توسع تكرار CAG الجسدي في الدم يرتبط بعلامات حيوية للتنكس العصبي في مرض هنتنغتون قبل عقود من التشخيص السريري الحركي

تظهر قائمة بالمؤلفين وانتماءاتهم في نهاية الورقة.

النتائج

خصائص المشاركين

التقييمات المعرفية والعصبية النفسية

تصوير الأعصاب

السوائل الحيوية

أ

نسب التوسع الجسدي في الدم

هياكل أليلات HTT

مؤشرات التقدم

حسابات حجم العينة

الشكل 2 | التغيرات السنوية في القياسات الحجمية على مدى الزمن. أ-و، يتم عرض اللوزة (أ)، الرأس المدبب (ب)، المادة الرمادية (ج)، المادة البيضاء (د)، الدماغ بالكامل (هـ) والبطينات (و). لكل هيكل، نقدم (ط) مقارنة بين المتبقيات المعيارية (المعدلة حسب العمر والجنس) لمعدل التغير السنوي في HDGE ( ; أحمر) والتحكم ( ؛ المجموعات (الرمادي)، (ii) مقارنة البقايا المعيارية لمعدل التغير السنوي ضمن HDGE حسب مرحلة HD-ISS المتابعة 0 (البرتقالي) ومرحلة 1 (الأخضر) و (iii) مخططات التشتت للحجم حسب درجة CAP100، ملونة حسب مرحلة HD-ISS ضمن HDGE. يتم ربط الزيارات المتكررة لكل مشارك بخطوط سوداء، مع عرض الخط الأساسي كمربعات والمتابعة كدوائر. تمثل مراحل HD-ISS كما يلي: المرحلة 0 (البرتقالي)، المرحلة 1 (الأخضر) والمرحلة 2 (الأزرق). تشير البقايا المعيارية السلبية إلى معدل تغيير أقل من المتوسط المعدل عبر المجموعات. يعرض كل مخطط صندوقي الوسيط (خط أفقي)، ونطاق الربع (صندوق) والشعيرات الممتدة إلى
IQR. أحجام العينات ( ) تعكس النسخ البيولوجية لكل مجموعة، مع لـ HDGE و للمجموعة الضابطة؛ تمثل البيانات قياسات طولية لكل مشارك، دون تكرارات تقنية. استخدمت تحليلات التغير الحجمي للهياكل الدماغية، باستثناء اللويحة، مقياسًا واحدًا لتغير الحدود أو مقياس مورفومترية قائم على الفوكسل لزوج من المسحات لكل مشارك (من الخط الأساسي إلى المتابعة) تم تحويله إلى معدلات سنوية ونمذجة بواسطة تحليل الانحدار العادي. تم حساب التغيرات في اللويحة عن طريق طرح تقسيمات MALP-EM الأساسية من تقسيمات المتابعة وقسمة النتيجة على مدة المتابعة. تعكس نتائج التحليل والتعديلات المتبقية التحكم في العمر الأساسي والجنس وتفاعلهما. تم تعديل المقارنات الجماعية الثنائية الجوانب إحصائيًا لتعدد المقارنات باستخدام FDR، مع القيم، درجات الحرية وحدود الثقة المقدمة في الجدول البياني الموسع 2. CAP، منتج عمر CAG؛ ICV، حجم الجمجمة؛ IQR، النطاق الربعي.

الشكل 4 | آثار التوسع الجسدي. أ، التغيرات الطولية في SER-(i) مسارات SER حسب CAP100 ومرحلة HD-ISS مع تمثيل الزيارات الأساسية بالمربعات وزيارات المتابعة بالدوائر، وخطوط تربط البيانات من نفس الفرد، حيث تظهر المرحلة 0 باللون البرتقالي، والمرحلة 1 بالأخضر، والمرحلة 2 بالأزرق؛ (ii) التغيرات في SER بين الزيارات و(iii) التغيرات في SER حسب العمر وطول تكرار CAG. ب، ج، الارتباطات بين زيادة SER الطولية وتغير حجم الرأس (ب) و(ج) حجم البوتامين، (i) قبل و(ii) بعد تصحيح العمر حسب CAG.

المناقشة

تؤدي إصابة المحاور العصبية إلى تسرب NfL إلى CSF وترتفع في الالتهاب النشط . NfL هو علامة غير محددة على إصابة الخلايا العصبية، وقد تم الإبلاغ عن مستويات مرتفعة في حالات أخرى من

يوفر HD-YAS أدلة حية على أن التوسع الجسدي يقود المرضية في وقت مبكر من مرحلة HD-ISS 0

المحتوى عبر الإنترنت

References

1. Vonsattel, J. P. et al. Neuropathological classification of Huntington’s disease. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 44, 559-577 (1985).
2. Tabrizi, S. J. et al. Potential disease-modifying therapies for Huntington’s disease: lessons learned and future opportunities. Lancet Neurol. 21, 645-658 (2022).
3. Lee, J.-M. et al. CAG repeat expansion in Huntington disease determines age at onset in a fully dominant fashion. Neurology 78, 690-695 (2012).
4. Monckton, D. G. The contribution of somatic expansion of the CAG repeat to symptomatic development in Huntington’s disease: a historical perspective. J. Huntingtons Dis. 10, 7-33 (2021).
5. Kennedy, L. et al. Dramatic tissue-specific mutation length increases are an early molecular event in Huntington disease pathogenesis. Hum. Mol. Genet. 12, 3359-3367 (2003).
6. Shelbourne, P. F. et al. Triplet repeat mutation length gains correlate with cell-type specific vulnerability in Huntington disease brain. Hum. Mol. Genet. 16, 1133-1142 (2007).
7. Mätlik, K. et al. Cell-type-specific CAG repeat expansions and toxicity of mutant Huntingtin in human striatum and cerebellum. Nat. Genet. 56, 383-394 (2024).
8. Handsaker, R. E. et al. Long somatic DNA-repeat expansion drives neurodegeneration in Huntington disease. Preprint at bioRxiv https://doi.org/10.1101/2024.05.17.592722 (2024).
9. Swami, M. et al. Somatic expansion of the Huntington’s disease CAG repeat in the brain is associated with an earlier age of disease onset. Hum. Mol. Genet. 18, 3039-3047 (2009).
10. Kaplan, S., Itzkovitz, S. & Shapiro, E. A universal mechanism ties genotype to phenotype in trinucleotide diseases. PLoS Comput. Biol. 3, e235 (2007).
11. Donaldson, J. et al. What is the pathogenic CAG expansion length in Huntington’s disease? J. Huntingtons Dis. 10, 175-202 (2021).
12. Hong, E. P. et al. Huntington’s disease pathogenesis: two sequential components. J. Huntingtons Dis. 10, 35-51 (2021).
13. Genetic Modifiers of Huntington’s Disease (GeM-HD) Consortium. CAG repeat not polyglutamine length determines timing of Huntington’s disease onset. Cell 178, 887-900.e14 (2019).
14. Ciosi, M. et al. A genetic association study of glutamine-encoding DNA sequence structures, somatic CAG expansion, and DNA repair gene variants, with Huntington disease clinical outcomes. EBioMedicine 48, 568-580 (2019).
15. Moss, D. J. H. et al. Identification of genetic variants associated with Huntington’s disease progression: a genome-wide association study. Lancet Neurol. 16, 701-711 (2017).
16. Rajagopal, S. et al. Genetic modifiers of repeat expansion disorders. Emerg. Top. Life Sci. 7, 325-337 (2023).
17. Genetic Modifiers of Huntington’s Disease (GeM-HD) Consortium & Lee, J.-M. et al. Genetic modifiers of somatic expansion and clinical phenotypes in Huntington’s disease reveal shared and tissue-specific effects. Preprint at bioRxiv https://doi. org/10.1101/2024.06.10.597797 (2024).
18. Wright, G. E. B. et al. Length of uninterrupted CAG, independent of polyglutamine size, results in increased somatic instability, hastening onset of Huntington disease. Am. J. Hum. Genet. 104, 1116-1126 (2019).
19. Dawson, J. et al. A probable cis-acting genetic modifier of Huntington disease frequent in individuals with African ancestry. HGG Adv. 3, 100130 (2022).
20. Tabrizi, S. J. et al. Targeting huntingtin expression in patients with Huntington’s disease. N. Engl. J. Med. 380, 2307-2316 (2019).
21. McColgan, P. et al. Tominersen in adults with manifest Huntington’s disease. N. Engl. J. Med. 389, 2203-2205 (2023).
22. Estevez-Fraga, C., Tabrizi, S. J. & Wild, E. J. Huntington’s disease clinical trials corner: March 2024. J. Huntingtons Dis. 13, 1-14 (2024).
23. Paulsen, J. S. et al. Detection of Huntington’s disease decades before diagnosis: the predict-HD study. J. Neurol. Neurosurg. Psychiatry 79, 874-880 (2008).
24. Tabrizi, S. J. et al. Potential endpoints for clinical trials in premanifest and early Huntington’s disease in the TRACK-HD study: analysis of 24 month observational data. Lancet Neurol. 11, 42-53 (2012).
25. Scahill, R. I. et al. Biological and clinical characteristics of gene carriers far from predicted onset in the Huntington’s disease Young Adult Study (HD-YAS): a cross-sectional analysis. Lancet Neurol. 19, 502-512 (2020).
26. Tabrizi, S. J. et al. A biological classification of Huntington’s disease: the Integrated Staging System. Lancet Neurol. 21, 632-644 (2022).
27. Rodrigues, F. B. Mutant huntingtin and neurofilament light have distinct longitudinal dynamics in Huntington’s disease. Sci. Transl. Med. 12, eabc2888 (2020).
28. Shaw, G. et al. Hyperphosphorylated neurofilament NF-H is a serum biomarker of axonal injury. Biochem. Biophys. Res. Commun. 336, 1268-1277 (2005).
29. Paterson, R. W. et al. SILK studies-capturing the turnover of proteins linked to neurodegenerative diseases. Nat. Rev. Neurol. 15, 419-427 (2019).
30. Khalil, M. et al. Neurofilaments as biomarkers in neurological disorders. Nat. Rev. Neurol. 14, 577-589 (2018).
31. Zetterberg, H. et al. Neurochemical aftermath of amateur boxing. Arch. Neurol. 63, 1277-1280 (2006).
32. Sjögren, M. et al. Cytoskeleton proteins in CSF distinguish frontotemporal dementia from AD. Neurology 54, 1960-1964 (2000).
33. Hall, S. et al. Accuracy of a panel of 5 cerebrospinal fluid biomarkers in the differential diagnosis of patients with dementia and/or parkinsonian disorders. Arch. Neurol. 69, 1445-1452 (2012).
34. Delaby, C. et al. Differential levels of neurofilament light protein in cerebrospinal fluid in patients with a wide range of neurodegenerative disorders. Sci. Rep. 10, 9161 (2020).
35. Bech, S. et al. Amyloid-related biomarkers and axonal damage proteins in parkinsonian syndromes. Parkinsonism Relat. Disord. 18, 69-72 (2012).
36. Feneberg, E. et al. Multicenter evaluation of neurofilaments in early symptom onset amyotrophic lateral sclerosis. Neurology 90, e22-e30 (2018).
37. Abdo, W. F. et al. CSF neurofilament light chain and tau differentiate multiple system atrophy from Parkinson’s disease. Neurobiol. Aging 28, 742-747 (2007).
38. Dhiman, K. et al. Cerebrospinal fluid neurofilament light concentration predicts brain atrophy and cognition in Alzheimer’s disease. Alzheimers Dement. 12, e12005 (2020).
39. Vrillon, A. et al. Comparison of CSF and plasma NfL and pNfH for Alzheimer’s disease diagnosis: a memory clinic study. J. Neurol. 271, 1297-1310 (2024).
40. Barschke, P. et al. Cerebrospinal fluid levels of proenkephalin and prodynorphin are differentially altered in Huntington’s and Parkinson’s disease. J. Neurol. 269, 5136-5143 (2022).
41. Niemela, V. et al. Proenkephalin decreases in cerebrospinal fluid with symptom progression of Huntington’s disease. Mov. Disord. 36, 481-491 (2021).
42. Caron, N. S. et al. Cerebrospinal fluid biomarkers for assessing Huntington disease onset and severity. Brain Commun. 4, fcac309 (2022).
43. Ilieva, H., Polymenidou, M. & Cleveland, D. W. Non-cell autonomous toxicity in neurodegenerative disorders: ALS and beyond. J. Cell Biol. 187, 761-772 (2009).
44. Diaz-Castro, B. et al. Astrocyte molecular signatures in Huntington’s disease. Sci. Transl. Med. 11, eaaw8546 (2019).
45. Stöberl, N. et al. Mutant huntingtin confers cell-autonomous phenotypes on Huntington’s disease iPSC-derived microglia. Sci. Rep. 13, 20477 (2023).
46. Von Bartheld, C. S., Bahney, J. & Herculano-Houzel, S. The search for true numbers of neurons and glial cells in the human brain: a review of 150 years of cell counting. J. Comp. Neurol. 524, 3865-3895 (2016).
47. Shin, J.-Y. et al. Expression of mutant huntingtin in glial cells contributes to neuronal excitotoxicity. J. Cell Biol. 171, 1001-1012 (2005).
48. Pavese, N. et al. Microglial activation correlates with severity in Huntington disease: a clinical and PET study. Neurology 66, 1638-1643 (2006).
49. Björkqvist, M. et al. A novel pathogenic pathway of immune activation detectable before clinical onset in Huntington’s disease. J. Exp. Med. 205, 1869-1877 (2008).
50. Wild, E., Björkqvist, M. & Tabrizi, S. J. Immune markers for Huntington’s disease? Expert Rev. Neurother. 8, 1779-1781 (2008).
51. Tabrizi, S. J. et al. Biological and clinical changes in premanifest and early stage Huntington’s disease in the TRACK-HD study: the 12-month longitudinal analysis. Lancet Neurol. 10, 31-42 (2011).
52. Flower, M. et al. MSH3 modifies somatic instability and disease severity in Huntington’s and myotonic dystrophy type 1. Brain 142, 1876-1886 (2019).
53. Benn, C. L., Gibson, K. R. & Reynolds, D. S. Drugging DNA damage repair pathways for trinucleotide repeat expansion diseases.
    J. Huntingtons Dis. 10, 203-220 (2021).
54. O’Reilly, D. et al. Di-valent siRNA-mediated silencing of MSH3 blocks somatic repeat expansion in mouse models of Huntington’s disease. Mol. Ther. 31, 1661-1674 (2023).
55. Olsson, B. et al. NFL is a marker of treatment response in children with SMA treated with nusinersen. J. Neurol. 266, 2129-2136 (2019).
56. Reilmann, R. et al. Safety and efficacy of laquinimod for Huntington’s disease (LEGATO-HD): a multicentre, randomised, double-blind, placebo-controlled, phase 2 study. Lancet Neurol. 23, 243-255 (2024).
57. Bates, G. P. et al. Huntington disease. Nat. Rev. Dis. Primers 1, 15005 (2015).
58. Ferguson, R. et al. Therapeutic validation of MMR-associated genetic modifiers in a human ex vivo model of Huntington disease. Am. J. Hum. Genet. 111, 1165-1183 (2024).

طرق

خصائص المشاركين

الأخلاقيات

التقييمات السريرية والمعرفية والنفسية العصبية

تصوير الأعصاب

السوائل الحيوية

هيكل تكرار HTTCAG والتوسع الجسدي

نماذج وساطة التوسع الجسدي

تقديرات حجم العينة

التحليل الإحصائي

ملخص التقرير

توفر البيانات

توفر الشيفرة

References

59. Warner, J. H. et al. Standardizing the CAP score in Huntington’s disease by predicting age-at-onset. J. Huntingtons Dis. 11, 153-171 (2022).
60. Zhang, H. et al. NODDI: practical in vivo neurite orientation dispersion and density imaging of the human brain. Neuroimage 61, 1000-1016 (2012).
61. Fox, N. C. & Freeborough, P. A. Brain atrophy progression measured from registered serial MRI: validation and application to Alzheimer’s disease. J. Magn. Reson. Imaging 7, 1069-1075 (1997).
62. Hobbs, N. Z. et al. Automated quantification of caudate atrophy by local registration of serial MRI: evaluation and application in Huntington’s disease. Neuroimage 47, 1659-1665 (2009).
63. Wild, E. J. et al. Quantification of mutant huntingtin protein in cerebrospinal fluid from Huntington’s disease patients. J. Clin. Invest. 125, 1979-1986 (2015).
64. Thompson, A. et al. Tandem mass tags: a novel quantification strategy for comparative analysis of complex protein mixtures by MS/MS. Anal. Chem. 75, 1895-1904 (2003).
65. Li, J. et al. Proteome-wide mapping of short-lived proteins in human cells. Mol. Cell 81, 4722-4735.e5 (2021).
66. Batth, T. S., Francavilla, C. & Olsen, J. V. Off-line high-pH reversed-phase fractionation for in-depth phosphoproteomics. J. Proteome Res. 13, 6176-6186 (2014).
67. UniProt Consortium. UniProt: a worldwide hub of protein knowledge. Nucleic Acids Res. 47, D506-D515 (2019).
68. Ciosi, M. et al. Library preparation and MiSeq sequencing for the genotyping-by-sequencing of the Huntington disease HTT exon one trinucleotide repeat and the quantification of somatic mosaicism. Protoc. Exch. https://doi.org/10.1038/protex.2018.089 (2018).
69. Benjamini, Y. & Hochberg, Y. Controlling the false discovery rate: a practical and powerful approach to multiple testing. J. R. Stat. Soc. B 57, 289-300 (1995).

شكر وتقدير

مساهمات المؤلفين

المصالح المتنافسة

معلومات إضافية

معلومات إعادة الطباعة والتصاريح متاحة علىwww.nature.com/reprints.

الشكل التوضيحي الممتد 1 | مخطط تدفق التوظيف والمتابعة والإجمالي

CSF، السائل الدماغي الشوكي؛ DBS، درجة عبء المرض؛ تاريخ العائلة؛ HDGE، جين HD الموسع؛ IVF، الإخصاب في المختبر؛ LP، بزل القطنية؛ TMS، الدرجة الإجمالية للحركة؛ UHDRS، مقياس تقييم مرض هنتنغتون الموحد.

أ

طول CAG النقي
المادة الأساسية لآلية عدم استقرار تكرار HTT الجسدي تحدد معدل توسع تكرار HTT الجسدي وتحدد علم الأمراض المرتبط بمرض هنتنغتون.

متغيرات التسلسل المتداخلة
– لا تأثير على عدم استقرار HTT الجسدي
– تأثير على شدة مرض هنتنغتون، التقدم، والبيانات البيولوجية

• قد تؤثر المتغيرات التسلسلية المتداخلة على نسخ HTT
• قد تؤثر المتغيرات التسلسلية المتداخلة على طي نسخ HTT، واستقرارها، وقطعها، أو ترجمتها.
• قد تؤثر المتغيرات التسلسلية المتداخلة على سمية RNA

الشكل 3 من البيانات الموسعة | تأثير هيكل الأليل غير النمطي لـ HTT على التوسعات الجسدية في الدم لا يفسر تأثيرها على ظواهر مرض هنتنغتون

المؤشرات الحيوية. (أ) تمثيل تخطيطي لعدم تأثير هيكل الأليل غير النمطي لـ HTT على التوسع الجسدي في الدم في مجموعة HD-YAS وتأثيرها النسبي على أحجام الرأس والذيل ومستويات NfL في السائل الدماغي الشوكي بعد تصحيح العمر حسب CAG. (ب) تمثيل بياني لهياكل أليلات HTT.
تمت ملاحظته في مجموعة HD-YAS. على الجانب الأيسر هو مسار CAG النقي، والذي من المحتمل أن يكون الركيزة الأساسية للـ تكرار عدم الاستقرار في الآلات وهو المحدد الرئيسي لمعدل توسع تكرار HTT الجسدي ومرض هنتنغتون. المركز، المتغيرات التسلسلية التي تتداخل بين مقاطع CAG وCCG، والتي تحدد هياكل الأليل غير النمطية لـ HTT الملاحظة (أي، تكرار CAACAG، فقدان CCGCCA وفقدان CAACAG CCGCCA).