الجسيمات النانوية السيلينيوم البيوجينية وكونجوجيت السيلينيوم/الكيتوزان التي تم تخليقها حيوياً بواسطة ستربتوميسيس بارفولوس MAR4 مع إمكانيات مضادة للميكروبات ومضادة للسرطان Biogenic selenium nanoparticles and selenium/chitosan-Nanoconjugate biosynthesized by Streptomyces parvulus MAR4 with antimicrobial and anticancer potential

المجلة: BMC Microbiology، المجلد: 24، العدد: 1
DOI: https://doi.org/10.1186/s12866-023-03171-7
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38216871
تاريخ النشر: 2024-01-12

الجسيمات النانوية السيلينيوم البيوجينية وكونجوجيت السيلينيوم/الكيتوزان التي تم تخليقها حيوياً بواسطة ستربتوميسيس بارفولوس MAR4 مع إمكانيات مضادة للميكروبات ومضادة للسرطان

ميرفت ج. حسن مريم ت. حوا دينا م. باراكا حامد م. الشورى وأحمد أ. حامد

الملخص

الخلفية: مع تراجع فعالية المضادات الحيوية والعلاج الكيميائي، تعتبر الكائنات الحية المقاومة لمتعدد الأدوية (MDR) والسرطان حاليًا من أخطر التهديدات لحياة الإنسان. في هذه الدراسة، تم اقتراح أن تكون جزيئات السيلينيوم النانوية (SeNPs) التي تم تخليقها حيويًا بواسطة Streptomyces parvulus MAR4، والناانو-كيتوزان (NCh)، وموحدهما النانوي (Se/Ch-nanoconjugate) عوامل مضادة للميكروبات ومضادة للسرطان فعالة. النتائج: تم تحقيق جزيئات SeNPs التي تم تخليقها حيويًا بواسطة Streptomyces parvulus MAR4 وNCh بنجاح وتوحيدها. كانت جزيئات SeNPs الكروية الشكل بمتوسط قطر 94.2 نانومتر واستقرار عالٍ. ومع ذلك، كان موحد Se/Ch-nanoconjugate شبه كروي بمتوسط قطر 74.9 نانومتر واستقرار أعلى بكثير. أظهرت جزيئات SeNPs وNCh وموحد Se/Chnanoconjugate نشاطًا مضادًا للميكروبات ملحوظًا ضد مجموعة متنوعة من الكائنات الحية الدقيقة مع تأثير مثبط قوي على إنزيماتها الرئيسية المختبرة [إيزوميراز الفوسفوغلوكوز (PGI)، ديهيدروجيناز البيروفات (PDH)، ديهيدروجيناز الجلوكوز-6-فوسفات (G6PDH) والاختزال النيتري (NR)]; كان موحد Se/Ch-nanoconjugate هو الأكثر قوة. علاوة على ذلك، أظهرت جزيئات SeNPs سمية خلوية قوية ضد HepG2. ) وسمية معتدلة ضد خطوط خلايا الورم Caki-1 (HTB-46) ( ولكن سمية خلوية منخفضة ضد خط خلايا WI-38 الطبيعية ومع ذلك، أظهر مركب Se/Ch-nanoconjugate سمية خلوية كبيرة ضد خلايا HepG2 وCaki-1 (HTB-46) مع قيم 11.82 و ، على التوالي. وبالتالي، قد يكون مركب Se/Ch-nanoconjugate أكثر سهولة في الامتصاص من قبل كلا خطي خلايا الورم. ومع ذلك، فقد أظهر سمية خلوية منخفضة جداً على WI-38 مع IC من لذلك، قدم مركب Se/Ch-nanoconjugate أعلى نشاط مضاد للسرطان. الخلاصة: يُوصى بشكل مقنع باستخدام الجسيمات النانوية SeNPs ومركب Se/Ch-nanoconjugate في التطبيقات الطبية الحيوية كعوامل مضادة للميكروبات ومضادة للسرطان متعددة الاستخدامات وفعالة، مع ضمان مستويات ملحوظة من الأمان الحيوي، والتوافق البيئي، والفعالية.

الكلمات الرئيسية: ستربتوميسيس بارفولوس، نانو جزيئات السيلينيوم المُصنَّعة حيوياً، نانو مركب السيلينيوم/الكيتوزان، مضاد للميكروبات، إنزيمات، مضاد للسرطان

مقدمة

على مدى العقود القليلة الماضية، أصبحت المخاوف الكبيرة بشأن السرطان والبكتيريا المقاومة في نظام الرعاية الصحية العالمي أكثر تحديًا. نتيجة لسوء استخدام المضادات الحيوية، تزايدت مقاومة المضادات الميكروبية (AMR)، مما أدى بالمجتمع إلى “عصر ما بعد المضادات الحيوية”. علاوة على ذلك، أشارت الدراسات الحالية إلى أن الأورام قد تصبح مقاومة للعلاج الكيميائي، تمامًا كما هو الحال مع مقاومة البكتيريا للأدوية التقليدية. من ناحية أخرى، أفادت العلاجات الحالية للسرطان بوجود العديد من الآثار الجانبية على صحة المرضى. لذلك، نحن في حاجة ماسة إلى علاج فوري مختلف عن العلاجات التقليدية والقديمة.
حالياً، يتم استخدام تكنولوجيا النانو في مجالات متعددة تتعلق بالإنسان، مثل الطب الحيوي، والتغذية، والكيماويات، والبيولوجيا، والميكانيكا، والبصريات، والبيئة، والزراعة [6-8]. نظراً لوظيفتها المتميزة وتفاعليتها، تم استخدام جزيئات النانو المعدنية (NPs) على نطاق واسع في أغراض طبية حيوية متنوعة، بما في ذلك مضادات البكتيريا، ومضادات الأكسدة، ومضادات السرطان، ومضادات التخثر، أو كحاملات لمركبات نشطة حيوياً [8-11].
تم الإبلاغ عن عدة طرق لتخليق الجسيمات النانوية، بما في ذلك الطرق الكيميائية والفيزيائية والبيولوجية. عادةً ما تكون العمليات الكيميائية والفيزيائية معقدة ومكلفة، مما يؤدي إلى إطلاق نواتج ثانوية خطرة تهدد الأنظمة البيئية. بالمقابل، يمكن للطريقة البيولوجية باستخدام عوامل بيولوجية، مثل البوليمرات الحيوية، مستخلصات النباتات، الكائنات الدقيقة، الطحالب، أو مشتقاتها، أن تتغلب بنجاح على معظم المشاكل المرتبطة بالطرق الكيميائية والفيزيائية، مما يوفر طرقًا بسيطة وصديقة للبيئة وعالية العائد واقتصادية. تعتبر الأكتينوميسيتات بكتيريا موجبة الجرام ذات تباين عالٍ، واستقرار قوي، وسهولة في التعامل. تنتج الأكتينوميسيتات، وخاصةً الأنواع من جنس ستربتوميسيس، عدة مستقلبات ثانوية، مثل الإنزيمات والبروتينات، التي يمكن استخدامها لتقليل الأيونات وتغطية المعادن على النانو مقياس.
السيلينيوم (Se) هو عنصر غذائي دقيق حيوي يحافظ على صحة الإنسان ووظائف الجسم (مع نطاق ضيق بين مستويات السمية ونقص التغذية يبلغ 400 و اليوم، على التوالي) [22]. بالإضافة إلى ذلك، أظهر السيلينيوم خصائص قوية مضادة للأكسدة ومضادة للبكتيريا ومضادة للسرطان [23،24]. مقارنة بالسيلينيوم غير العضوي أو العضوي، فإن جزيئات السيلينيوم النانوية (SeNPs) أكثر توافقًا حيويًا وأقل سمية [25-29]. لقد تم إثبات أن SeNPs هي عامل علاجي محتمل بخصائص توصيل الدواء، ومضادة للسرطان، ومضادة للميكروبات، ومضادة للأكسدة، ومضادة للالتهابات، وكاتاليتيكية، وتفاعلية ضوئية [30-33].
الكيتوزان (Ch) هو بوليمر حيوي غير سام ذو شحنة موجبة وله مجموعة واسعة من الاستخدامات البيولوجية بسبب أصله الكيميائي الفريد وشحنته الإيجابية ووجوده
يمكن الحصول على Ch من إزالة الأسيتيل من الكيتين الموجود في قشور القشريات (مثل السلطعون، والجراد، والروبيان) ومجموعة متنوعة من الكائنات الحية (مثل الحشرات والفطريات). علاوة على ذلك، يتم تسويق Ch لخصائصه الاستثنائية، بما في ذلك القابلية للتحلل البيولوجي، والتوافق الحيوي، والقدرة على تشكيل الأفلام، والامتصاص، وشفاء الجروح، ومكافحة البكتيريا، ومكافحة السرطان، ومضادات الأكسدة.
يتحد النانو كيتوزان (NCh) مزايا الجسيمات النانوية مع خصائص الكيتوزان [37، 38]. نظرًا لخصائصه البيوكيميائية الملحوظة (مثل الحد الأدنى من السمية، التوافق الحيوي، القابلية للتحلل البيولوجي، النشاط المضاد للميكروبات/مضاد السرطان، والتآزر مع الجزيئات النشطة حيويًا)، جذب NCh الكثير من الاهتمام [39-42]. يتمتع NCh بميزة التحكم في إطلاق الدواء، مما يعزز الفعالية العلاجية ويزيد من ذوبانية الدواء واستقراره. بالإضافة إلى ذلك، يمكن أن يعزز دمج المعادن النانوية في مصفوفة البوليمر الحيوي توافقها الحيوي وسلامتها. لذلك، يمكن استخدام NCh كحامل للدواء مع آفاق عديدة [43-45].
يتم التحكم في نمو الميكروبات بشكل كبير بواسطة مجموعة من الإنزيمات الرئيسية الأيضية، مثل إيزوميراز الفوسفوغلوكوز، وديهيدروجيناز البيروفات، وديهيدروجيناز الجلوكوز-6-فوسفات، والاختزال النيتريتي [46]. إيزوميراز الفوسفوغلوكوز (PGI، EC 5.3.1.9) هو إنزيم يحول الجلوكوز-6-فوسفات (G6P) إلى الفركتوز-6-فوسفات (F6P)، وهو أمر حاسم لعمليات خلوية متنوعة، بما في ذلك التحلل السكري وطريق الفوسفات الخماسي [47]. معقد ديهيدروجيناز البيروفات (PDH) هو مجموعة من ثلاثة إنزيمات تعمل معًا لتحويل البيروفات إلى أسيتيل-CoA الذي يشارك في التنفس الخلوي [48]. يمثل ديهيدروجيناز الجلوكوز-6-فوسفات (G6PD) إنزيمًا سيتوزوليًا في طريق الفوسفات الخماسي الذي يوفر للخلايا (مثل كريات الدم الحمراء) عن طريق تقليل الطاقة [49]. يقوم الاختزال النيتريتي (NR) بتحفيز تحويل النترات إلى نيتريت، بينما في البكتيريا والفطريات، يقوم اختزال النيتريت بتحويل النيتريت إلى أمونيوم باستخدام NAD(P)H كمانح للإلكترونات [50]. وبالتالي، يمكن اعتبار تثبيط هذه الإنزيمات كأحد آليات المضادات الميكروبية.
في هذا البحث، كان هدف هذه الدراسة هو تخليق NCh، وتخليق SeNPs بواسطة الأكتينوميسيتات البحرية، ودمج هذه العوامل النشطة حيوياً، وتقييم نشاطها المضاد للميكروبات من خلال تحديد تأثيراتها المثبطة على الإنزيمات الرئيسية في الأيض الميكروبي، بالإضافة إلى دراسة نشاطها المضاد للسرطان ضد خطوط خلايا ورمية مختلفة.

المواد والطرق

المادة

تم شراء أجار نترات النشا، ومرق الليسوجيني، ووسائط ISP2 من مختبرات هاي ميديا، مومباي، الهند. ثلاثي فوسفات الصوديوم (TPP)، الكيتوزان، سيلينات الصوديوم ( وسائط RPMI-1640، DMSO، حمض الناليديكسيك،
تم الحصول على النيستاتين وخطوط الخلايا من شركة سيغما-ألدريش (سانت لويس، ميزوري، الولايات المتحدة الأمريكية). تم الحصول على مصل الجنين البقري (FBS) وMTT من جيبكو، المملكة المتحدة. تم الحصول على مجموعة Qiagen DNeasy للدم والأنسجة من كياجن، هيلدن، ألمانيا. تم الحصول على جميع المذيبات والمخازن والمواد الكيميائية من شركة النصر للكيماويات الدوائية (القاهرة، مصر).

جمع عينات بحرية وعزل الأكتينوميسيتات

تم جمع عينات من الرواسب البحرية في الغردقة، مصر. تم ترميز العينات المجمعة وتصويرها قبل نقلها في حاوية معقمة مبردة إلى مختبر الميكروبيولوجيا في المركز القومي للبحوث وتم الاحتفاظ بها في تم عزل الأكتينوبكتيريا البحرية باستخدام وسط أجار نترات النشا مع ماء مالح والمكونات التالية ( ): 20 نشا، ، وتم تعديل الرقم الهيدروجيني للوسط إلى 7 قبل التعقيم. لمنع نمو البكتيريا والفطريات، حمض الناليديكسيك و ثم أضيفت النيستاتين. من ناحية أخرى، تم خلط حوالي 1 جرام من الرواسب البحرية مع 10 مل من محلول ملحي معقم، وتم تحريك المزيج في جهاز اهتزاز مداري (100 دورة في الدقيقة) لمدة 30 دقيقة عند تم تخفيف المعلقات المهتزة بالتسلسل إلى )، بعد ذلك تم نشر 0.1 مل من التخفيف المناسب على طبق وسط باستخدام قضيب زجاجي معقم. تم حضن الأطباق الملقحة لمدة 7 أيام عند بعد الحضانة، تم اختيار مستعمرات الأكتينوميسيتات وتنقيتها بواسطة طريقة التزريق. للاستخدام لاحقًا، تم تخزين السلالات المنقاة في على انحدارات نترات النشا.

تخليق الجسيمات النانوية من السيلينيوم (SeNPs)

استنادًا إلى نموها وشكلها، تم اختيار ثمانية سلالات من الأكتينوميسيتات لتخضع للاختبار من حيث قدرتها على تخليق نانو جزيئات السيلينيوم خارج الخلية. تم زرعها في قوارير سعة 250 مل تحتوي على 50 مل من وسط ISP2 مع المكونات التالية ( ): 4.0 دكستروز، 4.0 مستخلص الخميرة، و 10.0 مستخلص الشعير عند pH 7.2 . تم حضانة القوارير الملقحة لمدة 7 أيام في في جهاز هزاز دوار (200 دورة في الدقيقة). لفصل السائل العلوي، تم طرد الثقافات مركزياً عند لمدة 15 دقيقة. بعد ذلك، 50 مل من سيلينات الصوديوم بتركيز 4 مللي مول تم خلط محلول مائي (سيغما ألدريتش، الولايات المتحدة الأمريكية) مع كل راسب (50 مل)، وتم تحضين مخاليط التفاعل في لمدة 48 ساعة. تم تقديم الدليل البصري على إنتاج جزيئات السيلينيوم النانوية (SeNPs) من خلال تغيير لون المحلول من الأصفر الفاتح إلى البرتقالي الداكن. وبالتالي، تم استخدام السائل الكولودي البرتقالي الداكن من سلالة محتملة مشفرة باسم LG (السائل (LG)) للاختبارات اللاحقة. تم طرد جزء من هذا المحلول لمدة 30 دقيقة بسرعة 8000 دورة في الدقيقة لفصل جزيئات السيلينيوم النانوية ثم تم تجفيفه للاستخدام لاحقًا.

تحديد السلالة المحتملة

تم التعرف على العزلة البكتيرية LG مورفولوجيًا باستخدام المجهر الإلكتروني الناقل (TEM، JEOL GEM-1010) بعد 14 يومًا من الحضانة على وسط أغار النشا والنيترات. بالإضافة إلى ذلك، تم التعرف على العزلة LG جينيًا للتأكيد. تم تنقية الحمض النووي بعد استخراجه بواسطة مجموعة Qiagen DNeasy Blood & Tissue بنفس الطريقة التي أوصت بها الشركة المصنعة. باستخدام البرايمرات 27F ( -AGT TTGATCCTG GCTCAG-3′) و 1492R ( -ACGGCT ACCTTGTTACGACTT-3′)، تم ربط جين الرنا الريباسي 16S قبل أن يتم تضخيمه بواسطة إنزيم التاq بوليميراز. تم استخدام ظروف تفاعل PCR التالية: لـ لمدة 60 ثانية، و لمدة 60 ثانية. تم تسلسل منتجات PCR المنقاة في شركة ماكرون في كوريا الجنوبية. من أجل حساب درجة التشابه، تم محاذاة المحاذاة المتعددة مع سلالات أخرى محددة في قاعدة بيانات GenBank من خلال برنامج BLAST عبر الإنترنت.http://www.blast.ncbi.nlm.ni.h.gov/Blas). بعد ذلك، تم بناء الشجرة النشوية باستخدام برنامج MEGA-X [56].

تحضير النانو-كيتوزان (NCh) والنانوكونجوجيت

تم تخليق NCh باستخدام تفاعل الجل الأيوني مع ربط ثلاثي الفوسفات (TPP) كما هو موصوف سابقًا [57]. محلول TPP ( في DW) تم إضافته برفق بواسطة إبرة حقنة (عند معدل) بينما الـ ش ( مذاب في حمض الأسيتيك تم تحريك محلول ( ) بقوة. استمر هذا العملية حتى وصل نسبة الكيتوزان: محلول TPP إلى 3:1، على التوالي. بعد إضافة TPP، استمر التحريك لمدة 75 دقيقة. ثم تم جمع NCh المنتج باستخدام الطرد المركزي السريع. ) لمدة 30 دقيقة ثم أعيد غسلها بالماء المقطر. لتكوين النانوكونجوجيت بواسطة الجسيمات النانوية من السيلينيوم التي تم تصنيعها حيوياً وNCh (المشار إليها فيما بعد باسم Se/Ch-nanoconjugate)، تم إنتاج مسحوق من NCh ( تم إذابته في محلول حمض الأسيتيك بنسبة 1%. ثم، تم خلط 10 مل من محلول NCh السابق مع 50 مل من SeNPs. ، وتم تحريك الخليط لمدة 90 دقيقة. بعد ذلك، كانت النتيجة تم ترسيب النانوكونجوجيت عن طريق الطرد المركزي، والغسل بالماء المقطر، وإعادة الطرد المركزي، وأخيرًا التجفيف بالتجميد.

توصيف الجسيمات النانوية (NPs) والنانوكونجوجيت

تم تأكيد تخليق الجسيمات النانوية السيلينيوم (SeNPs) من خلال وجود قمة واضحة في طيف امتصاص المحلول مقارنة بطيف السائل العلوي (LG) باستخدام مطيافية الأشعة فوق البنفسجية والمرئية (جهاز قياس الطيف JASCO V630) [58]. تم دراسة التركيب البلوري للجسيمات النانوية السيلينيوم باستخدام حيود الأشعة السينية (XRD) باستخدام جهاز حيود الأشعة السينية PAN analytical X’pert PRO (فيليبس، أيندهوفن، هولندا)، الذي يعمل عند
40 كيلو فولت و30 مللي أمبير مع إشعاع Cu Ka 1. نطاق المسح كان إلى في [59]. من أجل التوصيف الوظيفي لجزيئات نانو السيلينيوم (SeNPs)، NCh، المركب النانوي Se/Ch، والمستخلص (LG)، تم إجراء مطيافية الأشعة تحت الحمراء بتحويل فورييه (FTIR) باستخدام مطياف FTIR 6100 (جازكو، اليابان). تم طحن الجزيئات النانوية المختبرة مع KBr. ثم، تم تسجيل الأطياف تحت الحمراء في منطقة عدد الموجات باستخدام نقطة وسيط 80 ف مع دقة تقارب [60]. تم تحديد ميزاتهم الهيكلية باستخدام تصوير TEM عند 80 كف في المركز الإقليمي لعلم الفطريات والتكنولوجيا الحيوية (RCMB) في جامعة الأزهر. للتحضير، تم وضع قطرة من محلول العينة على شبكات نحاسية مغطاة بالكربون (CCG) وسمح لها بالتجفيف ببطء في درجة حرارة الغرفة قبل أخذ صورة TEM [61]. بالإضافة إلى ذلك، تم توضيح شكلها باستخدام المجهر الإلكتروني الماسح (SEM) (Quanta FEG-250، هولندا)؛ تم تحضير العينات في مسحوق نقي وجاف قبل التحقيق. علاوة على ذلك، تم إجراء تحليل الأشعة السينية المشتتة للطاقة (EDX) للتحقق من تركيبها العنصري عند جهد تسريع 10 كف [54]. باستخدام تقنية تشتت الضوء الديناميكي (DLS) [62]، تم قياس القطر الهيدروديناميكي، ومؤشر التوزيع المتعدد (PDI)، وزاوية السطح الزتا. تم قياس إمكانيات الجسيمات النانوية من السيلينيوم الحيوي والمركب النانوي من السيلينيوم/الكيتوزان باستخدام جهاز زيتاساير (أداة مالفرن نانو ZS، ساوثبورو، ماساتشوستس).

النشاط المضاد للميكروبات

تم تقييم النشاط المضاد للميكروبات لجزيئات السيلينيوم النانوية (SeNPs)، ونانو الكيتين (NCh)، وجزيئات السيلينيوم/الكيتين النانوية (Se/Ch-nanoconjugate) في لوحة بوليسترين مسطحة مكونة من 96 بئرًا باستخدام مجموعة واسعة من مسببات الأمراض الميكروبية، بما في ذلك البكتيريا سالبة الجرام (السالمونيلا التيفية ATCC-9992، بروتيوس فولغاريس ATTC7829، وإشريكية القولون ATCC25955)، والبكتيريا موجبة الجرام (المكورات العنقودية الذهبية NRRL B-767)، والفطريات (الأسبيرجيلوس الفلافس NRRLA326، الأسبيرجيلوس النيجر AN512، وRhizoctonia sp. Cy064)، والخمائر (كانديدا ألبيكانس ATCC10231) [52، 63]. من مرق الليزوجيني (LB)، تم إضافة NPs المختبرة أولاً، تليها من -تعليق ميكروبي متعدد المراحل. ثم تم حضن اللوحة الملقحة لمدة ليلة واحدة في بعد الحضانة، كشفت المساحات في الآبار عن الجسيمات النانوية المختبرة التي كانت لديها نشاط مضاد للميكروبات عالي، في حين أن العتمة في الآبار حددت الجسيمات النانوية التي كانت لديها نشاط مضاد للميكروبات منخفض. تم استخدام جهاز قراءة الميكرو بلايت سبكتروستار نانو (BMG LABTECH GmbH، ألمندغرين، ألمانيا) لاحقًا لقياس الامتصاص.

تأثير الجسيمات النانوية المصنعة على نشاط إنزيمات الأيض للميكروبات الممرضة المختبرة إعداد مستخلصات الإنزيمات

وفقًا لـ El-Shora وآخرون [64]، تم إعداد مستخلصات إنزيمات فطرية من A. flavus وA. niger وRhizoctonia sp. ورق فلتر واتمان رقم 1 (واتمان،
تم استخدام (بيسكاتاواي، نيو جيرسي، الولايات المتحدة الأمريكية) لتصفية الفطريات، والتي تم غسلها بعد ذلك بالماء المقطر. تم غمر حوالي 10 جرام من الفطريات في محلول فوسفات 50 مللي مولار (pH 7.0) مع 5 مللي مولار من السيستين لمدة 30 دقيقة قبل أن يتم طردها مركزيًا بسرعة 5000 دورة في الدقيقة لمدة 10 دقائق في للاستخدام لاحقًا، تم استخدام السائل العلوي كإنزيم خام وتم الاحتفاظ به في تم تحضير مستخلص C. albicans كما وصفه ليما وآخرون [65]. تم إضافة حوالي 300 مل من محلول 200 مليمول/لتر من NaHCO3 إلى 100 جرام من الخميرة المجففة بالتجميد، وتم تحريك المزيج في جهاز اهتزاز مداري (300 دورة في الدقيقة) عند لمدة 24 ساعة. ثم تم فصل السائل العلوي بواسطة الطرد المركزي بسرعة 3000 دورة في الدقيقة لمدة 15 دقيقة.
تم تلقيح S. aureus و E. coli و S. typhi و P. vulgaris في وسط LB وتم حضنها طوال الليل في . بعد الحضانة، تم طرد الثقافات في جهاز الطرد المركزي بسرعة 8000 دورة في الدقيقة، وتم شطف البكتيريا المجمعة مرة واحدة بمحلول فوسفات 50 مللي مولار (pH 7.0). تم إعادة تعليق خلايا البكتيريا في 15 مل من المحلول قبل أن يتم تكسيرها باستخدام الموجات فوق الصوتية المتقطعة (كل 10 ثوانٍ من الموجات فوق الصوتية عند شدة من تليها فترة استراحة مدتها 20 ثانية) في حمام ثلجي لمدة 40 دقيقة. السائل العلوي، الذي تم الحصول عليه من الطرد المركزي عند تم استخدامه لمدة 30 دقيقة لتقييم نشاط الإنزيمات بعد ذلك [66].

اختبار الإنزيمات

تحديد نشاط فوسفوغلوكوز إيزوميراز (PGI) وفقًا لـ Zhou وآخرون [47]، تم إجراء اختبار PGI القياسي (EC: 5.3.1.9). تم تقييم التفاعل من خلال تضمين نازعة هيدروجين جلوكوز-6-فوسفات (G6PDH) في خليط التفاعل الذي يحتوي على 0.2 مل من 1.5 مل من محلول HEPES بتركيز 50 مليمول/لتر (pH 7.0)، 0.2 مل من EDTA بتركيز 1 مليمول/لتر، 0.2 مل من NADP بتركيز 0.5 مليمول/لتر، 0.5 مل من F6P بتركيز 1.5 مليمول/لتر، 0.4 مل من مستخلص الإنزيم، و0.5 وحدة من G6PDH، في حجم نهائي قدره 3 مل. تم حضن المزيج لمدة 5 دقائق عند عند 340 نانومتر، تم الكشف عن تكوين NADPH. تحت الظروف التجريبية، يتم معادلة وحدة واحدة من الإنزيم بـ NADPH المخفض في الدقيقة.

تحديد نشاط إنزيم البيروفات ديهيدروجيناز (PDH)

وفقًا لجوهيل وجونز [67]، كانت مكونات خليط اختبار PDH (EC. 1.2.4.1) تحتوي على العناصر التالية في حجم 3 مل: 1.5 مل من 100 مليمول/لتر تريس- 0.5 مللي مول من EDTA، 0.2 مل من 0.5 مللي مول من NAD، 0.2 مل من 0.5 مللي مول من CoASH، 0.2 مل من 1 مللي مول من ثيامين بيروفوسفات، 0.2 مل من 1 مللي مول من البيروفات، و0.3 مل من مستخلص الإنزيم. ثم تم قياس الامتصاص عند 340 نانومتر.

تحديد نشاط إنزيم جلوكوز-6-فوسفات ديهيدروجيناز (G6PD)

تم قياس نشاط G6PD (EC 1.1.1.49) بواسطة طريقة بيتكي وآخرون [68] التي تعتمد على القياس الطيفي لـ NADPH.
معلومات عند 340 نانومتر. كان حجم خليط التفاعل 3 مل، والذي احتوى على 1.5 مل من 0.6 مل من G6P، 0.5 مل من 0.2 مللي مولار NADP، و150 مللي مولار من محلول تريس-هيدروكلوريك (pH 8.0). تم إضافة حوالي 0.5 مل من مستخلص الإنزيم لبدء التفاعل. الكمية المطلوبة من الإنزيم لتقليل من NADP في الدقيقة يساوي وحدة واحدة (U) من نشاط G6PD.

تحديد نشاط نازعة نترات (NR)

وفقًا لـ لويس وآخرون [69]، في خليط تفاعل يحتوي على ، و 0.5 مل من مستخلص الإنزيم، تم تقييم نشاط مختزل النترات (NR) (EC.1.7.1.1). عند 540 نانومتر، تم قياس النشاط طيفياً. باستخدام متغيرات تم إجراء منحنى المعايرة.

تحديد محتوى البروتين القابل للذوبان الكلي

تم استخدام طريقة برادفورد [70] لتحديد كمية البروتين القابل للذوبان الكلي. في أنبوب يحتوي على 1 مل من كاشف برادفورد، تم إضافة كل مستخلص معالج ومزجه جيدًا. ثم تم قياس الامتصاص عند 595 نانومتر. باستخدام منحنى المعايرة لبروتين الألبومين البقري (BSA) كمعيار، تم تحديد تركيز البروتين في العينة.

النشاط السمي للخلايا

القدرة السامة للخلايا لجزيئات السيلينيوم النانوية التي تم تصنيعها حيوياً و تم تقييم -نانوكوجييت باستخدام خلايا HepG2 (خط خلايا سرطان الكبد)، Caki-1 (HTB-46) (خط خلايا سرطان الكلى)، و WI-38 (خطوط خلايا الألياف الرئوية). تم استخدام اختبار الألوان 3-(4،5-ثنائي ميثيل الثيازول-2-يل)-2،5-ثنائي الفينيل تيترازوليوم بروميد (MTT) لتقييم حيوية خطوط الخلايا [71]. يعتمد على تغيير اللون الأصفر لمحلول MTT إلى بلورات فورمازان زرقاء غير قابلة للذوبان بواسطة السكسينات ديهيدروجيناز الميتوكوندريا. وقد تم إثبات أن عدد الخلايا الحية يتناسب طرديًا مع تقليل لون MTT للفورمازان الأزرق المناسب [72].
تم زراعة خطوط الخلايا في وسط RPMI-1640 مع مصل الجنين البقري. ثم، من الستربتوميسين و تم إضافة البنسلين. تم تلقيح خطوط الخلايا في لوحة 96 بئرًا مع خلايا لكل بئر. تم حضانة الأطباق الملقحة لمدة 48 ساعة مع في . بعد الحضانة، تم معالجة الخلايا بتركيزات مختلفة من الجسيمات النانوية المختبرة وتمت الحضانة لمدة 24 ساعة أخرى. محلول MTT ( ثم تمت الإضافة. تم إذابة الفورمازان الأزرق الناتج عن طريق إضافة من DMSO إلى كل بئر. تم قياس الامتصاص عند 570 نانومتر، وتم إجراء التحليل اللوني
كان متاحًا من قبل EXL 800، الولايات المتحدة الأمريكية. تم تقديم البيانات كمتوسط الانحراف المعياري لثلاث تجارب مستقلة.
تم حساب نسبة التثبيط كما يلي:
أين، قيمة الامتصاص للجزيئات النانوية المختبرة، قيمة الامتصاص للعينة الفارغة، و قيمة الامتصاص للسيطرة السلبية (الخلايا غير المعالجة).
تم إعداد التحكم السلبي عن طريق إضافة خلايا غير معالجة إلى محلول MTT ومحلول الذوبان، بينما تم الحصول على العينة الفارغة عن طريق خلط وسط خالٍ من الخلايا مع محلول الذوبان ومحلول MTT.

التحليل الإحصائي

تم استخدام برنامج SPSS V-20 لحساب ومقارنة المتوسطات والانحرافات المعيارية (SDs) لجميع التجارب، التي تم تنفيذها جميعًا ثلاث مرات. تم استخدام تحليل التباين الأحادي (ANOVA) لتحديد دلالة الفروق عند . الـ تم الحصول على القيم من تحليل الانحدار غير الخطي من نوع سيغمويد الذي تم معالجته عبر GraphPad 8.2.4 برنامج.

النتائج

تخليق الجسيمات النانوية السيلينيوم وتحليل الطيف المرئي فوق البنفسجي

في الدراسة الحالية، تم فحص ثمانية سلالات من الأكتينوميسيتات البحرية، المرمزة كـ LG وMAR و35 وSBS1 و84 و49 و566 وMG1، لقدرتها على تصنيع نانو جزيئات السيلينيوم خارج الخلية. بعد تمت الإضافة، وكان هناك بعض السائل العلوي الذي تغير لونه من الأصفر الفاتح إلى البرتقالي الداكن خلال 48 ساعة من الحضانة، مما يوفر دليلًا أوليًا على تخليق جزيئات السيلينيوم النانوية (SeNPs) (الشكل 1a). كما لوحظ أن ألوان السائل العلوي البرتقالية اختلفت في شدتها. بناءً على تغيير اللون، تم اختيار عزل واحد من الأكتينوميسيت، الذي يحمل الرمز LG، كمرشح محتمل لإنتاج جزيئات السيلينيوم النانوية. للتأكيد الإضافي، تم إجراء تحليل طيف الأشعة فوق البنفسجية والمرئية. أظهر طيف الأشعة فوق البنفسجية والمرئية لجزيئات السيلينيوم النانوية التي تم تخليقها حيويًا قمة بلازمون قوية مميزة عند 300 نانومتر مقارنة بطيف السائل العلوي (LG) (الشكل 1b، c).

تحديد العزلة المحتملة

تم التعرف على العزلة البكتيرية من نوع LG مورفولوجياً باستخدام تصوير المجهر الإلكتروني النافذ. أظهرت الصورة المجهرية الإلكترونية وجود خيوط فطرية مرنة مستقيمة وجوية مع سلسلة من الأبواغ الحلزونية وسطح أملس للأبواغ (الشكل 2أ). تم تصنيف العزلة LG كعضو في جنس الستربتوميسيس. للتأكيد، تم إجراء تحديد جيني جزيئي.
الشكل 1 أ: المظهر البصري لثمانية مستخلصات من الأكتينوبكتيريا تحتوي على بعد 48 ساعة من الحضانة. طيف الامتصاص للأشعة فوق البنفسجية والمرئية نانو جزيئات السيلينيوم التي تم تخليقها حيوياً، و السائل العلوي (LG)
الشكل 2 تحديد ستربتوميس بارفولوس MAR4؛ أ شكل سلسلة الأبواغ في صورة مجهرية TEM و شجرة النشوء والتطور المبنية
تم تنفيذ ذلك. تم استخراج 16 S rRNA، وتسلسله، ومقارنته بالتسلسلات الموجودة بالفعل في GenBank. كشفت بيانات التسلسل أن العزلة LG تشارك التشابه مع Streptomyces parvulus. تم إيداع تسلسل النوكليوتيدات في GenBank تحت اسم Streptomyces parvulus MAR4 برقم الوصول OP684791. باستخدام برنامج MEGA-X، تم بناء شجرة تطورية بناءً على نتيجة الـ blast بالإضافة إلى الأجناس والأنواع المجاورة (الشكل 2b). وفقًا لـ
تحليل النشوء والتطور، العزلة LG وStreptomyces parvulus مرتبطة ارتباطًا وثيقًا من الناحية الجينية.

تحليل حيود الأشعة السينية

باستخدام تقنية حيود الأشعة السينية (XRD)، تم تحديد التركيب البلوري للجزيئات النانوية من السيلينيوم التي تم تصنيعها حيوياً، كما هو موضح في الشكل 3. قمم الحيود عند قيم من (100)، (101)، (110)، (102)، (111)، (201)، و (112) كانت مفهرسة بشكل مثالي إلى
الشكل 3 مخطط حيود الأشعة السينية لجزيئات السيلينيوم النانوية التي تم تصنيعها خارج الخلية بواسطة ستربتوميس بارفولوس MAR4
السيلينيوم البلوري. تم التحقق من الطبيعة البلورية لجزيئات السيلينيوم النانوية الحيوية (SeNPs) من خلال رقم ملف لجنة المعايير المشتركة لتشتت المسحوق (JCPDS) 06-0362.

تحليل FTIR

تم تحديد مجموعات الوظائف باستخدام مطيافية الأشعة تحت الحمراء بتحويل فورييه (FTIR) التي قدمت أيضًا معلومات حاسمة حول التفاعلات الكيميائية لمستخلص ستربتوميسيس بارفولوس MAR4 (المستخلص (LG))، نانو الجسيمات السيلينيوم الحيوية، NCh، نانو مركب Se/Ch. في طيف NCh، كانت هناك قمم مميزة عند ، و تمت ملاحظتها ونُسبت إلى تمدد اهتزاز التمدد انحناء تمديد، و اهتزاز الشد، على التوالي (الشكل 4أ، NCh).
المجموعات الوظيفية اللازمة لـ تم الكشف عن اختزال SeNPs من خلال طيف FTIR للمستخلص (LG) (الشكل 4a، المستخلص (LG)). تم العثور على قممه المميزة عند 3320، 2361، 1634، 1090، و التي كانت تت corresponded إلى و تمدد انحناء، و تمدد التمدد، والهالوألكانات.
الشكل 4أ، يوضح طيف FTIR للجزيئات النانوية السيلينيوم التي تم تصنيعها حيوياً. بعد التفاعل مع الجزيئات النانوية السيلينيوم، تم نقل العديد من القمم المميزة في طيف السائل الفائق (LG)، أو اختفت، أو تغيرت في الشدة، مما يدل على إنتاج الجزيئات النانوية السيلينيوم. بالإضافة إلى ذلك، ظهرت نطاقات جديدة عند 2580، 2850، و1000:1625. مؤكداً تشكيل روابط جديدة بين الجزيئات الحيوية في السائل الفائق (LG) وجزيئات السيلينيوم النانوية (SeNPs).
كانت هناك عدة قمم مميزة من كل عامل فردي (السائل الفائق (LG)، NCh، وSeNPs) في طيف FTIR لـ -نانوجزيء، مما يدل على تفاعلاتها القوية (الشكل 4أ، Se/Ch-نانوجزيء). علاوة على ذلك، العديد من القمم في تم دمج طيف الجزيئات النانوية، أو نقله، أو تغييره عن طيفها الأصلي.

تحليل TEM

تظهر الصور المجهرية TEM لـ SeNPs و Se/Ch-nanoconjugate في الشكل 5a و 5b. كشفت الصورة المجهرية لـ SeNPs عن شكلها الكروي، وتوزيعها المتجانس، وغياب التكتل (الشكل 5a). علاوة على ذلك، وُجد أن قطرها يتراوح بين 48.8 و 129 نانومتر بمتوسط حوالي 94.2 نانومتر. ومع ذلك، أظهرت الصورة المجهرية لـ Se/Ch-nanoconjugate شكلها شبه الكروي وتوزيعها الجيد؛ حيث تراوح قطرها بين 39.7 و 98.1 نانومتر بمتوسط 74.9 نانومتر (الشكل 5b).

تحليلات SEM و EDX

تم إجراء تحليلات SEM-EDX لجزيئات السيلينيوم النانوية (SeNPs) والجزيئات النانوية المرتبطة بالسيلينيوم/الكيتوزان (Se/Ch-nanoconjugate). أظهرت صورة المجهر الإلكتروني الماسح (SEM) لجزيئات السيلينيوم النانوية شكلها الصغير والكرروي بوضوح (الشكل 4ب). علاوة على ذلك، كشفت تحليلات EDX عن وجود قمم للسيلينيوم (50.41%)، والكالسيوم (2.34%)، والأكسجين (15.78%)، والكربون (31.29%)، والتي من المحتمل أن تكون ناتجة عن السائل الفائق (LG) (الشكل 4ج). وقد ثبت أن السيلينيوم هو العنصر السائد في العينة.
تظهر الصورة المجهرية SEM في الشكل 4d المركب النانوي Se/Ch الذي أكد شكله الكروي تقريبًا ومقياسه النانوي. SEM للمركب النانوي
الشكل 4 أ طيف FTIR للجسيمات النانوية المصنعة؛ نانو-كيتوزان (NCh)، السائل الفائق من ستربتوميس بارفولوس MAR4 (السائل الفائق (LG))، الجسيمات النانوية من السيلينيوم التي تم تصنيعها حيوياً بواسطة السائل الفائق لستربتوميس بارفولوس MAR4 (SeNPs)، وموحدها النانوي (Se/Ch-nanoconjugate). تحليلات SEM-EDX للجسيمات النانوية من السيلينيوم المصنعة حيوياً (ب وج، على التوالي) وموحد السيلينيوم/كيتوزان (د وه، على التوالي)
الشكل 5 صور مجهرية TEM لـ نانو جزيئات السيلينيوم الحيوية التركيب سي/تش-نانوجزيء
أظهرت المجهرية تجمعات أقل من تلك المعروضة في جزيئات السيلينيوم النانوية. وجود السيلينيوم ( تم تحديد العناصر الفوسفور (7.08%)، الكربون (32.54%)، الكبريت (1.90%)، والأكسجين (46.62%) من خلال مخطط EDX للنانوكونجوجيت المعطى (الشكل 4e). وبالتالي، كان هناك توافق بين نتائج TEM وSEM لكلتا العينتين.
الجدول 1 القطر الهيدروديناميكي، مؤشر التوزيع المتعدد (PDI)، وزيتا ( إمكانات الجسيمات النانوية من السيلينيوم الحيوي الاصطناعي وكونجوجيت السيلينيوم/الكيتوزان
NPs
الهيدروديناميكي المتوسط
القطر (نانومتر)
PDI (الجهد (ملي فولت
جزيئات السيلينيوم النانوية 196,2 0.252 ٣٧.٠٨
سي/تش-نانو-
تصريف
٤٧٦.٦ 0.264 ٥٥.٩١

قطر هيدرو ديناميكي وزيتا ( ) إمكانيات

القطر الهيدروديناميكي، PDI، و تم توضيح إمكانيات SeNPs وSe/Ch-nanoconjugate في الجدول 1. وُجد أن متوسط القطر الهيدروديناميكي لـ SeNPs هو بينما كان متوسط القطر الهيدروديناميكي لمركب Se/Ch-nanoconjugate أكبر )، مما يدل على نجاح الاقتران والتكامل.
يتم تقدير تجانس المحلول بواسطة مؤشر التوزيع المتعدد (PDI). تتراوح قيمة PDI من 0 إلى 1، حيث يمثل 0 محلولًا مثاليًا يحتوي على جزيئات متساوية الحجم، ويمثل 1 محلولًا متنوعًا للغاية يحتوي على جزيئات بأحجام مختلفة. تعتبر القيم التي تقل عن 0.5 أحادية التوزيع، بينما تعتبر القيم التي تزيد عن 0.7 متعددة التوزيع بشكل كبير [73]. أظهرت جزيئات نانو السيلينيوم (SeNPs) والجزيئات النانوية المرتبطة بالسيلينيوم/الكيتوزان (Se/Ch-nanoconjugate) قيم PDI أقل من 0.5 (0.252 و0.264 على التوالي)، مما يشير إلى أنها كانت أحادية التوزيع، مستقرة، ومتساوية الحجم في المحلول.
من خلال قياس إمكانات المحلول الغروي، الجهد الكهربائي المحيط بالجسيم، تم تقييم الاستقرار. يُعتبر المحلول مستقرًا إذا كان الإمكانات أكبر من ، وأقل من هذه القيمة، يعتبر غير مستقر وأكثر عرضة للتكتل. الـ تم العثور على جهد SeNPs المحتمل ليكون 37.08 مللي فولت، وهو مستقر، بينما تمثل Se/Ch-نانوجزيء. كان الإمكان 55.91، وهو ما يعتبر أكثر استقرارًا بكثير.

النشاط المضاد للميكروبات

تم تقييم الجسيمات النانوية التي تم تخليقها حيوياً (SeNPs) وNCh وSe/Ch-nanoconjugate لنشاطها المضاد للبكتيريا والفطريات ضد مسببات الأمراض الميكروبية المختلفة (إشريكية قولونية، بروتيوس فulgaris، سالمونيلا التيفية، مكورات عنقودية ذهبية، فطر Aspergillus flavus، فطر Aspergillus niger، Rhizoctonia sp.، وCandida albicans). أظهرت النتائج التي تم الحصول عليها أن الجسيمات النانوية التي تم تخليقها لديها
نطاق واسع من النشاط المضاد للميكروبات ضد كل من السلالات البكتيرية والفطرية (الشكل 6). أظهر مركب Se/Ch-النانو أعلى فعالية وقدم نشاطًا مضادًا للميكروبات متفوقًا ضد معظم مسببات الأمراض الميكروبية المختبرة. أظهر مركب Se/Ch-النانو تأثيرًا مضادًا للبكتيريا أقوى من تأثيره المضاد للفطريات.
أظهر النانوكونجوجيت نشاطًا مضادًا للميكروبات قويًا ضد S. typhi و P. vulgaris و E. coli و S. aureus و A. flavus و Rhizoctonia sp.; سجلت P. vulgaris أعلى حساسية، ولكن على العكس، أظهرت أقل حساسية تجاه كل من NCh و SeNPs. ومع ذلك، كانت C. albicans الأكثر مقاومة ضد جميع العوامل المختبرة. أظهرت SeNPs و NCh نشاطًا مضادًا للميكروبات معتدلًا إلى قوي، لكن SeNPs كانت أكثر قوة. نتيجة لذلك، يمكن اعتبار ترتيب العوامل المختبرة وفقًا لنشاطها المضاد للميكروبات كما يلي: NCh<SeNPs< Se/Ch-nanoconjugate.

تأثير الجسيمات النانوية المصنعة على نشاط إنزيمات الأيض للميكروبات الممرضة المختبرة

أظهرت الجسيمات النانوية المخلقة حيوياً (SeNPs) وNCh وSe/Ch-nanoconjugate تأثيرات مثبطة متنوعة ضد أربعة إنزيمات رئيسية في الأيض (PGI وPDH وG6PDH وNR) من مسببات الأمراض الميكروبية المختبرة، وكان Se/Ch-nanoconjugate هو الأكثر تثبيطاً (الجداول 2 و3 و4 و5). تم تثبيط الإنزيمات الأربعة المختبرة في A. flavus وRhizoctonia sp. وE. coli وP. vulgaris وS. typhi وS. aureus بشكل كبير بواسطة الجسيمات النانوية، باستثناء تلك الموجودة في Candida albicans التي أظهرت مقاومة عالية تجاه جميع الجسيمات النانوية المختبرة. من ناحية أخرى، تم تثبيط الإنزيمات المختبرة بشكل معتدل إلى قوي بواسطة SeNPs وNCh؛ ومع ذلك، أظهر NCh تأثيراً مثبطاً أقل من SeNPs. من الواضح أن ترتيب الجسيمات النانوية المخلقة وفقاً لتأثيراتها المثبطة ضد الإنزيمات المختبرة يمكن أن
الشكل 6 النشاط المضاد للميكروبات للجزيئات النانوية المصنعة ضد مجموعة واسعة من مسببات الأمراض الميكروبية
الجدول 2 تأثير الجسيمات النانوية المصنعة على نشاط فوسفوغلوكوز إيزوميراز (PGI) في مجموعة واسعة من مسببات الأمراض الميكروبية
NPs المختبرة % تثبيط PGI
E. coli ب. فالجريس س. التيفية المكورات العنقودية الذهبية أ. فلافوس أ. نيجر رايزوكطونيا المبيضات البيضاء
NCh
جزيئات السيلينيوم النانوية
مركب نانو سيلينيوم/كربون
الجدول 3 تأثير الجسيمات النانوية المصنعة على نشاط إنزيم البيروفات ديهيدروجيناز (PDH) في مجموعة واسعة من مسببات الأمراض الميكروبية
NPs المختبرة % تثبيط PDH
E. coli ب. فالجريس س. التيفي المكورات العنقودية الذهبية أ. فلافوس أ. نيجر رايزوكطونيا المبيضات البيضاء
NCh
جزيئات السيلينيوم النانوية
مركب نانو سيلينيوم/كربون
الجدول 4 تأثير الجسيمات النانوية المصنعة على نشاط إنزيم جلوكوز 6-فوسفات ديهيدروجيناز (G6PDH) في مجموعة واسعة من مسببات الأمراض الميكروبية
NPs المختبرة % تثبيط G6PDH
E. كولاي ب. فulgariس س. التيفي المكورات العنقودية الذهبية أ. فلافوس أ. نيجر رايزوكطونيا المبيضات البيض
NCh
جزيئات السيلينيوم النانوية
مركب النانو Se/Ch
الجدول 5 تأثير الجسيمات النانوية المصنعة على نشاط نترات ريدكتاز (NR) في مجموعة واسعة من مسببات الأمراض الميكروبية
NPs المختبرة % تثبيط NR
E. coli ب. فulgariس س. التيفي المكورات العنقودية الذهبية أ. فلافوس أ. نيجر رايزوكطونيا المبيضات البيض
NCh
جزيئات السيلينيوم النانوية
مركب نانو سيلينيوم/كربون
يعتبر كما يلي: NCh < SeNPs < Se/Ch-nanoconjugate. لذلك، هناك توافق مع البيانات التي تم الحصول عليها من اختبار المضادات الحيوية.

النشاط السمي للخلايا

في هذه الدراسة، استخدمنا اختبار MTT اللوني في المختبر لتحديد القدرة السامة للخلايا لجزيئات السيلينيوم النانوية التي تم تصنيعها حيوياً وجزيئات السيلينيوم/الكيتين. تم تقييم النشاط السام للخلايا ضد خطوط خلايا الورم HepG2 وCaki-1 (HTB-46) وخطوط خلايا WI-38 الطبيعية (الجدول 6، الشكل 7). بدقة، كما هو موضح في الجدول 6، أظهرت جزيئات السيلينيوم النانوية سمية خلوية كبيرة ضد HepG2 ( سمية معتدلة ضد Caki-1 (HTB-46) ( ) وانخفاض السمية الخلوية ضد WI-38 ( ). ومع ذلك، فإن
الجدول 6 التأثيرات السامة للخلايا لجزيئات السيلينيوم النانوية التي تم تصنيعها حيوياً بواسطة مستخلص ستربتوميس بارفولوس MAR4 وجزيئات السيلينيوم/الكيتوزان النانوية ضد خطوط خلايا HePG-2 وCaki-1 (HTB-46)
NPs المختبرة هي بي جي – 2 السُمية الخلوية في المختبر
IC
HTB-46 WI-38
جزيئات السيلينيوم النانوية 13.04 21.35 85.69
مركب نانو سيلينيوم/كربون 11.82 7.83 153.3
: 1-5 (قوي جداً)؛ 6-15 (قوي)؛ 16-50 (معتدل)؛ 51-100 (ضعيف)؛ و > 100 (غير سمي للخلايا). الاختصارات: HepG2: خط خلايا سرطان الكبد؛ Caki-1 (HTB-46): خط خلايا سرطان الكلى؛ WI-38: خطوط خلايا ليفية رئوية
شكل. من الجسيمات النانوية المصنعة؛ من الجسيمات النانوية الحيوية التي تم تصنيعها بواسطة مستخلص ستربتوميس بارفولوس MAR4 ضد بقاء الخلايا لخط خلايا HepG2 (خط خلايا سرطان الكبد)، Caki-1 (HTB-46) (خط خلايا سرطان الكلى)، و WI-38 (خطوط خلايا الأنسجة الرئوية) (أ، ب، وج، على التوالي). IC من مركب Se/Ch-nanoconjugate ضد نفس ثلاثة خطوط الخلايا ( ، و على التوالي). كل قيمة تمثل المتوسط الانحراف المعياري لثلاث تجارب مستقلة
أظهر المركب النانوي Ch- سمية خلوية كبيرة ضد خلايا HepG2 و Caki-1 (HTB-46) مع IC المقابل قيم 11.82 و “، على التوالي. ومع ذلك، أظهرت سمية خلوية منخفضة جداً على WI-38 مع من ، مما يدل على سلامته وانتقائيته. وبالتالي، تم إثبات أن مركب Se/Ch-nanoconjugate يتمتع بنشاط مضاد للسرطان فعال ومتفوق.

نقاش

تعتبر الأكتينوميسيتات من المنتجين الجيدين للجزيئات النشطة التي تعمل كعامل مختزل ومستقر في تخليق الجسيمات النانوية. وبناءً عليه، تم فحص ثمانية أكتينوميسيتات معزولة لتخليق الجسيمات النانوية السيلينيوم خارج الخلايا. تغير لون بعض السائل الفائق من الأصفر الفاتح إلى البرتقالي الداكن كأول مؤشر على تخليق الجسيمات النانوية السيلينيوم. علاوة على ذلك، اختلفت شدة ألوان البرتقالي في السوائل الفائقة، مما يعكس أن كل أكتينوميسيت أنتج حجمًا فريدًا خاصًا به من الجسيمات النانوية السيلينيوم. كانت وجود الرنين البلازمي السطحي في الجسيمات النانوية السيلينيوم التي تم تخليقها حيويًا مسؤولة عن اللون البرتقالي الداكن المميز لمخاليط التفاعل. أظهر مقارنة الطيف فوق البنفسجي-المرئي بين السائل الفائق (LG) وطيف الجسيمات النانوية السيلينيوم التي تم تخليقها حيويًا بوضوح تكوين الجسيمات النانوية. طيف فوق البنفسجي-المرئي.
أظهرت الجسيمات النانوية من السيلينيوم التي تم تخليقها حيوياً قمة امتصاص حادة عند 300 نانومتر، وهو ما يتماشى مع الدراسات السابقة للجسيمات النانوية من السيلينيوم التي تم تخليقها بواسطة البكتيريا. وعلى العكس، أظهرت الأطياف فوق البنفسجية-المرئية للجسيمات النانوية من السيلينيوم التي تم تخليقها خارج الخلية بواسطة بكتيريا الزائفة الزنجارية وبكتيريا العصوية الشديدة اختلافاً في قمم الامتصاص عند 520 نانومتر و590 نانومتر، على التوالي. وبالتالي، تختلف الأطياف فوق البنفسجية-المرئية للجسيمات النانوية من السيلينيوم التي تم تخليقها حيوياً اعتماداً على هيكلها الذري.
حدد ملف XRD للجزيئات النانوية من السيلينيوم التي تم تصنيعها حيوياً الهياكل البلورية للجزيئات النانوية من السيلينيوم [80-82]. الهياكل غير المتبلورة، التي لا تحتوي على قمم حيود، قد تكون مرتبطة بتكوين جزيئات نانوية من السيلينيوم غير المتبلورة والمونوسكلية [82، 83]. أوضح تضييق القمم أن الجزيئات كانت كروية الشكل [54].
تم الكشف عن الروابط والمجموعات الأكثر فعالية في الجسيمات النانوية المصنعة باستخدام تحليل FTIR. بالنسبة لطيف NCh، تم ملاحظة الأشرطة المميزة الرئيسية للكيتوزان الطبيعي [84-86]. كانت الأشرطة الأكثر وضوحًا في الشكل 4a، NCh خاصة بالروابط البيوكيميائية لـ NCh في الدراسات السابقة [87، 88]. بالإضافة إلى ذلك، تمدد عند أشار إلى تخليق NCh اللاحق بعد تفاعل TPP [57].
أكد طيف FTIR للمستخلص العلوي (LG) وجود الجزيئات الحيوية المسؤولة عن تقليل
وتخليق SeNPs اللاحق (الشكل 4a، السائل العلوي (LG)). تم توضيح الإنزيمات المعتمدة على NADH و/أو البروتينات المحتوية على الكبريت، التي تتمتع بخصائص اختزال ممتازة وتعمل كعوامل مساعدة في اختزال أيونات السيلينيد، من خلال اهتزاز OH وNH عند تم الإشارة إلى وجود البروتينات بواسطة و تمدد عند [36]. بالإضافة إلى ذلك، تم إثبات تمدد الكربونيل البروتيني من خلال الأطياف بين و [79]. بعد ذلك، يمكن أن تعمل بروتينات السائل العلوي (LG) كعوامل تقليل أو تغليف رئيسية في تخليق نانو جزيئات السيلينيوم (SeNPs) [90].
تم الكشف عن التخليق الحيوي لجزيئات نانو السيلينيوم (SeNPs) وتكوين روابط جديدة مع جزيئات البيومولكولات في السائل الفائق (LG) من خلال طيف FTIR لجزيئات نانو السيلينيوم (شكل 4أ، SeNPs). النطاق العريض القوي عند في طيف السائل الفائق (LG) أصبح ضعيفًا جدًا في طيف SeNPs، مما يدل على تقليل أيونات السيلينيد التي تنتج SeNPs [45]. تم إثبات البروتينات الموجودة في السائل الفائق (LG) والمشاركة في إنتاج SeNPs من خلال انتقال الشريط من إلى وتغير في الشدة. علاوة على ذلك، تم الكشف عن العديد من الأشرطة الجديدة الملحوظة عند 2580 و2850 وحولها أظهرت وجود تفاعلات جديدة قوية بين الجزيئات الحيوية في السائل الفائق (LG) وجزيئات نانو السيلينيوم (SeNPs) [57، 91].
كشف طيف FTIR لكونجوجيت Se/Ch-nano عن قمم متطابقة من كل عامل فردي (الشكل 4a، Se/Ch-nanoconjugate). ومع ذلك، تم نقل قمم أخرى أو دمجها أو تغييرها عن أصولها. لذلك، يمكن أن تُظهر التفاعلات الكيميائية والفيزيائية خلال تكوين NCh مع SeNPs بوضوح من خلال المقارنة الطيفية [92].
تم فحص الميزات الهيكلية لجزيئات السيلينيوم النانوية (SeNPs) وجزيئات السيلينيوم/الكيتوزان (Se/Ch-nanoconjugate) من خلال تحليل المجهر الإلكتروني النافذ (TEM). بالنسبة لجزيئات السيلينيوم النانوية، أكد الميكروغرافي TEM توزيعها الجيد وشكلها الكروي بمتوسط قطر يبلغ 94.2 نانومتر (الشكل 5أ). في الدراسات الحديثة، وُجد أن أقطار جزيئات السيلينيوم النانوية الحيوية تتراوح بين 45 إلى 250 نانومتر [55، 93، 94]. ومع ذلك، كان لجزيء السيلينيوم/الكيتوزان شكل شبه كروي بمتوسط قطر يبلغ 74.9 نانومتر (الشكل 5ب)، مما يشير إلى قدرة الكيتوزان على العمل كعامل تغليف [95].
تم إجراء تحليلات SEM-EDX لنانوجزيئات السيلينيوم -النانوكونجوجيت لمزيد من التحقيق في شكلها ومحتواها العنصري. أظهرت تحليلات SEM-EDX لجزيئات السيلينيوم النانوية شكلها الكروي ووجود عنصر السيلينيوم (الشكل 4ب، ج)، وهو ما يتوافق مع جزيئات السيلينيوم النانوية التي تم تخليقها حيوياً بواسطة Trichoderma atroviride وMariannaea sp. وSynechococcus leopoliensis وAnabaena sp. PCC 7120 [93، 94، 96، 97]. ومع ذلك، أظهر النانوكونجوجيت Se/Ch تكتلاً أقل في صور SEM، مما يشير إلى التجمع والتوزيع الجيد لجزيئات السيلينيوم النانوية في المصفوفة البوليمرية (الشكل 4د). وجود الفوسفور في
أكد مخطط EDX للنانوكونجوجيت (الشكل 4e) تشكيل NCh من خلال الربط المتقاطع مع TPP [98، 99].
تظهر توزيعات الحجم لكل من TEM وDLS عدم اتساق واضح. يمكن تفسير ذلك بما يلي: القطر الهيدروديناميكي، الذي تم قياسه بواسطة DLS، يمثل حجم كرة افتراضية تنتشر بنفس معدل الجسيمات التي يتم فحصها، بينما القطر الذي تم قياسه عبر TEM يوفر الحجم الفعلي للجسيم. وفقًا لتقريب رايلي، فإن شدة التشتت تتناسب مع (قطر الجسيمات). وبالتالي، يمكن أن يخفي الضوء المتناثر من أكبر الجسيمات الضوء المتناثر من أصغرها. على سبيل المثال، اعتبر جسيمين، أحدهما له قطر أكبر بعشر مرات من الآخر. وفقًا لـ عامل، ستتشتت الجسيمات الأكبر المزيد من الضوء من الأصغر [100]. بالإضافة إلى ذلك، أظهرت الجسيمات النانوية المخلقة حيوياً SeNPs والجسيمات النانوية المترابطة Se/Ch نتائج عالية القدرة، مما يعكس استقرارها العالي وتشتتها الناتج عن التنافر الكهروستاتيكي بين الجسيمات [11، 101]. أظهر النانوكونجوجيت قدرة أعلى الإمكانات، مما يدل على فعالية NCh في تغليف SeNPs بدلاً من التفاعل البيوكيميائي معها [102].
أظهر طيف FTIR لـ NCh وتحليلات TEM وSEM وDLS أن NCT تم إنجازه بنجاح من خلال التجلط الأيوني مع الربط المتقاطع بواسطة TPP. هذه الطريقة تولد ربطًا أيونيًا عكسيًا بدلاً من الربط الكيميائي من خلال التفاعلات الكهروستاتيكية بين البوليمر ومجمد الأيونات، مما يضمن تقليل الآثار السمية على الجسيمات النانوية المنتجة. وقد أظهر NCh المنتج بهذه الطريقة خصائص ممتازة بسبب تطبيقاته كعامل حيوي أو حاملة نانوية للمركبات الحيوية.
تتميز الجسيمات النانوية (NPs) بأنها نهج واعد بشكل استثنائي في مكافحة مسببات الأمراض المقاومة للأدوية المتعددة (MDR) [104]. هنا، أظهرت الجسيمات النانوية المُصنَّعة نشاطًا مضادًا للميكروبات قويًا ضد معظم مسببات الأمراض الميكروبية المختبرة؛ كان مركب Se/Ch-nanoconjugate هو الأكثر قوة، وكان ذلك مرتبطًا بعجز مسببات الأمراض الميكروبية عن تطوير مقاومة تجاه مركبات مضادة للميكروبات متعددة مع أنماط عمل متنوعة [105، 106]. تم التحقيق بشكل أكبر في النشاط المضاد للميكروبات القوي للجسيمات النانوية المُصنَّعة من خلال تأثيرها المثبط ضد الإنزيمات الأيضية الأربعة المختبرة. وقد ثبت أن مركب Se/Ch-nanoconjugate هو الأكثر تثبيطًا. يمكن أن تتداخل مع هذه الإنزيمات، وتعيق العمليات الخلوية الأساسية، وفي النهاية تؤدي إلى تثبيط نمو وتكاثر الميكروبات. لذلك، يبدو أن أحد آليات العمل المضادة للميكروبات للجسيمات النانوية المُصنَّعة هو تثبيط الإنزيمات الأيضية الرئيسية. كانت مقاومة C. albicans متوافقة مع النتائج التي تم الحصول عليها بواسطة
هاشم وسالم [107] وكريموني وآخرون [108]. كما تم الإبلاغ عن أن جزيئات السيلينيوم النانوية كانت لها نشاط مضاد للفطريات أكبر ضد الفطريات الخيطية مقارنة بالفطريات وحيدة الخلية [107].
أظهرت الجسيمات النانوية السيلينيوم الحيوية الاصطناع نشاطًا مضادًا للميكروبات متفوقًا عند مقارنتها بنظيراتها الكيميائية [108]. في دراسات سابقة، تم إثبات أن الجسيمات النانوية السيلينيوم الحيوية الاصطناع تظهر نشاطًا مضادًا للميكروبات قويًا ضد مجموعة متنوعة من مسببات الأمراض الميكروبية [33، 97، 109، 110]. تم اقتراح أربعة آليات محتملة من قبل هوانغ وآخرين [111]: (1) الغزو الأيضي من خلال تعطيل مستويات الأدينوسين ثلاثي الفوسفات (ATP) داخل الخلايا، (2) إزالة الاستقطاب، (3) تغير قيم الأنواع التفاعلية للأكسجين (ROS) داخل الخلايا، و(4) اضطراب الأغشية البيولوجية. بالإضافة إلى ذلك، تم إثبات أن الجسيمات النانوية السيلينيوم لها تأثير مثبط قوي على -أميلاز -غلوكوزيداز، غالاكتوزيداز، وبروتياز [112، 113]. وبالتالي، قد يتضمن آلية تأثير نانو جزيئات السيلينيوم المضادة للميكروبات تدهور بنية الحمض النووي وتعطيل وظيفة الإنزيمات، نتيجة لتوليد الجذور الحرة من الهيدروكسيل [114].
تم الإبلاغ عن الفعالية المضادة للبكتيريا لـ NCh ضد مجموعة متنوعة من مسببات الأمراض الميكروبية، وتم توثيق عدة آليات مفترضة [115-117]. يُعتبر التفاعل الكهروستاتيكي بين مجموعة الأمين الموجبة الشحنة لـ NCT والأغشية الخلوية الميكروبية السالبة الشحنة واحدًا من الآليات الرئيسية المضادة للميكروبات، والتي تسبب تلف الخلايا من خلال تسرب البروتينات ومكونات خلوية أخرى [118، 119]. قد يعمل NCh أيضًا كعامل خالب، حيث يرتبط بالمعادن النادرة ويولد سمومًا تعيق نمو الميكروبات [120]. بالإضافة إلى ذلك، يمكن لـ NCT حمل والتحكم في إطلاق العوامل الحيوية النشطة [121].
نتيجة لذلك، يمكن لـ NCh بسهولة اختراق مسام غشاء الخلية الميكروبية حاملاً الجسيمات النانوية SeNPs التي تم تصنيعها حيوياً وإطلاقها هناك. وبناءً عليه، فإن النانوكونجوجيت له تأثيرات مباشرة على الخلايا؛ يمكن أن يتداخل مع تخليق ATP، ويؤثر على انقسام الخلايا، ويسبب تحلل الخلايا. علاوة على ذلك، فإن الشحنة الإيجابية الكبيرة لجسيمات Se/Ch-nanoconjugate يمكن أن تتفاعل كهربائياً مع الأغشية الخلوية السالبة الشحنة مما يسبب تلف الخلايا. وبالتالي، تم إثبات أن جسيمات Se/Ch-nanoconjugate هي أقوى عامل مضاد للميكروبات.
مؤخراً، حظيت الجسيمات النانوية من السيلينيوم التي تم تصنيعها حيوياً (SeNPs) بالكثير من الاهتمام كعامل محتمل لمكافحة السرطان بسبب نشاطها البيولوجي الملحوظ، وتوافقها الحيوي، وانخفاض سمّيتها. علاوة على ذلك، تم الإبلاغ عن عدم وجود آثار جانبية على الخلايا الطبيعية بينما تثبط بشكل محدد نمو الورم. في الدراسة الحالية، تم تحميل NCh لتحسين الخصائص البيولوجية للجسيمات النانوية من السيلينيوم التي تم تصنيعها حيوياً. أظهرت الجسيمات النانوية من السيلينيوم وSe/Ch-nanoconjugate نشاطاً مضاداً للسرطان متميزاً ضد خطوط خلايا الورم HepG2 وCaki-1 (HTB-46)؛ وكانت النانوكونجوجيت.
الأكثر قوة مع قيم 11.82 و مل ، على التوالي، مع سمية خلوية منخفضة جداً على الخلايا الطبيعية ( ).
تم إثبات أن جزيئات السيلينيوم النانوية (SeNPs) لها تأثير سمي محتمل ضد خطوط خلايا الورم المختلفة [13، 127-129]. أعلن هاشم وسالم [107] أن جزيئات السيلينيوم النانوية التي تم تصنيعها حيوياً أظهرت أنها تثبط خلايا HepG2 مع من مل. وفقًا لحسيني وآخرون [130]، تم تثبيط خطوط خلايا الورم الثلاثة؛ Caco2 وHepG2 وMcf-7، بواسطة نانو جزيئات السيلينيوم البيولوجية. قيم 151,393 و مل ، على التوالي. علاوة على ذلك، تم إثبات أن الجسيمات النانوية السيلينيوم التي تم تخليقها حيوياً بواسطة Streptomyces griseoruber لها تأثير سمي على خطوط خلايا HT-29 [55]. بعد ذلك، أظهرت دراستنا أن الجسيمات النانوية السيلينيوم المخلوطة والمركبة كانت أكثر فعالية كعوامل مضادة للسرطان مقارنةً بالآخرين.
تم اقتراح عدة آليات لمكافحة السرطان لجزيئات السيلينيوم النانوية (SeNPs) من قبل العديد من الدراسات، بما في ذلك خلل الميتوكوندريا، تحفيز الاستماتة من خلال تنشيط الكاسبيز أو البروتينات الاستماتية، تعطيل التوازن الخلوي، إيقاف دورة الخلية، الإنتاج المفرط للجذور الحرة، تفتت الحمض النووي، أو مجموعة من هذه العمليات. من ناحية أخرى، يمكن أن تؤثر جزيئات النانو الكربونية (NCh) مباشرة على خلايا الورم من خلال تحفيز الاستماتة، تقليل نمو الخلايا، أو تعطيل الأيض. بالإضافة إلى ذلك، يمكن للشحنة الإيجابية لجزيئات النانو الكربونية أن تعادل الشحنة السلبية على سطح خلايا الورم، مما يؤدي إلى امتصاص انتقائي. كما تم إثبات أن جزيئات النانو الكربونية تسبب موت خلايا سرطان الكبد (HCC) في المختبر من خلال تحفيز تعطيل الغشاء، تقليل الشحنة السطحية السلبية، تقليل جهد الغشاء الميتوكوندري، تحفيز أكسدة الدهون، إزعاج طبقة الأحماض الدهنية في الغشاء، والتسبب في تفتت الحمض النووي.
في -النانوكونجوجيت، زينت NCh شحنة سطح SeNPs مما جعلها أكثر إيجابية مما أدى إلى امتصاص خلوي انتقائي وزيادة قدرات اختراق غشاء الخلية وأنشطة تحفيز الموت الخلوي [136-138]. علاوة على ذلك، يمكن أن تظهر العوامل الحيوية المتعددة المجمعة أوضاع عمل متنوعة، تعمل بشكل متآزر لتحقيق تأثيراتها المضادة للسرطان. لذلك، أظهر النانوكونجوجيت تأثيرًا مضادًا للسرطان كبيرًا وقويًا مع سمية خلوية منخفضة جدًا على الخلايا الطبيعية.

الخاتمة

تم العثور على استخدام السائل الطافي من Streptomyces parvulus MAR4 في تخليق نانو جزيئات السيلينيوم (SeNPs) كاستراتيجية فعالة للغاية من حيث التكلفة وآمنة. أظهر التزاوج بين نانو جزيئات السيلينيوم التي تم تخليقها حيوياً وNCh نشاطًا مضادًا للميكروبات ومضادًا للسرطان ملحوظًا ضد معظم مسببات الأمراض الميكروبية المختبرة، وضد كلا خطي خلايا الورم المختارين دون التسبب في أي آثار جانبية على الخلايا الطبيعية. إن نشاطه المضاد للميكروبات والمضاد للسرطان
يمكن أن تُعزى الآليات إلى وجود عدة عوامل حيوية نشطة مجتمعة ذات طرق عمل متنوعة. كما أن الربط قلل من السمية وزاد من التوافق الحيوي والسلامة والنشاط البيولوجي لكل عامل فردي. علاوة على ذلك، يمكن أن يتفاعل الشحنة الإيجابية الكبيرة للنانوربط بشكل كهربائي مع أغشية الخلايا السالبة الشحنة، مما يؤدي إلى تلف الخلايا. بالإضافة إلى ذلك، تم إثبات أن تثبيط الإنزيمات الأيضية الرئيسية كان أحد آلياتها المضادة للميكروبات من خلال التداخل مع هذه الإنزيمات وتعطيل العمليات الأيضية، مما يسبب تثبيط نمو وتكاثر الميكروبات. بشكل عام، يمكن تطبيق نانو-الربط Se/Ch كعامل طبي واعد له خصائص مضادة للميكروبات ومضادة للسرطان. ومع ذلك، هناك حاجة إلى مزيد من الدراسات المتعمقة لتوضيح الآليات الدقيقة الكامنة وراء تأثيراته المضادة للميكروبات والمضادة للسرطان بشكل كامل.

الاختصارات

MDR مقاوم متعدد الأدوية
جزيئات السيلينيوم النانوية جزيئات السيلينيوم النانوية
تش كيتوزان
NCh نانوشيتوزان
PGI إيزوميراز الفوسفوغلوكوز
PDH ديهيدروجيناز البيروفات
G6PDH إنزيم جلوكوز-6-فوسفات ديهيدروجيناز
NR نترات ريدوكتاز
الشراكة عبر المحيط الهادئ ثلاثي فوسفات
تم ميكروسكوبية الإلكترون الناقل
SEM المجهر الإلكتروني الماسح
EDX أشعة إكس المشتتة للطاقة
FTIR طيف الأشعة تحت الحمراء بواسطة تحويل فورييه
CCG شبكات نحاسية مغطاة بالكربون
لب مرق ليسوجينيا
هيب جي 2 خط الخلايا السرطانية الكبدية
كاكي-1 خط الخلايا السرطانية للكلى
روس أنواع الأكسجين التفاعلية
FBS مصل الجنين البقري

شكر وتقدير

نود أن نشكر المركز القومي للبحوث، مصر، على البنية التحتية والمرافق في معهد بحوث التكنولوجيا الحيوية.

بيان توفر البيانات

تتوفر مجموعات البيانات المستخدمة و/أو التي تم تحليلها خلال الدراسة الحالية من المؤلف المراسل عند الطلب المعقول.

مساهمات المؤلفين

قام A.A.H. و M.G.H. و H.M.E. بتطوير الفكرة. وضع A.A.H. و M.G.H. و M.T.H. و H.M.E. خطة المنهجية. قام A.A.H. و M.T.H. بتشغيل البرمجيات. قام A.A.H. و M.G.H. بالتحقق. كان M.G.H. و M.T.H. و D.M.B. و H.M.E. و A.A.H. مسؤولين عن التحليل الرسمي والتحقيق. قدم A.A.H. و H.M.E. الموارد. كتب M.T.H. و A.A.H. و M.G.H. و H.M.E. المخطوطة. أشرف A.A.H. و M.G.H. و D.M.B. على العمل العملي. قرأ جميع المؤلفين ووافقوا على النسخة المنشورة من المخطوطة.

تمويل

تم توفير تمويل الوصول المفتوح من قبل هيئة تمويل العلوم والتكنولوجيا والابتكار (STDF) بالتعاون مع البنك المصري للمعرفة (EKB). لم تتلقَ هذه البحث أي منحة محددة من أي وكالة تمويل في القطاعات العامة أو التجارية أو غير الربحية.

الإعلانات

غير قابل للتطبيق.
غير قابل للتطبيق.

المصالح المتنافسة

يعلن المؤلفون عدم وجود مصالح متنافسة.

تفاصيل المؤلف

قسم علم النبات والميكروبيولوجيا، كلية العلوم، جامعة بنها، صندوق بريد 13511، بنها، القليوبية، مصر. قسم النبات، كلية العلوم، جامعة المنصورة، صندوق بريد 35516، المنصورة، الدقهلية، مصر. قسم الكيمياء الميكروبية، المركز القومي للبحوث، 33 شارع البحوث، صندوق بريد 12622، الجيزة، الدقي، مصر.
تاريخ الاستلام: 7 مايو 2023 تاريخ القبول: 22 ديسمبر 2023
نُشر على الإنترنت: 12 يناير 2024

References

  1. Pang T, Guindon GE. Globalization and risks to health: as borders disappear, people and goods are increasingly free to move, creating new challenges to global health. These cannot be met by national governments alone but must be dealt with instead by international organizations and agreements. EMBO Rep. 2004;5(S1):S11-6.
  2. Sroor FM, Othman AM, Aboelenin MM, Mahrous KF. Anticancer and antimicrobial activities of new thiazolyl-urea deriv-atives: gene expression, DNA damage, DNA fragmentation and SAR studies. Med Chem Res. 2022;31(3):400-15.
  3. Ventola CL. The antibiotic resistance crisis: part 1: causes and threats. Pharm Therapeut. 2015;40(4):277.
  4. Housman G, Byler S, Heerboth S, Lapinska K, Longacre M, Snyder N, et al. Drug resistance in cancer: an overview. Cancers. 2014;6(3):1769-92.
  5. Garcia-Oliveira P, Otero P, Pereira AG, Chamorro F, Carpena M, Echave J, et al. Status and challenges of plant-anticancer compounds in cancer treatment. Pharmaceuticals. 2021;14(2):157.
  6. Sharma VP, Sharma U, Chattopadhyay M, Shukla VN. Advance applications of nanomaterials: a review. Mater Today: Proc. 2018;5(2):6376-80.
  7. Kumar A, Choudhary A, Kaur H, Mehta S, Husen A. Metal-based nanoparticles, sensors, and their multifaceted application in food packaging. Nanobiotechnology. 2021;19(1):256.
  8. Salem SS, Fouda A. Green synthesis of metallic nanoparticles and their prospective biotechnological applications: an overview. Biol Trace Elem Res. 2021;199:344-70.
  9. Baptista PV, McCusker MP, Carvalho A, Ferreira DA, Mohan NM, Martins M, et al. Nano-strategies to fight multidrug resistant bacteria-“a Battle of the titans”. Front Microbiol. 2018;9:1441.
  10. Marinescu L, Ficai D, Oprea O, Marin A, Ficai A, Andronescu E, et al. Optimized synthesis approaches of metal nanoparticles with antimicrobial applications. Nanomaterials. 2020;2020:1-14.
  11. EISaied BE, Diab AM, Tayel AA, Alghuthaymi MA, Moussa SH. Potent antibacterial action of phycosynthesized selenium nanoparticles using Spirulina platensis extract. Green Process Synthesis. 2021;10(1):49-60.
  12. Khanna P, Kaur A, Goyal D. Algae-based metallic nanoparticles: synthesis, characterization and applications. Microbiol Methods. 2019;163:105656.
  13. Bisht N, Phalswal P, Khanna PK. Selenium nanoparticles: a review on synthesis and biomedical applications. Mater Adv. 2022;3(3):1415-31.
  14. Saratale RG, Karuppusamy I, Saratale GD, Pugazhendhi A, Kumar G, Park Y, et al. A comprehensive review on green nanomaterials using biological systems: recent perception and their future applications. Colloids Surf B: Biointerfaces. 2018;170:20-35.
  15. Fahimirad S, Ajalloueian F, Ghorbanpour M. Synthesis and therapeutic potential of silver nanomaterials derived from plant extracts. Ecotoxicol Environ Saf. 2019;168:260-78.
  16. Bahrulolum H, Nooraei S, Javanshir N, Tarrahimofrad H, Mirbagheri VS, Easton AJ, et al. Green synthesis of metal nanoparticles using microorganisms and their application in the agrifood sector. Nanobiotechnology. 2021;19(1):1-26.
  17. Składanowski M, Wypij M, Laskowski D, Golińska P, Dahm H, Rai M. Silver and gold nanoparticles synthesized from Streptomyces sp. isolated from acid forest soil with special reference to its antibacterial activity against pathogens. Cluster. Science. 2017;28:59-79.
  18. Gu H, Chen X, Chen F, Zhou X, Parsaee Z. Ultrasound-assisted biosynthesis of CuO-NPs using brown alga Cystoseira trinodis: characterization, photocatalytic AOP, DPPH scavenging and antibacterial investigations. Ultrason Sonochem. 2018;41:109-19.
  19. Fouda A, Hassan SED, Eid AM, El-Din EE. The interaction between plants and bacterial endophytes under salinity stress. Endophytes Second Metab. 2019:1-18.
  20. Zhang J, Wang H, Yan X, Zhang L. Comparison of short-term toxicity between Nano-se and selenite in mice. Life Sci. 2005;76(10):1099-109.
  21. Manivasagan , Oh J. Production of a novel fucoidanase for the green synthesis of gold nanoparticles by Streptomyces sp. and its cytotoxic effect on HeLa cells. Marine drugs. 2015;13(11):6818-37.
  22. Zhang J, Zhang SY, Xu JJ, Chen HY. A new method for the synthesis of selenium nanoparticles and the application to construction of 2 biosensor. Chin Chem Lett. 2004;15(11):1345-8.
  23. Romero I, de Francisco P, Gutiérrez JC, Martín-González A. Selenium cytotoxicity in Tetrahymena thermophila: new clues about its biological effects and cellular resistance mechanisms. Sci Total Environ. 2019;671:850-65.
  24. Gautam PK, Kumar S, Tomar MS, Singh RK, Acharya A, Ram B. Selenium nanoparticles induce suppressed function of tumor associated macrophages and inhibit Dalton’s lymphoma proliferation. Biochem Biophys Rep. 2017;12:172-84.
  25. Hashem AH, Selim TA, Alruhaili MH, Selim S, Alkhalifah DHM, AI Jaouni SK, et al. Unveiling antimicrobial and insecticidal activities of biosynthesized selenium nanoparticles using prickly pear peel waste. Function Biomater. 2022;13(3):112.
  26. Salem SS. A mini review on green nanotechnology and its development in biological effects. Arch Microbiol. 2023;205(4):128.
  27. Abu-Elghait M, Hasanin M, Hashem AH, Salem SS. Ecofriendly novel synthesis of tertiary composite based on cellulose and myco-synthesized selenium nanoparticles: characterization, antibiofilm and biocompatibility. Biol Macromol. 2021;175:294-303.
  28. Elakraa AA, Salem SS, El-Sayyad GS, Attia MS. Cefotaxime incorporated bimetallic silver-selenium nanoparticles: promising antimicrobial synergism, antibiofilm activity, and bacterial membrane leakage reaction mechanism. RSC Adv. 2022;12(41):26603-19.
  29. Salem SS. Bio-fabrication of selenium nanoparticles using Baker’s yeast extract and its antimicrobial efficacy on food borne pathogens. Appl Biochem Biotechnol. 2022;194(5):1898-910.
  30. Cruz LY, Wang D, Liu J. Biosynthesis of selenium nanoparticles, characterization and X-ray induced radiotherapy for the treatment of lung cancer with interstitial lung disease. Photochem Photobiol B Biol. 2019;191:123-7.
  31. Ferro C, Florindo HF, Santos HA. Selenium nanoparticles for biomedical applications: from development and characterization to therapeutics. Adv Healthcare Mater. 2021;10(16):2100598.
  32. Chaudhary S, Umar A, Mehta SK. Surface functionalized selenium nanoparticles for biomedical applications. Biomed Nanotechnol. 2014;10(10):3004-42.
  33. Martínez-Esquivias F, Guzmán-Flores JM, Pérez-Larios A, González Silva N, Becerra-Ruiz JS. A review of the antimicrobial activity of selenium nanoparticles. Nanosci Nanotechnol. 2021;21(11):5383-98.
  34. Rout SK. Physicochemical, functional and spectroscopic analysis of crawfish chitin and chitosan as affected by process modification. Louisiana State University and Agricultural & Mechanical College; 2001. p. 3042648.
  35. Lopez-Moya F, Suarez-Fernandez M, Lopez-Llorca LV. Molecular mechanisms of chitosan interactions with fungi and plants. Int J Molecular Sciences. 2019;20(2):332.
  36. Saeedi M, Vahidi O, Moghbeli M, Ahmadi S, Asadnia M, Akhavan O, et al. Customizing nano-chitosan for sustainable drug delivery. Control Release. 2022;350:175-92.
  37. Hashem AH, Shehabeldine AM, Ali OM, Salem SS. Synthesis of chitosanbased gold nanoparticles: antimicrobial and wound-healing activities. Polymers. 2022;14(11):2293.
  38. Shehabeldine AM, Salem SS, Ali OM, Abd-Elsalam KA, Elkady FM, Hashem AH. Multifunctional silver nanoparticles based on chitosan: antibacterial, antibiofilm, antifungal, antioxidant, and wound-healing activities. Fungi. 2022;8(6):612.
  39. Torzsas TL, Kendall CWC, Sugano M, Iwamoto Y, Rao AV. The influence of high and low molecular weight chitosan on colonic cell proliferation and aberrant crypt foci development in CF1 mice. Food Chem Toxicol. 1996;34(1):73-7.
  40. Maeda Y, Kimura Y. Antitumor effects of various low-molecular-weight chitosans are due to increased natural killer activity of intestinal intraepithelial lymphocytes in sarcoma 180-bearing mice. Nutrition. 2004;134(4):945-50.
  41. Rangrazi A, Bagheri H, Ghazvini K, Boruziniat A, Darroudi M. Synthesis and antibacterial activity of colloidal selenium nanoparticles in chitosan solution: a new antibacterial agent. Mater Res Express. 2020;6(12):1250h3.
  42. Sivanesan I, Gopal J, Muthu M, Shin J, Mari S, Oh J. Green synthesized chitosan/chitosan nanoforms/nanocomposites for drug delivery applications. Polymers. 2021;13(14):2256.
  43. Alalawy AI, El Rabey HA, Almutairi FM, Tayel AA, AI-Duais MA, Zidan NS, et al. Effectual anticancer potentiality of loaded bee venom onto fungal chitosan nanoparticles. Polymer Sci. 2020;2020 https://doi.org/10.1155/ 2020/2785304.
  44. Oladele IO, Omotosho TF, Adediran AA. Polymer-based composites: an indispensable material for present and future applications. Polymer Sci. 2020;2020:1-12.
  45. Alghuthaymi MA, Diab AM, Elzahy AF, Mazrou KE, Tayel AA, Moussa SH. Green biosynthesized selenium nanoparticles by cinnamon extract and their antimicrobial activity and application as edible coatings with nano-chitosan. Food Quality. 2021;2021:1-10.
  46. Chubukov V, Gerosa L, Kochanowski K, Sauer U. Coordination of microbial metabolism. Nat Rev Microbiol. 2014;12(5):327-40.
  47. Zhou Y, Yan K, Qin Q, Raimi OG, Du C, Wang B, et al. Phosphoglucose isomerase is important for aspergillus fumigatus cell wall biogenesis. Mbio. 2022;13(4):e01426-2.
  48. Yuan W, Du Y, Yu K, Xu S, Liu M, Wang S, et al. The production of pyruvate in biological technology: a critical review. Microorganisms. 2022;10(12):2454.
  49. Ortiz-Ramírez P, Hernández-Ochoa B, Ortega-Cuellar D, González-Valdez A, Martínez-Rosas V, Morales-Luna L, et al. Biochemical and kinetic characterization of the Glucose-6-phosphate dehydrogenase from helicobacter pylori strain 29CaP. Microorganisms., 1359. 2022;10(7)
  50. You Y, Chu S, Khalid M, Hayat K, Yang X, Zhang D, et al. A sustainable approach for removing nitrate: studying the nitrate transformation and metabolic potential under different carbon source by microorganism. Clean Prod. 2022;346:131169.
  51. Hamed AA, Abdel-Aziz MS, Fadel M, Ghali MF. Antimicrobial, antidermatophytic, and cytotoxic activities from Streptomyces sp. MER4 isolated from Egyptian local environment. Bull Natl Res Centre. 2018;42:1-10.
  52. Hamed AA, Eskander DM, Badawy MSEM. Isolation of secondary metabolites from marine Streptomyces sparsus ASD203 and evaluation its bioactivity. Egypt J Chem. 2022;65(3):539-47.
  53. Hamed AA, Kabary H, Khedr M, Emam AN. Antibiofilm, antimicrobial and cytotoxic activity of extracellular green-synthesized silver nanoparticles by two marine-derived actinomycete. RSC Adv. 2020;10(17):10361-7.
  54. Ramya , Shanmugasundaram , Balagurunathan R. Biomedical potential of actinobacterially synthesized selenium nanoparticles with special reference to anti-biofilm, anti-oxidant, wound healing, cytotoxic and anti-viral activities. T.race Elements Med Biol. 2015;32:30-9.
  55. Ranjitha VR, Ravishankar VR. Extracellular synthesis of selenium nanoparticles from an actinomycetes streptomyces griseoruber and
    evaluation of its cytotoxicity on HT-29 cell line. Pharmac Nanotechnol. 2018;6(1):61-8.
  56. Kumar S, Stecher G, Tamura K. MEGA7: molecular evolutionary genetics analysis version 7.0 for bigger datasets. Mol Biol Evol. 2016;33(7):1870-4.
  57. Salem MF, Abd-Elraoof WA, Tayel AA, Alzuaibr FM, Abonama OM. Antifungal application of biosynthesized selenium nanoparticles with pomegranate peels and nanochitosan as edible coatings for citrus green mold protection. Nanobiotechnology. 2022;20(1):182.
  58. Mostafa EM, Abdelgawad MA, Musa A, Alotaibi NH, Elkomy MH, Ghoneim MM, et al. Chitosan silver and gold nanoparticle formation using endophytic fungi as powerful antimicrobial and anti-biofilm potentialities. Antibiotics. 2022;11(5):668.
  59. Alhadrami HA, Orfali R, Hamed AA, Ghoneim MM, Hassan HM, Hassane ASI, et al. Flavonoid-coated gold nanoparticles as efficient antibiotics against gram-negative bacteria-evidence from in silico-supported in vitro studies. Antibiotics. 2021;2021:10.
  60. Abdel-Nasser M, Abdel-Maksoud G, Abdel-Aziz MS, Darwish SS, Hamed AA, Youssef AM. Evaluation of the efficiency of nanoparticles for increasing a-amylase enzyme activity for removing starch stain from paper artifacts. Cultural Heritage. 2022;53:14-23.
  61. Abdelaziz MS, Hamed AA, Radwan AA, Khaled E, Hassan RY. Biosynthesis and bio-sensing applications of silver and gold metal nanoparticles. Egypt J Chem. 2021;64(2):1057-63.
  62. Khedr WE, Shaheen MN, Elmahdy EM, Bendary MAE, Hamed AA, Mohamedin AH. Silver and gold nanoparticles: eco-friendly synthesis, antibiofilm, antiviral, and anticancer bioactivities. Prep Biochem Biotechnol. 2023:1-13. https://doi.org/10.1080/10826068.2023.2248238.
  63. Hamed AA, Soldatou S, Qader MM, Arjunan S, Miranda KJ, Casolari F, et al. Screening fungal endophytes derived from under-explored Egyptian marine habitats for antimicrobial and antioxidant properties in factionalised textiles. Microorganisms. 2020;8(10):1617.
  64. El-Shora HM, El-Sharkawy RM, Khateb AM, Darwish DB. Production and immobilization of -glucanase from aspergil-lus Niger with its applications in bioethanol production and biocontrol of phytopathogenic fungi. Sci Rep. 2021;11(1):21000.
  65. Lima TC, Ferreira AR, Silva DF, Lima EO, de Sousa DP. Antifungal activity of cinnamic acid and benzoic acid esters against Candida albicans strains. Nat Prod Res. 2018;32(5):572-5.
  66. Sezonov G, Joseleau-Petit D, d’Ari R. Escherichia coli physiology in LuriaBertani broth. Bacteriology. 2007;189(23):8746-9.
  67. Gohil K, Jones DA. A sensitive spectorophotometric assay for pyruvate dehydrogenase and oxoglutarate dehydrogenase complexes. Biosci Rep. 1983;3(1):1-9.
  68. Betke K, Beutler E, Brewer GJ, Kirkman HN, Luzzatto L, Motulsky AG, et al. Standardization of procedures for the study of glucose-6-phosphate dehydrogenase. Report of a WHO scientific group. World Health Organ Tech Rep Ser. 1967;366(1)
  69. Lewis OAM, Watson EF, Hewitt EJ. Determination of nitrate reductase activity in barley leaves and roots. Ann Bot. 1982;49(1):31-7.
  70. Bradford MM . A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 1976;72(1-2):248-54.
  71. El-Bendary MA, Afifi SS, Moharam ME, Abo El-Ola SM, Salama A, Omara EA, et al. Biosynthesis of silver nanoparticles using isolated Bacillus subtilis: characterization, antimicrobial activity, cytotoxicity, and their performance as antimicrobial agent for textile materials. Prep Biochem Biotechnol. 2021;51(1):54-68.
  72. Oka M, Maeda S, Koga N, Kato K, Saito T. A modified colorimetric MTT assay adapted for primary cultured hepatocytes: application to proliferation and cytotoxicity assays. Biosci Biotechnol Biochem. 1992;56(9):1472-3.
  73. Danaei M, Dehghankhold M, Ataei S, Hasanzadeh Davarani F, Javanmard R, Dokhani A, et al. Impact of particle size and polydispersity index on the clinical applications of lipidic nanocarrier systems. Pharmaceutics. 2018;10(2):57.
  74. Lin ZH, Wang CC. Evidence on the size-dependent absorption spectral evolution of selenium nanoparticles. Mater Chem Phys. 2005;92(2-3):591-4.
  75. Ikram M, Javed B. Raja NI biomedical potential of plant-based selenium nanoparticles: a comprehensive review on therapeutic and mechanistic aspects. Int J Nanomedicine. 2021;16:249.
  76. Abdel-Moneim AME, El-Saadony MT, Shehata AM, Saad AM, Aldhumri SA, Ouda SM, et al. Antioxidant and antimicrobial activities of Spirulina platensis extracts and biogenic selenium nanoparticles against selected pathogenic bacteria and fungi. Saudi J Biol Sci. 2022;29(2):1197-209.
  77. Sumithra D, Bharathi S, Kaviyarasan P, Suresh G. Biofabrication of Selenium Nanoparticles Using Marine Streptomyces sp. and Assessment of Its Antibacterial, Antibiofilm, Antioxidant, and In Vivo Cytotoxic Potential. Geomicrobiology. 2023;40(5):485-92.
  78. Dhanjal S, Cameotra SS. Aerobic biogenesis of selenium nanospheres by Bacillus cereus isolated from coalmine soil. Microb Cell Factories. 2010;9(1):1-11.
  79. Kora AJ, Rastogi L. Biomimetic synthesis of selenium nanoparticles by Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853: an approach for conversion of selenite. Environ Manag. 2016;181:231-6.
  80. Jiang F, Cai W, Tan G. Facile synthesis and optical properties of small selenium nanocrystals and nanorods. Nanoscale Res Lett. 2017;12:1-6.
  81. Nogueira GD, Duarte CR, Barrozo MA. Hydrothermal carbonization of acerola (Malphigia emarginata DC) wastes and its application as an adsorbent. Waste Manag. 2019;95:466-75.
  82. Prasad KS, Selvaraj K. Biogenic synthesis of selenium nanoparticles and their effect on as (III)-induced toxicity on human lymphocytes. Biol Trace Elem Res. 2014;157:275-83.
  83. Fresneda MAR, Martín JD, Bolívar JG, Cantos MVF, Bosch-Estévez G, Moreno MFM, et al. Green synthesis and biotransformation of amorphous se nanospheres to trigonal 1D se nanostructures: impact on se mobility within the concept of radioactive waste disposal. Environ Sci: Nano. 2018;5(9):2103-16.
  84. Salama A, Hasanin M, Hesemann P. Synthesis and antimicrobial properties of new chitosan derivatives containing guani-dinium groups. Carbohydr Polym. 2020;241:116363.
  85. Tayel AA, Elzahy AF, Moussa SH, Al-Saggaf MS, Diab AM. Biopreservation of shrimps using composed edible coatings from chitosan nanoparticles and cloves extract. Food Quality. 2020;2020:1-10.
  86. Shehabeldine AM, Hashem AH, Wassel AR, Hasanin M. Antimicrobial and antiviral activities of durable cotton fabrics treated with nanocomposite based on zinc oxide nanoparticles, acyclovir, nanochitosan, and clove oil. Appl Biochem Biotechnol. 2022;194 https://doi.org/10.1007/ s12010-021-03649-y.
  87. Shehabeldine A, Hasanin M. Green synthesis of hydrolyzed starchchitosan nano-composite as drug delivery system to gram negative bacteria. Environ Nanotechnol Monitor Manag. 2019;12:100252.
  88. Potrč S, Glaser TK, Vesel A, Ulrih NP, Zemljič LF. Two-layer functional coatings of chitosan particles with embedded catechin and pomegranate extracts for potential active packaging. Polymers. 2020;12(9):1855.
  89. Elsharawy K, Abou-Dobara M, El-Gammal H, Hyder A. Chitosan coating does not prevent the effect of the transfer of green silver nanoparticles biosynthesized by Streptomyces malachitus into fetuses via the placenta. Reprod Biol. 2020;20(1):97-105.
  90. Siddiqi KS, Husen A, Rao RA. A review on biosynthesis of silver nanoparticles and their biocidal properties. Nanobiotechnology. 2018;16(1):1-28.
  91. Gad HA, Tayel AA, AI-Saggaf MS, Moussa SH, Diab AM. Phyto-fabrication of selenium nanorods using extract of pomegranate rind wastes and their potentialities for inhibiting fish-borne pathogens. Green Process Synthesis. 2021;10(1):529-37.
  92. Shetta A, Kegere J, Mamdouh W. Comparative study of encapsulated peppermint and green tea essential oils in chitosan nanoparticles: encapsulation, thermal stability, in-vitro release, antioxidant and antibacterial activities. Int J Biological Macromolecules. 2019;126:731-42.
  93. Joshi SM, De Britto S, Jogaiah S, Ito SI. Mycogenic selenium nanoparticles as potential new generation broad spectrum antifungal molecules. Biomolecules. 2019;9(9):419.
  94. Zhang H, Zhou H, Bai J, Li Y, Yang J, Ma Q, et al. Biosynthesis of selenium nanoparticles mediated by fungus Mariannaea sp. HJ and their characterization. Colloids Surf A Physicochem Eng Asp. 2019;571:9-16.
  95. Koukaras EN, Papadimitriou SA, Bikiaris DN, Froudakis GE. Insight on the formation of chitosan nanoparticles through ionotropic gelation with tripolyphosphate. Mol Pharm. 2012;9(10):2856-62.
  96. Hnain A, Brooks J, Lefebvre DD. The synthesis of elemental selenium particles by Synechococcus leopoliensis. Appl Microbiol Biotechnol. 2013;97:10511-9.
  97. Pandey S, Awasthee N, Shekher A, Rai LC, Gupta SC, Dubey SK. Biogenic synthesis and characterization of selenium nanoparticles and their applications with special reference to antibacterial, antioxidant, anticancer and photocatalytic activity. Bioprocess Biosyst Eng. 2021;44:2679-96.
  98. MubarakAli D, LewisOscar F, Gopinath V, Alharbi NS, Alharbi SA, Thajuddin N. An inhibitory action of chitosan nanoparticles against pathogenic bacteria and fungi and their potential applications as biocompatible antioxidants. Microb Pathog. 2018;114:323-7.
  99. Villegas-Peralta Y, López-Cervantes J, Santana TJM, Sánchez-Duarte RG, Sánchez-Machado DI, Martínez-Macías MDR, et al. Impact of the molecular weight on the size of chitosan nanoparticles: characterization and its solid-state application. Polym Bull. 2021;78:813-32.
  100. Guisbiers G, Wang Q, Khachatryan E, Mimun LC, Mendoza-Cruz R, Larese-Casanova P, et al. Inhibition of E. Coli and S. Aureus with selenium nanoparticles synthesized by pulsed laser ablation in deionized water. Int J Nanomedicine. 2016:3731-6.
  101. Skoglund S, Hedberg J, Yunda E, Godymchuk A, Blomberg E, Odnevall WI. Difficulties and flaws in performing accurate determinations of zeta potentials of metal nanoparticles in complex solutions-four case studies. PLoS One. 2017;12(7):e0181735.
  102. Chen W, Yue L, Jiang Q, Liu X, Xia W. Synthesis of varisized chitosanselenium nanocomposites through heating treatment and evaluation of their antioxidant properties. Int J Biol Macromol. 2018;114:751-8.
  103. Jardim KV, Siqueira JLN, Báo SN, Parize AL. In vitro cytotoxic and antioxidant evaluation of quercetin loaded in ionic cross-linked chitosan nanoparticles. Drug Del Sci Technol. 2022;74:103561.
  104. Chudobova D, Cihalova K, Dostalova S, Ruttkay-Nedecky B, Merlos Rodrigo MA, Tmejova K, et al. Comparison of the effects of silver phosphate and selenium nanoparticles on Staphylococcus aureus growth reveals potential for selenium particles to prevent infection. FEMS Microbiol Lett. 2014;351(2):195-201.
  105. Al-Saggaf MS. Nanoconjugation between fungal Nanochitosan and biosynthesized selenium nanoparticles with Hibiscus sabdariffa extract for effectual control of multidrug-resistant Bacteria. Nanomaterials. 2022;2022 https://doi.org/10.1155/2022/7583032.
  106. Portillo-Torres LA, Bernardino-Nicanor A, Mercado-Monroy J, GómezAldapa CA, González-Cruz L, Rangel-Vargas E, et al. Antimicrobial effects of aqueous extract from calyces of Hibiscus sabdariffa in CD-1 mice infected with multidrug-resistant Enterohemorrhagic Escherichia coli and salmonella Typhimurium. Medicinal Food. 2022;25(9):902-9.
  107. Hashem AH, Salem SS. Green and ecofriendly biosynthesis of selenium nanoparticles using Urtica dioica (stinging nettle) leaf extract: antimicrobial and anticancer activity. Biotechnology. 2022;17(2):2100432.
  108. Cremonini E, Zonaro E, Donini M, Lampis S, Boaretti M, Dusi S, et al. Biogenic selenium nanoparticles: characterization, antimicrobial activity and effects on human dendritic cells and fibroblasts. Microb Biotechnol. 2016;9(6):758-71.
  109. Khiralla GM, El-Deeb BA. Antimicrobial and antibiofilm effects of selenium nanoparticles on some foodborne pathogens. LWT-Food Sci Technol. 2015;63(2):1001-7.
  110. El-Sayed ESR, Abdelhakim HK, Ahmed AS. Solid-state fermentation for enhanced production of selenium nanoparticles by gamma-irradiated Monascus purpureus and their biological evaluation and photocatalytic activities. Bioprocess Biosyst Eng. 2020;43:797-809.
  111. Huang T, Holden JA, Heath DE, O’Brien-Simpson NM, O’Connor AJ. Engineering highly effective antimicrobial selenium nanoparticles through control of particle size. Nanoscale. 2019;11(31):14937-51.
  112. Deepa T, Mohan S, Manimaran P. A crucial role of selenium nanoparticles for future perspectives. Results Chem. 2022;4:100367.
  113. Nikam PB, Salunkhe JD, Marathe KR, Alghuthaymi MA, Abd-Elsalam KA, Patil SV. Rhizobium pusense-Mediated Selenium NanoparticlesAntibiotics Combinations against Acanthamoeba sp. Microorganisms. 2022;10(12):2502.
  114. Saad EL, Salem SS, Fouda A, Awad MA, El-Gamal MS, Abdo AM. New approach for antimicrobial activity and bio-control of various pathogens by biosynthesized copper nanoparticles using endophytic actinomycetes. J Radiat Res Appl. 2018;11 (3):262-70.
  115. Alarfaj AA. Antibacterial effect of chitosan nanoparticles against food spoilage bacteria. Pure Appl Microbiol. 2019;13(2):1273-8.
  116. Ma S, Moser D, Han F, Leonhard M, Schneider-Stickler B, Tan Y. Preparation and antibiofilm studies of curcumin loaded chitosan nanoparticles against polymicrobial biofilms of Candida albicans and Staphylococcus aureus. Carbohydr Polym. 2020;241:116254.
  117. Wrońska N, Katir N, Miłowska K, Hammi N, Nowak M, Kędzierska M, et al. Antimicrobial effect of chitosan films on food spoilage bacteria. Int J Mol Sci. 2021;22(11):5839.
  118. Orellano MS, Isaac P, Breser ML, Bohl LP, Conesa A, Falcone RD, et al. Chitosan nanoparticles enhance the antibacterial activity of the native polymer against bovine mastitis pathogens. Carbohydr Polym. 2019;213:1-9.
  119. Abdallah Y, Liu M, Ogunyemi SO, Ahmed T, Fouad H, Abdelazez A, et al. Bioinspired green synthesis of chitosan and zinc oxide nanoparticles with strong antibacterial activity against rice pathogen Xanthomonas oryzae pv. Oryzae. Molecules. 2020;25(20):4795.
  120. Divya K, Vijayan S, George TK, Jisha MS. Antimicrobial properties of chitosan nanoparticles: mode of action and factors affecting activity. Fibers Polymers. 2017;18:221-30.
  121. Bhumkar DR, Pokharkar VB. Studies on effect of pH on cross-linking of chitosan with sodium tripolyphosphate: a technical note. AAPS PharmSciTech. 2006;7:E138-43.
  122. Gunti L, Dass RS, Kalagatur NK. Phytofabrication of selenium nanoparticles from Emblica officinalis fruit extract and exploring its biopotential applications: antioxidant, antimicrobial, and biocompatibility. Front Microbiol. 2019;10:931.
  123. Aboul-Fadl T. Selenium derivatives as cancer preventive agents. Curr Med Chem Anticancer. 2005;5(6):637-52.
  124. Huang Y, He L, Liu W, Fan C, Zheng W, Wong YS, et al. Selective cellular uptake and induction of apoptosis of cancer-targeted selenium nanoparticles. Biomaterials. 2013;34(29):7106-16.
  125. Wang H, He Y, Liu L, Tao W, Wang G, Sun W, et al. Prooxidation and cytotoxicity of selenium nanoparticles at nonlethal level in Sprague-dawley rats and buffalo rat liver cells. Oxidative Med Cell Longev. 2020;2020 https://doi.org/10.1155/2020/7680276.
  126. Kamath PR, Sunil D. Nano-chitosan particles in anticancer drug delivery: an up-to-date review. Mini-Rev Med Chem. 2017;17(15):1457-87.
  127. Tan HW, Mo HY, Lau AT, Xu YM. Selenium species: current status and potentials in cancer prevention and therapy. Int J Mol Sci. 2018;20(1):75.
  128. LiT, Xu H. Selenium-containing nanomaterials for cancer treatment. Cell Rep Phys Sci. 2020;1(7)
  129. Hashem AH, Khalil AMA, Reyad AM, Salem SS. Biomedical applications of mycosynthesized selenium nanoparticles using Penicillium expansum ATTC 36200. Biol Trace Elem Res. 2021:1-11. https://doi.org/ 10.1007/s12011-020-02506-z.
  130. Hassanien R, Abed-Elmageed AA, Husein DZ. Eco-friendly approach to synthesize selenium nanoparticles: photocatalytic degradation of sunset yellow azo dye and anticancer activity. ChemistrySelect. 2019;4(31):9018-26.
  131. Khurana A, Tekula S, Saifi MA, Venkatesh P, Godugu C. Therapeutic applications of selenium nanoparticles. Biomed Pharmacother. 2019;111:802-12.
  132. Menon S, Shanmugam V. Cytotoxicity analysis of biosynthesized selenium nanoparticles towards A549 lung cancer cell line. J Inorg Organomet Polym Mater. 2020;30(5):1852-64.
  133. Cao J, Zhou NJ. Progress in antitumor studies of chitosan. Chin J Biochem Pharmac. 2005;26(2):127.
  134. Wang JJ, Zeng ZW, Xiao RZ, Xie T, Zhou GL, Zhan XR, et al. Recent advances of chitosan nanoparticles as drug carriers. Int J Nanomedicine. 2011;6 https://doi.org/10.2147/JJN.S17296.
  135. Qi L, Xu Z, Chen M. In vitro and in vivo suppression of hepatocellular carcinoma growth by chitosan nanoparticles. Eur J Cancer. 2007;43(1):184-93.
  136. Yu B, Zhang Y, Zheng W, Fan C, Chen T. Positive surface charge enhances selective cellular uptake and anticancer efficacy of selenium nanoparticles. Inorg Chem. 2012;51(16):8956-63.
  137. Fröhlich E. The role of surface charge in cellular uptake and cytotoxicity of medical nanoparticles. Int J Nanomedicine. 2012;7 https://doi.org/10. 2147/IJN.S36111.
  138. He C, Hu Y, Yin L, Tang C, Yin C. Effects of particle size and surface charge on cellular uptake and biodistribution of polymeric nanoparticles. Biomaterials. 2010;31(13):3657-66.

ملاحظة الناشر

تظل شركة سبرينجر ناتشر محايدة فيما يتعلق بالمطالبات القضائية في الخرائط المنشورة والانتماءات المؤسسية.

هل أنت مستعد لتقديم بحثك؟ اختر BMC واستفد من:

  • تقديم سريع ومريح عبر الإنترنت
  • مراجعة دقيقة من قبل باحثين ذوي خبرة في مجالك
  • نشر سريع عند القبول
  • دعم بيانات البحث، بما في ذلك أنواع البيانات الكبيرة والمعقدة
  • الوصول المفتوح الذهبي الذي يعزز التعاون الأوسع وزيادة الاقتباسات
  • أقصى رؤية لبحثك: أكثر من 100 مليون مشاهدة للموقع سنويًا

في BMC، البحث مستمر دائمًا.

تعلم المزيدbiomedcentral.com/submissions
بي إم سي
  1. *المراسلات:
    أحمد أ. حامد
    aa.shalaby@nrc.sci.eg
    قائمة كاملة بمعلومات المؤلف متاحة في نهاية المقال

Journal: BMC Microbiology, Volume: 24, Issue: 1
DOI: https://doi.org/10.1186/s12866-023-03171-7
PMID: https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/38216871
Publication Date: 2024-01-12

Biogenic selenium nanoparticles and selenium/chitosan-Nanoconjugate biosynthesized by Streptomyces parvulus MAR4 with antimicrobial and anticancer potential updates

Mervat G. Hassan , Mariam T. Hawwa , Dina M. Baraka , Hamed M. El-Shora and Ahmed A. Hamed

Abstract

Background As antibiotics and chemotherapeutics are no longer as efficient as they once were, multidrug resistant (MDR) pathogens and cancer are presently considered as two of the most dangerous threats to human life. In this study, Selenium nanoparticles (SeNPs) biosynthesized by Streptomyces parvulus MAR4, nano-chitosan (NCh), and their nanoconjugate (Se/Ch-nanoconjugate) were suggested to be efficacious antimicrobial and anticancer agents. Results SeNPs biosynthesized by Streptomyces parvulus MAR4 and NCh were successfully achieved and conjugated. The biosynthesized SeNPs were spherical with a mean diameter of 94.2 nm and high stability. Yet, Se/Ch-nanoconjugate was semispherical with a 74.9 nm mean diameter and much higher stability. The SeNPs, NCh, and Se/Chnanoconjugate showed significant antimicrobial activity against various microbial pathogens with strong inhibitory effect on their tested metabolic key enzymes [phosphoglucose isomerase (PGI), pyruvate dehydrogenase (PDH), glucose-6-phosphate dehydrogenase (G6PDH) and nitrate reductase (NR)]; Se/Ch-nanoconjugate was the most powerful agent. Furthermore, SeNPs revealed strong cytotoxicity against HepG2 ( ) and moderate toxicity against Caki-1 (HTB-46) tumor cell lines ( ) but low cytotoxicity against WI-38 normal cell line ( ). Nevertheless, Se/Ch-nanoconjugate displayed substantial cytotoxicity against HepG2 and Caki-1 (HTB-46) with values of 11.82 and , respectively. Consequently, Se/Ch-nanoconjugate may be more easily absorbed by both tumor cell lines. However, it exhibited very low cytotoxicity on WI-38 with IC of . Therefore, Se/Ch-nanoconjugate presented the most anticancer activity. Conclusion The biosynthesized SeNPs and Se/Ch-nanoconjugate are convincingly recommended to be used in biomedical applications as versatile and potent antimicrobial and anticancer agents ensuring notable levels of biosafety, environmental compatibility, and efficacy.

Keywords Streptomyces parvulus, Biosynthesized selenium nanoparticles, Selenium/chitosan-nanoconjugate, Antimicrobial, Enzymes, Anticancer

Introduction

Over the past few decades, significant concerns regarding cancer and resistant bacteria in the global healthcare system have become more challenging [1,2]. As a result of misusing antibiotics, antimicrobial resistance (AMR) has been growing, leading society into the “post-antibiotic era” [3]. Furthermore, current studies indicated that tumors could become resistant to chemotherapy, much like bacterial resistance against traditional pharmaceuticals [4]. On the other hand, the current cancer treatments have reported numerous side effects on patients’ health [5]. Therefore, we are in desperate need of an immediate remedy different from the outdated and conventional ones.
Currently, nanotechnology is employed in various human-related sectors, such as biomedical, nutritional, chemical, biological, mechanical, optical, environmental, and agricultural [6-8]. Due to their outstanding functionality and reactivity, metal nanoparticles (NPs) have been widely used in various biomedical purposes, including antibacterial, antioxidant, anticancer, anticoagulant, or carriers for bioactive compounds [8-11].
Several methods have been reported for NPs synthesis, including chemical, physical, and biological [12]. The chemical and physical processes are usually complicated and expensive causing the release of hazardous byproducts that threaten ecological systems [13]. In contrast, biological method using biogenic agents, such as biopolymers, plant extracts, microorganisms, algae, or their derivative could successfully overcome most problems with chemical and physical methods, providing simple, environmentally friendly, high yielded, and economical approaches [14-16]. Actinomycetes are Gram-positive bacteria with high polydispersity, strong stability, and easy handling [17]. Actinomycetes, in particular Streptomyces sp., produce several secondary metabolites, such as enzymes and proteins, that can be employed for ion reduction and capping of metals at nanoscale [18-21].
Selenium (Se) is a crucial micronutrient which maintains human health and body functions (with a small range between toxic levels and nutritional deficiency of 400 and day, respectively) [22]. Additionally, Se has exhibited potent antioxidant, antibacterial, and anticancer properties [23,24]. Compared to either inorganic or organic Se, selenium nanoparticles (SeNPs) are more biocompatible and less toxic [25-29]. SeNPs have been demonstrated to be a prospective therapeutic agent with drug delivery, anticancer, antimicrobial, antioxidant, antiinflammatory, catalytic, and photoreactive properties [30-33].
Chitosan (Ch) is a nontoxic polycationic biopolymer which has a wide range of biological uses because of its unique chemical origin, positive charge, and presence of
reactive hydroxyl and amino groups. Ch can be obtained by deacetylation of chitin which is found in shells of crustaceans (crab, lobster, and shrimp) and various organisms (insects and fungi). Furthermore, Ch is marketed for its exceptional properties, including biodegradability, biocompatibility, ability to form films, adsorption, wound healing, antibacterial, anticancer, and antioxidant [34-36].
Nano-chitosan (NCh) combines the advantages of NPs with the properties of Ch [37, 38]. Due to its remarkable biochemical properties (e.g., minimum toxicity, biocompatibility, biodegradability, antimicrobial/anticancer activity, and synergism with bioactive molecules), NCh has drawn much interest [39-42]. NCh has the advantage of drug release control, which boosts therapeutic efficacy and increases drug solubility and stability. Additionally, integrating nanometals into biopolymer matrix can enhance their biocompatibility and safety. Therefore, NCh can be used as a drug carrier with numerous prospects [43-45].
Microbial growth is significantly controlled by a set of metabolic key enzymes, such as phosphoglucose isomerase, pyruvate dehydrogenase, glucose-6-phosphate dehydrogenase, and nitrate reductase [46]. Phosphoglucose isomerase (PGI, EC 5.3.1.9) is an enzyme that converts glucose-6-phosphate (G6P) into fructose-6-phosphate (F6P), crucial for various cellular processes, including glycolysis and pentose phosphate pathway [47]. Pyruvate dehydrogenase complex (PDH) is a group of three enzymes that work together to convert pyruvate into acetyl-CoA involved in cellular respiration [48]. Glucose-6-phosphate dehydrogenase (G6PD) represents a cytosolic enzyme in pentose phosphate pathway that provides cells (like erythrocytes) by reducing energy [49]. Nitrate reductase (NR) catalyzes the nitrate conversion into nitrite while in bacteria and fungi, nitrite reductase converts nitrite to ammonium using NAD(P)H as an electron donor [50]. Consequently, inhibiting these enzymes could be considered as one of antimicrobials mechanisms.
Herein, the purpose of this study was to synthesize NCh, biosynthesize SeNPs by marine actinomycetes, conjugate these bioactive agents, and evaluate their antimicrobial activity with determining their inhibitory effects on microbial metabolic key enzymes as well as investigating their anticancer activity against different tumor cell lines.

Material and methods

Material

Starch nitrate agar, lysogeny broth, and ISP2 media were purchased from HiMedia laboratories, Mumbai, India. Tripolyphosphate (TPP), chitosan, sodium selenate ( ), RPMI-1640 media, DMSO, nalidixic acid,
nystatin, and cell lines were acquired from Sigma-Aldrich Co. (St. Louis, MO, USA). Fetal bovine serum (FBS) and MTT were obtained from GIBCO, UK. The Qiagen DNeasy Blood & Tissue Kit were gotten from Qiagen, Hilden, Germany. All solvents, buffers and reagents were obtained from El Nasr Pharmaceutical Chemicals Company (Cairo, Egypt).

Marine samples collection and actinomycetes isolation

Samples were collected from marine sediments in Hurghada, Egypt. The collected samples were coded and photographed before being transported in a cooled sterilized container to the microbiology lab at the National Research Center and maintained at . Marine actinomycetes were isolated using starch nitrate agar medium with salt water and following components ( ): 20 starch, , and 15 agar [51,52]. The medium pH was adjusted to 7 before sterilization. To inhibit the growth of bacteria and fungi, nalidixic acid and nystatin were then added. On the other hand, about 1 g of marine sediments were mixed with 10 ml of sterile saline solution, and the mixture was agitated in an orbital shaker ( 100 rpm ) for 30 min at . The shaken suspensions were serially diluted ( to ), after which 0.1 ml of an appropriate dilution was spread on a medium plate with a sterile glass rod. The inoculated plates were incubated for 7 days at . After incubation, actinomycetes colonies were selected and purified by streaking method. For later usage, the purified strains were stored at on starch nitrate slants.

Biosynthesis of selenium nanoparticles (SeNPs)

Based on their growth and morphology, eight actinomycetes strains were chosen to be screened for their ability to synthesize SeNPs extracellularly [53]. They were inoculated in 250 ml flasks with 50 ml of ISP2 media with the following ingredients ( ): 4.0 dextrose, 4.0 yeast extract, and 10.0 malt extract at pH 7.2 . The inoculated flasks were incubated for 7 days at in a rotary shaker ( 200 rpm ). To separate the supernatants, the cultures were centrifuged at for 15 min . Thereafter, 50 ml of 4 mM sodium selenate aqueous solution (Sigma Aldrich, USA) was mixed with each supernatant ( 50 ml ), and the reaction mixtures were incubated at for 48 h . The visual evidence of SeNPs production was provided by the color change of the solution from pale yellow to deep orange [54, 55]. Consequently, the deep orange colloidal supernatant of a potential strain coded as LG (supernatant (LG)) was utilized for subsequent tests. A portion of this solution was centrifuged for 30 min at 8000 rpm to separate SeNPs and then dried for later use.

Identification of potential strain

The LG actinomycete isolate was identified morphologically using transmission electron microscopy (TEM, JEOL GEM-1010) after 14days of incubation on starchnitrate agar medium. Additionally, for confirmation, the LG isolate was genetically identified. The DNA was purified after being extracted by the Qiagen DNeasy Blood & Tissue Kit in the same manner as the manufacturer’s recommendations. Using the primers 27F ( -AGT TTGATCCTG GCTCAG-3′) and 1492R ( -ACGGCT ACCTTGTTACGACTT-3′), the 16 S rRNA gene was annealed before being amplified by taq polymerase. The following PCR reaction conditions were used: for for 60 s , and for 60 s . The purified PCR products were sequenced at the Macrogen company in south Corea. In order to calculate the similarity score, the multiple alignments were aligned with other identified strains in GenBank database through the online BLAST program (http://www.blast.ncbi.nlm.ni.h.gov/Blas). Following that, the phylogenetic tree was constructed using the MEGA-X software [56].

Preparation of nano-chitosan (NCh) and nanoconjugate

NCh was synthesized using ionic gelation with tripolyphosphate (TPP) crosslinking as described previously [57]. The TPP solution ( in DW) was gently added by syringe needle (at rate) while the Ch ( ) dissolved in acetic acid ( ) solution was being vigorously agitated. This process continued until the ratio of the chitosan: TPP solution reached 3:1, respectively. After TPP dropping, the stirring was maintained for 75 min . The produced NCh was then collected using speed centrifugation ( ) for 30 min and rewashed with DW. For nanoconjugate formation by the biosynthesized SeNPs and NCh (hereafter mentioned as Se/Ch-nanoconjugate), produced powder of NCh ( ) was dissolved in 1% acetic acid solution. Then, 10 ml of the previous NCh solution was mixed with 50 ml of SeNPs , and the mixture was agitated for 90 min . After that, the resulting nanoconjugate was precipitated by centrifugation, washing with DW, recentrifugation, and ultimately freeze-drying.

Characterization of synthesized nanoparticles (NPs) and nanoconjugate

The biosynthesis of SeNPs was confirmed by a clear peak seen in the solution absorption spectrum compared to the supernatant (LG) spectrum using UV-visible spectroscopy (JASCO V630 spectrophotometer) [58]. The crystal structure of SeNPs were investigated by X-ray diffraction (XRD) using a PAN analytical X’pert PRO X-ray diffractometer (Philips, Eindhoven, Netherlands), operating at
40 kV and 30 mA with Cu Ka 1 radiation. The scanning range was to at [59]. For functional characterization of SeNPs, NCh, Se/Ch-nanoconjugate, and supernatant (LG), Fourier transform infrared spectroscopy (FTIR) was conducted using FTIR 6100 spectrometer (Jasco, Japan). The tested NPs were ground with KBr . Then, the infrared spectra were recorded in wavenumber region using a Broker vertex 80 v with a resolution of approximately [60]. Their structural features were determined using TEM imaging at 80 kV at the Regional Center for Mycology and Biotechnology (RCMB) in Al- Azhar University. For preparation, a drop of sample solution was put on carbon-coated copper grids (CCG) and allowed to drain slowly at room temperature before the TEM micrograph was taken [61]. Additionally, their morphology was further demonstrated using scanning electron microscopy (SEM) (Quanta FEG-250, Netherlands); the samples were prepared in a purified and dried powder before investigation. Furthermore, energy dispersive X-ray (EDX) analysis was performed to investigate their elemental composition at a 10 kV acceleration voltage [54]. Using Dynamic Light Scattering (DLS) technique [62], the hydrodynamic diameter, polydispersity index (PDI), and surface zeta ( ) potential for biosynthesized SeNPs and Se/Chnanoconjugate were measured by Zetasizer (Malvern Nano ZS instrument, Southborough, MA).

Antimicrobial activity

Antimicrobial activity of SeNPs, NCh, Se/Ch-nanoconjugate was assessed in 96-well flat polystyrene plate using wide range of microbial pathogens, including Gramnegative bacteria (Salmonella typhi ATCC-9992, Proteus vulgaris ATTC7829, and Escherichia coli ATCC25955), Gram-positive bacteria (Staphylococcus aureus NRRL B-767), fungi (Aspergillus flavus NRRLA326, Aspergillus niger AN512, and Rhizoctonia sp. Cy064), and yeast (Candida albicans ATCC10231) [52, 63]. To of lysogeny broth (LB), of tested NPs was added first, followed by of -phased microbial suspension. Then, the inoculated plate was incubated for an overnight period at . After incubation, the clearance in the wells revealed tested NPs that had high antimicrobial activity, whereas the opacity in the wells determined NPs that had low antimicrobial activity. The Spectrostar Nano Microplate Reader (BMG LABTECH GmbH, Allmendgrun, Germany) was later employed to measure the absorbance.

Influence of synthesized NPs on metabolic enzymes activity of tested microbial pathogens Preparation of enzymes extracts

According to El-Shora et al. [64], fungal enzyme extracts from A. flavus, A. niger, and Rhizoctonia sp. were prepared. Whatman filter paper No. 1 (Whatman,
Piscataway, NJ, USA) was used to filter fungal mycelium, which was then washed by distilled water. About 10 g of mycelium was immersed in a 50 mM phosphate buffer ( pH 7.0 ) with 5 mM cysteine for 30 min before being centrifuged at 5000 rpm for 10 min at . For later use, the supernatant was utilized as a crude enzyme and kept at . The preparation of C. albicans extract was performed as described by Lima et al. [65]. About 300 ml of 200 mM NaHCO 3 was added to 100 g of lyophilized yeast, and the mixture was agitated in an orbital shaker ( 300 rpm ) at for 24 h . The supernatant was then separated by centrifugation at 3000 rpm for 15 min .
S. aureus, E. coli, S. typhi, and P. vulgaris were inoculated in LB media and incubated overnight at . After incubation, the cultures were centrifuged at 8000 rpm , and the collected bacteria were rinsed once with 50 mM phosphate buffer (pH7.0). The bacterial cells were resuspended in 15 ml of buffer before being disrupted using discontinuous ultrasonication (every 10 s of ultrasonication at an intensity of followed by a 20 s break) in an ice bath for 40 min . The supernatants, obtained from centrifugation at for 30 min , were utilized to evaluate the enzymes activity afterwards [66].

Enzymes assay

Determination of phosphoglucose isomerase (PGI) activity According to Zhou et al. [47], the PGI standard assay (EC: 5.3.1.9) was carried out. The reaction was assessed by involving glucose-6-phosphate dehydrogenase (G6PDH) in a reaction mixture containing 0.2 ml of , 1.5 ml of 50 mM HEPES (pH7.0), 0.2 ml of 1 mM EDTA, 0.2 ml of 0.5 mM NADP, 0.5 ml of 1.5 mM F6P, 0.4 ml of enzyme extract, and 0.5 units of G6PDH, in a 3 ml final volume. The mixture was incubated for 5 min at . At 340 nm , NADPH formation was detected. Under the experimental conditions, one unit of enzyme is equated to NADPH reduced per minute.

Determination of pyruvate dehydrogenase (PDH) activity

According to Gohil and Jones [67], the PDH (EC. 1.2.4.1) assay mixture contained the following components in 3 ml volume: 1.5 ml of 100 mM Tris- of 0.5 mM EDTA, 0.2 ml of of 0.5 mM NAD, 0.2 ml of 0.5 mM CoASH, 0.2 ml of 1 mM thiamin pyrophosphate, 0.2 ml of 1 mM pyruvate, and 0.3 ml of enzyme extract. At 340 nm , the absorbance was then measured.

Determination of glucose-6-phosphate dehydrogenase (G6PD) activity

The activity of G6PD (EC 1.1.1.49) was measured by Betke et al. [68] approach which is dependent on the spectrophotometric measurement of NADPH
formation at 340 nm . The reaction mixture was in 3 ml volume, which contained 1.5 ml of of 0.6 mM G6P, 0.5 ml of 0.2 mM NADP, and 150 mM Tris- HCl buffer ( pH 8.0 ). About 0.5 ml of the enzyme extract was added to begin the reaction. The amount of enzyme needed to reduce of NADP per minute is equal to one unit (U) of G6PD activity.

Determination of nitrate reductase (NR) activity

According to Lewis et al. [69], in a reaction mixture containing , and 0.5 ml of enzyme extract, nitrate reductase (NR) (EC.1.7.1.1) activity was evaluated. At 540 nm , the activity was spectrophotometrically measured. Using varied concentrations, the calibration curve was performed.

Determination of total soluble protein content

The Bradford method [70] was utilized to determine the amount of total soluble protein. In a tube containing 1 ml of Bradford’s reagent, of each treated extract was added and thoroughly mixed. The absorbance was then measured at 595 nm . Using the bovine serum albumin (BSA) calibration curve as a standard, the protein concentration in the sample was determined.

Cytotoxic activity

The cytotoxic potency of the biosynthesized SeNPs and -nanoconjugate was evaluated using HepG2 (Hepatocellular carcinoma cell line), Caki-1 (HTB-46) (Renal cell carcinoma cell line), and WI-38 (Lung fibroblast cell lines). The 3-(4,5-dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyl tetrazolium bromide (MTT) colorimetric assay was used to assess the cell lines viability [71]. It depends on the yellow color change of the MTT solution into blue insoluble formazan crystals by mitochondrial succinate dehydrogenase. It has been demonstrated that the viable cells number is directly proportional with the MTT color reduction of the proper blue formazan [72].
The cell lines were cultured in RPMI-1640 media with fetal bovine serum. Then, of streptomycin and of penicillin were added. The cell lines were inoculated in a 96 -well plate with cells per well. The inoculated plates were incubated for 48 h with at . After incubation, the cells were treated by various concentrations of the tested NPs and incubated for another 24 h . The MTT solution ( ) was then added. The generated blue formazan was dissolved by adding of DMSO to each well. The absorbance was measured at 570 nm , and the colorimetric analysis
was obtainable by EXL 800, USA. Data were given as a mean SD of three independent experiments.
The % inhibitions were calculated as following:
Where, the absorbance value of tested NPs, the absorbance value of blank, and the absorbance value of negative control (untreated cells).
The negative control was prepared by adding untreated cells to MTT solution and solubilizing buffer, whereas the blank sample was obtained by mixing a medium free of cells with solubilizing buffer and MTT solution.

Statistical analysis

The SPSS V-20 software was used to compute and compare the means and SDs (standard deviations) of all experiments, which were all run in triplicate. One-way ANOVA was used to determine the differences significance at . The values were obtained from a sigmoid-type nonlinear regression that was processed via the GraphPad 8.2.4 program.

Results

Biosynthesis of SeNPs and UV-visible spectroscopic analysis

In the current study, eight marine actinomycetes strains, coded as LG, MAR, 35, SBS1, 84, 49, 566, and MG1, were screened for their ability to extracellularly synthesize SeNPs. After had been added, there were some supernatants that changed their color from pale yellow to deep orange within 48 h of incubation, providing preliminary evidence of SeNPs synthesis (Fig. 1a). It was also observed that the supernatants orange colors varied in their intensities. Based on the color changing, one isolate actinomycete coded as LG was selected as a potential candidate for SeNPs production. For further confirmation, the UV-visible spectra analysis was conducted. The biosynthesized SeNPs UV-Visible spectrum showed a characteristic strong plasmon peak at 300 nm compared to the supernatant (LG) spectrum (Fig. 1b, c).

Identification of potential isolate

The LG actinomycete isolate was identified morphologically using TEM imaging. The TEM micrograph showed a rectus and aerial flexible substrate mycelium with spiral spore chain and smooth spore surface (Fig. 2a). The LG isolate was classified as a member of streptomyces genus. For confirmation, molecular genetic identification
Fig. 1 a The visual appearance of eight actinomycetes supernatants containing after 48 h of incubation. UV-Visible absorption spectra of biosynthesized SeNPs, and supernatant (LG)
Fig. 2 Streptomyces parvulus MAR4 identification; a Its spore chain morphology TEM micrograph and Constructed phylogenetic tree
was performed. The 16 S rRNA was extracted, sequenced, and blasted with sequences already present in GenBank. The sequencing data revealed that the LG isolate shared a similarity with Streptomyces parvulus. The nucleotide sequence was deposited into GenBank under the name Streptomyces parvulus MAR4 with accession number OP684791. Using MEGA-X software, a phylogenetic tree was constructed by the blast result as well as adjacent genus and species (Fig. 2b). According to the
phylogenetic analysis, LG isolate and Streptomyces parvulus are closely linked genetically.

XRD analysis

Using the XRD technique, the crystal structure of the biosynthesized SeNPs was identified, as shown in Fig. 3. The diffraction peaks at values of (100), (101), (110), (102), (111), (201), and (112) were perfectly indexed to
Fig. 3 XRD diffractogram of SeNPs extracellularly synthesized by Streptomyces parvulus MAR4
crystalline selenium. The crystalline nature of the biosynthesized SeNPs was verified by the joint committee on powder diffraction standards (JCPDS) file number 06-0362.

FTIR analysis

The function groups were identified using Fourier transform infrared spectroscopy (FTIR) which also provided crucial information about the chemical interactions of Streptomyces parvulus MAR4 supernatant (supernatant (LG)), biosynthesized SeNPs, NCh, Se/ Ch-nanoconjugate. In the NCh spectrum, the distinct peaks at , and were observed and attributed to stretching, stretching vibration, bending, stretching, and stretching vibration, respectively (Fig. 4a, NCh).
The functional groups necessary for the reduction to SeNPs were detected through the supernatant (LG) FTIR spectrum (Fig. 4a, supernatant (LG)). Its designative peaks were found at 3320, 2361, 1634, 1090, and , which were respectively corresponded to and stretching, bending, and stretching, stretching, and haloalkanes.
Figure 4a, SeNPs depicts the FTIR spectrum of biosynthesized SeNPs. After interaction with SeNPs, many distinct peaks in the supernatant (LG) spectrum were moved, vanished, or varied in intensities, indicating SeNPs production. Additionally, new bands appeared at 2580, 2850, and 1000:1625 , confirming the formation of new bonds between supernatant (LG) biomolecules and SeNPs.
There were several distinctive peaks from each individual agent (supernatant (LG), NCh, and SeNPs) in the FTIR spectrum of -nanoconjugate, demonstrating their strong interactions (Fig. 4a, Se/Chnanoconjugate). Furthermore, many peaks in Ch-nanoconjugate spectrum were merged, shifted, or altered from their parental ones.

TEM analysis

The biosynthesized SeNPs and Se/Ch-nanoconjugate TEM micrographs are exhibited in Fig. 5a, b. The SeNPs TEM micrograph revealed their spherical shape, homogeneous distribution, and lacking aggregation (Fig. 5a). Moreover, their diameter was found to be between 48.8 and 129 nm with an average of approximately 94.2 nm . However, the TEM micrograph for Se/Ch-nanoconjugate demonstrated its semispherical shape and well distribution; its diameter ranged from 39.7 to 98.1 nm with an average of 74.9 nm (Fig. 5b).

SEM and EDX analyses

The SEM-EDX analyses for SeNPs and Se/Ch-nanoconjugate were performed. The SEM micrograph of SeNPs clearly demonstrated their small and spherical shape (Fig. 4b). Furthermore, their EDX analysis revealed the presence of peaks for selenium (50.41%), calcium (2.34%), oxygen (15.78%), and carbon (31.29%), which were likely contributed by supernatant (LG) (Fig. 4c). Selenium was proved to be the predominant element in the sample.
Figure 4d shows the SEM micrograph of Se/Ch-nanoconjugate which confirmed its approximately spherical shape and nanometric scale. The nanoconjugate SEM
Fig. 4 a FTIR spectra of synthesized nanoparticles; nano-chitosan (NCh), supernatant of Streptomyces parvulus MAR4 (supernatant (LG)), biosynthesized selenium nanoparticles by Streptomyces parvulus MAR4 supernatant (SeNPs), and their nanoconjugate (Se/Ch-nanoconjugate). SEM-EDX analyses for biosynthesized SeNPs (b and c, respectively) and Se/Ch-nanoconjugate (d and e, respectively)
Fig. 5 TEM micrographs of biosynthesized SeNPs and Se/Ch-nanoconjugate
micrograph showed less agglomerations than those presented in the SeNPs. The presence of selenium ( ), phosphorus (7.08%), carbon (32.54%), sulfur (1.90%), and oxygen (46.62%) elements were established by the given nanoconjugate EDX diagram (Fig. 4e). Consequently, there was an agreement between the TEM and SEM results for both samples.
Table 1 Hydrodynamic diameter, polydispersity index (PDI), and zeta ( ) potential of biosynthesized SeNPs and Se/ Ch-nanoconjugate
NPs
Mean hydrodynamic
diameter (nm)
PDI (potential (mV)
SeNPs 196,2 0.252 37.08
Se/Ch-nano-
conjugate
476.6 0.264 55.91

Hydrodynamic diameter and zeta ( ) potential

The hydrodynamic diameter, PDI, and potential of SeNPs and Se/Ch-nanoconjugate are depicted in Table 1. The mean hydrodynamic diameter of SeNPs was found to be while Se/Ch-nanoconjugate mean hydrodynamic diameter was larger ( ), indicating successful conjugation and integrations.
The solution homogeneity is estimated by the polydispersity index (PDI). PDI value ranges from 0 to 1 , which 0 represents an ideal solution with same-sized particles, and 1 represents a highly polydisperse solution with various sized particles. Values below 0.5 are regarded as monodispersed, whereas those above 0.7 are regarded as substantially polydisperse [73]. SeNPs and Se/Ch-nanoconjugate showed PDI values below 0.5 ( 0.252 and 0.264, respectively), indicating that they were monodispersed, stable, and uniformly sized in the solution.
By measuring the potential of the colloidal solution, the electric potential surrounding the particle, the stability was assessed. The solution is regarded as stable if the potential is greater than , and below this value, is considered as unstable and more likely to flocculate. The potential of SeNPs was found to be 37.08 mV , which is stable, while Se/Ch-nanoconjugate potential was 55.91, which is much more stable.

Antimicrobial activity

The biosynthesized SeNPs, NCh and Se/Ch-nanoconjugate were evaluated for their antibacterial and antifungal activity against different microbial pathogens (Escherichia coli, Proteus vulgaris, Salmonella typhi, Staphylococcus aureus, Aspergillus flavus, Aspergillus niger, Rhizoctonia sp., and Candida albicans). The results obtained demonstrated that the synthesized NPs have a
broad spectrum of antimicrobial activity against both bacterial and fungal strains (Fig. 6). The Se/Ch-nanoconjugate showed the highest effectiveness and exhibited superior antimicrobial activity against most tested microbial pathogens. The Se/Ch-nanoconjugate showed stronger antibacterial than antifungal action.
The nanoconjugate exhibited strong antimicrobial activity against S. typhi, P. vulgaris, E. coli, S. aureus, A. flavus, and Rhizoctonia sp.; P. vulgaris recorded the highest sensitivity, but in contrast, it presented the lowest one toward both NCh and SeNPs. However, C. albicans was the most resistant against all tested agents. The SeNPs and NCh exhibited moderate to strong antimicrobial activity, but SeNPs were more powerful. As a result, the order of tested agents according to their antimicrobial activities can be considered as following: NCh<SeNPs< Se/Ch-nanoconjugate.

Influence of synthesized NPs on metabolic enzymes activity of tested microbial pathogens

The biosynthesized SeNPs, NCh and Se/Ch-nanoconjugate expressed various inhibitory effects against four metabolic key enzymes (PGI, PDH, G6PDH, and NR) of the tested microbial pathogens, and the Se/Ch-nanoconjugate was the most suppressive (Tables 2, 3, 4 and 5). The four tested enzymes in A. flavus, Rhizoctonia sp., E. coli, P. vulgaris, S. typhi, and S. aureus were incredibly inhibited by the nanoconjugate, except those present in Candida albicans which showed high resistance toward all tested NPs. On the other hand, the tested enzymes were moderately to strongly inhibited by SeNPs and NCh; nevertheless, the NCh showed less inhibitory effect than SeNPs. Obviously, the synthesized NPs order according to their inhibitory effects against the tested enzymes can
Fig. 6 Antimicrobial activity of synthesized nanoparticles against wide range of microbial pathogens
Table 2 Effect of synthesized NPs on phosphoglucose isomerase (PGI) activity in a wide range of microbial pathogens
Tested NPs % Inhibition of PGI
E. coli P. vulgaris S. typhi S. aureus A. flavus A. niger Rhizoctonia sp. C. albicans
NCh
SeNPs
Se/Ch-nanoconjugate
Table 3 Effect of synthesized NPs on pyruvate dehydrogenase (PDH) activity in a wide range of microbial pathogens
Tested NPs % Inhibition of PDH
E. coli P. vulgaris S. typhi S. aureus A. flavus A. niger Rhizoctonia sp. C. albicans
NCh
SeNPs
Se/Ch-nanoconjugate
Table 4 Effect of synthesized NPs on glucose 6-phosphate dehydrogenase (G6PDH) activity in a wide range of microbial pathogens
Tested NPs % Inhibition of G6PDH
E. coli P. vulgaris S. typhi S. aureus A. flavus A. niger Rhizoctonia sp. C. albicans
NCh
SeNPs
Se/Ch-nanoconjugate
Table 5 Effect of synthesized NPs on nitrate reductase (NR) activity in a wide range of microbial pathogens
Tested NPs % Inhibition of NR
E. coli P. vulgaris S. typhi S. aureus A. flavus A. niger Rhizoctonia sp. C. albicans
NCh
SeNPs
Se/Ch-nanoconjugate
be considered as following: NCh < SeNPs < Se/Ch-nanoconjugate. Therefore, there is an agreement with the data obtained by antimicrobial test.

Cytotoxic activity

In this study, we used an in vitro MTT colorimetric test to determine the cytotoxic potential of the biosynthesized SeNPs and Se/Ch-nanoconjugate. The cytotoxic activity was evaluated against HepG2 and Caki-1 (HTB-46) tumor cell lines and WI-38 normal cell lines (Table 6, Fig. 7). Precisely, as shown in Table 6, SeNPs demonstrated significant cytotoxicity against HepG2 ( ), moderate toxicity against Caki-1 (HTB-46) ( ), and low cytotoxicity against WI-38 ( ). However, the
Table 6 Cytotoxic effects of biosynthesized SeNPs by Streptomyces parvulus MAR4 supernatant and Se/ Ch-nanoconjugate against HePG-2 and Caki-1 (HTB-46) cell lines
Tested NPs HePG-2 In vitro Cytotoxicity,
IC
HTB-46 WI-38
SeNPs 13.04 21.35 85.69
Se/Ch-nanoconjugate 11.82 7.83 153.3
: 1-5 (very strong); 6-15 (strong); 16-50 (moderate); 51-100 (weak), and > 100 (non-cytotoxic). Abbreviations: HepG2: Hepatocellular carcinoma cell line; Caki-1 (HTB-46): Renal cell carcinoma cell line; WI-38: Lung fibroblast cell lines
Fig. of synthesized nanoparticles; of SeNPs biosynthesized by Streptomyces parvulus MAR4 supernatant against cell viability of HepG2 (Hepatocellular carcinoma cell line), Caki-1 (HTB-46) (Renal cell carcinoma cell line), and WI-38 (Lung fibroblast cell lines) (a, b, and c, respectively). IC of Se/Ch-nanoconjugate against the same three cell lines ( , and , respectively). Each value represents the mean SD of three independent experiments
Ch-nanoconjugate exhibited substantial cytotoxicity against HepG2 and Caki-1 (HTB-46) with corresponding IC values of 11.82 and , respectively. However, it exhibited very low cytotoxicity on WI-38 with of , indicating its safety and selectivity. Consequently, Se/Ch-nanoconjugate was demonstrated to have efficient and superior anticancer activity.

Discussion

Actinomycetes are considered to be good producers for active molecules which serve as a reducing and stabilizing agent in NPs synthesis [16]. Accordingly, eight isolated actinomycetes were screened to synthesize SeNPs extracellularly. Some supernatants color changed from pale yellow to deep orange as a first indication of SeNPs synthesis [54, 55]. Moreover, the supernatants varied in their orange colors intensity, reflecting that each actinomycete produced its own unique SeNPs size [74]. The presence of surface plasmon resonance (SPR) in the biosynthesized SeNPs was responsible for the distinctive deep orange color of the reaction mixtures [75]. The UV-Visible spectral comparison between the supernatant (LG) and biosynthesized SeNPs spectrum clearly demonstrated the NPs formation. The UV-Visible spectrum
of the biosynthesized SeNPs showed a sharp absorption peak at 300 nm which is consistent with previous studies for bacterially-synthesized SeNPs [76, 77]. Conversely, the UV-visible spectra of SeNPs extracellularly synthesized by Pseudomonas aeruginosa and Bacillus cereus exhibited different absorption peaks at 520 nm and 590 nm , respectively [78, 79]. Consequently, UV-visible spectra of biosynthesized SeNPs vary depending on their atomic structure [54].
The XRD profile of the biosynthesized SeNPs established the crystalline structures of SeNPs [80-82]. The amorphous structures, without diffraction peaks, possibly related to the formation of amorphous and monocyclic SeNPs [82, 83]. The sharpening of the peaks obviously revealed that the particles were spherical in shape [54].
The most effective bonds and groups in the synthesized NPs were detected using FTIR analysis. For the NCh spectrum, the main characteristic bands of the natural chitosan were observed [84-86]. The most noticeable bands in Fig. 4a, NCh were specific to NCh biochemical bonding in earlier studies [87, 88]. Additionally, the stretching at indicated the subsequent NCh synthesis after TPP interaction [57].
The supernatant (LG) FTIR spectrum confirmed the presence of biomolecules responsible for reduction
and subsequent SeNPs synthesis (Fig. 4a, supernatant (LG)). NADH-dependent enzymes and/or Sulfur-containing proteins, which had superb redox characteristics serving as cofactors in selenide ions reduction, were exemplified by OH and NH stretching at [79, 89]. The presence of proteins was indicated by and stretching at [36]. Additionally, the Protein carbonyl stretching was demonstrated by the bands between and [79]. Subsequently, the supernatant (LG) proteins could act as the main reducing or capping agents in SeNPs synthesis [90].
The biosynthesis of SeNPs and formation of novel bonds with supernatant (LG) biomolecules were revealed by the SeNPs FTIR spectrum (Fig. 4a, SeNPs). The broad strong band at in the supernatant (LG) spectrum became very weak in SeNPs spectrum, demonstrating reduction of selenide ions producing SeNPs [45]. The supernatant (LG) proteins involved in the production of SeNPs were evidenced by the band shifting from to and changing in intensity. Moreover, the detection of numerous notable new bands at 2580,2850 , and around demonstrated the presence of strong new interactions between supernatant (LG) biomolecules and SeNPs [57, 91].
The Se/Ch-nanoconjugate FTIR spectrum revealed identical peaks from each individual agent (Fig. 4a, Se/ Ch-nanoconjugate). However, other peaks were moved, merged, or changed from their origins. Therefore, both chemical and physical interactions during the conjugation of NCh with SeNPs could be clearly shown by the spectral comparison [92].
The structural features of SeNPs and Se/Ch-nanoconjugate were screened via TEM analysis. For SeNPs, the TEM micrograph confirmed their well distribution and spherical shape with 94.2 nm mean diameter (Fig. 5a). In recent studies, the biosynthesized SeNPs diameters were found to be between 45 to 250 nm [55, 93, 94]. However, Se/Ch-nanoconjugate had a semispherical shape with a mean diameter of 74.9 nm (Fig. 5b), indicating NCh capacity to act as a capping agent [95].
The SEM-EDX analyses were performed for SeNPs and -nanoconjugate to further investigate their morphology and elemental content. The SEM-EDX analyses for SeNPs demonstrated their spherical shape and prevalence of selenium element (Fig. 4b, c), which are in accordance with SeNPs biosynthesized by Trichoderma atroviride, Mariannaea sp., Synechococcus leopoliensis, and Anabaena sp. PCC 7120 [93, 94, 96, 97]. Nevertheless, the Se/Ch-nanoconjugate showed less agglomeration in SEM micrographs, indicating the aggregation and well distribution of SeNPs into the polymeric matrix (Fig. 4d). The presence of phosphorus in the
nanoconjugate EDX diagram (Fig. 4e) confirmed the formation of NCh by cross-linking with TPP [98, 99].
Both TEM and DLS size distributions show a clear inconsistency. This could be explained by following: the hydrodynamic diameter, measured by DLS, is representative for the size of a hypothetical sphere that diffuses at the same rate as the particles being examined, while the diameter measured via TEM really provided the physical size of the particle. According to the Rayleigh approximation, the scattered intensity is proportional to (particle diameter). Consequently, the light scattered by the largest particles could hide the light scattered by the smallest ones. For example, consider two particles, one of which has a diameter ten times greater than the other. According to the factor, the larger particle will scatter more light than the smaller one [100]. Additionally, the biosynthesized SeNPs and Se/Ch-nanoconjugate showed high potential, reflecting their high stability and dispersity triggered due to electrostatic repulsion between particles [11, 101]. The nanoconjugate demonstrated higher potential, indicating the effectiveness of NCh in capping SeNPs rather than biochemically interacting with them [102].
The NCh FTIR spectrum and nanoconjugate TEM, SEM, and DLS analyses demonstrated that the NCT was successfully accomplished by ionic gelation with TPP crosslinking. This approach generates reversible ionic cross-linking rather than chemical cross-linking through electrostatic interactions between the polymer and ionic gelatinizer, ensuring reduction of toxicological effects on the produced NPs [103]. The NCh produced by this method was demonstrated to have superb properties because of its applications as a bioactive agent or nanocarrier for bioactive compounds [45, 57].
NPs stand out as an exceptionally promising approach in combating MDR pathogens [104]. Herein, the synthesized NPs exhibited potent antimicrobial activity against the most tested microbial pathogens; Se/Ch-nanoconjugate was the most forceful agent, and that was related to the microbial pathogens disability to develop resistance toward multiple combined antimicrobial compounds with various action modes [105, 106]. The powerful antimicrobial activity of the synthesized NPs was further investigated by their inhibitory effect against the four tested metabolic enzymes. Se/Ch-nanoconjugate was proved to be the most suppressive agent. They can interfere with these enzymes, disrupt essential cellular processes, and ultimately lead to the inhibition of microbial growth and proliferation. Therefore, one of the antimicrobial mechanisms of the synthesized NPs appears to be the inhibition of metabolic key enzymes. The C. albicans resistance was in accordance with the results obtained by
Hashem and Salem [107] and Cremonini et al. [108]. It was also reported that SeNPs had more antifungal activity against filamentous fungi than unicellular fungi [107].
The biosynthesized SeNPs depicted superior antimicrobial activity when compared to their chemically synthesized counterparts [108]. In previous studies, the biosynthesized SeNPs were demonstrated to exhibit potent antimicrobial activity against various microbial pathogens [33, 97, 109, 110]. Four potential mechanisms were proposed by Huang et al. [111]: (1) metabolic invasion through disruption the intracellular adenosine triphosphate (ATP) levels, (2) depolarization, (3) intracellular reactive oxygen species (ROS) values variation, and (4) disturbance of biological membranes. Additionally, SeNPs were proved to have a strong inhibitory effect on -amylase, -glucosidase, galactosidase, and protease [112, 113]. Consequently, SeNPs antimicrobial mechanism may involve the deterioration of DNA structure and disruption of enzyme functionality, resulting from the generation of hydroxyl free radicals [114].
The antibacterial action of NCh was reported against various microbial pathogens, and several hypothesized mechanisms were documented [115-117]. The electrostatic interaction between the NCT positively charged amino group and the negatively charged microbial cell membranes is considered to be one of the main antimicrobial mechanisms, which causes cell damage through the leakage of proteinaceous and other intracellular components [118, 119]. The NCh may also act as a chelating agent, binding to trace metals and generating toxins that inhibit microbial growth [120]. Additionally, NCT can carry and control the release of bioactive agents [121].
As a result, the NCh can easily penetrate the microbial cell membrane pores carrying the biosynthesized SeNPs and release them there. Accordingly, the nanoconjugate has direct effects on the cells; it can interfere with ATP synthesis, affect cell division, and cause cell lysis [45, 57, 98, 122]. Furthermore, the substantial positive charge of Se/Ch-nanoconjugate could electrostatically interact with the negatively charged cell membranes causing cell damage. Consequently, the Se/Ch-nanoconjugate was proved to be the most powerful antimicrobial agent.
Recently, biosynthesized SeNPs have been receiving a lot of attention as a potential anticancer agent due to their remarkable biological activity, biocompatibility, and low toxicity [82, 122, 123]. Furthermore, it was reported that they have no side effects on normal cells while specifically inhibiting the tumor growth [124, 125]. In the current study, the NCh was loaded to improve the biological properties of the biosynthesized SeNPs [126]. The biosynthesized SeNPs and Se/Ch-nanoconjugate exhibited outstanding anticancer activity against HepG2 and Caki-1 (HTB-46) tumor cell lines; the nanoconjugate was
the most powerful with values of 11.82 and ml , respectively, with very low cytotoxicity on normal cells ( ).
SeNPs were proven to have a potential cytotoxic effect against various tumor cell lines [13, 127-129]. Hashem and Salem [107] declared that the biosynthesized SeNPs were shown to inhibit HepG2 with an of ml. According to Hassanien et al. [130], the three tumor cell lines; Caco2, HepG2, and Mcf-7, were inhibited by biogenic SeNPs with values of 151,393 , and ml , respectively. Moreover, SeNPs biosynthesized by Streptomyces griseoruber were demonstrated to have a cytotoxic effect on HT-29 cell lines [55]. Subsequently, our study demonstrated that the biosynthesized SeNPs and nanoconjugate were more efficacious as anticancer agents compared to others.
Several anticancer mechanisms for SeNPs were proposed by many studies, including mitochondrial dysfunction, apoptosis induction by triggering the caspase or apoptotic proteins, disruption of cellular homeostasis, cell cycle arrest, ROS excessive production, DNA fragmentation, or a combination of these processes [13, 54, 107, 131, 132]. On the other hand, NCh can directly affect tumor cells through inducing apoptosis, reducing cell growth, or disrupting metabolism [133]. Additionally, the positive charge of NCh can balance the negative charge on the tumor cell surface, leading to selective absorption [134]. NCh was also demonstrated to cause HCC cell death in vitro by triggering membrane disruption, reducing negative surface charge, decreasing mitochondrial membrane potential, inducing lipid peroxidation, disturbance the fatty acid layer of the membrane, and causing DNA fragmentation [135].
In -nanoconjugate, the NCh decorated the SeNPs surface charge making it more positive resulting in selective cellular uptake and enhancing the cell membranepermeating abilities and apoptosis-inducing activities [136-138]. Furthermore, multiple combined bioactive agents can exhibit various action modes, which work synergistically to exert their anticancer effects. Therefore, the nanoconjugate demonstrated a considerable and potent anticancer action with very low cytotoxicity on normal cells.

Conclusion

The utilization of Streptomyces parvulus MAR4 supernatant for SeNPs biosynthesis was found to be a highly efficient, cost-effective, and safe strategy. The conjugation between biosynthesized SeNPs and NCh exhibited remarkable antimicrobial and anticancer activity against the most tested microbial pathogens, and both chosen tumor cell lines without causing any side effects on normal cells. Its antimicrobial and anticancer
mechanisms can be attributed to the presence of multiple combined bioactive agents with diverse modes of action. The conjugation also decreased toxicity and enhanced biocompatibility, safety, and biological activity of each individual agent. Furthermore, the nanoconjugate significant positive charge could electrostatically interact with negatively charged cell membranes, resulting in cell damage. Moreover, the inhibition of key metabolic enzymes was proven to be one of their antimicrobial mechanisms through interfering with these enzymes and disrupting metabolic processes, causing inhibition of microbial growth and proliferation. Overall, the Se/Ch-nanoconjugate can be applied as a promising biomedical agent with both antimicrobial and anticancer properties. However, further in-depth studies are required to fully elucidate the precise mechanisms underlying its antimicrobial and anticancer effects.

Abbreviations

MDR Multidrug resistant
SeNPs Selenium nanoparticles
Ch Chitosan
NCh nano-chitosan
PGI Phosphoglucose isomerase
PDH Pyruvate dehydrogenase
G6PDH Glucose-6-phosphate dehydrogenase
NR Nitrate reductase
TPP tripolyphosphate
TEM Transmission electron microscopy
SEM Scanning electron microscopy
EDX Energy dispersive X-ray
FTIR Fourier transform infrared spectroscopy
CCG Carbon-coated copper grids
LB Lysogenia broth
HepG2 Hepatocellular carcinoma cell line
Caki-1 Renal cell carcinoma cell line
ROS Reactive oxygen species
FBS Foetal Bovine Serum

Acknowledgments

We would like to thank the National Research Center, Egypt, for infrastructure and facilities in the Biotechnology Research Institute.

Data availability statement

The datasets used and/or analyzed during the current study are available from the corresponding author on reasonable request.

Authors’ contributions

A.A.H., M.G.H., and H. M. E. did Conceptualization. A.A.H., M.G.H., M. T. H., and H. M. E. put methodology plan. A.A.H. and M.T.H. ran Software. A.A.H. and M.G.H. did Validation. M. G. H., M. T. H., D. M. B., H. M. E., and A. A. H. were responsible for formal analysis and investigation. A.A.H. and H. M. E. provided resources. M. T. H., A. A. H., M. G. H., and H. M. E. wrote the manuscript. A. A. H., M. G. H., D. M. B. supervised the practical work. All authors have read and agreed to the published version of the manuscript.

Funding

Open access funding provided by The Science, Technology & Innovation Funding Authority (STDF) in cooperation with The Egyptian Knowledge Bank (EKB). This research received no specific grant from any funding agency in the public, commercial, or not-for-profit sectors.

Declarations

Not applicable.
Not applicable.

Competing interests

The authors declare no competing interests.

Author details

Botany and Microbiology Department, Faculty of Science, Benha University, P. O. Box 13511, Banha, Qalyubia, Egypt. Botany Department, Faculty of Science, Mansoura University, P. O. Box 35516, Mansoura, Dakahlia, Egypt. Microbial Chemistry Department, National Research Centre, 33 El-Buhouth Street, P. O. Box 12622, Giza, Dokki, Egypt.
Received: 7 May 2023 Accepted: 22 December 2023
Published online: 12 January 2024

References

  1. Pang T, Guindon GE. Globalization and risks to health: as borders disappear, people and goods are increasingly free to move, creating new challenges to global health. These cannot be met by national governments alone but must be dealt with instead by international organizations and agreements. EMBO Rep. 2004;5(S1):S11-6.
  2. Sroor FM, Othman AM, Aboelenin MM, Mahrous KF. Anticancer and antimicrobial activities of new thiazolyl-urea deriv-atives: gene expression, DNA damage, DNA fragmentation and SAR studies. Med Chem Res. 2022;31(3):400-15.
  3. Ventola CL. The antibiotic resistance crisis: part 1: causes and threats. Pharm Therapeut. 2015;40(4):277.
  4. Housman G, Byler S, Heerboth S, Lapinska K, Longacre M, Snyder N, et al. Drug resistance in cancer: an overview. Cancers. 2014;6(3):1769-92.
  5. Garcia-Oliveira P, Otero P, Pereira AG, Chamorro F, Carpena M, Echave J, et al. Status and challenges of plant-anticancer compounds in cancer treatment. Pharmaceuticals. 2021;14(2):157.
  6. Sharma VP, Sharma U, Chattopadhyay M, Shukla VN. Advance applications of nanomaterials: a review. Mater Today: Proc. 2018;5(2):6376-80.
  7. Kumar A, Choudhary A, Kaur H, Mehta S, Husen A. Metal-based nanoparticles, sensors, and their multifaceted application in food packaging. Nanobiotechnology. 2021;19(1):256.
  8. Salem SS, Fouda A. Green synthesis of metallic nanoparticles and their prospective biotechnological applications: an overview. Biol Trace Elem Res. 2021;199:344-70.
  9. Baptista PV, McCusker MP, Carvalho A, Ferreira DA, Mohan NM, Martins M, et al. Nano-strategies to fight multidrug resistant bacteria-“a Battle of the titans”. Front Microbiol. 2018;9:1441.
  10. Marinescu L, Ficai D, Oprea O, Marin A, Ficai A, Andronescu E, et al. Optimized synthesis approaches of metal nanoparticles with antimicrobial applications. Nanomaterials. 2020;2020:1-14.
  11. EISaied BE, Diab AM, Tayel AA, Alghuthaymi MA, Moussa SH. Potent antibacterial action of phycosynthesized selenium nanoparticles using Spirulina platensis extract. Green Process Synthesis. 2021;10(1):49-60.
  12. Khanna P, Kaur A, Goyal D. Algae-based metallic nanoparticles: synthesis, characterization and applications. Microbiol Methods. 2019;163:105656.
  13. Bisht N, Phalswal P, Khanna PK. Selenium nanoparticles: a review on synthesis and biomedical applications. Mater Adv. 2022;3(3):1415-31.
  14. Saratale RG, Karuppusamy I, Saratale GD, Pugazhendhi A, Kumar G, Park Y, et al. A comprehensive review on green nanomaterials using biological systems: recent perception and their future applications. Colloids Surf B: Biointerfaces. 2018;170:20-35.
  15. Fahimirad S, Ajalloueian F, Ghorbanpour M. Synthesis and therapeutic potential of silver nanomaterials derived from plant extracts. Ecotoxicol Environ Saf. 2019;168:260-78.
  16. Bahrulolum H, Nooraei S, Javanshir N, Tarrahimofrad H, Mirbagheri VS, Easton AJ, et al. Green synthesis of metal nanoparticles using microorganisms and their application in the agrifood sector. Nanobiotechnology. 2021;19(1):1-26.
  17. Składanowski M, Wypij M, Laskowski D, Golińska P, Dahm H, Rai M. Silver and gold nanoparticles synthesized from Streptomyces sp. isolated from acid forest soil with special reference to its antibacterial activity against pathogens. Cluster. Science. 2017;28:59-79.
  18. Gu H, Chen X, Chen F, Zhou X, Parsaee Z. Ultrasound-assisted biosynthesis of CuO-NPs using brown alga Cystoseira trinodis: characterization, photocatalytic AOP, DPPH scavenging and antibacterial investigations. Ultrason Sonochem. 2018;41:109-19.
  19. Fouda A, Hassan SED, Eid AM, El-Din EE. The interaction between plants and bacterial endophytes under salinity stress. Endophytes Second Metab. 2019:1-18.
  20. Zhang J, Wang H, Yan X, Zhang L. Comparison of short-term toxicity between Nano-se and selenite in mice. Life Sci. 2005;76(10):1099-109.
  21. Manivasagan , Oh J. Production of a novel fucoidanase for the green synthesis of gold nanoparticles by Streptomyces sp. and its cytotoxic effect on HeLa cells. Marine drugs. 2015;13(11):6818-37.
  22. Zhang J, Zhang SY, Xu JJ, Chen HY. A new method for the synthesis of selenium nanoparticles and the application to construction of 2 biosensor. Chin Chem Lett. 2004;15(11):1345-8.
  23. Romero I, de Francisco P, Gutiérrez JC, Martín-González A. Selenium cytotoxicity in Tetrahymena thermophila: new clues about its biological effects and cellular resistance mechanisms. Sci Total Environ. 2019;671:850-65.
  24. Gautam PK, Kumar S, Tomar MS, Singh RK, Acharya A, Ram B. Selenium nanoparticles induce suppressed function of tumor associated macrophages and inhibit Dalton’s lymphoma proliferation. Biochem Biophys Rep. 2017;12:172-84.
  25. Hashem AH, Selim TA, Alruhaili MH, Selim S, Alkhalifah DHM, AI Jaouni SK, et al. Unveiling antimicrobial and insecticidal activities of biosynthesized selenium nanoparticles using prickly pear peel waste. Function Biomater. 2022;13(3):112.
  26. Salem SS. A mini review on green nanotechnology and its development in biological effects. Arch Microbiol. 2023;205(4):128.
  27. Abu-Elghait M, Hasanin M, Hashem AH, Salem SS. Ecofriendly novel synthesis of tertiary composite based on cellulose and myco-synthesized selenium nanoparticles: characterization, antibiofilm and biocompatibility. Biol Macromol. 2021;175:294-303.
  28. Elakraa AA, Salem SS, El-Sayyad GS, Attia MS. Cefotaxime incorporated bimetallic silver-selenium nanoparticles: promising antimicrobial synergism, antibiofilm activity, and bacterial membrane leakage reaction mechanism. RSC Adv. 2022;12(41):26603-19.
  29. Salem SS. Bio-fabrication of selenium nanoparticles using Baker’s yeast extract and its antimicrobial efficacy on food borne pathogens. Appl Biochem Biotechnol. 2022;194(5):1898-910.
  30. Cruz LY, Wang D, Liu J. Biosynthesis of selenium nanoparticles, characterization and X-ray induced radiotherapy for the treatment of lung cancer with interstitial lung disease. Photochem Photobiol B Biol. 2019;191:123-7.
  31. Ferro C, Florindo HF, Santos HA. Selenium nanoparticles for biomedical applications: from development and characterization to therapeutics. Adv Healthcare Mater. 2021;10(16):2100598.
  32. Chaudhary S, Umar A, Mehta SK. Surface functionalized selenium nanoparticles for biomedical applications. Biomed Nanotechnol. 2014;10(10):3004-42.
  33. Martínez-Esquivias F, Guzmán-Flores JM, Pérez-Larios A, González Silva N, Becerra-Ruiz JS. A review of the antimicrobial activity of selenium nanoparticles. Nanosci Nanotechnol. 2021;21(11):5383-98.
  34. Rout SK. Physicochemical, functional and spectroscopic analysis of crawfish chitin and chitosan as affected by process modification. Louisiana State University and Agricultural & Mechanical College; 2001. p. 3042648.
  35. Lopez-Moya F, Suarez-Fernandez M, Lopez-Llorca LV. Molecular mechanisms of chitosan interactions with fungi and plants. Int J Molecular Sciences. 2019;20(2):332.
  36. Saeedi M, Vahidi O, Moghbeli M, Ahmadi S, Asadnia M, Akhavan O, et al. Customizing nano-chitosan for sustainable drug delivery. Control Release. 2022;350:175-92.
  37. Hashem AH, Shehabeldine AM, Ali OM, Salem SS. Synthesis of chitosanbased gold nanoparticles: antimicrobial and wound-healing activities. Polymers. 2022;14(11):2293.
  38. Shehabeldine AM, Salem SS, Ali OM, Abd-Elsalam KA, Elkady FM, Hashem AH. Multifunctional silver nanoparticles based on chitosan: antibacterial, antibiofilm, antifungal, antioxidant, and wound-healing activities. Fungi. 2022;8(6):612.
  39. Torzsas TL, Kendall CWC, Sugano M, Iwamoto Y, Rao AV. The influence of high and low molecular weight chitosan on colonic cell proliferation and aberrant crypt foci development in CF1 mice. Food Chem Toxicol. 1996;34(1):73-7.
  40. Maeda Y, Kimura Y. Antitumor effects of various low-molecular-weight chitosans are due to increased natural killer activity of intestinal intraepithelial lymphocytes in sarcoma 180-bearing mice. Nutrition. 2004;134(4):945-50.
  41. Rangrazi A, Bagheri H, Ghazvini K, Boruziniat A, Darroudi M. Synthesis and antibacterial activity of colloidal selenium nanoparticles in chitosan solution: a new antibacterial agent. Mater Res Express. 2020;6(12):1250h3.
  42. Sivanesan I, Gopal J, Muthu M, Shin J, Mari S, Oh J. Green synthesized chitosan/chitosan nanoforms/nanocomposites for drug delivery applications. Polymers. 2021;13(14):2256.
  43. Alalawy AI, El Rabey HA, Almutairi FM, Tayel AA, AI-Duais MA, Zidan NS, et al. Effectual anticancer potentiality of loaded bee venom onto fungal chitosan nanoparticles. Polymer Sci. 2020;2020 https://doi.org/10.1155/ 2020/2785304.
  44. Oladele IO, Omotosho TF, Adediran AA. Polymer-based composites: an indispensable material for present and future applications. Polymer Sci. 2020;2020:1-12.
  45. Alghuthaymi MA, Diab AM, Elzahy AF, Mazrou KE, Tayel AA, Moussa SH. Green biosynthesized selenium nanoparticles by cinnamon extract and their antimicrobial activity and application as edible coatings with nano-chitosan. Food Quality. 2021;2021:1-10.
  46. Chubukov V, Gerosa L, Kochanowski K, Sauer U. Coordination of microbial metabolism. Nat Rev Microbiol. 2014;12(5):327-40.
  47. Zhou Y, Yan K, Qin Q, Raimi OG, Du C, Wang B, et al. Phosphoglucose isomerase is important for aspergillus fumigatus cell wall biogenesis. Mbio. 2022;13(4):e01426-2.
  48. Yuan W, Du Y, Yu K, Xu S, Liu M, Wang S, et al. The production of pyruvate in biological technology: a critical review. Microorganisms. 2022;10(12):2454.
  49. Ortiz-Ramírez P, Hernández-Ochoa B, Ortega-Cuellar D, González-Valdez A, Martínez-Rosas V, Morales-Luna L, et al. Biochemical and kinetic characterization of the Glucose-6-phosphate dehydrogenase from helicobacter pylori strain 29CaP. Microorganisms., 1359. 2022;10(7)
  50. You Y, Chu S, Khalid M, Hayat K, Yang X, Zhang D, et al. A sustainable approach for removing nitrate: studying the nitrate transformation and metabolic potential under different carbon source by microorganism. Clean Prod. 2022;346:131169.
  51. Hamed AA, Abdel-Aziz MS, Fadel M, Ghali MF. Antimicrobial, antidermatophytic, and cytotoxic activities from Streptomyces sp. MER4 isolated from Egyptian local environment. Bull Natl Res Centre. 2018;42:1-10.
  52. Hamed AA, Eskander DM, Badawy MSEM. Isolation of secondary metabolites from marine Streptomyces sparsus ASD203 and evaluation its bioactivity. Egypt J Chem. 2022;65(3):539-47.
  53. Hamed AA, Kabary H, Khedr M, Emam AN. Antibiofilm, antimicrobial and cytotoxic activity of extracellular green-synthesized silver nanoparticles by two marine-derived actinomycete. RSC Adv. 2020;10(17):10361-7.
  54. Ramya , Shanmugasundaram , Balagurunathan R. Biomedical potential of actinobacterially synthesized selenium nanoparticles with special reference to anti-biofilm, anti-oxidant, wound healing, cytotoxic and anti-viral activities. T.race Elements Med Biol. 2015;32:30-9.
  55. Ranjitha VR, Ravishankar VR. Extracellular synthesis of selenium nanoparticles from an actinomycetes streptomyces griseoruber and
    evaluation of its cytotoxicity on HT-29 cell line. Pharmac Nanotechnol. 2018;6(1):61-8.
  56. Kumar S, Stecher G, Tamura K. MEGA7: molecular evolutionary genetics analysis version 7.0 for bigger datasets. Mol Biol Evol. 2016;33(7):1870-4.
  57. Salem MF, Abd-Elraoof WA, Tayel AA, Alzuaibr FM, Abonama OM. Antifungal application of biosynthesized selenium nanoparticles with pomegranate peels and nanochitosan as edible coatings for citrus green mold protection. Nanobiotechnology. 2022;20(1):182.
  58. Mostafa EM, Abdelgawad MA, Musa A, Alotaibi NH, Elkomy MH, Ghoneim MM, et al. Chitosan silver and gold nanoparticle formation using endophytic fungi as powerful antimicrobial and anti-biofilm potentialities. Antibiotics. 2022;11(5):668.
  59. Alhadrami HA, Orfali R, Hamed AA, Ghoneim MM, Hassan HM, Hassane ASI, et al. Flavonoid-coated gold nanoparticles as efficient antibiotics against gram-negative bacteria-evidence from in silico-supported in vitro studies. Antibiotics. 2021;2021:10.
  60. Abdel-Nasser M, Abdel-Maksoud G, Abdel-Aziz MS, Darwish SS, Hamed AA, Youssef AM. Evaluation of the efficiency of nanoparticles for increasing a-amylase enzyme activity for removing starch stain from paper artifacts. Cultural Heritage. 2022;53:14-23.
  61. Abdelaziz MS, Hamed AA, Radwan AA, Khaled E, Hassan RY. Biosynthesis and bio-sensing applications of silver and gold metal nanoparticles. Egypt J Chem. 2021;64(2):1057-63.
  62. Khedr WE, Shaheen MN, Elmahdy EM, Bendary MAE, Hamed AA, Mohamedin AH. Silver and gold nanoparticles: eco-friendly synthesis, antibiofilm, antiviral, and anticancer bioactivities. Prep Biochem Biotechnol. 2023:1-13. https://doi.org/10.1080/10826068.2023.2248238.
  63. Hamed AA, Soldatou S, Qader MM, Arjunan S, Miranda KJ, Casolari F, et al. Screening fungal endophytes derived from under-explored Egyptian marine habitats for antimicrobial and antioxidant properties in factionalised textiles. Microorganisms. 2020;8(10):1617.
  64. El-Shora HM, El-Sharkawy RM, Khateb AM, Darwish DB. Production and immobilization of -glucanase from aspergil-lus Niger with its applications in bioethanol production and biocontrol of phytopathogenic fungi. Sci Rep. 2021;11(1):21000.
  65. Lima TC, Ferreira AR, Silva DF, Lima EO, de Sousa DP. Antifungal activity of cinnamic acid and benzoic acid esters against Candida albicans strains. Nat Prod Res. 2018;32(5):572-5.
  66. Sezonov G, Joseleau-Petit D, d’Ari R. Escherichia coli physiology in LuriaBertani broth. Bacteriology. 2007;189(23):8746-9.
  67. Gohil K, Jones DA. A sensitive spectorophotometric assay for pyruvate dehydrogenase and oxoglutarate dehydrogenase complexes. Biosci Rep. 1983;3(1):1-9.
  68. Betke K, Beutler E, Brewer GJ, Kirkman HN, Luzzatto L, Motulsky AG, et al. Standardization of procedures for the study of glucose-6-phosphate dehydrogenase. Report of a WHO scientific group. World Health Organ Tech Rep Ser. 1967;366(1)
  69. Lewis OAM, Watson EF, Hewitt EJ. Determination of nitrate reductase activity in barley leaves and roots. Ann Bot. 1982;49(1):31-7.
  70. Bradford MM . A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 1976;72(1-2):248-54.
  71. El-Bendary MA, Afifi SS, Moharam ME, Abo El-Ola SM, Salama A, Omara EA, et al. Biosynthesis of silver nanoparticles using isolated Bacillus subtilis: characterization, antimicrobial activity, cytotoxicity, and their performance as antimicrobial agent for textile materials. Prep Biochem Biotechnol. 2021;51(1):54-68.
  72. Oka M, Maeda S, Koga N, Kato K, Saito T. A modified colorimetric MTT assay adapted for primary cultured hepatocytes: application to proliferation and cytotoxicity assays. Biosci Biotechnol Biochem. 1992;56(9):1472-3.
  73. Danaei M, Dehghankhold M, Ataei S, Hasanzadeh Davarani F, Javanmard R, Dokhani A, et al. Impact of particle size and polydispersity index on the clinical applications of lipidic nanocarrier systems. Pharmaceutics. 2018;10(2):57.
  74. Lin ZH, Wang CC. Evidence on the size-dependent absorption spectral evolution of selenium nanoparticles. Mater Chem Phys. 2005;92(2-3):591-4.
  75. Ikram M, Javed B. Raja NI biomedical potential of plant-based selenium nanoparticles: a comprehensive review on therapeutic and mechanistic aspects. Int J Nanomedicine. 2021;16:249.
  76. Abdel-Moneim AME, El-Saadony MT, Shehata AM, Saad AM, Aldhumri SA, Ouda SM, et al. Antioxidant and antimicrobial activities of Spirulina platensis extracts and biogenic selenium nanoparticles against selected pathogenic bacteria and fungi. Saudi J Biol Sci. 2022;29(2):1197-209.
  77. Sumithra D, Bharathi S, Kaviyarasan P, Suresh G. Biofabrication of Selenium Nanoparticles Using Marine Streptomyces sp. and Assessment of Its Antibacterial, Antibiofilm, Antioxidant, and In Vivo Cytotoxic Potential. Geomicrobiology. 2023;40(5):485-92.
  78. Dhanjal S, Cameotra SS. Aerobic biogenesis of selenium nanospheres by Bacillus cereus isolated from coalmine soil. Microb Cell Factories. 2010;9(1):1-11.
  79. Kora AJ, Rastogi L. Biomimetic synthesis of selenium nanoparticles by Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853: an approach for conversion of selenite. Environ Manag. 2016;181:231-6.
  80. Jiang F, Cai W, Tan G. Facile synthesis and optical properties of small selenium nanocrystals and nanorods. Nanoscale Res Lett. 2017;12:1-6.
  81. Nogueira GD, Duarte CR, Barrozo MA. Hydrothermal carbonization of acerola (Malphigia emarginata DC) wastes and its application as an adsorbent. Waste Manag. 2019;95:466-75.
  82. Prasad KS, Selvaraj K. Biogenic synthesis of selenium nanoparticles and their effect on as (III)-induced toxicity on human lymphocytes. Biol Trace Elem Res. 2014;157:275-83.
  83. Fresneda MAR, Martín JD, Bolívar JG, Cantos MVF, Bosch-Estévez G, Moreno MFM, et al. Green synthesis and biotransformation of amorphous se nanospheres to trigonal 1D se nanostructures: impact on se mobility within the concept of radioactive waste disposal. Environ Sci: Nano. 2018;5(9):2103-16.
  84. Salama A, Hasanin M, Hesemann P. Synthesis and antimicrobial properties of new chitosan derivatives containing guani-dinium groups. Carbohydr Polym. 2020;241:116363.
  85. Tayel AA, Elzahy AF, Moussa SH, Al-Saggaf MS, Diab AM. Biopreservation of shrimps using composed edible coatings from chitosan nanoparticles and cloves extract. Food Quality. 2020;2020:1-10.
  86. Shehabeldine AM, Hashem AH, Wassel AR, Hasanin M. Antimicrobial and antiviral activities of durable cotton fabrics treated with nanocomposite based on zinc oxide nanoparticles, acyclovir, nanochitosan, and clove oil. Appl Biochem Biotechnol. 2022;194 https://doi.org/10.1007/ s12010-021-03649-y.
  87. Shehabeldine A, Hasanin M. Green synthesis of hydrolyzed starchchitosan nano-composite as drug delivery system to gram negative bacteria. Environ Nanotechnol Monitor Manag. 2019;12:100252.
  88. Potrč S, Glaser TK, Vesel A, Ulrih NP, Zemljič LF. Two-layer functional coatings of chitosan particles with embedded catechin and pomegranate extracts for potential active packaging. Polymers. 2020;12(9):1855.
  89. Elsharawy K, Abou-Dobara M, El-Gammal H, Hyder A. Chitosan coating does not prevent the effect of the transfer of green silver nanoparticles biosynthesized by Streptomyces malachitus into fetuses via the placenta. Reprod Biol. 2020;20(1):97-105.
  90. Siddiqi KS, Husen A, Rao RA. A review on biosynthesis of silver nanoparticles and their biocidal properties. Nanobiotechnology. 2018;16(1):1-28.
  91. Gad HA, Tayel AA, AI-Saggaf MS, Moussa SH, Diab AM. Phyto-fabrication of selenium nanorods using extract of pomegranate rind wastes and their potentialities for inhibiting fish-borne pathogens. Green Process Synthesis. 2021;10(1):529-37.
  92. Shetta A, Kegere J, Mamdouh W. Comparative study of encapsulated peppermint and green tea essential oils in chitosan nanoparticles: encapsulation, thermal stability, in-vitro release, antioxidant and antibacterial activities. Int J Biological Macromolecules. 2019;126:731-42.
  93. Joshi SM, De Britto S, Jogaiah S, Ito SI. Mycogenic selenium nanoparticles as potential new generation broad spectrum antifungal molecules. Biomolecules. 2019;9(9):419.
  94. Zhang H, Zhou H, Bai J, Li Y, Yang J, Ma Q, et al. Biosynthesis of selenium nanoparticles mediated by fungus Mariannaea sp. HJ and their characterization. Colloids Surf A Physicochem Eng Asp. 2019;571:9-16.
  95. Koukaras EN, Papadimitriou SA, Bikiaris DN, Froudakis GE. Insight on the formation of chitosan nanoparticles through ionotropic gelation with tripolyphosphate. Mol Pharm. 2012;9(10):2856-62.
  96. Hnain A, Brooks J, Lefebvre DD. The synthesis of elemental selenium particles by Synechococcus leopoliensis. Appl Microbiol Biotechnol. 2013;97:10511-9.
  97. Pandey S, Awasthee N, Shekher A, Rai LC, Gupta SC, Dubey SK. Biogenic synthesis and characterization of selenium nanoparticles and their applications with special reference to antibacterial, antioxidant, anticancer and photocatalytic activity. Bioprocess Biosyst Eng. 2021;44:2679-96.
  98. MubarakAli D, LewisOscar F, Gopinath V, Alharbi NS, Alharbi SA, Thajuddin N. An inhibitory action of chitosan nanoparticles against pathogenic bacteria and fungi and their potential applications as biocompatible antioxidants. Microb Pathog. 2018;114:323-7.
  99. Villegas-Peralta Y, López-Cervantes J, Santana TJM, Sánchez-Duarte RG, Sánchez-Machado DI, Martínez-Macías MDR, et al. Impact of the molecular weight on the size of chitosan nanoparticles: characterization and its solid-state application. Polym Bull. 2021;78:813-32.
  100. Guisbiers G, Wang Q, Khachatryan E, Mimun LC, Mendoza-Cruz R, Larese-Casanova P, et al. Inhibition of E. Coli and S. Aureus with selenium nanoparticles synthesized by pulsed laser ablation in deionized water. Int J Nanomedicine. 2016:3731-6.
  101. Skoglund S, Hedberg J, Yunda E, Godymchuk A, Blomberg E, Odnevall WI. Difficulties and flaws in performing accurate determinations of zeta potentials of metal nanoparticles in complex solutions-four case studies. PLoS One. 2017;12(7):e0181735.
  102. Chen W, Yue L, Jiang Q, Liu X, Xia W. Synthesis of varisized chitosanselenium nanocomposites through heating treatment and evaluation of their antioxidant properties. Int J Biol Macromol. 2018;114:751-8.
  103. Jardim KV, Siqueira JLN, Báo SN, Parize AL. In vitro cytotoxic and antioxidant evaluation of quercetin loaded in ionic cross-linked chitosan nanoparticles. Drug Del Sci Technol. 2022;74:103561.
  104. Chudobova D, Cihalova K, Dostalova S, Ruttkay-Nedecky B, Merlos Rodrigo MA, Tmejova K, et al. Comparison of the effects of silver phosphate and selenium nanoparticles on Staphylococcus aureus growth reveals potential for selenium particles to prevent infection. FEMS Microbiol Lett. 2014;351(2):195-201.
  105. Al-Saggaf MS. Nanoconjugation between fungal Nanochitosan and biosynthesized selenium nanoparticles with Hibiscus sabdariffa extract for effectual control of multidrug-resistant Bacteria. Nanomaterials. 2022;2022 https://doi.org/10.1155/2022/7583032.
  106. Portillo-Torres LA, Bernardino-Nicanor A, Mercado-Monroy J, GómezAldapa CA, González-Cruz L, Rangel-Vargas E, et al. Antimicrobial effects of aqueous extract from calyces of Hibiscus sabdariffa in CD-1 mice infected with multidrug-resistant Enterohemorrhagic Escherichia coli and salmonella Typhimurium. Medicinal Food. 2022;25(9):902-9.
  107. Hashem AH, Salem SS. Green and ecofriendly biosynthesis of selenium nanoparticles using Urtica dioica (stinging nettle) leaf extract: antimicrobial and anticancer activity. Biotechnology. 2022;17(2):2100432.
  108. Cremonini E, Zonaro E, Donini M, Lampis S, Boaretti M, Dusi S, et al. Biogenic selenium nanoparticles: characterization, antimicrobial activity and effects on human dendritic cells and fibroblasts. Microb Biotechnol. 2016;9(6):758-71.
  109. Khiralla GM, El-Deeb BA. Antimicrobial and antibiofilm effects of selenium nanoparticles on some foodborne pathogens. LWT-Food Sci Technol. 2015;63(2):1001-7.
  110. El-Sayed ESR, Abdelhakim HK, Ahmed AS. Solid-state fermentation for enhanced production of selenium nanoparticles by gamma-irradiated Monascus purpureus and their biological evaluation and photocatalytic activities. Bioprocess Biosyst Eng. 2020;43:797-809.
  111. Huang T, Holden JA, Heath DE, O’Brien-Simpson NM, O’Connor AJ. Engineering highly effective antimicrobial selenium nanoparticles through control of particle size. Nanoscale. 2019;11(31):14937-51.
  112. Deepa T, Mohan S, Manimaran P. A crucial role of selenium nanoparticles for future perspectives. Results Chem. 2022;4:100367.
  113. Nikam PB, Salunkhe JD, Marathe KR, Alghuthaymi MA, Abd-Elsalam KA, Patil SV. Rhizobium pusense-Mediated Selenium NanoparticlesAntibiotics Combinations against Acanthamoeba sp. Microorganisms. 2022;10(12):2502.
  114. Saad EL, Salem SS, Fouda A, Awad MA, El-Gamal MS, Abdo AM. New approach for antimicrobial activity and bio-control of various pathogens by biosynthesized copper nanoparticles using endophytic actinomycetes. J Radiat Res Appl. 2018;11 (3):262-70.
  115. Alarfaj AA. Antibacterial effect of chitosan nanoparticles against food spoilage bacteria. Pure Appl Microbiol. 2019;13(2):1273-8.
  116. Ma S, Moser D, Han F, Leonhard M, Schneider-Stickler B, Tan Y. Preparation and antibiofilm studies of curcumin loaded chitosan nanoparticles against polymicrobial biofilms of Candida albicans and Staphylococcus aureus. Carbohydr Polym. 2020;241:116254.
  117. Wrońska N, Katir N, Miłowska K, Hammi N, Nowak M, Kędzierska M, et al. Antimicrobial effect of chitosan films on food spoilage bacteria. Int J Mol Sci. 2021;22(11):5839.
  118. Orellano MS, Isaac P, Breser ML, Bohl LP, Conesa A, Falcone RD, et al. Chitosan nanoparticles enhance the antibacterial activity of the native polymer against bovine mastitis pathogens. Carbohydr Polym. 2019;213:1-9.
  119. Abdallah Y, Liu M, Ogunyemi SO, Ahmed T, Fouad H, Abdelazez A, et al. Bioinspired green synthesis of chitosan and zinc oxide nanoparticles with strong antibacterial activity against rice pathogen Xanthomonas oryzae pv. Oryzae. Molecules. 2020;25(20):4795.
  120. Divya K, Vijayan S, George TK, Jisha MS. Antimicrobial properties of chitosan nanoparticles: mode of action and factors affecting activity. Fibers Polymers. 2017;18:221-30.
  121. Bhumkar DR, Pokharkar VB. Studies on effect of pH on cross-linking of chitosan with sodium tripolyphosphate: a technical note. AAPS PharmSciTech. 2006;7:E138-43.
  122. Gunti L, Dass RS, Kalagatur NK. Phytofabrication of selenium nanoparticles from Emblica officinalis fruit extract and exploring its biopotential applications: antioxidant, antimicrobial, and biocompatibility. Front Microbiol. 2019;10:931.
  123. Aboul-Fadl T. Selenium derivatives as cancer preventive agents. Curr Med Chem Anticancer. 2005;5(6):637-52.
  124. Huang Y, He L, Liu W, Fan C, Zheng W, Wong YS, et al. Selective cellular uptake and induction of apoptosis of cancer-targeted selenium nanoparticles. Biomaterials. 2013;34(29):7106-16.
  125. Wang H, He Y, Liu L, Tao W, Wang G, Sun W, et al. Prooxidation and cytotoxicity of selenium nanoparticles at nonlethal level in Sprague-dawley rats and buffalo rat liver cells. Oxidative Med Cell Longev. 2020;2020 https://doi.org/10.1155/2020/7680276.
  126. Kamath PR, Sunil D. Nano-chitosan particles in anticancer drug delivery: an up-to-date review. Mini-Rev Med Chem. 2017;17(15):1457-87.
  127. Tan HW, Mo HY, Lau AT, Xu YM. Selenium species: current status and potentials in cancer prevention and therapy. Int J Mol Sci. 2018;20(1):75.
  128. LiT, Xu H. Selenium-containing nanomaterials for cancer treatment. Cell Rep Phys Sci. 2020;1(7)
  129. Hashem AH, Khalil AMA, Reyad AM, Salem SS. Biomedical applications of mycosynthesized selenium nanoparticles using Penicillium expansum ATTC 36200. Biol Trace Elem Res. 2021:1-11. https://doi.org/ 10.1007/s12011-020-02506-z.
  130. Hassanien R, Abed-Elmageed AA, Husein DZ. Eco-friendly approach to synthesize selenium nanoparticles: photocatalytic degradation of sunset yellow azo dye and anticancer activity. ChemistrySelect. 2019;4(31):9018-26.
  131. Khurana A, Tekula S, Saifi MA, Venkatesh P, Godugu C. Therapeutic applications of selenium nanoparticles. Biomed Pharmacother. 2019;111:802-12.
  132. Menon S, Shanmugam V. Cytotoxicity analysis of biosynthesized selenium nanoparticles towards A549 lung cancer cell line. J Inorg Organomet Polym Mater. 2020;30(5):1852-64.
  133. Cao J, Zhou NJ. Progress in antitumor studies of chitosan. Chin J Biochem Pharmac. 2005;26(2):127.
  134. Wang JJ, Zeng ZW, Xiao RZ, Xie T, Zhou GL, Zhan XR, et al. Recent advances of chitosan nanoparticles as drug carriers. Int J Nanomedicine. 2011;6 https://doi.org/10.2147/JJN.S17296.
  135. Qi L, Xu Z, Chen M. In vitro and in vivo suppression of hepatocellular carcinoma growth by chitosan nanoparticles. Eur J Cancer. 2007;43(1):184-93.
  136. Yu B, Zhang Y, Zheng W, Fan C, Chen T. Positive surface charge enhances selective cellular uptake and anticancer efficacy of selenium nanoparticles. Inorg Chem. 2012;51(16):8956-63.
  137. Fröhlich E. The role of surface charge in cellular uptake and cytotoxicity of medical nanoparticles. Int J Nanomedicine. 2012;7 https://doi.org/10. 2147/IJN.S36111.
  138. He C, Hu Y, Yin L, Tang C, Yin C. Effects of particle size and surface charge on cellular uptake and biodistribution of polymeric nanoparticles. Biomaterials. 2010;31(13):3657-66.

Publisher’s Note

Springer Nature remains neutral with regard to jurisdictional claims in published maps and institutional affiliations.

Ready to submit your research? Choose BMC and benefit from:

  • fast, convenient online submission
  • thorough peer review by experienced researchers in your field
  • rapid publication on acceptance
  • support for research data, including large and complex data types
  • gold Open Access which fosters wider collaboration and increased citations
  • maximum visibility for your research: over 100 M website views per year

At BMC, research is always in progress.

  1. *Correspondence:
    Ahmed A. Hamed
    aa.shalaby@nrc.sci.eg
    Full list of author information is available at the end of the article