الكلمات المفتاحية: مضادات الأكسدة، إجهاد الكوبالت، المستقلبات الثانوية، ثيو يوريا، القمح

القمح (Triticum aestivum L.) هو محصول حبوب يُزرع في جميع أنحاء العالم ويحتوي على بروتينات أساسية وكربوهيدرات وألياف غذائية رئيسية ضرورية لحياة صحية [1]. تتأثر إنتاجية المحاصيل بشكل كبير بالجفاف والملوحة والبرودة والحرارة وضغط المعادن الثقيلة. محاصيل القمح حساسة لضغوط المعادن الثقيلة [6] التي تغير معظم الاستجابات البيوكيميائية مع زيادة إنتاج الأنواع التفاعلية للأكسجين (ROS) وتؤدي إلى اضطراب في سلسلة نقل الإلكترونات مما يسبب تقييد النمو وفقدان المحصول [7، 8].

الكوبالت (Co) هو أحد المعادن الثقيلة التي قد تضر خلايا النبات بشكل خطير عند تركيزها الزائد، مما يقلل من الكتلة الحيوية والنمو عن طريق تغيير بنية الجذر. ترتبط أنشطة الإنسان المختلفة، والإنتاج الصناعي، وعمليات التحضر بإطلاق الكوبالت في التربة. تشمل هذه الأنشطة جريان المياه السطحية، والثورات البركانية، وحرق الوقود الأحفوري، وصهر وتنقية النحاس والنيكل، وصنع السبائك، وإنتاج البطاريات، واستخدام الأسمدة الفوسفاتية في الزراعة. الغالبية العظمى من المناطق الصناعية ووسائل النقل هي
الأراضي الأكثر عرضة لحدوث محتويات عالية من الكوبالت في التربة ذات الأصل البشري. غالبًا ما توجد التربة ذات محتوى الكوبالت العالي بالقرب من عمليات صهر المعادن، وتصنيع الآلات، وعمليات التعدين. مثل المعادن الثقيلة الأخرى، يتسبب الكوبالت في تلف الخلايا ويقلل من نمو النباتات وإنتاجيتها من خلال زيادة نشاط عمليات هابر-وايس وفينتون، مما يؤدي إلى إنتاج أنواع الأكسجين التفاعلية. ت destabilize تركيزات أعلى من الكوبالت مسارات التمثيل الغذائي المتعددة وتسبب ضررًا أكسيديًا للجزيئات الحيوية، مما يؤدي إلى تأكسد الدهون، وتدهور الأغشية، وكربوكسيل البروتينات. تؤدي المستويات المعززة من الكوبالت في النباتات إلى تشويه هيكل البلاستيدات الخضراء، مما يؤدي في النهاية إلى تعطيل امتصاص ثاني أكسيد الكربون بسبب تقليل امتصاص الكربون. تم إزعاج الإنزيمات المستخدمة في المسار الحيوي لتخليق الكلوروفيل بسبب التشويه في هيكل الريبسكو (ريبولوز-1،5-بيسفوسفات كربوكسيلاز/أوكسيجيناز) بسبب استبدال ذرة المغنيسيوم بالكوبالت في الريبسكو، وهو بروتين حاسم لعملية التمثيل الضوئي. أنواع الأكسجين التفاعلية مثل الجذور الحرة لأنيون السوبر أوكسيد. ) والهيدروجين
بيروكسيد ( تنتج ( ) عندما يتفاعل سمية الكوبالت مع جزيئات الأكسجين والإلكترونات التي تهرب من نظام نقل الإلكترون الضوئي [15]. تمتلك النباتات آليات دفاعية متنوعة تلعب دورًا حيويًا في توفير التحمل ضد مختلف الضغوط غير الحيوية (Co) من خلال تغيير وظائف فسيولوجية مختلفة. تشمل هذه الأنشطة تراكم السكريات، التي تنظم بنشاط النمو، وتخليق البروتين، وتوزيع الكربون، واستقلاب الأحماض الأمينية والدهون، والتوازن الأسموزي [16]. طورت النباتات آلية دفاعية لمواجهة الإجهاد التأكسدي الناجم عن المعادن الثقيلة. ومع ذلك، يمكن أن تؤدي تركيزات مضادات الأكسدة المنخفضة إلى عدم قدرة خلايا النبات على القضاء على الأنواع التفاعلية الضارة من الأكسجين (ROS)، مما قد يؤدي إلى تقليل النمو والإنتاج [17].
تطبيق العناصر الغذائية المعدنية أو المنظمات الحيوية، التي تتحكم في آليات فسيولوجية وكيميائية حيوية متعددة على مستوى الأيض والنبات ككل، يحسن الدفاع الطبيعي للنباتات ضد الإجهاد غير الحيوي. الثيويوريا هو محفز لنمو النباتات غني بالكبريت يقوم بتعديل تطور النبات ويمنع بشكل فعال الأضرار التأكسدية التي تفرضها الضغوط غير الحيوية. إنه مادة غير فسيولوجية تعتمد على الثيول وتعمل ككاشف للجذور الحرة، تحتوي على 42% من الكبريت (S) و36% من النيتروجين (N) ويمكن أن تخفض عدم التوازن الأكسدي الناتج عن الإجهاد والإصابات المختلفة للنبات. التطبيق الخارجي للثيويوريا يعزز تحمل المحاصيل للإجهاد. مما يؤدي إلى زيادة في النمو وإنتاجية المحاصيل، واستقرار الأغشية، والقدرة المضادة للأكسدة، وكفاءة التمثيل الضوئي. وقد أفادت عدة دراسات أن تطبيق الثيويوريا يلعب دورًا مهمًا في التكيف مع مجموعة متنوعة من الضغوط غير الحيوية من خلال تحسين المؤشرات المورفوفسيولوجية والكيميائية الحيوية ومساهمات العائد في عدة محاصيل مثل القمح، والذرة، والكانولا، والكميلينا، والشعير.
تم الإبلاغ عن التطبيق الخارجي لـ STU لتقليل الآثار السلبية للإجهاد غير الحيوي في دراسات سابقة. ومع ذلك، فإن دور STU في تخفيف الآثار السامة لإجهاد الكوبالت في أصناف القمح المختلفة محدود ويتطلب مزيدًا من التحقيق. لذلك، افترضت هذه الدراسة أن تطبيقات STU قد تخفف من الآثار السامة لإجهاد الكوبالت في القمح. تم إجراء التحقيق الحالي لتقييم الدور التحسيني لـ STU في أنظمة الدفاع النباتية تحت إجهاد الكوبالت من خلال تحسين الصفات الفسيولوجية للنباتات وأنشطة مضادات الأكسدة في القمح.

تم الحصول على بذور أصناف القمح، FSD-2008 و Zincol-2016، من معهد أيوبي للبحوث الزراعية (AARI) في فيصل آباد، باكستان. تم التخطيط لدراسة في الأواني لاستكشاف الدور الوقائي للثيويوريا على
نباتات القمح المزروعة تحت ضغط كلوريد الكوبالت في بيت الأسلاك في الحديقة النباتية القديمة، قسم علم النبات، جامعة الزراعة في فيصل آباد 05’E)، باكستان. تم إجراء الدراسة التجريبية تحت تصميم عشوائي كامل (CRD) مع تصميم عامل ثلاثي يحتوي على ثلاث تكرارات. كانت المعاملات التجريبية هي: 1) إجهاد المعادن الثقيلة؛ (أ) التحكم و (ب) إجهاد الكوبالت. ) [15] تم تطبيقه على أواني مملوءة بالرمل من خلال مياه الري، ii) تطبيقات ورقية لـ STU؛ (أ) التحكم، و (ب) STU ( ) تم تطبيقه بعد سبعة أيام من الضغط، و iii) أصناف القمح (أ) FSD-2008 و (ب) Zincol-2016. كان قطر وارتفاع كل وعاء بلاستيكي مستخدم في التجربة 31 سم و 25 سم على التوالي. تم استخدام 8 كجم من الرمل المغسول بالكامل لملء كل وعاء بلاستيكي. تم تعقيم بذور القمح (5 جرام) من كلا الصنفين باستخدام محلول هيبوكلوريت الصوديوم باستخدام الطريقة المقترحة من قبل سميلانيك وآخرون [36] ثم تم زراعة عشرة بذور من كل صنف قمح في كل وعاء. كانت مدة التجربة 60 يومًا. تم تطبيق محلول المغذيات نصف القوة من هوغلاند المعد باستخدام طريقة أرنون وهوغلاند [37] على الإنبات وفي كل فترة 10 أيام لتلبية احتياجات المحصول من العناصر الغذائية. تم إجراء التخفيف في مرحلة الورقة الثانية وبعد التخفيف تم الاحتفاظ فقط بثمانية شتلات قمح في كل وعاء للدراسة الإضافية. تم إعداد محلول كلوريد الكوبالت ( ) في 12 لتر من محلول هوغلاند نصف القوة. تم تطبيق محلول لتر واحد ( ) بعد 30 يومًا من الزراعة (DAS) (رمز مرحلة نمو BBCH-30؛ مرحلة النمو الرئيسية-3: إطالة الساق) [38،39] على شتلات القمح في كل وعاء لتطوير ظروف الضغط. بالنسبة للنباتات الضابطة، تم تطبيق نصف محلول هوغلاند نصف القوة فقط للحفاظ على ظروف النمو. تم إعداد محلول STU ( ) بتركيز لتر واحد وملؤه في زجاجة بلاستيكية. بعد سبعة أيام من ظروف الضغط، تم تطبيق جرعة واحدة من STU ( ) كرش على الأوراق في 38 DAS (رمز مرحلة نمو BBCH-38؛ مرحلة النمو الرئيسية 3: الورقة الرئيسية مرئية فقط، لا تزال ملفوفة) [38، 39] على شتلات نبات القمح. تم تطبيق 10 مل من الرش الورقي على كل وعاء بلاستيكي من شتلات القمح بمساعدة رذاذ زجاجة بلاستيكية بطريقة تجعل جميع الشتلات مبللة بمحلول STU. تم أخذ ثلاث تكرارات لقياس كل سمة.

تم حصاد النباتات بعد 60 DAS لتحديد سمات النمو مثل طول الساق والجذر، والأوزان الطازجة والجافة، ومساحة الورقة. تم تحديد طول الشتلات والجذور بمساعدة قضيب قياس معاير. بعد قياس الوزن الطازج، تم تجفيف الساق والجذور تحت الشمس لمدة 96 ساعة ثم تم الاحتفاظ بها في فرن كهربائي عند حتى الوزن الثابت وتم قياس الوزن الجاف باستخدام ميزان إلكتروني.

تم تحديد محتوى الكلوروفيل والكاروتينويد في أوراق القمح عند 60 DAS وفقًا لطريقة أرنون [40].

تم أخذ العينات عند 60 DAS لتحديد و MDA. تم قياس نشاط بواسطة فيليكوفا وآخرون [41] الذين وصفوا طريقة لتحديد بروتوكول MDA المستخدم من قبل هيث وباكر، [42] تم اتباعه.

تم أخذ العينات لتحديد أنشطة مضادات الأكسدة عند 60 DAS. وفقًا للطريقة المذكورة من قبل تشانس ومايلي [43] مع بعض التعديلات، تم قياس نشاط البيروكسيداز (POD) والكاتالاز (CAT). وصف جيانوبوليتس وريز [44] بروتوكولًا تم اتباعه لتحديد نشاط إنزيم سوبر أكسيد ديسموتاز (SOD).

تم أخذ العينات لتحديد أنشطة مضادات الأكسدة غير الإنزيمية عند 60 DAS. اقترح كيم وآخرون [45] طريقة استخدمت لتحديد الفلافونويد. وصف موكيرجي وتشودري [46] طريقة لتحديد حمض الأسكوربيك. تم تقديم طريقة تحديد الأنثوسيانين من قبل ستارك وآخرون [47]. تم تحديد المركبات الفينولية من خلال اتباع البروتوكول المقدم من قبل نورين وآخرون [48].

تم أخذ العينات لتحديد أنشطة الحماة الأسموزية عند 60 DAS. تم استخدام طريقة هاندل [49] لتحديد إجمالي السكر القابل للذوبان. تم إجراء تحليل إجمالي البروتين القابل للذوبان من خلال اتباع طريقة برادفورد [50]
. تم قياس البرولين في النباتات من خلال اتباع طريقة بايتس وآخرون [51].

تم أخذ العينات لتحديد امتصاص العناصر الغذائية المعدنية في سيقان نباتات القمح عند 60 DAS. تم قياس محتويات الأيونات في الساق والجذر وفقًا للبروتوكول المقدم من قبل ألين وآخرون، [52]. تم قياس محتوى الفوسفور باستخدام نفس المستخلص وفقًا لطريقة جاكسون، [53] بمساعدة مطياف الضوء.

تم إجراء جميع التجارب النباتية وفقًا للإرشادات والتشريعات المؤسسية والوطنية والدولية ذات الصلة.

تضمنت التجربة ثلاث تكرارات باستخدام تصميم عشوائي كامل (CRD)، مع تحليل البيانات باستخدام برنامج Statistix (الإصدار 8.1) وMicrosoft Excel-2016 للأشكال. تم إجراء ارتباط بيرسون، خريطة حرارية متجمعة، وPCA بين الصفات المختلفة باستخدام برامج مثل Origin pro-2022 وR-Studio.

تأثرت السمات الشكلية بشكل كبير تحت ضغط الكوبالت وتطبيق STU على الأوراق في أصناف القمح. كانت التفاعلات بين ضغط الكوبالت تطبيقات STU أصناف القمح غير ذات دلالة إحصائية بالنسبة للسمات الشكلية. كشفت النتائج أن ضغط الكوبالت قلل من طول الساق ( )، طول الجذر ( )، الوزن الطازج للساق ( )، الوزن الطازج للجذر ( )، الوزن الجاف للساق ( )، الوزن الجاف للجذر ( )، ومؤشر مساحة الورقة بنسبة ( ) مقارنةً بالتحكم (الجدول 1). أظهر صنف القمح Zincol-2016 انخفاضًا أكبر في معلمات النمو مقارنةً ب

FSD-2008. ومع ذلك، لعبت تطبيقات STU على الأوراق دورًا تحسينًا في تقليل التأثير الضار لضغط الكوبالت في أصناف القمح وحسنت السمات الشكلية. تم تحسين الوزن الطازج للساق بنسبة (15%) وتم تحسين الوزن الطازج للجذر بنسبة في نباتات القمح المزروعة تحت ضغط الكوبالت. بين الأصناف، أظهر FSD-2008 أداءً أفضل مقارنةً بـ Zincol-2016 تحت ضغط الكوبالت وتطبيقات STU من حيث المعلمات الشكلية حيث زاد طول الساق وطول الجذر ( ) و ( ) على التوالي في FSD-2008 مقارنةً بـ Zincol-2016.

تأثرت أصباغ التمثيل الضوئي بشكل كبير تحت ضغط الكوبالت وتطبيق STU على الأوراق في أصناف القمح. كانت التفاعلات بين ضغط الكوبالت تطبيقات STU أصناف القمح غير ذات دلالة إحصائية
بالنسبة لأصباغ التمثيل الضوئي. كشفت النتائج أن ضغط الكوبالت قلل من الكلوروفيل ، الكلوروفيل ، إجمالي الكلوروفيل ( )، والكاروتينات بنسبة مقارنةً بالتحكم (الشكل 1). أظهر صنف القمح Zincol-2016 انخفاضًا أكبر في أصباغ التمثيل الضوئي مقارنةً بـ FSD-2008. ومع ذلك، لعبت تطبيقات STU على الأوراق دورًا تحسينًا في تقليل التأثير الضار لضغط الكوبالت في أصناف القمح وحسنت أصباغ التمثيل الضوئي. تم تحسين إجمالي الكلوروفيل ( ) و ( )، والكاروتينات ( ) و ( ) في نباتات القمح المزروعة تحت ضغط الكوبالت. بين الأصناف، أظهر FSD2008 أداءً أفضل مقارنةً بـ Zin-col-2016 تحت ضغط الكوبالت وتطبيقات STU من حيث أصباغ التمثيل الضوئي حيث زاد إجمالي الكلوروفيل والكاروتينات بنسبة ( ) و ) على التوالي في FSD-2008 مقارنةً بـ Zincol-2016.

تأثر نشاط مضادات الأكسدة الإنزيمية وأنواع الأكسجين التفاعلية بشكل كبير تحت ضغط الكوبالت وتطبيق STU على الأوراق في أصناف القمح. كانت التفاعلات بين ضغط الكوبالت تطبيقات STU كانت أصناف القمح غير ذات دلالة إحصائية بالنسبة لمضادات الأكسدة الإنزيمية وأنواع الأكسجين التفاعلية. وقد أظهرت النتائج أن إجهاد الكوبالت زاد من SOD ( )، POD ( )، قطة ( )، MDA ( ) و ) مقارنةً بالتحكم (الشكل 2). أظهرت صنف القمح زينكول-2016 استجابة أكبر لـ و MDA مقارنة بـ FSD-2008 بينما زادت نشاط مضادات الأكسدة الإنزيمية في FDS-2008 مقارنة بـ Zincol-2016. ومع ذلك، لعبت تطبيقات STU الورقية دورًا تحسينًا في تقليل التأثير الضار لإجهاد الكوبالت. وقد تحسن SOD بشكل ملحوظ ( ) و POD ( في نباتات القمح المزروعة تحت ضغط الكوبالت، بينما من خلال تطبيق STU تم تقليل التأثير الضار لـ MDA و مما يظهر دورها الفعال تحت ظروف الضغط. من بين الأصناف، أظهر FSD-2008 أداءً أفضل مقارنةً بـ Zincol-2016 تحت ضغط الكوبالت وتطبيقات STU من حيث زيادة المؤكسدات الإنزيمية مثل SOD و CAT. ) و ( ) على التوالي في FSD-2008 مقارنةً بـ Zincol-2016.

تأثرت نشاطات غير الإنزيمية بشكل كبير تحت ضغط الكوبالت وتطبيق STU الورقي في أصناف القمح. التفاعل بين ضغط الكوبالت طلبات STU كانت أصناف القمح غير ذات دلالة إحصائية بالنسبة للمواد غير الإنزيمية. وقد أظهرت النتائج أن إجهاد الكوبالت زاد من الفلافونويدات (13%)، والمواد الفينولية (16%)، وحمض الأسكوربيك ( ) ، والأنثوسيانين ( ) بالمقارنة مع التحكم (الشكل 3). أظهرت صنف القمح زينكول-2016 انخفاضًا في مضادات الأكسدة غير الإنزيمية مقارنةً بـ FSD-2008. ومع ذلك، لعبت تطبيقات STU الورقية دورًا تحسينًا في تقليل التأثير الضار لإجهاد الكوبالت. وقد تحسن حمض الأسكوربيك بشكل ملحوظ بواسطة والأنثوسيانين بواسطة في نباتات القمح المزروعة في ظروف إجهاد الكوبالت. من بين الأصناف، أظهر FSD-2008 أداءً أفضل مقارنةً بـ Zincol-2016 تحت إجهاد الكوبالت وتطبيقات STU من حيث مضادات الأكسدة غير الإنزيمية مثل حمض الأسكوربيك والأنثوسيانين التي زادت بـ و على التوالي في FSD-2008 مقارنة بـ Zincol-2016.

تظهر كلا الصنفين من القمح تباينًا كبيرًا في مستوى المواد الحافظة للأوسموز تحت تأثير إجهاد الكوبالت وتطبيق الأوراق STU. التفاعل بين إجهاد الكوبالت طلبات STU أنواع القمح كانت
غير ذي دلالة بالنسبة للمواد الحافظة للأسموزة. وقد أظهرت النتائج أن إجهاد الكوبالت زاد من TSS بـ ( ) و البرولين بنسبة (19%) مع تقليل TSP ( )، وTFA ( ) بالمقارنة مع السيطرة (الشكل 4). أظهرت صنف القمح زينكول-2016 انخفاضًا مقارنةً بـ FSD-2008. ومع ذلك، فإن تطبيق STU الورقي يلعب دورًا إيجابيًا في تقليل التأثير الضار لإجهاد الكوبالت. تحسن البروتين ( ) و TSS ( ) في نباتات القمح المزروعة تحت ضغط الكوبالت. من بين الأصناف، أظهر FSD-2008 أداءً أفضل مقارنةً بـ Zincol-2016 تحت ضغط الكوبالت وتطبيقات STU من حيث المواد الحافظة للأسموزة مثل البرولين و TSS التي زادت ( ) و ( ) على التوالي في FSD-2008 مقارنةً بـ Zincol-2016.

أظهر المحتوى الأيوني لكل من نوعي القمح تحت تأثير إجهاد الكوبالت وتطبيق ورقي لـ STU تباينًا كبيرًا. كانت هناك تفاعلات بين إجهاد الكوبالت طلبات STU كانت أصناف القمح غير ذات دلالة إحصائية لمحتويات الأيونات. وقد أظهرت النتائج أن إجهاد الكوبالت زاد من أيونات الصوديوم في الجذر. )، واطلق النار ( ) أثناء تقليل أيونات البوتاسيوم في الجذور ( ) واطلق ( أيونات الكالسيوم في الجذور )، واطلق النار ( ) ومحتوى الفوسفور في الجذور ( ) واطلق ( ) مقارنةً بالتحكم (الجدول 2). أظهرت صنف القمح زينكول-2016 زيادة في أيونات الصوديوم مع انخفاض محتويات البوتاسيوم والكالسيوم والفوسفور مقارنةً بـ FSD2008. ومع ذلك، لعبت تطبيقات STU الورقية دورًا تحسينًا في تقليل التأثير الضار لإجهاد الكوبالت. زادت أيونات البوتاسيوم في الساق بـ ومحتويات الفوسفور في الساق ) في نباتات القمح المزروعة تحت ضغط الكوبالت. من بين الأصناف، أظهر FSD-2008 أداءً أفضل مقارنةً بـ Zincol-2016 تحت ضغط الكوبالت وتطبيقات STU من حيث المحتويات الأيونية مثل أيونات البوتاسيوم في الساق ومحتويات الفوسفور في الساق التي زادت ( ) و ( ) على التوالي في FSD-2008 مقارنة بـ Zincol-2016.

تحليل ارتباط بيرسون يظهر ارتباطًا سلبيًا وإيجابيًا قويًا في مؤشرات أصناف القمح المقاسة تحت ظروف طبيعية وظروف ضغط كما هو موضح في (الشكل 5). لوحظ ارتباط إيجابي قوي في المؤشرات الشكلية وصبغات التمثيل الضوئي مع أيونات البوتاسيوم والكالسيوم والفوسفور في السيبال والجذور بينما أظهرت هذه المؤشرات ارتباطًا سلبيًا مع و MDA. كانت هناك علاقة إيجابية بين TSP و TFA بينما أظهرت أيونات الصوديوم في السيبال والجذور لأنواع القمح علاقة سلبية قوية. ومع ذلك، لوحظت علاقة إيجابية طفيفة.

في الإنزيمات، غير الإنزيمات، والأوزموليتات في كلا الصنفين من القمح.
تم إنشاء تحليل خريطة الحرارة عبر المؤشرات الشكلية، والتمثيل الضوئي، والبيوكيميائية، ومحتويات الأيونات في كلا الصنفين من القمح. تُظهر اختلافات الألوان في الصناديق قوة التفاعل بين المؤشرات المذكورة أعلاه والعلاجات. كانت ألوان المقياس تتراوح من الأزرق (إيجابي بشدة) إلى الأحمر الداكن (سلبي بشدة) وكانت مرتبطة ارتباطًا وثيقًا بقوة تدرج اللون المستخدم في صناديق خريطة الحرارة. تم ملاحظة أعلى تعزيز في المؤشرات الشكلية، وأصباغ التمثيل الضوئي، ومضادات الأكسدة الإنزيمية وغير الإنزيمية، والأسموليتات، والفوسفور، والبوتاسيوم، وأيونات الكالسيوم، بينما كان أدنى مستوى من أيونات الصوديوم و و MDA في العلاج V1T3. على النقيض، تراكم في تركيز أيونات الصوديوم و وتمت ملاحظة MDA في العلاج V2T2 (الشكل 6).

تعتبر قابلية النباتات للإجهاد عاملاً حاسماً في نضوج النباتات وتطورها، حيث تحفز مسارات الإشارة وتطور المقاومة للتكيف مع الإجهاد [54]. في هذه التجربة، قمنا بدراسة تأثيرات التطبيقات الخارجية لـ STU عند على أصناف القمح المزروعة تحت سمية ناتجة عن الكوبالت. واحدة من الضغوط الرئيسية الناتجة عن المعادن الثقيلة هي ضغط الكوبالت [13، 15] الذي يؤثر على نمو النبات وإنتاجيته من خلال التأثير على خصائص تبادل الغازات في النبات، وحالة المياه، والمعايير الكيميائية الحيوية للنبات، وصبغات التمثيل الضوئي. في هذه التجربة، تسببت سمية ناتجة عن ضغط الكوبالت في تقليل كبير في أداء أصناف القمح من خلال إتلاف صبغات التمثيل الضوئي، وتقليل معدل التمثيل الضوئي وامتصاص المياه من قبل النبات، وتأثيرها على الخصائص الفيزيائية والكيميائية للنبات (الجدول 1 و

ثيو يوريا الغنية بالكبريت، كobalt الضغط، الفرق بين الحروف بعد القيم (يعني يظهر الخطأ القياسي لثلاث نسخ اختلافًا كبيرًا عبر المتوسط عند وفقًا لاختبار توكي HSD

2؛ الأشكال 2، 3، 4 و 5). لعبت تطبيقات STU دورًا تحسينًا تحت سمية إجهاد الكوبالت من خلال تعزيز أنظمة الدفاع النباتية ضد الأضرار الناجمة عن تراكم ROS و MDA.
أظهرت نتائج هذه الدراسة أنه تحت إجهاد الكوبالت، تلعب تطبيقات STU دورًا إيجابيًا في تحسين الخصائص الشكلية لصنفي القمح (الجدول 1). أدت سمية الكوبالت إلى تقليل المعلمات الشكلية مثل الوزن الطازج والجاف، وطول الجذر والساق لكلا صنفي القمح كما تم الإبلاغ عنه في الدراسات السابقة [55،56] من خلال تقليل امتصاص العناصر الغذائية، حالة الماء في النبات، وموصلية الثغور [14]. في الوقت نفسه، لوحظت أقصى تقليل في صنف القمح Zincol-2016 مقارنة بـ FSD-2008. ومع ذلك، حسنت تطبيقات STU الخارجية مؤشرات نمو النبات بما في ذلك طول الساق والجذر، والوزن الطازج والجاف في كلا صنفي القمح المزروعة تحت إجهاد الكوبالت كما وجدت في الدراسات السابقة [57] بينما أظهر FSD-2008 استجابة قصوى تجاه STU وأظهر أقصى تحسين في معلمات النمو من خلال إزالة سمية الكوبالت
سمية الإجهاد مقارنة بـ Zincol-2016. قد يحسن تطبيق STU مساحة سطح الورقة مما يساعد على التقاط المزيد من الضوء، وبالتالي تعزيز تثبيت الكربون الذي ينظم إنتاج المواد المساعدة ويوجهها نحو تطوير المصارف مما يعزز تطوير المحاصيل ومعلمات العائد. تحت ظروف الإجهاد، عزز الثيويوريا السعة الأسموزية من خلال تحسين انتفاخ الخلايا مما سمح للنبات بالحفاظ على توازن مياهه لزيادة معدل النتح مما أدى بدوره إلى تحسين المؤشرات الشكلية في النباتات. حسنت تطبيقات STU الورقية عند التركيز نمو النبات وتطوره تحت ظروف الإجهاد من خلال تحسين طول الجذر والساق وإنتاج المادة الجافة [24، 34، 58].

في الدراسة الحالية، لاحظنا تغييرات ملحوظة عبر صنفي القمح لاستجابات تراكم صبغاته الضوئية لأضرار ناتجة عن إجهاد الكوبالت على الآلية الضوئية. أظهر كلا صنفي القمح المزروعة تحت إجهاد الكوبالت انخفاضًا عامًا في صبغات التمثيل الضوئي (الشكل 2) على سبيل المثال محتوى الكاروتين، الكلوروفيل الكلي، والكلوروفيل ,

و كما تم الإبلاغ عنه في الدراسات [59،60]. لوحظ أقصى تقليل في صبغات التمثيل الضوئي في صنف القمح Zincol-2016 وأدنى تقليل لوحظ في FSD-2008 بسبب إمكاناته الجينية الأفضل وقدرته على التحمل تحت ظروف الإجهاد. يؤدي توليد الجذور الحرة للأكسجين إلى إتلاف غشاء الخلية تحت إجهاد الكوبالت، مما يؤدي إلى انهيار البلاستيدات الخضراء أو تصنيع المنتجات الوسيطة في العملية
مما يؤدي إلى إنشاء الكاروتينات والكلوروفيل. بسبب ارتفاع إمكانات أكسدة الكوبالت وتثبيط الآليات الإنزيمية المسؤولة عن إنتاج الكلوروفيل، قد يكون هناك ارتباط بين انخفاض تركيز الكلوروفيل تحت الظروف المجهدة والخطوات الاختزالية المثبطة في مسار تخليق الكلوروفيل. تحت إجهاد الكوبالت، يؤدي إنشاء الجذور الحرة للأكسجين إلى إتلاف غشاء الخلية،
مما يؤدي إلى انهيار البلاستيدات الخضراء أو التخليق الحيوي للمنتجات الوسيطة في العملية مما يؤدي إلى تطوير الكاروتينات والكلوروفيل [60-62]. ومع ذلك، حسنت تطبيقات STU الورقية تكوين صبغات التمثيل الضوئي التي تلعب دورًا إيجابيًا في كفاءة التمثيل الضوئي التي تعتبر ضرورية لتطوير ونمو كلا صنفي القمح بينما أظهر FSD-2008 أقصى تحسين في صبغات التمثيل الضوئي مقارنة بـ Zincol-2016 كما تم الإبلاغ عنه في التحقيقات السابقة [63-65]. تم تقليل الأضرار التأكسدية لصبغات التمثيل الضوئي وخاصة مستويات الكاروتينات والكلوروفيل من خلال تطبيق STU في كلا الصنفين من القمح تحت إجهاد الكوبالت [66]. قد يؤدي استخدام الثيويوريا إلى زيادة في التمثيل الضوئي بسبب دوره في الفيريدوكسين الذي يعزز تخليق والحفاظ على محتويات الكلوروفيل مما يعزز معدل التمثيل الضوئي وكفاءة الامتصاص التي تدعم تطوير ونمو النباتات [67].

لإحداث سمية على المستوى الخلوي، يمنع إجهاد الكوبالت النباتات من التطور والنمو من خلال زيادة كمية ROS (الجذور الحرة) وهو أكثر الطرق شيوعًا للكشف عن الأضرار التأكسدية على المستوى الخلوي [68، 69]. كشفت النتائج عن زيادة تراكم الأيونات من MDA و المستويات في أصناف القمح تحت ظروف إجهاد الكوبالت، مما أدى إلى تقليل كبير في استقرار غشاء الخلية مما رفع بالتالي تسرب المستقلبات في المساحات بين الخلايا من الخلايا [70]. لوحظ أقصى تراكم لـ MDA و في صنف القمح Zincol-2016 مقارنة بـ FSD-2008 كما لوحظ في الدراسات [71، 72]. خلال الإجهاد التأكسدي، يؤدي توليد الأنواع التفاعلية للأكسجين إلى أضرار شديدة للأعضاء واستقرار الغشاء [73]. ومع ذلك، حمت آلية STU المضادة للأكسدة النبات من هذا الإجهاد التأكسدي. زاد تطبيق الثيويوريا بشكل كبير من كمية وكفاءة مضادات الأكسدة غير الإنزيمية (ASA، الفينول، الأنثوسيانين، والفلافونويدات)، ومضادات الأكسدة الإنزيمية (SOD، POD، و CAT)، وإنتاج الأسموليت/ المستقلب (بروتين، TFA، TSS، و TSP) التي تحمي النبات من الأضرار الجسيمة من خلال آلية إزالة السموم [74، 75]. كشفت النتائج أن تطبيقات STU الورقية حسنت نظام الدفاع وقللت من إنتاج و MDA من أصناف القمح المزروعة في بيئات متوترة من خلال تعزيز أنشطة CAT و POD و SOD و ASA و Phenolic و Anthocyanin و Flavonoids و Proline و TFA و TSS و TSP، بينما أظهر صنف القمح FSD-2008 استجابة قصوى تجاه STU وأظهر أقصى تحسين في نظام الدفاع المضاد للأكسدة من خلال إزالة سمية إجهاد الكوبالت مقارنة بـ Zincol-2016 كما لوحظ في الدراسات السابقة [23،76،77]. بينما عبر الأصناف سواء الحساسة أو المقاومة لديها مسارات أيضية في
تخليق المواد الكيميائية المزالة للسموم لـ ROS. يكمن الاختلاف في كيفية تراكم النباتات لهذه المركبات وتجنب الأضرار الخلوية للعمل تحت ظروف صعبة (الأشكال 3، 4 و 5). يعزز STU استقرار غشاء الخلية من خلال قمع MDA وكونه كاشف مباشر للجذور الحرة الذي يعادل الجذور الحرة الداخلية [78، 79]. يتم الحفاظ على حالة الأكسدة والاختزال لبروتينات الغشاء عبر الثيويوريا من خلال إخماد الجذور الحرة للأكسجين الناتجة تحت إجهاد الكوبالت.

تشمل الآلية المضادة للأكسدة المعتمدة على الثيويوريا (-SH) الجلوتاثيون (GSH) والبروتينات وبعض الأحماض الأمينية ومضادات الأكسدة الإنزيمية وغير الإنزيمية التي تعمل كاستجابة للإجهاد [21،80]، والعمليات الفسيولوجية للنبات التي يتم تنظيمها بواسطة هذه المضادات للأكسدة. تم تحسين حالة الأكسدة والاختزال في خلايا النبات من خلال تطبيق الثيويوريا، مما يعدل أنشطة مضادات الأكسدة، وينتج عنه تقليل منتجات تأكسد الدهون [81]. بسبب هذا التطبيق، يتم التخفيف من أضرار الإجهاد غير الحيوي على النباتات من خلال تحسين التمثيل الغذائي للنبات. تم تحقيق ذلك من خلال إدارة كفاءة التمثيل الضوئي والأصباغ الضوئية [60]، وهو أمر حاسم للتحكم في حالة الأكسدة والاختزال خلال توازن الإجهاد التأكسدي إلى جانب التطور الفسيولوجي والفونولوجي [81]. في النباتات، الاستجابة الفورية الناتجة عن الإجهاد هي تراكم البرولين الذي يعمل كصفة قابلة للاختيار مفيدة لتقييم مقاومة الإجهاد غير الحيوي [82]. يلعب تحسين أنشطة SOD دورًا حاسمًا في تحويل الجذريين إلى و كخط الدفاع الأول ضد الأضرار التأكسدية للخلايا [83]. بالإضافة إلى ذلك، تشارك CAT في عملية تحويل إلى بالإضافة إلى كونه ضروريًا لتمثيل النبات وإدراك الإشارات [33]. يتم إنتاج البرولين تحت الضغط بسبب زيادة التركيب ومعدل التحلل الأبطأ [84]. يعمل البرولين كأوزموليت يعمل كجزيء إشارة في ظل ظروف الضغط، وي scavenges الأكسجين التفاعلي، ويحافظ على الهياكل تحت الخلوية، ويحسن الحالة الحمراء [85]. تتراكم الثيو يوريا الأوزموليتات التي تلعب دورًا حيويًا في نمو النبات، وزيادة تبادل الغازات، وحالة الماء في النبات. تتحكم الثيو يوريا في تراكم البروتينات والسكر جنبًا إلى جنب مع تكوين استقلاب النيتروجين. أظهرت الدراسات أنه تحت الضغط، تلعب الثيو يوريا دورًا محتملاً في التخفيف من التأثير الضار لضغط الكوبالت في نباتات القمح كما هو موضح في (الأشكال 5 و 6).

أظهرت نتائج البحث أن إجهاد الكوبالت وتطبيقات TU أثرت بشكل إيجابي على امتصاص العناصر الغذائية في الجذور والسوق بناءً على الوزن الطازج في أصناف القمح (الجدول 2). وقد كشفت النتائج أن تراكم الكوبالت في الجذور والسوق زاد بشكل ملحوظ في كلا الصنفين من القمح تحت ضغط الكوبالت، على الرغم من أن ، وانخفض تراكم الفوسفور كما وُجد في التحقيق [56]. المعادن السامة تحد من امتصاص المعادن والمياه في النباتات وهي
مرتبط ارتباطًا وثيقًا بتراكمها الواسع، خاصة في الجذور، كما يمنع دخول وربط الأيونات الأساسية مثل ، و [86, 87]. ومع ذلك، لعبت تطبيقات STU دورًا تحسينًا وقللت من تركيز في جذور وشتلات القمح، ولكن على النقيض، حسّن STU تراكمات ، و بشكل ملحوظ مقارنةً بالتحكم. تم ملاحظة أعلى تحسين في تراكم العناصر الغذائية في FSD-2008 مقارنةً بـ Zincol-2016 تحت تطبيقات STU وإجهاد الكوبالت. أدى إجهاد الكوبالت إلى تقليل معدل النتح وموصلية الثغور مما لا يسمح بامتصاص الماء بواسطة الجذور وبالتالي يقلل من امتصاص العناصر الغذائية. ومع ذلك، لعبت الثيويوريا دورًا مهمًا في تنظيم امتصاص العناصر الغذائية من خلال تحسين حالة الماء في النبات وموصلية الثغور.

تم إثبات إمكانية معالجة الثيويوريا الغنية بالكبريت (STU) في التخفيف من الآثار الضارة للإجهاد الناتج عن الكوبالت على أصناف القمح، وفعاليتها عند تركيز منخفض من أظهرت النتائج أن إجهاد الكوبالت يمكن أن يؤثر سلبًا على نمو وتطور أصناف القمح من خلال تحسين إنتاج MDA و . بالإضافة إلى ذلك، تم تعظيم تركيز الصوديوم في كلا الصنفين من القمح تحت ضغط الكوبالت. ومع ذلك، فإن تطبيق STU قد حسن الأضرار الناجمة عن ضغط الكوبالت في أصناف القمح من خلال تعزيز نظام الدفاع النباتي (أنشطة مضادات الأكسدة وإنتاج الأسموليتات). على وجه الخصوص، يمكن أن يحسن علاج الثيويوريا نمو النبات من خلال تحسين أصباغ التمثيل الضوئي وامتصاص العناصر الغذائية تحت ضغط الكوبالت. تشير الدراسة إلى أن إضافة الثيويوريا في مرحلة النمو قد تعزز أداء نباتات القمح، خاصة تحت ضغط معدن الكوبالت من خلال زيادة المستقلبات الثانوية والأسموليتات، حيث يعزز STU امتصاص العناصر الغذائية، ويضبط العمليات الأيضية، ويعزز التحمل في الظروف المجهدة. ومع ذلك، هناك حاجة إلى مزيد من العمل الميداني الشامل لتأكيد هذه الفكرة. إلى جانب كل هذه النتائج، هناك حاجة ماسة لدراسة تأثير تطبيقات STU على آليات الإشارة في النباتات ودورها على مستوى الخلية. لفهم أفضل لوظيفة STU في شبكات الإشارة النباتية تحت الضغط، هناك حاجة إلى مزيد من التحقيقات باستخدام علم الأنسجة، وعلم البروتينات، والبيانات الجينية. للتحقق من وظيفة STU كمنظم للعديد من وظائف النبات، مثل النمو، وتنظيم الهرمونات، وتخليق المستقلبات الثانوية مع السيناريو الحالي لتغير المناخ العالمي، من الضروري تصميم حل مستدام واقتصادي وقابل للتطبيق لتطبيق STU لتقليل خسائر المحاصيل في الظروف المجهدة وتحسين إمكانات إنتاج النباتات الزراعية.

يود المؤلفون أن يعبروا عن تقديرهم العميق لمشروع دعم الباحثين رقم (RSP2024R123) بجامعة الملك سعود، الرياض، المملكة العربية السعودية.

تصور، أ.ز.، ك.و.د.، و م.أ.; المنهجية، أ.ز.; البرمجيات، أ.ح.، و أ.ز.; التحقق والتحليل الرسمي، أ.ز.، و س.م.ح.أ.; الموارد، ح.م.أ.; تنظيم البيانات، أ.ز.، و أ.ز.; الكتابة – إعداد المسودة الأصلية، أ.ز.، م.ز.أ.، و م.أ.، الكتابة – المراجعة والتحرير، م.ف.م.، ن.أ.، ت.ج.، و ح.م.أ.; الإشراف، م.أ. جميع المؤلفين قرأوا ووافقوا على النسخة المنشورة من المخطوطة.

تم توفير تمويل الوصول المفتوح من قبل الجامعة الهنغارية للزراعة وعلوم الحياة. يود المؤلفون أن يعبروا عن تقديرهم الصادق لمشروع دعم الباحثين رقم (RSP2024R123)، جامعة الملك سعود، الرياض، المملكة العربية السعودية.

جميع البيانات التي تم توليدها أو تحليلها خلال هذه الدراسة مدرجة في هذه المقالة المنشورة.

تم تنفيذ جميع الطرق وفقًا للإرشادات واللوائح المعنية. لقد حصلنا على إذن لجمع المواد النباتية والشتلات.

غير قابل للتطبيق.

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

¹قسم النبات، جامعة الزراعة، فيصل آباد 38040، باكستان. قسم الزراعة، جامعة الزراعة، فيصل آباد 38040، باكستان. قسم الزراعة، كلية الزراعة والبيئة، الجامعة الإسلامية في بهاولبور، بهاولبور 63100، باكستان. مختبر تشجيانغ الرئيسي لموارد جينات المحاصيل، قسم الزراعة، كلية الزراعة والتكنولوجيا الحيوية، جامعة تشجيانغ، هانغتشو 310058، الصين. قسم الغابات وإدارة المراعي، جامعة الزراعة، فيصل آباد 38040، باكستان. قسم النبات، الجامعة الإسلامية في بهاولبور، بهاولبور 63100، باكستان. كلية العلوم الطبية الحيوية، جامعة هونان، تشانغشا، هونان، الصين. مختبر MOA الرئيسي لميكروبيولوجيا التربة، مركز أبحاث الريزوبيا، جامعة الزراعة الصينية، بكين، الصين. كلية العلوم الزراعية والبيئية، جامعة المجر للزراعة وعلوم الحياة 2100، غودولو، المجر. قسم النبات والميكروبيولوجيا، كلية العلوم، جامعة الملك سعود، الرياض 11451، المملكة العربية السعودية.

تاريخ الاستلام: 11 يناير 2024 تاريخ القبول: 4 فبراير 2024
نُشر على الإنترنت: 21 فبراير 2024

Duchesne. ‘Laikaotok’) under hydroponic condition. Asian J Agric Biol. 2023;2023(2):202101050. https://doi.org/10.35495/ajab.2021.01.050.
4. Mukhtar T, Rehman SU, Sultan T, Munis FH, Chaudhary HJ. Induction of heat tolerance in tomato cultivar with heat tolerant bacteria under field condition. Asian J Agric Biol. 2022;2022(2):202103112. https://doi.org/10. 35495/ajab.2021.03.112.
5. Abd El-Fattah DA, Hashem FA, Abd-Elrahman SH. Impact of applying organic fertilizers on nutrient content of soil and lettuce plants, yield quality and benefit-cost ratio under water stress conditions. Asian J Agric Biol. 2022;2022(2):202102086. https://doi.org/10.35495/ajab.2021.02.086.
6. Qasim M, Ahmed W, Safdar U, Maqbool R, Bin Sajid H, Noor H. Effect of drought stress on fertile tillers of wheat genotypes (Triticum aestivum L). Int J Agric Biosci. 2022;11:172-80.
7. Zulfiqar U, Haider FU, Maqsood MF, Mohy-Ud-Din W, Shabaan M, Ahmad M, Kaleem M, Ishfaq M, Aslam Z, Shahzad B. Recent advances in microbial-assisted remediation of cadmium-contaminated soil. Plants. 2023;12(17):3147.
8. Zulfiqar U, Jiang W, Xiukang W, Hussain S, Ahmad M, Maqsood MF, Ali N, Ishfaq M, Kaleem M, Haider FU, Farooq N. Cadmium phytotoxicity, tolerance, and advanced remediation approaches in agricultural soils. Front Plant Sci. 2022;13:773815.
9. Hu X, Wei X, Ling J, Chen J. Cobalt: an essential micronutrient for plant growth? Front Plant Sci. 2021;12:768523.
10. Leyssens L, Vinck B, Van Der Straeten C, Wuyts F, Maes L. Cobalt toxicity in humans-A review of the potential sources and systemic health effects. Toxicology. 2017;387:43-56.
11. Jiang M, Wang K, Wang Y, Zhao Q, Wang W. Technologies for the cobalt-contaminated soil remediation: a review. Sci Total Environ. 2022;813:151908.
12. Eskander SB, Saleh HM. Heavy metal-induced oxidative stress and related cellular process. In: Cellular and molecular phytotoxicity of heavy metals. 2020. p. 99-123.
13. Bano A, Gupta A, Rai S, Fatima T, Sharma S, Pathak N. Mechanistic role of reactive oxygen species and its regulation via the antioxidant system under environmental stress. Plant Stress Physiol Perspec Agric. 2021;23:1-8.
14. Singh A, Roychoudhury A. Protective chemicals and metabolites in stabilizing photosynthesis and respiration machinery during abiotic stresses. In: Photosynthesis and respiratory cycles during environmental stress response in plants. FL, USA: Apple Academic Press Inc.; 2022. p. 351-72.
15. Ozfidan-Konakci C, Yildiztugay E, Elbasan F, Kucukoduk M, Turkan I. Hydrogen sulfide and nitric oxide (NO) alleviate cobalt toxicity in wheat (Triticum aestivum L.) by modulating photosynthesis, chloroplastic redox and antioxidant capacity. J Hazard Mater. 2020;388:122061.
16. Sachdev S, Ansari SA, Ansari MI, Fujita M, Hasanuzzaman M. Abiotic stress and reactive oxygen species: Generation, signaling, and defense mechanisms. Antioxidants. 2021;10(2):277.
17. Ghous M, Amir Bakhtavar M, Nawaz F. Halophyte quinoa: a potential hyperaccumulator of heavy metals for phytoremediation. Asian J Agric Biol. 2022;4:1-9.
18. Luqman M, Shahbaz M, Maqsood MF, Farhat F, Zulfiqar U, Siddiqui MH, Masood A, Aqeel M, Haider FU. Effect of strigolactone on growth, photosynthetic efficiency, antioxidant activity, and osmolytes accumulation in different maize (Zea mays L.) hybrids grown under drought stress. Plant Signal Behav. 2023;18(1):2262795.
19. Li Y, Mo X, Xiong J, Huang K, Zheng M, Jiang Q, Su G, Ou Q, Pan H, Jiang C. Deciphering the probiotic properties and safety assessment of a novel multi-stress-tolerant aromatic yeast Pichia kudriavzevii HJ2 from marine mangroves. Food Biosci. 2023;56:103248.
20. Patade VY, Nikalje GC, Srivastava S. Role of thiourea in mitigating different environmental stresses in plants. Protective chemical agents in the amelioration of plant abiotic stress: biochemical and molecular perspectives. Jun. 2020;22:467-82.
21. Ahmad M, Waraich EA, Zulfiqar U, Ullah A, Farooq M. Thiourea application increases seed and oil yields in camelina under heat stress by modulating the plant water relations and antioxidant defense system. J Soil Sci Plant Nut. 2023;23(1):290-307.
22. Ahmad S, Aziz AU, Ullah A, Raza MA. Effect of vermicompost and organic matter in enhancing wheat tolerance against drought stress. Int J Agric Biosci. 2022;11(3):165-7.
23. Srivastava AK, Sablok G, Hackenberg M, Deshpande U, Suprasanna P. Thiourea priming enhances salt tolerance through co-ordinated regulation of microRNAs and hormones in Brassica juncea. Sci Rep. 2017;7(01):45490.
24. Ahmad M, Waraich EA, Zulfiqar U, Hussain S, Yasin MU, Farooq M. Thiourea application improves the growth and seed and oil yields in canola by modulating gas exchange, antioxidant defense, and osmoprotection under heat stress. J Soil Sci Plant Nut. 2023;22(03):3655-66.
25. Zhang LJ, Buatois LA, Mángano MG. Potential and problems in evaluating secular changes in the diversity of animal-substrate interactions at ichnospecies rank. Terra Nova. 2022;34(5):433-40.
26. Haroon M, Anas M, Naurin I, Afzal R, Irfan U, Tariq H, Idrees F, Taj MH, Rukh M. Autoimmunity in plants; a powerful weapon in kingdom plantae to combat stresses. Int J Agric Biosci. 2023;12(3):159-64.
27. Singh RP, Singh D. Response of lentil to thiourea application under rain fed conditions of Central India. Int J Curr Microbiol App Sci. 2017;06:2556-60.
28. Wahid A, Basra S, Farooq M. Thiourea: a molecule with Immense Biological significance for plants. Int J Agri Bio. 2017;19(04):23-32.
29. Naz S, Perveen S. Response of wheat (Triticum aestivum L. Var. Gal-axy-2013) to pre-sowing seed treatment with thiourea under drought stress. Pak J Bot. 2021;53:1209-17.
30. Yadav T, Kumar A, Yadav R, Yadav G, Kumar R, Kushwaha M. Salicylic acid and thiourea mitigate the salinity and drought stress on physiological traits governing yield in pearl millet-wheat. Saudi J Biol Sci. 2020;27:2010-7.
31. Baqer RA, AI-Kaaby HK, Adul-Qadir LH. Antioxidant responses in wheat plants (Triticum aestivum L.) treated with thiourea. Plant Arch. 2020;20:717-22.
32. Haider FU, Virk AL, Rehmani MIA, Skalicky M, Ata-ul-Karim ST, Ahmad N, Soufan W, Brestic M, Sabagh AE, Liqun C. Integrated application of thiourea and biochar improves maize growth, antioxidant activity and reduces cadmium bioavailability in cadmium-contaminated soil. Front Plant Sci. 2022;12:809322.
33. Ahmad M, Waraich EA, Zulfiqar U, Ullah A, Farooq M. Thiourea application improves heat tolerance in camelina (Camelina sativa L. Crantz) by modulating gas exchange, antioxidant defense and osmoprotection. Ind Crop Prod. 2021;170:113826.
34. Ahmad M, Waraich EA, Hussain S, Ayyub CM, Ahmad Z, Zulfiqar U. Improving heat stress tolerance in Camelina sativa and Brassica napus through Thiourea seed priming. J Plant Growth Reg. 2021;3:1-7.
35. Ahmad M, Waraich EA, Hussain S, Zulfiqar U, Teshome FT, Gastelbondo M, Imran M, Farooq M. Exogenous application of thiourea improves the growth, seed yield, and seed fatty acid profile in late sown camelina. J Soil Sci Plant Nutr. 2023;23(01):1306-25.
36. Smilanick JL, Hershberger W, Bonde MR, Nester SE. Germinability of teliospores of Tilletia indica after hot water and sodium hypochlorite treatments. Plant Dis. 1997;81(8):932-5.
37. Arnon DI, Hoagland DR. Crop production in artificial culture solutions and in soils with special reference to factors influencing yields and absorption of inorganic nutrients. Soil Sci. 1940;50:463-85.
38. Witzenberger A, Hack H. Erlaeuterungen Zum BBCH-Dezimal-Code fuer die Entwicklungsstadien Des Getreides-Mit Abbildungen. Gesunde Pflanzen. 1989;41:384-8.
39. Lancashire PD, Bleiholder H, Langelüddecke P, Stauss R, Van den Boom T, Weber E, Witzen-berger A. A uniform decimal code for growth stages of crops and weeds. Ann Appl Biol. 1991;119:561-601.
40. Arnon DI. Copper enzyme in isolated chloroplast. Polyphenol oxidase in Beta vulgaris. Plant Physiol. 1949;24:1-15.
41. Velikova V, Yordanov I, Edreva A. Oxidative stress and some antioxidant systems in Acid rain-treated Bean plants: protective role of exogenous polyamines. Plant Sci. 2000;151:59-66.
42. Heath RL, Packer L. Photoperoxidation in isolated chloroplasts: I. kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Arch Biochem Biophys. 1968;125(1):189-98.
43. Chance B, Maehly AC. Assay of catalases and peroxidases. 1955. p. 764-75.
44. Giannopolitis CN, Ries SK. Superoxide dismutases: I. occurrence in higher plants. Plant Physiol. 1977;59:309-14.
45. Kim MS, Kim C, Jo DH, Ryu YW. Effect of fungal elicitors and heavy metals on the production of flavonol glycosides in the cell cultures of Ginko Biloba. J Microbiol Biotech. 1999;9:661-7.
46. Mukherjee SP, Choudhuri MA. Implication of water stress-Induced changes in the levels of endogenous ascorbic acid and hydrogen peroxide in Vigna seedling. Physiol Plant. 1983;58:166-70.
47. Stark D, Wray V. Anthocyanins. In: Harborne JB, editor. Methods in Plant Biochemistry. Volume 1. London, UK: Acdemic; 1989. pp. 325-56.
48. Noreen Z, Ashraf M. Assessment of variation in antioxidative defense system in salt treated pea (Pisum sativum) cultivars and its putative use as salinity tolerance markers. J Plant Physiol. 2009;166:1764-74.
49. Handle EV. Direct microdetermination of sucrose. Anal Biochem. 1968;22:280-3.
50. Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 1976;72(1-2):248-54.
51. Bates LS, Waldren RP, Teare ID. Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant Soil. 1973;39:205-7.
52. Allen SE, Grimshaw HM, Rowlan AP. Chemical analysis. In: Chapmman SB, editor. Methods in plant Ecology. Oxford: Blackwell Scientific Publications; 1976. p. 332-3.
53. Jackson ML. Soil chemical analysis: advanced course. UW-Madison Libraries Parallel Press; 2005.
54. Bashir MH, Am NM, Khan AZ, Aziz S, Ullah F, Qasim M. Characterization and advancement of microsatellite (SSR) markers for various stresses in wheat. Int J Agri Biosci. 2022;11(2):8.
55. Ali S, Gill RA, Ulhassan Z, Najeeb U, Kanwar MK, Abid M, Mwamba TM, Huang Q, Zhou W. Insights on the responses of Brassica napus cultivars against the cobalt-stress as revealed by carbon assimilation, anatomical changes and secondary metabolites. EEB. 2018;156:183-96.
56. Nazir A, Wahid A. Spray of stress protective chemicals alleviates cobalt toxicity on growth, water and nutrients status of hybrid maize (Zea mays L). Russ J Plant Physiol. 2023;70(3):36.
57. Liu J, Wang J, Lee S, Wen R. Copper-caused oxidative stress triggers the activation of antioxidant enzymes via ZmMPK3 in maize leaves. PLoS ONE. 2018;13(09):0203612.
58. Ur Rehman H, Iqbal Q, Farooq M, Wahid A, Afzal I, Basra SMA. Sulphur application improves the growth, seed yield and oil quality of canola. Acta Physiol Plant. 2013;35:2999-3006.
59. Salam A, Afridi MS, Khan AR, Azhar W, Shuaiqi Y, Ulhassan Z, Qi J, Xuo N, Chunyan Y, Chen N, Gan Y. Cobalt Induced toxicity and tolerance in plants: insights from Omics approaches. Heavy metal toxicity and tolerance in plants: a Biological. Omics Genetic Eng Approach. 2023;207-29. John Wiley & Sons Ltd
60. Salam A, Khan AR, Liu L, Yang S, Azhar W, Ulhassan Z, Zeeshan M, Wu J, Fan X, Gan Y. Seed priming with zinc oxide nanoparticles downplayed ultrastructural damage and improved photosynthetic apparatus in maize under cobalt stress. J Hazard Mater. 2022;423:127021.
61. Tang J, Li Y, Liu X, Yu G, Zheng F, Guo Z, Zhang Y, Shao W, Wu S, Li H. Cobalt induces neurodegenerative damages through impairing autophagic flux by activating hypoxia-inducible factor-1a triggered ROS overproduction. Sci Total Environ. 2023;857:159432.
62. Chandra R, Kang H. Mixed heavy metal stress on photosynthesis, transpiration rate, and chlorophyll content in poplar hybrids. For Sci Technol. 2016;12(02):55-61.
63. Fonseca MDCD, Bossolani JW, de Oliveira SL, Moretti LG, Portugal JR, Scudeletti D, de Oliveira EF, Crusciol CAC. Bacillus subtilis inoculation improves nutrient uptake and physiological activity in sugarcane under drought stress. Microorganisms. 2022;10(04):809.
64. Perveen A, Wahid A, Mahmood S, Hussain I, Rasheed R. Possible mechanism of medium-supplemented thiourea in improving growth, gas exchange, and photosynthetic pigments in cadmium-stressed maize (Zea mays). Rev Bras Bot. 2015;38:71-9.
65. Suryavanshi P, Buttar GS. Effects of exogenous osmoprotectants on physiological characteristics of wheat. Int J Curr Microbiol App Sci. 2018;7:1077-89.
66. Verma CB. Physiological traits and Productivity of Wheat (Triticum aestivum L.) in relation to Foliar Spray of Zinc, Urea, and Thiourea under Rainfed Condition. Agric Sci Dig. 2019;39(02):124-7.
67. Kumar P, Yadav S, Singh MP. Bioregulators application improved heat tolerance and yield in chickpea (Cicer arietinum L.) by modulating zeaxanthin cycle. Plant Physiol Rep. 2020;25:677-88.
68. Dauphinee AN, Fletcher JI, Denbigh GL, Lacroix CR, Gunawardena AH. Remodelling of lace plant leaves: antioxidants and ROS are key regulators of programmed cell death. Planta. 2017;246:133-47.
69. Ren L, Wang MR, Wang QC. ROS-induced oxidative stress in plant cryopreservation: occurrence and alleviation. Planta. 2021;254:1-18.
70. Wa Lwalaba JL, Zvogbo G, Mulembo M, Mundende M, Zhang G. The effect of cobalt stress on growth and physiological traits and its association with cobalt accumulation in barley genotypes differing in cobalt tolerance. J Plant Nutr. 2017;40(15):2192-9.
71. Pandey N, Pathak GC, Pandey DK, Pandey R. Heavy metals, Co, Ni, Cu, Zn and Cd, produce oxidative damage and evoke differential antioxidant responses in spinach. Braz J Plant Physiol. 2009;21:103-11.
72. Rashid M, Hampton JG, Rolston MP, Khan KM, Saville DJ. Heat stress during seed development affects forage brassica (Brassica napus L.) seed quality. J Agron Crop Sci. 2018;204:147-54.
73. Qamer Z, Chaudhary MT, Du X, Hinze L, Azhar MT. Review of oxidative stress and antioxidative defense mechanisms in Gossypium hirsutum L. in response to extreme abiotic conditions. J Cotton Res. 2021;4:1-9.
74. Faryal S, Ullah R, Khan MN, Ali B, Hafeez A, Jaremko M, Qureshi KA. Thioureacapped nanoapatites amplify osmotic stress tolerance in Zea mays L. by conserving photosynthetic pigments, osmolytes biosynthesis and antioxidant biosystems. Molecules. 2022;27:5744.
75. Kaya C, Ashraf M, Sönmez O. Promotive effect of exogenously applied thiourea on key physiological parametersand oxidative defense mechanism in salt-stressed Zea mays L. plants. Braz J Plant Physiol. 2015;39(5):786-95.
76. Hassanein RA, Amin AA, Rashad ES, Ali H. Effect of thiourea and salicylic acid on antioxidant defense of wheat plants under drought stress. Int J ChemTech Res. 2015;7(01):346-54.
77. Singh T, Sandhu PS, Chahal GK, Walia SS. Foliar thiourea confers moisture stress tolerance in rainfed maize through elevated antioxidative defence system, osmolyte accumulation and starch synthesis grown under different planting methods. J Plant Growth Regul. 2022;42:199-217.
78. Asthir B, Thapar R, Farooq M, Bains NS. Exogenous application of thiourea improves the performance of late sown wheat by inducing terminal heat resistance. Int J Agric Biol. 2013;15:1337-42.
79. Saleem I, Ahmed SR, Lahori AH, Mierzwa-Hersztek M, Bano S, Afzal A, Muhammad MT, Afzal M, Vambol V, Vambol S, Zhang Z. Utilizing thioureamodified biochars to mitigate toxic metal pollution and promote mustard (Brassica campestris) plant growth in contaminated soils. J Geochem Explor. 2024;257:107331.
80. Shukla A, Pathak SK, Singh S, Srivastava S. Application of thiourea ameliorates stress and reduces accumulation of arsenic in wheat (Triticum aestivum L.) plants grown in contaminated field. J Plant Growth Regul. 2023:42(10):6171-82.
81. Yadav T, Yadav RK, Yadav G, Kumar A, Makarana G. Salicylic acid and thiourea ameliorated adverse effects of salinity and drought-induced changes in physiological traits and yield of wheat. Cereal Res Commun. 2023. https:// doi.org/10.1007/s42976-023-00382-6.
82. Nikolaeva MK, Maevskaya SN, Shugaev AG, Bukhov NG. Effect of drought on chlorophyll content and antioxidant enzyme activities in leaves of three wheat cultivars varying in productivity. Russ J Plant Physiol. 2010;57:87-95.
83. Chung WH. Unraveling new functions of superoxide dismutase using yeast model system: beyond its conventional role in superoxide radical scavenging. J Microbiol. 2017;55:409-16.
84. Kaur G, Asthir BJBP. Proline: a key player in plant abiotic stress tolerance. Biol Plant. 2015;2015(59):609-19.
85. Taiz L, Zeiger E, Møller IM, Murphy A. Plant physiology and development, vol. 6. Massachusetts: Sinauer Associates Incorporated; 2015.
86. Zeeshan M, Hu YX, Guo XH, Sun CY, Salam A, Ahmad S, Muhammad I, Nasar J, Jahan MS, Fahad S, Zhou XB. Physiological and transcriptomic study reveal SeNPs-mediated AsIII stress detoxification mechanisms involved modulation of antioxidants, metal transporters, and transcription factors in Glycine max L.(Merr.) Roots. Environ Pollut. 2023;317:120637.
87. Rehman AU, Nazir S, Irshad R, Tahir K, ur Rehman K, Islam RU, Wahab Z. Toxicity of heavy metals in plants and animals and their uptake by magnetic iron oxide nanoparticles. J Mol Liq. 2021;321:114455.

تظل شركة سبرينجر ناتشر محايدة فيما يتعلق بالمطالبات القضائية في الخرائط المنشورة والانتماءات المؤسسية.

Keywords Antioxidants, Cobalt stress, Secondary metabolites, Thiourea, Wheat

Wheat (Triticum aestivum L.) is a mostly cultivated grain crop all over the world that contains essential proteins, carbohydrates, and major dietary fibers that are essential for a healthy life [1]. Crop productivity is significantly affected by drought, salinity, cold, heat and heavy metals stress . Wheat crops are sensitive to heavy metal stresses [6] which alter most of the biochemical responses with reactive oxidative species (ROS) overproduction and lead to disturbance in the electron transport chain that causes restricted growth and yield loss [7, 8].

Cobalt (Co) is one of the heavy metals that, in excess concentration, may seriously harm plant cells, reducing biomass and growth by altering the structure of the root [9]. Various anthropogenic activities, industrial production, and urbanization processes are linked to the release of cobalt in the soil. These include surface runoff, volcanic eruptions, burning fossil fuels, smelting and refining copper and nickel, making alloys, producing batteries, and using phosphate fertilizers in agriculture [10]. The majority of industrial and transportation areas are the
ones most susceptible to the occurrence of high cobalt contents in soil of anthropogenic origin. High cobaltcontent soils are frequently found close to metal smelting, machinery manufacturing, and mining operations [11]. Like other heavy metals, Co causes cell damage and decreases plant growth and yield by upregulating the Haber-Weiss and Fenton processes, which result in the production of reactive oxygen species. Higher concentrations of Co destabilize multiple metabolic pathways and induce oxidative damage to biomolecules, resulting in lipid peroxidation, membrane degradation, and protein carboxylation [12]. Cobalt-enhanced levels in plants distort chloroplast structure, ultimately leading to disruption in carbon dioxide assimilation due reduction in the uptake of carbon [13]. Enzymes used in the biosynthetic pathway of chlorophyll were disturbed by the distortion in the structure of rubisco (ribulose-1,5-bisphosphatecarboxylase/oxygenase) due to the replacement of Mg atom by Co in rubisco that is a crucial protein for the photosynthetic process [14]. Reactive oxygen species (ROS) like superoxide anion radicals ( ) and hydrogen
peroxide ( ) are produced when cobalt toxicity interacts with molecules of oxygen and electrons that escape from the photosynthetic electron transfer system [15]. Plants possess various defense mechanisms that play a vital role in providing tolerance against various abiotic stresses (Co) by altering various physiological functions. These activities include the build-up of sugars, which actively regulates growth, protein synthesis, carbon partitioning, amino acid and lipid metabolism, and osmotic homeostasis [16]. Plants have developed a defense mechanism to counteract oxidative stress caused by heavy metals. However, low antioxidant concentrations can cause plant cells to be unable to squelch dangerous reactive oxygen species (ROS), which can lead to reduced growth and yield [17].
Applying mineral nutrients or bio-regulators, which control multiple physiological and biochemical mechanisms at the metabolic and whole plant levels, improves plants’ natural defense against abiotic stress [18]. Thiourea is a sulfur-rich plant growth promoter that modulates plant development and effectively prevents the plants from oxidative damage imposed by abiotic stress [19, 20]. It is a non-physiological thiol-based ROS scavenger that contains sulfur (S) 42% and nitrogen (N) 36% [21] and can lower the stress-prompted redox imbalance and different injuries of the plant [22, 23]. Exogenously applied STU enhances the stress tolerance of crops [24, 25]. Causing an increase in growth and crop productivity, membrane stability, antioxidant potential, and photosynthetic efficiency [26,27]. Several studies have reported that STU application plays a significant role in coping with a variety of abiotic stress by improving the morphophysiological, biochemical, and yield contribution indices in several crops such as wheat [28-30], maize [31], canola [32], camelina [33, 34], and barley [35].
The exogenous application of STU to lower the negative effects of abiotic stress has been reported in previous studies. However, the role of STU in alleviating the toxic effects of Co stress in the different wheat varieties is limited and requires further investigation. Therefore, this study hypothesized that STU applications may alleviate the toxic effects of Co stress in wheat. The current investigation was conducted to evaluate the ameliorative role of STU to plant defense systems under Co stress by improving plant physiological attributes and antioxidant activities in wheat.

The seeds of wheat varieties, FSD-2008 and Zincol-2016, were procured from the Ayub Agricultural Research Institute (AARI) in Faisalabad, Pakistan. A pot study planned to explore the protective role of thiourea on
wheat plants grown under Cobalt chloride stress in the Old Botanical Garden wire house, Department of Botany, University of Agriculture Faisalabad ( 05’E), Pakistan. The experimental study was performed under a Completely Randomized Design (CRD) with the three-factor factorial design having three replicates. The experimental treatments were, i) Heavy metal stress; (a) control and (b) Cobalt stress ( ) [15] applied to sand-filled pots through irrigational water, ii) STU foliar applications; (a) control, and (b) STU ( ) was applied after seven days of stress, and iii) Wheat varieties (a) FSD-2008 and (b) Zincol-2016. The diameter and height of each plastic pot used in the experiment were 31 cm and 25 cm , respectively. The 8 kg purely washed sand was used to fill each plastic pot. Wheat seeds ( 5 g ) of both varieties were disinfected with sodium hypochlorite solution by using a method proposed by Smilanick et al. [36] then ten seeds of each wheat variety were sown in each pot. The duration of the experiment was 60 days. The half-strength Hoagland nutrient solution prepared by using the method of Arnon and Hoagland [37] is applied on germination and at every 10-day interval to fulfill the nutrient needs of the crop. Thinning was done on the second leaf stage and after thinning only eight wheat seedlings in each pot were maintained for further study. The cobalt chloride ( ) solution was prepared in 12 L of half-strength Hoagland solution. One liter ( ) solution applied was 30 days after sowing (DAS) (BBCH growth stage code-30; Principal growth stage-3: Stem elongation) [38,39] to each pot wheat seedlings to develop stress conditions. To the control plants, only half half-strength Hoagland solution was applied to maintain growth conditions. The one-liter STU ( ) solution was prepared and filled in a plastic bottle. After seven days of stress conditions, the STU ( ) single dose was applied as a foliar spray at 38 DAS (BBCH growth stage code-38; Principal growth stage 3: Flag leaf just visible, still rolled) [38, 39] on wheat plant seedlings. The 10 mL foliar spray was applied on each plastic pot wheat seedlings with the help of a plastic bottle sprayer in a way that all seedlings were wet with STU solution. Three replicates are taken for the measurement of each attribute.

Plants were harvested after 60 DAS to determine growth attributes i.e. shoot and root length, fresh and dry weights, and leaf area. Seedling and root length were determined with the help of a calibrated meter rod. After the measurement of fresh weight, the shoots and roots were sun-dried for 96 h and then kept in an electric oven at until constant weight and the dry weight were measured with an electronic balance.

Chlorophyll and carotenoid contents of wheat leaves were determined at 60 DAS according to the method of Arnon [40].

The sampling was done at 60 DAS to determine and MDA. The activity of was measured by Velikova et al. [41] described a method to determine the MDA protocol used by Heath and Packer, [42] was followed.

The samples to determine antioxidant activities were taken at 60 DAS. According to the method mentioned by Chance and Maehly [43] with few modifications peroxidase (POD) and catalase (CAT) activity were measured. Giannopolitis and Ries [44] described a protocol that was followed to determine superoxide dismutase (SOD) enzyme activity.

The samples to determine non-enzymatic antioxidant activities were taken at 60 DAS. Kim et al. [45] proposed a method used for flavonoid determination. Mukherjee and Choudhuri [46] described a method for the determination of ascorbic acid was followed. The anthocyanin determination method was given by Stark et al. [47]. The determination of phenolic compounds was done by following the protocol given by Noreen et al. [48].

The samples to determine osmo-protectants activities were taken at 60 DAS. Handle [49] method used for total soluble sugar determination. Total soluble protein analysis was performed by following the Bradford [50]
method. Proline in plants was measured by following the method of Bates et al. [51].

The samples to determine the uptake of mineral nutrients in shoots of wheat plants were taken at 60 DAS. Shoot and root ionic contents were measured by protocol given by Allen et al., [52]. Phosphorous content was measured by using the same extract according to the method of Jackson, [53] with the help of a spectrophotometer.

All the plant experiments were performed by relevant institutional, national, and international guidelines and legislation.

The experiment involved three replications using a complete randomized design (CRD), with data analysis using Statistix software (8.1version) and Microsoft Excel-2016 for figures. Pearson’s correlation, clustered heatmap, and PCA were performed among different traits using software like Origin pro-2022 and R-Studio.

Morphological attributes were significantly affected under the cobalt stress and STU foliar application in wheat varieties. The interaction among cobalt stress STU applications wheat varieties was non-significant for morphological attributes. Results have revealed that cobalt stress decreased the shoot length ( ), root length ( ), shoot fresh weight ( ), root fresh weight ( ), shoot dry weight ( ), root dry weight ( ), and leaf area index by ( ) in comparison to control (Table 1). The wheat variety Zincol-2016 showed more reduction in growth parameters as compared to

FSD-2008. However, STU foliar applications played an ameliorative role in reducing the detrimental effect of cobalt stress in wheat varieties and improved the morphological attributes. The shoot fresh weight was improved (15%) and root fresh weight was improved by in wheat plants grown under cobalt stress. Among the cultivates, FSD-2008 showed better performance in comparison to Zincol-2016 under cobalt stress and STU applications in terms of morphological parameters as shoot length and root length increased ( ) and ( ) respectively in FSD-2008 as compared to Zincol-2016.

Photosynthetic pigments were significantly affected under the cobalt stress and STU foliar application in wheat varieties. The interaction among cobalt stress STU applications wheat varieties was non-significant
for photosynthetic pigments. Results have revealed that cobalt stress decreased chlorophyll , chlorophyll , total chlorophyll ( ), and carotenoids by in comparison to the control (Fig. 1). The wheat variety Zincol-2016 showed more reduction in photosynthetic pigments as compared to FSD-2008. However, STU foliar applications played an ameliorative role in reducing the detrimental effect of cobalt stress in wheat varieties and improved photosynthetic pigments. The total chlorophyll improved ( ) and ( ), and carotenoids ( ) and ( ) in wheat plants grown under cobalt stress. Among the cultivates, FSD2008 showed better performance in comparison to Zin-col-2016 under cobalt stress and STU applications in terms of photosynthetic pigments as total chlorophyll and carotenoids increased by ( ) and ) respectively in FSD-2008 as compared to Zincol-2016.

The activity of enzymatic antioxidants and reactive oxygen species was significantly affected under the cobalt stress and STU foliar application in wheat varieties. The interaction among cobalt stress STU applications wheat varieties was non-significant for enzymatic antioxidants and reactive oxygen species. Results have revealed that cobalt stress increased the SOD ( ), POD ( ), CAT ( ), MDA ( ) and ) in comparison to control (Fig. 2). The wheat variety Zincol-2016 showed more response of and MDA as compared to FSD-2008 while the activity of enzymatic antioxidants enhanced in FDS-2008 as compared to Zincol-2016. However, STU foliar application played an ameliorative role in reducing the detrimental effect of cobalt stress. The SOD significantly improved ( ) and POD ( ) in wheat plants grown under cobalt stress while through STU application the harmful effect of MDA was reduced and which shows their effective role under stress conditions. Among the cultivates, FSD-2008 showed better performance in comparison to Zincol-2016 under cobalt stress and STU applications in terms of enzymatic oxidants as SOD and CAT increased ( ) and ( ) respectively in FSD-2008 as compared to Zincol-2016.

The activity of non-enzymatic was significantly affected under the cobalt stress and STU foliar application in wheat varieties. The interaction among cobalt stress STU applications wheat varieties was non-significant for non-enzymatic. Results have revealed that cobalt stress increased the flavonoids (13%), phenolics (16%), ascorbic acid ( ), and anthocyanin ( ) in comparison to control (Fig. 3). The wheat variety Zincol-2016 showed a decrease in non-enzymatic antioxidants as compared to FSD-2008. However, STU foliar application played an ameliorative role in reducing the detrimental effect of cobalt stress. The ascorbic acid significantly improved by and anthocyanin by in wheat plants grown in cobalt stress conditions. Among the cultivates, FSD-2008 showed better performance compared to Zincol-2016 under cobalt stress and STU applications in terms of non-enzymatic antioxidants as ascorbic acid and anthocyanin increased by and respectively in FSD-2008 as compared to Zincol-2016.

Both wheat varieties show significant variation in the osmo-protectants level under the influence of cobalt stress and STU foliar application. The interaction among cobalt stress STU applications wheat varieties was
non-significant for osmo-protectants. The results have revealed that cobalt stress increased TSS by ( ) and Proline by (19%) while decreasing the TSP ( ), and TFA ( ) in comparison to the control (Fig. 4). The wheat variety Zincol-2016 showed a decrease as compared to FSD-2008. However, STU foliar application plays a positive role in reducing the detrimental effect of cobalt stress. The proline improved ( ) and TSS ( ) in wheat plants grown under cobalt stress. Among the cultivates, FSD-2008 showed better performance as a comparison to Zincol-2016 under cobalt stress and STU applications in terms of osmo-protectants as proline and TSS increased ( ) and ( ) respectively in FSD-2008 as compared to Zincol-2016.

The ionic content for both varieties of wheat under the influence of cobalt stress and STU foliar application showed a significant variation. The interaction among cobalt stress STU applications wheat varieties was non-significant for ionic contents. The results have revealed that cobalt stress increased the sodium ions in root ( ), and shoot ( ) while reducing the potassium ions in roots ( ) and shoot ( ), calcium ions in roots ( ), and shoot ( ) and phosphorous content in roots ( ) and shoot ( ) as compared to control (Table 2). The wheat variety Zincol-2016 showed increased sodium ions while decreasing the potassium, calcium, and phosphorous contents as compared to FSD2008. However, STU foliar application played an ameliorative role in reducing the detrimental effect of cobalt stress. The potassium ions increased in the shoot by and phosphorous contents in the shoot ( ) in wheat plants grown under cobalt stress. Among the cultivates, FSD-2008 showed better performance in comparison to Zincol-2016 under cobalt stress and STU applications in terms of ionic contents as potassium ions in the shoot and phosphorous contents in the shoot increased ( ) and ( ) respectively in FSD-2008 as compared to Zincol-2016.

Analysis of Pearson’s correlation shows strong negative and positive correlation in the indices of wheat cultivars measured under normal and stress conditions as shown in (Fig. 5). A strong positive correlation was observed in the morphological indices and photosynthetic pigments with potassium, calcium, and phosphorous ions in shots and roots while these indices showed a negative correlation with and MDA. The TSP and TFA were positively correlated while the sodium ions in the shoots and roots of wheat cultivars showed a strong negative correlation. However, a slight positive correlation was observed

in the enzymatic, non-enzymatic, and osmolytes in both cultivars of wheat.
Analysis of the heat map was created across the morphological, photosynthetic, biochemical, and ion contents in both cultivars of wheat. The variation of colors in the boxes shows the interaction strength between the recorded above-mentioned indices and treatments. Scale colors from blue (strongly positive) to dark red (strongly negative) were closely correlated to the strength of the color gradient utilized in the heat map boxes. The highest enhancement was observed in the morphological indices, photosynthetic pigments, enzymatic and non-enzymatic antioxidants, osmolytes, phosphorous, potassium, and calcium ions while the lowest level of sodium ions and and MDA in the treatment V1T3. In contrast, accumulation in the concentration of sodium ions and and MDA was observed in the treatment V2T2 (Fig. 6).

Plant stress susceptibility is a crucial factor for plant maturation and development which stimulates signaling pathways and develops resistance to cope with stress [54]. In this experiment, we investigated the impacts of exogenous applications of STU at on wheat cultivars grown under cobalt-induced toxicity. One of the major heavy metal stresses is cobalt stress [13, 15] which affects plant growth and yield by hurting plant gas exchange attributes, water status, plant biochemical parameters, and photosynthetic pigments. In this experiment, cobalt stress-induced toxicity caused a significant reduction in the performance of wheat cultivars by damaging photosynthetic pigments, reducing photosynthetic rate and plant water uptake, and affecting the plant physicochemical attributes (Tables 1 and