstream processes: opportunities and challenges. Annu. Rev. Pharm. Toxicol. 62, 279-300 (2022).
  28. Ho, Y. S., Dey, M. S. & Crapo, J. D. Antioxidant enzyme expression in rat lungs during hyperoxia. Am. J. Physiol. 270, L810-L818 (1996).
  29. Cho, H. Y., Reddy, S. P., Debiase, A., Yamamoto, M. & Kleeberger, S. R. Gene expression profiling of NRF2-mediated protection against oxidative injury. Free Radic. Biol. Med. 38, 325-343 (2005).
  30. Papaiahgari, S., Zhang, Q., Kleeberger, S. R., Cho, H. Y. & Reddy, S. P. Hyperoxia stimulates an Nrf2-ARE transcriptional response via ROS-EGFR-PI3K-Akt/ERK MAP kinase signaling in pulmonary epithelial cells. Antioxid. Redox Signal. 8, 43-52 (2006).
  31. Taguchi, K. & Yamamoto, M. The KEAP1-NRF2 system in cancer. Front. Oncol. 7, 85 (2017).
  32. Rada, P. et al. Structural and functional characterization of Nrf2 degradation by the glycogen synthase kinase -TrCP axis. Mol. Cell Biol. 32, 3486-3499 (2012).
  33. Suzuki, T., Takahashi, J. & Yamamoto, M. Molecular basis of the KEAP1-NRF2 signaling pathway. Mol. Cells 46, 133-141 (2023).
  34. Iso, T., Suzuki, T., Baird, L. & Yamamoto, M. Absolute amounts and status of the Nrf2-Keap1-Cul3 complex within cells. Mol. Cell Biol. 36, 3100-3112 (2016).
  35. Baird, L. & Yamamoto, M. The molecular mechanisms regulating the KEAP1NRF2 pathway. Mol. Cell Biol. 40, e00099-20 (2020).
  36. Horie, Y. et al. Molecular basis for the disruption of Keap1-Nrf2 interaction via Hinge & Latch mechanism. Commun. Biol. 4, 576 (2021).
  37. Hayes, J. D. & Dinkova-Kostova, A. T. The Nrf2 regulatory network provides an interface between redox and intermediary metabolism. Trends Biochem. Sci. 39, 199-218 (2014).
  38. Hernansanz-Agustín, P. et al. Acute hypoxia produces a superoxide burst in cells. Free Radic. Biol. Med. 71, 146-156 (2014).
  39. Chandel, N. S. et al. Mitochondrial reactive oxygen species trigger hypoxiainduced transcription. Proc. Natl Acad. Sci. USA 95, 11715-11720 (1998).
  40. Guzy, R. D. et al. Mitochondrial complex III is required for hypoxia-induced ROS production and cellular oxygen sensing. Cell Metab. 1, 401-408 (2005).
  41. Toth, R. K. & Warfel, N. A. Strange bedfellows: nuclear factor, erythroid 2-like 2 (Nrf2) and hypoxia-inducible factor 1 (HIF-1) in tumor hypoxia. Antioxidants 6, 27 (2017).
  42. Tello, D. et al. Induction of the mitochondrial NDUFA4L2 protein by HIF-1a decreases oxygen consumption by inhibiting Complex I activity. Cell Metab. 14, 768-779 (2011).
  43. Xin, X., Li, Y. & Liu, H. Hesperidin ameliorates hypobaric hypoxia-induced retinal impairment through activation of Nrf2/HO-1 pathway and inhibition of apoptosis. Sci. Rep. 10, 19426 (2020).
  44. Potteti, H. R. et al. Nrf2-AKT interactions regulate heme oxygenase 1 expression in kidney epithelia during hypoxia and hypoxia-reoxygenation. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 311, F1025-f1034 (2016).
  45. Kim, T.-H. et al. NRF2 blockade suppresses colon tumor angiogenesis by inhibiting hypoxia-induced activation of HIF-1a. Cancer Res. 71, 2260-2275 (2011).
  46. Bondi, C. D. et al. Suppression of NRF2 Activity by HIF-1 promotes fibrosis after ischemic acute kidney injury. Antioxidants 11, 1810 (2022).
  47. Loboda, A. et al. HIF-1 induction attenuates Nrf2-dependent IL-8 expression in human endothelial cells. Antioxid. Redox Signal. 11, 1501-1517 (2009).
  48. Pan, Y. et al. Multiple factors affecting cellular redox status and energy metabolism modulate hypoxia-inducible factor prolyl hydroxylase activity in vivo and in vitro. Mol. Cell Biol. 27, 912-925 (2007).
  49. Watanabe, Y. et al. Glutathione adducts induced by ischemia and deletion of glutaredoxin-1 stabilize HIF-1a and improve limb revascularization. Proc. Natl Acad. Sci. USA 113, 6011-6016 (2016).
  50. Hamanaka, R. B., Weinberg, S. E., Reczek, C. R. & Chandel, N. S. The mitochondrial respiratory chain is required for organismal adaptation to hypoxia. Cell Rep. 15, 451-459 (2016).
  51. Bi, Z. et al. Nrf2 and HIF1a converge to arsenic-induced metabolic reprogramming and the formation of the cancer stem-like cells. Theranostics 10, 4134-4149 (2020).
  52. Ji, X. et al. Knockdown of Nrf2 suppresses glioblastoma angiogenesis by inhibiting hypoxia-induced activation of HIF-1a. Int. J. Cancer 135, 574-584 (2014).
  53. Shen, H. et al. Blockage of Nrf2 suppresses the migration and invasion of esophageal squamous cell carcinoma cells in hypoxic microenvironment. Dis. Esophagus 27, 685-692 (2014).
  54. Zhang, Z. et al. Reactive oxygen species regulate FSH-induced expression of vascular endothelial growth factor via Nrf2 and HIF1a signaling in human epithelial ovarian cancer. Oncol. Rep. 29, 1429-1434 (2013).
  55. Zheng, J. et al. Overactivated NRF2 induces pseudohypoxia in hepatocellular carcinoma by stabilizing HIF-1alpha. Free Radic. Biol. Med. 194, 347-356 (2023).
  56. Jin, X., Gong, L., Peng, Y., Li, L. & Liu, G. Enhancer-bound Nrf2 licenses HIF-1alpha transcription under hypoxia to promote cisplatin resistance in hepatocellular carcinoma cells. Aging (Albany NY) 13, 364-375 (2020).
  57. Lacher, S. E., Levings, D. C., Freeman, S. & Slattery, M. Identification of a functional antioxidant response element at the HIF1A locus. Redox. Biology 19, 401-411 (2018).
  58. Oh, E. T. et al. NQO1 inhibits proteasome-mediated degradation of HIF-1a. Nat. Commun. 7, 13593 (2016).
  59. Csiki, I. et al. Thioredoxin-1 modulates transcription of cyclooxygenase-2 via hypoxia-inducible factor-1alpha in non-small cell lung cancer. Cancer Res. 66, 143-150 (2006).
  60. Malec, V. et al. HIF-1 alpha signaling is augmented during intermittent hypoxia by induction of the Nrf2 pathway in NOX1-expressing adenocarcinoma A549 cells. Free Radic. Biol. Med. 48, 1626-1635 (2010).
  61. Chin, B. Y. et al. Hypoxia-inducible factor 1alpha stabilization by carbon monoxide results in cytoprotective preconditioning. Proc. Natl Acad. Sci. USA 104, 5109-5114 (2007).
  62. Choi, Y. K. et al. Carbon monoxide promotes VEGF expression by increasing HIF1alpha protein level via two distinct mechanisms, translational activation and stabilization of HIF-1alpha protein. J. Biol. Chem. 285, 32116-32125 (2010).
  63. Jung, J. et al. Mitochondrial NIX promotes tumor survival in the hypoxic niche of glioblastoma. Cancer Res. 79, 5218-5232 (2019).
  64. Jung, K. A., Lee, S. & Kwak, M. K. NFE2L2/NRF2 activity is linked to mitochondria and AMP-activated protein kinase signaling in cancers through miR-181c/ mitochondria-encoded cytochrome c oxidase regulation. Antioxid. Redox Signal 27, 945-961 (2017).
  65. Lee, S., Hallis, S. P., Jung, K.-A., Ryu, D. & Kwak, M.-K. Impairment of HIF-1amediated metabolic adaption by NRF2-silencing in breast cancer cells. Redox Biol. 24, 101210 (2019).
  66. Hallis, S. P., Kim, S. K., Lee, J.-H. & Kwak, M.-K. Association of NRF2 with HIF-2ainduced cancer stem cell phenotypes in chronic hypoxic condition. Redox Biol. 60, 102632 (2023).
  67. Sullivan, L. B. et al. The proto-oncometabolite fumarate binds glutathione to amplify ROS-dependent signaling. Mol. Cell 51, 236-248 (2013).
  68. Early, J. O. et al. Circadian clock protein BMAL1 regulates IL-1 in macrophages via NRF2. Proc. Natl Acad. Sci. USA 115, E8460-E8468 (2018).
  69. Di Gregorio, J. et al. UBXN7 cofactor of CRL3KEAP1 and CRL2VHL ubiquitin ligase complexes mediates reciprocal regulation of NRF2 and HIF-1a proteins. Biochim. Biophys. Acta 1868, 118963 (2021).
  70. Lu, C. et al. Nrf2 activation is required for ligustrazine to inhibit hepatic steatosis in alcohol-preferring mice and hepatocytes. Toxicol. Sci. 155, 432-443 (2017).
  71. Li, Y. et al. Inhibitor of apoptosis-stimulating protein of p53 inhibits ferroptosis and alleviates intestinal ischemia/reperfusion-induced acute lung injury. Cell Death Differ. 27, 2635-2650 (2020).
  72. Lin, H. C. et al. Andrographolide inhibits hypoxia-induced HIF-1a-driven endothelin 1 secretion by activating Nrf2/HO-1 and promoting the expression of prolyl hydroxylases in human endothelial cells. Environ. Toxicol. 32, 918-930 (2017).
  73. Talks, K. L. et al. The expression and distribution of the hypoxia-inducible factors HIF-1a and HIF-2a in normal human tissues, cancers, and tumor-associated macrophages. Am. J. Pathol. 157, 411-421 (2000).
  74. Schito, L. & Semenza, G. L. Hypoxia-inducible factors: master regulators of cancer progression. Trends Cancer 2, 758-770 (2016).
  75. Krieg, M. et al. Up-regulation of hypoxia-inducible factors HIF-1alpha and HIF2alpha under normoxic conditions in renal carcinoma cells by von HippelLindau tumor suppressor gene loss of function. Oncogene 19, 5435-5443 (2000).
  76. Ravi, R. et al. Regulation of tumor angiogenesis by p53-induced degradation of hypoxia-inducible factor 1a. Genes Dev. 14, 34-44 (2000).
  77. Zhong, H. et al. Modulation of hypoxia-inducible factor 1a expression by the epidermal growth factor/phosphatidylinositol 3-kinase/PTEN/AKT/FRAP pathway in human prostate cancer cells: implications for tumor angiogenesis and therapeutics1. Cancer Res. 60, 1541-1545 (2000).
  78. Isaacs, J. S. et al. HIF overexpression correlates with biallelic loss of fumarate hydratase in renal cancer: Novel role of fumarate in regulation of HIF stability. Cancer Cell 8, 143-153 (2005).
  79. Greco, S., Gaetano, C. & Martelli, F. HypoxamiR regulation and function in ischemic cardiovascular diseases. Antioxid. Redox Signal. 21, 1202-1219 (2014).
  80. Menegon, S., Columbano, A. & Giordano, S. The dual roles of NRF2 in cancer. Trends Mol. Med. 22, 578-593 (2016).
  81. Robertson, H., Dinkova-Kostova, A. T. & Hayes, J. D. NRF2 and the Ambiguous Consequences of Its Activation during Initiation and the Subsequent Stages of Tumourigenesis. Cancers (Basel) 12, 3609 (2020).
  82. Kitamura, H. & Motohashi, H. NRF2 addiction in cancer cells. Cancer Sci. 109, 900-911 (2018).
  83. Guichard, C. et al. Integrated analysis of somatic mutations and focal copynumber changes identifies key genes and pathways in hepatocellular carcinoma. Nat. Genet. 44, 694-698 (2012).
  84. Network, C.G.A.R. Comprehensive molecular profiling of lung adenocarcinoma. Nature 511, 543-550 (2014).
  85. Shibata, T. et al. Genetic alteration of Keap1 confers constitutive Nrf2 activation and resistance to chemotherapy in gallbladder cancer. Gastroenterology 135, 1358-1368 (2008).
  86. Muscarella, L. A. et al. Frequent epigenetics inactivation of KEAP1 gene in nonsmall cell lung cancer. Epigenetics 6, 710-719 (2011).
  87. DeNicola, G. M. et al. Oncogene-induced Nrf2 transcription promotes ROS detoxification and tumorigenesis. Nature 475, 106-109 (2011).
  88. Komatsu, M. et al. The selective autophagy substrate p62 activates the stress responsive transcription factor Nrf2 through inactivation of Keap1. Nat. Cell Biol. 12, 213-223 (2010).
  89. Adam, J. et al. Renal cyst formation in Fh1-deficient mice is independent of the Hif/Phd pathway: roles for fumarate in KEAP1 succination and Nrf2 signaling. Cancer Cell 20, 524-537 (2011).
  90. Ji, X. et al. Correlation of Nrf2 and HIF-1alpha in glioblastoma and their relationships to clinicopathologic features and survival. Neurol. Res. 35, 1044-1050 (2013).
  91. Papandreou, I., Cairns, R. A., Fontana, L., Lim, A. L. & Denko, N. C. HIF-1 mediates adaptation to hypoxia by actively downregulating mitochondrial oxygen consumption. Cell Metab. 3, 187-197 (2006).
  92. Semenza, G. L., Roth, P. H., Fang, H. M. & Wang, G. L. Transcriptional regulation of genes encoding glycolytic enzymes by hypoxia-inducible factor 1. J. Biol. Chem. 269, 23757-23763 (1994).
  93. Sakagami, H. et al. Loss of HIF-1a impairs GLUT4 translocation and glucose uptake by the skeletal muscle cells. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 306, E1065-E1076 (2014).
  94. Bellot, G. et al. Hypoxia-induced autophagy is mediated through hypoxiainducible factor induction of BNIP3 and BNIP3L via their BH3 domains. Mol. Cell Biol. 29, 2570-2581 (2009).
  95. Chee, N. T., Lohse, I. & Brothers, S. P. mRNA-to-protein translation in hypoxia. Mol. Cancer 18, 49 (2019).
  96. Singh, A., Bodas, M., Wakabayashi, N., Bunz, F. & Biswal, S. Gain of Nrf2 function in non-small-cell lung cancer cells confers radioresistance. Antioxid. Redox Signal 13, 1627-1637 (2010).
  97. Malhotra, D. et al. Global mapping of binding sites for Nrf2 identifies novel targets in cell survival response through ChIP-Seq profiling and network analysis. Nucleic Acids Res. 38, 5718-5734 (2010).
  98. Zhang, H. S. et al. NRF2 facilitates breast cancer cell growth via HIF1a-mediated metabolic reprogramming. Int. J. Biochem. Cell Biol. 95, 85-92 (2018).
  99. Zhang, H. S. et al. Nrf2 promotes breast cancer cell migration via up-regulation of G6PD/HIF-1alpha/Notch1 axis. J. Cell Mol. Med. 23, 3451-3463 (2019).
  100. Yang, Y. et al. Abnormal phenotype of Nrf2 is associated with poor prognosis through hypoxic/VEGF-A-Rap1b/VEGFR2 pathway in gastric cancer. Aging (Albany NY) 14, 3293-3312 (2022).
  101. Takamiya, R. et al. The single N-glycan deletion mutant of soluble ErbB3 protein attenuates heregulin beta1-induced tumor progression by blocking of the HIF-1 and Nrf2 pathway. Biochem. Biophys. Res. Commun. 454, 364-368 (2014).
  102. Kazi, A. A. et al. Nonhypoxic regulation and role of hypoxia-inducible factor 1 in aromatase inhibitor resistant breast cancer. Breast Cancer Res. 16, R15 (2014).
  103. Liu, L. et al. Hypoxia-inducible factor-1 alpha contributes to hypoxia-induced chemoresistance in gastric cancer. Cancer Sci. 99, 121-128 (2008).
  104. Chen, N. et al. BCL-xL is a target gene regulated by hypoxia-inducible factor1alpha. J. Biol. Chem. 284, 10004-10012 (2009).
  105. Erler, J. T. et al. Hypoxia-mediated down-regulation of Bid and Bax in tumors occurs via hypoxia-inducible factor 1-dependent and -independent mechanisms and contributes to drug resistance. Mol. Cell Biol. 24, 2875-2889 (2004).
  106. Yang, T., Xu, F., Sheng, Y., Zhang, W. & Chen, Y. A targeted proteomics approach to the quantitative analysis of ERK/Bcl-2-mediated anti-apoptosis and multidrug resistance in breast cancer. Anal. Bioanal. Chem. 408, 7491-7503 (2016).
  107. Choi, B.-h & Kwak, M.-K. Shadows of NRF2 in cancer: resistance to chemotherapy. Curr. Opin. Toxicol. 1, 20-28 (2016).
  108. Homma, S. et al. Nrf2 enhances cell proliferation and resistance to anticancer drugs in human lung cancer. Clin. Cancer Res. 15, 3423-3432 (2009).
  109. Kurz, E. U., Cole, S. P. C. & Deeley, R. G. Identification of DNA-protein interactions in the Flanking and Untranslated Regions of the Human Multidrug Resistance Protein (MRP1) gene: evaluation of a putative antioxidant response ele-ment/AP-1 binding site. Biochem. Biophys. Res. Commun. 285, 981-990 (2001).
  110. Singh, A. et al. Expression of ABCG2 (BCRP) is regulated by Nrf2 in cancer cells that confers side population and chemoresistance phenotype. Mol. Cancer Ther. 9, 2365-2376 (2010).
  111. Niture, S. K. & Jaiswal, A. K. Nrf2 protein up-regulates antiapoptotic protein Bcl-2 and prevents cellular apoptosis. J. Biol. Chem. 287, 9873-9886 (2012).
  112. Duan, X. et al. Nrf2-siRNA enhanced the anti-tumor effects of in 5-fluorouracil-resistant hepatocellular carcinoma by inhibiting HIF-1alpha/ HSP70 signaling. J. Hepatocell. Carcinoma 9, 1341-1352 (2022).
  113. Hanahan, D. & Folkman, J. Patterns and emerging mechanisms of the angiogenic switch during tumorigenesis. Cell 86, 353-364 (1996).
  114. Forsythe, J. A. et al. Activation of vascular endothelial growth factor gene transcription by hypoxia-inducible factor 1. Mol. Cell. Biol. 16, 4604-4613 (1996).
  115. Ceradini, D. J. et al. Progenitor cell trafficking is regulated by hypoxic gradients through HIF-1 induction of SDF-1. Nat. Med. 10, 858-864 (2004).
  116. Gao, C. et al. SCF, regulated by HIF-1a, promotes pancreatic ductal adenocarcinoma cell progression. PLoS ONE 10, e0121338 (2015).
  117. Simon, M.-P., Tournaire, R. & Pouyssegur, J. The angiopoietin-2 gene of endothelial cells is up-regulated in hypoxia by a HIF binding site located in its first intron and by the central factors GATA-2 and Ets-1. J. Cell. Physiol. 217, 809-818 (2008).
  118. Florczyk, U. et al. Nrf2 regulates angiogenesis: effect on endothelial cells, bone marrow-derived proangiogenic cells and hind limb ischemia. Antioxid. Redox Signal. 20, 1693-1708 (2013).
  119. Ichihara, S. et al. Ablation of the transcription factor Nrf2 promotes ischemiainduced neovascularization by enhancing the inflammatory response. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 30, 1553-1561 (2010).
  120. Wei, Y. et al. Nrf2 acts cell-autonomously in endothelium to regulate tip cell formation and vascular branching. Proc. Natl Acad. Sci. USA 110, E3910-E3918 (2013).
  121. Li, L. et al. Interplay between VEGF and Nrf2 regulates angiogenesis due to intracranial venous hypertension. Sci. Rep. 6, 37338 (2016).
  122. Feng, R. et al. Nrf2 activation drive macrophages polarization and cancer cell epithelial-mesenchymal transition during interaction. Cell Commun. Signal 16, 54 (2018).
  123. Shao, S. et al. Curcumin suppresses hepatic stellate cell-induced hepatocarcinoma angiogenesis and invasion through downregulating CTGF. Oxid. Med. Cell. Longev. 2019, 8148510 (2019).
  124. Hapke, R. Y. & Haake, S. M. Hypoxia-induced epithelial to mesenchymal transition in cancer. Cancer Lett. 487, 10-20 (2020).
  125. Zhong, H. et al. Overexpression of hypoxia-inducible factor 1alpha in common human cancers and their metastases. Cancer Res. 59, 5830-5835 (1999).
  126. Xu, X. et al. Snail is a direct target of hypoxia-inducible factor 1a (HIF1a) in hypoxia-induced endothelial to mesenchymal transition of human coronary endothelial cells*. J. Biol. Chem. 290, 16653-16664 (2015).
  127. Yang, M.-H. et al. Direct regulation of TWIST by HIF-1 a promotes metastasis. Nat. Cell Biol. 10, 295-305 (2008).
  128. Zhang, W. et al. HIF-1a promotes epithelial-mesenchymal transition and metastasis through direct regulation of ZEB1 in colorectal cancer. PLoS ONE 10, e0129603 (2015).
  129. Wang, R. et al. Hypoxia-inducible factor-dependent ADAM12 expression mediates breast cancer invasion and metastasis. Proc. Natl Acad. Sci. USA 118, e2020490118 (2021).
  130. Wang, H. et al. NRF2 activation by antioxidant antidiabetic agents accelerates tumor metastasis. Sci. Transl. Med. 8, 334ra351 (2016).
  131. Zhang, C. et al. NRF2 promotes breast cancer cell proliferation and metastasis by increasing RhoA/ROCK pathway signal transduction. Oncotarget 7, 73593-73606 (2016).
  132. Jeong, Y. et al. Role of KEAP1/NRF2 and TP53 mutations in lung squamous cell carcinoma development and radiation resistance. Cancer Discov. 7, 86-101 (2017).
  133. Yazaki, K. et al. ROS-Nrf2 pathway mediates the development of TGF- induced epithelial-mesenchymal transition through the activation of Notch signaling. Eur. J. Cell Biol. 100, 151181 (2021).
  134. Vilchez Mercedes, S. A. et al. Nrf2 modulates the hybrid epithelial/mesenchymal phenotype and notch signaling during collective cancer migration. Front. Mol. Biosci. 9, 807324 (2022).
  135. Rachakonda, G. et al. Increased cell migration and plasticity in Nrf2-deficient cancer cell lines. Oncogene 29, 3703-3714 (2010).
  136. Ryu, D., Lee, J.-H. & Kwak, M.-K. NRF2 level is negatively correlated with TGF- induced lung cancer motility and migration via NOX4-ROS signaling. Arch. Pharmacal Res. 43, 1297-1310 (2020).
  137. Batlle, E. & Clevers, H. Cancer stem cells revisited. Nat. Med. 23, 1124-1134 (2017).
  138. Yang, L. et al. Targeting cancer stem cell pathways for cancer therapy. Signal Transduct. Target. Ther. 5, 8 (2020).
  139. Wright, M. H. et al. Brca1 breast tumors contain distinct CD44+/CD24- and CD133+cells with cancer stem cell characteristics. Breast Cancer Res. 10, R10 (2008).
  140. Dalerba, P. et al. Phenotypic characterization of human colorectal cancer stem cells. Proc. Natl Acad. Sci. USA 104, 10158-10163 (2007).
  141. Heddleston, J. M. et al. Hypoxia inducible factors in cancer stem cells. Br. J. Cancer 102, 789-795 (2010).
  142. Samanta, D., Gilkes, D. M., Chaturvedi, P., Xiang, L. & Semenza, G. L. Hypoxiainducible factors are required for chemotherapy resistance of breast cancer stem cells. Proc. Natl Acad. Sci. USA 111, E5429-E5438 (2014).
  143. Conley, S. J. et al. Antiangiogenic agents increase breast cancer stem cells via the generation of tumor hypoxia. Proc. Natl Acad. Sci. USA 109, 2784-2789 (2012).
  144. Keith, B. & Simon, M. C. Hypoxia-inducible factors, stem cells, and cancer. Cell 129, 465-472 (2007).
  145. Covello, K. L. et al. HIF-2alpha regulates Oct-4: effects of hypoxia on stem cell function, embryonic development, and tumor growth. Genes Dev. 20, 557-570 (2006).
  146. Lu, H. et al. Chemotherapy-induced S100A10 recruits KDM6A to facilitate OCT4mediated breast cancer stemness. J. Clin. Investig. 130, 4607-4623 (2020).
  147. Qin, J. et al. Hypoxia-inducible factor 1 alpha promotes cancer stem cells-like properties in human ovarian cancer cells by upregulating SIRT1 expression. Sci. Rep. 7, 10592 (2017).
  148. Yan, Y. et al. HIF-2a promotes conversion to a stem cell phenotype and induces chemoresistance in breast cancer cells by activating Wnt and Notch pathways. J. Exp. Clin. Cancer Res. 37, 256 (2018).
  149. Yan, Y. et al. A novel HIF-2a targeted inhibitor suppresses hypoxia-induced breast cancer stemness via SOD2-mtROS-PDI/GPR78-UPR(ER) axis. Cell Death Differ. 29, 1769-1789 (2022).
  150. Micucci, C., Matacchione, G., Valli, D., Orciari, S. & Catalano, A. HIF2a is involved in the expansion of CXCR4-positive cancer stem-like cells in renal cell carcinoma. Br. J. Cancer 113, 1178-1185 (2015).
  151. Diehn, M. et al. Association of reactive oxygen species levels and radioresistance in cancer stem cells. Nature 458, 780-783 (2009).
  152. Hallis, S. P., Kim, J. M. & Kwak, M.-K. Emerging Role of NRF2 Signaling in Cancer Stem Cell Phenotype. Mol. Cells 46, 153-164 (2023).
  153. Chang, C.-W. et al. ROS-independent ER stress-mediated NRF2 activation promotes warburg effect to maintain stemness-associated properties of cancerinitiating cells. Cell Death Dis. 9, 194 (2018).
  154. Chang, C. W. et al. Distinct subpopulations of head and neck cancer cells with different levels of intracellular reactive oxygen species exhibit diverse stemness, proliferation, and chemosensitivity. Cancer Res. 74, 6291-6305 (2014).
  155. Gao, L. et al. Nrf2 signaling promotes cancer stemness, migration, and expression of ABC transporter genes in sorafenib-resistant hepatocellular carcinoma cells. PLoS ONE 16, e0256755 (2021).
  156. Zhu, J. et al. Nrf2 is required to maintain the self-renewal of glioma stem cells. BMC Cancer 13, 380 (2013).
  157. Ryoo, I.-g, Choi, B.-h, Ku, S.-K. & Kwak, M.-K. High CD44 expression mediates p62associated NFE2L2/NRF2 activation in breast cancer stem cell-like cells: implications for cancer stem cell resistance. Redox Biol. 17, 246-258 (2018).
  158. Park, J., Kim, S. K., Hallis, S. P., Choi, B.-H. & Kwak, M.-K. Role of CD133/NRF2 axis in the development of colon cancer stem cell-like properties. Front. Oncol. 11, 808300 (2022).
  159. Kim, D., Choi, B. H., Ryoo, I. G. & Kwak, M. K. High NRF2 level mediates cancer stem cell-like properties of aldehyde dehydrogenase (ALDH)-high ovarian cancer cells: inhibitory role of all-trans retinoic acid in ALDH/NRF2 signaling. Cell Death Dis. 9, 896 (2018).
  160. Noman, A. S. M. et al. Chemotherapeutic resistance of head and neck squamous cell carcinoma is mediated by EpCAM induction driven by IL-6/p62 associated Nrf2-antioxidant pathway activation. Cell Death Dis. 11, 663 (2020).
  161. Okazaki, K. et al. Enhancer remodeling promotes tumor-initiating activity in NRF2-activated non-small cell lung cancers. Nat. Commun. 11, 5911 (2020).
  162. Kim, D. H. et al. Nuclear factor erythroid-derived 2 -like 2 -induced reductive stress favors self-renewal of breast cancer stem-like cells via the FoxO3a-Bmi-1 axis. Antioxid. Redox Signal. 32, 1313-1329 (2020).
  163. Fragoulis, A. et al. Nrf2 induces malignant transformation of hepatic progenitor cells by inducing -catenin expression. Redox Biol. 57, 102453 (2022).
  164. Zhang, G., Tao, X., Ji, B. & Gong, J. Hypoxia-driven M2-polarized macrophages facilitate cancer aggressiveness and temozolomide resistance in glioblastoma. Oxid. Med. Cell. Longev. 2022, 1614336 (2022).
  165. Kipp, A. P., Deubel, S., Arnér, E. S. J. & Johansson, K. Time- and cell-resolved dynamics of redox-sensitive Nrf2, HIF and NF-кB activities in 3D spheroids enriched for cancer stem cells. Redox Biol. 12, 403-409 (2017).
  166. Dixon, ScottJ. et al. Ferroptosis: an iron-dependent form of nonapoptotic cell death. Cell 149, 1060-1072 (2012).
  167. Li, J. et al. Ferroptosis: past, present and future. Cell Death Dis. 11, 88 (2020).
  168. Yang, W. S. & Stockwell, B. R. Synthetic lethal screening identifies compounds activating iron-dependent, nonapoptotic cell death in oncogenic-RAS-harboring cancer cells. Chem. Biol. 15, 234-245 (2008).
  169. Friedmann Angeli, J. P. et al. Inactivation of the ferroptosis regulator Gpx4 triggers acute renal failure in mice. Nat. Cell Biol. 16, 1180-1191 (2014).
  170. Viswanathan, V. S. et al. Dependency of a therapy-resistant state of cancer cells on a lipid peroxidase pathway. Nature 547, 453-457 (2017).
  171. Fuhrmann, D. C., Mondorf, A., Beifuß, J., Jung, M. & Brüne, B. Hypoxia inhibits ferritinophagy, increases mitochondrial ferritin, and protects from ferroptosis. Redox Biol. 36, 101670 (2020).
  172. Miess, H. et al. The glutathione redox system is essential to prevent ferroptosis caused by impaired lipid metabolism in clear cell renal cell carcinoma. Oncogene 37, 5435-5450 (2018).
  173. Green, Y. S. et al. ISCA2 inhibition decreases HIF and induces ferroptosis in clear cell renal carcinoma. Oncogene 41, 4709-4723 (2022).
  174. Yang, M. et al. Clockophagy is a novel selective autophagy process favoring ferroptosis. Sci. Adv. 5, eaaw2238 (2019).
  175. Singhal, R. et al. HIF-2a activation potentiates oxidative cell death in colorectal cancers by increasing cellular iron. J. Clin. Invest. 131, e143691 (2021).
  176. Su, X. et al. HIF-a activation by the prolyl hydroxylase inhibitor roxadustat suppresses chemoresistant glioblastoma growth by inducing ferroptosis. Cell Death Dis. 13, 861 (2022).
  177. Dodson, M., Castro-Portuguez, R. & Zhang, D. D. NRF2 plays a critical role in mitigating lipid peroxidation and ferroptosis. Redox Biol. 23, 101107 (2019).
  178. Fan, Z. et al. Nrf2-Keap1 pathway promotes cell proliferation and diminishes ferroptosis. Oncogenesis 6, e371-e371 (2017).
  179. Shin, D., Kim, E. H., Lee, J. & Roh, J.-L. Nrf2 inhibition reverses resistance to GPX4 inhibitor-induced ferroptosis in head and neck cancer. Free Radic. Biol. Med. 129, 454-462 (2018).
  180. Yang, J. et al. Cetuximab promotes RSL3-induced ferroptosis by suppressing the Nrf2/HO-1 signalling pathway in KRAS mutant colorectal cancer. Cell Death Dis. 12, 1079 (2021).
  181. Koppula, P. et al. A targetable CoQ-FSP1 axis drives ferroptosis- and radiationresistance in KEAP1 inactive lung cancers. Nat. Commun. 13, 2206 (2022).
  182. Anandhan, A. et al. NRF2 controls iron homeostasis and ferroptosis through HERC2 and VAMP8. Sci. Adv. 9, eade9585 (2023).
  183. Chen, L. D. et al. Nrf2 plays protective role during intermittent hypoxia-induced ferroptosis in rat liver (BRL-3A) cells. Sleep. Breath. 27, 2069-2076 (2023).
  184. Li, D. et al. Silencing TRPM2 enhanced erastin- and RSL3-induced ferroptosis in gastric cancer cells through destabilizing HIF-1a and Nrf2 proteins. Cytotechnology 74, 559-577 (2022).
  185. Kikuchi, H., Pino, M. S., Zeng, M., Shirasawa, S. & Chung, D. C. Oncogenic KRAS and BRAF differentially regulate hypoxia-inducible factor-1alpha and -2alpha in colon cancer. Cancer Res. 69, 8499-8506 (2009).
  186. Cahuzac, K. M. et al. AKT activation because of PTEN loss upregulates xCT via GSK3 NRF2, leading to inhibition of ferroptosis in PTEN-mutant tumor cells. Cell Rep. 42, 112536 (2023).
  187. Kang, H. J. et al. HER2 confers drug resistance of human breast cancer cells through activation of NRF2 by direct interaction. Sci. Rep. 4, 7201 (2014).
  188. Lu, Y. et al. Brusatol inhibits HIF-1 signaling pathway and suppresses glucose uptake under hypoxic conditions in HCT116 cells. Sci. Rep. 6, 39123 (2016).
  189. Chen, F. et al. Triptolide, a Chinese herbal extract, enhances drug sensitivity of resistant myeloid leukemia cell lines through downregulation of HIF-1alpha and Nrf2. Pharmacogenomics 14, 1305-1317 (2013).
  190. Liu, Y. et al. Low-dose triptolide in combination with idarubicin induces apoptosis in AML leukemic stem-like KG1a cell line by modulation of the intrinsic and extrinsic factors. Cell Death Dis. 4, e948 (2013).
  191. Jin, J. et al. Cardamonin inhibits breast cancer growth by repressing HIF-1alphadependent metabolic reprogramming. J. Exp. Clin. Cancer Res. 38, 377 (2019).
  192. Qu, J., Zhang, L., Li, L. & Su, Y. miR-148b functions as a tumor suppressor by targeting endoplasmic reticulum metallo protease 1 in human endometrial cancer cells. Oncol. Res. 27, 81-88 (2018).
  193. Kuper, A. et al. Overcoming hypoxia-induced resistance of pancreatic and lung tumor cells by disrupting the PERK-NRF2-HIF-axis. Cell Death Dis. 12, 82 (2021).
  194. Wakabayashi, N. et al. Regulation of Notch1 signaling by Nrf2: implications for tissue regeneration. Sci. Signal. 3, ra52-ra52 (2010).
  195. He, F., Ru, X. & Wen, T. NRF2, a Transcription Factor for Stress Response and Beyond. Int. J. Mol. Sci. 21, 4777 (2020).
  196. Gustafsson, M. V. et al. Hypoxia requires notch signaling to maintain the undifferentiated cell state. Develop. Cell 9, 617-628 (2005).
  197. Lv, Y. et al. Hypoxia-inducible factor-1alpha induces multidrug resistance protein in colon cancer. Onco Targets Ther. 8, 1941-1948 (2015).
  198. Lee, P. J. et al. Hypoxia-inducible factor-1 mediates transcriptional activation of the heme oxygenase-1 gene in response to hypoxia*. J. Biol. Chem. 272, 5375-5381 (1997).
  199. Jang, J. et al. Primary cilium-autophagy-Nrf2 (PAN) axis activation commits human embryonic stem cells to a neuroectoderm fate. Cell 165, 410-420 (2016).
  200. Petruzzelli, R., Christensen, D. R., Parry, K. L., Sanchez-Elsner, T. & Houghton, F. D. HIF2a regulates NANOG expression in human embryonic stem cells following hypoxia and reoxygenation through the interaction with an Oct-Sox cis regulatory element. PLoS ONE 9, e108309 (2014).

الشكر والتقدير

تم إنشاء الشكل باستخدام BioRender.com. تم دعم هذه الدراسة من قبل مؤسسة البحث الوطنية في كوريا (NRF) من خلال منح ممولة من الحكومة الكورية (MSIT؛ 2022R1A2C2011866، 2018R1A6A1A03025108).

مساهمات المؤلفين

M.K.K. أشرف على العملية العامة وكتب الورقة. ساهم T.B. وS.P.H. في كتابة الورقة وإعداد الأشكال.

المصالح المتنافسة

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

معلومات إضافية

يجب توجيه المراسلات وطلبات المواد إلى مي-كيونغ كواك.
معلومات إعادة الطبع والإذن متاحة على http://www.nature.com/reprints
ملاحظة الناشر تظل Springer Nature محايدة فيما يتعلق بالمطالبات القضائية في الخرائط المنشورة والانتماءات المؤسسية.
الوصول المفتوح هذه المقالة مرخصة بموجب رخصة المشاع الإبداعي للاستخدام والمشاركة والتكيف والتوزيع وإعادة الإنتاج في أي وسيلة أو تنسيق، طالما أنك تعطي الائتمان المناسب للمؤلفين الأصليين والمصدر، وتوفر رابطًا لرخصة المشاع الإبداعي، وتوضح ما إذا كانت هناك تغييرات قد تم إجراؤها. الصور أو المواد الأخرى من طرف ثالث في هذه المقالة مشمولة في رخصة المشاع الإبداعي للمقالة، ما لم يُشار إلى خلاف ذلك في سطر ائتمان للمادة. إذا لم تكن المادة مشمولة في رخصة المشاع الإبداعي للمقالة واستخدامك المقصود غير مسموح به بموجب اللوائح القانونية أو يتجاوز الاستخدام المسموح به، ستحتاج إلى الحصول على إذن مباشرة من صاحب حقوق الطبع والنشر. لعرض نسخة من هذه الرخصة، قم بزيارة http:// creativecommons.org/licenses/by/4.0/.
© المؤلفون 2024
  1. المعهد البحثي المتكامل لعلوم الأدوية، الجامعة الكاثوليكية في كوريا، بوشون، جيونغجي-دو 14662، جمهورية كوريا. قسم الصيدلة، كلية الدراسات العليا في الجامعة الكاثوليكية في كوريا، بوشون، جيونغجي-دو 14662، جمهورية كوريا. كلية الصيدلة، الجامعة الكاثوليكية في كوريا، بوشون، جيونغجي-دو 14662، جمهورية كوريا. ساهم هؤلاء المؤلفون بالتساوي: تايغيون باي، ستيفانوس برانوتو هاليس. البريد الإلكتروني: mkwak@catholic.ac.kr

Journal: Experimental & Molecular Medicine, Volume: 56, Issue: 3
DOI: https://doi.org/10.1038/s12276-024-01180-8
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38424190
Publication Date: 2024-03-01

Hypoxia, oxidative stress, and the interplay of HIFs and NRF2 signaling in cancer

Taegeun Bae , Steffanus Pranoto Hallis and Mi-Kyoung Kwak

© The Author(s) 2024

Abstract

Oxygen is crucial for life and acts as the final electron acceptor in mitochondrial energy production. Cells adapt to varying oxygen levels through intricate response systems. Hypoxia-inducible factors (HIFs), including HIF-1a and HIF-2a, orchestrate the cellular hypoxic response, activating genes to increase the oxygen supply and reduce expenditure. Under conditions of excess oxygen and resulting oxidative stress, nuclear factor erythroid 2-related factor 2 (NRF2) activates hundreds of genes for oxidant removal and adaptive cell survival. Hypoxia and oxidative stress are core hallmarks of solid tumors and activated HIFs and NRF2 play pivotal roles in tumor growth and progression. The complex interplay between hypoxia and oxidative stress within the tumor microenvironment adds another layer of intricacy to the HIF and NRF2 signaling systems. This review aimed to elucidate the dynamic changes and functions of the HIF and NRF2 signaling pathways in response to conditions of hypoxia and oxidative stress, emphasizing their implications within the tumor milieu. Additionally, this review explored the elaborate interplay between HIFs and NRF2, providing insights into the significance of these interactions for the development of novel cancer treatment strategies.

Experimental & Molecular Medicine (2024) 56:501-514; https://doi.org/10.1038/s12276-024-01180-8

INTRODUCTION

Oxygen ( ) is the most fundamental element for most living organisms on Earth and serves as the final electron acceptor in the mitochondrial energy production process . The concentration of encountered by cells undergoes significant changes due to environmental perturbations and the transport and distribution processes within living organisms. Hypoxic conditions, characterized by an insufficient supply relative to the required amount, are prevalent in various pathological conditions, such as chronic obstructive pulmonary disease and ischemic heart disease. These conditions are particularly noticeable in the tumor microenvironment (TME), where vasculature is limited . However, although is a relatively stable molecule, -derived free radical formation is proportional to the concentration. Inhalation of concentrations higher than the normal partial pressure can lead to high reactive oxygen species (ROS) levels. Under these conditions, cells experience oxidative stress, where oxidant production significantly outweighs that of antioxidants and the capacity to repair damaged cellular components by oxidants . Accordingly, cells have evolved sophisticated response systems to acclimatize to variable availability. The primary effectors of the cellular hypoxic response are hypoxia-inducible factors (HIFs), including HIF-1a and HIF-2a. These transcription factors activate the expression of an array of genes involved in increasing supply (genes regulating erythropoiesis and angiogenesis) and decreasing expenditure (genes for -independent glycolytic metabolism), eventually triggering a cellular adaptive response to an -restricted environment . The opposite of hypoxia, known as hyperoxia, is also a critical condition that induces cellular
macromolecule dysfunction and, ultimately, cell death. In response, the expression levels of genes involved in hyperoxiaderived ROS removal and damaged cell repair increase. Nuclear factor erythroid 2-related factor 2 (NRF2) is the primary transcription factor mediating this response and promotes the adaptation and survival of cells under oxidative stress conditions .
Hypoxia and oxidative stress are core hallmarks of solid tumors . During the rapid tumor growth process, insufficient angiogenesis creates a hypoxic environment within the tumor tissue. Indeed, the average is reportedly 10 mmHg ( ) for breast, head, neck, and cervical cancers’ . Under these conditions, HIFs are activated and promote the expression of various genes that lead to tumor vascularization, epithelial-mesenchymal transition (EMT), invasion/metastasis, cancer-specific metabolism, immune escape, and cancer stem cell (CSC) trait acquisition. Consistent with this, HIF levels in tumor biopsy samples have been associated with high mortality rates in patients with cancer; therefore, chemical HIF inhibitors are under investigation as a therapeutic option for cancer treatment . Compared with noncancer cells, cancer cells exhibit high ROS levels due to oncogene activation, a high metabolic rate, and hypoxic stress . To cope with oxidative stress, cancer cells aberrantly activate NRF2, promoting the expression of genes involved in ROS removal, cell proliferation, apoptotic resistance, and metabolic reprogramming, which ultimately favors cancer growth and progression . In addition, hypoxia and oxidative stress in the TME are connected factors rather than independent factors; therefore, their effects on the HIF and NRF2 signaling systems are notably complex. For instance, hypoxia and oxidative stress often coexist within the TME. Hypoxia can lead to
temporally increased ROS production through mitochondrial complex III dysfunction . Notably, oxidative stress also serves as a signaling component of the hypoxic response. ROS can stabilize HIF-1a by inhibiting prolyl hydroxylase domain protein (PHD) activity . Moreover, when hypoxic stress is sustained, mitochondrial ROS generation is reduced through a mechanism involving the substitution of the cytochrome c oxidase subunit and subsequent improvement in electron transfer efficiency . Given the pivotal role of HIFs and NRF2 signaling in the context of tumor growth and progression, gaining a comprehensive understanding of how these systems respond to unique environmental stresses and alterations within the TME is imperative. This review aimed to elucidate the dynamic changes and functions of the HIF and NRF2 signaling pathways, particularly in response to hypoxia and oxidative stress conditions, with a specific emphasis on their implications within the tumor milieu. Furthermore, this review examines the intricate interplay between HIFs and NRF2 in the context of cancer.

ADAPTIVE RESPONSE SYSTEMS TO VARIABLE TENSIONS Low tension and HIFs

The discovery of HIFs and their regulation by the von Hippel-Lindau tumor suppressor protein (pVHL) and PHDs represents a significant breakthrough in our understanding of cellular responses to hypoxia. HIFs are heterodimeric transcription factor proteins composed of two subunits of the basic helix-loop-helix-Per-Arnt-Sim family: the -sensitive a subunit and the constitutively active subunit . Among the a subunits, HIF-1a (encoded by HIF1A) and HIF-2a (encoded by EPAS1) are well-characterized proteins that govern the transcriptional activity of numerous genes and contribute to adaptive strategies in low environments. In contrast, HIF-3a (encoded by HIF3A) has been relatively understudied . The HIF-1 subunit (encoded by aryl hydrocarbon nuclear translocator; ARNT) heterodimerizes with HIF , stabilizing the HIF complex and enabling HIF target gene transcription .
plays an inevitable role in the regulation of HIF-a protein stability. Under normal concentrations, atoms are inserted into specific proline residues of HIFs (P402/P564 of HIF-1a and P405/P531 of HIF-2a) by PHDs. These hydroxylated HIF-a subunits are subsequently selectively recognized and ubiquitylated by the pVHL-elongin BC-Cullin 2 (CUL2) complex, which induces proteasomal degradation (Fig. 1, left panel) . Notably, mammals possess three characterized PHDs, namely, PHD1-3, which catalyze the hydroxylation of HIF-a subunits in the presence of and ketoglutarate . These PHDs exhibit varying affinities for HIF-a subunits, with PHD2 primarily targeting HIF-1a, while PHD3 displays greater activity toward HIF-2a than toward HIF-1a . Under hypoxic conditions ( ), PHD-driven hydroxylation is inhibited due to a lack of as a substrate, resulting in HIF-a accumulation. The translocation of stabilized HIF-a subunits into the nucleus facilitates their dimerization with , leading to the formation of a complex capable of recognizing and binding to the hypoxia response element (HRE; -(A/G)CGTG-3′) in the promoter regions of target genes . In addition to the canonical PHD/pVHL-mediated pathway, another regulatory mechanism involving factor-inhibiting HIF-1 (FIH-1) exists. FIH-1 modulates HIF activity by hydroxylating the asparagine 803 residues within the HIF-a subunits, thereby inhibiting the interaction of HIF-1 with transcription coactivators, i.e., CREB-binding protein and p300 (Fig. 1 , left panel) .
Although HIF-1a and HIF-2a share structural similarities and the ability to bind to the same HRE, they exhibit distinct functional characteristics. HIF-1a is ubiquitously expressed in hypoxic tissues, whereas HIF-2a is more selectively expressed in specific tissues, such as the vascular endothelium . HIF-1a is rapidly activated in response to acute hypoxia, leading to the upregulation of genes
associated with glycolytic metabolic shift and cell cycle arrest. In contrast, HIF-2a gradually becomes activated under persistent hypoxic conditions, elevating the expression levels of genes involved in erythropoiesis and tumor stemness .
HIFs have been shown to upregulate the expression of numerous genes in response to low concentrations. Microarray analysis of human pulmonary endothelial cells revealed the upregulation of 245 genes, including those encoding growth factors, cytokines, receptors, signal transduction molecules, and transcription factors, as commonly elevated genes in response to both HIF-1a overexpression and hypoxic incubation . The HIF-1aregulated genes included vascular endothelial growth factor (VEGF), glucose transporters (GLUTs), pyruvate dehydrogenase kinase 1 (PDK1), erythropoietin, insulin-like growth factor 2 (IGF-2), transforming growth factor , B-cell lymphoma 2 (BCL-2), BCL-2 interacting protein 3 (BNIP3), and heme oxygenase-1 (HO-1) . In neuroblastoma cells, HIF-1a and HIF-2a reportedly share several target genes, such as VEGF, tyrosine hydroxylase, and N-myc downstream regulated . In addition to these shared targets, specific target genes have been reported. For instance, BNIP3 expression solely depends on HIF-1a, while octamer-binding transcription factor 4 (OCT4) expression relies on HIF-2 .

excess, oxidative stress, and NRF2

The transcription factor NRF2, encoded by the NFE2L2 gene, plays a crucial role as a master regulator in maintaining cellular redox homeostasis in response to oxidative stress, which can be induced by excess . Upon activation, NRF2 triggers the expression of hundreds of genes involved in various cellular processes, including antioxidant and xenobiotic responses, cell proliferation and survival, and metabolism, among others . Although production increases in the lungs of rats exposed to hyperoxia, increased antioxidant enzyme expression delays -induced lung damage . Subsequently, NRF2 was revealed to be the primary transcription factor responsible for this enhanced response system . Similarly, hyperoxic incubation of pulmonary epithelial cells activated the NRF2 pathway via the ROS-epidermal growth factor receptor-phosphoinositide-3-kinase (PI3K) signaling axis .
NRF2 is a cap’n’collar (CNC) leucine zipper (bZIP) transcription factor consisting of seven Neh domains, each with distinct functions . The Neh1 domain contains the CNC-bZIP region for DNA binding and heterodimerization with small MAF (sMAF) proteins. The Neh2 domain of NRF2 contains highly conserved DLG and ETGE motifs, which bind to its negative regulator Kelchlike ECH-associated protein 1 (KEAP1) . The binding of the Neh2 domain of NRF2 to the Kelch domain of KEAP1 is the primary mechanism of NRF2 activity regulation . The Neh3-5 domains play a role in transactivation activity through binding to multiple components of the transcriptional machinery. The Neh6 domain mediates KEAP1-independent negative regulation of NRF2 stability through binding to -transducing repeat-containing protein ( -TrCP) (Fig. 1, right panel) .
NRF2 activity is tightly regulated by the KEAP1-mediated turnover process. Under normal conditions, NRF2 is bound to two molecules of KEAP1, an adapter protein for CUL3-based E3 ubiquitin ligase, and is continuously degraded by the 26 S proteasome . Under oxidative stress conditions, ROS or electrophiles interact with or modify KEAP1 cysteine (Cys) residues, resulting in conformational changes in the KEAP1 protein and subsequent disruption of the NRF2 DLG motif-KEAP1-CUL3 complex. This process eventually leads to the nuclear translocation of newly synthesized NRF2 and the binding of the NRF2-sMAF complex to antioxidant response elements (AREs; 5′-A/ GTGACnnnGC-3′), resulting in the transactivation of target genes (Fig. 1, right panel) . The interaction between NRF2 and KEAP1 involves two models based on KEAP1 responses. The first model is the Cys sensor-dependent mechanism, where Cys residues in
Fig. 1 HIFs and NRF2, adaptive response systems to variable oxygen availability. [Left] In hypoxic conditions, HIFs stabilize, translocate into the nucleus, and bind to the HRE, thereby inducing the expression of their target genes. In the presence of oxygen, HIFs are continuously degraded by the canonical PHD/pVHL-mediated pathway. The regulatory mechanism of FIH-1 also contributes to the inhibition of HIF activity. [Right] NRF2 maintains cellular redox homeostasis in response to oxidative stress, which can be induced by an excess oxygen environment. ROS/electrophiles and nonelectrophiles, such as p62, can inhibit NRF2-KEAP1 interactions to activate NRF2 target gene expression. This inhibition occurs through the KEAP1 Cys modification and competition with KEAP1 for binding to NRF2. Additionally, as a KEAP1-independent regulatory pathway, NRF2 phosphorylation by GSK-3 leads to -TrCP-mediated proteasomal degradation of NRF2.
KEAP1 sense oxidizing or electrophilic signals . For example, Cys151 in the BTB domain responds to sulforaphane, while Cys226/613/622/624 are identified as -responding sensors for NRF2 activation . The second model is the Cys-sensorindependent mechanism, where KEAP1 function is hindered by protein-protein interactions rather than being dependent on changes in Cys residues. The ETGE motif in NRF2 strongly binds to KEAP1, acting as a hinge, while the DLG motif functions as a latch due to its decreased binding affinity. P62, which has a greater affinity for KEAP1 than the DLG motif in NRF2, acts as a protein-protein interaction inhibitor. Consequently, increased p62 levels can disrupt NRF2 DLG-KEAP1 binding, leading to the activation of NRF2 target gene expression .
NRF2 is involved in the regulation of more than 200 genes. These genes encode several phase I- and II-metabolizing enzymes, including NAD(P)H: quinone oxidoreductase 1 (NQO1), aldo-keto reductases, glutathione (GSH) S-transferases, and UDP glucuronosyltransferases. They also encompass phase III drug efflux transporters and components of the GSH-based system, including glutamate-cysteine ligase catalytic (GCLC) and modifier subunits (GCLM), GSH reductase, and GSH peroxidases (GPXs). Additionally, NRF2 regulates genes related to thiol proteins, including thioredoxins (TRXs) and peroxiredoxins, as well as genes involved in carbohydrate metabolism and NADPH-generating enzymes such as glucose-6-phosphate dehydrogenase (G6PD) and malic enzyme 1. NRF2 also influences genes associated with heme and iron metabolism, such as and ferritins, as well as genes encoding signaling molecules and transcription factors . This regulatory mechanism is crucial for maintaining the cellular redox balance and defending against oxidative stress-related damage.

Cross response: hypoxia-NRF2 and oxidative stress-HIFs

In real-world situations, the coexistence and interplay of hypoxia and oxidative stress result in a more complex response of HIFs and NRF2. It has long been established that hypoxic conditions lead to an increase in oxidative stress markers, including oxidized GSH. Consistent with this, increases in antioxidants, such as GPX and superoxide dismutase, have been reported in various animal models of hypoxia . These observations suggest that ROS production increases under hypoxic conditions; therefore, determining both the stage of hypoxia and the mechanisms through which this increase occurs has been of interest. In most experimental hypoxia settings, ROS elevation has been a rapid response ; superoxide levels transiently increase within 10 min
following acute hypoxia in human cells . The involvement of mitochondria in ROS generation has been confirmed in several studies. Mitochondria-depleted Hep3B cells cannot produce ROS during hypoxia . The transient superoxide burst induced by hypoxia also relies on functional mitochondria . In particular, mitochondrial complex III has been identified as a mechanism for transient mitochondrial ROS generation under hypoxic conditions. Silencing of the Rieske iron-sulfur protein of complex III reduced hypoxia-induced ROS generation, suggesting the potential role of complex III as a hypoxic sensor . Hypoxia-induced transient mitochondrial ROS are known to function as signaling molecules for cell proliferation and HIF activation .
Under sustained hypoxic conditions, excess ROS accumulation can be harmful to cells. To protect mitochondria from oxidative stress, HIF-1a increases PDK1 expression levels, thereby activating mitochondria-independent metabolism. Moreover, HIF-1a enhances electron transfer efficiency by replacing the complex IV subunit and reducing ROS generation through the inhibition of complex . These actions help to prevent excessive mitochondrial ROS production during hypoxia. Despite the transient increase in ROS and antioxidants under hypoxic conditions, NRF2 activation has not been consistently observed. For instance, NRF2 levels in pulmonary epithelial and colorectal cancer cells and the rat retina remain unchanged or are reduced during hypoxia , suggesting that other transcription factors activated by hypoxia, such as nuclear factor kappa B (NF-kB) and forkhead box O 3 (FoxO), primarily lead to increased antioxidant protein expression levels . Additionally, activation of HIF-1a reduces NRF2 transcriptional activity in ischemic mouse kidneys and vascular endothelial cells .
Moreover, oxidative stress serves as an additional stimulator of HIF activation. Specifically, PHDs function as ROS sensors. PHD2, the primary HIF-1a hydroxylase, retains several Cys residues in its catalytic domain, and oxidative stress induces the dimerization of PHD2 through Cys oxidation, leading to the inhibition of PHD2 activity . PHDs require as a cofactor, and the redox status of this cofactor is also crucial for their enzymatic activity. Depletion of the cellular antioxidant ascorbate leads to the oxidation of to in PHDs, resulting in the inactivation of these enzymes . Additionally, the formation of an oxidant-induced GSH-Cys520 adduct in the HIF-1a protein promotes HIF-1a stabilization . These lines of evidence collectively suggest HIF activation occurs in response to oxidative stress. Consistent with these findings, mitochondrial ROS, which increases during hypoxia, reportedly
contributes to HIF upregulation . These results showed that hypoxia and oxidative stress are linked factors rather than independent factors. Therefore, the effects of these two systems on HIFs and NRF2 signaling systems are complex, implying the presence of a network connecting these two systems.

The interplay between HIFs and NRF2

Considerable evidence suggests a correlation between the function and regulation of HIFs and NRF2. As indicated in Table 1, multiple reports suggest a positive association between HIFs and NRF2, which is often observed in cancer cells. In multiple cancer cell models, NRF2 silencing has been shown to reduce HIF1a levels, resulting in the suppression of HIF-1a-mediated cell proliferation, angiogenesis, tumor growth, and migration/invasion . The positive relationship between HIF-1a and NRF2 has been explained through several mechanisms. First, as a direct regulatory mechanism, a conserved functional ARE was identified in the promoter region of the HIF1A gene (Fig. 2a). In this context, NRF2-mediated elevation of HIF-1a has been linked to increased levels of both NRF2 and HIF-1a in breast and bladder cancers, as well as cisplatin resistance in hepatocarcinoma cells (HCCs) . Second, NRF2 target genes have been proposed to constitute a molecular link between HIF-1a and NRF2 (Fig. 2b). For example, NQO1 can directly bind to HIF-1a and subsequently prevent PHD binding and proteasomal degradation, leading to HIF-1a accumulation . The NRF2 target TRX1 has been shown to increase HIF-1a activity . In adenocarcinoma cells following intermittent hypoxia, NADPH oxidase 1 (NOX1)-induced ROS increases NRF2/TRX1 levels and thereby increase HIF-1a protein levels . Carbon monoxide (CO), a major metabolite of HO-1, has been reported to stabilize the HIF-1a protein via translational suppression of HIF-1a ubiquitination . Third, several signaling molecules have been suggested to act as intermediaries in the relationship between HIF-1a and NRF2. In glioblastoma, mitochondrial Nip3-like protein X (NIX), whose expression levels are increased by NRF2, promotes HIF elevation, resulting in the maintenance of glioblastoma stem cells . In breast and colorectal cancer cells, NRF2 silencing increased miR-181c-5p expression levels, subsequently suppressing mitochondrial respiration and consumption by targeting the complex IV subunit, ultimately preventing HIF-1a accumulation under hypoxic conditions (Fig. 2c) . Fourth, a direct interaction between the HIF-1a and NRF2 proteins has been reported (Fig. 2d). NRF2 directly binds to HIF-1a through the dependent degradation domain; this interaction prevents PHD association, resulting in HIF-1a accumulation in pseudohypoxic . Most studies on the correlation between HIFs and NRF2 have focused primarily on HIF-1a, but an association with HIF-2a has been recently reported. HIF-2a levels, which gradually increase under continuous hypoxic conditions ( 72 h ), decline following NRF2 silencing and treatment with a chemical NRF2 inhibitor. In this context, NRF2 inhibition leads to the upregulation of miR-181a-2-3p, which directly targets HIF-2a, consequently resulting in the attenuation of the HIF-2a-mediated CSC phenotype in colorectal cancer cells (Fig. 2c) .
HIFs and NRF2 do not always positively correlate. For instance, under certain experimental conditions or in specific cell types, their relationship exhibits an inverse association. For example, there are reports describing the regulation of HIFs and NRF2 in terms of changes in ROS (Fig. 2e). For instance, in fumarate hydratase-deficient cancer cells, accumulated fumarate results in the production of succinate GSH, resulting in increased mitochondrial ROS and subsequent HIF-1a activation. In this context, fumarate-induced NRF2 contributes to HIF-1a inhibition; therefore, NRF2 knockdown in these cells further increases HIF-1a levels . The molecular clock protein BMAL1 directly upregulates NRF2 expression via E-box binding. Therefore, BMAL1-deficient cells exhibit increased HIF-1a expression levels due to ROS accumulation, which results from a reduction in NRF2 expression levels .
More specific causal relationships have been reported. HIF-1a induction repressed the NRF2 transcription of HO-1 and interleukin-8 in endothelial cells; the decreased NRF2 activity was found to be due to the elevation of BTB and CNC homology 1 (BACH1), a repressive partner of NRF2 (Fig. ) . The reciprocal regulation of HIFs and NRF2 is reportedly attributed to a ubiquitination process involving these proteins (Fig. 2 g . UBXN7 is a cofactor that provides a scaffold for both the ubiquitination of HIFs by a CUL2-based E3 ligase and that of NRF2 by a CUL3-based E3 ligase. Elevated UBXN7 levels are associated with HIF-1a accumulation, while UBXN7 knockout results in increased NRF2 levels and HIF-1a downregulation . In line with these reports of a negative association, NRF2 silencing reinforced HIF-1a accumulation in alcohol-treated liver tissue and ischemia-reperfusiontreated lung tissue . In this context, treatment with several types of NRF2-activating agents suppresses HIF levels. Treating human endothelial cells with andrographolide suppressed HIF-1a, and NRF2 activation was involved in this process .

RESPONSE SYSTEMS AND CANCER Elevated HIFs and NRF2 in cancer

In advanced solid tumors, hypoxic regions arise due to abnormalities in the tumor vasculature; hence, intratumoral hypoxia is the principal stimulus for HIF activation . In support of this, immunohistological analysis of human cancer biopsies has shown that cancer cells exhibit higher HIF expression levels than their surrounding normal cells . Tumor cells express HIFregulated target genes that are critical for cancer progression, including those involved in tumor angiogenesis, metabolic shifts, metastasis/invasion, therapeutic resistance, and immune invasion . Recent findings have also revealed the significant role of HIF-2a in cancer stemness .
In some tumor tissues, HIFs are evenly expressed regardless of blood vessel formation, suggesting the occurrence of an independent mechanism for HIF elevation. One well-characterized example is a loss-of-function mutation of the gene and subsequent elevation of HIF-1a and HIF-2a in clear cell renal cell carcinomas . Additional associations between tumor suppressor gene deletion and HIF elevation have been identified. Loss of the p53 tumor suppressor impairs MDM2-mediated HIF-1a degradation by the proteasome, thus enhancing the transcriptional activation of VEGF . Dominant-negative mutations in the tumor suppressor phosphatase and tensin homolog (PTEN) increase HIF1a expression levels, leading to target gene expression in prostate cancer . Fumarate, an oncometabolite that accumulates in fumarate hydratase-deficient renal cell carcinoma, induces HIF upregulation by competing at the . In addition, hypoxiainduced miRNAs, termed hypoxamiRs, regulate HIFs and subsequent cell responses to hypoxia .
NRF2 prevents cancer initiation by orchestrating protective mechanisms against potential carcinogens and other hazards in normal and healthy cells. However, in cancer cells, NRF2 has oncogenic effects, contributing to tumor growth and progression . Within the TME characterized by oxidative conditions, the delicate balance of NRF2 regulation is frequently disrupted, resulting in aberrant NRF2 activation . Dysfunction of the NRF2 pathway leads to the activation of cellular defense systems and subsequent target gene upregulation, thereby promoting the survival and proliferation of cancer cells.
NRF2 mutations are classified as gain-of-function mutations and are concentrated in the DLG and ETGE motifs responsible for KEAP1 binding. These mutations disrupt the interaction between NRF2 and KEAP1. This prevents the formation of the NRF2-KEAP1CUL3 complex required for NRF2 degradation, resulting in NRF2 accumulation and constitutive activation of its target genes . Mutations in KEAP1 are classified as loss-of-function mutations and are distributed throughout the entire KEAP1 genome, with
Table 1. The positive association between HIFs and NRF2 in cancer underscores their collaborative roles in promoting tumor growth and progression.
Cancer Mechanism Phenotypes Ref
Breast cancer Single N-glycan deletion (N418Q) of ErbB3 protein (HER3) attenuates heregulin- -mediated nuclear accumulation of HIF-1 and NRF2 protein. Cell growth, migration 101
NRF2 knockdown decreases HIF-1 and subsequent genes involved in glycolysis. Proliferation 98
NRF2 binds to the ARE at 30 kilobases upstream of HIF1A locus. 57
Overexpression of NRF2 promotes the expression of key enzymes in PPP, including G6PD and TKT, and subsequent HIF and Notch 1 signaling. Proliferation, migration 99
NRF2 knockdown increases miR-181c levels to inhibit HIF-1 mediated glycolysis and PPP metabolic adaptation and autophagy under hypoxia. Metabolic reprogramming, autophagy 65
Colorectal cancer NRF2 knockdown reduces cellular and mitochondrial consumption and ATP production, thus impairing HIF- stabilization under hypoxia. Tumor growth, angiogenesis 45
NRF2, HIF, and NF-кВ are enriched in the core of growing spheroids. CSC, stress resistance 165
NRF2 knockdown increases miR-181a-2-3p levels and inhibits HIF- stabilization under chronic hypoxia ( ). Tumor growth, CSC properties 66
Endometrial cancer miR-148b decreases NRF2 and HIF-1 by downregulating ERMP1 under hypoxic conditions. Proliferation 192
Esophageal squamous carcinoma NRF2 shRNA blockade HIF-1 activation after treatment. Migration, invasion 53
Gastric cancer Hypoxia or VEGFA increases the expression of VEGFR2 to facilitate NRF2 nuclear translocation, while knockdown of NRF2 inhibited HIF-1 levels. Survival, invasion 100
TRPM2 silencing destabilizes NRF2 and HIF-1 through their ubiquitination. Ferroptosis 184
Glioblastoma NRF2 inhibition suppresses mitochondrial consumption and thereby promotes HIF-1 degradation under hypoxic conditions. Proliferation, tumor growth, angiogenesis 52
Oxidative stress-induced NRF2 transactivation activates NIX and increases the level of HIF- and HIF- under hypoxic conditions. CSC, survival, tumor growth 63
Hypoxia ( 12 h ) induces HIF-1 stabilization and promotes M2polarized macrophages to activate the PI3K/Akt/NRF2 pathway. Proliferation, CSC, EMT, drug resistance, tumor growth, angiogenesis 164
Hepatocellular carcinoma NRF2 regulates the transcript level of HIF1A via ARE consensus on its promoter under mild hypoxic ( ) condition. Cisplatin resistance 56
NRF2 inhibition reduces HIF-1 HSP70 signaling activation. 5-FU resistance, cell viability, migration, invasion, tumor growth 112
NRF2 binds to the oxygen-dependent degradation (ODD) domain of HIF-1 and impairs the hydroxylation of HIF-1 by PHD2. Tumor growth 55
Renal carcinoma FH-deficient cells accumulate fumarate to stabilize ROSindependent NRF2 and ROS-dependent HIF- . Proliferation 67
Lung adenocarcinoma Intermittent hypoxia enhances NOX1-mediated ROS production to activate NRF2 by protein stabilization and subsequent Trx1, which increases HIF-1 signaling. Survival 60
Lung carcinogenesis iAs induces NRF2-dependent HIF-1 activation to promote hexosamine biosynthesis and the serine/glycine pathway of glycolysis. CSC, metabolic reprogramming 51
Ovarian cancer Increases in ROS by follicle-stimulating hormone (FSH) activate NRF2, which further enhances HIF-1 -induced VEGF expression. Angiogenesis 54
Pancreatic and lung cancer Depletion of NRF2 impairs HIF-1 under hypoxia. Co-IP experiments revealed a protein interaction between NRF2 and HIF-1 . Proliferation 193
ARE antioxidant response element, Co-IP coimmunoprecipitation assay, CSC cancer stem cell, EMT epithelial-to-mesenchymal transition, ERMP1 endoplasmic reticulum metallopeptidase 1, FH fumarate hydratase, G6PD glucose-6-phosphate dehydrogenase, HSP70 heat-shock protein 70, NOX1 NADPH oxidase 1, PPP pentose phosphate pathway, TKT transketolase, TRPM2 transient receptor potential cation channel, subfamily M, member 2, TRX1 thioredoxin 1, VEGF vascular endothelial growth factor.

Positive interplay

Fig. 2 Interplay between HIFs and NRF2. [Top] Positive associations between HIFs and NRF2. a As a direct regulatory mechanism, NRF2 binds to the ARE located in the promoter region of the HIF1A gene, inducing the expression of HIF-1 . b The NRF2 targets TRX1 and NQO1 enhance the accumulation and stabilization of HIF-1 . Carbon monoxide produced from HO-1 also contributes to HIF-1 stabilization. c Inhibition of NRF2 increases the expression levels of miR-181c-5p and miR-181a-2-3p, suppressing HIF-1 and HIF-2 levels, respectively. NRF2 can directly bind to the oxygen-dependent degradation domain of HIF-1 and prevent the interaction of HIF-1 with PHD2. [Bottom] Negative associations between HIFs and NRF2. e Increased NRF2 levels can suppress HIF- through reduced ROS levels. HIF- can repress the expression of NRF2 and HO-1 through the elevation of BACH1, a repressive partner of NRF2. UBXN7 is a cofactor for the ubiquitination of both HIFs by CUL2- and NRF2 via CUL3-based complexes. UBXN7 has opposing effects on HIFs and NRF2. For instance, when UBXN7 is knocked out, NRF2 levels increase while simultaneously leading to a decrease in HIF-1 levels.
particular enrichment observed within the Kelch domain, which interacts with the DLG and ETGE motifs of NRF2 . In these mutant cancer cells, NRF2 is constitutively activated, upregulating target genes that promote cancer cell survival, proliferation, progression, and therapeutic resistance . Mutations in NRF2 and KEAP1 have been identified in multiple cancers with varying prevalence. Somatic mutations in NRF2 were found in of patients with , and KEAP1 mutations have been reported to be present in and of patients with gallbladder and lung adenocarcinomas, respectively . In addition to somatic mutations in NRF2 and KEAP1, several molecular mechanisms have been elucidated for NRF2 overactivation in cancers, including KEAP1 silencing through promoter methylation , transcriptional NRF2 activation by oncogenes such as KRAS , NRF2 stabilization by p62 accumulation , and NRF2 activation by the oncometabolite fumarate .
Activated HIFs and NRF2 in cancer cells can cooperatively promote tumor growth and progression by upregulating common
target genes (Table 2). Consistent with these findings, HIF-1a and NRF2 expression levels are mutually associated, and high levels of these transcription factors correlate with poor outcomes in glioblastoma patients . In the following sections, we investigate the specific roles of HIFs and NRF2 in the fundamental characteristics of cancer, including cancer growth and survival, therapeutic resistance, angiogenesis, metastasis, CSCs, and ferroptosis resistance (Fig. 3). Specifically, our emphasis will be on scrutinizing the interactions between HIFs and NRF2 concerning these fundamental aspects of cancer.

Cancer proliferation and survival

HIF-1a plays a critical role in cancer survival and proliferation in hypoxic environments by regulating a wide range of genes. First, HIF-1a promotes glycolysis by upregulating key glycolytic enzymes, including aldolase A, phosphoglycerate kinase 1, and pyruvate kinase M. Similarly, HIF-1a inhibits mitochondrial oxidative phosphorylation through the upregulation of lactate
Table 2. The target genes of HIFs and NRF2 are involved in cancer proliferation/survival, therapy resistance, angiogenesis, EMT/metastasis, cancer stem cell trait acquisition, and ferroptosis.
Cancer phenotypes NRF2 target genes HIFs target genes
Proliferation/Survival/Metabolic shift NOTCH1 , HK2, PKM , G6PD, PGD, ME1 NOTCH1 , HK2, PKM PFKFB3, LDHA, PDK1 ALDOA, PGK1, PFKL
Therapy resistance BCL-2, ABCC1, ABCG2, ABCC2, ABCC3 BCL-2 , ABCC1 , ABCG2, ABCB1
Angiogenesis VEGF , HMOX1 VEGF, SDF1, SCF, PGF, ANGPT2
EMT/Metastases NOTCH1 , HMOX1 , NOTCH4 NOTCH1 , HMOX1 , MMP2, ZEB1, SNAI1, TWIST, SNAI2 (SLUG), ADAM12
Cancer stem cells OCT4, NANOG , NOTCH1 , SLC7A11 , ABCB1, ABCG2, ABCC1 OCT4 , NANOG, SOX2 , NOTCH1 , SLC7A11, ABCB1, ABCG2, CD47, CXCR4
Ferroptosis SLC7A11, GCLM, HMOX1, GCLC, FPN, FTL, FTH1, TXNRD1, GPX4, NQO1 , HERC2, VAMP8 SLC7A11, GCLM , HMOX1
NOTCH1 neurogenic locus notch homolog protein 1, HK2 hexokinase-2, PKM pyruvate kinase muscle isozyme, G6PD glucose-6-phosphate dehydrogenase, PGD phosphogluconate dehydrogenase, ME1 malic enzyme-1, PFKFB3 6-phosphofructo-2-kinase/fructose-2,6-biphosphatase 3; LDHA lactate dehydrogenase A, PDK1 pyruvate dehydrogenase kinase 1, ALDOA aldolase A, PGK1 phosphoglycerate kinase 1, PFKL 6-phosphofructokinase, liver type, BCL-2 B-cell lymphoma 2, ATP binding cassette subfamily C member ATP-binding cassette superfamily G member ATP binding cassette subfamily C member 2 , ATP binding cassette subfamily C member ATP binding cassette subfamily B member heme oxygenase matrix metallopeptidase 2, ZEB1 zinc finger E-box-binding homeobox 1, SNAI1 snail family transcriptional repressor 1, TWIST twist family BHLH transcription factor 1, ADAM12 a disintegrin and metalloprotease 12, OCT4 octamer-binding transcription factor 4, NANOG NK2-family homeobox transcription factor, SLC7A11 solute carrier family 7 member 11 (xCT), SOX2 SRY (sex determining region Y)-box 2, CD47 cluster of differentiation 47, CXCR4 C-X-C chemokine receptor type 4, GCLM glutamate-cysteine ligase modifier subunit, GCLC glutamate-cysteine ligase catalytic subunit, FPN ferroportin-1, FTL ferritin light chain, FTH1 ferritin heavy chain, TXNRD1 thioredoxin reductase 1, GPX4 glutathione peroxidase 4, NQO1 NAD(P)H quinone dehydrogenase 1, HERC2 HECT domain and RCC1-like domain 2, VAMP8 vesicle associated membrane protein 8.
dehydrogenase A and PDK1 . Additionally, HIF-1a elevates GLUT4 levels to increase cellular glucose uptake . This metabolic shift enables cancer cells to produce ATP with reduced ROS generation under -deprived conditions, ultimately promoting cancer proliferation. Second, as an adaptive stress resistance mechanism, HIF-1a activates autophagy by upregulating BNIP3, facilitating the removal of damaged organelles such as mitochondria . Third, HIF-1a suppresses protein synthesis by modulating multiple genes involved in the translation process, thereby reducing energy expenditure and preventing unfolded protein accumulation .
In parallel, NRF2 participates in cancer proliferation and survival through downstream target genes. First, antioxidant and detoxification systems, such as GSH synthesis and regenerating enzymes, protect cancer cells against the oxidizing tumor environment and cytotoxic anticancer drug treatment . Second, the elevation of pentose phosphate pathway genes, including G6PD and 6-phosphogluconate dehydrogenase, facilitates purine biosynthesis and NAD(P)H generation, resulting in enhanced cell proliferation . Third, NRF2 has been shown to regulate the expression of genes associated with cell growth, including IGF-1 and bone morphogenetic protein receptor 1 (BMPR1), as revealed by ChIP-seq profiling analysis .
Multiple lines of evidence support the collaborative interplay between NRF2 and HIF in promoting cancer proliferation and survival. Research conducted on breast cancer cells demonstrated the cooperative effect of upregulated NRF2 and HIF-1a on cell proliferation, which led to the enhancement of glycolytic genes, including hexokinase 2, pyruvate kinase M2, and lactate dehydrogenase . Targeting NRF2 with shRNA resulted in the downregulation of HIF-1a and glycolytic genes, ultimately leading to the suppression of cancer proliferation. The upregulation of NRF2 stimulates the expression of G6PD and activates HIF-1a, resulting in NOTCH1 signaling activation and breast cancer proliferation . Similarly, in HCC, elevated NRF2 and HIF-1a levels contribute to cancer growth and progression. NRF2 knockdown mitigated HIF-1a accumulation, while HIF-1a silencing did not affect NRF2 status. Mechanistically, a direct interaction between NRF2 and HIF-1a could impede PHD-VHL-mediated degradation, thus contributing to HIF-1a stabilization . In tissue specimens from patients with gastric cancer,
high NRF2 expression levels were positively correlated with HIF-1a and HO-1 expression . In vitro, hypoxic conditions increased NRF2 and HO-1 expression levels, as did HIF-1a. NRF2 knockdown blocked HIF-1a and HO-1 upregulation, further suppressing gastric cancer survival. Mechanistically, hypoxia-driven VEGF-A activates the nuclear translocation of NRF2 through the RAP1B/ERK/AKT signaling cascade . The significance of AKT signaling in the regulation of HIFs and NRF2 has also been demonstrated in ERBB3-induced breast cancer growth . The ERBB3 mutant protein (ERBB3 N418Q) blocked HIF-1a and NRF2 accumulation by inhibiting PI3K-AKT signaling activation, which resulted in the suppression of cancer growth and migration. These results demonstrate that in many tumors, HIFs and NRF2 jointly contribute to cancer cell proliferation and survival, with increases in NRF2 often directly or indirectly linked to increases in HIFs.

Therapeutic resistance

Increased anticancer drug efflux is one of the major mechanisms by which cancer cells mediate multidrug resistance and therapy refractoriness. HIF-1a promotes the expression of ATP-binding cassette (ABC) transporters, including multidrug resistance 1 (MDR1), multidrug resistance-associated protein 1 (MRP1), and breast cancer resistance protein (BCRP), by acting on HREs . Additionally, HIF-1a induces the expression of antiapoptotic proteins, such as BCL-2 and BCL-XL, while inhibiting the expression of proapoptotic proteins, such as BCL-2-associated X protein (BAX) and BH3 interacting domain death agonist . These changes consequently result in coordinated regulation that promotes cancer cell survival by preventing apoptotic cell death, further contributing to drug resistance.
The constitutive activation of NRF2 in cancer is a significant factor that enhances the elimination of anticancer drugs by increasing the expression levels of phase II metabolizing enzymes, leading to chemotherapy resistance . In addition, NRF2 promotes drug efflux by upregulating multiple ABC transporters, such as MDR1 and BCRP . Functional AREs have been characterized in the promoter regions of these transporters . Furthermore, NRF2-mediated elevations in the levels of the antiapoptotic protein BCL-2 are involved in resistance to etoposide-induced cell death .
Fig. 3 Cooperative effects of HIFs and NRF2 on core cancer phenotypes. In the tumor microenvironment characterized by hypoxia and oxidative stress, HIFs, and NRF2 are aberrantly activated, promoting core cancer phenotypes, such as cancer proliferation and survival, therapeutic resistance, angiogenesis, EMT/metastasis, CSC trait acquisition, and resistance to ferroptosis. HIFs respond to both hypoxia and oxidative stress, which are likely inevitable conditions under low-oxygen conditions. In contrast, changes in NRF2 under hypoxic conditions vary in a context-dependent manner, indicating that hypoxia-associated oxidative stress does not necessarily accompany NRF2 activation.
Several studies have shed light on the link between NRF2 and HIFs in conferring resistance to anticancer therapy. Under mildly hypoxic conditions ( ) in HCC, NRF2 can directly interact with the ARE located at the upstream region of the HIF1A gene . This interaction leads to the upregulation of HIF-1a expression, thereby resulting in resistance to cisplatin treatment. In 5-fluorouracil-resistant HCC, NRF2 knockdown decreases HIF-1a expression levels, while its overexpression increases HIF-1a expression levels . In this context, the administration of siRNA targeting NRF2 enhances the anticancer effect of by inhibiting HIF-1a/HSP70 signaling and subsequently inhibiting BCL-2. These studies suggest that NRF2 and HIF-1a cooperate in the development of chemotherapy resistance.

Tumor angiogenesis

Angiogenesis occurs as tumors grow. It involves the release of proangiogenic factors that stimulate tumors to progress from dormancy and lead to the formation of new blood vessels, inducing rapid growth . One well-established proangiogenic factor is VEGF. Under hypoxic conditions, tumor cells invade neighboring tissues from primary sites and metastasize through tumor neovascularization, which is regulated by VEGF. A HIF-1 binding site has been identified and characterized in the VEGF gene, and ARNT-deleted cells failed to increase VEGF expression
levels upon exposure to hypoxic stimuli . Additionally, other angiogenic growth factors, including stromal-derived factor 1, stem cell factor, and angiopoietin family members, are also regulated by HIFs and participate in tumor vascularization .
NRF2 has been reported to increase the expression of several angiogenic target genes, including HO-1, VEGF, and IGF-1; therefore, its activity can influence the blood vessel formation process . The association between NRF2 and angiogenesis regulation has been demonstrated in studies using mice . In these studies, revascularization was promoted in mice compared with wild-type mice in a model of hindlimb ischemia. However, in vitro, angiogenic cytokine treatment activates the nuclear translocation of NRF2, which stimulates the tube formation of endothelial cells. In addition, the survival and angiogenic response of bone marrow-derived proangiogenic cells from mice were significantly reduced . These discrepancies between in vitro cell systems and in vivo animal models can be attributed to the potential proangiogenic role of ROS and the increased inflammatory response in Nrf2-deleted mice . Additional studies also suggest a positive role for NRF2 in angiogenesis. The specific deletion of NRF2 in endothelial cells results in decreased vascular density and angiogenic sprouting by increasing delta-like ligand 4 expression and NOTCH activity . Loss of Nrf2 inhibited VEGF elevation in the
brains of venous hypertensive rats, and Nrf2 knockout suppressed vascular tube formation in primary brain microvascular endothelial cells . A coculture model of HCC with monocytes revealed that NRF2 activation in macrophages induces an M2-like phenotype, promoting VEGF elevation in cancer cells and subsequent EMT .
In this context, evidence suggests that NRF2 silencing blocks HIF-1 a signaling to suppress blood vessel formation and xenograft tumor growth . In colon cancer cells, NRF2 silencing impaired HIF-1a elevation, leading to angiogenesis suppression both in vitro and in vivo . In addition to these molecular events, elevated miR-181c expression levels and a subsequent reduction in consumption were suggested to promote HIF-1a protein degradation in NRF2-inhibited cells. Similarly, NRF2 knockdown in glioblastoma and ovarian cancer cells led to reduced HIF-1 a levels, with a concurrent reduction in VEGF expression levels . However, curcumin supplementation upregulated NRF2 and GSH, thus inhibiting HIF-1a accumulation and ultimately suppressing HCC angiogenesis and invasion .

EMT and cancer metastasis

Hypoxia is a strong driving force for EMT, a process in which cancer cells undergo phenotypic conversion to a mesenchymal phenotype, enhancing their migration and invasion. The signaling pathways and transcription factors associated with EMT, including NF-кВ, transforming growth factor (TGF- ), SNAIL, and TWIST, are enhanced by hypoxia . A preliminary study analyzing HIF-1a levels in tumor specimens showed that HIF-1a levels were elevated in of metastatic breast cancers, while only of primary breast cancers exhibited elevations in HIF-1a levels . Consistent with these findings, the proximal promoter regions of SNAIL, TWIST, and ZEB1 contain HREs that directly interact with HIF-1a under hypoxic conditions . In breast cancer cells, elevated expression levels of a disintegrin and metalloproteinase 12, mediated by HIF-1a and HIF-2a, induce hypoxia-driven migration and invasion, resulting in breast cancer metastasis to the lung .
Despite the clear involvement of HIFs in EMT and cancer migration, the impact of NRF2 on these aspects is not consistent. Cancer cells with constitutively high NRF2 levels exhibit activated EMT and cancer migration . Overactivation of NRF2 by deleting the KEAP1 gene in lung squamous cell carcinoma facilitates tumor metastasis . NRF2 has also been linked to TGF- -induced EMT by directly upregulating NOTCH4 expression . In this context, NRF2 knockdown or ROS inhibition attenuated NOTCH signaling and subsequently suppressed EMT in lung cancer cells. Moreover, NRF2 was identified as a phenotypic stability factor for hybrid epithelial/mesenchymal and activated NOTCH signaling for cancer migration . However, a negative role of NRF2 in EMT and cancer metastasis has been suggested. In HCC, loss of NRF2 increases cancer plasticity and motility by enhancing SMAD signaling . NRF2-silenced lung cancer cells exhibit an increase in both basal and TGF- -induced cell motility through increased ROS levels .
Several studies have suggested a cooperative link between HIFs and NRF2 in cancer metastasis. NRF2 overexpression and KEAP1 knockdown promoted the expression of G6PD and HIF-1a/ NOTCH1 to induce EMT and breast cancer migration . Hypoxic conditions increase NRF2, HIF-1a, and HO-1 expression in gastric cancer cells, whereas NRF2 inhibition suppresses cancer invasion via concomitant reductions in HIF-1a expression . In a hypoxiamimicking model using , NRF2 knockdown reduced HIF-1a, HO-1, and matrix metalloproteinase 2 expression levels, resulting in the suppression of cancer migration and invasion in esophageal squamous cell carcinoma .

Cancer stem cell traits

CSCs are a small subset of cells within a tumor that possess selfrenewal and tumor-initiating capacities. The presence of CSCs is
thought to cause cancer treatment failure, as they drive malignant properties, including metastasis, invasion, therapeutic resistance, and immune escape . Several embryonic pluripotency markers, including SRY-box 2 (SOX2), Krüppel-like factor 4 (KLF4), OCT4, and NANOG, have been identified as CSC markers . Specific CSC markers have been identified for each tumor type and are commonly used for the isolation and characterization of CSCs. For example, , and have been used to characterize breast CSCs , while CD44 , epithelial cell adhesion molecule , and CD166 are used as colorectal CSC markers .
Restricted availability induces enrichment and dependency of CSCs on HIFs for survival, self-renewal, and growth . In triplenegative breast cancer, chemotherapy increases the expression levels of HIF-1a and its target genes, subsequently leading to an increased number of breast CSCs through elevations in the levels of interleukins 6 and . This study showed that HIF inhibitors can restore the sensitivity of breast CSCs to chemotherapy. Antiangiogenic agents, such as bevacizumab, induce CSC enrichment in breast cancer xenografts by creating an intratumoral hypoxic environment and upregulating HIF-1a expression . As factors contributing to underlying molecular mechanisms, HIFs activate transcription factors and signaling pathways involved in CSC self-renewal and pluripotency, including OCT4 and NOTCH . HIF-2a directly binds to the OCT4 promoter and increases OCT4 expression levels, promoting teratoma growth . Chemotherapyinduced HIF-1a upregulates the expression of S100A10, which forms a transcription complex at the OCT4 binding site to facilitate the expression of other pluripotency genes, including NANOG, SOX2, and KLF4 . In ovarian cancer, the HIF-1a-driven NF-кB pathway is responsible for inducing CSC properties through SIRT1 upregulation . Moreover, evidence suggests that HIF-2a plays a role in maintaining CSC traits through the activation of WNT and NOTCH signaling by elevating superoxide dismutase (SOD) levels and by reducing mitochondrial reactive oxygen species (ROS) levels . Consistent with these findings, HIF-2a knockdown in renal cell carcinoma inhibited the expression of CXCR4, a chemokine receptor used as a renal cell carcinoma stem cell marker, resulting in the inhibition of spheroid and tumor growth . These studies collectively underscore the critical role of the HIF pathway in regulating CSC traits.
CSCs reportedly exhibit higher antioxidant gene expression levels and lower ROS levels than normal cells . This finding suggests that NRF2 is involved in the development of CSC traits. Currently, accumulating evidence suggests that NRF2 signaling is involved in maintaining the stemness phenotype of . Head and neck cancer cells displaying low ROS levels exhibit more CSC traits, such as stemness and chemoresistance. Elevated NRF2 levels are responsible for maintaining low-ROS CSCs by increasing the expression of antioxidant and glycolytic enzymes and stemness markers . In sorafenib-resistant HCC, NRF2 signaling promoted CSC traits and increased transporter expression levels . In glioblastoma stem cells (GSCs) isolated from surgical specimens, NRF2 silencing decreased the proportion of GSCs and the expression levels of selfrenewal markers, including SOX2 . Chemotherapy-induced breast CSCs exhibit CD44 enrichment and CSC traits, including spheroid growth and increased tumorigenesis. These changes are mediated by p62-associated NRF2 activation . Similarly, additional experiments involving the isolation of CSC fractions using aldehyde dehydrogenase, epithelial cell adhesion molecule, or CD133 revealed that increased NRF2 levels play a critical role in developing CSC traits and maintaining and promoting CSC growth . In addition to its role in antioxidant and drug efflux systems, NRF2 supports CSC stemness traits through the upregulation of NOTCH, FOXO3, and -catenin expression . Although the exact underlying mechanism by which NRF2 expression increases in CSCs has not been fully elucidated, it has been suggested that increases in the levels of p62 or the endoplasmic reticulum stress-activated protein kinase R-like ER kinase (PERK) may be involved .
Several reports have demonstrated an association between HIFs and NRF2 in CSCs. Lung epithelial cells exposed to inorganic arsenic develop CSC-like properties with increased expression levels of stemness markers. During this process, NRF2 activation stimulates increases in HIF-1a levels, allowing metabolic reprogramming toward glycolysis . In this context, NRF2 knockout diminished inorganic arsenic-induced HIF-1a accumulation and stemness marker expression. In clinical samples from patients with glioblastoma, elevated mitochondrial NIX expression levels were identified as a marker of GSCs, and hypoxia-induced elevations in NIX levels were linked to increased ROS-driven NRF2 expression, further contributing to CSC stemness through HIF/mTOR activation . Hypoxia-induced M2 phenotype macrophages promote the stemness traits of glioblastoma through VEGF secretion, which is mediated by HIF-1a activation. PI3K/AKT-mediated NRF2 activation is involved in this VEGF-GSC axis . In a study involving spheroid culture of colon cancer cells transfected with a reporter monitoring the transcriptional activity of HIFs and NRF2, increases in the expression levels of these transcription factors were observed within the spheroid cores, suggesting coordinated HIF and NRF2 regulation in a 3D culture system . Additionally, in colorectal cancer cells, prolonged hypoxia-induced elevations in the levels of OCT4 and CSC traits are suppressed by NRF2 inhibition, and the underlying mechanism of this effect is the repression of HIF-2a accumulation .

Resistance to ferroptosis

Ferroptosis is an iron-dependent lipid peroxidation-mediated cell death pathway that involves characteristics distinct from those of apoptosis, such as an intact cell membrane and nucleus, increased bilayer membrane density, and reduced mitochondrial volume and cristae . Increased intracellular free iron causes ROS generation through the Fenton reaction, resulting in lipid peroxide accumulation and subsequent ferroptosis . In this context, the iron chelating agent RSL3 inhibits ferroptosis . The removal of by GPX4 is essential for preventing ferroptosis. Gpx4 knockout in mice leads to ferroptosis-induced cell death in the kidney . Emerging studies on ferroptosis in various diseases have revealed the association of this novel cell death system with pathological processes, including cancer. Treatment-resistant mesenchymal-type cancer cells are strongly dependent on GPX4, and lipoxygenase inhibition can block ferroptotic cell death via GPX4 inhibition .
Hypoxia and HIFs are associated with ferroptosis in a contextdependent manner. Hypoxia decreases cellular free iron levels and increases ferritin expression levels, resulting in the protection of hypoxic macrophages against RSL3-induced ferroptosis . In clear cell renal cell carcinoma, elevated HIF levels lead to the suppression of ferroptosis in response to erastin or GSH synthesis inhibition . The pharmacological or siRNA-mediated inhibition of iron-sulfur cluster assembly 2 in mitochondria decreases HIF-1a and HIF-2a levels, resulting in subsequent iron overaccumulation and ferroptosis-mediated cell death in clear cell renal cell carcinoma . Aryl hydrocarbon receptor nuclear translocator-like protein inhibits ferroptosis by activating HIF-1a in non-small cell lung cancer cells . In contrast, some reports suggest that HIFs induce ferroptosis under certain conditions. HIF-2a activation in colorectal cancer upregulates genes involved in lipid and iron metabolism, resulting in enhanced susceptibility to dimethyl fumarate-induced ferroptosis . Treatment of glioblastoma cells with the PHD inhibitor roxadustat results in the accumulation of lipid peroxides and iron, leading to ferroptosis ; in this case, HIF-2a contributes to ferroptosis by upregulating lipid regulatory genes.
NRF2 directly upregulates genes associated with iron metabolism (HO-1, ferritin light and heavy chain) and antioxidant activity (GPX4, thioredoxin reductase 1, GCLC, GCLM, and the cystine/ glutamate antiporter SLC7A11), which prevent free iron accumulation and lipid peroxidation. Therefore, NRF2 has been recognized
as a negative regulator of ferroptosis . In glioblastoma cells, forced NRF2 expression upregulates SLC7A11 (also known as xCT) and promotes ferroptosis resistance . NRF2 inhibition augments erastin-induced ROS generation via SLC7A11 reduction, thereby sensitizing glioma cells to ferroptosis. Another study involving head and neck cancer cells demonstrated that RSL3 resistance is associated with increased expression levels of NRF2 and p62; therefore, NRF2 or p62 inhibition reverses ferroptosis resistance . Similarly, cetuximab treatment facilitates RSL3-induced ferroptosis through the inhibition of NRF2/HO-1 signaling in KRAS-mutant colorectal cancer cells . Recently, ferroptosis suppressor protein 1 (FSP1) was identified as a novel target of NRF2. KEAP1 mutations in lung cancer cells upregulate FSP1 expression, leading to resistance to ferroptosis and radiotherapy . Additionally, NRF2 directly regulates the E3 ubiquitin ligases HERC2 and VAMP3. Therefore, NRF2 knockout in ferroptosis-resistant ovarian cancer cells elevates apoferritin in the autophagosome and intracellular labile iron pool, ultimately leading to enhanced ferroptosis sensitivity . These studies indicate that the NRF2 pathway plays a crucial role in the antiferroptosis mechanism.
Considering the role of both the HIF and NRF2 pathways in ferroptosis, associations between these signaling pathways and cancer are anticipated. However, comprehensive studies on this relationship are currently lacking. In noncancer cells, hypoxiareperfusion induces ferroptosis, whereas NRF2 activation prevents ferroptotic cell death . In gastric cancer cells, silencing of the transient receptor potential melastatin-2 (TRPM2) increases the levels of ROS, iron, and lipid peroxides, resulting in ferroptosis. In this study, TRPM-2 silencing-mediated ferroptosis was attributed to HIF-1a and NRF2 destabilization . Elucidation of the roles of HIF and NRF2 in regulating ferroptosis will enable the development of novel cancer treatment strategies through the induction of ferroptosis.

Concluding remarks

In the characteristic hypoxic and oxidative stress environment of tumors, increases in the levels of HIFs and NRF2 play a crucial role in tumor growth and progression. Elevations in the levels of these two transcription factors can occur not only due to environmental stimuli but also in response to changes in specific signaling pathways within the tumor. For instance, KRAS mutations increase NRF2 expression levels, promoting tumor growth . When mutant KRAS was silenced in colorectal cancer cells, hypoxia-induced HIF1a accumulation was suppressed . Additionally, PTEN lossmediated AKT activation and subsequent GSK-3 inhibition lead to an increase in NRF2 and HIF-1a transcriptional activity . Similarly, activation of human epidermal growth factor receptor 2 (HER2) results in an increase in HIF-1a expression levels via mTOR activation . HER2 has also been reported to induce the stabilization of NRF2 through direct protein binding . An oncometabolite, fumarate, simultaneously induces elevations in NRF2 levels through KEAP1 modification and activates HIF-1a through an increase in mitochondrial . These reports indicate a profound interconnection between tumor signaling pathways and the promotion of tumor growth and progression through increases in HIF and NRF2 levels, regardless of whether the tumor microenvironment is hypoxic or oxidative stressenriched.
The control of the HIF and NRF2 signaling pathways in tumors has emerged as a critical issue. Current reports suggest that, during the interplay between these two transcription factors, NRF2 appears to be an upstream regulator of HIF. Inhibition of NRF2 in cancer cells has been reported to suppress HIF activity through multiple molecular events, including direct regulation of HIF-1a expression by NRF2, HIF-1 a stabilization by the NRF2 target NQO1 and TRX1, and HO-1-driven CO and miRNA expression . The relative dominance of NRF2 in the regulation of these two factors implies that HIFs evolved as a system responding to both
hypoxic and oxidative stress, which is likely inevitable under lowoxygen conditions. In contrast, changes in NRF2 under hypoxic conditions vary in a context-dependent manner, indicating that hypoxia-associated oxidative stress does not necessarily accompany NRF2 activation. This relationship suggests that inhibiting NRF2 in tumors with both HIF and NRF2 upregulation could be a more efficient strategy considering the response of HIFs to hypoxia and oxidative stress. For instance, treatment with brusatol, an inhibitor of NRF2 protein synthesis, prevents hypoxia-induced HIF-1a accumulation and reduces glucose consumption in colorectal cancer cells . Moreover, under sustained hypoxic conditions, brusatol inhibited the increase in HIF-2a and suppressed the development of hypoxia-induced CSC traits .
On the other hand, reports indicate that a single substance can inhibit both HIFs and NRF2 through independent mechanisms. Triptolide, a diterpenoid isolated from Tripterygium wilfordii, has been shown to inhibit NRF2 and HIF-1a expression in myeloid leukemia cells . In more detail, in doxorubicin-resistant or imatinib-resistant leukemic cells that highly express both NRF2 and HIF-1a, treatment with triptolide alone or in combination with the respective resistant drugs inhibited NRF2 and its target genes, as well as HIF-1a and its target genes. This inhibitory effect enhances the apoptotic ratio within cells, indicating that triptolide can restore drug sensitivity by suppressing the NRF2 and HIF-1a pathways. Furthermore, combined treatment with triptolide and idarubicin has synergistic effects on leukemia stem cells, enhancing cell apoptosis through the reduced expression of NRF2, HIF , and their target genes . Cardamonin, a natural chalcone from Alpiniae katsumadai, inhibits breast cancer cell growth by suppressing HIF-1a through blockade of the mTOR pathway and inducing metabolic reprogramming characterized by reduced glucose uptake and lactate transport . Cardamonin also inhibited NRF2, NQO1, and HO-1 expression, thereby leading to increased ROS-induced apoptosis.
Overall, this review explored the intricate interplay between HIFs and NRF2, providing insights into the relevance of these interactions for the development of novel cancer treatment strategies. In particular, considering that both of these transcription factors also play critical roles in normal cell physiology, elucidating the common signaling pathways associated with their increase in tumors and revealing the molecular mechanisms underlying the correlation between these factors are expected to enable the development of the selective regulation of HIFs and NRF2 in cancers.

REFERENCES

  1. Raymond, J. & Segrè, D. The effect of oxygen on biochemical networks and the evolution of complex life. Science 311, 1764-1767 (2006).
  2. Wicks, E. E. & Semenza, G. L. Hypoxia-inducible factors: cancer progression and clinical translation. J. Clin. Investig. 132, e159839 (2022).
  3. Halliwell, B. Biochemistry of oxidative stress. Biochem Soc. Trans. 35, 1147-1150 (2007).
  4. Semenza, G. L. Defining the role of hypoxia-inducible factor 1 in cancer biology and therapeutics. Oncogene 29, 625-634 (2010).
  5. Yamamoto, M., Kensler, T. W. & Motohashi, H. The KEAP1-NRF2 system: a thiolbased sensor-effector apparatus for maintaining redox homeostasis. Physiol. Rev. 98, 1169-1203 (2018).
  6. O’Malley, J., Kumar, R., Inigo, J., Yadava, N. & Chandra, D. Mitochondrial stress response and cancer. Trends Cancer 6, 688-701 (2020).
  7. Vaupel, P., Höckel, M. & Mayer, A. Detection and characterization of tumor hypoxia using pO2 histography. Antioxid. Redox Signal 9, 1221-1235 (2007).
  8. Nakamura, H. & Takada, K. Reactive oxygen species in cancer: current findings and future directions. Cancer Sci. 112, 3945-3952 (2021).
  9. Rojo de la Vega, M., Chapman, E. & Zhang, D. D. NRF2 and the hallmarks of cancer. Cancer Cell 34, 21-43 (2018).
  10. Hermes-Lima, M. et al. Preparation for oxidative stress under hypoxia and metabolic depression: revisiting the proposal two decades later. Free Radic. Biol. Med. 89, 1122-1143 (2015).
  11. Lee, G. et al. Oxidative dimerization of PHD2 is responsible for its inactivation and contributes to metabolic reprogramming via HIF-1a activation. Sci. Rep. 6, 18928 (2016).
  12. Fukuda, R. et al. HIF-1 regulates cytochrome oxidase subunits to optimize efficiency of respiration in hypoxic cells. Cell 129, 111-122 (2007).
  13. Semenza, G. L. The genomics and genetics of oxygen homeostasis. Annu. Rev. Genomics Hum. Genet. 21, 183-204 (2020).
  14. Wang, G. L., Jiang, B. H., Rue, E. A. & Semenza, G. L. Hypoxia-inducible factor 1 is a basic-helix-loop-helix-PAS heterodimer regulated by cellular O 2 tension. Proc. Natl Acad. Sci. USA 92, 5510-5514 (1995).
  15. Schofield, C. J. & Ratcliffe, P. J. Oxygen sensing by HIF hydroxylases. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 5, 343-354 (2004).
  16. Bruick, R. K. & McKnight, S. L. A conserved family of prolyl-4-hydroxylases that modify HIF. Science 294, 1337-1340 (2001).
  17. Appelhoff, R. J. et al. Differential function of the prolyl hydroxylases PHD1, PHD2, and PHD3 in the regulation of hypoxia-inducible factor*. J. Biol. Chem. 279, 38458-38465 (2004).
  18. Mahon, P. C., Hirota, K. & Semenza, G. L. FIH-1: a novel protein that interacts with HIF-1a and VHL to mediate repression of HIF-1 transcriptional activity. Genes Dev. 15, 2675-2686 (2001).
  19. Cowman, S. J. & Koh, M. Y. Revisiting the HIF switch in the tumor and its immune microenvironment. Trends Cancer 8, 28-42 (2022).
  20. Holmquist-Mengelbier, L. et al. Recruitment of HIF-1a and HIF-2a to common target genes is differentially regulated in neuroblastoma: HIF-2a promotes an aggressive phenotype. Cancer Cell 10, 413-423 (2006).
  21. Koh, M. Y. & Powis, G. Passing the baton: the HIF switch. Trends Biochem. Sci. 37, 364-372 (2012).
  22. Manalo, D. J. et al. Transcriptional regulation of vascular endothelial cell responses to hypoxia by HIF-1. Blood 105, 659-669 (2005).
  23. Semenza, G. L. Hypoxia-inducible factors: mediators of cancer progression and targets for cancer therapy. Trends Pharm. Sci. 33, 207-214 (2012).
  24. Covello, K. L. et al. HIF-2a regulates Oct-4: effects of hypoxia on stem cell function, embryonic development, and tumor growth. Genes Dev. 20, 557-570 (2006).
  25. Sowter, H. M., Ratcliffe, P. J., Watson, P., Greenberg, A. H. & Harris, A. L. HIF-1dependent regulation of hypoxic induction of the cell death factors BNIP3 and NIX in human tumors. Cancer Res. 61, 6669-6673 (2001).
  26. Dodson, M. et al. Modulating NRF2 in disease: timing is everything. Annu. Rev. Pharm. Toxicol. 59, 555-575 (2019).
  27. Torrente, L. & DeNicola, G. M. Targeting NRF2 and its downstream processes: opportunities and challenges. Annu. Rev. Pharm. Toxicol. 62, 279-300 (2022).
  28. Ho, Y. S., Dey, M. S. & Crapo, J. D. Antioxidant enzyme expression in rat lungs during hyperoxia. Am. J. Physiol. 270, L810-L818 (1996).
  29. Cho, H. Y., Reddy, S. P., Debiase, A., Yamamoto, M. & Kleeberger, S. R. Gene expression profiling of NRF2-mediated protection against oxidative injury. Free Radic. Biol. Med. 38, 325-343 (2005).
  30. Papaiahgari, S., Zhang, Q., Kleeberger, S. R., Cho, H. Y. & Reddy, S. P. Hyperoxia stimulates an Nrf2-ARE transcriptional response via ROS-EGFR-PI3K-Akt/ERK MAP kinase signaling in pulmonary epithelial cells. Antioxid. Redox Signal. 8, 43-52 (2006).
  31. Taguchi, K. & Yamamoto, M. The KEAP1-NRF2 system in cancer. Front. Oncol. 7, 85 (2017).
  32. Rada, P. et al. Structural and functional characterization of Nrf2 degradation by the glycogen synthase kinase -TrCP axis. Mol. Cell Biol. 32, 3486-3499 (2012).
  33. Suzuki, T., Takahashi, J. & Yamamoto, M. Molecular basis of the KEAP1-NRF2 signaling pathway. Mol. Cells 46, 133-141 (2023).
  34. Iso, T., Suzuki, T., Baird, L. & Yamamoto, M. Absolute amounts and status of the Nrf2-Keap1-Cul3 complex within cells. Mol. Cell Biol. 36, 3100-3112 (2016).
  35. Baird, L. & Yamamoto, M. The molecular mechanisms regulating the KEAP1NRF2 pathway. Mol. Cell Biol. 40, e00099-20 (2020).
  36. Horie, Y. et al. Molecular basis for the disruption of Keap1-Nrf2 interaction via Hinge & Latch mechanism. Commun. Biol. 4, 576 (2021).
  37. Hayes, J. D. & Dinkova-Kostova, A. T. The Nrf2 regulatory network provides an interface between redox and intermediary metabolism. Trends Biochem. Sci. 39, 199-218 (2014).
  38. Hernansanz-Agustín, P. et al. Acute hypoxia produces a superoxide burst in cells. Free Radic. Biol. Med. 71, 146-156 (2014).
  39. Chandel, N. S. et al. Mitochondrial reactive oxygen species trigger hypoxiainduced transcription. Proc. Natl Acad. Sci. USA 95, 11715-11720 (1998).
  40. Guzy, R. D. et al. Mitochondrial complex III is required for hypoxia-induced ROS production and cellular oxygen sensing. Cell Metab. 1, 401-408 (2005).
  41. Toth, R. K. & Warfel, N. A. Strange bedfellows: nuclear factor, erythroid 2-like 2 (Nrf2) and hypoxia-inducible factor 1 (HIF-1) in tumor hypoxia. Antioxidants 6, 27 (2017).
  42. Tello, D. et al. Induction of the mitochondrial NDUFA4L2 protein by HIF-1a decreases oxygen consumption by inhibiting Complex I activity. Cell Metab. 14, 768-779 (2011).
  43. Xin, X., Li, Y. & Liu, H. Hesperidin ameliorates hypobaric hypoxia-induced retinal impairment through activation of Nrf2/HO-1 pathway and inhibition of apoptosis. Sci. Rep. 10, 19426 (2020).
  44. Potteti, H. R. et al. Nrf2-AKT interactions regulate heme oxygenase 1 expression in kidney epithelia during hypoxia and hypoxia-reoxygenation. Am. J. Physiol. Ren. Physiol. 311, F1025-f1034 (2016).
  45. Kim, T.-H. et al. NRF2 blockade suppresses colon tumor angiogenesis by inhibiting hypoxia-induced activation of HIF-1a. Cancer Res. 71, 2260-2275 (2011).
  46. Bondi, C. D. et al. Suppression of NRF2 Activity by HIF-1 promotes fibrosis after ischemic acute kidney injury. Antioxidants 11, 1810 (2022).
  47. Loboda, A. et al. HIF-1 induction attenuates Nrf2-dependent IL-8 expression in human endothelial cells. Antioxid. Redox Signal. 11, 1501-1517 (2009).
  48. Pan, Y. et al. Multiple factors affecting cellular redox status and energy metabolism modulate hypoxia-inducible factor prolyl hydroxylase activity in vivo and in vitro. Mol. Cell Biol. 27, 912-925 (2007).
  49. Watanabe, Y. et al. Glutathione adducts induced by ischemia and deletion of glutaredoxin-1 stabilize HIF-1a and improve limb revascularization. Proc. Natl Acad. Sci. USA 113, 6011-6016 (2016).
  50. Hamanaka, R. B., Weinberg, S. E., Reczek, C. R. & Chandel, N. S. The mitochondrial respiratory chain is required for organismal adaptation to hypoxia. Cell Rep. 15, 451-459 (2016).
  51. Bi, Z. et al. Nrf2 and HIF1a converge to arsenic-induced metabolic reprogramming and the formation of the cancer stem-like cells. Theranostics 10, 4134-4149 (2020).
  52. Ji, X. et al. Knockdown of Nrf2 suppresses glioblastoma angiogenesis by inhibiting hypoxia-induced activation of HIF-1a. Int. J. Cancer 135, 574-584 (2014).
  53. Shen, H. et al. Blockage of Nrf2 suppresses the migration and invasion of esophageal squamous cell carcinoma cells in hypoxic microenvironment. Dis. Esophagus 27, 685-692 (2014).
  54. Zhang, Z. et al. Reactive oxygen species regulate FSH-induced expression of vascular endothelial growth factor via Nrf2 and HIF1a signaling in human epithelial ovarian cancer. Oncol. Rep. 29, 1429-1434 (2013).
  55. Zheng, J. et al. Overactivated NRF2 induces pseudohypoxia in hepatocellular carcinoma by stabilizing HIF-1alpha. Free Radic. Biol. Med. 194, 347-356 (2023).
  56. Jin, X., Gong, L., Peng, Y., Li, L. & Liu, G. Enhancer-bound Nrf2 licenses HIF-1alpha transcription under hypoxia to promote cisplatin resistance in hepatocellular carcinoma cells. Aging (Albany NY) 13, 364-375 (2020).
  57. Lacher, S. E., Levings, D. C., Freeman, S. & Slattery, M. Identification of a functional antioxidant response element at the HIF1A locus. Redox. Biology 19, 401-411 (2018).
  58. Oh, E. T. et al. NQO1 inhibits proteasome-mediated degradation of HIF-1a. Nat. Commun. 7, 13593 (2016).
  59. Csiki, I. et al. Thioredoxin-1 modulates transcription of cyclooxygenase-2 via hypoxia-inducible factor-1alpha in non-small cell lung cancer. Cancer Res. 66, 143-150 (2006).
  60. Malec, V. et al. HIF-1 alpha signaling is augmented during intermittent hypoxia by induction of the Nrf2 pathway in NOX1-expressing adenocarcinoma A549 cells. Free Radic. Biol. Med. 48, 1626-1635 (2010).
  61. Chin, B. Y. et al. Hypoxia-inducible factor 1alpha stabilization by carbon monoxide results in cytoprotective preconditioning. Proc. Natl Acad. Sci. USA 104, 5109-5114 (2007).
  62. Choi, Y. K. et al. Carbon monoxide promotes VEGF expression by increasing HIF1alpha protein level via two distinct mechanisms, translational activation and stabilization of HIF-1alpha protein. J. Biol. Chem. 285, 32116-32125 (2010).
  63. Jung, J. et al. Mitochondrial NIX promotes tumor survival in the hypoxic niche of glioblastoma. Cancer Res. 79, 5218-5232 (2019).
  64. Jung, K. A., Lee, S. & Kwak, M. K. NFE2L2/NRF2 activity is linked to mitochondria and AMP-activated protein kinase signaling in cancers through miR-181c/ mitochondria-encoded cytochrome c oxidase regulation. Antioxid. Redox Signal 27, 945-961 (2017).
  65. Lee, S., Hallis, S. P., Jung, K.-A., Ryu, D. & Kwak, M.-K. Impairment of HIF-1amediated metabolic adaption by NRF2-silencing in breast cancer cells. Redox Biol. 24, 101210 (2019).
  66. Hallis, S. P., Kim, S. K., Lee, J.-H. & Kwak, M.-K. Association of NRF2 with HIF-2ainduced cancer stem cell phenotypes in chronic hypoxic condition. Redox Biol. 60, 102632 (2023).
  67. Sullivan, L. B. et al. The proto-oncometabolite fumarate binds glutathione to amplify ROS-dependent signaling. Mol. Cell 51, 236-248 (2013).
  68. Early, J. O. et al. Circadian clock protein BMAL1 regulates IL-1 in macrophages via NRF2. Proc. Natl Acad. Sci. USA 115, E8460-E8468 (2018).
  69. Di Gregorio, J. et al. UBXN7 cofactor of CRL3KEAP1 and CRL2VHL ubiquitin ligase complexes mediates reciprocal regulation of NRF2 and HIF-1a proteins. Biochim. Biophys. Acta 1868, 118963 (2021).
  70. Lu, C. et al. Nrf2 activation is required for ligustrazine to inhibit hepatic steatosis in alcohol-preferring mice and hepatocytes. Toxicol. Sci. 155, 432-443 (2017).
  71. Li, Y. et al. Inhibitor of apoptosis-stimulating protein of p53 inhibits ferroptosis and alleviates intestinal ischemia/reperfusion-induced acute lung injury. Cell Death Differ. 27, 2635-2650 (2020).
  72. Lin, H. C. et al. Andrographolide inhibits hypoxia-induced HIF-1a-driven endothelin 1 secretion by activating Nrf2/HO-1 and promoting the expression of prolyl hydroxylases in human endothelial cells. Environ. Toxicol. 32, 918-930 (2017).
  73. Talks, K. L. et al. The expression and distribution of the hypoxia-inducible factors HIF-1a and HIF-2a in normal human tissues, cancers, and tumor-associated macrophages. Am. J. Pathol. 157, 411-421 (2000).
  74. Schito, L. & Semenza, G. L. Hypoxia-inducible factors: master regulators of cancer progression. Trends Cancer 2, 758-770 (2016).
  75. Krieg, M. et al. Up-regulation of hypoxia-inducible factors HIF-1alpha and HIF2alpha under normoxic conditions in renal carcinoma cells by von HippelLindau tumor suppressor gene loss of function. Oncogene 19, 5435-5443 (2000).
  76. Ravi, R. et al. Regulation of tumor angiogenesis by p53-induced degradation of hypoxia-inducible factor 1a. Genes Dev. 14, 34-44 (2000).
  77. Zhong, H. et al. Modulation of hypoxia-inducible factor 1a expression by the epidermal growth factor/phosphatidylinositol 3-kinase/PTEN/AKT/FRAP pathway in human prostate cancer cells: implications for tumor angiogenesis and therapeutics1. Cancer Res. 60, 1541-1545 (2000).
  78. Isaacs, J. S. et al. HIF overexpression correlates with biallelic loss of fumarate hydratase in renal cancer: Novel role of fumarate in regulation of HIF stability. Cancer Cell 8, 143-153 (2005).
  79. Greco, S., Gaetano, C. & Martelli, F. HypoxamiR regulation and function in ischemic cardiovascular diseases. Antioxid. Redox Signal. 21, 1202-1219 (2014).
  80. Menegon, S., Columbano, A. & Giordano, S. The dual roles of NRF2 in cancer. Trends Mol. Med. 22, 578-593 (2016).
  81. Robertson, H., Dinkova-Kostova, A. T. & Hayes, J. D. NRF2 and the Ambiguous Consequences of Its Activation during Initiation and the Subsequent Stages of Tumourigenesis. Cancers (Basel) 12, 3609 (2020).
  82. Kitamura, H. & Motohashi, H. NRF2 addiction in cancer cells. Cancer Sci. 109, 900-911 (2018).
  83. Guichard, C. et al. Integrated analysis of somatic mutations and focal copynumber changes identifies key genes and pathways in hepatocellular carcinoma. Nat. Genet. 44, 694-698 (2012).
  84. Network, C.G.A.R. Comprehensive molecular profiling of lung adenocarcinoma. Nature 511, 543-550 (2014).
  85. Shibata, T. et al. Genetic alteration of Keap1 confers constitutive Nrf2 activation and resistance to chemotherapy in gallbladder cancer. Gastroenterology 135, 1358-1368 (2008).
  86. Muscarella, L. A. et al. Frequent epigenetics inactivation of KEAP1 gene in nonsmall cell lung cancer. Epigenetics 6, 710-719 (2011).
  87. DeNicola, G. M. et al. Oncogene-induced Nrf2 transcription promotes ROS detoxification and tumorigenesis. Nature 475, 106-109 (2011).
  88. Komatsu, M. et al. The selective autophagy substrate p62 activates the stress responsive transcription factor Nrf2 through inactivation of Keap1. Nat. Cell Biol. 12, 213-223 (2010).
  89. Adam, J. et al. Renal cyst formation in Fh1-deficient mice is independent of the Hif/Phd pathway: roles for fumarate in KEAP1 succination and Nrf2 signaling. Cancer Cell 20, 524-537 (2011).
  90. Ji, X. et al. Correlation of Nrf2 and HIF-1alpha in glioblastoma and their relationships to clinicopathologic features and survival. Neurol. Res. 35, 1044-1050 (2013).
  91. Papandreou, I., Cairns, R. A., Fontana, L., Lim, A. L. & Denko, N. C. HIF-1 mediates adaptation to hypoxia by actively downregulating mitochondrial oxygen consumption. Cell Metab. 3, 187-197 (2006).
  92. Semenza, G. L., Roth, P. H., Fang, H. M. & Wang, G. L. Transcriptional regulation of genes encoding glycolytic enzymes by hypoxia-inducible factor 1. J. Biol. Chem. 269, 23757-23763 (1994).
  93. Sakagami, H. et al. Loss of HIF-1a impairs GLUT4 translocation and glucose uptake by the skeletal muscle cells. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 306, E1065-E1076 (2014).
  94. Bellot, G. et al. Hypoxia-induced autophagy is mediated through hypoxiainducible factor induction of BNIP3 and BNIP3L via their BH3 domains. Mol. Cell Biol. 29, 2570-2581 (2009).
  95. Chee, N. T., Lohse, I. & Brothers, S. P. mRNA-to-protein translation in hypoxia. Mol. Cancer 18, 49 (2019).
  96. Singh, A., Bodas, M., Wakabayashi, N., Bunz, F. & Biswal, S. Gain of Nrf2 function in non-small-cell lung cancer cells confers radioresistance. Antioxid. Redox Signal 13, 1627-1637 (2010).
  97. Malhotra, D. et al. Global mapping of binding sites for Nrf2 identifies novel targets in cell survival response through ChIP-Seq profiling and network analysis. Nucleic Acids Res. 38, 5718-5734 (2010).
  98. Zhang, H. S. et al. NRF2 facilitates breast cancer cell growth via HIF1a-mediated metabolic reprogramming. Int. J. Biochem. Cell Biol. 95, 85-92 (2018).
  99. Zhang, H. S. et al. Nrf2 promotes breast cancer cell migration via up-regulation of G6PD/HIF-1alpha/Notch1 axis. J. Cell Mol. Med. 23, 3451-3463 (2019).
  100. Yang, Y. et al. Abnormal phenotype of Nrf2 is associated with poor prognosis through hypoxic/VEGF-A-Rap1b/VEGFR2 pathway in gastric cancer. Aging (Albany NY) 14, 3293-3312 (2022).
  101. Takamiya, R. et al. The single N-glycan deletion mutant of soluble ErbB3 protein attenuates heregulin beta1-induced tumor progression by blocking of the HIF-1 and Nrf2 pathway. Biochem. Biophys. Res. Commun. 454, 364-368 (2014).
  102. Kazi, A. A. et al. Nonhypoxic regulation and role of hypoxia-inducible factor 1 in aromatase inhibitor resistant breast cancer. Breast Cancer Res. 16, R15 (2014).
  103. Liu, L. et al. Hypoxia-inducible factor-1 alpha contributes to hypoxia-induced chemoresistance in gastric cancer. Cancer Sci. 99, 121-128 (2008).
  104. Chen, N. et al. BCL-xL is a target gene regulated by hypoxia-inducible factor1alpha. J. Biol. Chem. 284, 10004-10012 (2009).
  105. Erler, J. T. et al. Hypoxia-mediated down-regulation of Bid and Bax in tumors occurs via hypoxia-inducible factor 1-dependent and -independent mechanisms and contributes to drug resistance. Mol. Cell Biol. 24, 2875-2889 (2004).
  106. Yang, T., Xu, F., Sheng, Y., Zhang, W. & Chen, Y. A targeted proteomics approach to the quantitative analysis of ERK/Bcl-2-mediated anti-apoptosis and multidrug resistance in breast cancer. Anal. Bioanal. Chem. 408, 7491-7503 (2016).
  107. Choi, B.-h & Kwak, M.-K. Shadows of NRF2 in cancer: resistance to chemotherapy. Curr. Opin. Toxicol. 1, 20-28 (2016).
  108. Homma, S. et al. Nrf2 enhances cell proliferation and resistance to anticancer drugs in human lung cancer. Clin. Cancer Res. 15, 3423-3432 (2009).
  109. Kurz, E. U., Cole, S. P. C. & Deeley, R. G. Identification of DNA-protein interactions in the Flanking and Untranslated Regions of the Human Multidrug Resistance Protein (MRP1) gene: evaluation of a putative antioxidant response ele-ment/AP-1 binding site. Biochem. Biophys. Res. Commun. 285, 981-990 (2001).
  110. Singh, A. et al. Expression of ABCG2 (BCRP) is regulated by Nrf2 in cancer cells that confers side population and chemoresistance phenotype. Mol. Cancer Ther. 9, 2365-2376 (2010).
  111. Niture, S. K. & Jaiswal, A. K. Nrf2 protein up-regulates antiapoptotic protein Bcl-2 and prevents cellular apoptosis. J. Biol. Chem. 287, 9873-9886 (2012).
  112. Duan, X. et al. Nrf2-siRNA enhanced the anti-tumor effects of in 5-fluorouracil-resistant hepatocellular carcinoma by inhibiting HIF-1alpha/ HSP70 signaling. J. Hepatocell. Carcinoma 9, 1341-1352 (2022).
  113. Hanahan, D. & Folkman, J. Patterns and emerging mechanisms of the angiogenic switch during tumorigenesis. Cell 86, 353-364 (1996).
  114. Forsythe, J. A. et al. Activation of vascular endothelial growth factor gene transcription by hypoxia-inducible factor 1. Mol. Cell. Biol. 16, 4604-4613 (1996).
  115. Ceradini, D. J. et al. Progenitor cell trafficking is regulated by hypoxic gradients through HIF-1 induction of SDF-1. Nat. Med. 10, 858-864 (2004).
  116. Gao, C. et al. SCF, regulated by HIF-1a, promotes pancreatic ductal adenocarcinoma cell progression. PLoS ONE 10, e0121338 (2015).
  117. Simon, M.-P., Tournaire, R. & Pouyssegur, J. The angiopoietin-2 gene of endothelial cells is up-regulated in hypoxia by a HIF binding site located in its first intron and by the central factors GATA-2 and Ets-1. J. Cell. Physiol. 217, 809-818 (2008).
  118. Florczyk, U. et al. Nrf2 regulates angiogenesis: effect on endothelial cells, bone marrow-derived proangiogenic cells and hind limb ischemia. Antioxid. Redox Signal. 20, 1693-1708 (2013).
  119. Ichihara, S. et al. Ablation of the transcription factor Nrf2 promotes ischemiainduced neovascularization by enhancing the inflammatory response. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 30, 1553-1561 (2010).
  120. Wei, Y. et al. Nrf2 acts cell-autonomously in endothelium to regulate tip cell formation and vascular branching. Proc. Natl Acad. Sci. USA 110, E3910-E3918 (2013).
  121. Li, L. et al. Interplay between VEGF and Nrf2 regulates angiogenesis due to intracranial venous hypertension. Sci. Rep. 6, 37338 (2016).
  122. Feng, R. et al. Nrf2 activation drive macrophages polarization and cancer cell epithelial-mesenchymal transition during interaction. Cell Commun. Signal 16, 54 (2018).
  123. Shao, S. et al. Curcumin suppresses hepatic stellate cell-induced hepatocarcinoma angiogenesis and invasion through downregulating CTGF. Oxid. Med. Cell. Longev. 2019, 8148510 (2019).
  124. Hapke, R. Y. & Haake, S. M. Hypoxia-induced epithelial to mesenchymal transition in cancer. Cancer Lett. 487, 10-20 (2020).
  125. Zhong, H. et al. Overexpression of hypoxia-inducible factor 1alpha in common human cancers and their metastases. Cancer Res. 59, 5830-5835 (1999).
  126. Xu, X. et al. Snail is a direct target of hypoxia-inducible factor 1a (HIF1a) in hypoxia-induced endothelial to mesenchymal transition of human coronary endothelial cells*. J. Biol. Chem. 290, 16653-16664 (2015).
  127. Yang, M.-H. et al. Direct regulation of TWIST by HIF-1 a promotes metastasis. Nat. Cell Biol. 10, 295-305 (2008).
  128. Zhang, W. et al. HIF-1a promotes epithelial-mesenchymal transition and metastasis through direct regulation of ZEB1 in colorectal cancer. PLoS ONE 10, e0129603 (2015).
  129. Wang, R. et al. Hypoxia-inducible factor-dependent ADAM12 expression mediates breast cancer invasion and metastasis. Proc. Natl Acad. Sci. USA 118, e2020490118 (2021).
  130. Wang, H. et al. NRF2 activation by antioxidant antidiabetic agents accelerates tumor metastasis. Sci. Transl. Med. 8, 334ra351 (2016).
  131. Zhang, C. et al. NRF2 promotes breast cancer cell proliferation and metastasis by increasing RhoA/ROCK pathway signal transduction. Oncotarget 7, 73593-73606 (2016).
  132. Jeong, Y. et al. Role of KEAP1/NRF2 and TP53 mutations in lung squamous cell carcinoma development and radiation resistance. Cancer Discov. 7, 86-101 (2017).
  133. Yazaki, K. et al. ROS-Nrf2 pathway mediates the development of TGF- induced epithelial-mesenchymal transition through the activation of Notch signaling. Eur. J. Cell Biol. 100, 151181 (2021).
  134. Vilchez Mercedes, S. A. et al. Nrf2 modulates the hybrid epithelial/mesenchymal phenotype and notch signaling during collective cancer migration. Front. Mol. Biosci. 9, 807324 (2022).
  135. Rachakonda, G. et al. Increased cell migration and plasticity in Nrf2-deficient cancer cell lines. Oncogene 29, 3703-3714 (2010).
  136. Ryu, D., Lee, J.-H. & Kwak, M.-K. NRF2 level is negatively correlated with TGF- induced lung cancer motility and migration via NOX4-ROS signaling. Arch. Pharmacal Res. 43, 1297-1310 (2020).
  137. Batlle, E. & Clevers, H. Cancer stem cells revisited. Nat. Med. 23, 1124-1134 (2017).
  138. Yang, L. et al. Targeting cancer stem cell pathways for cancer therapy. Signal Transduct. Target. Ther. 5, 8 (2020).
  139. Wright, M. H. et al. Brca1 breast tumors contain distinct CD44+/CD24- and CD133+cells with cancer stem cell characteristics. Breast Cancer Res. 10, R10 (2008).
  140. Dalerba, P. et al. Phenotypic characterization of human colorectal cancer stem cells. Proc. Natl Acad. Sci. USA 104, 10158-10163 (2007).
  141. Heddleston, J. M. et al. Hypoxia inducible factors in cancer stem cells. Br. J. Cancer 102, 789-795 (2010).
  142. Samanta, D., Gilkes, D. M., Chaturvedi, P., Xiang, L. & Semenza, G. L. Hypoxiainducible factors are required for chemotherapy resistance of breast cancer stem cells. Proc. Natl Acad. Sci. USA 111, E5429-E5438 (2014).
  143. Conley, S. J. et al. Antiangiogenic agents increase breast cancer stem cells via the generation of tumor hypoxia. Proc. Natl Acad. Sci. USA 109, 2784-2789 (2012).
  144. Keith, B. & Simon, M. C. Hypoxia-inducible factors, stem cells, and cancer. Cell 129, 465-472 (2007).
  145. Covello, K. L. et al. HIF-2alpha regulates Oct-4: effects of hypoxia on stem cell function, embryonic development, and tumor growth. Genes Dev. 20, 557-570 (2006).
  146. Lu, H. et al. Chemotherapy-induced S100A10 recruits KDM6A to facilitate OCT4mediated breast cancer stemness. J. Clin. Investig. 130, 4607-4623 (2020).
  147. Qin, J. et al. Hypoxia-inducible factor 1 alpha promotes cancer stem cells-like properties in human ovarian cancer cells by upregulating SIRT1 expression. Sci. Rep. 7, 10592 (2017).
  148. Yan, Y. et al. HIF-2a promotes conversion to a stem cell phenotype and induces chemoresistance in breast cancer cells by activating Wnt and Notch pathways. J. Exp. Clin. Cancer Res. 37, 256 (2018).
  149. Yan, Y. et al. A novel HIF-2a targeted inhibitor suppresses hypoxia-induced breast cancer stemness via SOD2-mtROS-PDI/GPR78-UPR(ER) axis. Cell Death Differ. 29, 1769-1789 (2022).
  150. Micucci, C., Matacchione, G., Valli, D., Orciari, S. & Catalano, A. HIF2a is involved in the expansion of CXCR4-positive cancer stem-like cells in renal cell carcinoma. Br. J. Cancer 113, 1178-1185 (2015).
  151. Diehn, M. et al. Association of reactive oxygen species levels and radioresistance in cancer stem cells. Nature 458, 780-783 (2009).
  152. Hallis, S. P., Kim, J. M. & Kwak, M.-K. Emerging Role of NRF2 Signaling in Cancer Stem Cell Phenotype. Mol. Cells 46, 153-164 (2023).
  153. Chang, C.-W. et al. ROS-independent ER stress-mediated NRF2 activation promotes warburg effect to maintain stemness-associated properties of cancerinitiating cells. Cell Death Dis. 9, 194 (2018).
  154. Chang, C. W. et al. Distinct subpopulations of head and neck cancer cells with different levels of intracellular reactive oxygen species exhibit diverse stemness, proliferation, and chemosensitivity. Cancer Res. 74, 6291-6305 (2014).
  155. Gao, L. et al. Nrf2 signaling promotes cancer stemness, migration, and expression of ABC transporter genes in sorafenib-resistant hepatocellular carcinoma cells. PLoS ONE 16, e0256755 (2021).
  156. Zhu, J. et al. Nrf2 is required to maintain the self-renewal of glioma stem cells. BMC Cancer 13, 380 (2013).
  157. Ryoo, I.-g, Choi, B.-h, Ku, S.-K. & Kwak, M.-K. High CD44 expression mediates p62associated NFE2L2/NRF2 activation in breast cancer stem cell-like cells: implications for cancer stem cell resistance. Redox Biol. 17, 246-258 (2018).
  158. Park, J., Kim, S. K., Hallis, S. P., Choi, B.-H. & Kwak, M.-K. Role of CD133/NRF2 axis in the development of colon cancer stem cell-like properties. Front. Oncol. 11, 808300 (2022).
  159. Kim, D., Choi, B. H., Ryoo, I. G. & Kwak, M. K. High NRF2 level mediates cancer stem cell-like properties of aldehyde dehydrogenase (ALDH)-high ovarian cancer cells: inhibitory role of all-trans retinoic acid in ALDH/NRF2 signaling. Cell Death Dis. 9, 896 (2018).
  160. Noman, A. S. M. et al. Chemotherapeutic resistance of head and neck squamous cell carcinoma is mediated by EpCAM induction driven by IL-6/p62 associated Nrf2-antioxidant pathway activation. Cell Death Dis. 11, 663 (2020).
  161. Okazaki, K. et al. Enhancer remodeling promotes tumor-initiating activity in NRF2-activated non-small cell lung cancers. Nat. Commun. 11, 5911 (2020).
  162. Kim, D. H. et al. Nuclear factor erythroid-derived 2 -like 2 -induced reductive stress favors self-renewal of breast cancer stem-like cells via the FoxO3a-Bmi-1 axis. Antioxid. Redox Signal. 32, 1313-1329 (2020).
  163. Fragoulis, A. et al. Nrf2 induces malignant transformation of hepatic progenitor cells by inducing -catenin expression. Redox Biol. 57, 102453 (2022).
  164. Zhang, G., Tao, X., Ji, B. & Gong, J. Hypoxia-driven M2-polarized macrophages facilitate cancer aggressiveness and temozolomide resistance in glioblastoma. Oxid. Med. Cell. Longev. 2022, 1614336 (2022).
  165. Kipp, A. P., Deubel, S., Arnér, E. S. J. & Johansson, K. Time- and cell-resolved dynamics of redox-sensitive Nrf2, HIF and NF-кB activities in 3D spheroids enriched for cancer stem cells. Redox Biol. 12, 403-409 (2017).
  166. Dixon, ScottJ. et al. Ferroptosis: an iron-dependent form of nonapoptotic cell death. Cell 149, 1060-1072 (2012).
  167. Li, J. et al. Ferroptosis: past, present and future. Cell Death Dis. 11, 88 (2020).
  168. Yang, W. S. & Stockwell, B. R. Synthetic lethal screening identifies compounds activating iron-dependent, nonapoptotic cell death in oncogenic-RAS-harboring cancer cells. Chem. Biol. 15, 234-245 (2008).
  169. Friedmann Angeli, J. P. et al. Inactivation of the ferroptosis regulator Gpx4 triggers acute renal failure in mice. Nat. Cell Biol. 16, 1180-1191 (2014).
  170. Viswanathan, V. S. et al. Dependency of a therapy-resistant state of cancer cells on a lipid peroxidase pathway. Nature 547, 453-457 (2017).
  171. Fuhrmann, D. C., Mondorf, A., Beifuß, J., Jung, M. & Brüne, B. Hypoxia inhibits ferritinophagy, increases mitochondrial ferritin, and protects from ferroptosis. Redox Biol. 36, 101670 (2020).
  172. Miess, H. et al. The glutathione redox system is essential to prevent ferroptosis caused by impaired lipid metabolism in clear cell renal cell carcinoma. Oncogene 37, 5435-5450 (2018).
  173. Green, Y. S. et al. ISCA2 inhibition decreases HIF and induces ferroptosis in clear cell renal carcinoma. Oncogene 41, 4709-4723 (2022).
  174. Yang, M. et al. Clockophagy is a novel selective autophagy process favoring ferroptosis. Sci. Adv. 5, eaaw2238 (2019).
  175. Singhal, R. et al. HIF-2a activation potentiates oxidative cell death in colorectal cancers by increasing cellular iron. J. Clin. Invest. 131, e143691 (2021).
  176. Su, X. et al. HIF-a activation by the prolyl hydroxylase inhibitor roxadustat suppresses chemoresistant glioblastoma growth by inducing ferroptosis. Cell Death Dis. 13, 861 (2022).
  177. Dodson, M., Castro-Portuguez, R. & Zhang, D. D. NRF2 plays a critical role in mitigating lipid peroxidation and ferroptosis. Redox Biol. 23, 101107 (2019).
  178. Fan, Z. et al. Nrf2-Keap1 pathway promotes cell proliferation and diminishes ferroptosis. Oncogenesis 6, e371-e371 (2017).
  179. Shin, D., Kim, E. H., Lee, J. & Roh, J.-L. Nrf2 inhibition reverses resistance to GPX4 inhibitor-induced ferroptosis in head and neck cancer. Free Radic. Biol. Med. 129, 454-462 (2018).
  180. Yang, J. et al. Cetuximab promotes RSL3-induced ferroptosis by suppressing the Nrf2/HO-1 signalling pathway in KRAS mutant colorectal cancer. Cell Death Dis. 12, 1079 (2021).
  181. Koppula, P. et al. A targetable CoQ-FSP1 axis drives ferroptosis- and radiationresistance in KEAP1 inactive lung cancers. Nat. Commun. 13, 2206 (2022).
  182. Anandhan, A. et al. NRF2 controls iron homeostasis and ferroptosis through HERC2 and VAMP8. Sci. Adv. 9, eade9585 (2023).
  183. Chen, L. D. et al. Nrf2 plays protective role during intermittent hypoxia-induced ferroptosis in rat liver (BRL-3A) cells. Sleep. Breath. 27, 2069-2076 (2023).
  184. Li, D. et al. Silencing TRPM2 enhanced erastin- and RSL3-induced ferroptosis in gastric cancer cells through destabilizing HIF-1a and Nrf2 proteins. Cytotechnology 74, 559-577 (2022).
  185. Kikuchi, H., Pino, M. S., Zeng, M., Shirasawa, S. & Chung, D. C. Oncogenic KRAS and BRAF differentially regulate hypoxia-inducible factor-1alpha and -2alpha in colon cancer. Cancer Res. 69, 8499-8506 (2009).
  186. Cahuzac, K. M. et al. AKT activation because of PTEN loss upregulates xCT via GSK3 NRF2, leading to inhibition of ferroptosis in PTEN-mutant tumor cells. Cell Rep. 42, 112536 (2023).
  187. Kang, H. J. et al. HER2 confers drug resistance of human breast cancer cells through activation of NRF2 by direct interaction. Sci. Rep. 4, 7201 (2014).
  188. Lu, Y. et al. Brusatol inhibits HIF-1 signaling pathway and suppresses glucose uptake under hypoxic conditions in HCT116 cells. Sci. Rep. 6, 39123 (2016).
  189. Chen, F. et al. Triptolide, a Chinese herbal extract, enhances drug sensitivity of resistant myeloid leukemia cell lines through downregulation of HIF-1alpha and Nrf2. Pharmacogenomics 14, 1305-1317 (2013).
  190. Liu, Y. et al. Low-dose triptolide in combination with idarubicin induces apoptosis in AML leukemic stem-like KG1a cell line by modulation of the intrinsic and extrinsic factors. Cell Death Dis. 4, e948 (2013).
  191. Jin, J. et al. Cardamonin inhibits breast cancer growth by repressing HIF-1alphadependent metabolic reprogramming. J. Exp. Clin. Cancer Res. 38, 377 (2019).
  192. Qu, J., Zhang, L., Li, L. & Su, Y. miR-148b functions as a tumor suppressor by targeting endoplasmic reticulum metallo protease 1 in human endometrial cancer cells. Oncol. Res. 27, 81-88 (2018).
  193. Kuper, A. et al. Overcoming hypoxia-induced resistance of pancreatic and lung tumor cells by disrupting the PERK-NRF2-HIF-axis. Cell Death Dis. 12, 82 (2021).
  194. Wakabayashi, N. et al. Regulation of Notch1 signaling by Nrf2: implications for tissue regeneration. Sci. Signal. 3, ra52-ra52 (2010).
  195. He, F., Ru, X. & Wen, T. NRF2, a Transcription Factor for Stress Response and Beyond. Int. J. Mol. Sci. 21, 4777 (2020).
  196. Gustafsson, M. V. et al. Hypoxia requires notch signaling to maintain the undifferentiated cell state. Develop. Cell 9, 617-628 (2005).
  197. Lv, Y. et al. Hypoxia-inducible factor-1alpha induces multidrug resistance protein in colon cancer. Onco Targets Ther. 8, 1941-1948 (2015).
  198. Lee, P. J. et al. Hypoxia-inducible factor-1 mediates transcriptional activation of the heme oxygenase-1 gene in response to hypoxia*. J. Biol. Chem. 272, 5375-5381 (1997).
  199. Jang, J. et al. Primary cilium-autophagy-Nrf2 (PAN) axis activation commits human embryonic stem cells to a neuroectoderm fate. Cell 165, 410-420 (2016).
  200. Petruzzelli, R., Christensen, D. R., Parry, K. L., Sanchez-Elsner, T. & Houghton, F. D. HIF2a regulates NANOG expression in human embryonic stem cells following hypoxia and reoxygenation through the interaction with an Oct-Sox cis regulatory element. PLoS ONE 9, e108309 (2014).

ACKNOWLEDGEMENTS

The figure was created with BioRender.com. This study was supported by National Research Foundation of Korea (NRF) grants funded by the Korean government (MSIT; 2022R1A2C2011866, 2018R1A6A1A03025108).

AUTHOR CONTRIBUTIONS

M.K.K. supervised the overall process and wrote the paper. T.B. and S.P.H. contributed to the writing of the paper and the preparation of the figures.

COMPETING INTERESTS

The authors declare no competing interests.

ADDITIONAL INFORMATION

Correspondence and requests for materials should be addressed to Mi-Kyoung Kwak.
Reprints and permission information is available at http://www.nature.com/reprints
Publisher’s note Springer Nature remains neutral with regard to jurisdictional claims in published maps and institutional affiliations.
Open Access This article is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License, which permits use, sharing, adaptation, distribution and reproduction in any medium or format, as long as you give appropriate credit to the original author(s) and the source, provide a link to the Creative Commons licence, and indicate if changes were made. The images or other third party material in this article are included in the article’s Creative Commons licence, unless indicated otherwise in a credit line to the material. If material is not included in the article’s Creative Commons licence and your intended use is not permitted by statutory regulation or exceeds the permitted use, you will need to obtain permission directly from the copyright holder. To view a copy of this licence, visit http:// creativecommons.org/licenses/by/4.0/.
© The Author(s) 2024
  1. Integrated Research Institute for Pharmaceutical Sciences, The Catholic University of Korea, Bucheon, Gyeonggi-do 14662, Republic of Korea. Department of Pharmacy, Graduate School of The Catholic University of Korea, Bucheon, Gyeonggi-do 14662, Republic of Korea. College of Pharmacy, The Catholic University of Korea, Bucheon, Gyeonggi-do 14662, Republic of Korea. These authors contributed equally: Taegeun Bae, Steffanus Pranoto Hallis. email: mkwak@catholic.ac.kr