ترابط الأيض بين الخلايا الدبقية قليلة التغصن والمحاور يتم بواسطة البوتاسيوم الخارجي K+ ويحافظ على صحة المحاور

النتائج

إطلاق النبضات المحورية الإشارات والجليكوليز في الخلايا الدهنية

تكتشف الخلايا الدبقية الشوكية النبضات المحورية من خلال وقنوات Kir4.1

نظرًا لأن جهد الفعل المحوري يزداد في المادة البيضاء ، اختبرنا ما إذا كان هو الإشارة الرئيسية المسؤولة عن OL

مثبط NCX في وضع العكس KB-R7943 ) خفضت الـ -المُحفَز زيادة (e) بـ خلايا من خمسة فئران؛ متزاوجة اختبار، و الـ -استدعى استجابة (ف) بواسطة ( خلايا من ثلاثة فئران؛ مزدوجة الجوانب مرتبطة اختبار، ). تُظهر الرسوم البيانية الصندوقية على اليمين استجابات AUC المُعَيارَة. ج، ملخص للأدوية التي تم اختبارها وتأثيراتها المثبطة على -استجابة OL الارتفاعات (تُعرض البيانات أيضًا كرسوم بيانية صندوقية تشمل المعنية) القيم في ج و هـ، الشكل 1f، g، والأشكال الإضافية 2، 4 و 5): TTX ( صفر كا ، نيفيديبين بيني ديبين ) ، بوميتانيد ), PPADS ( سورامين ), NBQX ( ) و +DAP-5/7-CKA ( ). AMPAR، مستقبل AMPA؛ NMDAR، مستقبل NMDA. h، مخطط لنشاط المحور العصبي المدعوم بـ التفعيل: زيادة النشاط المحوري عالي التردد إزالة الاستقطاب (Depol.) OLs من خلال Kir4.1 وزيادة الدخول من خلال NCX. يتم توضيح المساهمات الطفيفة لقنوات الكالسيوم المعتمدة على الجهد، وم receptors P2X، ومستقبلات NMDA. الرسوم البيانية الصندوقية في عرض الوسيط (الخط المركزي)، الربعيات (حدود الصندوق)، المتوسط (+) والنسب المئوية من 5 إلى 95 (الشعيرات).
بواسطة SEA0400، مثبط آخر لـ NCX (الشكل 5c من البيانات الموسعة). كما أن KB-R7943 قلل من استدعى استجابة في OLs (الشكل 2f)، مما يشير إلى أن الاستقطاب الناتج عن التحفيز في خلايا OLs يؤدي إلى الدخول من خلال وضع العكس لـ NCX.
يتم التعبير عن الناقل المشترك 1 (NKCC1) في الخلايا الدبقية الناضجة. وقد تلعب دورًا في تنظيم حجم اللسان الداخلي المواجه للمحوار . لقد اختبرنا ما إذا كان تشارك الناقلات المشتركة في تحفيز OL زيادة باستخدام بوميتانيد،

مثبط محدد لـ NKCC1. ومع ذلك، لم يؤثر بوميتانيد على OL Ca الناتج عن زيادة (الشكل 5d من البيانات الموسعة)، مما يشير إلى أن التغيرات في الحجم التي يسببها NKCC1 في خلايا OL البالغة ليست متورطة خلال إطلاق النار المحوري عالي التردد.

تنظم خلايا أوليجوديندروغليا Kir4.1 ديناميات اللاكتات المحورية

انخفاض MCT1 وGLUT1 في المايلين في الجهاز العصبي المركزي لفئران Kir4.1 cKO

تغييرات طفيفة في ديناميات ATP المحورية في فئران Kir4.1 cKO

أشارت تحليلات البروتيوميات إلى تغييرات في مسارات الفسفرة التأكسدية، مما جعلنا نتساءل عما إذا كانت الفئران المعدلة وراثيًا (cKO) تظهر أيضًا تغييرات في توازن ATP المحوري. للتحقيق في ذلك، قمنا بالتعبير عن

الشكل 5| تغييرات طفيفة في ديناميات ATP المحورية في غياب Kir4.1 من الخلايا الدبقية. أ، تعبير مستشعر ATP FRET المعتمد على AAV (ATeam1.03) في محاور الأعصاب البصرية. تظهر صور النسبة الملونة من الأعصاب الضابطة (الأعلى) و cKO (الأسفل) مستويات ATP في ACSF مع 10 مللي مول من الجلوكوز وبعد GD + MI مع . hSyn1، السيناپسين البشري 1؛ mseCFP، بروتين فلوري أزرق ساطع أحادي. ب، مسار الزمن لمستويات ATP المحورية في -شهر من العمر cKO ( ) والتحكم ( الفئران التي تم تحديها بـ GD + MI، تم تطبيعها إلى الحد الأدنى من مستوى ATP ). إدراج، الديناميات الأولية لاستعادة ATP بعد إعادة التروية مع 10 مللي مول من الجلوكوز. كانت مستويات ATP المحورية الأساسية متشابهة بين الأنماط الجينية فئران غير متطابق ذو وجهين اختبار). د، لا يوجد فرق في معدل انخفاض ATP بين الأنماط الجينية عند GD + MI ( فئران غير متزاوج ذو وجهين اختبار). e، معدلات استعادة ATP الأولية المماثلة

النقص الطفيف في استعادة ATP دفعنا إلى فحص استعادة إطلاق المحاور في الفئران المعدلة وراثيًا بشكل أعمق. الانخفاض السريع في مساحة CAP
بعد GD + MI، كان حظر التوصيل المحوري مشابهًا بين الأنماط الجينية، وبدت بداية واستعادة حركية إطلاق المحاور غير متغيرة (الشكل البياني الممتد 10a). تحليل مساحة CAP الجزئي (pCAP)، الذي يعكس ديناميات ذروتي CAP الأولى والثانية أظهرت معدلات الانخفاض المماثلة عند GD + MI، في حين اختلفت ديناميات تعافي pCAP بين الأنماط الجينية (الشكل البياني الممتد 10b). كشفت الفحص الدقيق لموجات CAP عن اختلاف ملحوظ في حركيات التعافي لزمن الذروة (الشكل البياني الممتد 10c). في الضوابط، زادت سعة ذروة CAP تدريجياً مع الذروة

الشكل 7|معدل استهلاك الجلوكوز المحوري الناتج عن النشاط يقل في فئران Kir4.1 cKO. أ، تتبع زمني لـ ديناميات الجلوكوز المحفزة في المحاور العصبية تظهر اختلافات في تغييرات مستوى الجلوكوز بين cKO ) والتحكم ( الفئران. خلال التحفيز، انخفضت مستويات الجلوكوز بمعدل في التحكم ( ) لكنها ظلت مستقرة ( ) في cKO ( غير متزاوج ذو وجهين اختبار). ج، بعد التحفيز، زادت مستويات الجلوكوز فوق القيم الأساسية الأولية في كلا النمطين الجينيين ولكنها كانت أعلى بشكل ملحوظ في cKO ( ) من الضوابط ( غير متطابق ذو وجهين اختبار). د-ج، تقييم معدل استهلاك الجلوكوز

انخفاض في استقلاب الجلوكوز المحوري في فئران Kir4.1 cKO

أثناء اختبار ما إذا كانت ديناميات الجلوكوز المحوري تختلف خلال عند التحفيز، لاحظنا أن مستويات الجلوكوز انخفضت في المحاور الضابطة لكنها ظلت ثابتة في المحاور cKO (الشكل 7أ، ب). وهذا يشير إلى تنشيط أقوى للجليكوليز مقارنةً بامتصاص الجلوكوز في المحاور الضابطة، بينما كانت متوازنة في المحاور cKO. بعد التحفيز، زادت مستويات الجلوكوز فوق المستوى الأساسي في كلا المجموعتين (الشكل 7أ، ج)، مما يوحي باستمرار تنشيط امتصاص الجلوكوز بعد انتهاء التحفيز. قد تكون الفروق في ديناميات الجلوكوز خلال النشاط عالي التردد ناتجة عن انخفاض تنشيط استهلاك الجلوكوز في cKO مقارنةً بالضوابط. في الواقع، زاد التحفيز من استهلاك الجلوكوز المحوري مقارنةً بالأساسي (عند تحفيز) النشاط الجليكولي (الشكل 7د، هـ)، لكن هذه الزيادة كانت أقل في محاور cKO (الشكل 7f). من المثير للاهتمام أن كل من الأعصاب الضابطة و cKO أظهرت زيادة بمقدار ثمانية أضعاف في معدل استهلاك الجلوكوز تحت التحفيز (الشكل 7g). لذلك، على الرغم من أن آلية تنشيط التحلل السكري تظل سليمة في محاور cKO، إلا أن معدل استقلاب الجلوكوز العام لديهم ينخفض بحوالي كلاهما في حالة الراحة وأثناء النشاط.

نقاش

المحتوى عبر الإنترنت

References

1. Salvadores, N., Sanhueza, M., Manque, P. & Court, F. A. Axonal degeneration during aging and its functional role in neurodegenerative disorders. Front. Neurosci. 11, 451 (2017).
2. Medana, I. M. & Esiri, M. M. Axonal damage: a key predictor of outcome in human CNS diseases. Brain 126, 515-530 (2003).
3. Saab, A. S., Tzvetanova, I. D. & Nave, K.-A. The role of myelin and oligodendrocytes in axonal energy metabolism. Curr. Opin. Neurobiol. 23, 1065-1072 (2013).
4. Nave, K.-A. Myelination and the trophic support of long axons. Nat. Rev. Neurosci. 11, 275-283 (2010).
5. Philips, T. & Rothstein, J. D. Oligodendroglia: metabolic supporters of neurons. J. Clin. Invest. 127, 3271-3280 (2017).
6. Duncan, G. J., Simkins, T. J. & Emery, B. Neuron-oligodendrocyte interactions in the structure and integrity of axons. Front. Cell Dev. Biol. 9, 653101 (2021).
7. Xin, W. & Chan, J. R. Myelin plasticity: sculpting circuits in learning and memory. Nat. Rev. Neurosci. 21, 682-694 (2020).
8. Fünfschilling, U. et al. Glycolytic oligodendrocytes maintain myelin and long-term axonal integrity. Nature 485, 517-521 (2012).
9. Lee, Y. et al. Oligodendroglia metabolically support axons and contribute to neurodegeneration. Nature 487, 443-448 (2012).
10. Saab, A. S. et al. Oligodendroglial NMDA receptors regulate glucose import and axonal energy metabolism. Neuron 91, 119-132 (2016).
11. Trevisiol, A. et al. Monitoring ATP dynamics in electrically active white matter tracts. eLife 6, e24241 (2017).
12. Tekkök, S. B., Brown, A. M., Westenbroek, R., Pellerin, L. & Ransom, B. R. Transfer of glycogen-derived lactate from astrocytes to axons via specific monocarboxylate transporters supports mouse optic nerve activity. J. Neurosci. Res. 81, 644-652 (2005).
13. Philips, T. et al. MCT1 deletion in oligodendrocyte lineage cells causes late-onset hypomyelination and axonal degeneration. Cell Rep. 34, 108610 (2021).
14. Edgar, J. M. et al. Río-Hortega’s drawings revisited with fluorescent protein defines a cytoplasm-filled channel system of CNS myelin. J. Anat. 239, 1241-1255 (2021).
15. Saab, A. S. & Nave, K.-A. Myelin dynamics: protecting and shaping neuronal functions. Curr. Opin. Neurobiol. 47, 104-112 (2017).
16. Snaidero, N. et al. Antagonistic functions of MBP and CNP establish cytosolic channels in CNS myelin. Cell Rep. 18, 314-323 (2017).
17. Griffiths, I. et al. Axonal swellings and degeneration in mice lacking the major proteolipid of myelin. Science 280, 1610-1613 (1998).
18. Lüders, K. A. et al. Maintenance of high proteolipid protein level in adult central nervous system myelin is required to preserve the integrity of myelin and axons. Glia 67, 634-649 (2019).
19. Edgar, J. M. et al. Oligodendroglial modulation of fast axonal transport in a mouse model of hereditary spastic paraplegia. J. Cell Biol. 166, 121-131 (2004).
20. Steyer, A. M. et al. Pathology of myelinated axons in the PLP-deficient mouse model of spastic paraplegia type 2 revealed by volume imaging using focused ion beam-scanning electron microscopy. J. Struct. Biol. 210, 107492 (2020).
21. Trevisiol, A. et al. Structural myelin defects are associated with low axonal ATP levels but rapid recovery from energy deprivation in a mouse model of spastic paraplegia. PLoS Biol. 18, e3000943 (2020).
22. Mukherjee, C. et al. Oligodendrocytes provide antioxidant defense function for neurons by secreting ferritin heavy chain. Cell Metab. 32, 259-272 (2020).
23. Larson, V. A. et al. Oligodendrocytes control potassium accumulation in white matter and seizure susceptibility. eLife 7, e34829 (2018).
24. Schirmer, L. et al. Oligodendrocyte-encoded Kir4.1 function is required for axonal integrity. eLife 7, e36428 (2018).
25. Kettenmann, H., Sonnhof, U. & Schachner, M. Exclusive potassium dependence of the membrane potential in cultured mouse oligodendrocytes. J. Neurosci. 3, 500-505 (1983).
26. Yamazaki, Y. et al. Modulatory effects of oligodendrocytes on the conduction velocity of action potentials along axons in the alveus of the rat hippocampal CA1 region. Neuron Glia Biol. 3, 325-334 (2007).
27. Battefeld, A., Klooster, J. & Kole, M. H. P. Myelinating satellite oligodendrocytes are integrated in a glial syncytium constraining neuronal high-frequency activity. Nat. Commun. 7, 11298 (2016).
28. Looser, Z. J., Barrett, M. J. P., Hirrlinger, J., Weber, B. & Saab, A. S. Intravitreal AAV-delivery of genetically encoded sensors enabling simultaneous two-photon imaging and electrophysiology of optic nerve axons. Front. Cell. Neurosci. 12, 377 (2018).
29. Doerflinger, N. H., Macklin, W. B. & Popko, B. Inducible site-specific recombination in myelinating cells. Genesis 35, 63-72 (2003).
30. Madisen, L. et al. Transgenic mice for intersectional targeting of neural sensors and effectors with high specificity and performance. Neuron 85, 942-958 (2015).
31. Chen, T.-W. et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature 499, 295-300 (2013).
32. Takanaga, H., Chaudhuri, B. & Frommer, W. B. GLUT1 and GLUT9 as major contributors to glucose influx in HepG2 cells identified by a high sensitivity intramolecular FRET glucose sensor. Biochim. Biophys. Acta 1778, 1091-1099 (2008).
33. Bittner, C. X. et al. High resolution measurement of the glycolytic rate. Front. Neuroenergetics 2, 26 (2010).
34. Bittner, C. X. et al. Fast and reversible stimulation of astrocytic glycolysis by and a delayed and persistent effect of glutamate. J. Neurosci. 31, 4709-4713 (2011).
35. Micu, I. et al. The molecular physiology of the axo-myelinic synapse. Exp. Neurol. 276, 41-50 (2016).
36. Micu, I. et al. NMDA receptors mediate calcium accumulation in myelin during chemical ischaemia. Nature 439, 988-992 (2006).
37. James, G. & Butt, A. M. P2X and P2Y purinoreceptors mediate ATP-evoked calcium signalling in optic nerve glia in situ. Cell Calcium 30, 251-259 (2001).
38. Kirischuk, S., Scherer, J., Kettenmann, H. & Verkhratsky, A. Activation of P2-purinoreceptors triggered release from InsP3-sensitive internal stores in mammalian oligodendrocytes. J. Physiol. 483, 41-57 (1995).
39. Matute, C. et al. P2X(7) receptor blockade prevents ATP excitotoxicity in oligodendrocytes and ameliorates experimental autoimmune encephalomyelitis. J. Neurosci. 27, 9525-9533 (2007).
40. Stevens, B., Porta, S., Haak, L. L., Gallo, V. & Fields, R. D. Adenosine: a neuron-glial transmitter promoting myelination in the CNS in response to action potentials. Neuron 36, 855-868 (2002).
41. Ransom, C. B., Ransom, B. R. & Sontheimer, H. Activity-dependent extracellular accumulation in rat optic nerve: the role of glial and axonal pumps. J. Physiol. 522, 427-442 (2000).
42. Bay, V. & Butt, A. M. Relationship between glial potassium regulation and axon excitability: a role for glial Kir4.1 channels. Glia 60, 651-660 (2012).
43. Olsen, M. L. & Sontheimer, H. Functional implications for Kir4.1 channels in glial biology: from buffering to cell differentiation. J. Neurochem. 107, 589-601 (2008).
44. Boscia, F. et al. Silencing or knocking out the exchanger-3 (NCX3) impairs oligodendrocyte differentiation. Cell Death Differ. 19, 562-572 (2012).
45. Casamassa, A. et al. Ncx3 gene ablation impairs oligodendrocyte precursor response and increases susceptibility to experimental autoimmune encephalomyelitis. Glia 64, 1124-1137 (2016).
46. Spencer, S. A., Suárez-Pozos, E., Escalante, M., Myo, Y. P. & Fuss, B. Sodium-calcium exchangers of the SLC8 family in oligodendrocytes: functional properties in health and disease. Neurochem. Res. 45, 1287-1297 (2020).
47. Friess, M. et al. Intracellular ion signaling influences myelin basic protein synthesis in oligodendrocyte precursor cells. Cell Calcium 60, 322-330 (2016).
48. Moyon, S. et al. TET1-mediated DNA hydroxymethylation regulates adult remyelination in mice. Nat. Commun. 12, 3359 (2021).
49. Yamazaki, Y., Abe, Y., Fujii, S. & Tanaka, K. F. Oligodendrocytic co-transporter 1 activity facilitates axonal conduction and restores plasticity in the adult mouse brain. Nat. Commun. 12, 5146 (2021).
50. San Martín, A. et al. A genetically encoded FRET lactate sensor and its use to detect the Warburg effect in single cancer cells. PLoS ONE 8, e57712 (2013).
51. Djukic, B., Casper, K. B., Philpot, B. D., Chin, L.-S. & McCarthy, K. D. Conditional knock-out of leads to glial membrane depolarization, inhibition of potassium and glutamate uptake, and enhanced short-term synaptic potentiation. J. Neurosci. 27, 11354-11365 (2007).
52. Imamura, H. et al. Visualization of ATP levels inside single living cells with fluorescence resonance energy transfer-based genetically encoded indicators. Proc. Natl Acad. Sci. USA 106, 15651-15656 (2009).
53. Hamilton, N. B., Kolodziejczyk, K., Kougioumtzidou, E. & Attwell, D. Proton-gated -permeable TRP channels damage myelin in conditions mimicking ischaemia. Nature 529, 523-527 (2016).
54. Meyer, N. et al. Oligodendrocytes in the mouse corpus callosum maintain axonal function by delivery of glucose. Cell Rep. 22, 2383-2394 (2018).
55. Zhang, X. et al. Oligodendroglial glycolytic stress triggers inflammasome activation and neuropathology in Alzheimer’s disease. Sci. Adv. 6, eabb8680 (2020).
56. Mot, A. I., Depp, C. & Nave, K.-A. An emerging role of dysfunctional axon-oligodendrocyte coupling in neurodegenerative diseases. Dialogues Clin. Neurosci. 20, 283-292 (2018).
57. Kenigsbuch, M. et al. A shared disease-associated oligodendrocyte signature among multiple CNS pathologies. Nat. Neurosci. 25, 876-886 (2022).
58. Kaya, T. et al. cells induce interferon-responsive oligodendrocytes and microglia in white matter aging. Nat. Neurosci. 25, 1446-1457 (2022).
59. Brasko, C., Hawkins, V., De La Rocha, I. C. & Butt, A. M. Expression of Kir4.1 and Kir5.1 inwardly rectifying potassium channels in oligodendrocytes, the myelinating cells of the CNS. Brain Struct. Funct. 222, 41-59 (2017).
60. Papanikolaou, M., Butt, A. M. & Lewis, A. A critical role for the inward rectifying potassium channel Kir7.1 in oligodendrocytes of the mouse optic nerve. Brain Struct. Funct. 225, 925-934 (2020).
61. Almeida, R. G. et al. Myelination induces axonal hotspots of synaptic vesicle fusion that promote sheath growth. Curr. Biol. 31, 3743-3754 (2021).
62. Micu, I., Plemel, J. R., Caprariello, A. V., Nave, K. A. & Stys, P. K. Axo-myelinic neurotransmission: a novel mode of cell signalling in the central nervous system. Nat. Rev. Neurosci. 19, 49-58 (2018).
63. Hines, J. H., Ravanelli, A. M., Schwindt, R., Scott, E. K. & Appel, B. Neuronal activity biases axon selection for myelination in vivo. Nat. Neurosci. 18, 683-689 (2015).
64. Wake, H., Lee, P. R. & Fields, R. D. Control of local protein synthesis and initial events in myelination by action potentials. Science 333, 1647-1651 (2011).
65. Mensch, S. et al. Synaptic vesicle release regulates myelin sheath number of individual oligodendrocytes in vivo. Nat. Neurosci. 18, 628-630 (2015).
66. Kukley, M., Capetillo-Zarate, E. & Dietrich, D. Vesicular glutamate release from axons in white matter. Nat. Neurosci. 10, 311-320 (2007).
67. Ziskin, J. L., Nishiyama, A., Rubio, M., Fukaya, M. & Bergles, D. E. Vesicular release of glutamate from unmyelinated axons in white matter. Nat. Neurosci. 10, 321-330 (2007).
68. Krasnow, A. M., Ford, M. C., Valdivia, L. E., Wilson, S. W. & Attwell, D. Regulation of developing myelin sheath elongation by oligodendrocyte calcium transients in vivo. Nat. Neurosci. 21, 24-28 (2018).
69. Baraban, M., Koudelka, S. & Lyons, D. A. activity signatures of myelin sheath formation and growth in vivo. Nat. Neurosci. 21, 19-23 (2018).
70. Battefeld, A., Popovic, M. A., de Vries, S. I. & Kole, M. H. P. High-frequency microdomain transients and waves during early myelin internode remodeling. Cell Rep. 26, 182-191 (2019).
71. Kanda, H. et al. TREK-1 and TRAAK are principal channels at the nodes of Ranvier for rapid action potential conduction on mammalian myelinated afferent nerves. Neuron 104, 960-971 (2019).
72. Brohawn, S. G. et al. The mechanosensitive ion channel TRAAK is localized to the mammalian node of Ranvier. eLife 8, e50403 (2019).
73. Rash, J. E. Molecular disruptions of the panglial syncytium block potassium siphoning and axonal saltatory conduction: pertinence to neuromyelitis optica and other demyelinating diseases of the central nervous system. Neuroscience 168, 982-1008 (2010).
74. Cohen, C. C. H. et al. Saltatory conduction along myelinated axons involves a periaxonal nanocircuit. Cell 180, 311-322 (2020).
75. Ruminot, I., Schmälzle, J., Leyton, B., Barros, L. F. & Deitmer, J. W. Tight coupling of astrocyte energy metabolism to synaptic activity revealed by genetically encoded FRET nanosensors in hippocampal tissue. J. Cereb. Blood Flow Metab. 39, 513-523 (2019).
76. Wang, N. et al. Potassium channel regulates oligodendrocyte differentiation via intracellular pH regulation. Glia 70, 2093-2107 (2022).
77. Fernández-Moncada, I. et al. Bidirectional astrocytic GLUT1 activation by elevated extracellular K. Glia 69, 1012-1021 (2021).
78. Zuend, M. et al. Arousal-induced cortical activity triggers lactate release from astrocytes. Nat. Metab. 2, 179-191 (2020).
79. Sotelo-Hitschfeld, T. et al. Channel-mediated lactate release by -stimulated astrocytes. J. Neurosci. 35, 4168-4178 (2015).
80. Köhler, S. et al. Gray and white matter astrocytes differ in basal metabolism but respond similarly to neuronal activity. Glia 71, 229-244 (2023).
81. Menichella, D. M. et al. Genetic and physiological evidence that oligodendrocyte gap junctions contribute to spatial buffering of potassium released during neuronal activity. J. Neurosci. 26, 10984-10991 (2006).
82. Neusch, C., Rozengurt, N., Jacobs, R. E., Lester, H. A. & Kofuji, P. Kir4.1 potassium channel subunit is crucial for oligodendrocyte development and in vivo myelination. J. Neurosci. 21, 5429-5438 (2001).
83. Orthmann-Murphy, J. L., Abrams, C. K. & Scherer, S. S. Gap junctions couple astrocytes and oligodendrocytes. J. Mol. Neurosci. 35, 101-116 (2008).
84. Hösli, L. et al. Decoupling astrocytes in adult mice impairs synaptic plasticity and spatial learning. Cell Rep. 38, 110484 (2022).
85. Jahn, O. et al. The CNS myelin proteome: deep profile and persistence after post-mortem delay. Front. Cell. Neurosci. 14, 239 (2020).
86. Zhang, Y. et al. An RNA-sequencing transcriptome and splicing database of glia, neurons, and vascular cells of the cerebral cortex. J. Neurosci. 34, 11929-11947 (2014).
87. Gargareta, V.-I. et al. Conservation and divergence of myelin proteome and oligodendrocyte transcriptome profiles between humans and mice. eLife 11, e77019 (2022).
88. Lam, M. et al. CNS myelination requires VAMP2/3-mediated membrane expansion in oligodendrocytes. Nat. Commun. 13, 5583 (2022).
89. Leto, D. & Saltiel, A. R. Regulation of glucose transport by insulin: traffic control of GLUT4. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 13, 383-396 (2012).
90. Martin, L. B., Shewan, A., Millar, C. A., Gould, G. W. & James, D. E. Vesicle-associated membrane protein 2 plays a specific role in the insulin-dependent trafficking of the facilitative glucose transporter GLUT4 in 3T3-L1 adipocytes. J. Biol. Chem. 273, 1444-1452 (1998).
91. Lodhi, I. J. et al. Gapex-5, a Rab31 guanine nucleotide exchange factor that regulates Glut4 trafficking in adipocytes. Cell Metab. 5, 59-72 (2007).
92. Dienel, G. A. Brain glucose metabolism: integration of energetics with function. Physiol. Rev. 99, 949-1045 (2019).
93. Barros, L. F. et al. Fluid brain glycolysis: limits, speed, location, moonlighting, and the fates of glycogen and lactate. Neurochem. Res. 45, 1328-1334 (2020).
94. Herrero-Mendez, A. et al. The bioenergetic and antioxidant status of neurons is controlled by continuous degradation of a key glycolytic enzyme by APC/C-Cdh1. Nat. Cell Biol. 11, 747-752 (2009).
95. Zala, D. et al. Vesicular glycolysis provides on-board energy for fast axonal transport. Cell 152, 479-491 (2013).
96. Baeza-Lehnert, F. et al. Non-Canonical Control of Neuronal Energy Status by the Pump. Cell Metab. 29, 668-680.e4 (2019).
97. Meyer, D. J., Díaz-García, C. M., Nathwani, N., Rahman, M. & Yellen, G. The pump dominates control of glycolysis in hippocampal dentate granule cells. eLife 11, e81645 (2022).
98. Frühbeis, C. et al. Oligodendrocytes support axonal transport and maintenance via exosome secretion. PLoS Biol. 18, e3000621 (2020).
99. Chamberlain, K. A. et al. Oligodendrocytes enhance axonal energy metabolism by deacetylation of mitochondrial proteins through transcellular delivery of SIRT2. Neuron 109, 3456-3472 (2021).
100. Frühbeis, C. et al. Neurotransmitter-triggered transfer of exosomes mediates oligodendrocyte-neuron communication. PLoS Biol. 11, e1001604 (2013).