دانييلا فريتاس، أثينا لازاريدو، دورين دويسينس، كالي كوتسيو، كيندال ر كوربين، وآخرون. هضم النشا: تحديث شامل حول آليات التعديل الأساسية وطرق تقييمه في المختبر. الاتجاهات في علوم وتكنولوجيا الغذاء، 2025، 159، ص. 104969. 10.1016/j.tifs.2025.104969 . hal-04998681

تم التقديم في 20 مارس 2025

HAL هو أرشيف مفتوح متعدد التخصصات لإيداع ونشر مستندات البحث العلمي، سواء كانت منشورة أم لا. قد تأتي المستندات من مؤسسات التعليم والبحث في فرنسا أو في الخارج، أو من مراكز البحث العامة أو الخاصة.

الأرشيف المفتوح متعدد التخصصات HAL، مخصص لإيداع ونشر مستندات علمية على مستوى البحث، منشورة أو غير منشورة، صادرة عن مؤسسات التعليم والبحث الفرنسية أو الأجنبية، أو مختبرات عامة أو خاصة.

-أميلاز
استجابة جلايسيمية
الألياف الغذائية
الميكروبيوتا
هيكل الغذاء
INFOGEST

النشا هو الكربوهيدرات السائدة في النظام الغذائي البشري، حيث يمد من إجمالي استهلاك الطاقة على شكل جلوكوز (ستيلانوبولوس، 2012). اعتمادًا على قابليته للهضم، يمكن أن يؤثر النشا المستهلك بشكل كبير على نسبة الجلوكوز في الدم بعد الوجبة (ليهمان وروبين، 2007)، استجابات الهرمونات (إدواردز، غراندي، وآخرون، 2015)، والميكروبيوم المعوي (ديهان وآخرون، 2020)، مع آثار طويلة الأمد على صحة الأمعاء والتمثيل الغذائي، والشهية، وتنظيم وزن الجسم (بوجارزوك وآخرون، 2022؛ كينان وآخرون، 2015؛ كونغ وآخرون، 2022). وبالتالي، فإن تأثير النشا على صحة الإنسان يتأثر بشكل مباشر بتفككه الهضمي.

من المعروف الآن أن هضم النشا يتأثر بمجموعة متنوعة من العوامل الداخلية والخارجية، والتي يمكن استهدافها لتطوير غذاء أكثر صحة. تشمل هذه العوامل هيكل الطعام وتركيبه (قادير وواني، 2022)، وتضاف إليها الاختلافات الفسيولوجية في وظيفة الهضم (فسيولوجيا الجهاز الهضمي، نشاط الإنزيمات والميكروبيوم المعوي). بينما تتيح الدراسات البشرية دراسة ملفات الهضم والنتائج الأيضية للأطعمة النشوية، فإن ذلك غالبًا ما يكون تحديًا عمليًا وأخلاقيًا و/أو ماليًا (لي وآخرون، 2020). تعتبر الطرق في المختبر بدائل أبسط وأكثر اقتصادية وقابلة للتكرار، وبالتالي فهي مناسبة تمامًا للفحص عالي الإنتاجية للأطعمة. علاوة على ذلك، تتيح الدراسات في المختبر التحكم الدقيق في الظروف التجريبية، وبالتالي فهي مفيدة للدراسات الميكانيكية التي تكمل الأساليب في الجسم الحي وفي السليكو (لو فيونتن وآخرون، 2021).

أهمية ونطاق المراجعة – تناولت المراجعات الحديثة في مجال هضم النشا جوانب مختلفة من هذه العملية بشكل منفصل. غطت بعض الدراسات عوامل محددة تتعلق بمنتجات الطعام، لا سيما التركيب و/أو الميزات الهيكلية على مقاييس متعددة (تشن وآخرون، 2025؛ تشي وآخرون، 2021؛ تشي وآخرون، 2022؛ ما وآخرون، 2024؛ يانغ وآخرون، 2023). ركزت دراسات أخرى على عملية الهضم (لي، هو، وآخرون، 2023) أو نماذج الهضم والتخمير في المختبر (جي وآخرون، 2022). ومع ذلك، هناك فجوة كبيرة في الأدبيات بشأن المناقشة المتكاملة لهذه العوامل وترابطها. تتناول مراجعتنا هذه الفجوة من خلال تقديم حساب شامل ومحدث للعمليات التي تحكم هضم النشا عبر كل منطقة من الجهاز الهضمي، بما في ذلك تأثيرها على الاستجابات الفسيولوجية ومصادر التباين بين الأفراد، وهو ما لم يتم تناوله في الأعمال السابقة. نحن ندمج المناقشات حول هيكل الطعام وتركيبه، وتأثيرهما على هضم النشا، ولأول مرة، الاستجابات الفسيولوجية ومصادر التباين بين الأفراد. هذه المقاربة المتكاملة جديدة وتميز مراجعتنا عن الدراسات السابقة التي تناولت هذه الجوانب بشكل منفصل. تتجاوز هذه المراجعة الأعمال الحالية وتبرز الأولويات الرئيسية لإنشاء وتطوير بروتوكولات الهضم في المختبر لقياس هضم النشا. علاوة على ذلك، تتضمن مراجعتنا تقييمًا نقديًا للمنهجيات المستخدمة لدراسة هضم النشا، مع تقديم توصيات تتناسب مع الأسئلة البحثية التي يجب حلها. هذا التقييم النقدي وتقديم اتجاهات البحث المستقبلية هما مساهمتان فريدتان تعززان من حداثة وقيمة مراجعتنا. هذه العمل هو نتيجة جهد تعاوني دولي لبعض أعضاء شبكة البحث الدولية INFOGEST (“تحسين الخصائص الصحية للطعام من خلال مشاركة معرفتنا حول عملية الهضم”).

النشا هو المصدر الرئيسي لتخزين الطاقة على المدى الطويل في الأميليوبلاستات للبذور، والجذور التخزينية والدرنات، بالإضافة إلى بعض الأنسجة النباتية الأخرى، مثل الميسوكارب لبعض الفواكه. لذلك، ليس من المستغرب أن تكون المصادر الغذائية للنشا متنوعة بشكل لا يصدق وتختلف بشكل كبير في التركيب والبنية. الحبوب الغذائية والحبوب الزائفة (مثل القمح، والأرز، والذرة، والدخن، والدخن، والكينوا، والأمارانث، والحنطة السوداء)، والدرنات (مثل البطاطس، واليام)، والبقوليات (مثل الحمص، والبازلاء، والفاصوليا، والعدس)، وبعض الفواكه (مثل الموز، والموز البلدي، والجاك فروت، والخبز، والمانجو)، وبعض الجذور (مثل الأروروت، والكسافا) وبعض السيقان (مثل الساغو، والأروروت، والخيزران) هي المصادر الرئيسية للنشا في جميع أنحاء العالم (هولاند وآخرون، 2020). النشا هو
مكون غذائي رئيسي ولبنة أساسية للعديد من المنتجات الغذائية المعالجة المختلفة بما في ذلك الخبز، والبسكويت، والأرز المطبوخ، والبقوليات المعلبة، والمعكرونة، وحبوب الإفطار، والوجبات الخفيفة، ولكن يمكن أيضًا تناولها نيئة (مثل الفواكه النشوية).

على المستوى الجزيئي، يتكون النشا حصريًا من بقايا الجلوكوز، التي تم تجميعها في بوليمرات هيكلية مختلفة، الأميلاز والأميلوبكتين. في الأميلاز، ترتبط معظم بقايا الجلوكوز من خلال روابط جليكوسيدية، مما يشكل هيكلًا خطيًا أساسًا. الأميلوبكتين هو بوليمر أكبر بكثير حيث ترتبط بقايا الجلوكوز من خلال و الروابط الجليكوسيدية، التي تخلق على التوالي مقاطع خطية ونقاط تفرع في الجزيء الكبير. توزيع طول السلسلة، ودرجة التفرع، ونمط التفرع (أي، نمط التفرع) والوزن الجزيئي/الحجم، لكل من الأميلوز والأميلوبكتين يختلف بشكل كبير بين الأنواع وداخلها (مارتينيز، لي، وآخرون، 2018؛ رومان وآخرون، 2020). يتم تصنيع الأميلوز والأميلوبكتين ككتل محكمة التعبئة، شبه بلورية وغير قابلة للذوبان في الماء تُسمى حبيبات النشا. تختلف هذه الحبيبات في الحجم، والشكل، والبلورية، وخصائص المسامية السطحية، ونسبة الأميلوز إلى الأميلوبكتين، ووجود كميات ضئيلة من مكونات أخرى مثل البروتينات والدهون، اعتمادًا على أصلها النباتي (بوليون وآخرون، 1998؛ وانغ وآخرون، 1998).

داخل النبات، تتشكل معظم حبيبات النشا الغذائية في الأميلوبلاست، وبالتالي فهي محصورة بطبيعتها داخل الحواجز الأصلية لخلية النبات، مثل جدار خلية النبات، وهو مركب مائي عالي يتكون من ميكروفibrils السليلوز غير الموجهة المتشابكة بواسطة الهيميسليلوز أو البكتين (اعتمادًا على النوع). عادةً ما يتم تصنيف جدران خلايا النبات إلى النوع الأول، الذي يوجد في جميع الخضروات والفواكه ويتكون من السليلوز والبكتين والزيلوجلوكان، أو النوع الثاني، الذي يوجد بشكل رئيسي في الحبوب ويتكون من السليلوز والأرابينوكسيلان والروابط المختلطة (1،3)(1،4)- -غلوكان (جونستون وآخرون، 2018). على الرغم من أن بعض النشا يتم تناوله نيئًا، إلا أن النشا عادة ما يتم استهلاكه بعد معالجته، مما يغير الهيكل شبه البلوري الأصلي والحواجز الفيزيائية الطبيعية. علاوة على ذلك، في منتج غذائي، غالبًا ما يتم دمج النشا و/أو المكونات الغنية بالنشا (مثل الدقيق، الحبوب الكاملة) مع مكونات غذائية أخرى ومعالجتها لتشكيل مصفوفة غذائية أكثر تعقيدًا، حيث يتم توزيع النشا مع مكونات غذائية أخرى. من المهم أن الميزات الهيكلية وتركيب النشا ومصفوفة الطعام المحيطة يمكن أن تؤثر بشكل كبير على قابليته للهضم (سيتم مناقشة ذلك بمزيد من التفصيل في القسم 5). وهذا يمثل لغزًا متشابكًا يؤثر على التحلل الهضمي للنشا. سلاسل -غلوكان وبالتالي فهي اعتبار مهم في مثل هذا التحقيق.

هضم النشا هو عملية ديناميكية ومعقدة تتضمن العمل المتناغم لمختلف الإنزيمات في جميع أنحاء الجهاز الهضمي. يتم تقديم نظرة عامة على الخطوات الرئيسية للهضم والإنزيمات المعنية في الشكل 1. يتم تقديم شرح مفصل لكل مرحلة من مراحل عملية الهضم وملخص موجز للجوانب الرئيسية لتخمر النشا غير المهضوم في الأمعاء الغليظة أدناه. تم استخدام طرق مختلفة لتحديد نشاط الأميلاز، مما يجعل المقارنات بين الدراسات المختلفة مهمة صعبة. من أجل الحفاظ على الاتساق، وتمكين المقارنات بين تركيزات الأميلاز الفموية والمعوية، يتم تعريف وحدة واحدة على أنها كمية الإنزيم التي تطلق 1 ملغ من مالتوز أحادي الهيدرات من النشا خلال 3 دقائق كما تم تحديده في باستخدام البروتوكول الموصوف من قبل دالهكفيست (1962).

في الفم، يتم تكسير الطعام جسديًا عن طريق المضغ، حيث يتم تقليل الجزيئات الأكبر إلى جزيئات أصغر تختلط مع اللعاب لتكوين كتلة يمكن بلعها. اللعاب هو مزيج معقد يتكون من حوالي الماء الذي يحتوي على عدة إلكتروليتات (بما في ذلك البيكربونات)، بروتينات (بما في ذلك الإنزيمات، الأجسام المضادة، الجليكوبروتينات والألبومين)، بالإضافة إلى الميوسين، الجلوكوز، اليوريا والأمونيا (دي ألميدا بيدل، غريجيو، ماتشادو، دي ليما، وأزيفيدو،
2008) ويلعب دورًا في التزليق والهضم الكيميائي للنشا. يتم إفرازه بمعدل في ظروف التحفيز المنخفض (دي ألميدا بيدل وآخرون، 2008). اللعاب -أميلاز دي-غلوكوزان-غلوكوزانوهيدراز، EC 3.2.1.1) هو الإنزيم الرئيسي الموجود في اللعاب. في البالغين، تتراوح الأنشطة المتوسطة بين 150 و 200 وحدة لكل مل من اللعاب (روسيتير وآخرون، 1974). إنه يقوم بقطع الروابط الجليكوسيدية في الأجزاء الخطية من جزيئات النشا لإنتاج بشكل رئيسي المالتوز، المالوتريوز و -الديكسترينات المحدودة. يتم بدء التحلل المائي للنشا من بداية الهضم، أثناء المضغ. من بين الجوانب التي تعتبر حاسمة في هذه العملية الهضمية الإنزيمية، يمكن تسليط الضوء على أوقات المضغ، ومستويات تشبع اللعاب، والتغيرات في حجم وهيكل الطعام. جميع هذه العوامل تتأثر بشكل كبير بخصائص الطعام.

تختلف مدة المضغ بين أنواع الطعام، حيث تم الإبلاغ في الأدبيات عن الوقت اللازم لتشكيل قضمة من الطعام إلى كتلة يتراوح بين 7 ثوانٍ للبطاطس المهروسة الفورية و59 ثانية للبطاطس المسلوقة. وقد تم الإبلاغ عن أن الأطعمة الغنية بالنشا مثل الخبز، وحبوب الإفطار، والخبز المحمص، والمعكرونة، والأرز تقع ضمن هذا النطاق (أغوايو-ميندوزا وآخرون، 2019؛ فورد وآخرون، 2013؛ غافياو وآخرون، 2004؛ هوبلر وآخرون، 2000؛ لوريت وآخرون، 2011؛ مونغنغارم وآخرون، 2012). يمكن أن تختلف مستويات امتصاص اللعاب لهذه الأطعمة بأكثر من 10 مرات. غالبًا ما تكون المعكرونة في الطرف الأدنى من الطيف (بين 0.03 و0.07 جرام من اللعاب لكل جرام من الطعام في الكتلة النهائية)، بينما الأطعمة ذات الرطوبة المنخفضة مثل خبز القمح والخبز المحمص تكون عادة في الطرف الأعلى (حوالي 0.2 و1.07 جرام من اللعاب لكل جرام من الطعام في الكتلة النهائية، على التوالي) (غافياو وآخرون، 2004؛ هوبلر وآخرون، 2000). على الرغم من أن تعرض الطعام لظروف المعالجة الفموية يكون قصيرًا وعادة ما يستمر أقل من دقيقة واحدة، إلا أن مدى تحلل النشا خلال المرحلة الفموية يمكن أن يكون كبيرًا لبعض الأطعمة. على سبيل المثال، يمكن أن يمثل تحلل النشا خلال الهضم الفموي للخبز والمعكرونة ما يصل إلى 15% من إجمالي النشا (فريتاس وآخرون، 2018؛ وولنوج وآخرون، 2010). بالمقابل، بالنسبة للأطعمة التي يكون فيها النشا محاطًا بجدران الخلايا، مثل الحمص المطبوخ الكامل أو العدس، فإن مساهمة اللعاب كان تأثير الأميلاز على تحلل النشا خلال المرحلة الفموية ضئيلاً (Duijsens, Verkempinck, et al., 2024; Edwards et al., 2021).

كل كتلة غذائية تتشكل أثناء المضغ تمر عبر المريء إلى المعدة. في حالة الصيام، يتراوح الرقم الهيدروجيني للمعدة بين 1 و 2. ومع ذلك، عندما تصل الطعام إلى المعدة، يرتفع الرقم الهيدروجيني لمحتويات المعدة إلى مستويات قريبة من الرقم الهيدروجيني للأطعمة المستهلكة، وعادة ما يكون بين 4.5 و 6.7 (دريس مان وآخرون، 1990؛ غاردنر وآخرون، 2002؛ مالاجيلادا وآخرون، 1979). مع تقدم عملية الهضم، يتم إفراز عصارة المعدة (التي تحتوي على حمض الهيدروكلوريك، والليباز، والبيبسينوجين، والأملاح)، مما يؤدي إلى حموضة تدريجية لمحتويات المعدة. على الرغم من عدم إفراز أي أميلاز إضافي في المعدة، فإن اللعاب يمكن أن يحتفظ الأميلاز المرتبط بالبلعة ببعض النشاط اعتمادًا على الرقم الهيدروجيني: يكون النشاط الأميليوليتي لللعاب مثاليًا في نطاق الرقم الهيدروجيني 6-7، ويتناقص ببطء مع انخفاض الرقم الهيدروجيني، ويفقد بشكل لا رجعة فيه عند حوالي الرقم الهيدروجيني 3 (برنفلد وآخرون، 1948؛ فريتاس وآخرون، 2018). بالنظر إلى أن الرقم الهيدروجيني المعدي المتوسط 3 يتم الوصول إليه عادةً بعد ساعة من تناول الوجبة (دريسمن وآخرون، 1990؛ مالاجيلادا وآخرون، 1979)، فإن اللعاب -أميلاز يستمر في تحلل النشا داخل المعدة لفترة طويلة بعد تناول الطعام. بالإضافة إلى ذلك، من المهم ملاحظة أن محتويات المعدة غير متجانسة وقد تكون هناك مناطق حيث تكون الظروف المحلية (مثل، الرقم الهيدروجيني، سلامة الكتلة) ملائمة للحفاظ على نشاط الأميلاز لفترة أطول. تم ملاحظة مستويات مختلفة من تباين الرقم الهيدروجيني داخل المعدة، لا سيما بين المناطق القريبة والبعيدة، لوجبات ذات ملفات مغذية مختلفة. بالنسبة لوجبة غنية بالدهون (الدهون التي توفر تقريباً من إجمالي السعرات الحرارية)، على سبيل المثال، استمرت المناطق ذات الرقم الهيدروجيني القريب من 4 لمدة تصل إلى 150 دقيقة بعد الابتلاع (سيمونيان وآخرون، 2005). مستوى تفكك كتل الطعام في المعدة هو عامل آخر يجب أخذه في الاعتبار. يتم تسهيل تشكيل الكتل من خلال زيادة اللزوجة الناتجة عن خلط الطعام النشوي مع اللعاب، لذا فإن التحلل في المعدة يختلف اعتمادًا على الهيكل الذي تم تشكيله في الفم. بعض الأطعمة الغنية بالنشا مثل الخبز يمكن أن تشكل كتلًا تحتفظ بشكلها لمدة تصل إلى 2.5 ساعة، مما قد يوفر حماية أطول للأميلاز الداخلي من التفعيل بواسطة الحمض (فريتاس، بوي، وآخرون، 2022). على النقيض من ذلك، فإن وجبة من خلايا الحمص لا تشكل كتلة لزجة، وأظهرت هضمًا محدودًا في المرحلة الفموية والمعدية، على الأرجح بسبب

عدم الوصول ومقاومة النشا المغلف للعاب -أميلاز (إدواردز وآخرون، 2021).

على الرغم من أن العديد من الدراسات الحية من أوائل القرن العشرين وجدت أن نسبة كبيرة من النشا يمكن أن تتحلل قبل الوصول إلى الأمعاء الدقيقة (دافنبورت، 1992)، إلا أن المساهمة الدقيقة للمرحلة المعدية في هضم النشا ظلت غير مستكشفة إلى حد كبير حتى وقت قريب. وقد أعيد إحياء هذه الفكرة من خلال دراسات الهضم شبه الديناميكية في المختبر التي أفادت بأن اللعاب يمكن أن يقوم الأميلاز بتحليل ما يصل إلى نشا الخبز و نشا المعكرونة في المرحلة المعدية (فريتاس وآخرون، 2018؛ فريتاس ولي فونتون، 2019ب). منذ ذلك الحين، أكدت عدد من الدراسات في المختبر وفي الجسم الحي (الحيوانات) المساهمة الكبيرة لتحلل النشا الإنزيمي خلال المرحلة المعدية لمجموعة متنوعة من الأطعمة النشوية (دويسينس، فيركيمبينك، وآخرون، 2024؛ فريتاس وآخرون، 2023؛ فريتاس، سوشون، ولي فونتون، 2022؛ مارتنز وآخرون، 2020؛ ناديا، برونلوند، وآخرون، 2022؛ ناديا وآخرون، 2022). إذا كان العامل الرئيسي الذي يفسر هذه النتائج هو التأخير قبل أن يصبح الرقم الهيدروجيني المعدي منخفضًا بما يكفي لتعطيل اللعاب يمكن أن تتأثر عملية هضم النشا داخل المعدة أيضًا من خلال الأفعال الميكانيكية والكيميائية بعد الأميليز. يمكن أن يؤثر خلط محتويات المعدة الذي تقوم به حركات جدران المعدة على وصول الإنزيمات إلى الركيزة، على سبيل المثال. وقد تم اقتراح أنه في غياب الحواجز الدقيقة والهيكلية الكبيرة في مصفوفة الطعام، يمكن أن تحدث التحلل المائي الحمضي للنشا وتعزز التحلل المائي للنشا الذي يبدأه اللعاب. -أميلاز (ناديا، برونلوند، وآخرون، 2022).

خلط المعدة هو عملية بطيئة تعتمد على عوامل فسيولوجية (مثل الإفرازات المعدية، والحركة، والتفريغ) بالإضافة إلى خصائص الوجبة (مثل القدرة على التخفيف، والخصائص الفيزيائية، ومعدل التحلل)، والتي تتحقق من خلال أنواع مختلفة من الانقباضات في المناطق القريبة والبعيدة من المعدة كما تم استعراضه في أماكن أخرى (بورنهوست، 2017). تعمل هذه الانقباضات على تكسير الطعام بشكل مادي من خلال توليد قوى تصل إلى 0.65 نيوتن (مارسياني وآخرون، 2001). تعتبر تأثيرات الخلط على البيئات الكيميائية الحيوية المحلية للطعام في المعدة حاسمة للتحلل الحمضي وتفاعلات الإنزيمات بالإضافة إلى نشاط الإنزيمات المعتمد على الرقم الهيدروجيني (بورنهوست، 2017) وهو أمر ذو صلة خاصة بهضم النشا.

إفراغ المعدة هو عملية مستمرة يمكن أن تبدأ أثناء تناول الطعام. يمكن أن يحدث أول حدث إفراغ في وقت مبكر يصل إلى حوالي 7 دقائق بعد بدء الوجبة (Minderhoud et al., 2004)، حيث يتم إفراغ السوائل بشكل أسرع من المواد الصلبة. قد يؤثر مدى هضم النشا وتفكيك مصفوفة الطعام عند دخول الكيموس إلى الاثني عشر على العمليات الهضمية اللاحقة أيضًا. من المعروف جيدًا أن معدلات إفراغ المعدة للكربوهيدرات والسكريات هي عوامل مهمة تحدد نسبة السكر في الدم بعد الوجبة. قد يتسبب الإفراغ السريع للكربوهيدرات المتاحة، على وجه الخصوص، في ارتفاع نسبة السكر في الدم بعد الوجبة ويُعترف به كعامل رئيسي في مسببات وإدارة داء السكري (Goyal et al., 2019). يتم تنظيم إفراغ المعدة من خلال الطبيعة الفيزيائية والكيميائية للطعام، من خلال آليات تحكم عصبية هرمونية معقدة. تعتمد العملية بشكل كبير على الخصائص الفيزيائية للطعام (مثل حجم الجسيمات)، حجم الوجبة، الأسمولالية، التركيب الكيميائي والكثافة الحرارية. وقد تم تقدير أن المعدة تفرغ، في المتوسط، وعادة ما تستمر إفراغ المعدة بين ساعتين وثلاث ساعات (غويال وآخرون، 2019). ومع ذلك، من المحتمل أن يختلف هذا بشكل كبير اعتمادًا على حجم الوجبة وأنواعها بالإضافة إلى العوامل الفردية.

الأمعاء الدقيقة هي الموقع الرئيسي لامتصاص العناصر الغذائية. لقد كانت محور معظم دراسات هضم النشا بسبب وقت الاحتفاظ الأطول مقارنة بالفم والمعدة (ميكولايتشيك وآخرون، 2015؛ سي. إتش. إم. فيرسانتفورت ورومبلبرغ، 2004) والمساهمة المباشرة للإنزيمات اللمعية وإنزيمات الحدود الفرشاة في تحلل النشا إلى الوحدة الأحادية، الجلوكوز (مارتينيز، 2021). على عكس ما يحدث في الفم والمعدة، فإن مساهمة حركة الأمعاء الدقيقة في التحلل الفيزيائي لجزيئات الطعام الصلبة محدودة (ناديا وآخرون،
لذا يتم تنظيم هضم النشا داخل الاثني عشر بشكل أساسي بواسطة العوامل التي تؤثر على نشاط وإن وصول/ارتباط الركيزة للإنزيمات الأميليوليتية.

في حالة الصيام، يتراوح الرقم الهيدروجيني في الاثني عشر بين 5.8 و 6.5 (دريس مان وآخرون، 1990). عندما يتم إفراغ محتويات المعدة في الاثني عشر، يتم خلطها مع الصفراء وعصارة البنكرياس. الصفراء هي محلول مائي يتكون بشكل أساسي من أملاح الصفراء (بالإضافة إلى مكونات أخرى متنوعة مثل الفوسفوليبيدات، الكوليسترول والإلكتروليتات من البيليروبين المقترن). تعتبر أملاح الصفراء أيضًا المكون الأكثر أهمية في الصفراء في سياق الهضم، وخاصة هضم الدهون، مع إنتاج أساسي يتراوح بين 10 و يزداد من ثلاث إلى ست مرات مع تناول الوجبات، كما استعرضه كيلر ولاير (كيلر ولاير، 2005). يحتوي عصير البنكرياس على إنزيمات، بما في ذلك إنزيمات البنكرياس -أميلاز -(1,4) D-غلوكوزان-غلوكوزانوهيدراز، EC 3.2.1.1)، وبيكربونات. في حالة ما بعد الوجبة، يتقلب الرقم الهيدروجيني في الاثني عشر بسبب التفريغ الدوري للكتلة الحمضية من المعدة يليها تحييدها ببيكربونات البنكرياس (دريس مان وآخرون، 1990). بشكل عام، بعد الوجبة، وُجد أن الرقم الهيدروجيني في الاثني عشر يتراوح بين 4.2 و 6.7 (ديدلوفسكايا، 1968؛ دريس مان وآخرون، 1990) مما يخلق بيئة ملائمة للتحلل الأنزيمي للنشويات. في حالة التغذية، فإن أنزيمات البنكرياس (بما في ذلك تُفرز الأميلاز) بشكل مستمر في الاثني عشر، حيث تزداد بسرعة بعد تناول الطعام وتصل إلى ذروتها خلال الساعة الأولى أو حتى مجرد بعد تناول الوجبة. بعد الوصول إلى هذه الذروة، يتم إفراز البنكرياس تقل نسبة الأميلاز بشكل تدريجي إلى معدل أكثر اتساقًا، وإن كان بمستويات أقل. تستمر هذه الإفرازات المستقرة لمدة تقارب بعد الأكل، لكن الدرجة والمدة يمكن أن تختلف بناءً على حجم الوجبة وتركيبها (كيلر ولاير، 2005). مستويات النشاط المتوسطة للبنكرياس تتراوح نسبة الأميلاز في محتويات الاثني عشر حوالي 150 ومع ذلك، تم الإبلاغ عن اختلافات كبيرة بين الأفراد (من 40 إلى ، مع نفس الوجبة) (دالهكفيست، 1962؛ وورنينغ ومولرتز، 1966). بالإضافة إلى البنكرياس -أميلاز، هناك بعض الأدلة على أن اللعاب يمكن أن تكون الأميلاز -أ موجودة أيضًا في الأمعاء الدقيقة في شكلها النشط، وبالتالي تساهم في عملية الأميلاز المعوية. وفقًا للأدبيات، حوالي من إجمالي النشاط الأميليوليتي الذي تم قياسه في الأمعاء الدقيقة خلال فترة 3 ساعات بعد الوجبة، يمكن، بالفعل، أن يُعزى إلى اللعاب -أميلاز (فرايد وآخرون، 1987). كلا الأميلازات تحلل الـ ربط مناطق السلسلة المستقيمة من النشا لتحرير أوليغومرات مع بقايا الجلوكوز (بشكل رئيسي المالتوز والمالتوتريوز)، بالإضافة إلى جزيئات أكبر ومتفرعة بشكل كبير، عادة ما تُسمى -الديكسترينات المحدودة (كويزادا-كالفيلو وآخرون، 2007). يجب أن يتم تحلل أوليغومرات الجلوكوز الخطية والمتفرعة الناتجة عن الأميليز بشكل إضافي بواسطة أربعة الـ exoglucosidases التي تتضمن مركبات السوكراز-إيزومالتاز (SI؛ EC 3.2.1.48 و EC 3.2.1.10) ومالتاز-غلوكوأميلاز (MGAM؛ EC 3.2.1.20 و EC 3.2.1.3) الموجودة في غشاء الحدود الفرشاة. جميع الإنزيمات الأربعة لديها نشاط الجلوكوزيداز وإنزيم واحد، الإيزومالتاز، له تأثير كبير نشاط الجلوكوزيداز الذي يقطع الروابط الموجودة في نقاط التفرع من -الديكسترينات المحدودة (غراي، 1992؛ جونز وآخرون، 1983). يتم امتصاص وحدات المونومر الجلوكوز الناتجة في الوريد البابي من خلال ناقلات البروتين الغشائية الناقلة للجلوكوز المعتمدة على الصوديوم (SGLT1) وناقل الجلوكوز المعزز (GLUT2) من الخلايا الظهارية القطبية (الخلايا المعوية). يمكن رؤية مثال على أهمية تكامل هذه الإنزيمات في المرضى الذين يعانون من نقص الأمعاء الدقيقة الخلقي، حيث سيكون هناك نقص في هضم النشا الكامل بالإضافة إلى سوء امتصاص السكروز المعروف جيدًا (كارنسوكول وآخرون، 2002).

يستمر هضم النشا أثناء مروره من الاثني عشر عبر مناطق الصائم واللفائفي في الأمعاء الدقيقة. يختلف وقت العبور عبر الجهاز الهضمي العلوي حسب الوجبة والسياق والعوامل الفردية، لكن دراسة حديثة لاحظت أن الجزء الأول من الوجبة يصل إلى اللفائفي خلال ساعة واحدة من الابتلاع، مع وصول معظم الوجبة إلى اللفائفي خلال الابتلاع. مقارنةً بمناطق الهضم الأخرى، فإن اللفائفي يُفهم بشكل نسبي بشكل ضعيف بسبب صعوبة الوصول إلى هذه المنطقة في البشر. مؤخرًا، مكنت أنابيب الأنف المعوية وتقنيات أخذ العينات الجديدة من الحصول على رؤى جديدة حول هذه المنطقة من الأمعاء. ومن المRemarkably، تم إظهار أن اللفائفي
مستعمَرة بواسطة مجتمع معقد من الكائنات الدقيقة (يُقدَّر عددها حتى البكتيريا/غ) التي تقدم الآلات الإنزيمية اللازمة لتمثيل النشا (وبالتالي قادرة على تحليله) (شالون وآخرون، 2023). تزداد كثافة الميكروبات في الأمعاء الدقيقة من حوالي حوالي البكتيريا/غ، مع زيادة الكثافة الميكروبية من الاثني عشر إلى اللفائفي النهائي (رويجروك وآخرون، 2023). وقد أبرزت مراجعة سابقة أن انخفاض الحركة وتجمع الطعام في اللفائفي خلال صيام الليل يتيح الوقت لحدوث بعض التحلل الميكروبي لبقايا الطعام (ماورر، 2015). ومع ذلك، أظهرت دراسة جديدة مؤخرًا أن بيئة اللفائفي تتغير بشكل كبير من حالة الصيام إلى حالة الشبع، حيث يؤدي وصول الطعام إلى انخفاض سريع في وفرة الميكروبات ومنتجات التخمر الموجودة (داغباسي وآخرون، 2024). وبالتالي، فإن اللفائفي هو منطقة ديناميكية للغاية في الجهاز الهضمي تهيمن عليها المنتجات غير الميكروبية للهضم في مرحلة ما بعد الوجبة، ولكن قد تحتوي أيضًا على مستقلبات ميكروبية في مرحلة الصيام بما في ذلك خلال الليل. تسهم هذه الرؤى الحديثة في تحسين فهم الإمكانية للمواد الغذائية أو المستقلبات داخل هذه المنطقة لتحفيز استجابات ببتيدات الأمعاء المعنية بتنظيم الهضم والتمثيل الغذائي والشهية.

يحتوي الجهاز الهضمي السفلي للثدييات على مجموعة متنوعة من المواطن الميكروبية المتميزة على طول الأمعاء الدقيقة، والقولون، والأمعاء الغليظة (القولون). تنوع الميكروبات وحمولتها في الأمعاء الدقيقة منخفض نسبيًا مقارنة بالقولون، حيث يصل إلى بكتيريا/غرام من المحتوى اللميني (أوهلاند وجوبين، 2015). تشمل التغيرات الفسيولوجية على طول الأمعاء الدقيقة والقولون تدرجات كيميائية وغذائية، بالإضافة إلى نشاط المناعة المضيف المقسم، وكلها معروفة بتأثيرها على تركيب المجتمع البكتيري (دونالدسون وآخرون، 2016). من المعروف أن العديد من بكتيريا الأمعاء تقوم بتفكيك النشا (إل كاوتاري وآخرون، 2013)، مما يشير إلى أن تعديل الميكروبيوم القولوني يمكن أن يتحقق من خلال إدخال و/أو تعديل نوع النشا في النظام الغذائي (كما يحدث من خلال ألياف غذائية غير نشوية أخرى). في الواقع، دراسة حديثة حول تأثير مكملات النشا المقاوم (RS) في المشاركين الذين يعانون من زيادة الوزن أو السمنة على مدى ثمانية أسابيع ( ، RS2)، أكد تغييرًا في تركيبة ميكروبيوم الأمعاء الذي لعب دورًا محوريًا في فقدان الوزن الذي ساهمت فيه التدخلات (متوسط انخفاض الوزن الجسماني بمقدار 2.8 كجم) (Li et al.، 2024). قدمت المحاولات السابقة لتقدير نسبة النشا التي تصل إلى القولون، استنادًا إلى تحليلات محتوى الأمعاء الدقيقة لدى المشاركين الذين لديهم فغر ileostomy، قيمًا تتراوح من أقل من في الأرز الأبيض إلى في الفاصوليا المطبوخة، مما يشير إلى أن الغالبية العظمى من النشا في الأطعمة المعالجة يتم هضمها بواسطة الأميلاز في الجزء العلوي من الجهاز الهضمي (موير وأوديا، 1993). تم ملاحظة نسب أعلى من النشا المقاوم مع مصادر الطعام النيئة، على سبيل المثال، دراسة على الأشخاص الذين خضعوا لعملية استئصال القولون (إيليوستومي) لطحين الموز الأخضر استرجعت تقريبًا من -غلوكانات (معظمها من النشا) تصل إلى اللفائفي (فيسان وآخرون، 1995). من المهم ملاحظة أن مستويات هضم النشا/امتصاصه يمكن أن تتأثر بعوامل أخرى. تشير التحقيقات في تأثير زمن العبور وكمية الكربوهيدرات إلى وجود علاقة مباشرة بين ناتج النشا والكمية المستهلكة بالإضافة إلى أوقات عبور الأمعاء الدقيقة (تشابمان وآخرون، 1985). ومع ذلك، فإن أحد قيود دراسات الإيليوستومي هو أن الميكروبيوم المعوي والفيزيولوجيا ليست ممثلة تمامًا لجهاز الهضم البشري السليم. يمكن أن توفر دراسات أنبوب الأنف المعوي في المشاركين الأصحاء مزيدًا من الرؤية، ولكن طبيعتها الغازية والمتخصصة تعني أن عددًا قليلاً جدًا من الأطعمة قد تم دراستها بهذه الطريقة. حاليًا، لا يزال من الصعب تحديد كمية النشا المقاوم المتاحة حقًا لميكروبيوم الأمعاء السفلية بدقة.

على الرغم من أن تخمير النشا الميكروبي يبدأ في اللفائفي، يُعتقد أن الموقع الرئيسي للتخمير هو القولون الصاعد، حيث يؤدي وصول النشا إلى تفعيل شبكة متسلسلة من التفاعلات الأيضية (دوبرانوفسكي وستينتزي، 2021). تعتمد قدرة ميكروبات الأمعاء على تخمير النشا في القولون على عدة عوامل، بما في ذلك
كمية ونوع النشا المستهلك، وتكوين ميكروبيوتا الأمعاء، ووقت انتقال الهضم في القولون (Li، Hu، وآخرون، 2023). تبدأ البكتيريا القولونية عملياتها الأيضية بالالتصاق بمادة النشا، ثم تقوم بتحليلها إلى مركبات أوليغومرية. تنتقل هذه الأوليغومرات إلى الفضاء المحيط بالخلية البكتيرية، حيث تخضع للتحلل الإنزيمي إلى جلوكوز، الذي يتم امتصاصه بعد ذلك في الخلية للاستخدام الأيضي. تمثل قدرة البكتيريا القولونية على الارتباط بالنشا، والوصول إلى هياكلها المتميزة مثل الهياكل البلورية، تكيفات متخصصة ضرورية للوصول التنافسي واستخدام الهياكل الجزيئية للنشا (Deehan وآخرون، 2020). لقد تم الإبلاغ لفترة طويلة عن وجود هذه الآلية الواسعة والمتميزة لاستخدام النشا في البكتيريا سالبة الجرام، وخاصة في شعبة Bacteroidetes (Martens وآخرون، 2009). ومع ذلك، فإن تطوير تقنيات تسلسل الجيل التالي، وخاصة الأساليب المعتمدة على 16S rRNA، قد أشار إلى أن التغيرات في تكوين الميكروبيوتا لا تقتصر على الزيادات في البروبيوتيك مثل أنواع Bifidobacterium وLactobacillus. يمكن أن تقوم Clostridium اللاهوائية، بما في ذلك Ruminococcus وEubacterium وRoseburia وFaecalibacterium وCoprococcus، أيضًا بتخمير النشا (Wang، Wichienchot، وآخرون، 2019)، مع اختلافات ملحوظة في قدرتها على الارتباط والوصول إليه. على سبيل المثال، لا تستطيع Eubacterium rectale الارتباط بالنشا المربوط، بينما تمتلك Eubacterium rectale وRuminococcus bromii قدرة محدودة على النمو على الركيزة. ومع ذلك، أظهرت بكتيريا أخرى التزامًا جيدًا واستخدامًا للنشا المربوط، مثل Bifidobacterium adolescentis وParabacteroides distasonis (Deehan وآخرون، 2020).

اعتمادًا على كيفية هضم النشا في الجهاز الهضمي، يمكن أن يثير تأثيرات متناقضة على الأيض بعد الوجبات وميكروبيوم الأمعاء. من الجدير بالذكر أن كمية وسرعة إطلاق وامتصاص الجلوكوز من النشا أثناء الهضم تؤثر بشكل مباشر على تركيزات الجلوكوز في الدم (Priebe et al., 2018)، والتي ترتبط بمختلف الأمراض القلبية الأيضية. أظهرت المقارنات بين دراسات الاستجابة الجلايسيمية بعد الوجبات في البشر ودراسات الهضم في المختبر بوضوح أن نفس كمية النشا ضمن مصفوفات غذائية مختلفة يمكن أن تثير استجابات جلايسيمية مختلفة تمامًا، اعتمادًا على قابلية هضمها المقدرة في الجزء العلوي من الجهاز الهضمي (Edwards et al., 2019؛ Freitas، Souchon، & Le Feunteun، 2022؛ Goñi et al.، 1997؛ Jenkins، Ghafari، et al.، 1982؛ Jenkins et al.، 1982؛ Monro & Mishra، 2022). عندما يتم تخمير النشا غير المهضوم بواسطة ميكروبيوم الأمعاء السفلي، فإن الأحماض الدهنية قصيرة السلسلة (SCFAs) مثل الأسيتات، البروبيونات والبيوتيرات، هي المستقلبات الرئيسية الناتجة، والتي يُعتقد أن لها عدة وظائف في صحة الأمعاء، بما في ذلك تنشيط مستقبلات المناعة والدهون المحددة، وتوفير الطاقة لخلايا القولون، وخفض درجة حموضة القولون (Bojarczuk et al.، 2022؛ DeMartino & Cockburn، 2020؛ Ribeiro et al.، 2022). حيث أن تخمير النشا إلى أحماض دهنية قصيرة السلسلة ينتج طاقة أقل ( ) من هضمه إلى جلوكوز ( المنطقة والآلية التي يتم من خلالها هضم النشا لها تأثيرات كبيرة على قيمته الحرارية (Liversey، 1994)، مما دفع بدوره إلى مزيد من النقاش حول تصنيف النشا المقاوم كألياف غذائية لتصنيف الأغذية، كما تم استعراضه من قبل Nugent (2005).

بشكل أوسع، قد تعمل منتجات هضم النشا من الجلوكوز و/أو الأحماض الدهنية قصيرة السلسلة كجزيئات إشارة من خلال الارتباط بمستقبلات خلايا الغدد الصماء المعوية. تم وصف عدد من الآليات المرشحة لاستشعار الجلوكوز واستشعار الدهون، بما في ذلك الإغلاق المعتمد على الأيض لقنوات البوتاسيوم الحساسة لـ ATP (KATP)، وتنشيط مستقبلات الطعم الحلو، والنقل عبر ناقلات الجلوكوز المرتبطة بالصوديوم (SGLTs)، واستشعار مستقبلات البروتين G المرتبطة (GPCRs) (Gribble & Reimann، 2016). لذلك، فإن منتجات هضم النشا والتخمر لديها القدرة على تحفيز إفراز هرمونات الأمعاء مثل الببتيد المعتمد على الجلوكوز (GIP)، والببتيد YY (PYY) والببتيد الشبيه بالجلوكاجون-1 (GLP-1). تشارك هذه الهرمونات في تنظيم الهضم (من خلال تأثيراتها على الحركة.
وأفرازات الإنزيمات، بما في ذلك ‘كسر الإيليوم’، والشهية، والتمثيل الغذائي (باجيو ودروكر، 2007؛ مالجارز وآخرون، 2008؛ شوارتز وآخرون، 2000). لقد تم مراجعة العواقب الإيجابية للتأثير على إفراز هذه الهرمونات، لا سيما من حيث تنشيط كسر الإيليوم وتعديل استجابات الجلوكوز بعد الوجبات للوجبات اللاحقة في مكان آخر (كونغ وآخرون، 2022).

تعتبر الفروق في قابلية هضم النشا والاستجابات الفسيولوجية ذات صلة كبيرة عند النظر في آثار الصحة للأطعمة الغنية بالنشا. يبدو أن الأنظمة الغذائية ذات المؤشر الجلايسيمي العام الأعلى (مثل تلك التي تتوسطها الأطعمة الغنية بالنشا سهلة الهضم) ترتبط بزيادة خطر الإصابة بالسكتة الدماغية ومرض السكري من النوع الثاني (Bhupathiraju et al., 2014; Livesey et al., 2019)، وأمراض القلب التاجية لدى النساء (Dong et al., 2012; Mirrahimi et al., 2012)، وسرطان الثدي (Mullie et al., 2016) ومضاعفات السمنة (Schwingshackl & Hoffmann, 2013). من ناحية أخرى، يتم العثور على مصادر النشا ذات المؤشر الجلايسيمي المنخفض في الأنظمة الغذائية الأكثر صحة. وغالبًا ما ينعكس ذلك في الإرشادات الغذائية، حيث يتم تفضيل مصادر الكربوهيدرات المعقدة/البطيئة الهضم. علاوة على ذلك، هناك ادعاء صحي معتمد من EFSA حول التأثير المفيد لاستهلاك المنتجات الحبوب الغنية بالنشا البطيء الهضم مقارنة بالمنتجات الحبوب المنخفضة في هذا النوع من النشا (EFSA, 2011). يجب أيضًا ملاحظة أنه حتى عندما لا تنتج مصادر النشا البطيء الهضم بالضرورة استجابة جلايسيمية أقل، إذا كانت قادرة على تقليل معدل امتصاص الجلوكوز، فقد لا تزال لها فوائد مفيدة، محتملة على المدى الطويل. في دراسة أجراها Eelderink et al. (2012)، لوحظ أن امتصاص الجلوكوز من طعام نشوي ببطء في الأمعاء يمكن أن يؤدي إلى انخفاض في تركيزات الأنسولين بعد الوجبة وهرمون الببتيد المعتمد على الجلوكوز (GIP)، ولكن ليس بالضرورة في استجابات جلايسيمية أقل بسبب معدل تصفية الجلوكوز الأبطأ.

مصطلح “النشا المقاوم” (RS)، الذي تم تقديمه لأول مرة من قبل إنغليست وآخرين في أوائل الثمانينيات، يصف جزءًا من النشا الذي يقاوم التحلل بواسطة -أميلاز في المختبر وفي الأمعاء الدقيقة البشرية (H. Englyst وآخرون، 1982؛ Englyst & Cummings، 1985). أدت إدخال اختبار إنزيمي لقياس الفصائل النشوية ذات الأهمية الغذائية إلى تمكين إجراء تمييزات هامة بين التأثيرات الفسيولوجية والصحية لمصادر النشا ذات القابلية الهضمية المتباينة. منذ ذلك الحين، قام العديد من الباحثين بربط تناول النشا المقاوم (RS) بنتائج مثل صحة الأمعاء، فقدان الوزن، زيادة الشبع، تحسين ملفات الدهون وإدارة مرض السكري مع انخفاض الاستجابة الجلايسيمية و/أو تحسين حساسية الأنسولين (Birt وآخرون، 2013؛ Bojarczuk وآخرون، 2022؛ DeMartino & Cockburn، 2020؛ Fuentes-Zaragoza وآخرون، 2010؛ Guo وآخرون، 2022؛ Keenan وآخرون، 2015؛ Ribeiro وآخرون، 2022). ومع ذلك، فإن نتائج الدراسات غير متسقة. على سبيل المثال، وجدت مراجعة لـ 22 دراسة عشوائية متعددة متقاطعة وتدخلية عدم وجود دليل قاطع على أن النشا المقاوم له تأثيرات ذات دلالة إحصائية على الشهية، الجوع، تناول الطعام، وعلامات الشبع (Guo وآخرون، 2023). كما تظهر الدراسات التي تحقق في تأثيرات النشا المقاوم على استقلاب الجلوكوز نتائج مختلطة (Pugh وآخرون، 2023). تشير المراجعات الحديثة إلى أن النوع الفرعي من النشا المقاوم قد يكون مهمًا. تم تصنيف النشا المقاوم إلى خمس فئات مختلفة بناءً على خصائصه الهيكلية؛ النشا المحبوس جسديًا ( حبيبات النشا الأصلية غير الجيلاتينية النشا المتراجع نشا معدل كيميائيًا )، ومعقد الأميلوز-الدهون على سبيل المثال، هناك الآن بعض المؤشرات على أن النشا المقاوم بسبب احتوائه ضمن مصفوفة غذائية أكثر فعالية في خفض الجلوكوز، في حين أن النشا الخام قد تكون أكثر فعالية في تغيير استجابات الأنسولين (Pugh et al., 2023). يمكن أن يشكل تعيين تصنيف عددي لأنواع RS تحديات. على سبيل المثال، تظهر معظم النشويات عالية الأميلوز غير المتبلورة التي تم ضغطها خصائص مقاومة للإنزيمات مقارنة بتلك التي لوحظت في حبيبات النشويات عالية الأميلوز الأصلية (Htoon et al., 2009; Lopez-Rubio et al., 2007). ومع ذلك، فإن المقاومة في نشا الأميلوز العالي المضغوط لا تنشأ من تراجع سلاسل الأميلوز أو الأميلوبكتين. )، تشكيل معقدات الأميلوز-الدهون ، أو الحفاظ على هيكل حبيبي سليم ( بدلاً من ذلك، من المحتمل أن تكون هذه المقاومة ناتجة عن التعبئة الكثيفة للسلاسل غير المتبلورة، مما يخلق ركيزة بكثافة بوليمرية مشابهة لتلك الخاصة بالنشا الحبيبي. في ضوء ذلك، فإن نظام تصنيف RS الحالي (RS1
قد تستفيد النقطة RS5) من المراجعة. يمكن أن يأخذ إطار عمل أكثر شمولاً في الاعتبار الجوانب الحركية للمقاومة، مع التركيز بشكل مثالي على العوامل الرئيسية التي تدفع المقاومة، وتحديداً الخطوات المحددة لمعدل الوصول إلى الإنزيمات وارتباطها بالركيزة والتحويل اللاحق للركيزة إلى منتج بمجرد الارتباط، كما تم الاقتراح سابقًا (Dhital et al.، 2017). في أي حال، فإن التحليلات التلوية الحالية تعتمد على عدد محدود من الدراسات الصغيرة ويتطلب الأمر مزيدًا من التحقيق. من الواضح أن هناك حاجة إلى فهم أفضل للآليات التي يتم من خلالها هضم مصادر النشا المختلفة واستقلابها لتوضيح ما إذا كانت التأثيرات الفسيولوجية الملاحظة ونتائج الصحة ناتجة عن وجود النشا المقاوم أو غياب النشا القابل للهضم.

التفاعل بين جميع العناصر الجوهرية التي تشكل فسيولوجيا كل فرد فريدة من نوعها يحدد طبيعة تفاعلاتها مع العوامل الخارجية، مع عواقب محتملة على الأداء الهضمي والاستجابات الأيضية. تشير الدراسات بعد الوجبات في مجموعات سكانية متجانسة نسبيًا حيث يستهلك الأفراد الأصحاء وجبات اختبار غنية بالنشا، إلى تباينات واسعة بين الأفراد وداخلهم (معاملات التباين تصل إلى و ، على التوالي) (ماثان وآخرون، 2016؛ فيغا-لوبيز وآخرون، 2007). ستساهم التفاعلات الإضافية لعوامل التمايز الأخرى بعد ذلك في إضافة طبقات إضافية من التعقيد والتنوع. العلاقات بين عوامل مثل العمر والجنس على اللعاب مستويات الأميلاز تم التحقيق في ذلك في دراسات مختلفة. واحدة من أوائل الدراسات حول تأثير العمر أشارت إلى أنه على الرغم من تباين القيم بشكل واسع، إلا أن التركيزات زادت من مستويات منخفضة جداً عند الولادة لتصل إلى مستويات البالغين بحلول سن 6 أشهر (روسيتير وآخرون، 1974). وقد تم تأكيد تركيز ثابت للأميلاز من الطفولة إلى البلوغ في دراسة أخرى تقارن عينات من الأفراد بين 5 و 42 عاماً (غيلارد وآخرون، 1978). ومع ذلك، يمكن العثور على أدلة متضاربة في دراسات أخرى تظهر إما انخفاضاً (ستراهلر وآخرون، 2010) أو زيادة (كاليفاتنابو وآخرون، 1983) في تركيزات الأميلاز بين الطفولة والبلوغ. يبدو أن التحقيقات في مجموعات عمرية مختلفة طوال فترة البلوغ تتقارب في إظهار مستويات نشاط أميلاز مماثلة لدى البالغين الأصغر سناً والأكبر سناً (كاليفاتنابو وآخرون، 1983؛ نصار وآخرون، 2014؛ ستراهلر وآخرون، 2010). ومن المثير للاهتمام، أنه بالإضافة إلى عدم العثور على اختلافات بين مجموعات العمر المختلفة ( اللعاب)، وقد وجدت بعض هذه الدراسات انخفاضًا في النشاط المحدد مع تقدم العمر (U/mg من البروتين) (Gillard et al., 1978; Kalipatnapu et al., 1983). تأثير الجنس على مستويات نشاط الأميلاز غير واضح أيضًا، حيث تشير بعض الأبحاث إلى تركيزات أعلى في الرجال (van Stegeren et al., 2008) بينما لا تلاحظ أخرى أي فرق ذي دلالة (Gillard et al., 1978; Prodan et al., 2015). من المهم ملاحظة أن الاختلافات عبر هذه الدراسات قد تكون ناتجة عن اختلافات في تصميم الدراسة، مجموعات العمر، بروتوكولات جمع اللعاب والأساليب المنهجية. تأثير العمر على البنكرياس تمت دراسة تركيزات الأميلاز -ألفا أيضًا، حيث وجدت دراسات مختلفة أدلة على انخفاض نشاط الأميلاز أو إنتاجه لدى البالغين الأكبر سنًا مقارنة بالبالغين الأصغر سنًا (Dreiling et al., 1985; Firky, 1968; Ishibashi et al., 1991; Vellas et al., 1988). بينما يعد استعراض شامل لجميع الجوانب التي تساهم في هذه التباينات خارج نطاق هذه المقالة، من الجدير بالذكر أن متغيرات مثل المضغ، والبوليمورفisms الجينية، والميكروبيوم المعوي مرتبطة بالاختلافات في المعالجة الفموية، والهضم، وامتصاص الكربوهيدرات في الأمعاء (Walther et al., 2019).

أثناء المعالجة الفموية، يمكن أن يتعرض الطعام لمجموعة واسعة من اللعاب مستويات نشاط الأميلاز. هناك فرق يزيد عن 10 أضعاف بين مستويات النشاط للأفراد في الطرفين السفلي والعلوي من النطاقات المبلغ عنها في الأدبيات (باتروورث وآخرون، 2011؛ روسيتر وآخرون، 1974)، حيث يتم تفسير التباين من خلال كل من منهجية أخذ العينات والتباينات بين الأفراد وداخل الأفراد. أحد الجوانب التي تثير اهتمامًا خاصًا هو أن اللعاب الفردي تزداد مستويات نشاط الأميلاز بشكل كبير عند الانتقال من حالة الصيام إلى حالة الشبع، وحتى في حالة الشبع يمكن أن تتأثر بمستويات الشبع (هارثورن، 2008). بالإضافة إلى اللعاب نشاط الأميلاز، التغيرات
في عناصر أخرى من عملية تشكيل الكتلة، مثل زيادة عدد المضغات (Zhu et al., 2014) ودرجة تكسير حجم الجسيمات (Ranawana et al., 2010) تم ربطهما بزيادة تركيزات الجلوكوز في الدم بعد الوجبة. على المستوى الميكانيكي، فإن زيادة تقليل حجم الجسيمات في المرحلة الفموية ستزيد من إطلاق منتجات هضم النشا بواسطة اللعاب. -أميلاز. ثم يتم نقل المالتوز-أوليجوسكاريد بسرعة عبر المعدة ويتم إفراغه مع المرحلة السائلة إلى الاثني عشر. إن وصول منتجات هضم النشا مبكرًا إلى الاثني عشر يدفع الارتفاع المبكر في مستوى الجلوكوز في الدم بعد الوجبة.

جانب آخر ذي صلة هو عدد النسخ من اللعاب جين الأميلاز (AMY1) الذي يشفر اللعابية -أميلاز وقد أظهرت الدراسات أنها تتراوح من 2 إلى 15 في دراسة شملت 50 فردًا، مع نسبة من الأفراد الذين يتبعون نظامًا غذائيًا عالي النشا مع ما لا يقل عن ست نسخ من AMY1، وقد أبلغ عن أنها تقارب ضعف تلك الخاصة بالسكان ذوي النشا المنخفض (بيري وآخرون، 2007). وقد ارتبط عدد نسخ AMY1 بشكل كبير بإنتاج ونشاط اللعاب -أميلاز (كاربنتر وآخرون، 2017؛ مانديلي وآخرون، 2010؛ بيري وآخرون، 2007). وقد وُجد في دراسة رصدية أن عدد نسخ AMY1 العالي يمكن أن يزيد بشكل كبير من تركيزات الجلوكوز بعد الوجبات اعتمادًا على جرعة النشا (فاريل وآخرون، 2021). في تلك الدراسة، كان متوسط نشاط اللعاب -أميلاز أكثر من أربعة أضعاف في أولئك الذين لديهم عدد نسخ عالي ( نسخ) مقارنة بأولئك الذين لديهم عدد نسخ منخفض ( نسخ) من AMY1. ومن المثير للاهتمام، أنه يجب ملاحظة أن الآليات الأساسية قد تمتد إلى ما هو أبعد من مستويات اللعاب -أميلاز حيث تم الإبلاغ عن أنه بينما يرتبط إنتاج هذا الإنزيم بعدد نسخ AMY1، فإن الغالبية العظمى من التباينات بين الأفراد تأتي من مصادر أخرى (كاربنتر وآخرون، 2017) مثل إيقاعات الساعة البيولوجية (ناتر وآخرون، 2007) والضغط (جرانجر وآخرون، 2007). وقد أظهرت التغيرات في عدد النسخ في AMY1 أنها مرتبطة بجين -أميلاز البنكرياسي (AMY2A)، على الرغم من أن الأول قد تباين إلى حد أكبر من الأخير (كاربنتر وآخرون، 2015). مصدر آخر محتمل للتباين بين الأفراد يتعلق بامتصاص الجلوكوز في الأمعاء الدقيقة. من خلال تحليل بيانات من أكثر من 15,000 فرد، استنتج سيدلمان وآخرون (2018) أن متغيرات جينية محددة لبروتين ناقل الجلوكوز والصوديوم SGLT1 كانت مرتبطة باستجابة جلايسيمية أقل خلال اختبار تحمل الجلوكوز لمدة ساعتين وكان لديها احتمالات أقل من ضعف تحمل الجلوكوز وبالتالي يمكن أن تعزز الحماية ضد فرط جلايسيميا الناتج عن النظام الغذائي.

تشمل العناصر الأخرى التي يجب أخذها في الاعتبار نشاط ميكروبيوم الأمعاء والعوامل الأنثروبومترية، وكلاهما معروف بتأثيره على استجابات الجلايسيمية الفردية (تيلي وآخرون، 2022). تدعم العديد من الدراسات الكبيرة “إثبات المفهوم” أن دمج العوامل الجينية، والظاهرة (القياسات السريرية)، والميكروبيوم، ونمط الحياة (النظام الغذائي والتمارين) يمكن أن يُستخدم لإنشاء خوارزميات تنبؤية لاستجابة الجلايسيمية. استنتج زيفي وآخرون (2015) أن الميزات الشخصية والميكروبيوم تمكّن من التنبؤ الدقيق لاستجابة الجلوكوز التي تفوق الممارسات الشائعة، على الرغم من أن آخرين جادلوا بأن التوصيات الغذائية لتحسين استجابة الجلايسيمية جيدة بنفس القدر (ووليفر، 2016). أظهرت دراسة واسعة النطاق عالية الدقة على 1002 توأم وأشخاص بالغين أصحاء غير مرتبطين تباينًا كبيرًا بين الأفراد (كما تم قياسه بواسطة معامل تباين السكان (الانحراف المعياري/المتوسط، %) في استجابات الجلوكوز في الدم بعد الوجبات (68 %) والأنسولين (59 %) بعد وجبات متطابقة (بيري وآخرون، 2020). ومع ذلك، كانت العوامل الخاصة بالشخص، مثل ميكروبيوم الأمعاء، لها تأثير أقل من المغذيات الكبيرة للوجبة ( و 15 على التوالي)، مع تأثير متواضع للمتغيرات الجينية على التنبؤات (10%). على الرغم من أن هذه الخوارزميات الفردية تدعم توقعات أفضل لاستجابة الجلايسيمية، يبقى السؤال عما إذا كانت قابلة للتوسع وميسورة التكلفة، حيث إنها تعتمد على كميات كبيرة من المعلومات، مثل دفاتر الطعام، ورصد الجلوكوز المستمر، وتركيب الميكروبيوم والميتابولوم. في هذا الصدد، قد يكون تصميم هياكل غذائية دقيقة لمعالجة التباين بين الأفراد أكثر واقعية، مما يبرز أهمية الكيميائيين/المهندسين الغذائيين لاستهداف الاستجابة الفسيولوجية أو الأيضية أو المناعية بدقة من خلال تصميم و/أو فهم مصفوفات الطعام.

تتأثر هضم النشا بمجموعة من العوامل الهيكلية والتركيبية للغذاء. إن تطوير فهم لكيفية تعديل هذه العوامل لقابلية هضم النشا، والبيولوجية (الإفراج) والتوافر البيولوجي (الامتصاص) ذات صلة بتصميم وتفسير تجارب الهضم في المختبر. يمكن أيضًا استهداف هيكل وتركيب الغذاء أثناء تصميم المنتج الغذائي لتحقيق ملفات تعريف مرغوبة لقابلية هضم النشا من أجل تحسين التحكم في الجلايسيمية، وإطلاق الطاقة و/أو التأثيرات البريبايوتيك.

بالنسبة للأطعمة ذات التركيب نفسه، يمكن أن تؤثر الاختلافات في خصائصها الهيكلية وحدها بشكل كبير على كيفية هضم النشا. يمكن أن تؤثر الميزات الهيكلية على جميع مقاييس الطول، من التنظيم الجزيئي للنشا إلى الهيكل الكلي للغذاء على التحلل الهضمي والوصول الإنزيمي إلى ركيزة النشا مع عواقب محتملة على الجلايسيمية بعد الوجبات.

في النشا الأصلي (الخام)، ستعتمد معدلات الامتصاص والهضم الإنزيمية على تعدد الأشكال البلورية، وحجم الحبيبات، ومساحة السطح الحدودية، ووجود مواد غير نشوية (ديتال وآخرون، 2017). معظم النشا لا يتم استهلاكه في حالته الأصلية، ومع تغير هيكل النشا أثناء المعالجة، تصبح هذه الخصائص أقل أهمية عندما يتعلق الأمر بتعديل قابلية هضم الأطعمة المعالجة.

تشمل طريقة شائعة لمعالجة الأطعمة القائمة على النشا التسخين في وجود الماء حيث يخضع النشا لعملية الجيلاتينية، والتورم وحتى التدمير الحبيبي إذا كان هناك ضغط قص. تتكون الجيلاتينية من انتقال من النظام إلى الفوضى مع فقدان لا رجعة فيه للتنظيم الجزيئي، مما يزيد في معظم الحالات من قابلية الإنزيم بشكل كبير مقارنة بالحالة الأصلية. وبالتالي، ترتبط جيلاتينية النشا بزيادات هائلة في القابلية للهضم. تحدث جيلاتينية النشا في المنتجات المرطبة مثل الخبز (مارتينيز، رومان، وغوميز، 2018) والكعك (مارتينيز، لي، وآخرون، 2018)، ولكن ليس في المنتجات ذات الرطوبة المنخفضة مثل البسكويت (فارريانو-مارستون وآخرون، 1980). لذلك، تلعب تاريخ الرطوبة-درجة الحرارة دورًا حاسمًا في تحديد معدل الهضم وتضع الأساس لاستراتيجيات تهدف إلى إبطاء هضم النشا. يجب ملاحظة أن جيلاتينية النشا العادية – دون تعديل التخليق الحيوي أو الربط الكيميائي – لا يمكن منعها تمامًا في بعض المنتجات الغذائية. ومن الجدير بالذكر أن النشا عالي الأميلوز يظهر استقرارًا حراريًا أكبر من النشويات التقليدية. يسمح هذا الاستقرار المعزز للنشويات عالية الأميلوز بالحفاظ بشكل أفضل على هياكلها الحبيبية وشبه البلورية تحت ظروف الطهي النموذجية، مما يحافظ على مقاومتها للهضم في المنتجات الغذائية النهائية. سيؤدي تبريد النشا الجيلاتيني إلى التراجع، أو إعادة تنظيم سلاسل الأميلوز والأميلوبكتين إلى هيكل أكثر ترتيبًا (مايلز وآخرون، 1985؛ وانغ وآخرون، 2015)، مما قد يؤدي إلى استعادة خاصية الهضم البطيء/المقاوم للنشا الأصلي. من المعروف أن تراجع النشا يقلل إلى حد ما من معدل الهضم ومدى النشا الجيلاتيني. لقد وضعت علاقات الهيكل-الهضم بعض النشويات كمرشحين محتملين لتعزيز الهياكل الفائقة الجزيئية القابلة للهضم ببطء أو المقاومة، مما يوفر إمكانية عكس النتائج الأيضية الناتجة عن فرط الجلايسيمية للنشا في الأطعمة المعالجة (ماريو م. مارتينيز، 2021). من ناحية، تتشكل هياكل النشا الجيلاتيني والتراجعي التي تؤدي إلى خاصية الهضم البطيء بشكل خاص من جزيئات الأميلوبكتين التي تمتلك: i) نسب عالية من السلاسل الطويلة، أي نسبة مولارية أعلى من السلاسل الطويلة إلى القصيرة (مارتينيز، لي، وآخرون، 2018)؛ ii) سلاسل بطول متوسط أطول (م. م. مارتينيز، لي، وآخرون، 2018؛ رومان وآخرون، 2019)، و/أو؛ iii) أحجام جزيئية أقل من خلال عمليات مثل التحويل الحمضي أو البثق عالي القص (مارتينيز، لي، وآخرون، 2018؛ رومان وآخرون، 2019؛ رومان ومارتينيز، 2019). وقد اقترحت دراسة حديثة أيضًا أن تنظيم السلاسل والتعبئة الحلزونية المزدوجة، وليس ببساطة توزيع حجم السلسلة الفردية وتشكيل الحلزون المزدوج، هو ما يحدد خاصية الهضم البطيء للأميلوبكتين (رومان وآخرون، 2020). من ال
جانب الآخر، تؤدي التفاعلات الذاتية للأميلوز أثناء التراجع ( ) إلى نتائج في -مقاومة الأميلاز في التي تعتمد فيها معدل الهضم والامتداد على محتوى الأميلوز (L. Li et al., 2008) وأطوال سلاسل الأميلوز (Gidley & Bulpin, 1989; Yee et al., 2021). ومع ذلك، يبدو أن محتوى الأميلوز وحده غير كافٍ لشرح خصائص الهضم البطيء للأصباغ عالية الأميلوز. تحتوي الأصباغ عالية الأميلوز على نسب أقل من سلاسل الأميلوز القصيرة والأميلوبكتين مع سلاسل أطول بشكل ملحوظ مقارنة بالأصباغ العادية (Li, Zhang, et al., 2023; Lin et al., 2016; Martinez, Li, et al., 2018). على سبيل المثال، تحتوي الأصباغ من الساغو والبطاطس والموز والبازلاء على سلاسل أميلوبكتين أطول مما يمنحها هضمًا أقل نسبيًا (Martinez, Li, et al., 2018; Roman et al., 2020).

تسلط هذه النتائج الضوء على الفرص المتاحة للتربية واستراتيجيات المعالجة الدقيقة التي تستهدف الهياكل الجزيئية للنشا ذات الهضم البطيء/المنخفض. على سبيل المثال، أدى طفرات القمح من إنزيم تفرع النشا II (SBEII) مع زيادة محتوى الأميلوز ونسب أكبر من السلاسل الطويلة إلى إنتاج خبز أقل عرضة للهضم في المختبر (Corrado et al., 2023). وقد لوحظت مثل هذه التأثيرات أيضًا في الجسم الحي، حيث كانت مستويات الجلوكوز في الدم منخفضة عندما تناول البالغون الأصحاء خبزًا عالي الأميلوز (Belobrajdic et al., 2019) أو نودلز (Ang et al., 2020). بالإضافة إلى التعديلات في النبات، يمكن أيضًا تعديل هضم النشا باستخدام إنزيمات خارجية. على سبيل المثال، من خلال زيادة كثافة التفرع للنشا باستخدام مجموعة من -الأميلاز وtransglucosidase (Ao et al., 2007)، أو من خلال إطالة سلاسل الأميلوبكتين باستخدام الأميلاوسكراز (Kim et al., 2013). بالإضافة إلى RS المدفوع بالرجوع، يمكن أن يمنح الأميلوز مقاومة للإنزيم من خلال الاستقرار الحراري الأعلى لهيكله شبه البلوري الأصلي (Hoebler et al., 1999; Roman & Martinez, 2019)، المعروف أيضًا باسم ‘النشا المقاوم الحبيبي’ ( ). يمكن أن يشكل الأميلوز أيضًا مجمعات مقاومة للإنزيم مع الدهون ، والتي يمكن أن توجد بشكل طبيعي في الأصباغ عالية الأميلوز أو تتشكل عند الطهي والخبز (Roman & Martinez, 2019).

بشكل عام، تتحكم الهياكل الجزيئية والحبيبية للنشا في توفر -سلاسل الجلوكوز للأميلاز الهيدروليزي ويمكن استهدافها من خلال المعالجة و/أو الأساليب الجينية لتعديل هضمها.

يمكن أن تحد الحواجز الطبيعية في مصفوفة الأنسجة النباتية من التوافر الحيوي للنشا أثناء الانتقال الهضمي. عندما يتم استهلاك النشا في شكله الطبيعي كجزء من نسيج نباتي صالح للأكل، يتم احتواء النشا بواسطة جدران الخلايا النباتية الأولية لنسيج تخزين النشا. جدران الخلايا النباتية هي تجميعات معقدة، تتكون أساسًا من بوليسكريات مثل السليلوز، الهيميسليلوز و/أو البكتين التي لا تهضمها إنزيمات الثدييات في القناة الهضمية العليا للإنسان (Jarvis, 2011). نتيجة لذلك، تلعب دورًا رئيسيًا في تنظيم وصول الأميلاز إلى النشا داخل الخلايا أثناء هضم الطعام الذي يحتوي على خلايا كاملة أو أنسجة نباتية.

تختلف خصائص جدران الخلايا النباتية في أنسجة تخزين النشا بين الأنواع النباتية ويمكن أن تتغير أثناء نضوج/تطور النبات، والتخزين بعد الحصاد ومع ظروف معالجة الطعام (Khorasaniha et al., 2023)، لذا فإن احتمال تناول النشا المحتوى داخل خلايا نباتية سليمة يعتمد على المصدر النباتي والمعالجة المطبقة.

أظهرت العديد من الدراسات أن جدران الخلايا النباتية الأولية للبقول المطبوخة يمكن أن تعمل كحواجز مادية تبطئ دخول الإنزيمات الهضمية إلى خلايا النبات وبالتالي تؤخر و/أو تحد من إطلاق المالطوليجوساكاريد من النشا إلى تجويف الأمعاء (Xiong et al., 2022). وبالتالي، فإن النشا المحتوى داخل خلايا سليمة (مثال على النشا المقاوم من النوع 1) يكون أقل قابلية للهضم بشكل ملحوظ من نشا البقول المعزول أو دقيق البقول غير الخلوي (Xiong et al., 2022). تميل الفلقات البقولية أيضًا إلى الانفصال الخلوي بعد المعالجة الهيدروحرارية، لذا فإن تناول خلايا نباتية سليمة مع نشا محاط من المحتمل أن يحدث عندما يتم طهي بذور البقول كاملة. وجدت الدراسات البشرية أن نسبة عالية من خلايا البقول تبدو أنها تبقى سليمة بعد المضغ (Pallares Pallares et al., 2019)، وأثناء الانتقال في القناة الهضمية العليا
(Noah et al., 1998). إن احتواء النشا بواسطة جدران الخلايا في البقول هو سبب رئيسي للاستجابة الجلايسيمية المنخفضة للبقول المطبوخة بالكامل (Bajka et al., 2023; Petropoulou et al., 2020).

تختلف الحبوب في جدران خلاياها النباتية مقارنة بالبقول، ولا تنفصل خلاياها في أنسجة تخزين النشا بسهولة (Jarvis et al., 2003). ومع ذلك، يمكن تناول النشا المحتوى داخل الخلايا من الحبوب إذا تم تناول الجسيمات ككل، أو حبوب مكسورة أو مطحونة بشكل خشن. في الجسيمات التي تكون كبيرة بما يكفي لاحتواء خلايا نباتية سليمة، توفر جدران الخلايا التي تحيط بالنشا حاجزًا للإنزيمات الهضمية. وقد لوحظ هذا التأثير في المختبر مع دقيق القمح (Tagliasco et al., 2022) وخبز الجاودار (Tagliasco et al., 2024)، مما يدل على أن حجم الجسيمات يؤثر على هضم النشا. ومع ذلك، عندما تتم معالجة هذه الدقيق إلى خبز، فإن التأثير إما يختفي أو ينخفض بشكل كبير، مما يجعل هذه الاستراتيجية أقل جدوى للأطعمة ذات الرطوبة العالية. علاوة على ذلك، اعتمادًا على الحبوب، قد يكون هذا التأثير الحاجز أقل فعالية مقارنة بالبقول. على سبيل المثال، وُجد أن جدران الأندوسبرم من القمح القاسي كانت أرق وأكثر نفاذية للإنزيمات الهضمية من جدران خلايا الحمص، مما يعني أن معدل الهضم فقط وليس مدى الهضم تأثر (Edwards et al., 2021). إن زيادة مستويات صعوبة الطهي بسبب شيخوخة بذور البقول بعد الحصاد هو أيضًا عامل مهم يجب مراعاته، حيث كانت الصلابة المتزايدة في العينات المطبوخة مرتبطة بتمزق أكبر لجدران خلايا الفلقات أثناء المضغ المحاكي (في المختبر)، مع آثار على هضم النشا (Gwala et al., 2019). كما أظهرت احتواء النشا أثناء المعالجة أنه يحد من تميه النشا وانتفاخه أثناء المعالجة الهيدروحرارية مما يساهم في انخفاض هضم النشا المحتوى (Edwards, Warren, et al., 2015).

داخل الحبوب الكاملة، يتم حماية الأنسجة النباتية المحتوية على النشا بشكل أكبر بواسطة أنسجة نباتية أخرى مثل الغلاف، القشرة أو ‘طبقات النخالة’. هذه الأنسجة الغنية بالألياف مقاومة للغاية للهضم. كما تحدد خصائص الحبوب أدائها في الطحن، وبالتالي خصائص الدقيق الناتج. على سبيل المثال، أظهر صلابة الأندوسبرم من الذرة تأثيرًا على الضرر الجزيئي والحبيبي للنشا داخل الدقيق الناتج، مما يعني أن الدقيق الخام من الذرة الصلبة له قابلية هضم أعلى من الدقيق الخام المصنوع من الأندوسبرم الناعم. ومع ذلك، بمجرد الطهي، كانت هذه الدقيق لها قابلية هضم مشابهة بعد الطهي (Roman et al., 2017). وبالتالي، يمكن أن تعمل جدران الخلايا النباتية والمصفوفات البروتينية داخل الخلايا الموجودة في بعض الأطعمة كحواجز تبطئ هضم النشا في البقول المطبوخة بالكامل أو الحبوب المطحونة بشكل خشن/المكسورة أو الحبوب الكاملة. تساهم طرق معالجة الطعام التي تعطل هذه الهياكل الطبيعية المقاومة للنشا و/أو الحواجز في زيادة قابلية النشا في الطعام المعالج. ومع ذلك، يمكن أن تؤدي المعالجة أيضًا إلى تشكيل هياكل غذائية جديدة تظهر انخفاضًا في هضم النشا. على سبيل المثال، تشكيل شبكة جزيئية ذات كثافة عالية مع نفاذية منخفضة للإنزيمات الهضمية، أي، مصفوفات مركبة من النشا/البروتين المطبوخ (مثل المعكرونة، الأرز) تتكون من تجميعات سلاسل الأميلوبكتين والأميلوز المعكوسة (بلورات من النوع B المضغوطة).

من المحتمل أن تكون الحواجز الطبيعية الموصوفة أعلاه موجودة في العديد من الأطعمة المعالجة بشكل طفيف أو الأطعمة الكاملة. يمكن أن تمنع البنية الكبيرة والملمس لمصفوفات الطعام المعقدة أيضًا وصول/ارتباط الإنزيم بجزء كبير من النشا وبالتالي تؤدي إلى أطعمة ذات استجابات جلايسيمية أقل (P. M. Burton وآخرون، 2011؛ Fardet وآخرون، 2006؛ Le Feunteun وآخرون، 2021). مثال جيد هو المعكرونة، التي تظهر تحللًا إنزيميًا منخفضًا للنشا بسبب بنيتها الكبيرة المضغوطة والكثيفة. أظهرت دراسة سريرية أن استهلاك المعكرونة أظهر أدنى مستويات سكر الدم بعد الوجبة مقارنةً بالخبز المسطح والخبز التقليدي ذو البنية المسامية (Eelderink وآخرون، 2015). علاوة على ذلك، فإن الخبز ذو الكثافة الأعلى يظهر أيضًا استجابات جلايسيمية أقل بعد الوجبة مقارنةً بالخبز ذو الكثافة الأقل (الأكثر مسامية) (P. Burton & Lightowler، 2006؛ Eelderink وآخرون، 2015). تعكس هذه العلاقة العكسية بين الكثافة والاستجابات الجلايسيمية في دراسات الهضم في المختبر حيث تم ربط الكثافة العالية للخبز بـ
تحلل النشا الأبطأ (Freitas وSouchon وLe Feunteun، 2022؛ Gallo وآخرون، 2022؛ Gkountenoudi-Eskitzi وآخرون، 2023؛ Lazaridou وآخرون، 2014؛ Martinez وRoman وGomez، 2018). توصل Fardet وآخرون (2006)، الذين استعرضوا عدة دراسات حول منتجات الحبوب، إلى استنتاج أن الحفاظ على سلامة هيكل الطعام أثناء الهضم قد يكون عاملاً أكثر أهمية لتقييد تحلل النشا من درجة بلورية النشا أو وجود الألياف الغذائية في المصفوفة المركبة للمنتجات المخبوزة.

تبدو الفروق في الملمس، بدلاً من التغيرات في التركيب، أيضًا العامل الحاسم في هضم النشا في المختبر لمنتجات الجاودار المعالجة (نموذج الطعام الخفيف)، حيث كانت الأخيرة مرتبطة إيجابيًا بمؤشر القرمشة وعدد الجسيمات في الكتلة الغذائية المهضومة (Alam وآخرون، 2019)؛ أي، أن المنتجات الأقل كثافة والأقل صلابة والأكثر قرمشة (الأكثر هشاشة) أطلقت المزيد من حبيبات النشا وبالتالي زادت من قابليتها للإنزيمات الأميليوليتية.

يمكن أن تؤثر المغذيات الكبيرة والصغيرة في الطعام وكذلك المركبات النشطة بيولوجيًا على معدل تحلل النشا، والاستجابة الجلايسيمية اللاحقة. يمكن أن تكون هذه المكونات موجودة كهيكل وتشكل حواجز مادية أمام هضم النشا. يتم تعديل تأثيرها بشكل رئيسي من خلال التفاعلات الفيزيائية الكيميائية مع جزيئات النشا نفسها أو الإنزيمات الرئيسية ( -الأميليز و -الجلوكوزيداز) المعنية في هذه العملية.

يتأثر هضم النشا بشدة بوجود البروتينات في مصفوفة الطعام (Bhattarai وآخرون، 2016؛ Tang وآخرون، 2019). لقد أظهرت الدراسات أن البروتينات الذاتية في المواد الخام المعقدة تظهر تأثيرًا مثبطًا أقوى على الأميليوليسيس لمكون النشا المتواجد مقارنةً بالبروتينات المضافة (Bhattarai وآخرون، 2016؛ Do وآخرون، 2023)، بينما في بعض الحالات وُجد أن نوع البروتين يؤثر أيضًا بشكل مختلف على هضم النشا (Zheng وآخرون، 2020). التفاعلات بين البروتين والنشا، التي تقيد ترطيب النشا وانتفاخه وبالتالي الجيلاتينية والتغيرات في الحالة الفيزيائية للنشا، مسؤولة إلى حد كبير عن التأثيرات الملحوظة (López-Barón وآخرون، 2017؛ Moretton وآخرون، 2023). في الواقع، وُجد أن البروتينات النباتية المنكرة و/أو المهدرجة أكثر فعالية في تقييد الانقسام الإنزيمي لـ -D-الجلوكانات من خلال تعزيز تفاعلات النشا-البروتين (López-Barón وآخرون، 2017). على وجه التحديد، كشفت الملاحظات المجهرية لأنظمة النشا-البروتين بعد الطهي أن البروتينات تتفاعل مع النشا من خلال التواجد على السطح وتغليف حبيبات النشا (X. Chen وآخرون، 2017؛ Yang وآخرون، 2019) و/أو أن تكون مدفونة، بسبب التشقق والانتفاخ، داخل مصفوفة النشا مكونة شبكة بوليمرية واسعة (Yang وآخرون، 2019)، وبالتالي تؤدي إلى محدودية وصول جزيئات النشا إلى الإنزيمات الهضمية. أخيرًا، تم اقتراح ارتباط -الأميليز بالبروتينات، التي تعمل بشكل تنافسي ضد النشا، كآلية محتملة أخرى لتعديل معدل هضم النشا (Bhattarai وآخرون، 2016؛ Chen وآخرون، 2017).

لقد أظهرت الدراسات أيضًا أن وجود الدهون في هيكل الطعام يقلل من كمية الجلوكوز المفرج عنها أثناء هضم النشا في المختبر (Tang وآخرون، 2019). في هذه الحالة، فإن تكوين مركبات دهنية بين النشا (بشكل رئيسي الأميليوز) وجزيئات الدهون (خصوصًا من نوع أحادي الأسيلي) يقلل من معدلات الأميليوليسيس (Vernon-Carter وآخرون، 2020). تم اقتراح تطوير حاجز مادي دهني حول حبيبات النشا كآلية محتملة تساهم في انخفاض مستويات هضم النشا (Vernon-Carter وآخرون، 2020). في معظم الحالات، يلعب نوع الأحماض الدهنية، من حيث التشبع أو طول السلسلة، دورًا في التأثيرات الملحوظة. كمثال، بالنسبة للأحماض الدهنية طويلة السلسلة (18 كربون)، كان حمض اللينوليك أكثر فعالية من حمض الستاريك في تقليل تحلل النشا في مصفوفة مركبة، مثل نودلز الأرز الفوري (Chen وآخرون، 2022)، بينما تم ربط هضم مركبات إدماج النشا-الدهون سلبًا بطول سلسلة الأحماض الدهنية (Sun وآخرون، 2021). تم ربط هذه التأثيرات بقدرة الأحماض الدهنية على توليد هياكل أكثر أو أقل كثافة لمركبات النشا-الدهون من النوع V ( )(Sun وآخرون،
2021). أخيرًا، تم الإبلاغ على نطاق واسع عن التأثير التآزري للبروتينات والدهون في تقليل هضم النشا (Tang وآخرون، 2019)، مع كون تأثير الدهون في مثل هذه الأنظمة أكثر أهمية (He وآخرون، 2022).

فيما يتعلق بالألياف الغذائية، تم الإبلاغ عن أن الألياف القابلة للذوبان وغير القابلة للذوبان فعالة في تقييد هضم النشا في المختبر (Brennan وآخرون، 1996؛ Brennan وآخرون، 2004؛ Liu وآخرون، 2021؛ Tang وآخرون، 2019؛ Zheng وآخرون، 2021). بخلاف دورها كحاجز طبيعي لجدار الخلية الموصوف في القسم 5a، تم اقتراح أن الألياف الغذائية ترتبط أو تمتص -الأميليز، مما يقيّد نشاطها (Wang وآخرون، 2021). تم ربط تأثير الألياف الغذائية القابلة للذوبان اللزجة أيضًا بتفاعلها مع سلاسل النشا (Brennan وآخرون، 1996). تم اقتراح أن التفاعلات غير التساهمية، مثل الروابط الهيدروجينية وقوى فان دير فالس، تدفع إعادة ترتيب سلاسل النشا إلى تجمعات أكثر ترتيبًا وكثافة، والتي تكون أكثر مقاومة لعمل الأميليز (Zheng وآخرون، 2021). ومع ذلك، تعتبر قدرة الألياف الغذائية القابلة للذوبان على بناء شبكة بوليمرية ثلاثية الأبعاد مرطبة أيضًا عاملاً مهمًا يساهم في معدل الهضم الإنزيمي إلى جانب تقليل معدلات انتشار-امتصاص الجلوكوز في الظهارة المعوية (Brennan وآخرون، 2004؛ Zheng وآخرون، 2021). مصدر مهم من الألياف الغذائية غير القابلة للذوبان هو السليلوز، الذي يحتوي على سلاسل طويلة مرتبة بإحكام في هيكل بلوري كثيف. في السليلوز الطبيعي، بالإضافة إلى الهيكل البلوري، هناك منطقة غير متبلورة تحتوي على سلاسل مرتبة بشكل فضفاض. أفاد Zhu وآخرون (2022) أن الهيكل البلوري للسليلوز يمكن أن يقلل من تحلل النشا من خلال تثبيط نشاط الإنزيمات الهضمية وبالتالي يؤثر على فرط سكر الدم بعد الوجبة.

من بين المركبات النشطة بيولوجيًا الموجودة في مصفوفات الطعام، عُرفت المركبات الفينولية بقدرتها على تقليل مدى هضم النشا بشكل كبير من خلال تثبيط الإنزيمات الرئيسية المعنية في هضم النشا والامتصاص المعوي اللاحق (Martinez، 2021). على سبيل المثال، تم الإبلاغ عن أن الفلافان-3-أول من الفواكه والشاي والكاكاو، وخاصة تلك ذات درجة البوليمرية الأعلى، والفلافونول أغليكونات (أي الكيرسيتين، الميريستين، والفيسيتين) هي مثبطات قوية لـ -الأميليز البنكرياسية (Bordenave وآخرون، 2014؛ Lo Piparo وآخرون، 2008). تم تثبيط الحدود الشائكة للثدييات تم الإبلاغ عن تأثير البوليفينولات على -غلوكوزيداز (Simsek et al., 2015). وقد تم الإبلاغ عن أن البوليفينولات تثبط النقل عبر الظهارة للنشا المشتق من الجلوكوز، كما هو موضح على سبيل المثال في الوجبات الخفيفة المعتمدة على الشوفان (M. Li et al., 2017) وكعك الموز (Pico et al., 2019). علاوة على ذلك، قد تظهر أيضًا القدرة على تشكيل معقدات شاملة وغير شاملة مع النشا (تفاعلات غير تساهمية) التي تكون مقاومة للغاية للهضم الإنزيمي (Giuberti et al., 2020; Xiao et al., 2013). وُجد أن التأثير المثبط للمركبات الفينولية على هضم النشا يعتمد على خصائصها الفيزيائية والكيميائية؛ على سبيل المثال، أظهرت المركبات الفينولية التي تحتوي على أكثر من مجموعة هيدروكسيل تأثيرًا مثبطًا أقوى ضد -أميلاز، في حين أن جليكوزيل المجموعة الهيدروكسيلية قد ضعفت من التثبيط (بورديناف وآخرون، 2014؛ شياو وآخرون، 2013). بخلاف المركبات الفينولية، قد تنظم المكونات الدقيقة الغذائية مثل الفيتامينات أيضًا قابلية هضم النشا. على سبيل المثال، قدرة بعض الفيتامينات القابلة للذوبان في الماء على تثبيط تم استكشاف نشاط الأميلاز -أ مؤخرًا، وكشفت الاستجابات الحركية عن آليات ألوستيرية وتنافسية. تثبيط -أميلاز لحمض الأسكوربيك وحمض الفوليك، على التوالي (بورا وآخرون، 2019).

بشكل عام، هناك مجموعة واسعة من العوامل الهيكلية والتركيبية المعروفة التي تؤثر على تقدم هضم النشا من الأطعمة الغنية بالنشا. لذلك، من المهم أن يتم تمثيل هذه العوامل الرئيسية بشكل كافٍ و/أو التحكم فيها ضمن نماذج الهضم في المختبر المستخدمة لدراسة وتوقع الاستجابات الفسيولوجية لهضم النشا.

لقد أدى الاهتمام بتطوير نماذج الهضم في المختبر لمحاكاة هضم النشا من الأطعمة إلى العديد من الأساليب المختلفة و
البروتوكولات المقترحة، مع استخدام عدد قليل منها على نطاق واسع، وأحيانًا تصبح موحدة، وجاهزة للتنفيذ باستخدام معدات المختبر التقليدية (الشكل 2). في بعض الحالات، تعتبر الكربوهيدرات واحدة فقط من عدة مغذيات يتم تقييمها في نموذج هضم عام، بينما تركز نماذج أخرى بشكل خاص على هضم النشا. تختلف هذه النماذج في عوامل مهمة مثل ما إذا كانت ثابتة أو ديناميكية، مع إغفال المرحلة الفموية و/أو المعدية، ودرجة الحموضة، ونوع وتركيز الإنزيمات، والمدة، ووجود الإلكتروليتات وأملاح الصفراء (الشكل 2). كما أن
لقد تقدم فهم هضم الأطعمة الغنية بالنشا، وأصبحت نماذج الهضم أكثر تطورًا. في أحد طرفي الطيف، توفر الأساليب البسيطة القائمة على الحركية الإنزيمية ظروفًا محكمة التحكم وتمكن من استخلاص استنتاجات واضحة حول الآليات، لكنها تخاطر بعدم كونها ذات صلة فسيولوجية. يمكن فقط تحديد رؤى حول التحلل المائي للنشا المعتمد على الزمن (أي، معدلات الأميليوليس) خلال الهضم في المختبر، عند اتباع نهج تجريبي حركي (Duijsens et al.، 2022). بينما يمكن تحقيق ذلك باستخدام نماذج ثابتة، فإنها

يمكن أن تكون الأهمية الفسيولوجية محدودة. للدراسات الأكثر عمقًا، التي تحاكي الهضم البشري بشكل أقرب، هناك حاجة إلى أساليب شبه ديناميكية أو، في النهاية، أساليب ديناميكية بالكامل، تأخذ في الاعتبار التغيرات الزمنية في بيئة الهضم. ومع ذلك، تميل هذه النماذج أيضًا إلى أن تكون أكثر تطلبًا للموارد، ويمكن أن تمثل تعقيداتها تحديات وعدم يقين في تفسير النتائج. في النهاية، يجب أن يعتمد اختيار النموذج الذي يجب اتباعه على التطبيق والاستخدام الذي سيتم إعطاؤه للمعلومات المستمدة من الهضم في المختبر (Duijsens et al., 2022).

كانت الطرق الأولى لمحاكاة هضم النشا في المختبر تعتمد على تقنيات تحليلية مستخدمة لقياس النشا والألياف في الأطعمة، كما استعرضه وولنوج وآخرون (2008). تم اقتراح الطرق الأولى لقياس الكربوهيدرات المتاحة (ساوثغيت، 1969أ) وغير المتاحة (ساوثغيت، 1969ب) في الأطعمة في عام 1969. لاحقًا، ولتضمين النشا الذي لم يتم حسابه عند تطبيق هذه البروتوكولات، اقترح إنغليست طريقة (إنغليست وآخرون، 1982) حيث كانت جزءًا من النشا المقاوم لـ تم التعرض لتحلل النشا بواسطة الأميلاز والبوليلاز لتحلل أكثر كثافة باستخدام الأميليز الجلوكوزي، والذي تم تعديله لاحقًا ليحاكي الظروف الفسيولوجية بشكل أقرب (بيري، 1986). وركزت البروتوكولات التي تم تطويرها لاحقًا إما على تصنيف النشا بناءً على معدلات الهضم أو في الارتباطات مع مؤشر نسبة السكر في الدم. طور إنغليست وآخرون (1992) نظام تصنيف للنشا القابل للهضم وفقًا لمعدلات التحلل تحت ظروف مسيطر عليها. وقدمت البروتوكول، الذي تم اعتماده على نطاق واسع، نظام تصنيف يعتمد على مزيج من النشا القابل للهضم بسرعة (RDS) والنشا القابل للهضم ببطء (SDS). تم تعريف RDS و SDS على أنهما جزء من إجمالي النشا الذي تم تحلله بعد الحضانة مع فائض من البنكرياس. -أميلاز وأميليوجلوكوزيداز في لمدة 20 دقيقة و120 دقيقة إضافية، على التوالي. تم اعتبار البقايا غير المهدرجة المتبقية بعد 120 دقيقة من الحضانة كـ RS. من المهم التأكيد على أن RDS وSDS ليست كيانات نشوية مستقلة – كانت هذه التصنيفات تهدف إلى عكس المعدل الذي يصبح فيه الجلوكوز من النشا متاحًا للامتصاص في الأمعاء الدقيقة البشرية، استنادًا إلى بيانات in vivo المتاحة في ذلك الوقت (Englyst et al.، 1999). ومع ذلك، هناك مشاكل أساسية في منهجية تصنيف Englyst، بما في ذلك أنها تفشل في التحكم في نسبة الإنزيم إلى الركيزة، والتي تعد محددًا رئيسيًا لمعدل تحليل النشا، وأيضًا الاعتماد على عدد قليل من النقاط الزمنية التي قد لا تمثل معدل هضم النشا. لذلك، يوصي علماء الإنزيمات بالابتعاد عن “منهجية Englyst” المستخدمة في تصنيف RSD/SDS واستخدام اختبارات تحليل النشا الأكثر قوة، حيث يتم اشتقاق المعلمات الحركية من تحليلات ملف قابلية هضم النشا الكامل تحت نسبة إنزيم-ركيزة مضبوطة (Butterworth et al.، 2022؛ Dhital et al.، 2017). لقد قدمت دراسة تحليل النشا في نظام مبسط (in vitro) رؤى آلية حول أنماط التحلل. بهذه الطريقة المباشرة، يمكن دراسة تفاعلات الركيزة-الإنزيم في نظام ثابت وبسيط وساكن. علاوة على ذلك، تم قبول أن معدل تحليل النشا وإطلاق المستقلبات إلى الجهاز الهضمي حيث يمكن امتصاصها، له صلة كبيرة في سياق الاستجابات الفسيولوجية مثل مؤشر الجلوكوز (Edwards et al.، 2019؛ Mackie et al.، 2020). في الواقع، تم استخدام اختبارات تحليل النشا المنفذة بشكل جيد بنجاح من قبل العديد من المؤلفين، ووجد أنها ترتبط إيجابيًا مع مؤشر الجلوكوز. على سبيل المثال، لاحظ Jenkins et al. ارتباطات مبكرة بين استجابة سكر الدم بعد الوجبة ومعدلات هضم النشا in vitro على مدى ساعتين باستخدام لعاب بشري مجمع وعصارة اللفائفي بعد الوجبة على 14 نوعًا من الطعام (Jenkins، Ghafari، et al.، 1982). في عام 1997، درس Goñi et al. أنماط حركية هضم النشا باستخدام البيبسين و -أميلاز لتحليل النشا القابل للهضم وعلاج مع 2 م KOH لتذويب النشا المقاوم الذي تم حضنه مع أميلاز الجلوكوز لإنتاج الجلوكوز. وقد اقترحوا معادلة انحلال أسي واحدة. لوصف تحلل النشا في أوقات مختلفة، فإن
التركيز الكلي المهضوم عند التوازن، والثابت الحركي في أطعمة مختلفة (غوني وآخرون، 1997). تم استخدام النمذجة الرياضية للديناميكا الحركية من الدرجة الأولى لعملية تحليل النشا لتوصيف وكمية أنماط هضم النشا. على سبيل المثال، تم استخدام طريقة لوغاريتم الميل (LOS) لتحديد وكمية الفئات الغذائية المهمة من النشا من خلال تحليل ما إذا كانت عملية تحليل النشا هي عملية من مرحلة واحدة أو عمليتين من الدرجة الأولى الزائفة مع معدلات هضمية مختلفة (إدواردز وآخرون، 2014). ومع ذلك، من المهم ملاحظة أنه في بعض الحالات، تنحرف ديناميات هضم النشا عن سلوك الديناميكا الحركية من الدرجة الأولى الكلاسيكية وتكون النماذج البديلة أكثر ملاءمة (بالاريس بالاريس وآخرون، 2019). بناءً على هذه المبادئ الحركية للإنزيمات، تم إثبات أن اختبارات تحليل النشا البسيطة وعالية الإنتاجية مفيدة لكل من الفهم الميكانيكي وتقدير ومقارنة التأثيرات الجلايسيمية لمنتجات غذائية مختلفة (دويسينس وآخرون، 2022؛ إدواردز وآخرون، 2019؛ لو فونتون وآخرون، 2021؛ نغوين وسوباد، 2018). وبالتالي، على الرغم من بساطتها، فإن هضم المواد الغذائية الغنية بالنشا مع يبدو أن الأميلاز -ألفا يوفر مؤشراً جيداً على الاستجابة الجلايسيمية. تبدو هذه الاختبارات الأحادية للإنزيم الأميلاز قادرة على التقاط الفروق في التحلل المبكر للأطعمة الغنية بالنشا بواسطة الأميلاز، كما يحدث في الفم أو الاثني عشر، لكنها محدودة في أنها لا تأخذ في الاعتبار التأثير المحتمل لعمليات الهضم الأخرى التي تحدد مدى هضم النشا في الجزء العلوي من الجهاز الهضمي.

في السنوات الخمس عشرة الماضية، كان هناك اهتمام متزايد في تطوير نماذج تحاكي الهضم الفموي المعوي للكربوهيدرات في البشر. تم اقتراح العديد من بروتوكولات الهضم المختلفة، التي تختلف في، على سبيل المثال، استخدام أنواع وتركيزات مختلفة من الإنزيمات، والإلكتروليتات، ودرجة الحموضة، ودرجة الحرارة، والأوقات، وظروف الخلط، وحجم الجسيمات، وما إلى ذلك. حدثت قفزة كبيرة في عام 2014 عندما تم التوصل إلى توافق دولي من قبل شبكة أبحاث INFOGEST حول أول طريقة موحدة ثابتة للهضم في المختبر للأغذية (Minekus et al.، 2014) والتي تم مراجعتها لاحقًا في عام 2019 (Brodkorb et al.، 2019). وضعت طريقة INFOGEST الثابتة إطارًا من المعلمات والظروف لمحاكاة الوصول الحيوي للعناصر الغذائية، بما في ذلك النشا والبروتينات والدهون، التي يتم إطلاقها من هضم الطعام في الفم والمعدة والأمعاء الدقيقة. إنها توفر منصة قوية للدراسات الميكانيكية وكذلك تصنيف العينات بناءً على حركيات الأميليوليس، مع ميزة السماح بالمقارنة بين مرافق البحث.

النماذج الموصوفة حتى الآن هي نماذج ثابتة، مما يعني أن شروط الهضم في المختبر يتم تحديدها في البداية ولا يوجد إضافة أو إزالة مؤقتة للسوائل أو المنتجات. ومع ذلك، يمكن محاكاة الظروف الديناميكية للجهاز الهضمي البشري بشكل أفضل باستخدام نماذج شبه ديناميكية وديناميكية. تم مراجعة استخدام وتطبيق النماذج (شبه) الديناميكية من قبل لي وآخرون (Li et al., 2020) ومؤخراً من قبل صن وآخرون (Sun et al., 2022). من أمثلة الطرق شبه الديناميكية والديناميكية نموذج المعدة الديناميكي (DGM) الذي يحاكي الهضم المعدي ومدة الإقامة في المعدة قبل إفراغ الطعام في الأمعاء الدقيقة (López-Barón et al., 2018؛ Thuenemann et al., 2015)؛ جهاز محاكاة المعدة البشرية (HGS) (Kong & Singh, 2010)؛ جهاز محاكاة الهضم المعدي (GDS) (Kozu et al., 2014)؛ نظام SHIME® مع محاكاة مبسطة للمعدة والأمعاء الدقيقة تليها محاكاة القولون (Van de Wiele et al., 2015)؛ نظام DIDGI (Ménard et al., 2015، الصفحات 73-81)؛ نموذج جهاز الهضم للرضع (M.I.D.A) (Passannanti et al., 2017)؛ نموذج TIM (M. Minekus et al., 2014) الذي يجمع بين المعدة وثلاثة أجزاء من الأمعاء الدقيقة، الاثني عشر، الصائم، والدقاق مع نموذج الأمعاء الغليظة؛ والنموذج شبه الديناميكي القياسي في المختبر المستند إلى الإجماع الدولي لـ INFOGEST (Mulet-Cabero et al., 2020). من النماذج الحديثة الأخرى نظام المعدة الميكانيكية في المختبر (IMGS)، وهو نظام مغلق له شكل وأبعاد مشابهة للمعدة البشرية (Barros et al., 2016)، أو المعدة البشرية الديناميكية في المختبر (DHS-IV أو DIVHS) (Wang, Wichienchot, et al., 2019).

أمثلة على أدوات مبتكرة أخرى لتكرار وظائف الجهاز الهضمي البشري في المختبر هي تقنيات الهضم على شريحة والجهاز الهضمي على شريحة. أنظمة الهضم على شريحة تحاكي العمليات الإنزيمية للهضم، مما يسمح بدراسة تحلل المغذيات وتوافرها الحيوي.

دي. فريتاس وآخرون
اتجاهات في علوم الغذاء والتكنولوجيا 159 (2025) 104969

الجدول 1 (مستمر)

DIVHS، المعدة البشرية الديناميكية في المختبر؛ DGM، النموذج الديناميكي للمعدة؛ GDS، محاكي هضم المعدة؛ HGS: محاكي المعدة البشرية؛ IMGS، النظام الميكانيكي للمعدة في المختبر؛ MIDA، نموذج لجهاز الهضم عند الرضع؛ SHIME، محاكي النظام البيئي الميكروبي المعوي البشري.
(دي هان وآخرون، 2019). بالمقابل، تعيد نماذج الأمعاء على شريحة إنشاء بعض جوانب البيئة الدقيقة المعوية مثل بنية الأنسجة ثلاثية الأبعاد، وتنوع الخلايا الظهارية و/أو الإشارات الكيميائية والميكانيكية المختلفة. تم استخدام هذه الأنظمة في دراسات وظيفة حاجز الأمعاء والحالات الالتهابية، بالإضافة إلى تفاعلات الميكروبيوتا، كما تم استعراضه سابقًا (تافيتساين وآخرون، 2024).

المزايا والقيود الرئيسية لنماذج الهضم في المختبر المختلفة التي تم مناقشتها هنا ملخصة في الجدول 1. تحت الظروف الفسيولوجية، تؤثر متغيرات مثل وقت انتقال الوجبة، وسوائل الهضم وإفرازات الإنزيمات، ونسبة الإنزيم/الركيزة على تقدم الهضم. بينما تستند طرق الهضم في المختبر إلى كميات هائلة من البيانات الحية (مثل INFOGEST)، إلا أنها لا يمكن أن تلتقط جميع هذه التعقيدات، وبالتالي تتضمن دائمًا مستوى من التبسيط للظروف الفسيولوجية. على الرغم من قيودها، فإن طرق الهضم في المختبر مفيدة بشكل خاص لاختبار ومقارنة أنماط هضم النشا للأطعمة المختلفة التركيب/المعالجة، ونتيجة لذلك، توجيه تصميم الطعام (الهضم) بشكل عقلاني (Duijsens et al., 2022). ومن ثم، هناك حاجة للتحقق من الصلة الفسيولوجية لبروتوكولات الهضم في المختبر لكل سؤال بحث، كما تم التأكيد عليه سابقًا ضمن شبكة أبحاث INFOGEST (Egger et al., 2017).

بالإضافة إلى نوع نموذج الهضم المستخدم، هناك جانب آخر يستحق الاعتبار وهو طريقة تحليل العينة. لقد أظهرت الأعمال الأخيرة التأثير المحتمل لطرق التحليل المختلفة. تم مقارنة ثلاثة من أكثر الطرق استخدامًا: طريقتان طيفيتان تعتمد على تحديد بعض المجموعات الوظيفية بالإضافة إلى الكمية الكروماتوغرافية لمستقلبات النشا عبر HPLC-ELSD. أكدت هذه الدراسة أن الطرق الثلاث يمكن أن تميز على مستوى معدلات هضم النشا (وبالتالي الحركيات). ومع ذلك، كانت مستويات الأميليز المطلقة تعتمد على طريقة الكمية المطبقة وأنماط تكوين المستقلبات الخاصة بالعينة (Duijsens, Staes, et al., 2024).

بشكل عام، يجب على الباحثين تقييم ملاءمة بروتوكولات المختبر المختلفة في سياق أسئلة بحثهم. في بعض الحالات، تسمح الأساليب المعدلة (أو الهجينة) بالحصول على رؤى محددة حول التفاعلات التي تحدث أثناء الهضم. اعتمادًا على الاهتمام البحثي المحدد، يجب اختيار ظروف المحاكاة لتكون بسيطة قدر الإمكان، ولكن معقدة حسب الحاجة (بالشين وآخرون، 2021). بينما يمكن أن توفر محاكاة الهضم الثابت رؤى قيمة حول تفاعلات الركيزة-الإنزيم تحت ظروف ثابتة، يمكن أن تُجرى توقعات أكثر دقة عندما يتم محاكاة الهضم تحت ظروف ديناميكية أكثر ملاءمة فسيولوجيًا. هناك حاجة إلى منهجيات موثوقة تلتقط جوانب أوسع من تحلل النشا الهضمي لتمكين الكشف الكامل عن العلاقات السببية والآليات التي تؤثر بها مصادر النشا المختلفة على الصحة. من خلال تقديم رؤى آلية حول هضم النشا، يمكن أن تساعد هذه البروتوكولات في تطوير فهمنا لكيفية تأثير مصفوفات الطعام المختلفة، والتركيبات، وتقنيات المعالجة على قابلية هضم النشا. وبالتالي، يمكن أن تكون البروتوكولات الموحدة، والفعالة من حيث الوقت، والاقتصادية أدوات مفيدة تتيح الفحص السريع وتحسين تركيبات الطعام قبل الاختبار في الجسم الحي. وهذا يجعلها ذات قيمة لصناعة المواد الغذائية في تطوير الأطعمة الوظيفية ذات ملفات الهضم المستهدفة.

نماذج الهضم في المختبر تتطور باستمرار. تشمل مجالات التطوير ذات الأولوية والتي تعتبر مهمة بشكل خاص لدراسات الهضم لمصفوفات الطعام الغنية بالنشا: تحسين محاكاة المرحلة الفموية وحدود الأمعاء الدقيقة، وضمان أن تكون نشاط الإنزيمات ممثلة فسيولوجيًا وموحدة، ومحاكاة الطبيعة الديناميكية للمعالجة المعوية، ودمج نماذج الهضم في تجويف الأمعاء العليا مع نماذج امتصاص الخلايا و/أو نماذج التخمر القولوني. بالإضافة إلى ذلك، يجب النظر بعناية في الحاجة إلى التعديلات المنهجية لتعكس بشكل كافٍ ظروف الهضم لمجموعات السكان المستهدفة المختلفة.
على أساس كل حالة على حدة. أخيرًا، هناك حاجة أيضًا لتقييم قابلية إعادة الإنتاج بين المختبرات لبروتوكولات الهضم التي تركز على هضم النشا والتحقق من صحتها مقابل البيانات الحية.

نظرًا للوقت القصير نسبيًا الذي يقضيه الطعام في الفم، والنسبة الصغيرة من النشا التي يتم هضمها في تلك المرحلة في معظم الأطعمة، تعتبر بعض النماذج التحلل الإنزيمي في المرحلة الفموية غير ذي أهمية عند تحليل هضم النشا في المختبر. يتم اعتماد هذا النهج بشكل خاص عندما يكون من غير المحتمل أن يؤدي المضغ والتحلل الميكانيكي للطعام الذي يحدث في الفم إلى الإفراج الفوري عن النشا “المحتجز” داخل مصفوفة الطعام أو عندما يكون الوقت الذي سيبقى فيه الطعام في الفم، مختلطًا باللعاب. الأميلاز، غير كافٍ ليؤثر على عملية هضم النشا بشكل عام. ومع ذلك، كما هو موضح في الأقسام 3أ و3ب، قد يحدث جزء مهم من تحلل النشا خلال المرحلة الفموية وكذلك في المرحلة المعدية بواسطة اللعاب. -أميلاز بسبب التأخير قبل أن يتم تعطيل هذا الإنزيم بواسطة زيادة حموضة المعدة. للتحقيق في المساهمة الحقيقية للمرحلة الفموية المعدية في هضم النشا، من الضروري بالتالي النظر في خطوة فموية تولد حجم جزيئي وبنية بلعة تمثل بشكل فسيولوجي، تليها مرحلة معدية تشمل تزايد الحموضة. وقد تم إثبات ذلك من خلال سلسلة من الأعمال المخبرية التي تظهر أن المساهمة الدقيقة للعاب يمكن أن تتراوح مساهمة الأميلاز -أ في التحلل المائي للنشا من حوالي 0 إلى ، اعتمادًا على خصائص الطعام/الوجبة المهضومة (مثل الخصائص الهيكلية، حجم الجسيمات) بالإضافة إلى النموذج المستخدم (مثل ملف pH أثناء الهضم المعدي) (Duijsens, Verkempinck, et al., 2024; Edwards et al., 2021; Freitas, et al., 2018, 2023; Freitas & Le Feunteun, 2019b; Freitas, Souchon, & Le Feunteun, 2022; Nadia et al., 2021).

كما تم مناقشته في القسم 3أ، فإن المضغ وتفكيك الطعام في الفم أمران مهمان للغاية ولكنهما صعبان بشكل خاص في إعادة إنتاجهما في أي نموذج بسبب الاختلاف الكبير في حجم وملمس الجسيمات التي ينتجها الأفراد مع أطعمة مختلفة (هوبلر وآخرون، 1998). على أي حال، على الرغم من الصعوبات، فإنها خطوة هضمية حاسمة، وقد يؤدي إغفالها إلى تقدير غير دقيق للسلوك الهضمي الحقيقي وتأثير الكربوهيدرات النشوية الغذائية على مستوى السكر في الدم. في الواقع، لوحظ أن بلع الطعام دون مضغ يقلل من استجابته السكرية في البشر، مما يؤدي إلى تأثير مشابه لذلك الذي تسببه البوليسكاريدات اللزجة أو الكربوهيدرات “بطيئة الإطلاق” (ريد وآخرون، 1986). عندما لا يكون المضغ مشروطًا، فإن العوامل التي تقلل من إفراز اللعاب يمكن أن تؤدي أنشطة الأميلاز – مثل تناول الأطعمة ذات الحموضة المنخفضة، مثل الخل أو عصير الليمون – إلى استجابة جلايسيمية مخففة لدى البشر (Brighenti, Castellani, et al., 1995; Freitas, Boue, et al., 2022; Freitas et al., 2021; Freitas & Le Feunteun, 2019a). علاوة على ذلك، أظهرت دراسات أخرى أن حجم الجسيمات بعد المعالجة الفموية يمكن أن يؤثر بشكل أكبر على مدى الهضم في المختبر (Al-Rabadi et al., 2009; Canas et al., 2020; Nadia et al., 2021) وكذلك الاستجابة الجلايسيمية في الجسم الحي (Ranawana et al., 2010).

كما تم استعراضه سابقًا، تم توجيه جهود واسعة نحو تطوير أنظمة المضغ الاصطناعي بدرجات متفاوتة من التعقيد (موريل وآخرون، 2014؛ بييرون ووودا، 2016). ومع ذلك، فإن الربط مع الخطوات الهضمية اللاحقة مفقود. بدلاً من ذلك، يتم محاكاة المرحلة الفموية غالبًا عن طريق طحن الطعام باستخدام طرق ميكانيكية مختلفة (مثل المطحنة، والفرامة، والخلاط، والمناخل) وخلطه مع اللعاب البشري. -أميلاز (Bajka et al., 2023; Brighenti, Pellegrini, et al., 1995; Mishra et al., 2008; Nadia et al., 2021) أو مع اللعاب البشري المجمع تجارياً (Duijsens, Verkempinck, et al., 2024; Freitas, et al., 2018, 2023). تتيح هذه الطريقة التحكم في حجم/نوع الجسيمات، وتوصيفها، وتوحيدها، لكنها من غير المحتمل أن تمثل التعقيد الكامل للجسيمات الناتجة عن المضغ البشري. كما استخدمت بعض الدراسات متطوعين لمضغ وبلع عينات الطعام عندما شعروا أنها وصلت إلى القوام المناسب في الفم (Camelo-Mendez, Agama-Acevedo, Rosell, de, & Bello-Perez, 2018; Pallares Pallares et al., 2019). على الرغم من أن المضغ البشري يتغلب على مشكلة تكرار الظروف الفموية الفسيولوجية، إلا أن العيوب هي
قد يكون استخدام عينات بشرية مضغوطة خاضعًا لموافقة تنظيمية أخلاقية، ويمكن أن تؤدي التباينات الكبيرة بين الأفراد إلى تحديات جديدة فيما يتعلق بالمعيارية وإمكانية التكرار والتفسير. وبالتالي، على الرغم من تزايد الوعي بأهمية المرحلة الفموية في هضم الأطعمة الغنية بالنشا، لا يوجد حاليًا إجماع حول كيفية تقليد هذه الخطوة. لذلك، هناك حاجة إلى مزيد من العمل لتطوير أفضل الممارسات لمحاكاة المرحلة الفموية لتجارب الهضم في المختبر.

مسألة رئيسية أخرى مركزية لدراسات هضم النشا هي اختيار والتحكم في أنشطة الإنزيمات لتمثيل الظروف الفسيولوجية. النسخ الحالية من بروتوكولات INFOGEST الثابتة (Brodkorb et al., 2019) وشبه الديناميكية (Mulet-Cabero et al., 2020) تنتهي عند الأمعاء الدقيقة القريبة (مع تكرار ظروف الهضم اللمعية في الاثني عشر). ومع ذلك، كما هو موضح أعلاه، تلعب إنزيمات الحدود الشعيرية في الاثني عشر دورًا مهمًا أيضًا، وما وراء تلك المنطقة، قد يستمر هضم النشا إلى اللفائفي (والأمعاء الغليظة). وقد قارن عدد من المراجعات الإنزيمات المستخدمة في نماذج مختلفة في المختبر (Alminger et al., 2014; Dona et al., 2010; Kopf-Bolanz et al., 2012; Le Feunteun et al., 2021; Li et al., 2020; Martinez, 2021; Versantvoort et al., 2005; Zhong et al., 2018). كمية وأنشطة البنكرياس تختلف الأنزيمات -أميلاز المستخدمة عبر نماذج مختلفة، على الرغم من أنه من المثالي أن تعكس الكميات الملاحظة في الجسم بعد تناول وجبة مماثلة. ومع ذلك، قد تختلف هذه الكميات بشكل كبير اعتمادًا على الأفراد، وصحتهم، وعمرهم، وحالتهم، بالإضافة إلى هيكل وتركيب الوجبة، والمنطقة، وتدفقها عبر الجهاز الهضمي خلال فترة ما بعد الوجبة. تضيف طبقة أخرى من التعقيد، وهي أن طرقًا مختلفة، وأحيانًا غير موصوفة بدقة، تُستخدم لتحديد أنشطة الأميلاز في سوائل الإنسان مما يجعل من المستحيل مقارنة الدراسات المختلفة. يثير هذا العديد من الأسئلة مثل كيفية اختيار نشاط أميلاز مناسب لبروتوكولات الهضم في المختبر؟ إلى أي مدى يجب تعديل نشاط الأميلاز كوظيفة لعوامل أخرى مثل خصائص الوجبة (مثل الحجم/الكتلة، التركيب، وخاصة محتوى النشا) و/أو بالنسبة للإنزيمات الأخرى الموجودة في الهضم (من أجل الحفاظ على نسبة ثابتة بين الإنزيمات الهضمية المختلفة)؟

تطبيق اعتبار نشاط الإنزيم ينطبق على الأميلاز الفموي والأميلاز الاثني عشر بالإضافة إلى إنزيمات حافة الفرشاة. على الرغم من أن هضم النشا في الأمعاء بواسطة لقد ثبت أن الأميلاز -أ هو العامل المحدد لمعدل الاستجابة الجلايسيمية العامة، أوليغومرات النشا و -الديكسترينات المحدودة (من يمكن تحويل جزيئات النشا الأصلية المتجمدة، وحتى جزيئات النشا الأصلية، إلى جلوكوز قابل للامتصاص بواسطة الحدود الشعيرية. الإنزيمات الخارجية للجلوكوز. يمكن أن تتأثر الاستجابة الجلايسيمية لذلك بهذه المرحلة المخاطية التي غالبًا ما يتم تجاهلها في هضم النشا (ليم وآخرون، 2021). قد تصبح الشبه الفسيولوجي لعملية الجلوكوجين من النشا أساسية في بعض المصفوفات أو منتجات النشا. على سبيل المثال، قابلية هضم المنتجات المشتقة من النشا الغنية بـ -روابط مختلفة عن -(1,4)، مثل البيرودكسترينات (باي وشي، 2016)، أو النشويات المعدلة إنزيميًا مع وفرة نسبية أعلى بكثير من (لي وآخرون، 2013)، سيعتمد في الغالب، وفي بعض الحالات بشكل حصري، على غير المعتاد نشاط الربط لنشاط الإكسوجلوكوزيداز في حافة الفرشاة الثديية (لي وآخرون، 2016).

لقد كانت عملية إنزيمات حدود الفرشاة أكثر صعوبة في التكرار بسبب نقص الإنزيمات التجارية المتاحة للعمل القياسي. وقد أبلغ بعض المؤلفين عن استخدام حويصلات غشاء حدود الفرشاة المستخرجة من الخنازير أو مساحيق الأمعاء من الفئران (Ferreira-Lazarte et al., 2017; Garcia-Campayo et al., 2018; Hernan-dez-Hernandez, 2019; Kondrashina et al., 2020; Le Maux et al., 2013; Sun et al., 2022)، حيث تم استخدام الأخيرة إما كما هي (Pico et al., 2019) أو بعد استخراج إضافي للإنزيمات المخاطية (Bellmann et al., 2018). مسحوق أمعاء الفئران متاح تجارياً وقد تم الإبلاغ عن نشاط التحلل لإنزيمات ثنائي السكاريد في الأمعاء الدقيقة البشرية والفئران (Oku et al., 2011). وقد بحث Gallego-Lobillo et al. (2021) في إمكانية دمج مسحوق الأمعاء الدقيقة للفئران أثناء الأمعاء.
مرحلة الهضم في نموذج INFOGEST 2.0 لأخذ في الاعتبار هضم النشا في الغشاء المخاطي. وقد لوحظ أن إضافة مسحوق الأمعاء الدقيقة للفأر أدت إلى زيادة كبيرة في هضم النشا. ومع ذلك، فإن توحيد نشاط أحد الإنزيمات الأربعة الموجودة على حافة الشعيرات الدموية سيؤدي إلى عدم التوافق مع الإنزيمات الثلاثة الأخرى المعنية في هضم النشا. يبدو أن توحيد نشاط المالتاز (الذي لديه أعلى نشاط) هو النهج الأكثر منطقية، مع القيم المتوسطة المبلغ عنها في البشر من البروتين في الغشاء المخاطي ومع زيادة الأنشطة نحو الأمعاء الدقيقة البعيدة (أوريكيو et al.، 1963). ستواجه المطابقة الفسيولوجية لنشاط الإنزيم تحديًا أكبر بسبب وجود منتجات استشعار الخلايا المعوية، مثل النشا ومنتجات تحلل النشا، التي تحرك وتفعل إنزيمات الحدود الفرشاة في الخلايا الظهارية (تشغيني et al.، 2018؛ تشينغ et al.، 2014؛ هاسيك et al.، 2020).

يمكن لنماذج الهضم شبه الديناميكية والديناميكية أن تعكس بدقة أكبر التغيرات المستمرة في جوانب مختلفة من الهضم مثل الخلط، وتدفق الإفرازات، وحركية تحمض المعدة، وتقلبات تركيزات الإنزيمات، وإفراغ المعدة، من بين أمور أخرى. هذه خطوة حاسمة نحو تحسين الأهمية الفسيولوجية ودقة مثل هذه الطرق. في الواقع، كما هو موصوف أعلاه، يمكن أن تؤثر الطبيعة الديناميكية لعمليات الهضم المحددة (مثل حركية تحمض المعدة ومعدلات الإفراغ) بشكل مباشر على نتائج الهضم. لذلك، على الرغم من أن بعض البروتوكولات الثابتة يمكن أن تعكس أو تتنبأ بدقة بالقياسات النهائية الملاحظة في الجسم الحي، من أجل دراسة الملفات الزمنية لهضم النشا، فإن استخدام الأساليب شبه الديناميكية أو الديناميكية مطلوب. سياق آخر قد تكون فيه مثل هذه الأساليب مطلوبة هو عند التحقيق في تأثير التركيب (مثل محتوى البروتين) أو المكونات الهيكلية على هضم النشا. في مثل هذه الدراسات، من الضروري إعادة إنتاج الترتيب الفسيولوجي الصحيح لعمليات التحلل والتفكك. قد يكون هذا مستحيلًا مع الأساليب الثابتة التي تبدأ بتحلل البروتين في المعدة بواسطة البيبسين عند درجة حموضة حمضية وتغفل التحلل النشوي الفموي و/أو المعدي الذي، في الجسم الحي، كان سيحدث أولاً. ومع ذلك، فإن التحدي المهم مع البروتوكولات الأكثر تعقيدًا هو أنه لكل جانب ديناميكي يتم إعادة إنتاجه، هناك اختلافات منهجية بين البروتوكولات. غالبًا ما ستكون هذه الطرق قادرة على تكرار جزء فقط من العناصر الديناميكية للهضم (مثل التدفق التدريجي للإفرازات المعدية ولكن ليس الإفرازات المعوية)، أو ستعيد تكرار بعض جوانبها بدقة أكبر من غيرها (مثل الخلط الدوراني مقابل تقليد انقباض جدران المعدة). مع زيادة تعقيد النماذج، يمكن محاكاة الظروف الفسيولوجية بشكل أفضل، ولكن تصبح النماذج أكثر تعقيدًا وتكلفة. مع زيادة تعقيد النموذج، غالبًا ما تقل إمكانية الوصول وتصبح استخداماته الترجمية ومقارنته مع النتائج التي تم الحصول عليها من نماذج أخرى أقل وضوحًا. لذلك، من الضروري فهم كيف تؤثر الاختلافات في العناصر الديناميكية المختلفة على نتائج دراسات هضم النشا ومقارنتها مع بيانات الجسم الحي. في النهاية، لدعم تنفيذ الأساليب شبه الديناميكية والديناميكية، يجب أن تكون هناك إرشادات حول عوامل التهيئة الحرجة، بما في ذلك الاختلافات المقبولة في الإعداد ونطاقات التشغيل لكل عنصر ديناميكي. يمكن تحقيق ذلك من خلال تقييم أداء البروتوكولات الحالية، وإذا لزم الأمر، تعديل الظروف لتناسب عمليات هضم النشا المحددة.

تحدٍ آخر لدراسات هضم النشا هو التنسيق بين النماذج التي تعيد إنتاج الهضم اللميني داخل القناة الهضمية العليا والنماذج التي تعيد إنتاج عمليات أخرى تحدث داخل هذه المنطقة (مثل نماذج امتصاص الخلايا) و/أو نماذج لمناطق الجهاز الهضمي الأخرى (مثل نماذج تخمير القولون).

يتم دراسة امتصاص الخلايا بشكل روتيني باستخدام طبقات أحادية متمايزة من خط خلايا الظهارة القولونية البشرية، Caco-2 (أسال et al.، 2024؛ كوندرشينا et al.، 2024). هذه طريقة بسيطة ومثبتة جيدًا تعطي نتائج متسقة، وعادة ما تكون مرتبطة جيدًا ببيانات الجسم الحي
(البشر) (خوراسانيها et al.، 2023). لإعادة إنشاء البيئات الدقيقة المعوية بشكل أقرب، يمكن الحصول على نماذج ذات تعقيد أعلى من خلال دمج أنواع خلايا مختلفة كما تم مراجعتها مؤخرًا (أسال et al.، 2024). ومع ذلك، قد تكون هناك تحديات مع تعرض مثل هذه النماذج لمحتويات الطعام. يمكن أن تكون الإنزيمات الهضمية وأملاح الصفراء الموجودة في المحتويات ضارة بالخلايا المستخدمة في هذه النماذج. لذلك، من المهم أن نكون على دراية بالمضاعفات المحتملة وكيف يمكن إدارتها حتى يتم أخذ ذلك في الاعتبار عند تصميم دراسة مشتركة للهضم والامتصاص. لمراجعة نقدية لمختلف الأساليب المتاحة، يُشار إلى عمل كوندرشينا et al. (2024) حيث تم تسليط الضوء على الحاجة إلى بروتوكول أو إطار عمل متوافق موحد للدراسات في المختبر التي تركز على امتصاص مكونات الطعام.

لدراسة العلاقة بين الميكروبيوتا وصحة الإنسان، تم استخدام أنظمة نماذج الأمعاء الحيوانية، في المختبر، وفي الجسم الحي، وفي المحاكاة (Williams et al., 2015). في ضوء التحديات العملية لجمع عينات الجهاز الهضمي البشري وقيود الدراسات التطوعية، تم بذل جهود كبيرة لتطوير نماذج في المختبر. يتم زراعة نماذج القولون في المختبر باستخدام عينات براز بشرية أو مجتمعات ميكروبية صناعية (SynComs) لتأسيس الميكروبيوتا في الجهاز الهضمي (van Leeuwen et al., 2023). يوفر استخدام نماذج “الميكروكوزم” فرصة فريدة لاستكشاف التغيرات في الميكروبيوتا في تجربة محكومة، في الوقت الحقيقي وعلى مدى الزمن من خلال المراقبة الديناميكية وأخذ عينات متكررة. بينما يوفر البراز مزايا من حيث الوصول، وانعكاس النظام الغذائي (مما يسهل التحقيق في استجابات تخمير القولون)، ومعلومات غنية عن الميكروبيوم، إلا أن قيوده تتطلب الاعتبار. ومع ذلك، لا تزال العديد من هذه الأنظمة تفتقر إلى الصلة الفسيولوجية بالجسم البشري وتستبعد الغشاء المخاطي الظهاري/الخلايا المشتقة من الإنسان، وإجهاد القص الفسيولوجي، والتفاعلات المناعية المضيفة، والتفاعلات متعددة الأعضاء المحاكية (Costa & Ahluwalia, 2019; Williams et al., 2015). يمكن اعتبار الميكروبيوتا البرازية “المنتج النهائي” لمجتمع الميكروبات المعوي بأكمله. تشبه الوفرة النسبية للميكروبات داخل البراز القولون البعيد بشكل أقرب مقارنة بالقولون القريب (Prochazkova et al., 2023). يثير هذا سؤالًا حاسمًا: هل الأعداد المطلقة لمجموعات البكتيريا السكرية تشبه حقًا بين القولون القريب والبراز (مما يعكس القولون البعيد)، أم أنها تبدو مختلفة فقط في الوفرة النسبية بسبب إثراء البكتيريا بطيئة النمو والبروتينية في المنطقة البعيدة (Isenring et al., 2023; Prochazkova et al., 2023)؟ على الرغم من هذه القيود، توجد استراتيجيات لتعزيز تمثيل القولون القريب في المختبر. يمكن أن يؤدي التحكم الدقيق في مرحلة التخمير الأولية وظروف التشغيل داخل النماذج المستمرة إلى تصحيح الفجوات جزئيًا (Isenring et al., 2023). بدلاً من ذلك، يمكن أن يوفر استخدام ميكروبيوتا الأمعاء البشرية الاصطناعية الناتجة عن تكنولوجيا تخمير الأمعاء من عينة مانحة تمثيلًا أكثر دقة (Demuth et al., 2021). يمكن أن يكون حجم العينة المطلوبة كبيرًا اعتمادًا على النموذج وتصميم التجربة. يتطلب ذلك كميات كبيرة من المواد البرازية الأولية، والتي قد يكون من الصعب أو المستحيل جمعها من متبرع واحد. وبالتالي، تم استخدام تجميع الميكروبيوتا البرازية من عدة متبرعين لزيادة حجم العينة. ومع ذلك، فإن هذا النهج يلغي التباينات بين الأفراد، مما يخلق مجتمعًا “اصطناعيًا” مع تنافس وتوازن تصنيفي غير متوقع (Isenring et al., 2023). لمراجعة مفصلة ومقارنة لنماذج القناة المعوية، انظر Williams et al. (2015). لا يوجد حاليًا توافق في الآراء بشأن الاختيار المناسب وتشغيل نماذج ميكروبيوتا الأمعاء البشرية وقد فشلت العديد من الدراسات في تضمين هضم مسبق في الجهاز الهضمي العلوي عند دراسة الأطعمة أو المكونات المعروفة بأنها تُهضم وتُمتص بشكل رئيسي في القناة الهضمية العلوية مما يؤدي إلى تساؤلات حول صحة النتائج المنتجة (Isenring et al., 2023). لتجنب مخاطر النقص في تصميم الدراسة وتفسير النتائج، هناك عدد من الجوانب الحاسمة التي يجب أخذها في الاعتبار من حيث التطبيق، والإعداد، والتشغيل، بالإضافة إلى التحقق من البيانات وتفسير النتائج (Isenring et al., 2023). تعتبر خطوة الهضم المسبق ذات الصلة الفسيولوجية ضرورية لضمان أن المحتوى الهضمي في المختبر الذي يتعرض لتخمير القولون (خصوصًا محتواه من النشا و
الخصائص مثل درجة تحلل النشا ومستويات التحلل الهيكلي لمصفوفة الطعام) قابلة للمقارنة مع السائل الإيلي الذي سيصل إلى القولون في الجسم الحي. النماذج التي تحاول محاكاة جميع مناطق الجهاز الهضمي، مثل SHIME، معقدة ومكلفة وتستغرق وقتًا طويلاً للتشغيل، مما يعني أنه لا يمكن اعتمادها على نطاق واسع. ومع ذلك، حتى عندما لا تكون مثل هذه النماذج متاحة، يمكن إجراء محاكاة كاملة للجهاز الهضمي العلوي بشكل منفصل باستخدام بروتوكولات الهضم في المختبر مثل طرق التوافق الخاصة بـ INFOGEST (Brodkorb et al.، 2019؛ Menard et al.، 2018، 2023؛ Mulet-Cabero et al.، 2020) والتي يمكن أن تتبعها بروتوكولات مصممة خصيصًا للاستخدام بعد عمليات الهضم في المختبر (Pérez-Burillo et al.، 2021).

اعتبار آخر هو إلى أي مدى يمثل نموذج الهضم مجموعة السكان المستهدفة. لقد استندت أبحاث هضم النشا التي أجريت حتى الآن إلى حد كبير على نموذج البالغين (بشكل عام) الأصحاء. تم التحقق من صحة البروتوكولات المبسطة المستخدمة على نطاق واسع، مثل اختبار الأميليز الذي اقترحه غوني للتنبؤ بمؤشر الجلوكوز في المختبر (غوني وآخرون، 1997)، مقابل بيانات حية من البالغين الأصحاء. كما استندت البروتوكولات الأكثر استخدامًا في الهضم، مثل النماذج الثابتة وشبه الديناميكية لـ INFOGEST (برودكوب وآخرون، 2019؛ مويلت-كابيرو وآخرون، 2020) إلى بيانات فسيولوجية من البالغين الأصحاء. ومع ذلك، قد تختلف وظيفة الهضم لمجموعات معينة عن ذلك. لهذا السبب، يتم تعديل نماذج الهضم لتعكس الاختلافات في الظروف المعوية لمجموعات سكانية مختلفة وفقًا، على سبيل المثال، للجنس (لايترر وآخرون، 2022) أو العمر، مثل الرضع (مينارد وآخرون، 2018) وكبار السن (مينارد وآخرون، 2023). يجب إجراء أعمال مستقبلية لمقارنة أداء هذه الطرق المستهدفة في دراسات هضم النشا وتقييم علاقاتها مع البيانات الحية من السكان المستهدفين.

قبل أن يمكن استنتاج أي نتائج في المختبر نحو توقعات الحالة في الجسم الحي، يجب التحقق من صحتها من خلال دراسة العلاقة مع البيانات في الجسم الحي (ألونجي وآنيز، 2021؛ بون وآخرون، 2018). ومع ذلك، في معظم الحالات، يصعب العثور على هذه العلاقة، حيث يتم الحصول على بيانات الوصول الحيوي في المختبر (مثل، إطلاق السكريات المختزلة عند التحلل النشوي) وبيانات الجسم الحي (مثل، مستويات السكر في الدم) في مراحل مختلفة من الهضم. ومع ذلك، تم العثور على علاقات قوية في بعض الحالات. تم التحقيق سابقًا في قابلية إعادة إنتاج بروتوكولات INFOGEST الثابتة المطبقة على البروتينات (الألبانية) (إيجر وآخرون، 2016). بعد ذلك، تم إجراء دراسات تحقق، مع تأكيد ملاءمة البروتوكول لدراسة قابلية هضم البروتين بناءً على المقارنات مع نقاط النهاية للدراسات الحيوانية (إيجر وآخرون، 2017) والبشرية (سوزا وآخرون، 2023). بالنسبة لهضم النشا، في الوقت الحاضر، وكما هو موضح أعلاه، تم إثبات الصلة بالاستجابات الجلايسيمية لأساليب الحركية الإنزيمية الأبسط (بيلمان وآخرون، 2018؛ إدواردز وآخرون، 2014، 2019؛ غوني وآخرون، 1997؛ جنكينز وآخرون، 1982). وبالمثل، أظهرت ملفات هضم الأطعمة الغنية بالنشا المختلفة، التي تم الحصول عليها باستخدام نسخ معدلة من بروتوكول INFOGEST شبه الديناميكي لنماذج مختلفة (دي دي جي من INRAE وجهاز تلقائي متاح تجاريًا) توافقًا جيدًا مع الاستجابات الجلايسيمية في الجسم الحي (فريتاس وآخرون، 2021، 2023؛ فريتاس ولي فونتون، 2019أ، 2019ب؛ فريتاس، سوشون ولي فونتون، 2022). ومع ذلك، تفتقر المقارنات بين المختبرات لأداء بروتوكولات INFOGEST المطبقة على هضم النشا. هناك حاجة إلى مزيد من البحث لبناء قاعدة أدلة تمكن من فهم أكبر للعلاقات بين الخصائص المنهجية، والنتائج، والبيانات الفسيولوجية. في النهاية، سيمكن ذلك من اتخاذ قرارات مستندة إلى الأدلة عند تصميم دراسات الهضم وتوجيه تفسير الآثار الفسيولوجية لملفات هضم النشا في المختبر.

النشا هو مكون رئيسي في النظام الغذائي البشري، ولكن بالإضافة إلى الكميات المستهلكة، فإن معدل الهضم ودرجة الهضم تعتبران ذات صلة من وجهة نظر التغذية والصحة. يعتبر هضم النشا ذا صلة لفهم وتوقع تأثير الأطعمة الغنية بالنشا على الاستجابة الجلايسيمية والغدد الصماء، فضلاً عن إمكانيته في التخمير بواسطة ميكروبات الأمعاء السفلية. نظرًا لأن الدراسات الحية غالبًا ما تكون مستحيلة بسبب القيود اللوجستية أو المالية أو الأخلاقية، فإن النماذج المخبرية تُفضل في كثير من الأحيان. بالإضافة إلى بساطتها وقابليتها للتكرار، تتمتع النماذج المخبرية بميزة إضافية تتمثل في تمكين فهم أعمق للآليات التي تميز عملية هضم النشا. في هذا السياق، قدمت هذه المراجعة نظرة عامة على المنهجيات المخبرية المتاحة لمحاكاة هضم النشا، وتحليل تطبيقاتها ومزاياها وقيودها، بالإضافة إلى المجالات ذات الأولوية للعمل المستقبلي. ومن النتائج الرئيسية لهذه المراجعة، أن هناك تباينًا واسعًا في البروتوكولات المخبرية المستخدمة، وأنها لا تعكس دائمًا الواقع الفسيولوجي وأحيانًا تتجاهل عناصر تعتبر جزءًا أساسيًا من هضم النشا (مثل المعالجة الفموية).

تُلخص الفروقات في الحالات المعوية داخل الأفراد وبينهم، بالإضافة إلى البيئات الفيزيائية الكيميائية/الميكروبيولوجية التي غالبًا ما يتم تجاهلها، والتي تتحدى تطوير واستخدام نماذج هضم النشا القياسية في المختبر في الشكل 3A. من المهم أن تكون الطرق المختبرية حساسة بما يكفي لتحديد الفروقات في ملفات الهضم التي، على الرغم من أنها قد تكون أكثر دقة، إلا أنها لا تزال ذات دلالة فسيولوجية (الشكل 3B).

تُعتبر العمليات الإنزيمية لهضم النشا في البشر موثقة جيدًا، لكن الطرق المختبرية تختلف في نهجها لمحاكاة أنشطة الإنزيمات. على الرغم من أن الهضم بواسطة البنكرياس -أميلاز يعتبر غالبًا الخطوة الأكثر أهمية في هضم النشا، وهضم النشا هو عملية ديناميكية ومعقدة تتم من خلال العمل المشترك لمجموعة من الإنزيمات في جميع أقسام الجهاز الهضمي. الفهم المتزايد لتعقيد عملية هضم النشا يوضح أن اللعابي تلعب الأميلاز و إنزيمات الحدود الفرشاة أيضًا دورًا مهمًا، ومع ذلك لا يتم احتساب هذه الإنزيمات بشكل متسق في نماذج الهضم في المختبر. تحدٍ آخر رئيسي هو محاكاة انتقال الوجبة عبر مناطق الجهاز الهضمي، التي توفر كل منها ظروف هضم مختلفة وترتبط بتأثيرات فسيولوجية مختلفة. على سبيل المثال، في الأمعاء الدقيقة العليا، وصول منتجات الهضم من اللعاب نشاط الأميلاز -ألفا في الاثني عشر، مع الإفراج الإضافي عن منتجات هضم النشا في الاثني عشر، يدفع حركية امتصاص الجلوكوز ويعتبر ذا صلة في التنبؤ باستجابات سكر الدم. إن التحلل الهضمي للنشا في اللفائفي (نهاية الأمعاء الدقيقة)، حيث ينتقل التحلل الهضمي للنشا من كونه مدفوعًا بالإنزيمات الثديية إلى الإنزيمات الميكروبية، أقل فهمًا بكثير، وهو فجوة معرفية مهمة فيما يتعلق بدراسة التأثيرات على استجابات هرمونات الأمعاء أو إنتاج المستقلبات الميكروبية. على الرغم من أن نسبة عالية من النشا في النظام الغذائي البشري يتم هضمها وامتصاصها بسهولة في الأمعاء الدقيقة العليا، هناك اهتمام بدور النشا المقاوم كألياف قابلة للتخمر. تعتبر مرحلة اللفائفي حاسمة لتحديد النسبة التي يمكن أن تتخمر من النشا. من غير المحتمل أن توفر وضع الركائز النشوية في نماذج القولون دون هضم مسبق في الجهاز الهضمي العلوي وامتصاص محاكى بيانات ذات صلة فسيولوجيًا، وهناك حاجة واضحة لبروتوكولات توضح التكامل بين نماذج الجهاز الهضمي العلوي ونماذج القولون و/أو زراعة الخلايا.

علاوة على ذلك، يمكن أن يتأثر مساهمة كل مرحلة هضم بشكل كبير بالعديد من العوامل المتعلقة بخصائص الأفراد (مثل مستوى تقليل حجم الجسيمات الذي تم الوصول إليه خلال المضغ، وكمية اللعاب المدمجة في كتلة الطعام، والتباين بين الأفراد في اللعاب). لقد أظهرت جميعها أن نشاط الأميلاز اللعابي يؤثر على قابلية هضم النشا في الفم. من المهم أن نكون على دراية بأن البروتوكولات المتفق عليها التي توحد ظروف الهضم تتيح إمكانية التكرار وبالتالي التقدم العلمي، لكنها لن تلتقط التنوع بين الأفراد.
تمثل بشكل أفضل مجموعات سكانية فرعية متخصصة، على سبيل المثال تعديل INFOGEST لنمذجة الهضم بشكل أفضل في مجموعات كبار السن والرضع، يوفر حلاً.

تتأثر قابلية النشا للهضم بشدة بالبيئة المحيطة به من المصفوفة الغذائية ومكونات الوجبة الأخرى، مما قد يحد من توافره الحيوي. لذلك، يجب أن تحاكي النماذج المختبرية التحلل الهيكلي والبيوكيميائي للمصفوفة الغذائية لتوفير مؤشر تمثيلي فسيولوجيًا لهضم النشا. يتطلب ذلك فهمًا لتحول الطعام وتحلله عبر كل منطقة فسيولوجية، والتي يمكن الحصول عليها، على سبيل المثال، من إدخال الأنبوب المعوي البشري و/أو دراسات التصوير، بالإضافة إلى تطوير نماذج قادرة على محاكاة كل من الإجراءات الميكانيكية والبيوكيميائية. جميع النماذج الحالية لها بعض القيود، لكن المحاكاة غير الكافية وغير المتسقة للمضغ تبرز كضعف رئيسي، نظرًا لتأثيراتها التحولية على هيكل الطعام، وهو أمر حاسم للهضم اللاحق.

الأولويات الرئيسية لمزيد من تطوير البروتوكولات في المختبر المتعلقة بهضم النشا هي كما يلي.

يجب دعم هذه التوجيهات المستقبلية من خلال جهود مستمرة للتحقق من صحة الأساليب المختبرية المعدلة لدراسات النشا مقارنة ببيانات الدراسات البشرية، لاختبار قابليتها للتكرار بين المختبرات، وتطوير بروتوكولات موحدة وتوصيات متناسقة يمكن أن تعزز قيمة وتأثير دراسات هضم النشا في المختبر.

دانييلا فريتاس: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية، مراجعة الكتابة وتحريرها، إدارة المشروع. أثينا لازاريدو: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية. دورين دويسينس: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية. كالي كوتسيو: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية. كيندال ر. كوربين: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية. ماريلسا ألونجي: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية. ناتاليا بيريز-مورال: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية. شبنم شيمشك: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية. سدف نهر إيل: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية. شانون غوالا: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية. سيبل كاراكيا: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية. ستيفن لو فوانتون: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية. تارا غراويت: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية. ماريو م. مارتينيز: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية، الكتابة – مراجعة وتحرير. كاثرينا إتش. إدواردز: التحقيق، الكتابة – المسودة الأصلية، الكتابة – مراجعة وتحرير.

دانييلا فريتاس مدعومة من قبل أبحاث أيرلندا (سابقًا مؤسسة العلوم الأيرلندية ومجلس الأبحاث الأيرلندي) (رقم المنحة 21/ PATH-S/9418).

أثينا لازاريدو وكالي كوتسيو مدعومتان من صندوق التنمية الإقليمي الأوروبي التابع للاتحاد الأوروبي ومن الأموال الوطنية اليونانية من خلال البرنامج التشغيلي للتنافسية وريادة الأعمال والابتكار، تحت الدعوة RESEARCH-CREATE—INNOVATE (رمز المشروع: T2EDK-00468).

الدكتورة كاثرينا إدواردز والدكتورة ناتاليا بيريز-مورال (معهد كوادرام)

تتلقى علوم الحياة، نورويتش، المملكة المتحدة، تمويلاً من مجلس بحوث التكنولوجيا الحيوية والعلوم البيولوجية في المملكة المتحدة (BBSRC) من خلال منح البرنامج الاستراتيجي للمعهد للابتكار الغذائي والصحة BB/R012512/1 ومشروعه المكون BBS/E/F/000PR10343؛ وBBS/E/F/00044427؛ وBB/X011054/1 ميكروبيوم الغذاء والصحة؛ وBB/X011003/1 تقديم القمح المستدام.

يود ماريو م. مارتينيز أن يشكر الدعم المالي من صندوق الأبحاث المستقلة في الدنمارك – مؤسسة الأبحاث الحرة الدنماركية (منحة سابير أود للبدء، رقم المشروع 1051-00046B).

دورين دويسنس زميل ممول من مؤسسة أبحاث فلاندرز، بلجيكا (FWO – رقم المنحة 12A0225N). يقر المؤلفون بالدعم المالي من صندوق KU Leuven الداخلي.

تشكر كيندال ر. كوربين برنامج قدرة هاتش، رقم الإضافة 7003575، من وزارة الزراعة الأمريكية المعهد الوطني للغذاء والزراعة، على الدعم.

يعلن المؤلفون أنهم ليس لديهم أي مصالح مالية متنافسة معروفة أو علاقات شخصية قد تبدو أنها تؤثر على العمل المبلغ عنه في هذه الورقة.

تم إنشاء الملخص الرسومي والأشكال باستخدام Biorender.com. مؤلفو هذه المراجعة هم أعضاء في شبكة أبحاث INFOGEST “تحسين الخصائص الصحية للغذاء من خلال مشاركة معرفتنا حول عملية الهضم”. يود المؤلفون أن يعربوا عن شكرهم لـ Teagasc (السلطة الإيرلندية للتنمية الزراعية والغذائية) لدعمها رسوم نشر هذه المقالة.

لم يتم استخدام أي بيانات في البحث الموصوف في المقال.

Aguayo-Mendoza, M. G., Ketel, E. C., van der Linden, E., Forde, C. G., PiquerasFiszman, B., & Stieger, M. (2019). Oral processing behavior of drinkable, spoonable and chewable foods is primarily determined by rheological and mechanical food properties. Food Quality and Preference, 71, 87-95.
Al-Rabadi, G. J. S., Gilbert, R. G., & Gidley, M. J. (2009). Effect of particle size on kinetics of starch digestion in milled barley and sorghum grains by porcine alpha-amylase. Journal of Cereal Science, 50, 198-204.
Alam, S. A., Pentikainen, S., Narvainen, J., Katina, K., Poutanen, K., & Sozer, N. (2019). The effect of structure and texture on the breakdown pattern during mastication and impacts on in vitro starch digestibility of high fibre rye extrudates. Food & Function, 10, 1958-1973.
Alminger, M., Aura, A. M., Bohn, T., Dufour, C., El, S. N., Gomes, A., et al. (2014). In vitro models for studying secondary plant metabolite digestion and bioaccessibility. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 13, 413-436.
Alongi, M., & Anese, M. (2021). Re-thinking functional food development through a holistic approach. Journal of Functional Foods, 81.
Ang, K., Bourgy, C., Fenton, H., Regina, A., Newberry, M., Diepeveen, D., et al. (2020). Noodles made from high amylose wheat flour attenuate postprandial glycaemia in healthy adults. Nutrients, 12.
Ao, Z., Simsek, S., Zhang, G., Venkatachalam, M., Reuhs, B. L., & Hamaker, B. R. (2007). Starch with a slow digestion property produced by altering its chain length, branch density, and crystalline structure. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 55, 4540-4547.
Asal, M., Rep, M., Bontkes, H. J., van Vliet, S. J., Mebius, R. E., & Gibbs, S. (2024). Towards full thickness small intestinal models: Incorporation of stromal cells. Tissue Engineering and Regenerative Medicine, 21, 369-377.
Auricchio, S., Rubino, A., Tosi, R., Semenza, G., Landolt, M., Kistler, H., et al. (1963). Disaccharidase activities in human intestinal mucosa. Enzymologia Biologica et Clinica, 74, 193-208.
Baggio, L. L., & Drucker, D. J. (2007). Biology of incretins: GLP-1 and GIP. Gastroenterology, 132, 2131-2157.
Bai, Y., & Shi, Y. C. (2016). Chemical structures in pyrodextrin determined by nuclear magnetic resonance spectroscopy. Carbohydrate Polymers, 151, 426-433.
Bajka, B. H., Pinto, A. M., Perez-Moral, N., Saha, S., Ryden, P., Ahn-Jarvis, J., et al. (2023). Enhanced secretion of satiety-promoting gut hormones in healthy humans after consumption of white bread enriched with cellular chickpea flour: A randomized crossover study. American Journal of Clinical Nutrition, 117, 477-489.

Barros, L., Retamal, C., Torres, H., Zuniga, R. N., & Troncoso, E. (2016). Development of an in vitro mechanical gastric system (IMGS) with realistic peristalsis to assess lipid digestibility. Food Research International, 90, 216-225.
Bellmann, S., Minekus, M., Sanders, P., Bosgra, S., & Havenaar, R. (2018). Human glycemic response curves after intake of carbohydrate foods are accurately predicted by combining in vitro gastrointestinal digestion with in silico kinetic modeling. Clinical Nutrition Experimental, 17, 8-22.
Belobrajdic, D. P., Regina, A., Klingner, B., Zajac, I., Chapron, S., Berbezy, P., et al. (2019). High-amylose wheat lowers the postprandial glycemic response to bread in healthy adults: A randomized controlled crossover trial. The Journal of Nutrition, 149, 1335-1345.
Bernfeld, P., Staub, A., & Fischer, E. H. (1948). [On the amylolytic enzymes XI; properties of crystallized human saliva alpha-amylase]. Helvetica Chimica Acta, 31, 2165-2172.
Berry, C. S. (1986). Resistant starch – formation and measurement of starch that Survives exhaustive digestion with amylolytic enzymes during the determination of dietary fiber. Journal of Cereal Science, 4, 301-314.
Berry, S. E., Valdes, A. M., Drew, D. A., Asnicar, F., Mazidi, M., Wolf, J., et al. (2020). Human postprandial responses to food and potential for precision nutrition. Nature Medicine, 26, 964-973.
Bhattarai, R. R., Dhital, S., & Gidley, M. J. (2016). Interactions among macronutrients in wheat flour determine their enzymic susceptibility. Food Hydrocolloids, 61, 415-425.
Bhupathiraju, S. N., Tobias, D. K., Malik, V. S., Pan, A., Hruby, A., Manson, J. E., et al. (2014). Glycemic index, glycemic load, and risk of type 2 diabetes: Results from 3 large US cohorts and an updated meta-analysis. American Journal of Clinical Nutrition, 100, 218-232.
Birt, D. F., Boylston, T., Hendrich, S., Jane, J. L., Hollis, J., Li, L., et al. (2013). Resistant starch: Promise for improving human health. Advances in Nutrition, 4, 587-601.
Bohn, T., Carriere, F., Day, L., Deglaire, A., Egger, L., Freitas, D., et al. (2018). Correlation between in vitro and in vivo data on food digestion. What can we predict with static in vitro digestion models? Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 58, 2239-2261.
Bojarczuk, A., Khaneghah, A. M., & MarszaLek, K. (2022). Health benefits of resistant starch: A review of the literature. Journal of Functional Foods, 93.
Borah, P. K., Sarkar, A., & Duary, R. K. (2019). Water-soluble vitamins for controlling starch digestion: Conformational scrambling and inhibition mechanism of human pancreatic alpha-amylase by ascorbic acid and folic acid. Food Chemistry, 288, 395-404.
Bordenave, N., Hamaker, B. R., & Ferruzzi, M. G. (2014). Nature and consequences of non-covalent interactions between flavonoids and macronutrients in foods. Food & Function, 5, 18-34.
Bornhorst, G. M. (2017). Gastric mixing during food digestion: Mechanisms and applications. Annual Review of Food Science and Technology, 8, 523-542.
Brennan, C., Blake, D., Ellis, P., & Schofield, J. (1996). Effects of guar galactomannan on wheat bread microstructure and on the in vitro and in vivo digestibility of starch in bread. Journal of Cereal Science, 24, 151-160.
Brennan, C. S., Kuri, V., & Tudorica, C. M. (2004). Inulin-enriched pasta: Effects on textural properties and starch degradation. Food Chemistry, 86, 189-193.
Brighenti, F., Castellani, G., Benini, L., Casiraghi, M. C., Leopardi, E., Crovetti, R., et al. (1995). Effect of neutralized and native vinegar on blood glucose and acetate responses to a mixed meal in healthy subjects. European Journal of Clinical Nutrition, 49, 242-247.
Brighenti, F., Pellegrini, N., Casiraghi, M. C., & Testolin, G. (1995). In-vitro studies to predict physiological-effects of dietary fiber. European Journal of Clinical Nutrition, 49, S81-S88.
Brodkorb, A., Egger, L., Alminger, M., Alvito, P., Assuncao, R., Ballance, S., et al. (2019). INFOGEST static in vitro simulation of gastrointestinal food digestion. Nature Protocols, 14, 991-1014.
Buleon, A., Colonna, P., Planchot, V., & Ball, S. (1998). Starch granules: Structure and biosynthesis. International Journal of Biological Macromolecules, 23, 85-112.
Burton, P., & Lightowler, H. J. (2006). Influence of bread volume on glycaemic response and satiety. British Journal of Nutrition, 96, 877-882.
Burton, P. M., Monro, J. A., Alvarez, L., & Gallagher, E. (2011). Glycemic impact and health: New horizons in white bread formulations. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 51, 965-982.
Butterworth, P. J., Bajka, B. H., Edwards, C. H., Warren, F. J., & Ellis, P. R. (2022). Enzyme kinetic approach for mechanistic insight and predictions of in vivo starch digestibility and the glycaemic index of foods. Trends in Food Science & Technology, 120, 254-264.
Butterworth, P. J., Warren, F. J., & Ellis, P. R. (2011). Human -amylase and starch digestion: An interesting marriage. Starch – Stärke, 63, 395-405.
Camelo-Mendez, G. A., Agama-Acevedo, E., Rosell, C. M., de, J. P.-F. M., & BelloPerez, L. A. (2018). Starch and antioxidant compound release during in vitro gastrointestinal digestion of gluten-free pasta. Food Chemistry, 263, 201-207.
Canas, S., Perez-Moral, N., & Edwards, C. H. (2020). Effect of cooking, 24 h cold storage, microwave reheating, and particle size on in vitro starch digestibility of dry and fresh pasta. Food & Function, 11, 6265-6272.
Carpenter, D., Dhar, S., Mitchell, L. M., Fu, B., Tyson, J., Shwan, N. A., et al. (2015). Obesity, starch digestion and amylase: Association between copy number variants at human salivary (AMY1) and pancreatic (AMY2) amylase genes. Human Molecular Genetics, 24, 3472-3480.
Carpenter, D., Mitchell, L. M., & Armour, J. A. (2017). Copy number variation of human AMY1 is a minor contributor to variation in salivary amylase expression and activity. Human Genomics, 11, 2.
Chapman, R. W., Sillery, J. K., Graham, M. M., & Saunders, D. R. (1985). Absorption of starch by healthy ileostomates: Effect of transit time and of carbohydrate load. American Journal of Clinical Nutrition, 41, 1244-1248.

Chegeni, M., Amiri, M., Nichols, B. L., Naim, H. Y., & Hamaker, B. R. (2018). Dietary starch breakdown product sensing mobilizes and apically activates alphaglucosidases in small intestinal enterocytes. The FASEB Journal, 32, 3903-3911.
Chen, J., Cai, H., Yang, S., Zhang, M., Wang, J., & Chen, Z. (2022). The formation of starch-lipid complexes in instant rice noodles incorporated with different fatty acids: Effect on the structure, in vitro enzymatic digestibility and retrogradation properties during storage. Food Research International, 162, Article 111933.
Chen, X., He, X. W., Zhang, B., Fu, X., Jane, J. L., & Huang, Q. (2017). Effects of adding corn oil and soy protein to corn starch on the physicochemical and digestive properties of the starch. International Journal of Biological Macromolecules, 104, 481-486.
Chen, X., Zhu, L., Zhang, H., Wu, G., Cheng, L., & Zhang, Y. (2025). Multiscale structure barrier of whole grains and its transformation during heating as starch digestibility controllers in digestive tract: A review. Food Hydrocolloids, 159, Article 110606.
Cheng, M. W., Chegeni, M., Kim, K. H., Zhang, G., Benmoussa, M., Quezada-Calvillo, R., et al. (2014). Different sucrose-isomaltase response of Caco-2 cells to glucose and maltose suggests dietary maltose sensing. Journal of Clinical Biochemistry & Nutrition, 54, 55-60.
Chi, C., Li, X., Huang, S., Chen, L., Zhang, Y., Li, L., et al. (2021). Basic principles in starch multi-scale structuration to mitigate digestibility: A review. Trends in Food Science & Technology, 109, 154-168.
Chi, C., Shi, M., Zhao, Y., Chen, B., He, Y., & Wang, M. (2022). Dietary compounds slow starch enzymatic digestion: A review. Frontiers in Nutrition, 9, Article 1004966.
Corrado, M., Zafeiriou, P., Ahn-Jarvis, J. H., Savva, G. M., Edwards, C. H., & Hazard, B. A. (2023). Impact of storage on starch digestibility and texture of a highamylose wheat bread. Food Hydrocolloids, 135, Article 108139.
Costa, J., & Ahluwalia, A. (2019). Advances and current challenges in intestinal in vitro model engineering: A digest. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology, 7, 144.
Dagbasi, A., Byrne, C., Blunt, D., Serrano-Contreras, J. I., Becker, G. F., Blanco, J. M., et al. (2024). Diet shapes the metabolite profile in an intact human ileum which impacts PYY release. Science Translational Medicine, 16.
Dahlqvist, A. (1962). A method for the determination of amylase in intestinal content. Scandinavian Journal of Clinical and Laboratory Investigation, 14, 145-151.
Davenport, H. W. (1992). The gastric mucosal barrier. In H. W. Davenport (Ed.), A history of gastric secretion and digestion (pp. 258-276). New York, NY: Springer New York.
de Almeida Pdel, V., Gregio, A. M., Machado, M. A., de Lima, A. A., & Azevedo, L. R. (2008). Saliva composition and functions: A comprehensive review. The Journal of Contemporary Dental Practice, 9, 72-80.
De Haan, P., Ianovska, M. A., Mathwig, K., Van Lieshout, G. A., Triantis, V., Bouwmeester, H., et al. (2019). Digestion-on-a-chip: A continuous-flow modular microsystem recreating enzymatic digestion in the gastrointestinal tract. Lab on a Chip, 19, 1599-1609.
Dedlovskaya, V. (1968). Investigation of pH of contents of the gastro-intestinal tract by a radiotelemetric method. Bulletin of Experimental Biology and Medicine, 66, 1292-1294.
Deehan, E. C., Yang, C., Perez-Munoz, M. E., Nguyen, N. K., Cheng, C. C., Triador, L., et al. (2020). Precision microbiome modulation with discrete dietary fiber structures directs short-chain fatty acid production. Cell Host Microbe, 27, 389-404. e386.
DeMartino, P., & Cockburn, D. W. (2020). Resistant starch: Impact on the gut microbiome and health. Current Opinion in Biotechnology, 61, 66-71.
Demuth, T., Edwards, V., Bircher, L., Lacroix, C., Nystrom, L., & Geirnaert, A. (2021). In vitro colon fermentation of soluble arabinoxylan is modified through milling and extrusion. Frontiers in Nutrition, 8, Article 707763.
Dhital, S., Warren, F. J., Butterworth, P. J., Ellis, P. R., & Gidley, M. J. (2017). Mechanisms of starch digestion by alpha-amylase-Structural basis for kinetic properties. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 57, 875-892.
Di Stasio, L., De Caro, S., Marulo, S., Ferranti, P., Picariello, G., & Mamone, G. (2024). Impact of porcine brush border membrane enzymes on INFOGEST in vitro digestion model: A step forward to mimic the small intestinal phase. Food Research International, 197, Article 115300.
Do, D. T., Singh, J., Johnson, S., & Singh, H. (2023). Probing the double-layered cotyledon cell structure of navy beans: Barrier effect of the protein matrix on in vitro starch digestion. Nutrients, 15, 105.
Dobranowski, P. A., & Stintzi, A. (2021). Resistant starch, microbiome, and precision modulation. Gut Microbes, 13, Article 1926842.
Dona, A. C., Pages, G., Gilbert, R. G., & Kuchel, P. W. (2010). Digestion of starch: And kinetic models used to characterise oligosaccharide or glucose release. Carbohydrate Polymers, 80, 599-617.
Donaldson, G. P., Lee, S. M., & Mazmanian, S. K. (2016). Gut biogeography of the bacterial microbiota. Nature Reviews Microbiology, 14, 20-32.
Dong, J. Y., Zhang, Y. H., Wang, P., & Qin, L. Q. (2012). Meta-analysis of dietary glycemic load and glycemic index in relation to risk of coronary heart disease. The American Journal of Cardiology, 109, 1608-1613.
Dreiling, D. A., Triebling, A. T., & Koller, M. (1985). The effect of age on human exocrine pancreatic secretion. Mount Sinai Journal of Medicine, 52, 336-339.
Dressman, J. B., Berardi, R. R., Dermentzoglou, L. C., Russell, T. L., Schmaltz, S. P., Barnett, J. L., et al. (1990). Upper gastrointestinal (GI) pH in young, healthy men and women. Pharmaceutical Research, 7, 756-761.
Duijsens, D., Pälchen, K., Guevara-Zambrano, J. M., Verkempinck, S. H. E., InfantesGarcia, M. R., Hendrickx, M. E., et al. (2022). Strategic choices for in vitro food digestion methodologies enabling food digestion design. Trends in Food Science & Technology, 126, 61-72.
Duijsens, D., Staes, E., Segers, M., Michels, D., Palchen, K., Hendrickx, M. E., et al. (2024). Single versus multiple metabolite quantification of in vitro starch digestion: A comparison for the case of pulse cotyledon cells. Food Chemistry, 454, Article 139762.

Duijsens, D., Verkempinck, S. H. E., Somers, E., Hendrickx, M. E. G., & Grauwet, T. (2024). From static to semi-dynamic in vitro digestion conditions relevant for the older population: Starch and protein digestion of cooked lentils. Food & Function, 15, 591-607.
Edwards, C. H., Cochetel, N., Setterfield, L., Perez-Moral, N., & Warren, F. J. (2019). A single-enzyme system for starch digestibility screening and its relevance to understanding and predicting the glycaemic index of food products. Food & Function, 10, 4751-4760.
Edwards, C. H., Grundy, M. M., Grassby, T., Vasilopoulou, D., Frost, G. S., Butterworth, P. J., et al. (2015). Manipulation of starch bioaccessibility in wheat endosperm to regulate starch digestion, postprandial glycemia, insulinemia, and gut hormone responses: A randomized controlled trial in healthy ileostomy participants. American Journal of Clinical Nutrition, 102, 791-800.
Edwards, C. H., Ryden, P., Mandalari, G., Butterworth, P. J., & Ellis, P. R. (2021). Structure-function studies of chickpea and durum wheat uncover mechanisms by which cell wall properties influence starch bioaccessibility. Nature Food, 2, 118-126.
Edwards, C. H., Warren, F. J., Campbell, G. M., Gaisford, S., Royall, P. G., Butterworth, P. J., et al. (2015). A study of starch gelatinisation behaviour in hydrothermally-processed plant food tissues and implications for in vitro digestibility. Food & Function, 6, 3634-3641.
Edwards, C. H., Warren, F. J., Milligan, P. J., Butterworth, P. J., & Ellis, P. R. (2014). A novel method for classifying starch digestion by modelling the amylolysis of plant foods using first-order enzyme kinetic principles. Food & Function, 5, 2751-2758.
Eelderink, C., Noort, M. W., Sozer, N., Koehorst, M., Holst, J. J., Deacon, C. F., et al. (2015). The structure of wheat bread influences the postprandial metabolic response in healthy men. Food & Function, 6, 3236-3248.
Eelderink, C., Schepers, M., Preston, T., Vonk, R. J., Oudhuis, L., & Priebe, M. G. (2012). Slowly and rapidly digestible starchy foods can elicit a similar glycemic response because of differential tissue glucose uptake in healthy men. American Journal of Clinical Nutrition, 96, 1017-1024.
EFSA. (2011). Scientific Opinion on the substantiation of a health claim related to “slowly digestible starch in starch-containing foods” and “reduction of post-prandial glycaemic responses” pursuant to Article 13(5) of Regulation (EC) No 1924/2006. EFSA Journal, 9, 2292.
Egger, L., Ménard, O., Delgado-Andrade, C., Alvito, P., Assuncao, R., Balance, S., et al. (2016). The harmonized INFOGEST digestion method: From knowledge to action. Food Research International, 88, 217-225.
Egger, L., Schlegel, P., Baumann, C., Stoffers, H., Guggisberg, D., Brugger, C., et al. (2017). Physiological comparability of the harmonized INFOGEST in vitro digestion method to in vivo pig digestion. Food Research International, 102, 567-574.
El Kaoutari, A., Armougom, F., Gordon, J. I., Raoult, D., & Henrissat, B. (2013). The abundance and variety of carbohydrate-active enzymes in the human gut microbiota. Nature Reviews Microbiology, 11, 497-504.
Englyst, H. N., & Cummings, J. H. (1985). Digestion of the polysaccharides of some cereal foods in the human small intestine. American Journal of Clinical Nutrition, 42, 778-787.
Englyst, K. N., Englyst, H. N., Hudson, G. J., Cole, T. J., & Cummings, J. H. (1999). Rapidly available glucose in foods: An in vitro measurement that reflects the glycemic response. American Journal of Clinical Nutrition, 69, 448-454.
Englyst, H. N., Kingman, S. M., & Cummings, J. H. (1992). Classification and measurement of nutritionally important starch fractions. European Journal of Clinical Nutrition, 46(Suppl 2), S33-S50.
Englyst, H., Wiggins, H. S., & Cummings, J. H. (1982). Determination of the non-starch polysaccharides in plant foods by gas-liquid chromatography of constituent sugars as alditol acetates. Analyst, 107, 307-318.
Faisant, N., Buleon, A., Colonna, P., Molis, C., Lartigue, S., Galmiche, J. P., et al. (1995). Digestion of raw banana starch in the small intestine of healthy humans: Structural features of resistant starch. British Journal of Nutrition, 73, 111-123.
Fardet, A., Leenhardt, F., Lioger, D., Scalbert, A., & Remesy, C. (2006). Parameters controlling the glycaemic response to breads. Nutrition Research Reviews, 19, 18-25.
Farrell, M., Ramne, S., Gouinguenet, P., Brunkwall, L., Ericson, U., Raben, A., et al. (2021). Effect of AMY1 copy number variation and various doses of starch intake on glucose homeostasis: Data from a cross-sectional observational study and a crossover meal study. Genes Nutr, 16, 21.
Ferreira-Lazarte, A., Olano, A., Villamiel, M., & Moreno, F. J. (2017). Assessment of in vitro digestibility of dietary carbohydrates using rat small intestinal extract. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 65, 8046-8053.
Firky, M. E. (1968). Exocrine pancreatic functions in the aged. Journal of the American Geriatrics Society, 16, 463-467.
Forde, C. G., van Kuijk, N., Thaler, T., de Graaf, C., & Martin, N. (2013). Oral processing characteristics of solid savoury meal components, and relationship with food composition, sensory attributes and expected satiation. Appetite, 60, 208-219.
Freitas, D., Boue, F., Benallaoua, M., Airinei, G., Benamouzig, R., & Le Feunteun, S. (2021). Lemon juice, but not tea, reduces the glycemic response to bread in healthy volunteers: A randomized crossover trial. European Journal of Nutrition, 60, 113-122.
Freitas, D., Boue, F., Benallaoua, M., Airinei, G., Benamouzig, R., Lutton, E., et al. (2022). Glycemic response, satiety, gastric secretions and emptying after bread consumption with water, tea or lemon juice: A randomized crossover intervention using MRI. European Journal of Nutrition, 61, 1621-1636.
Freitas, D., Gómez-Mascaraque, L. G., Le Feunteun, S., & Brodkorb, A. (2023). Boiling vs. baking: Cooking-induced structural transformations drive differences in the starch digestion profiles that are consistent with the glycemic indexes of white and sweet potatoes. Food Structure, 38, Article 100355.
Freitas, D., & Le Feunteun, S. (2019a). Inhibitory effect of black tea, lemon juice, and other beverages on salivary and pancreatic amylases: What impact on bread starch digestion? A dynamic in vitro study. Food Chemistry, 297, Article 124885.

Freitas, D., & Le Feunteun, S. (2019b). Oro-gastro-intestinal digestion of starch in white bread, wheat-based and gluten-free pasta: Unveiling the contribution of human salivary alpha-amylase. Food Chemistry, 274, 566-573.
Freitas, D., Le Feunteun, S., Panouille, M., & Souchon, I. (2018). The important role of salivary alpha-amylase in the gastric digestion of wheat bread starch. Food & Function, 9, 200-208.
Freitas, D., Souchon, I., & Le Feunteun, S. (2022). The contribution of gastric digestion of starch to the glycaemic index of breads with different composition or structure. Food & Function, 13, 1718-1724.
Fried, M., Abramson, S., & Meyer, J. H. (1987). Passage of salivary amylase through the stomach in humans. Digestive Diseases and Sciences, 32, 1097-1103.
Fuentes-Zaragoza, E., Riquelme-Navarrete, M. J., Sánchez-Zapata, E., & PérezAlvarez, J. A. (2010). Resistant starch as functional ingredient: A review. Food Research International, 43, 931-942.
Gallego-Lobillo, P., Ferreira-Lazarte, A., Hernández-Hernández, O., & Villamiel, M. (2021). In vitro digestion of polysaccharides: InfoGest protocol and use of small intestinal extract from rat. Food Research International, 140, Article 110054.
Gallo, V., Romano, A., Ferranti, P., D’Auria, G., & Masi, P. (2022). Properties and in vitro digestibility of a bread enriched with lentil flour at different leavening times. Food Structure, 33, Article 100284.
Garcia-Campayo, V., Han, S., Vercauteren, R., & Franck, A. (2018). Digestion of food ingredients and food using an in vitro model integrating intestinal mucosal enzymes. Food and Nutrition Sciences, 9, 711-734.
Gardner, J. D., Ciociola, A. A., & Robinson, M. (2002). Measurement of meal-stimulated gastric acid secretion by in vivo gastric autotitration. Journal of Applied Physiology, 92, 427-434.
Gaviao, M. B., Engelen, L., & van der Bilt, A. (2004). Chewing behavior and salivary secretion. European Journal of Oral Sciences, 112, 19-24.
Gidley, M. J., & Bulpin, P. V. (1989). Aggregation of amylose in aqueous systems – the effect of chain-length on phase-behavior and aggregation kinetics. Macromolecules, 22, 341-346.
Gillard, B. K., Markman, H. C., & Feig, S. A. (1978). Differences between cystic fibrosis and normal saliva -amylase as a function of age and sex. Pediatric Research, 12, 868-872.
Giuberti, G., Rocchetti, G., & Lucini, L. (2020). Interactions between phenolic compounds, amylolytic enzymes and starch: An updated overview. Current Opinion in Food Science, 31, 102-113.
Gkountenoudi-Eskitzi, I., Kotsiou, K., Irakli, M. N., Lazaridis, A., Biliaderis, C. G., & Lazaridou, A. (2023). In vitro and in vivo glycemic responses and antioxidant potency of acorn and chickpea fortified gluten-free breads. Food Research International, 166, Article 112579.
Goñi, I., Garcia-Alonso, A., & Saura-Calixto, F. (1997). A starch hydrolysis procedure to estimate glycemic index. Nutrition Research, 17, 427-437.
Goyal, R. K., Guo, Y., & Mashimo, H. (2019). Advances in the physiology of gastric emptying. Neuro-Gastroenterology and Motility, 31, Article e13546.
Granger, D. A., Kivlighan, K. T., El-Sheikh, M., Gordis, E. B., & Stroud, L. R. (2007). Salivary -amylase in biobehavioral research. Annals of the New York Academy of Sciences, 1098, 122-144.
Gray, G. M. (1992). Starch digestion and absorption in nonruminants. The Journal of Nutrition, 122, 172-177.
Gribble, F. M., & Reimann, F. (2016). Enteroendocrine cells: Chemosensors in the intestinal epithelium. Annual Review of Physiology, 78, 277-299.
Guo, J. Y., Brown, P. R., Tan, L. B., & Kong, L. Y. (2023). Effect of resistant starch consumption on appetite and satiety: A review. Journal of Agriculture and Food Research, 12.
Guo, J. Y., Tan, L. B., & Kong, L. Y. (2022). Multiple levels of health benefits from resistant starch. Journal of Agriculture and Food Research, 10.
Gwala, S., Wainana, I., Pallares Pallares, A., Kyomugasho, C., Hendrickx, M., & Grauwet, T. (2019). Texture and interlinked post-process microstructures determine the in vitro starch digestibility of Bambara groundnuts with distinct hard-to-cook levels. Food Research International, 120, 1-11.
Harthoorn, L. F. (2008). Salivary -amylase: A measure associated with satiety and subsequent food intake in humans. International Dairy Journal, 18, 879-883.
Hasek, L. Y., Avery, S. E., Chacko, S. K., Fraley, J. K., Vohra, F. A., Quezada-Calvillo, R., et al. (2020). Conditioning with slowly digestible starch diets in mice reduces jejunal alpha-glucosidase activity and glucogenesis from a digestible starch feeding. Nutrition, 78, Article 110857.
He, M., Ding, T., Wu, Y., & Ouyang, J. (2022). Effects of endogenous non-starch nutrients in acorn (quercus wutaishanica blume) kernels on the physicochemical properties and in vitro digestibility of starch. Foods, 11, 825.
Hernandez-Hernandez, O. (2019). In vitro gastrointestinal models for prebiotic carbohydrates: A critical review. Current Pharmaceutical Design, 25, 3478-3483.
Hoebler, C., Devaux, M. F., Karinthi, A., Belleville, C., & Barry, J. L. (2000). Particle size of solid food after human mastication and in vitro simulation of oral breakdown. International Journal of Food Sciences & Nutrition, 51, 353-366.
Hoebler, C., Karinthi, A., Chiron, H., Champ, M., & Barry, J. L. (1999). Bioavailability of starch in bread rich in amylose: Metabolic responses in healthy subjects and starch structure. European Journal of Clinical Nutrition, 53, 360-366.
Hoebler, C., Karinthi, A., Devaux, M. F., Guillon, F., Gallant, D. J., Bouchet, B., et al. (1998). Physical and chemical transformations of cereal food during oral digestion in human subjects. British Journal of Nutrition, 80, 429-436.
Holland, C., Ryden, P., Edwards, C. H., & Grundy, M. M. (2020). Plant cell walls: Impact on nutrient bioaccessibility and digestibility. Foods, 9, 201.
Htoon, A., Shrestha, A. K., Flanagan, B. M., Lopez-Rubio, A., Bird, A. R., Gilbert, E. P., et al. (2009). Effects of processing high amylose maize starches under controlled
conditions on structural organisation and amylase digestibility. Carbohydrate Polymers, 75, 236-245.
Isenring, J., Bircher, L., Geirnaert, A., & Lacroix, C. (2023). In vitro human gut microbiota fermentation models: Opportunities, challenges, and pitfalls. Microbiome Research Reports, 2, 2.
Ishibashi, T., Matsumoto, S., Harada, H., Ochi, K., Tanaka, J., Seno, T., et al. (1991). [Aging and exocrine pancreatic function evaluated by the recently standardized secretin test]. Nihon Ronen Igakkai Zasshi, 28, 599-605.
Jarvis, M. C. (2011). Plant cell walls: Supramolecular assemblies. Food Hydrocolloids, 25, 257-262.
Jarvis, M. C., Briggs, S. P. H., & Knox, J. P. (2003). Intercellular adhesion and cell separation in plants. Plant, Cell and Environment, 26, 977-989.
Jenkins, D. J., Ghafari, H., Wolever, T., Taylor, R., Jenkins, A., Barker, H., et al. (1982). Relationship between rate of digestion of foods and post-prandial glycaemia. Diabetologia, 22, 450-455.
Jenkins, D. J., Thorne, M. J., Camelon, K., Jenkins, A., Rao, A. V., Taylor, R. H., et al. (1982). Effect of processing on digestibility and the blood glucose response: A study of lentils. American Journal of Clinical Nutrition, 36, 1093-1101.
Ji, H., Hu, J., Zuo, S., Zhang, S., Li, M., & Nie, S. (2022). In vitro gastrointestinal digestion and fermentation models and their applications in food carbohydrates. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 62, 5349-5371.
Johnson, K. L., Gidley, M. J., Bacic, A., & Doblin, M. S. (2018). Cell wall biomechanics: A tractable challenge in manipulating plant cell walls ‘fit for purpose’! Current Opinion in Biotechnology, 49, 163-171.
Jones, B. J., Brown, B. E., Loran, J. S., Edgerton, D., Kennedy, J. F., Stead, J. A., et al. (1983). Glucose absorption from starch hydrolysates in the human jejunum. Gut, 24, 1152-1160.
Kalipatnapu, P., Kelly, R. H., Rao, K. N., & van Thiel, D. H. (1983). Salivary composition: Effects of age and sex. Acta Medica Portuguesa, 4, 327-330.
Karnsakul, W., Luginbuehl, U., Hahn, D., Sterchi, E., Avery, S., Sen, P., et al. (2002). Disaccharidase activities in dyspeptic children: Biochemical and molecular investigations of maltase-glucoamylase activity. Journal of Pediatric Gastroenterology and Nutrition, 35, 551-556.
Keenan, M. J., Zhou, J., Hegsted, M., Pelkman, C., Durham, H. A., Coulon, D. B., et al. (2015). Role of resistant starch in improving gut health, adiposity, and insulin resistance. Advances in Nutrition, 6, 198-205.
Keller, J., & Layer, P. (2005). Human pancreatic exocrine response to nutrients in health and disease. Gut, 54(Suppl 6), vi1-28.
Khorasaniha, R., Olof, H., Voisin, A., Armstrong, K., Wine, E., Vasanthan, T., et al. (2023). Diversity of fibers in common foods: Key to advancing dietary research. Food Hydrocolloids, 139, Article 108495.
Kim, B. S., Kim, H. S., Hong, J. S., Huber, K. C., Shim, J. H., & Yoo, S. H. (2013). Effects of amylosucrase treatment on molecular structure and digestion resistance of pregelatinised rice and barley starches. Food Chemistry, 138, 966-975.
Kondrashina, A., Arranz, E., Cilla, A., Faria, M. A., Santos-Hernandez, M., Miralles, B., et al. (2024). Coupling in vitro food digestion with in vitro epithelial absorption; recommendations for biocompatibility. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 64, 9618-9636.
Kondrashina, M., Brodkorb, A., & Giblin, L. (2020). Dairy-derived peptides for satiety. Journal of Functional Foods, 66.
Kong, F., & Singh, R. P. (2010). A human gastric simulator (HGS) to study food digestion in human stomach. Journal of Food Science, 75, E627-E635.
Kong, H., Yu, L., Li, C., Ban, X., Gu, Z., Liu, L., et al. (2022). Perspectives on evaluating health effects of starch: Beyond postprandial glycemic response. Carbohydrate Polymers, 292, Article 119621.
Kopf-Bolanz, K. A., Schwander, F., Gijs, M., Vergeres, G., Portmann, R., & Egger, L. (2012). Validation of an in vitro digestive system for studying macronutrient decomposition in humans. The Journal of Nutrition, 142, 245-250.
Kozu, H., Nakata, Y., Nakajima, M., Neves, M. A., Uemura, K., Sato, S., et al. (2014). Development of a human gastric digestion simulator equipped with peristalsis function for the direct observation and analysis of the food digestion process. Food Science and Technology Research, 20, 225-233.
Lajterer, C., Levi, C. S., & Lesmes, U. (2022). An in vitro digestion model accounting for sex differences in gastro-intestinal functions and its application to study differential protein digestibility. Food Hydrocolloids, 132, Article 107850.
Lazaridou, A., Marinopoulou, A., Matsoukas, N. P., & Biliaderis, C. G. (2014). Impact of flour particle size and autoclaving on -glucan physicochemical properties and starch digestibility of barley rusks as assessed by in vitro assays. Bioactive Carbohydrates and Dietary Fibre, 4, 58-73.
Le Feunteun, S., Verkempinck, S., Floury, J., Janssen, A., Kondjoyan, A., Marze, S., et al. (2021). Mathematical modelling of food hydrolysis during in vitro digestion: From single nutrient to complex foods in static and dynamic conditions. Trends in Food Science & Technology, 116, 870-883.
Le Maux, S., Brodkorb, A., Croguennec, T., Hennessy, A. A., Bouhallab, S., & Giblin, L. (2013). -Lactoglobulin-linoleate complexes: In vitro digestion and the role of protein in fatty acid uptake. Journal of Dairy Science, 96, 4258-4268.
Lee, B. H., Rose, D. R., Lin, A. H., Quezada-Calvillo, R., Nichols, B. L., & Hamaker, B. R. (2016). Contribution of the individual small intestinal alpha-glucosidases to digestion of unusual alpha-linked glycemic disaccharides. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 64, 6487-6494.
Lee, B. H., Yan, L., Phillips, R. J., Reuhs, B. L., Jones, K., Rose, D. R., et al. (2013). Enzyme-synthesized highly branched maltodextrins have slow glucose generation at the mucosal alpha-glucosidase level and are slowly digestible in vivo. PLoS One, 8, Article e59745.
Lehmann, U., & Robin, F. (2007). Slowly digestible starch – its structure and health implications: A review. Trends in Food Science & Technology, 18, 346-355.

Li, C., Hu, Y., Li, S., Yi, X., Shao, S., Yu, W., et al. (2023). Biological factors controlling starch digestibility in human digestive system. Food Science and Human Wellness, 12, 351-358.
Li, L., Jiang, H. X., Campbell, M., Blanco, M., & Jane, J. L. (2008). Characterization of maize amylose-extender (ae) mutant starches.: Part I: Relationship between resistant starch contents and molecular structures. Carbohydrate Polymers, 74, 396-404.
Li, M., Koecher, K., Hansen, L., & Ferruzzi, M. G. (2017). Phenolics from whole grain oat products as modifiers of starch digestion and intestinal glucose transport. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 65, 6831-6839.
Li, C., Yu, W. W., Wu, P., & Chen, X. D. (2020). Current digestion systems for understanding food digestion in human upper gastrointestinal tract. Trends in Food Science & Technology, 96, 114-126.
Li, H., Zhang, L., Li, J., Wu, Q., Qian, L., He, J., et al. (2024). Resistant starch intake facilitates weight loss in humans by reshaping the gut microbiota. Nature Metabolism, 6, 578-597.
Li, H.-T., Zhang, W., Zhu, H., Chao, C., & Guo, Q. (2023). Unlocking the potential of highamylose starch for gut health: Not all function the same. Fermentation, 9, 134.
Lim, J., Ferruzzi, M. G., & Hamaker, B. R. (2021). Dietary starch is weight reducing when distally digested in the small intestine. Carbohydrate Polymers, 273, Article 118599.
Lin, L. S., Guo, D. W., Huang, J., Zhang, X. D., Zhang, L., & Wei, C. X. (2016). Molecular structure and enzymatic hydrolysis properties of starches from high-amylose maize inbred lines and their hybrids. Food Hydrocolloids, 58, 246-254.
Liu, T. N., Wang, K., Xue, W., Wang, L., Zhang, C. N., Zhang, X. X., et al. (2021). In vitro starch digestibility, edible quality and microstructure of instant rice noodles enriched with rice bran insoluble dietary fiber. Lwt-Food Science and Technology, 142, Article 111008.
Liversey, G. (1994). Energy value of resistant starch. In Proceedings of the concluding plenary meeting of EURESTA (pp. 56-62). EURESTA.
Livesey, G., Taylor, R., Livesey, H. F., Buyken, A. E., Jenkins, D. J. A., Augustin, L. S. A., et al. (2019). Dietary glycemic index and load and the risk of type 2 diabetes: A systematic review and updated meta-analyses of prospective cohort studies. Nutrients, 11, 1280.
Lo Piparo, E., Scheib, H., Frei, N., Williamson, G., Grigorov, M., & Chou, C. J. (2008). Flavonoids for controlling starch digestion: Structural requirements for inhibiting human alpha-amylase. Journal of Medicinal Chemistry, 51, 3555-3561.
López-Barón, N., Gu, Y., Vasanthan, T., & Hoover, R. (2017). Plant proteins mitigate in vitro wheat starch digestibility. Food Hydrocolloids, 69, 19-27.
López-Barón, N., Sagnelli, D., Blennow, A., Holse, M., Gao, J., Saaby, L., et al. (2018). Hydrolysed pea proteins mitigate in vitro wheat starch digestibility. Food Hydrocolloids, 79, 117-126.
Lopez-Rubio, A., Htoon, A., & Gilbert, E. P. (2007). Influence of extrusion and digestion on the nanostructure of high-amylose maize starch. Biomacromolecules, 8, 1564-1572.
Loret, C., Walter, M., Pineau, N., Peyron, M. A., Hartmann, C., & Martin, N. (2011). Physical and related sensory properties of a swallowable bolus. Physiology & Behavior, 104, 855-864.
Ma, M., Gu, Z., Cheng, L., Li, Z., Li, C., & Hong, Y. (2024). Effect of hydrocolloids on starch digestion: A review. Food Chemistry, 444, Article 138636.
Mackie, A., Mulet-Cabero, A. I., & Torcello-Gomez, A. (2020). Simulating human digestion: Developing our knowledge to create healthier and more sustainable foods. Food & Function, 11, 9397-9431.
Malagelada, J. R., Go, V. L., & Summerskill, W. H. (1979). Different gastric, pancreatic, and biliary responses to solid-liquid or homogenized meals. Digestive Diseases and Sciences, 24, 101-110.
Maljaars, P. W., Peters, H. P., Mela, D. J., & Masclee, A. A. (2008). Ileal brake: A sensible food target for appetite control. A review. Physiology & Behavior, 95, 271-281.
Mandel, A. L., Peyrot des Gachons, C., Plank, K. L., Alarcon, S., & Breslin, P. A. (2010). Individual differences in AMY1 gene copy number, salivary alpha-amylase levels, and the perception of oral starch. PLoS One, 5, Article e13352.
Marciani, L., Gowland, P. A., Fillery-Travis, A., Manoj, P., Wright, J., Smith, A., et al. (2001). Assessment of antral grinding of a model solid meal with echo-planar imaging. American Journal of Physiology – Gastrointestinal and Liver Physiology, 280, G844-G849.
Martens, B. M. J., Bruininx, E. M. A. M., Gerrits, W. J. J., & Schols, H. A. (2020). The importance of amylase action in the porcine stomach to starch digestion kinetics. Animal Feed Science and Technology, 267, Article 114546.
Martens, E. C., Koropatkin, N. M., Smith, T. J., & Gordon, J. I. (2009). Complex glycan catabolism by the human gut microbiota: The Bacteroidetes sus-like paradigm. Journal of Biological Chemistry, 284, 24673-24677.
Martinez, M. M. (2021). Starch nutritional quality: Beyond intraluminal digestion in response to current trends. Current Opinion in Food Science, 38, 112-121.
Martinez, M. M., Li, C., Okoniewska, M., Mukherjee, I., Vellucci, D., & Hamaker, B. (2018). Slowly digestible starch in fully gelatinized material is structurally driven by molecular size and A and B1 chain lengths. Carbohydrate Polymers, 197, 531-539.
Martinez, M. M., Roman, L., & Gomez, M. (2018). Implications of hydration depletion in the in vitro starch digestibility of white bread crumb and crust. Food Chemistry, 239, 295-303.
Matthan, N. R., Ausman, L. M., Meng, H., Tighiouart, H., & Lichtenstein, A. H. (2016). Estimating the reliability of glycemic index values and potential sources of methodological and biological variability. American Journal of Clinical Nutrition, 104, 1004-1013.
Maurer, A. H. (2015). Gastrointestinal motility, part 1: Esophageal transit and gastric emptying. Journal of Nuclear Medicine, 56, 1229-1238.
Menard, O., Bourlieu, C., De Oliveira, S. C., Dellarosa, N., Laghi, L., Carriere, F., et al. (2018). A first step towards a consensus static in vitro model for simulating full-term infant digestion. Food Chemistry, 240, 338-345.

Menard, O., Lesmes, U., Shani-Levi, C. S., Araiza Calahorra, A., Lavoisier, A., Morzel, M., et al. (2023). Static in vitro digestion model adapted to the general older adult population: An INFOGEST international consensus. Food & Function, 14, 4569-4582.
Ménard, O., Picque, D., & Dupont, D. (2015). The DIDGI® system. The impact of food bioactives on health: In vitro and ex vivo models.
Mikolajczyk, A. E., Watson, S., Surma, B. L., & Rubin, D. T. (2015). Assessment of tandem measurements of pH and total gut transit time in healthy volunteers. Clinical and Translational Gastroenterology, 6, e100.
Miles, M. J., Morris, V. J., Orford, P. D., & Ring, S. G. (1985). The roles of amylose and amylopectin in the gelation and retrogradation of starch. Carbohydrate Research, 135, 271-281.
Minderhoud, I. M., Mundt, M. W., Roelofs, J. M., & Samsom, M. (2004). Gastric emptying of a solid meal starts during meal ingestion: Combined study using 13C-octanoic acid breath test and Doppler ultrasonography. Absence of a lag phase in 13C-octanoic acid breath test. Digestion, 70, 55-60.
Minekus, M. (2015). The TNO gastro-intestinal model (TIM). Springer International Publishing.
Minekus, M., Alminger, M., Alvito, P., Ballance, S., Bohn, T., Bourlieu, C., et al. (2014). A standardised static in vitro digestion method suitable for food – an international consensus. Food & Function, 5, 1113-1124.
Mirrahimi, A., de Souza, R. J., Chiavaroli, L., Sievenpiper, J. L., Beyene, J., Hanley, A. J., et al. (2012). Associations of glycemic index and load with coronary heart disease events: A systematic review and meta-analysis of prospective cohorts. Journal of the American Heart Association, 1, Article e000752.
Mishra, S., Monro, J., & Hedderley, D. (2008). Effect of processing on slowly digestible starch and resistant starch in potato. Starch – Stärke, 60, 500-507.
Monro, J., & Mishra, S. (2022). In vitro digestive analysis of digestible and resistant starch fractions, with concurrent Glycemic Index determination, in whole grain wheat products minimally processed for reduced glycaemic impact. Foods, 11, 1904.
Moongngarm, A., Bronlund, J. E., Grigg, N., & Sriwai, N. (2012). Chewing behavior and bolus properties as affected by different rice types. International Journal of Medical and Biological Sciences, 6, 51-56.
Morell, P., Hernando, I., & Fiszman, S. M. (2014). Understanding the relevance of inmouth food processing. A review of techniques. Trends in Food Science & Technology, 35, 18-31.
Moretton, M., Alongi, M., Melchior, S., & Anese, M. (2023). Adult and elderly in vitro digestibility patterns of proteins and carbohydrates as affected by different commercial bread types. Food Research International, 167, Article 112732.
Muir, J. G., & O’Dea, K. (1993). Validation of an in vitro assay for predicting the amount of starch that escapes digestion in the small intestine of humans. American Journal of Clinical Nutrition, 57, 540-546.
Mulet-Cabero, A. I., Egger, L., Portmann, R., Menard, O., Marze, S., Minekus, M., et al. (2020). A standardised semi-dynamic in vitro digestion method suitable for food – an international consensus. Food & Function, 11, 1702-1720.
Mullie, P., Koechlin, A., Boniol, M., Autier, P., & Boyle, P. (2016). Relation between breast cancer and high glycemic index or glycemic load: A meta-analysis of prospective cohort studies. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 56, 152-159.
Nadia, J., Bronlund, J., Singh, R. P., Singh, H., & Bornhorst, G. M. (2021). Structural breakdown of starch-based foods during gastric digestion and its link to glycemic response: In vivo and in vitro considerations. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 20, 2660-2698.
Nadia, J., Bronlund, J. E., Singh, H., Singh, R. P., & Bornhorst, G. M. (2022). Contribution of the proximal and distal gastric phases to the breakdown of cooked starch-rich solid foods during static in vitro gastric digestion. Food Research International, 157, Article 111270.
Nadia, J., Olenskyj, A. G., Subramanian, P., Hodgkinson, S., Stroebinger, N., Estevez, T. G., et al. (2022). Influence of food macrostructure on the kinetics of acidification in the pig stomach after the consumption of rice- and wheat-based foods: Implications for starch hydrolysis and starch emptying rate. Food Chemistry, 394, Article 133410.
Nassar, M., Hiraishi, N., Islam, M. S., Otsuki, M., & Tagami, J. (2014). Age-related changes in salivary biomarkers. Journal of Dental Sciences, 9, 85-90.
Nater, U. M., Rohleder, N., Schlotz, W., Ehlert, U., & Kirschbaum, C. (2007). Determinants of the diurnal course of salivary alpha-amylase. Psychoneuroendocrinology, 32, 392-401.
Nguyen, G. T., & Sopade, P. A. (2018). Modeling starch digestograms: Computational characteristics of kinetic models for in vitro starch digestion in food research. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 17, 1422-1445.
Noah, L., Guillon, F., Bouchet, B., Buleon, A., Molis, C., Gratas, M., et al. (1998). Digestion of carbohydrate from white beans (Phaseolus vulgaris L.) in healthy humans. The Journal of Nutrition, 128, 977-985.
Nugent, A. P. (2005). Health properties of resistant starch. Nutrition Bulletin, 30, 27-54.
Ohland, C. L., & Jobin, C. (2015). Microbial activities and intestinal homeostasis: A delicate balance between health and disease. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology, 1, 28-40.
Oku, T., Tanabe, K., Ogawa, S., Sadamori, N., & Nakamura, S. (2011). Similarity of hydrolyzing activity of human and rat small intestinal disaccharidases. Clinical and Experimental Gastroenterology, 4, 155-161.
Palchen, K., Michels, D., Duijsens, D., Gwala, S., Pallares Pallares, A., Hendrickx, M., et al. (2021). In vitro protein and starch digestion kinetics of individual chickpea cells: From static to more complex in vitro digestion approaches. Food & Function, 12, 7787-7804.
Pallares Pallares, A., Loosveldt, B., Karimi, S. N., Hendrickx, M., & Grauwet, T. (2019). Effect of process-induced common bean hardness on structural properties of in vivo
generated boluses and consequences for in vitro starch digestion kinetics. British Journal of Nutrition, 122, 388-399.
Passannanti, F., Nigro, F., Gallo, M., Tornatore, F., Frasso, A., Saccone, G., et al. (2017). In vitro dynamic model simulating the digestive tract of 6-month-old infants. PLoS One, 12, Article e0189807.
Pérez-Burillo, S., Molino, S., Navajas-Porras, B., Valverde-Moya, Á. J., HinojosaNogueira, D., López-Maldonado, A., et al. (2021). An in vitro batch fermentation protocol for studying the contribution of food to gut microbiota composition and functionality. Nature Protocols, 16, 3186-3209.
Perry, G. H., Dominy, N. J., Claw, K. G., Lee, A. S., Fiegler, H., Redon, R., et al. (2007). Diet and the evolution of human amylase gene copy number variation. Nature Genetics, 39, 1256-1260.
Petropoulou, K., Salt, L. J., Edwards, C. H., Warren, F. J., Garcia-Perez, I., Chambers, E. S., et al. (2020). A natural mutation in Pisum sativum L. (pea) alters starch assembly and improves glucose homeostasis in humans. Nature Food, 1, 693-704.
Peyron, M. A., & Woda, A. (2016). An update about artificial mastication. Current Opinion in Food Science, 9, 21-28.
Pico, J., Corbin, S., Ferruzzi, M. G., & Martinez, M. M. (2019). Banana flour phenolics inhibit trans-epithelial glucose transport from wheat cakes in a coupled in vitro digestion/Caco-2 cell intestinal model. Food & Function, 10, 6300-6311.
Priebe, M. G., Eelderink, C., Wachters-Hagedoorn, R. E., & Vonk, R. J. (2018). Starch digestion and applications of slowly available starch. In M. Sjöö, & L. Nilsson (Eds.), Starch in food (pp. 805-826). Woodhead Publishing.
Prochazkova, N., Falony, G., Dragsted, L. O., Licht, T. R., Raes, J., & Roager, H. M. (2023). Advancing human gut microbiota research by considering gut transit time. Gut, 72, 180-191.
Prodan, A., Brand, H. S., Ligtenberg, A. J., Imangaliyev, S., Tsivtsivadze, E., van der Weijden, F., et al. (2015). Interindividual variation, correlations, and sex-related differences in the salivary biochemistry of young healthy adults. European Journal of Oral Sciences, 123, 149-157.
Pugh, J. E., Cai, M., Altieri, N., & Frost, G. (2023). A comparison of the effects of resistant starch types on glycemic response in individuals with type 2 diabetes or prediabetes: A systematic review and meta-analysis. Frontiers in Nutrition, 10, Article 1118229.
Qadir, N., & Wani, I. A. (2022). In-vitro digestibility of rice starch and factors regulating its digestion process: A review. Carbohydrate Polymers, 291, Article 119600.
Quezada-Calvillo, R., Robayo-Torres, C. C., Ao, Z., Hamaker, B. R., Quaroni, A., Brayer, G. D., et al. (2007). Luminal substrate “brake” on mucosal maltaseglucoamylase activity regulates total rate of starch digestion to glucose. Journal of Pediatric Gastroenterology and Nutrition, 45, 32-43.
Ranawana, V., Monro, J. A., Mishra, S., & Henry, C. J. (2010). Degree of particle size breakdown during mastication may be a possible cause of interindividual glycemic variability. Nutrition Research, 30, 246-254.
Read, N. W., Welch, I. M., Austen, C. J., Barnish, C., Bartlett, C. E., Baxter, A. J., et al. (1986). Swallowing food without chewing; a simple way to reduce postprandial glycaemia. British Journal of Nutrition, 55, 43-47.
Ribeiro, N. C. B. V., Ramer-Tait, A. E., & Cazarin, C. B. B. (2022). Resistant starch: A promising ingredient and health promoter. PharmaNutrition, 21.
Roman, L., Gomez, M., Hamaker, B. R., & Martinez, M. M. (2019). Banana starch and molecular shear fragmentation dramatically increase structurally driven slowly digestible starch in fully gelatinized bread crumb. Food Chemistry, 274, 664-671.
Roman, L., Gomez, M., Li, C., Hamaker, B. R., & Martinez, M. M. (2017). Biophysical features of cereal endosperm that decrease starch digestibility. Carbohydrate Polymers, 165, 180-188.
Roman, L., & Martinez, M. M. (2019). Structural basis of Resistant Starch (RS) in bread: Natural and commercial alternatives. Foods, 8, 267.
Roman, L., Yee, J., Hayes, A. M. R., Hamaker, B. R., Bertoft, E., & Martinez, M. M. (2020). On the role of the internal chain length distribution of amylopectins during retrogradation: Double helix lateral aggregation and slow digestibility. Carbohydrate Polymers, 246, Article 116633.
Rossiter, M. A., Barrowman, J. A., Dand, A., & Wharton, B. A. (1974). Amylase content of mixed saliva in children. Acta Paediatrica Scandinavica, 63, 389-392.
Ruigrok, R., Weersma, R. K., & Vich Vila, A. (2023). The emerging role of the small intestinal microbiota in human health and disease. Gut Microbes, 15, Article 2201155.

Schwartz, M. W., Woods, S. C., Porte, D., Jr., Seeley, R. J., & Baskin, D. G. (2000). Central nervous system control of food intake. Nature, 404, 661-671.
Schwingshackl, L., & Hoffmann, G. (2013). Long-term effects of low glycemic index/load vs. high glycemic index/load diets on parameters of obesity and obesity-associated risks: A systematic review and meta-analysis. Nutrition, Metabolism, and Cardiovascular Diseases, 23, 699-706.
Seidelmann, S. B., Feofanova, E., Yu, B., Franceschini, N., Claggett, B., Kuokkanen, M., et al. (2018). Genetic variants in SGLT1, glucose tolerance, and cardiometabolic risk. Journal of the American College of Cardiology, 72, 1763-1773.
Shalon, D., Culver, R. N., Grembi, J. A., Folz, J., Treit, P. V., Shi, H., et al. (2023). Profiling the human intestinal environment under physiological conditions. Nature, 617, 581-591.
Simonian, H. P., Vo, L., Doma, S., Fisher, R. S., & Parkman, H. P. (2005). Regional postprandial differences in pH within the stomach and gastroesophageal junction. Digestive Diseases and Sciences, 50, 2276-2285.
Simsek, M., Quezada-Calvillo, R., Ferruzzi, M. G., Nichols, B. L., & Hamaker, B. R. (2015). Dietary phenolic compounds selectively inhibit the individual subunits of maltase-glucoamylase and sucrase-isomaltase with the potential of modulating glucose release. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 63, 3873-3879.
Sousa, R., Recio, I., Heimo, D., Dubois, S., Moughan, P. J., Hodgkinson, S. M., et al. (2023). In vitro digestibility of dietary proteins and in vitro DIAAS analytical
workflow based on the INFOGEST static protocol and its validation with in vivo data. Food Chemistry, 404, Article 134720.
Southgate, D. A. (1969a). Determination of carbohydrates in foods. I. Available carbohydrate. Journal of the Science of Food and Agriculture, 20, 326-330.
Southgate, D. A. (1969b). Determination of carbohydrates in foods. II. Unavailable carbohydrates. Journal of the Science of Food and Agriculture, 20, 331-335.
Strahler, J., Mueller, A., Rosenloecher, F., Kirschbaum, C., & Rohleder, N. (2010). Salivary -amylase stress reactivity across different age groups. Psychophysiology, 47, 587-595.
Stylianopoulos, C. L. (2012). Carbohydrates: Requirements and dietary importance. In B. Caballero, L. H. Allen, & A. Prentice (Eds.), Encyclopedia of human nutrition (2nd ed., pp. 316-321). Academic press.
Sun, S. L., Jin, Y. Z., Hong, Y., Gu, Z. B., Cheng, L., Li, Z. F., et al. (2021). Effects of fatty acids with various chain lengths and degrees of unsaturation on the structure, physicochemical properties and digestibility of maize starch-fatty acid complexes. Food Hydrocolloids, 110, Article 106224.
Sun, Y. M., Zhong, C., Zhou, Z. L., Lei, Z. X., & Langrish, T. A. G. (2022). A review of in vitro methods for measuring the glycemic index of single foods: Understanding the interaction of mass transfer and reaction engineering by dimensional analysis. Processes, 10.
Taavitsainen, S., Juuti-Uusitalo, K., Kurppa, K., Lindfors, K., Kallio, P., & Kellomäki, M. (2024). Gut-on-chip devices as intestinal inflammation models and their future for studying multifactorial diseases. Frontiers in Lab on a Chip Technologies, 2.
Tagliasco, M., Font, G., Renzetti, S., Capuano, E., & Pellegrini, N. (2024). Role of particle size in modulating starch digestibility and textural properties in a rye bread model system. Food Research International, 190, Article 114565.
Tagliasco, M., Tecuanhuey, M., Reynard, R., Zuliani, R., Pellegrini, N., & Capuano, E. (2022). Monitoring the effect of cell wall integrity in modulating the starch digestibility of durum wheat during different steps of bread making. Food Chemistry, 396, Article 133678.
Tang, M., Wang, L., Cheng, X., Wu, Y., & Ouyang, J. (2019). Non-starch constituents influence the in vitro digestibility of naked oat (Avena nuda L.) starch. Food Chemistry, 297, Article 124953.
Thuenemann, E. C., Mandalari, G., Rich, G. T., & Faulks, R. M. (2015). Dynamic gastric model (DGM). In K. Verhoeckx, P. Cotter, I. Lopez-Exposito, C. Kleiveland, T. Lea, A. Mackie, et al. (Eds.), The impact of food bioactives on health: In vitro and ex vivo models (pp. 47-59). Cham (CH): Springer.
Tily, H., Patridge, E., Cai, Y., Gopu, V., Gline, S., Genkin, M., et al. (2022). Gut microbiome activity contributes to prediction of individual variation in glycemic response in adults. Diabetes Therapy, 13, 89-111.
Van de Wiele, T., Van den Abbeele, P., Ossieur, W., Possemiers, S., & Marzorati, M. (2015). The simulator of the human intestinal microbial Ecosystem (SHIME®). In K. Verhoeckx, P. Cotter, I. Lopez-Exposito, C. Kleiveland, T. Lea, A. Mackie, et al. (Eds.), The impact of food bioactives on health: In vitro and ex vivo models (pp. 305-317). Cham (CH): Springer International Publishing.
van Leeuwen, P. T., Brul, S., Zhang, J., & Wortel, M. T. (2023). Synthetic microbial communities (SynComs) of the human gut: Design, assembly, and applications. FEMS Microbiology Reviews, 47, Article fuad012.
van Stegeren, A. H., Wolf, O. T., & Kindt, M. (2008). Salivary alpha amylase and cortisol responses to different stress tasks: Impact of sex. International Journal of Psychophysiology, 69, 33-40.
Varriano-Marston, E., Ke, V., Huang, G., & Ponte, J. (1980). Comparison of methods to determine starch gelatinization in bakery foods. Cereal Chemistry, 57, 242-248.
Vega-Lopez, S., Ausman, L. M., Griffith, J. L., & Lichtenstein, A. H. (2007). Interindividual variability and intra-individual reproducibility of glycemic index values for commercial white bread. Diabetes Care, 30, 1412-1417.
Vellas, B., Balas, D., Moreau, J., Bouisson, M., Senegas-Balas, F., Guidet, M., et al. (1988). Exocrine pancreatic secretion in the elderly. International Journal of Pancreatology, 3, 497-502.
Vernon-Carter, E. J., Alvarez-Ramirez, J., Meraz, M., Bello-Perez, L. A., & Garcia-Diaz, S. (2020). Canola oil/candelilla wax oleogel improves texture, retards staling and reduces in vitro starch digestibility of maize tortillas. Journal of the Science of Food and Agriculture, 100, 1238-1245.
Versantvoort, C. H., Oomen, A. G., Van de Kamp, E., Rompelberg, C. J., & Sips, A. J. (2005). Applicability of an in vitro digestion model in assessing the bioaccessibility of mycotoxins from food. Food and Chemical Toxicology, 43, 31-40.
Versantvoort, C. H. M., & Rompelberg, C. (2004). Development and applicability of an in vitro digestion model. In Assessing the bioaccessibility of contaminants from food.
Walther, B., Lett, A. M., Bordoni, A., Tomas-Cobos, L., Nieto, J. A., Dupont, D., et al. (2019). GutSelf: Interindividual variability in the processing of dietary compounds by the human gastrointestinal tract. Molecular Nutrition & Food Research, 63, Article e1900677.
Wang, T. L., Bogracheva, T. Y., & Hedley, C. L. (1998). Starch: As simple as A, B, C? Journal of Experimental Botany, 49, 481-502.
Wang, S. J., Li, C. L., Copeland, L., Niu, Q., & Wang, S. (2015). Starch retrogradation: A comprehensive review. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 14, 568-585.
Wang, K. L., Li, M., Han, Q. Y., Fu, R., & Ni, Y. Y. (2021). Inhibition of -amylase activity by insoluble and soluble dietary fibers from kiwifruit (Actinidia deliciosa). Food Bioscience, 42, Article 101057.
Wang, M. M., Wichienchot, S., He, X. W., Fu, X., Huang, Q., & Zhang, B. (2019). In vitro colonic fermentation of dietary fibers: Fermentation rate, short-chain fatty acid production and changes in microbiota. Trends in Food Science & Technology, 88, 1-9.
Wang, J., Wu, P., Liu, M., Liao, Z., Wang, Y., Dong, Z., et al. (2019). An advanced near real dynamic in vitro human stomach system to study gastric digestion and emptying of beef stew and cooked rice. Food & Function, 10, 2914-2925.

Williams, C. F., Walton, G. E., Jiang, L., Plummer, S., Garaiova, I., & Gibson, G. R. (2015). Comparative analysis of intestinal tract models. Annual Review of Food Science and Technology, 6, 329-350.
Wolever, T. M. (2016). Personalized nutrition by prediction of glycaemic responses: Fact or fantasy? European Journal of Clinical Nutrition, 70, 411-413.
Woolnough, J. W., Bird, A. R., Monro, J. A., & Brennan, C. S. (2010). The effect of a brief salivary alpha-amylase exposure during chewing on subsequent in vitro starch digestion curve profiles. International Journal of Molecular Sciences, 11, 2780-2790.
Woolnough, J. W., Monro, J. A., Brennan, C. S., & Bird, A. R. (2008). Simulating human carbohydrate digestion: A review of methods and the need for standardisation. International Journal of Food Science and Technology, 43, 2245-2256.
Worning, H., & Mullertz, S. (1966). pH and pancreatic enzymes in the human duodenum during digestion of a standard meal. Scandinavian Journal of Gastroenterology, 1, 268-283.
Xiao, J., Kai, G., Yamamoto, K., & Chen, X. (2013). Advance in dietary polyphenols as alpha-glucosidases inhibitors: A review on structure-activity relationship aspect. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 53, 818-836.
Xiong, W., Devkota, L., Zhang, B., Muir, J., & Dhital, S. (2022). Intact cells: “Nutritional capsules” in plant foods. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 21, 1198-1217.
Yang, Z., Zhang, Y., Wu, Y., & Ouyang, J. (2023). Factors influencing the starch digestibility of starchy foods: A review. Food Chemistry, 406, Article 135009.
Yang, C., Zhong, F., Douglas Goff, H., & Li, Y. (2019). Study on starch-protein interactions and their effects on physicochemical and digestible properties of the blends. Food Chemistry, 280, 51-58.

Yee, J., Roman, L., Pico, J., Aguirre-Cruz, A., Bello-Perez, L. A., Bertoft, E., et al. (2021). The molecular structure of starch from different Musa genotypes: Higher branching density of amylose chains seems to promote enzyme-resistant structures. Food Hydrocolloids, 112, Article 106351.
Zeevi, D., Korem, T., Zmora, N., Israeli, D., Rothschild, D., Weinberger, A., et al. (2015). Personalized nutrition by prediction of glycemic responses. Cell, 163, 1079-1094.
Zheng, J., Huang, S., Zhao, R., Wang, N., Kan, J., & Zhang, F. (2021). Effect of four viscous soluble dietary fibers on the physicochemical, structural properties, and in vitro digestibility of rice starch: A comparison study. Food Chemistry, 362, Article 130181.

Zheng, M. Z., Xiao, Y., Yang, S., Liu, M. H., Feng, L., Ren, Y. H., et al. (2020). Effect of adding zein, soy protein isolate and whey protein isolate on the physicochemical and digestion of proso millet starch. International Journal of Food Science and Technology, 55, 776-784.
Zhong, F., Li, Y., Noe, K. M., Wei, L., Chen, M., & Nsor-Atindana, J. (2018). Implications of static in vitro digestion of starch in the presence of dietary fiber. Frontiers of Agricultural Science and Engineering, 5, 340-350.
Zhu, Y., Hsu, W. H., & Hollis, J. H. (2014). Increased number of chews during a fixedamount meal suppresses postprandial appetite and modulates glycemic response in older males. Physiology & Behavior, 133, 136-140.
Zhu, Y., Wen, P., Wang, P., Li, Y., Tong, Y., Ren, F., et al. (2022). Influence of native cellulose, microcrystalline cellulose and soluble cellodextrin on inhibition of starch digestibility. International Journal of Biological Macromolecules, 219, 491-499.

Daniela Freitas, Athina Lazaridou, Dorine Duijsens, Kali Kotsiou, Kendall R Corbin, et al.. Starch digestion: A comprehensive update on the underlying modulation mechanisms and its in vitro assessment methodologies. Trends in Food Science and Technology, 2025, 159, pp. 104969. 10.1016/j.tifs.2025.104969 . hal-04998681

Submitted on 20 Mar 2025

HAL is a multi-disciplinary open access archive for the deposit and dissemination of scientific research documents, whether they are published or not. The documents may come from teaching and research institutions in France or abroad, or from public or private research centers.

L’archive ouverte pluridisciplinaire HAL, est destinée au dépôt et à la diffusion de documents scientifiques de niveau recherche, publiés ou non, émanant des établissements d’enseignement et de recherche français ou étrangers, des laboratoires publics ou privés.

-amylase
Glycaemic response
Dietary fibre
Microbiota
Food structure
INFOGEST

Starch is the predominant carbohydrate in human diets, supplying of the total energy intake in the form of glucose (Stylianopoulos, 2012). Depending on its digestibility, ingested starch can exert vastly different effects on postprandial glycaemia (Lehmann & Robin, 2007), hormone responses (Edwards, Grundy, et al., 2015), and the gut microbiome (Deehan et al., 2020), with longer-term implications for gut and metabolic health, appetite, and body weight regulation (Bojarczuk et al., 2022; Keenan et al., 2015; Kong et al., 2022). Thus, the impact of starch on human health is directly influenced by its digestive breakdown.

Starch digestion is now known to be affected by a variety of intrinsic and extrinsic factors, which can be targeted to develop healthier food. These factors include food structure and composition (Qadir & Wani, 2022), and are overlaid with physiological differences in digestive function (gastrointestinal physiology, enzyme activity and gut microbiome). While human studies enable the digestive profiles and metabolic consequences of starchy foods to be studied, this is often practically, ethically, and/or financially challenging ( Li et al., 2020). In vitro methods are simpler, more economical, and reproducible alternatives, and are therefore well-suited to high-throughput screening of foods. Furthermore, in vitro studies enable experimental conditions to be tightly controlled and are therefore useful for mechanistic studies that complement in vivo and in silico approaches (Le Feunteun et al., 2021).

Significance and Scope of the Review – Recent reviews in the field of starch digestion have covered various aspects of this process separately. Some studies covered specific factors related to food products, particularly the composition and/or structural features at multiple scales (Chen et al., 2025; Chi et al., 2021; Chi et al., 2022; Ma et al., 2024; Yang et al., 2023). Other studies focused on the digestive process (Li, Hu, et al., 2023) or in vitro digestion and fermentation models (Ji et al., 2022). However there is a significant gap in the literature regarding the integrated discussion of these factors and their interconnections. Our review addresses this gap by providing a comprehensive updated account of the processes that govern starch digestion through each region of the digestive tract, including their impact on physiological responses and key sources of interindividual variability, never approached in earlier works. We integrate discussions on food structure and composition, their impact on starch digestion and for the first time, physiological responses and key sources of interindividual variability. This integrated approach is novel and sets our review apart from previous studies that have treated these aspects in isolation. This review goes beyond the current works and highlights key priorities for the future establishment and development of in vitro digestion protocols to measure starch digestion. Furthermore, our review includes a critical appraisal of the in vitro methodologies employed to study starch digestion, providing recommendations adapted to the research questions to be solved. This critical evaluation and the provision of future research directions are unique contributions that enhance the novelty and value of our review. This work is the result of an international cooperative effort of some members of the INFOGEST international research network (“Improving health properties of food by sharing our knowledge on the digestive process”).

Starch is the major long-term energy storage in amyloplasts of seeds, storage roots and tubers as well as of some other plant tissues, such as the mesocarp of some fruits. It is not surprising, then, that dietary sources of starch are incredibly diverse and vary greatly in composition and structure. Cereal grains and pseudo-cereals (e.g., wheat, rice, corn, sorghum, millets, quinoa, amaranth, buckwheat), tubers (e.g., potato, yam), pulses (e.g., chickpeas, peas, beans and lentils), some fruits (e.g., banana, plantain, jackfruit, breadfruit and mangoes), some roots (e.g., arrowroot, cassava) and some stems (e.g., sago, arrowroot, bamboo) are dominant sources of starch worldwide (Holland et al., 2020). Starch is a
major nutritional component and building block of many different processed food products including bread, biscuits, cooked rice, canned pulses, pasta, breakfast cereals, and snacks, but may also be ingested raw (e.g., starchy fruits).

At a molecular level, starch is exclusively composed of glucose residues, assembled into two structurally different polymers, amylose and amylopectin. In amylose, most glucose residues are linked through glycosidic bonds, forming an essentially linear structure. Amylopectin is a much larger polymer whose glucose residues are linked through and glycosidic bonds, which respectively create linear segments and branch points in the macromolecule. The chain length distribution, degree of branching and blockiness (i.e., branching pattern) and molecular weight/size, of both amylose and amylopectin vary greatly between and within species (Martinez, Li, et al., 2018; Roman et al., 2020). Amylose and amylopectin are synthesised as tightly packed, semicrystalline and water-insoluble aggregates termed starch granules. These granules vary in size, shape, crystallinity, surface porosity, amylose to amylopectin ratio, and presence of trace amounts of other components such as proteins and lipids, depending on their botanical origin (Buleon et al., 1998; Wang et al., 1998).

Within a plant, most dietary starch granules are formed in amyloplasts and hence are inherently confined within the native barriers of the plant cell, such as the plant cell wall, a highly hydrated composite consisting of non-oriented cellulose microfibrils interlocked by hemicelluloses or pectin (depending on the species). Plant cell walls are typically classified as Type I, ubiquitous in vegetables and fruits and consisting of cellulose, pectin and xyloglucan, or Type II, predominantly exist in cereals and consisting of cellulose, arabinoxylan, and mixed linkage (1,3)(1,4)- -glucan (Johnson et al., 2018). Although some starch is ingested raw, starch is usually consumed after processing, which alters the original semi-crystalline structure and natural physical barriers. Furthermore, in a food product, starch and/or starch-rich ingredients (e. g., flour, whole grains) are often combined with other food ingredients and processed to form a more complex food matrix, where the starch is interspersed with other food components. Importantly, the structural features and composition of the starch and the surrounding food matrix can have a major impact on its digestibility (this is discussed further in Section 5). This represents an interlocked conundrum affecting the digestive breakdown of starch -glucan chains and is therefore an important consideration in such investigation.

Starch digestion is a dynamic and complex process involving the concerted action of different enzymes throughout the gastrointestinal tract. An overview of the main digestive steps and enzymes involved is presented in Fig. 1. A detailed explanation of each stage of the digestion process and a brief summary of key aspects of the fermentation of undigested starch in the large intestine is presented below. Various methods have been used to determine amylase activity, making comparisons between different studies a difficult task. For the sake of consistency, and to enable comparisons between oral and intestinal amylase concentrations, one unit is defined as the amount of enzyme that releases 1 mg of maltose monohydrate from starch over 3 min as determined at , using the protocol described by Dahlqvist (1962).

In the mouth, the food is physically disrupted by mastication (‘chewing’), with larger particles reduced into smaller particles that mix with saliva to form a swallowable bolus. Saliva is a complex mixture consisting of approximately water that contains several electrolytes (including bicarbonate), proteins (including enzymes, immunoglobulins, glycoproteins and albumin), as well as mucins, glucose, urea and ammonia (de Almeida Pdel, Gregio, Machado, de Lima, & Azevedo,
2008) and plays a role in lubrication and biochemical digestion of starch. It is secreted at a rate of under stimulated conditions (de Almeida Pdel et al., 2008). Salivary -amylase ( D-glucan-glucanohydrolase, EC 3.2.1.1) is the main enzyme present in saliva. In adults average activities range between 150 and 200 units per mL of saliva (Rossiter et al., 1974). It specifically cleaves glycosidic bonds in the linear segments of starch molecules to produce mainly maltose, maltotriose and -limit dextrins. The enzymatic hydrolysis of starch is thus initiated from the very beginning of digestion, during mastication (‘chewing’). Among the aspects that are critical to this enzymatic digestion process, the chewing times, levels of salivary impregnation and changes to size and food structure can be highlighted. All of these are greatly influenced by food properties.

The duration of mastication varies between food types, with the time needed to form a bite of food into a bolus reported in the literature varying between 7 s for instant mashed potatoes and 59 s for boiled potatoes. Other starch-rich foods such as bread, breakfast cereal, toast, pasta and rice have been reported to fall within this range (Aguayo-Mendoza et al., 2019; Forde et al., 2013; Gaviao et al., 2004; Hoebler et al., 2000; Loret et al., 2011; Moongngarm et al., 2012). The levels of salivary impregnation for these foods can differ by more than 10 -fold. Pasta is often in the lower end of the spectrum (between 0.03 and 0.07 grams of saliva per gram of food in the final bolus), whereas lower moisture foods such as wheat bread and toast are usually at the higher end (with around 0.2 and 1.07 grams of saliva per gram of food in the final bolus, respectively) (Gaviao et al., 2004; Hoebler et al., 2000). Despite the fact that food exposure to oral processing conditions is brief and generally lasts less than 1 min , the extent of starch hydrolysis during the oral stage can be substantial for some foods. For bread and pasta, for example, starch hydrolysis during oral digestion can represent up to 15 % of the total starch (Freitas et al., 2018; Woolnough et al., 2010). In contrast, for foods where starch is encapsulated by cell walls, like whole cooked chickpeas or lentils, the contribution of salivary -amylase to starch degradation during the oral phase was minimal (Duijsens, Verkempinck, et al., 2024; Edwards et al., 2021).

Each food bolus formed during mastication is passed down the oesophagus into the stomach. In the fasted state, gastric pH varies between 1 and 2. However, as the food arrives in the stomach, the pH of gastric contents increases to levels close to the pH of the food(s) consumed, typically between 4.5 and 6.7 (Dressman et al., 1990; Gardner et al., 2002; Malagelada et al., 1979). As digestion progresses, gastric juice (containing hydrochloric acid, lipase, pepsinogen and salts) is secreted, inducing a gradual acidification of the gastric content. Although no additional amylase is secreted in the stomach, salivary -amylase associated with the bolus can retain some activity depending on the pH : the amylolytic activity of saliva is optimal in the range pH 6-7, decreases slowly with decreasing pH , and is irreversibly lost at around pH 3 (Bernfeld et al., 1948; Freitas et al., 2018). Considering that an average gastric pH of 3 is typically reached 1 h after meal intake (Dressman et al., 1990; Malagelada et al., 1979), salivary -amylase continues starch hydrolysis within the stomach long after food intake. Additionally, it is important to note that gastric contents are heterogeneous and there can be areas where local conditions (e.g., pH , bolus integrity) are conducive to preserving amylase activity for longer. Different levels of intra-gastric pH variations, particularly between the proximal and distal regions, have been observed for meals with different macronutrient profiles. For a high fat meal (fat supplying approximately of the total calories), for example, areas with pH close to 4 persisted for up to 150 min after ingestion (Simonian et al., 2005). The level of de-structuration of food boluses in the stomach is another factor to consider. Bolus formation is aided by the increased viscosity generated from the starchy food mixing with saliva, so degradation in the stomach varies depending on the structure formed in the mouth. Some starch-rich foods such as bread can form boluses that retain their shape for up to 2.5 h , thereby possibly conferring longer protection to internal amylase from acid inactivation (Freitas, Boue, et al., 2022). In contrast, a meal of chickpea cells does not form a viscous bolus, and showed limited digestion in the oral and gastric phase, presumably due to the

inaccessibility and resistance of encapsulated starch to salivary -amylase (Edwards et al., 2021).

Although several in vivo studies from the early 20th century found that a considerable proportion of starch can be hydrolysed before reaching the small intestine (Davenport, 1992), the exact contribution of the gastric phase to starch digestion has remained largely unexplored up to recently. This idea was brought back into light by semi-dynamic digestion studies in vitro reporting that salivary -amylase can hydrolyse up to of bread starch and of pasta starch at the gastric stage (Freitas et al., 2018; Freitas & Le Feunteun, 2019b). Since then, a number of in vitro and in vivo (animal) studies have confirmed the significant contribution of enzymatic starch hydrolysis during the gastric phase for a variety of starchy foods (Duijsens, Verkempinck, et al., 2024; Freitas et al., 2023; Freitas, Souchon, & Le Feunteun, 2022; Martens et al., 2020; Nadia, Bronlund, et al., 2022; Nadia et al., 2022). If the predominant factor explaining these results is the delay before the gastric pH becomes low enough to inactivate salivary -amylase, then starch digestion within the stomach can also be influenced by mechanical and chemical actions. The mixing of the gastric content performed by the movements of the stomach walls can impact enzyme accessibility to the substrate, for example. It has even been suggested that, in the absence of micro- and macro-structural barriers in the food matrix, acid hydrolysis of starch could take place and enhance the starch hydrolysis initiated by salivary -amylase (Nadia, Bronlund, et al., 2022).

Gastric mixing is a slow process dependent on physiological factors (such as gastric secretions, motility and emptying) as well as meal properties (e.g., buffering capacity, physical properties and rate of breakdown), which is achieved by different types of contractions in the proximal and distal regions of the stomach as reviewed elsewhere (Bornhorst, 2017). These contractions act to physically breakdown food by generating forces of up to 0.65 N (Marciani et al., 2001). The effects of mixing on the local biochemical environments of food in the stomach are determinant for acid hydrolysis and enzyme reactions as well as pH-mediated enzyme activity (Bornhorst, 2017) which is particularly relevant for starch digestion.

Gastric emptying is a continuous process that can start during ingestion. The first emptying episode can occur as early as around 7 min after a meal is started (Minderhoud et al., 2004), with liquids emptying earlier than solids. The extent of starch digestion and of disruption of the food matrix as the chyme enters the duodenum may affect subsequent digestive processes as well. It is well established that gastric emptying rates of carbohydrates and sugars are important determinants of postprandial glycaemia. Fast emptying of available carbohydrates, in particular, may cause postprandial hyperglycaemia and is recognized as a major factor in the pathogenesis and management of diabetes mellitus (Goyal et al., 2019). Gastric emptying is regulated by the physical and chemical nature of food, through complex neuro-hormonal control mechanisms. The process is highly dependent on the physical properties of the food (e.g., particle size), meal volume, osmolality, chemical composition and caloric density. It has been estimated that the stomach empties, on average, and gastric emptying usually lasts between 2 and 3 h (Goyal et al., 2019). However, this is likely to vary considerably depending on meal size and types as well as individual factors.

The small intestine is the main site of nutrient absorption. It has been the focus of most starch digestion studies due to its longer retention time compared to the mouth and the stomach (Mikolajczyk et al., 2015; C. H. M. Versantvoort & Rompelberg, 2004) and the direct contribution of luminal and brush-border enzymes to the breakdown of starch to the monomeric unit, glucose (Martinez, 2021). As opposed to what occurs in the mouth and the stomach, the contribution of small intestinal motility to the physical breakdown of solid food particles is limited (Nadia et al.,
2021). Starch digestion within the duodenum is thus regulated mostly by factors affecting the activity and substrate access/binding of amylolytic enzymes.

In the fasted state, the pH in the duodenum ranges from 5.8 to 6.5 (Dressman et al., 1990). As gastric contents are emptied into the duodenum, they are mixed with bile and pancreatic juice. Bile is an aqueous solution composed predominantly of bile salts (in addition to various other components such as phospholipids, cholesterol and conjugated bilirubin electrolytes). Bile salts are also the most significant constituent of bile in the context of digestion, particularly lipid digestion, with a basal output ranging between 10 and increasing three to six fold with meal ingestion, as reviewed by Keller & Layer (Keller & Layer, 2005). Pancreatic juice contains enzymes, including pancreatic -amylase ( -(1,4) D-glucan-glucanohydrolase, EC 3.2.1.1), and bicarbonate. In the postprandial state, the duodenal pH fluctuates due to the periodic emptying of (acidic) chyme from the stomach followed by neutralization with pancreatic bicarbonate (Dressman et al., 1990). Overall, after a meal, duodenal pH has been found to vary between 4.2 and 6.7 (Dedlovskaya, 1968; Dressman et al., 1990) creating a favourable environment for enzymatic amylolysis. In the fed state, pancreatic enzymes (including -amylase) are continuously secreted into the duodenum surging quickly after eating and peaking within the initial hour or even just after meal ingestion. After reaching this peak, the secretion of pancreatic -amylase gradually decreases to a more consistent rate, albeit at lower levels. This stable secretion continues for around after eating, but the degree and duration can vary based on the meal’s size and composition (Keller & Layer, 2005). Average activity levels of pancreatic -amylase in duodenal contents are around 150 , however significant interindividual variations have been reported (from 40 to , with the same meal) (Dahlqvist, 1962; Worning & Mullertz, 1966). In addition to pancreatic -amylase, there is some evidence that salivary -amylase can also be present in the small intestine in its active form, and hence contribute to the intestinal amylolysis process. According to the literature, about of the total amylolytic activity measured in the small intestine over a 3 h postprandial period could, indeed, be attributed to salivary -amylase (Fried et al., 1987). Both amylases hydrolyse the linked straight-chain regions of starch to liberate oligomers with glucose residues (mainly maltose and maltotriose), as well as larger and highly branched molecules, usually termed -limit dextrins (Quezada-Calvillo et al., 2007). Linear and branched glucose oligomers from amylolysis must be further hydrolysed by four exoglucosidases comprising the sucrase-isomaltase (SI; EC 3.2.1.48 and EC 3.2.1.10) and maltase-glucoamylase (MGAM; EC 3.2.1.20 and EC 3.2.1.3) complexes present in the brush border membrane. All four enzymes have glucosidic activity and one enzyme, isomaltase, has substantial glucosidic activity that cleaves the linkages present in the branch points of -limit dextrins (Gray, 1992; Jones et al., 1983). The resulting glucose monomer units are then absorbed into the portal vein through the protein-membrane transporters sodium-dependent glucose transporter (SGLT1) and the facilitated-transporter glucose transporter (GLUT2) from the polarized epithelial cells (enterocytes). An example of the importance of this enzyme complementarity can be seen in patients with congenital SI deficiency, where full starch digestion will be missing in addition to the well-known sucrose malabsorption (Karnsakul et al., 2002).

Starch digestion continues as it passes from the duodenum through the jejunal and ileal regions of the small intestine. Transit time through the upper-gastrointestinal tract is variable depending on the meal, context and individual factors, but a recent study observed that the first part of the meal reaches the ileum within 1 h of ingestion, with most of the meal reaching the ileum within of ingestion. Compared to other digestive regions, the ileum is relatively poorly understood due to the difficulty in accessing this region in humans. Recently, naso-enteric intubation and novel sampling techniques have enabled new insight into this region of the gut. Remarkably, the ileum has been shown to be
colonised by a complex community of microorganisms (estimated up to bacteria/g) presenting enzymatic machineries required to metabolize starch (and therefore able to hydrolase it) (Shalon et al., 2023). The microbial density in the small intestine increases from around to around bacteria/ g , with microbial density increasing from the duodenum to the terminal ileum (Ruigrok et al., 2023). A review previously highlighted that the reduced motility and pooling in the ileum during an overnight fast allows time for some microbial degradation of the food residue to occur (Maurer, 2015). However, more recently, a new study has demonstrated that the ileal environment changes dramatically from the fasted to fed state, with the arrival of digesta causing a rapid decrease in microbial abundance and fermentation products present (Dagbasi et al., 2024). Thus, the ileum is a highly dynamic region of the gastrointestinal tract which is dominated by non-microbial products of digestion in the postprandial stage, but may also contain microbial metabolites in the fasted stage including overnight. These recent insights contribute to an improved understanding of the potential for nutrients or metabolites within this region to stimulate gut peptides responses involved in regulation of digestion, metabolism and appetite.

The mammalian lower gastrointestinal tract contains a variety of distinct microbial habitats along the small intestine, caecum and large intestine (colon). The microbial diversity and load in the small intestine are rather low compared to the colon, with up to bacteria/g of luminal content (Ohland & Jobin, 2015). Physiological variations along the lengths of the small intestine and colon include chemical and nutrient gradients, as well as compartmentalized host immune activity, all of which are known to influence bacterial community composition (Donaldson et al., 2016). Many gut bacteria are known to degrade starch (El Kaoutari et al., 2013), suggesting that the manipulation of the colonic microbiota could be achieved by introducing and/or modifying the type of starch in the diet (as occurs through other non-starch dietary fibres). Indeed, a recent study on the effect of resistant starch (RS) supplementation in overweight or obese participants over eight weeks ( , RS2), confirmed a change in gut microbiome composition which played a pivotal role in the weight loss facilitated by the intervention (mean body weight decrease of 2.8 kg ) (Li et al., 2024). Previous attempts to estimate the proportion of starch that reaches the colon, based on analyses of human ileal content of participants with ileostomies, provided values ranging from less than in white rice to in baked beans, suggesting that the majority of starch in processed foods is digested by amylase in the upper-gastrointestinal tract (Muir & O’Dea, 1993). Higher proportions of resistant starch have been observed with raw food sources, for example an ileostomy study of green banana flours recovered approximately of -glucans (most of which from starch) reaching the ileum (Faisant et al., 1995). It is important to note that the levels of starch digestion/absorption can be influenced by other factors. Investigations of the effect of transit time and carbohydrate load indicate a direct relationship between starch output and the quantity ingested as well as small intestinal transit times (Chapman et al., 1985). However, a limitation of ileostomy studies is that the gut microbiome and the physiology are not fully representative of the intact human gastrointestinal tract in healthy humans. Naso-enteric intubation studies in healthy human participants can provide further insight, but their invasive and specialised nature means that very few foods have been studied in this way. Currently, it remains challenging to accurately determine the amount of resistant starch that is truly available to the lower gut microbiome.

Although microbial fermentation of starch begins in the ileum, the main site of fermentation is thought to be the ascending colon, where the arrival of starch triggers a cascading web of metabolic interactions (Dobranowski & Stintzi, 2021). The ability of the gut microbiota to ferment starch in the colon depends on several factors, including the
amount and type of starch consumed, the composition of the gut microbiota, and the transit time of the digesta in the colon ( Li , Hu, et al., 2023). Colonic bacteria initiate their metabolic process by adhering to the starch substrate, subsequently hydrolysing it into oligomeric compounds. These oligomers traverse into the periplasmic space of the bacterial cell, undergoing enzymatic degradation into glucose, which is then assimilated into the cell for metabolic utilization. The ability of colonic bacteria to bind to starch, and access their distinct e.g., crystalline structures, represent necessary specialised adaptations needed to competitively access and utilize the molecular structures of starch (Deehan et al., 2020). This broad and differentiating mechanism for starch utilization has been for long reported to be present in Gram (-) bacteria, particularly in the Bacteroidetes phylum (Martens et al., 2009). However, the development of next-generation sequencing techniques, especially 16S rRNA-based approaches, have pointed out that changes in microbiota composition are not limited to increases in probiotics such as Bifidobacterium and Lactobacillus species. Anaerobic Clostridium, including Ruminococcus, Eubacterium, Roseburia, Faecalibacterium and Coprococcus, can also ferment starch (Wang, Wichienchot, et al., 2019), with marked differences in their ability to bind and access it. For example, Eubacterium rectale is unable to bind crosslinked tapioca starch, while Eubacterium rectale and Ruminococcus bromii have limited ability to grow on the substrate. Other bacteria, however, have shown good adherence and utilization of crosslinked tapioca starch, for example Bifidobacterium adolescentis and Parabacteroides distasonis (Deehan et al., 2020).

Depending on how starch is digested in the gastrointestinal tract, it can evoke contrasting effects on postprandial metabolism and the gut microbiome. Notably, the amount and rate of release and absorption of glucose from starch during digestion impacts directly on blood glucose concentrations (Priebe et al., 2018), which are implicated in various cardiometabolic diseases. Comparisons between postprandial glycaemic response studies in humans and in vitro digestion studies have clearly shown that the same amount of starch within different food matrices can elicit vastly different glycaemic responses, depending on its estimated digestibility in the upper-gastrointestinal tract (Edwards et al., 2019; Freitas, Souchon, & Le Feunteun, 2022; Goñi et al., 1997; Jenkins, Ghafari, et al., 1982; Jenkins et al., 1982; Monro & Mishra, 2022). When undigested starch is instead fermented by the lower gut microbiome, short chain fatty acids (SCFAs) such as acetate, propionate and butyrate, are the main metabolites generated, which are thought to have several functions in gut health, including activation of specific immune and adipose receptors, provision of energy for colonocytes, and lowering the colonic pH (Bojarczuk et al., 2022; DeMartino & Cockburn, 2020; Ribeiro et al., 2022). As the fermentation of starch into short chain fatty acids yields less energy ( ) than its digestion into glucose ( ), the region and mechanism by which starch is digested has major implications for its caloric value (Liversey, 1994), which has in turn prompted further discussion about the classification of resistant starch as dietary fibre for food labelling, as reviewed by Nugent (2005).

More broadly, glucose and/or SCFAs products of starch digestion may also act as signalling molecules by binding to receptors of enteroendocrine cells. A number of candidate glucose-sensing and lipidsending mechanisms have been described, including metabolismdependent closure of ATP-sensitive potassium (KATP) channels, sweet taste receptor activation, transport through sodium-coupled glucose transporters (SGLTs), and sensing of G-protein-coupled receptors (GPCRs) (Gribble & Reimann, 2016). Therefore, starch digestion and fermentation products have the potential to trigger the release of gut hormones such as glucose-dependent insulinotropic peptide (GIP), peptide YY (PYY) and glucagon-like peptide-1 (GLP-1). These hormones are involved in the regulation of digestion (through effects on motility
and enzyme secretions, including the ‘ileal break’), appetite, and metabolism (Baggio & Drucker, 2007; Maljaars et al., 2008; Schwartz et al., 2000). The positive repercussions of influencing the secretion of these hormones, particularly in terms of the activation of the ileal break and the modulation of postprandial glucose responses to subsequent meals has been reviewed elsewhere (Kong et al., 2022).

Differences in starch digestibility and physiological responses are highly relevant when considering the health effects of starch-rich foods. Diets with a higher overall glycaemic index (e.g., mediated by highly digestible starch-rich foods) appear to be associated with a higher risk of stroke and type-2-diabetes incidence (Bhupathiraju et al., 2014; Livesey et al., 2019), coronary heart disease in women (Dong et al., 2012; Mirrahimi et al., 2012), breast cancer (Mullie et al., 2016) and obesity-related complications (Schwingshackl & Hoffmann, 2013). Low glycaemic sources of starch, on the other hand, are encountered in healthier diets. This is often reflected in dietary guidance, where complex/slowly digested sources of carbohydrate are favoured. Furthermore, there is an approved EFSA health claim on the beneficial effect of consuming cereal products high in slowly digestible starch compared to cereal products low in this type of starch (EFSA, 2011). It should also be noted that even when slowly digestible starch sources do not necessarily produce a lower glycaemic response, if they successfully reduce the rate of glucose uptake, they could still have beneficial, potentially long-term, benefits. In a study by Eelderink et al. (2012), it was observed that a slower intestinal uptake of glucose from a starchy food can result in lower postprandial insulin and glucose-dependent insulinotropic polypeptide (GIP) concentrations, but not necessarily in lower glycaemic responses because of a slower glucose clearance rate.

The term “resistant starch” (RS), first introduced by Englyst et al. in the early 1980s, describes a fraction of starch that resists breakdown by -amylase both in vitro and in the human small intestine (H. Englyst et al., 1982; Englyst & Cummings, 1985). The introduction of an enzyme assay for measuring nutritionally relevant starch fractions subsequently enabled important distinctions to be made between the physiological and health effects of starch-sources with contrasting digestibility. Since then, many researchers have made connections between RS intakes and outcomes such as gut health, weight loss, increased satiety, improved lipid profiles and management of diabetes with lowered glycaemic response and/or improved insulin sensitivity (Birt et al., 2013; Bojarczuk et al., 2022; DeMartino & Cockburn, 2020; Fuentes-Zaragoza et al., 2010; Guo et al., 2022; Keenan et al., 2015; Ribeiro et al., 2022). However, study findings are inconsistent. For instance, a review of 22 different multiple randomized crossover and intervention studies found no conclusive evidence that RS has statistically significant effects on appetite, hunger, food intake, and satiety biomarkers (Guo et al., 2023). Studies investigating the effects of RS on glucose metabolism also show mixed results (Pugh et al., 2023). Recent reviews suggest that the sub-type of RS may be important. Resistant starch has been classified into five different categories based on its structural characteristics; physically entrapped starch ( ), non-gelatinized native starch granules ( ), retrograded starch ( ), chemically modified starch ( ), and amylose-lipid complex . For instance, there is now some indication that starch that is resistant due to its encapsulation with a food matrix is more effective at lowering glucose, whereas raw starch may be more effective at altering insulin responses (Pugh et al., 2023). Assigning a numerical classification to RS types can present challenges. For example, most amorphous extruded high-amylose starches exhibit enzyme-resistant properties comparable to those observed in native high-amylose starch granules (Htoon et al., 2009; Lopez-Rubio et al., 2007). The resistance in extruded high amylose starch, however, does not arise from the retrogradation of amylose or amylopectin chains ( ), the formation of amylose-lipid complexes , or the preservation of an intact granular structure ( ). Instead, this resistance likely results from the dense packing of amorphous chains, creating a substrate with a polymer density similar to that of granular starch. In light of this, the current RS classification system (RS1
to RS5) may benefit from revision. A more comprehensive framework could consider the kinetic aspects of resistance, focusing ideally on the primary factors driving resistance, specifically the rate-limiting steps of enzyme access and binding to the substrate and the subsequent conversion of substrate to product once bound, as previously suggested (Dhital et al., 2017). In any case, current meta-analyses are based on a limited number of small studies and further investigation is required. Clearly, an improved understanding of the mechanisms by which different starch sources are digested and metabolised is needed to clarify whether the observed physiological effects and health outcomes are due to the presence of resistant starch or the absence of digestible starch.

The interplay between all the intrinsic elements that make up each individual’s unique physiology determines the nature of its interactions with extrinsic factors, with possible repercussions on digestive performance and metabolic responses. Postprandial studies in relatively homogeneous populations where healthy individuals consume starch-rich test meals, report wide variations between- and within-individuals (coefficients of variability up to and , respectively) (Matthan et al., 2016; Vega-Lopez et al., 2007). Further interactions of other differentiating factors will then contribute additional layers of complexity and variability. The relationships between factors such as age and sex on salivary -amylase levels has been investigated in various studies. One of the earliest studies on the effect of age indicated that despite a wide scatter of values, concentrations increased from very low levels at birth to reach adult levels by the age of 6 months (Rossiter et al., 1974). A constant amylase concentration from childhood into adulthood has been confirmed in another study comparing samples of individuals between 5 and 42 years old (Gillard et al., 1978) study. However, conflicting evidence can be found in other studies showing either a decrease (Strahler et al., 2010) or an increase(Kalipatnapu et al., 1983) in amylase concentrations between childhood and adulthood. Investigations of different age groups throughout adulthood seem to converge in showing similar amylolytic activity levels in younger and older adults (Kalipatnapu et al., 1983; Nassar et al., 2014; Strahler et al., 2010). Interestingly however, as well as finding no differences between different age groups ( of saliva), some of these studies have found a decline in specific activity with advancing age (U/mg of protein) (Gillard et al., 1978; Kalipatnapu et al., 1983). The effect of sex on amylase activity levels is not clear either with some research indicating higher concentrations in men (van Stegeren et al., 2008) while others do not observe any significant difference (Gillard et al., 1978; Prodan et al., 2015). It is important to note that the differences across these studies may be due to variations in study design, age groupings, saliva collection protocols and methodological approaches. The impact of age on pancreatic -amylase concentrations has also been investigated with different studies finding evidence of reduced amylase activity or output in older adults compared to younger adults (Dreiling et al., 1985; Firky, 1968; Ishibashi et al., 1991; Vellas et al., 1988). While a thorough review of all the aspects that contribute to this variability is outside the scope of this article, it is noteworthy that variables such as chewing, genetic polymorphisms, and gut microbiota are associated with differences in oral processing, digestion, and intestinal absorption of carbohydrates (Walther et al., 2019).

During oral processing, food can be exposed to a wide range of salivary -amylase activity levels. There is a more than 10 -fold difference between activity levels of individuals in the lower and upper ends of the ranges reported in the literature (Butterworth et al., 2011; Rossiter et al., 1974), with the variation explained by both sampling methodology and inter- and intra-individual variations. An aspect of particular interest is that individual salivary -amylase activity levels increase significantly upon transition from fasted to fed states, and even in the fed state they can be further impacted by satiety levels (Harthoorn, 2008). In addition to salivary -amylase activity, variations
in other elements of the bolus formation process, such as increases in the number of chews (Zhu et al., 2014) and degree of particle size breakdown (Ranawana et al., 2010) have both been linked with higher postprandial blood glucose concentrations. On a mechanistic level, increased particle size reduction in the oral phase would increase the release of starch digestion products by salivary -amylase. The maltose-oligosaccharides are then carried rapidly through the stomach and emptied with the liquid phase into the duodenum. This early arrival of starch-digestion products into the duodenum drives the early postprandial rise in blood glucose.

Another relevant aspect is the copy number of the salivary -amylase gene (AMY1) which encodes salivary -amylase and has been shown to vary from 2 to 15 in a study of 50 individuals, with a proportion of individuals following a high-starch diet with at least six AMY1 copies reported to be nearly two times greater than that for low-starch populations (Perry et al., 2007). The AMY1 copy number has been significantly associated with the production and activity of salivary -amylase (Carpenter et al., 2017; Mandel et al., 2010; Perry et al., 2007). It has been found in an observational study that high AMY1 copy number can significantly increase postprandial glucose concentrations depending on the starch dose (Farrell et al., 2021). In that study, median fasting salivary -amylase activity was more than four times higher in those with high ( copies) vs. those with low ( copies) AMY1 copy number. Interestingly, it should be noted that the underlying mechanisms may extend beyond salivary -amylase levels as it has been reported that while the production of this enzyme is correlated with AMY1 copy number, the majority of interindividual variations comes from other sources (Carpenter et al., 2017) such as circadian rhythms (Nater et al., 2007) and stress (Granger et al., 2007). Copy number variations in AMY1 have been shown to be correlated to the pancreatic -amylase gene (AMY2A), although the former varied to a greater extent than the latter (Carpenter et al., 2015). Another possible source of interindividual variability pertains to the absorption of glucose in the small intestine. By analysing data from over 15,000 individuals, Seidelmann et al. (2018) concluded that specific genetic variants of the sodium glucose cotransporter protein SGLT1 were linked to a lower glycaemic response during a 2-h glucose tolerance test and had lower odds of impaired glucose tolerance and could thereby buffer against diet-induced hyperglycaemia.

Other elements which should be considered include gut microbiome activity and anthropometric factors, both known to influence individual glycaemic responses (Tily et al., 2022). Several large studies support the “proof of concept” that combining genotypic, phenotypic (clinical measures), microbiome, and lifestyle (diet and exercise) factors can be used to generate predictive algorithms for glycaemic response. Zeevi et al. (2015) concluded that personal and microbiome features enable accurate glucose response prediction that is superior to common practice, although others argued that dietary recommendations to improve glycaemic response are just as good (Wolever, 2016). A large-scale high-resolution study on 1002 twins and unrelated healthy adults showed large interindividual variability (as measured by the population coefficient of variation (s.d./mean, %) in postprandial responses of blood glucose (68 %) and insulin (59 %) following identical meals (Berry et al., 2020) Nevertheless, person-specific factors, such as gut microbiome, had lower influence than did meal macronutrients ( and 15 , respectively), with genetic variants having a modest impact on predictions (10%). Although these individualized algorithms support better predictions of glycaemic response, the question whether they can be scalable and affordable remains, since they rely on large amount of information, such as food diaries, continuous glucose monitoring, microbiome composition and metabolome. In this regard, the design of precise food structures to address interindividual variability could be more realistic, emphasizing the importance of food chemists/engineers to precisely target physiological, metabolic, or immune response through the design and/or understanding of food matrices.

Starch digestion is influenced by a range of food structural and compositional factors. Developing an understanding of how these factors modulate starch digestibility, bioaccessibility (release) and bioavailability (absorption) is relevant for the design and interpretation of in vitro digestion experiments. Food structure and composition can also be targeted during food product design to achieve desirable starch digestibility profiles for improved glycaemic control, energy release and/or prebiotic effects.

For foods with the same composition, differences in their structural properties alone can have a significant impact on how starch is digested. Structural features at all length-scales, from the molecular organization of starch to the food macrostructure can influence the digestive breakdown of and enzyme accessibility to the starch substrate with potential repercussions for postprandial glycaemia.

In native (raw) starch, enzymatic adsorption and digestion rates will depend on crystalline polymorphism, granule size, boundary surface area, and presence of non-starchy substances (Dhital et al., 2017). Most starch is not consumed in the native state, and as the starch structure changes during processing, these properties become less relevant when it comes to modulating digestibility of processed foods.

A common way of processing starch-based food includes heating in the presence of water where starch undergoes gelatinization, swelling and even granular disruption if shear stress is present. Gelatinization consists of an order-to-disorder transition with the irreversible loss of molecular organization which in most cases increases enzyme susceptibility considerably compared to the native state. Gelatinization of starch is therefore associated with vast increases in digestibility. Starch gelatinization occurs in hydrated products such as bread (Martinez, Roman, & Gomez, 2018) and cakes (Martinez, Li, et al., 2018), but not in low-moisture products like cookies (Varriano-Marston et al., 1980). Therefore, the moisture-temperature history plays a crucial role in determining the digestion rate and sets the foundation for strategies aimed at slowing starch digestion. It should be noted that the gelatinization of normal starch – without modified biosynthesis or chemical crosslinking – cannot be entirely prevented in some food products. Notably, high-amylose starch demonstrates greater thermal stability than conventional starches. This enhanced stability allows high-amylose starches to better maintain their granular and semicrystalline structures under typical cooking conditions, thereby preserving their resistance to digestion in final food products. Cooling of the gelatinized starch will result in retrogradation, or a reorganization of amylose and amylopectin chains into a more ordered structure (Miles et al., 1985; Wang et al., 2015), which can potentially lead to the recovery of the slow/resistant digestion property of native starch. Starch retrogradation is known to somewhat reduce the digestion rate and extent of gelatinized starch. Structure-digestion relationships have positioned some starches as potential candidates to promote slowly digestible or resistant supramolecular structures, which offers the potential to reverse the hyperglycaemic metabolic outcomes of starch in processed foods (Mario M. Martinez, 2021). On the one hand, gelatinized and retrograded starch structures resulting in slow digestion property are particularly formed from amylopectin molecules possessing: i) high proportions of long chains, that is, higher molar ratio of long to short chains (Martinez, Li, et al., 2018); ii) chains with longer average length (M. M. Martinez, Li, et al., 2018; Roman et al., 2019), and/or; iii) induced lower molecular sizes through processes such as acid-conversion or high shear extrusion (Martinez, Li, et al., 2018; Roman et al., 2019; Roman & Martinez, 2019). A recent study has also suggested that it is the organization of the chains and the subsequent double helical packing, and not simply the unit chain size-distribution and double helix formation, that dictates the slow digestion property of amylopectin (Roman et al., 2020). On the
other hand, amylose self-interactions during retrogradation ( ), results in -amylase resistance in which digestion rate and extension depend on the amylose content (L. Li et al., 2008) and amylose chain-lengths (Gidley & Bulpin, 1989; Yee et al., 2021). However, it appears that amylose content alone is insufficient to explain slow digestible properties of high amylose starches. High amylose starches have lower proportions of amylose short chains and amylopectin with significantly longer chains compared to regular starches (Li, Zhang, et al., 2023; Lin et al., 2016; Martinez, Li, et al., 2018). For instance, sago, potato, banana and pea starches possess longer amylopectin chains that confer their relatively lower digestion (Martinez, Li, et al., 2018; Roman et al., 2020).

These findings highlight the opportunities for breeding and precision processing strategies targeting starch molecular structures with slow/ low digestibility. For instance, a starch branching enzyme II (SBEII) wheat mutant with increased amylose content and larger proportions of long chains resulted in breads with lower susceptibility to in vitro amylolysis (Corrado et al., 2023). Such effects have also been observed in vivo, where attenuated blood glucose levels were present when healthy adults consumed high amylose bread (Belobrajdic et al., 2019) or noodles (Ang et al., 2020). Besides in planta modifications, starch digestibility can also be modulated by using exogenous enzymes. For example, by increasing the branch density of starch using a combination of -amylase and transglucosidase (Ao et al., 2007), or by elongating amylopectin chains using amylosucrase (Kim et al., 2013). In addition to retrogradation-driven RS, amylose can impart enzyme resistance through the higher thermal stability of its native semicrystalline structure (Hoebler et al., 1999; Roman & Martinez, 2019), also known as ‘Granular Resistant Starch’ ( ). Amylose can also form enzyme-resistant inclusion complexes with lipids , which can naturally exist in high amylose starches or be formed upon cooking and baking (Roman & Martinez, 2019).

Overall, starch molecular and granular structures govern the availability of -glucan chains to amylase hydrolysis and can be targeted through processing and/or genetic approaches to modulate its digestion.

Natural barriers in the plant tissue matrix can limit the bioaccessibility of starch during digestive transit. When starch is consumed in its naturally occurring form as part of an edible plant tissue, the starch is encapsulated by primary plant cell walls of the starch-storage tissue. Plant cell walls are complex, supramolecular assemblies consisting mainly of polysaccharides such as cellulose, hemicelluloses and/or pectins which are not digested by mammalian enzymes in the human upper-gastrointestinal tract (Jarvis, 2011). As a result, they play a key role in regulating amylase access to intracellular starch during digestion of food containing whole cells or plant tissues.

Plant cell wall properties of the starch-storage tissues vary between plant species and can change during plant maturation/development, post-harvest storage and with food processing conditions (Khorasaniha et al., 2023), so the likelihood of ingesting starch encapsulated within intact plant cells depends on the botanical source and processing treatment applied.

Numerous studies have shown that primary plant cell walls of cooked legumes can act as physical barriers that slow the ingress of digestive enzymes into the plant cells and thereby delay and/or limit the release of maltooligosaccharides from starch into the intestinal lumen (Xiong et al., 2022). Starch encapsulated within intact cells (an example of Type 1 resistant starch) is therefore considerably less digestible than isolated legume starch or non-cellular legume flours (Xiong et al., 2022). Legume cotyledons also tend to cell-separate after hydrothermal processing, so ingestion of intact plant cells with encapsulated starch is likely when pulse seeds are cooked whole. Human studies have found that a high proportion of legume cells appears to remain intact after mastication (Pallares Pallares et al., 2019), and during upper-gastrointestinal transit
(Noah et al., 1998). The encapsulation of starch by cell walls in legumes is a key reason for the low glycaemic response to whole cooked pulses (Bajka et al., 2023; Petropoulou et al., 2020).

Cereals have different plant cell walls compared to legumes, and the cells in their starch-storage tissues do not readily cell separate (Jarvis et al., 2003). However, cell-encapsulated starch from cereals can be ingested if particles are ingested as a whole, cracked or coarsely milled grains. In particles that are large enough to contain intact plant cells, cell wall that surrounds the starch provide a barrier to digestive enzymes. This effect has been observed in vitro with wheat flour (Tagliasco et al., 2022) and rye bread (Tagliasco et al., 2024), demonstrating that particle size affects starch digestibility. However, when these flours are processed into bread, the effect either vanishes or is significantly reduced, making this strategy less feasible for high-moisture foods. Moreover, depending on the cereal this barrier effect may be less effective when compared with pulses. For instance, durum wheat endosperm walls were found to be thinner and more permeable to digestive enzymes than chickpea cell walls, meaning that only the rate but not the extent of starch digestion was affected (Edwards et al., 2021). Increased hard-to-cook levels due to postharvest aging of legume seeds is also an important factor to consider, since the increased hardness in cooked samples was associated with greater cotyledon cell wall rupture during simulated (in vitro) mastication, with implications for starch digestibility (Gwala et al., 2019). Cell encapsulation of starch during processing has also been shown the limit starch gelatinization and swelling during hydrothermal processing which contributes to the lower digestibility of encapsulated starch (Edwards, Warren, et al., 2015).

Within whole grains, starch-containing plant tissues are further protected by other plant tissues such as pericarp, testa or ‘bran layers’. These fibre-rich tissues are highly resistant to digestion. Grain properties also determine their milling performance, and thereby the properties of the resulting flour. For instance, maize endosperm hardness has been shown to affect the granular and molecular damage of the starch within the resultant flours, meaning that raw flours from hard maize have higher digestibility than raw flours made from the soft endosperm. Once cooked, however, these flours had similar digestibility after cooking (Roman et al., 2017). Thus, plant cell walls and intracellular protein matrices present within some foods can serve as barriers that slow down starch digestion in whole cooked legumes or coarsely milled/cracked or whole grains. Food processing methods that disrupt these naturally resistant native starch structures and/or barriers contribute to increasing starch susceptibility in processed food. However, processing can also result in the formation of new food structures which exhibit reduced starch digestibility. For example, formation of a high density molecular network with low permeability to digestive enzymes, i.e., cooked starch/protein composite matrices (e.g., pasta, rice) consisting of retrograded amylopectin and amylose chain assemblies (compact B-type crystallites).

The natural barriers described above are likely to be present in many minimally processed or wholefoods. Macrostructure and texture of complex food matrices can also prevent access/binding of enzyme to a large fraction of the starch and hence result in foods with lower glycaemic responses (P. M. Burton et al., 2011; Fardet et al., 2006; Le Feunteun et al., 2021). A good example is pasta, which exhibits low enzymatic starch hydrolysis due to its compact and dense macrostructure. A clinical study showed that the consumption of pasta exhibited the lowest postprandial levels of blood glucose compared to a flat bread and a typical bread with a porous macrostructure (Eelderink et al., 2015). Moreover, higher density breads also exhibit lower postprandial glycaemic responses than lower density (more porous) breads (P. Burton & Lightowler, 2006; Eelderink et al., 2015). This inverse relationships between density and glycaemic responses are reflected in in vitro digestibility studies where higher bread density has been associated with
slower starch digestion (Freitas, Souchon, & Le Feunteun, 2022; Gallo et al., 2022; Gkountenoudi-Eskitzi et al., 2023; Lazaridou et al., 2014; Martinez, Roman, & Gomez, 2018). Fardet et al. (2006), who reviewed several studies on cereal products, reached the conclusion that maintenance of the integrity of food structure during digestion could be a more important factor for restricting starch digestion than the degree of starch crystallinity or the presence of dietary fibres in the composite matrix of baked products.

The textural differences, rather than variations in composition, also appear to be the determinant factor for the in vitro starch digestibility of extruded rye products (snack food model), since the latter was positively correlated with the crispiness index and the number of particles in the bolus of the digested food (Alam et al., 2019); i.e., the less dense, less hard and crispier (more fragile) extrudates released more starch granules and thus increased their susceptibility to amylolytic enzymes.

Food macro- and micro-nutrients as well as bioactive compounds might affect the rate of starch hydrolysis, and the subsequent glycaemic response. These components can be present as a structure and constitute physical barriers to starch digestion. Their impact is modulated mainly by physicochemical interactions with either the starch molecules themselves or the key enzymes ( -amylases and -glucosidases) involved in this process.

Starch digestibility is strongly affected by the presence of proteins in the food matrix (Bhattarai et al., 2016; Tang et al., 2019). It has been shown that endogenous proteins in complex raw materials exhibit a stronger inhibitory effect for amylolysis of the co-existing starch component compared to added proteins (Bhattarai et al., 2016; Do et al., 2023), while in some cases the type of protein was also found to differently affect starch digestibility (Zheng et al., 2020). The protein-starch interactions, which restrict starch hydration and swelling and therefore gelatinization and changes in the physical state of starch, are greatly responsible for the observed effects (López-Barón et al., 2017; Moretton et al., 2023). In fact, denatured and/or hydrolysed plant proteins have been found to be even more effective in restricting enzymatic cleavage of the -D-glucans by promoting starch-protein interactions (López-Barón et al., 2017). Specifically, microscopic observations of starch-protein systems after cooking revealed that the proteins interact with starch by being located on the surface and encapsulating the starch granules (X. Chen et al., 2017; Yang et al., 2019) and/or being embedded, due to the cracking and swelling, within the starch matrix forming an extensive polymeric network (Yang et al., 2019), and thereby resulting in limited accessibility of starch molecules to digestive enzymes. Finally, the binding of -amylase by proteins, acting competitively against starch, has been suggested as another potential mechanism for modulation of starch digestion rate (Bhattarai et al., 2016; Chen et al., 2017).

The presence of lipids in the food structure has also been shown to reduce the amount of glucose released during in vitro starch digestion (Tang et al., 2019). In this case, formation of lipid complexes between starch (mainly amylose) and lipid molecules (particularly of mono-acyl type) reduces the amylolysis rates (Vernon-Carter et al., 2020). The development of an oily physical barrier around the starch granules has also been suggested as a possible mechanism contributing to the decreased levels of starch digestibility (Vernon-Carter et al., 2020). In most cases, the type of fatty acids, in terms of saturation or chain length, plays a role in the observed effects. As an example, for long-chain fatty acids (18-carbons), linoleic acid was more effective than stearic acid in decreasing starch hydrolysis in a composite matrix, like instant rice noodles (Chen et al., 2022), whereas the digestion of starch-lipids inclusion complexes has been negatively correlated with the fatty acid chain length (Sun et al., 2021). The latter effects have been linked with the ability of fatty acids to generate more or less compact structures for the self-assembled starch-lipid V-type complexes ( ) (Sun et al.,
2021). Finally, the synergistic effect of protein and lipids in reducing starch digestibility has also been widely reported (Tang et al., 2019), with the effect of lipids in such systems being more significant (He et al., 2022).

Regarding dietary fibre, both soluble and insoluble fibres, have been reported to be effective in restricting in vitro starch digestibility (Brennan et al., 1996; Brennan et al., 2004; Liu et al., 2021; Tang et al., 2019; Zheng et al., 2021). Beyond its role as a natural cell wall barrier described in Section 5a, dietary fibre has also been suggested to bind or absorb -amylase, thereby restricting its activity (Wang et al., 2021). The effect of viscous soluble dietary fibres has also been associated to its interaction with starch chains (Brennan et al., 1996). It has been suggested that non-covalent interactions, such as hydrogen bonds and van der Waals forces, drive a rearrangement of starch chains into more-ordered and compact aggregates, which are more resistant to amylase action (Zheng et al., 2021). However, the ability of soluble dietary fibres to build a three-dimensional hydrated polymeric network is also considered an important contributing factor affecting the rate of enzymatic digestibility along with a reduction of glucose diffusion-absorption rates in the intestinal epithelium (Brennan et al., 2004; Zheng et al., 2021). An important source of insoluble dietary fibre is cellulose, which has long chains that are tightly arranged in a dense crystal structure. In natural cellulose, besides the crystalline structure, there is an amorphous region with loosely arranged chains. Zhu et al. (2022) reported that the crystalline structure of cellulose can reduce starch hydrolysis by inhibiting the activity of the digestive enzymes and therefore influence postprandial hyperglycaemia.

Among the bioactive compounds present in food matrices, phenolic compounds have been known for their ability to significantly reduce the extent of starch digestion by inhibiting key enzymes involved in starch digestion and the subsequent intestinal absorption (Martinez, 2021). For example, flavan-3-ols from fruits, tea and cocoa, and especially those with higher degree of polymerization, and flavonol aglycones (i.e. quercetin, myricetin, and fisetin) have been reported to be strong inhibitors of pancreatic -amylase (Bordenave et al., 2014; Lo Piparo et al., 2008). Inhibitions of mammalian brush border -glucosidases by polyphenols have also been reported (Simsek et al., 2015). Polyphenols were reported to inhibit the trans-epithelial transport of glucose-derived starch, as shown for example in oat-based snacks (M. Li et al., 2017) and banana cakes (Pico et al., 2019). Moreover, they may also exhibit the ability to form inclusion and non-inclusion complexes with starch (non-covalent interactions) that are highly resistant to enzymatic digestion (Giuberti et al., 2020; Xiao et al., 2013). The inhibitory effect of phenolic compounds on starch digestion is found to be dependent on their physicochemical characteristics; for instance, phenolic compounds with more than one hydroxyl group exhibited a stronger inhibitory action against -amylase, whereas glycosylation of the hydroxyl group weakened the inhibition (Bordenave et al., 2014; Xiao et al., 2013). Other than phenolic compounds, food micro components such as vitamins might also regulate starch digestibility. For example, the ability of specific water-soluble vitamins to inhibit -amylase activity has been recently explored, and the kinetic responses revealed allosteric and competitive mechanisms of -amylase inhibition for ascorbic acid and folic acid, respectively (Borah et al., 2019).

Overall, there are a broad range of structural and compositional factors that are known to influence starch digestion progress from starch-rich foods. It is therefore important that these key factors are adequately represented and/or controlled within in in vitro digestion models used to study and predict physiological responses to starch digestion.

The interest in developing in vitro digestion models to simulate the digestion of starch from foods has led to many different approaches and
protocols being suggested, with a handful of them becoming widely used, sometimes standardized, and ready to execute using conventional laboratory equipment (Fig. 2). In some cases, carbohydrates are just one of several nutrients assessed in a general digestion model, while other models focus specifically on the digestion of starch. These models differ in important factors such as whether they are static or dynamic, omitting the oral and/or gastric phase, pH , type and concentration of enzymes, duration, inclusion of electrolytes and bile salts (Fig. 2). As our
knowledge of digestion of starch-rich food has progressed, digestion models have become more advanced. At one end of the spectrum, the simpler enzyme-kinetic approaches provide well-controlled conditions and enable clear conclusions to be drawn about mechanisms, but risk not being physiologically relevant. Insights into time-dependent starch hydrolysis (i.e., amylolysis rates) during in vitro digestion, can only be established when following a kinetic experimental approach (Duijsens et al., 2022). While this can be achieved with static models, their

physiological relevance can be limited. For more in-depth studies, that mimic human digestion more closely, semi-dynamic or, ultimately, fully dynamic approaches, that account for time-dependent changes in the digestive environment, are required. However, these models also tend to be more resource-demanding, and their complexity can present challenges and uncertainty for result interpretation. Ultimately, the choice of which model to follow should depend on the application and the use that will be given to the information obtained from the in vitro digestion (Duijsens et al., 2022).

The first methods to simulate in vitro the digestion of starch were based on analytical techniques used to measure starch and fibre in foods, as reviewed by Woolnough et al. (2008). The first methods for measuring available (Southgate, 1969a) and unavailable (Southgate, 1969b) carbohydrates in foods were proposed in 1969. Later on, to include the starch not accounted for when applying these protocols, Englyst proposed a method (Englyst et al., 1982) where the portion of starch resistant to -amylolysis by amylase and pullulanase was exposed to a more intense hydrolysis with amyloglucosidase, which was later on modified to more closely mimic physiological conditions (Berry, 1986). The protocols subsequently developed focused either on the classification of starch based on digestion rates or in correlations with the GI. Englyst et al. (1992) developed a classification scheme for digestible starch according to the rates of hydrolysis under controlled conditions. The protocol, which was widely adopted, introduced a classification scheme based on a combination of rapidly digestible starch (RDS) and slowly digestible starch (SDS). RDS and SDS were defined as the fraction of total starch hydrolysed after incubation with an excess of pancreatic -amylase and amyloglucosidase at for 20 min and a further 120 min , respectively. The non-hydrolysed residue remaining after 120 min of incubation was regarded as RS. It is important to stress that RDS and SDS are not independent starch entities – these classifications were intended to reflect the rate at which glucose from starch becomes available for absorption in the human small intestine, based on in vivo data available at the time (Englyst et al., 1999). However, there are fundamental problems with the Englyst Classification methodology, including that it fails to control the enzyme-substrate ratio, which is a major determinant of starch amylolysis rate, and also the reliance on few time points which may not be representative of the starch digestion rate. Enzymologists therefore advocate moving away from the ‘Englyst methodology’ used for RSD/SDS classification and instead using more robust amylolysis assays in which kinetic parameters are derived from analyses of the full starch digestibility profile under a controlled enzyme-substrate ratio (Butterworth et al., 2022; Dhital et al., 2017). The study of starch hydrolysis in a simplified (in vitro) system has provided mechanistic insight into hydrolysis patterns. In this straightforward manner, substrate-enzyme interactions can be studied in a stable, simple, and static system. Moreover, the rate of amylolysis, and release of metabolites into the GI tract where they could potentially be absorbed, has been accepted to be highly relevant in the context of physiological responses such as glycaemic index (Edwards et al., 2019; Mackie et al., 2020). Indeed, well-executed amylolysis assays have been successfully used by many authors, and were found to positively correlate with the GI. For instance, Jenkins et al. observed early correlations between postprandial blood glucose response and in vitro starch digestion rates over 2 h using pooled human saliva and post-prandial jejunal juice on 14 foods (Jenkins, Ghafari, et al., 1982). In 1997, Goñi et al. studied the patterns of the kinetics of starch digestion using pepsin and -amylase to hydrolyse digestible starch and a treatment with 2 M KOH to solubilise resistant starch that was incubated with amyloglucosidase to produce glucose. They proposed a single exponential decay equation to describe the starch hydrolysis at different times, the
total concentration digested at the equilibrium, and the kinetic constant in different foods (Goñi et al., 1997). Mathematical modelling of the first order kinetics of starch amylolysis was further used to characterize and quantify starch digestion patterns. For example, the Logarithm of Slope (LOS) method was used to identify and quantify nutritionally important starch fractions by analysing whether amylolysis was a single-phase or two-phase pseudo-first order process with two digestion rates (Edwards et al., 2014). However, it is important to note that, in some cases, starch digestion kinetics deviates from the classical first-order kinetic behaviour and alternative models are better suited (Pallares Pallares et al., 2019). Building on these enzyme-kinetic principles, simple and high-throughput amylolysis assays have since been shown to be useful both for mechanistic understanding and in the estimation and comparison of glycaemic effects of different food products (Duijsens et al., 2022; Edwards et al., 2019; Le Feunteun et al., 2021; Nguyen & Sopade, 2018). Thus, despite its simplicity, a digestion of starch-rich food material with -amylase seems to provide a good indication of the glycaemic response. These single-enzyme amylolysis assays appear to adequately capture differences in early degradation of starch-rich foods by amylase, as occurs in the mouth or duodenum, but are limited in that they do not factor in the potential influence of other digestive processes which determine the extent of starch digestion in the upper-gastrointestinal tract.

In the last 15 years there has been an increasing interest in developing models that simulate the oral gastro-intestinal digestion of carbohydrates in humans. Many different digestion protocols have been proposed, varying in, for example, the use of different types and concentrations of enzymes, electrolytes, pH , temperature, times, mixing conditions, particle size, etc. A significant breakthrough occurred in 2014 when an international consensus was reached by the INFOGEST research network on the first standardised static in vitro digestion method for food (Minekus et al., 2014) which was further revised in 2019 (Brodkorb et al., 2019). The INFOGEST static method set a frame of parameters and conditions to simulate in vitro the bioaccessibility of nutrients, including starch, proteins and lipids, released from the digestion of food in the mouth, stomach and small intestine. It offers a robust platform for mechanistic studies as well as ranking of samples based on their amylolysis kinetics, with the advantage of allowing comparison between research facilities.

The models described so far are static, meaning that the conditions for the in vitro digestion are set at the beginning and there is no transient addition or removal of fluids or products. The dynamic conditions of the human GI tract can be however better simulated using semi-dynamic and dynamic models. The use and application of the (semi-) dynamic models have been reviewed by Li et al. (Li et al., 2020) and, more recently, by Sun et al. (Sun et al., 2022). Examples of semi and dynamic methods are the Dynamic Gastric Model (DGM) that mimics the gastric digestion and gastric residence time before emptying the food into the small intestine (López-Barón et al., 2018; Thuenemann et al., 2015); The Human Gastric Simulator (HGS) (Kong & Singh, 2010); The Gastric Digestion Simulator (GDS) (Kozu et al., 2014); The SHIME® with a simplified gastric and small intestine simulation followed by a colonic simulation (Van de Wiele et al., 2015); the DIDGI system (Ménard et al., 2015, pp. 73-81); the Model of an Infant Digestive Apparatus (M.I.D.A) (Passannanti et al., 2017); the TIM model (M. Minekus et al., 2014) that combines the stomach and the three parts of the small intestine, the duodenum, jejunum, and ileum with a large intestine model; and the standardized semi-dynamic in vitro model based on INFOGEST’s international consensus (Mulet-Cabero et al., 2020). Other recent models are In vitro Mechanical Gastric System (IMGS), a closed system with a similar shape and dimension as a human stomach (Barros et al., 2016), or the Dynamic In Vitro Human Stomach (DHS-IV or DIVHS) (Wang, Wichienchot, et al., 2019).

Examples of other innovative tools for replicating human gastrointestinal functions in vitro are digestion-on-chip and gut-on-chip technologies. Digestion-on-chip systems simulate enzymatic processes of digestion, allowing the study of nutrient breakdown and bioaccessibility

D. Freitas et al.
Trends in Food Science & Technology 159 (2025) 104969

Table 1 (continued)

DIVHS, Dynamic In Vitro Human Stomach; DGM, Dynamic Gastric Model; GDS, Gastric Digestion Simulator; HGS: Human Gastric Simulator; IMGS, In vitro Mechanical Gastric System; MIDA, Model of an Infant Digestive Apparatus; SHIME, Simulator of the Human Intestinal Microbial Ecosystem.
(De Haan et al., 2019). In contrast, gut-on-chip models recreate certain aspects of the intestinal microenvironment such as three-dimensional tissue architecture, epithelial cellular diversity and/or various biochemical and mechanical cues. These systems have been used in studies of intestinal barrier function and inflammatory conditions, as well as microbiota interactions, as previously reviewed (Taavitsainen et al., 2024).

The main advantages and limitations of the different in vitro digestion models discussed here are summarized in Table 1. Under physiological conditions, variables such as meal transit time, digestive fluid and enzyme secretions, and enzyme/substrate ratio influence digestion progress. While in vitro methods are based on vast amounts of in vivo data (e.g., INFOGEST), they cannot possibly capture all these complexities, and therefore always entail some level of simplification of the physiological conditions. Despite their limitations, in vitro digestion methods are especially useful for testing and comparing starch digestion patterns of differently formulated/processed foods and, as a result, steering of rational food (digestion) design (Duijsens et al., 2022). Hence, there is a need to validate the physiological relevance of in vitro digestion protocols for each research question, as previously highlighted within the INFOGEST research network (Egger et al., 2017).

In addition to the type of digestion model used, another aspect worth consideration is the sample analysis method. Recent work has illustrated the potential effect of different analytical methods. Three of the most commonly used methods have been compared: two spectrophotometric methods relying on the quantification of certain functional groups as well as the chromatographic quantification of starch metabolites via HPLC-ELSD. This study, confirmed that all three methods could distinguish at the level of starch digestion rates (and thus kinetics). However, absolute amylolysis levels depended on the applied quantification method and sample-specific metabolite formation patterns (Duijsens, Staes, et al., 2024).

Overall, researchers must weigh-up the suitability of different in vitro protocols in the context of their research questions. In some cases, adapted (or hybrid) approaches allow obtaining specific insights into the reactions occurring during digestion. Depending on the particular research interest, simulation conditions should be selected to be as simple as possible, but as complex as needed (Palchen et al., 2021). While static digestion simulations can provide valuable insight into substrate-enzyme interactions under fixed conditions, more accurate predictions could possibly be made when digestion is simulated under more physiologically relevant, dynamic conditions. Validated methodologies that capture broader aspects of the starch digestive-breakdown are needed to enable causal relationships and mechanisms by which different starch sources influence health to be fully uncovered. By providing mechanistic insights into starch digestion, these protocols can help develop our understanding of how different food matrices, formulations and processing techniques impact starch digestibility. Standardized, time-efficient, and cost-effective protocols enabling consistent results can therefore be useful tools to allow for rapid screening and optimization of food formulations before in vivo testing. This makes them valuable for the food industry in developing functional foods with targeted digestion profiles.

In vitro digestion models are evolving continuously. Priority development areas of particular importance for digestion studies of starchrich food matrices include: improving simulation of the oral phase and intestinal brush-border, ensuring enzyme activity is physiologically representative and standardised, simulating the dynamic nature of gastro-intestinal processing, and integrating digestion models for the upper gastrointestinal lumen with cell absorption models and/or colonic fermentation models. Further to this, the need for methodological adaptations to adequately reflect the digestive conditions of different target population groups should be carefully considered on a case-by
case basis. Finally, there is also a need to evaluate the inter-laboratory reproducibility of digestion protocols focusing on starch digestion and to validate them against in vivo data.

Due to the relatively short time the food resides in the mouth, and the small percentage of starch digested at that point in most foods, some models consider the enzymatic breakdown in the oral phase negligible when analysing the digestion of starch in vitro. This approach is particularly adopted when it is unlikely that the mastication and mechanical breakdown of the food that occurs in the mouth would cause the immediate release of starch “encapsulated” within a food matrix or when the time that the food would remain in the mouth, mixed with salivary -amylase, is insufficient to have an impact in the overall digestion of starch. However, as described in sections 3a and 3b, an important proportion of starch hydrolysis may occur during the oral phase as well as in the gastric phase by salivary -amylase because of the delay before this enzyme is inactivated by the increasing stomach acidity. To investigate the true contribution of the oro-gastric phase to starch digestion, it is thus critical to consider an oral step that generates physiologically representative particle size and bolus structure, followed by a gastric phase that includes a progressive acidification. This has been demonstrated by a series of in vitro works showing that the exact contribution of salivary -amylase to the overall starch hydrolysis can vary from almost 0 up to , depending on the characteristics of the food/meal digested (e.g. structural properties, particle size) as well as the model employed (e.g. pH profile during gastric digestion) (Duijsens, Verkempinck, et al., 2024; Edwards et al., 2021; Freitas, et al., 2018, 2023; Freitas & Le Feunteun, 2019b; Freitas, Souchon, & Le Feunteun, 2022; Nadia et al., 2021).

As discussed in Section 3a, the mastication and the breakdown of food in the mouth is very important but particularly difficult to reproduce in any model due to the big variation in size and consistency of the particles produced by individuals with different foods (Hoebler et al., 1998). In any case, despite the difficulties, it is a critical digestive step and omitting it could result in an underestimation of the true digestive behaviour and glycaemic impact of dietary starch sources. Indeed, it was observed that swallowing food without chewing reduced its glycaemic response in humans, resulting in a comparable effect to that of viscous polysaccharides or ‘slow-release’ carbohydrates (Read et al., 1986). When chewing is not conditioned, factors that reduce salivary -amylase’s activity, such as the co-ingestion of low pH foods, such as vinegar or lemon juice, can also lead to an attenuated glycaemic responses in humans (Brighenti, Castellani, et al., 1995; Freitas, Boue, et al., 2022; Freitas et al., 2021; Freitas & Le Feunteun, 2019a). Moreover, other studies have shown that the size of the particles after oral processing can further influence the extent of the digestion in vitro (Al-Rabadi et al., 2009; Canas et al., 2020; Nadia et al., 2021) as well as the glycaemic response in vivo (Ranawana et al., 2010).

As previously reviewed, extensive efforts have been directed toward the development of artificial mastication systems with varying degrees of complexity (Morell et al., 2014; Peyron & Woda, 2016). However, articulation with subsequent digestive steps is lacking. Instead, the oral phase is most often simulated by grinding the food using different mechanical methods (i.e. grinder, chopper, blender, sieves) and mixing it with human salivary -amylase (Bajka et al., 2023; Brighenti, Pellegrini, et al., 1995; Mishra et al., 2008; Nadia et al., 2021) or with commercialised pooled human saliva (Duijsens, Verkempinck, et al., 2024; Freitas, et al., 2018, 2023). This approach enables the particle size/type to be controlled, characterised and standardised, but is unlikely to represent the full complexity of particle that arise from human mastication. Some studies have also used volunteers to chew and spit the food samples when they felt it had reached the right consistency in the mouth (Camelo-Mendez, Agama-Acevedo, Rosell, de, & Bello-Perez, 2018; Pallares Pallares et al., 2019). Although human mastication overcomes the issue of replicating physiological oral conditions, the downsides are
that the use of human masticated sample may be subject to ethical regulatory approval, and the large interindividual variations can introduce new challenges with regard to standardisation, reproducibility and interpretation. Thus, although there is growing awareness of the importance of the oral phase in digestion of starch-rich foods, there is currently no consensus as to how this step should be mimicked. Therefore further work is needed to develop the best-practice for simulating the oral phase for in vitro digestion experiments.

Another key issue central to starch digestion studies is the selection and control of enzyme activities to represent physiological conditions. The current versions of INFOGEST’s static (Brodkorb et al., 2019) and semi-dynamic (Mulet-Cabero et al., 2020) protocols end at the proximal small intestine (with the replication of luminal digestive conditions in the duodenum). However, as described above, brush border enzymes in the duodenum play an important role as well, and beyond that region, starch digestion may continue into the ileum (and large intestine). A number of reviews have compared the enzymes used in different in vitro models (Alminger et al., 2014; Dona et al., 2010; Kopf-Bolanz et al., 2012; Le Feunteun et al., 2021; Li et al., 2020; Martinez, 2021; Versantvoort et al., 2005; Zhong et al., 2018). The quantity and activities of pancreatic -amylases used differs across various models, although ideally, they should reflect the amounts observed in vivo after the ingestion of a comparable meal. However, these quantities may vary considerably depending on the individuals, their health, age, status as well as the structure and composition of the meal, region, and flow through the gastrointestinal tract during the postprandial period. Adding another layer of complexity, is the fact that different, and sometimes not thoroughly described, methodologies are used to determine amylase activities in human fluids making it impossible to compare different studies. This raises numerous questions such as how to select an appropriate amylase activity for in vitro digestion protocols? To what extent should amylase activity be adjusted as a function of other factors such as meal properties (e.g., volume/mass, composition, particularly the starch content) and/or relative to other enzymes present within the digesta (in order to maintain a fixed ratio between the different digestive enzymes)?

Consideration of enzyme activity applies to oral and duodenal amylase as well as brush-border enzymes. Although starch intestinal digestion by -amylase has been proven to be the rate-limiting factor for overall glycaemic response, starch oligomers and -limit dextrins (from -amylase digestion), and even gelatinized native starch molecules, can be converted into absorbable glucose by the brush border exoglucosidases. Glycaemic response can therefore be affected by this often disregarded mucosal phase of starch digestion (Lim et al., 2021). The physiological resemblance of the entire glucogenesis from starch could become essential in certain matrices or starch products. For example, the digestibility of starch-derived products rich in -linkages different from -(1,4), such as pyrodextrins (Bai & Shi, 2016), or enzymatically modified starches with a much higher relative abundance of (Lee et al., 2013), would depend mostly, and in some cases exclusively, on the unusual -linkage activity of the mammalian brush border exoglucosidase activity (Lee et al., 2016).

The action of the brush border enzymes has been more elusive to replicate due to the lack of commercial enzymes available for standardised work. Some authors have reported the use of brush border membrane vesicles extracted from pigs or intestine powders from rats (Ferreira-Lazarte et al., 2017; Garcia-Campayo et al., 2018; Hernan-dez-Hernandez, 2019; Kondrashina et al., 2020; Le Maux et al., 2013; Sun et al., 2022), the latter either used as is (Pico et al., 2019) or after further extraction of the mucosal enzymes (Bellmann et al., 2018). Rat intestinal powder is commercially available and the hydrolysing activity of human and rat small intestinal disaccharidases has been reported (Oku et al., 2011). Gallego-Lobillo et al. (2021) investigated the potential of incorporating rat small intestinal powder during the intestinal
digestion phase of the INFOGEST 2.0 model to account for mucosal starch digestion. They observed that adding the rat small intestinal powder resulted in a greater extent of starch digestion. However, the standardization of the activity of one of the four brush border exoglucosidases would entail the disharmony of the other three enzymes involved in starch digestion. Standardizing maltase activity (the one with the highest activity) seems the most logical approach, with mean values reported in humans of protein in mucosa and with increasing activities towards the distal small intestine (Auricchio et al., 1963). The physiological matching of enzyme activity would be further challenged by the presence of enterocyte-sensing products, such as starch and starch degradation products, which mobilize and activate brush border enzymes in the epithelial cells (Chegeni et al., 2018; Cheng et al., 2014; Hasek et al., 2020).

Semi-dynamic and dynamic digestion models can more accurately replicate continuous changes in different aspects of digestion such as mixing, inflow of secretions, gastric acidification kinetics, fluctuations in enzyme concentrations, gastric emptying, among others. This is a critical step towards the improvement of the physiological relevance and accuracy of such methods. Indeed, as described above, the dynamic nature of specific digestive processes (e.g., gastric acidification kinetics and emptying rates) can directly affect the outcomes of digestion. Therefore, even though certain static protocols can accurately replicate or predict endpoint measurements observed in vivo, in order to investigate temporal profiles of starch digestion the use of semi-dynamic or dynamic approaches is needed. Another context where such approaches may be required is when investigating the impact of composition (e.g. protein content) or structural components on starch digestion. In such studies it is essential to correctly reproduce the physiological order of hydrolyses and breakdown processes. This can be impossible with static approaches that start with gastric hydrolysis of protein by pepsin at acidic pH and omit the oral and/or gastric amylolysis that, in vivo, would have occurred first. An important challenge with more complex protocols however, is that for each dynamic aspect that is being reproduced, there are methodological variations among protocols. Most often, these methods will be able to replicate only part of the dynamic elements of digestion (e.g., gradual flow of gastric secretions but not intestinal secretions), or will replicate some aspects of it more accurately than others (e.g., rotational mixing vs. mimicking gastric walls contraction). As the complexity of the models increases, the better the physiological conditions can be simulated, but the more complicated and expensive the models become. With increased model sophistication, accessibility often decreases and their translational use and comparison with the results obtained from other models also becomes less straightforward. It is therefore essential to understand how the variations in the different dynamic elements influence the outcomes of starch digestion studies and their comparison with in vivo data. Ultimately, to support the implementation of semi-dynamic and dynamic approaches, guidance on critical parametrization factors, including acceptable set-up variations and operating ranges for each dynamic element, should be available. This could be achieved through the evaluation of the performance of existing protocols and, if necessary, adaptation of the conditions to the specificities starch digestion processes.

Another challenge for studies of starch-digestion is the articulation between models replicating luminal digestion within the upper digestive tract and models that replicate other processes that occur within this region (e.g., cell absorption models) and/or models of other gastrointestinal regions (e.g., colonic fermentation models).

Cell absorption is routinely studied using differentiated monolayers of the human colonic epithelial cell line, Caco-2 (Asal et al., 2024; Kondrashina et al., 2024). This is a simple, well established approach which yields consistent results, generally well correlated with in vivo
(human) data (Khorasaniha et al., 2023). To recreate intestinal microenvironments more closely, higher complexity models can be obtained by incorporating different cell types as recently reviewed (Asal et al., 2024). There can be challenges, however, with the exposure of such models to food digesta. The digestive enzymes and bile salts present in the digesta can be harmful to the cells used in these models. Therefore, it is important to be aware of the potential complications and how they can be managed so that this is taken into account when designing a combined digestion and absorption study. For a critical review of different approaches available, the readers are referred to the work of Kondrashina et al. (2024) where the need for a harmonized consensus protocol or framework for in vitro studies focusing on absorption of food components has been highlighted.

To study the relationship between the microbiota and human health, in vitro, ex/in vivo, in silico and animal gut model systems have been used (Williams et al., 2015). In light of the practical challenges of collecting human gastrointestinal samples and the limitations of volunteer studies, considerable efforts have been made to develop in vitro models. In vitro colon models are seeded with human faecal samples or synthetic microbial communities (SynComs) to establish the microbiota of the gastrointestinal tract (van Leeuwen et al., 2023). Using ‘microcosm’ models provides a unique opportunity to probe microbiota changes in a controlled experiment, in real-time and over-time through dynamic monitoring and repeated sampling. While stool offers advantages in terms of accessibility, dietary reflection (facilitating investigation of colonic fermentation responses), and rich microbiome information, its limitations require consideration. However, many of these systems still lack physiological relevance to the human body and exclude epithelial mucosa/human derived cells, physiological shear stress, host immunological interactions, and simulated multi-organ interactions (Costa & Ahluwalia, 2019; Williams et al., 2015). Faecal microbiota can be viewed as the “end product” of the entire gut microbial community. The relative abundance of microbes within faeces more closely resembles the distal colon compared to the proximal colon (Prochazkova et al., 2023). This raises a crucial question: are the absolute numbers of saccharolytic bacterial groups truly similar between the proximal colon and faeces (mirroring the distal colon), or do they only appear to differ in relative abundance due to the enrichment of slow-growing and proteolytic bacteria in the distal region (Isenring et al., 2023; Prochazkova et al., 2023)? Despite these limitations, strategies exist to enhance the in vitro representation of the proximal colon. Careful control of the initial fermentation phase and operating conditions within continuous models can partially rectify discrepancies (Isenring et al., 2023). Alternatively, utilizing artificial human gut microbiota produced through intestinal fermentation technology from a donor inoculum can offer a more accurate representation (Demuth et al., 2021). The required inoculum volume can be substantial depending on the model and experimental design. This necessitates large amounts of starting faecal material, which can be difficult or impossible to collect from a single donor. Consequently, pooling faecal microbiota from multiple donors has been employed to increase the inoculum volume. However, this approach eliminates interindividual variations, creating an “artificial” community with unpredictable competition and taxonomic balance (Isenring et al., 2023). For a detailed review and comparison of intestinal tract models, see Williams et al. (2015). There is currently no consensus on the appropriate selection and operation of human gut microbiota models and several studies have failed to include an upper-gastrointestinal pre-digestion when studying foods or components that are known to be digested and absorbed mainly in the upper digestive tract leading to questions on the validity of the results produced (Isenring et al., 2023). To avoid the risk of deficiencies in study design and result interpretation, there are number of crucial aspects that should be considered in terms of the application, setup and operation as well as data validation and result interpretation (Isenring et al., 2023). A physiologically relevant pre-digestion step is essential to ensure that the in vitro digesta subjected to colonic fermentation (particularly its starch content and
characteristics such as degree of starch hydrolysis and levels of structural breakdown of the food matrix) is comparable to the ileal effluent that would reach the colon in vivo. The models that do attempt to simulate all regions of the gastrointestinal tract, for example the SHIME, are complex, costly, and time-consuming to run, meaning that they cannot be as widely adopted. However, even when such models are not accessible, a complete simulation of the upper digestive tract can be done separately using in vitro digestion protocols such as INFOGEST’s consensus methods (Brodkorb et al., 2019; Menard, et al., 2018, 2023; Mulet-Cabero et al., 2020) which can be followed by protocols specifically designed to be used after in vitro gastrointestinal digestions (Pérez-Burillo et al., 2021).

Another consideration is to what extent the digestion model represents the target population group. Starch digestion research conducted so far has been largely based on the (generally) healthy adult model. Widely used simplified protocols, such as the amylolysis assay proposed by Goñi’s to predict the glycaemic index in vitro (Goñi et al., 1997), have been validated against in vivo data from healthy adults. The most commonly used digestion protocols, e.g., INFOGEST’s static and semi-dynamic models (Brodkorb et al., 2019; Mulet-Cabero et al., 2020) were also based on physiological data from healthy adults. However, the digestive function of specific cohorts may deviate from this. For that reason, digestion models are being adapted to reflect differences in gastrointestinal conditions of different population groups according to, for example, sex (Lajterer et al., 2022) or age, e.g., infants (Menard et al., 2018) and older adults (Menard et al., 2023). Future work should be carried out to compare the performance of such targeted methods in starch digestion studies and evaluate their correlations with in vivo data from the target populations.

Before any in vitro results could be extrapolated towards predictions of the in vivo case, they should be validated by investigating the correlation with in vivo data (Alongi & Anese, 2021; Bohn et al., 2018). In most cases, however, this relation is difficult to find, since in vitro bioaccessibility data (e.g., release of reducing sugars upon amylolysis) and in vivo data (e.g., blood sugar levels) are obtained at different stages of digestion. Nonetheless strong correlations have been found in some cases. The inter-laboratory reproducibility of INFOGEST’s static protocols applied to (dairy) proteins has been previously investigated (Egger et al., 2016). Subsequently, validation studies have been undertaken, with confirmation of the protocol’s suitability to study protein digestibility based on comparisons with endpoints of animal (Egger et al., 2017) and human (Sousa et al., 2023) studies. For starch digestion, at present, and as described above, relevance to glycaemic responses has been demonstrated for simpler enzyme-kinetic approaches (Bellmann et al., 2018; Edwards, et al., 2014, 2019; Goñi et al., 1997; Jenkins et al., 1982). Similarly, digestion profiles of different starch-rich foods, obtained with adapted versions of INFOGEST’s semi-dynamic protocol to different models (INRAE’s DiDGI and a commercially available auto-titrator) have also shown good agreement with glycaemic responses in vivo (Freitas, et al., 2021, 2023; Freitas & Le Feunteun, 2019a, 2019b; Freitas, Souchon, & Le Feunteun, 2022). However, inter-laboratory comparisons of the performance of INFOGEST’s protocols applied to starch digestion are lacking. More research is warranted to build an evidence base that enables a greater understanding of the relationships between methodological specificities, results, and physiological data. Ultimately, this will enable evidence-informed decision-making when designing digestion studies and guide the interpretation of the physiological implications of in vitro starch digestion profiles.

Starch is a major component of the human diet but in addition to the amounts consumed, the rate of digestion and the degree to which it is digested are equally relevant from nutrition and health standpoints. Starch digestion is relevant for understanding and predicting the effect of starch-rich foods on glycaemic and endocrine responses, as well as its potential to be fermented by the lower gut microbiota. Because in vivo studies are often impossible due to logistical, financial or ethical constraints, in vitro models are frequently preferred. In addition to their simplicity and reproducibility, in vitro models have the additional advantage of enabling a deeper understanding of the mechanisms that characterize the digestive process of starch. In this context, this review has provided an overview of the in vitro methodologies available to simulate starch digestion, and an analysis of their applications, advantages and limitations as well as priority areas for future work. A key finding of this review, is that there is a wide variability in the in vitro protocols used and they do not always reflect physiological reality and sometimes omit elements that are an essential part of starch digestion (e. g., oral processing).

Differences in gastrointestinal conditions within and among individuals, as well as often disregarded physicochemical/microbiological environments that challenge the development and use of standardized in vitro starch digestion models are summarized in Fig. 3A. It is important that in vitro methods are sensitive enough to identify differences in the digestive profiles that, although potentially more subtle, would still be physiologically meaningful (Fig. 3B).

The enzymatic processes of starch digestion in humans are wellreported, but in vitro methods vary in their approach to simulating enzyme activities. Even though digestion by pancreatic -amylase is often regarded as the most relevant step of starch digestion, starch digestion is a dynamic and complex process accomplished by the combined action of different enzymes throughout all the compartments of the digestive tract. Growing understanding of the complexity of the starch digestion process makes clear that salivary -amylase and brush border enzymes also play a significant role, yet these enzymes are not consistently accounted for in in vitro digestion models. Another key challenge is the simulation of meal transit through gastro-intestinal regions, which each provide different digestive conditions and relate to different physiological effects. For instance, in the upper-small intestine, the arrival of digestion products from salivary -amylase activity into the duodenum, together with further release of duodenal starch digestion products, drives glucose absorption kinetics and is relevant for predicting blood glucose responses. The digestive breakdown of starch in the ileum (end of small intestine), where digestive breakdown of starch transitions from being driven by mammalian to microbial enzymes, is far less understood, and an important knowledge gap with regard to studying the effects on gut hormone responses or microbial metabolite production. Although a high proportion of starch in the human diet is readily digested and absorbed in the upper small intestine, there is interest in the role of resistant starch as a fermentable fibre. The ileal stage is critical to establishing what proportion of starch has the potential to be fermented. Placing starch substrates into colonic models without upper-gastrointestinal pre-digestion and simulated absorption is unlikely to give physiologically relevant data, and there is a clear need for protocols detailing the integration between upper-gastrointestinal and colonic and/or cell-culture models.

Furthermore, the contribution of each digestive stage can be greatly influenced by numerous factors pertaining to characteristics of the individuals (e.g., level of particle size reduction reached during mastication, the amount of saliva incorporated into the food bolus, and the interindividual variability in salivary -amylase activity saliva have all been shown to impact the oral digestibility of starch. It is important to be aware that consensus protocols that standardise digestive conditions enable reproducibility and thereby scientific progress, but will not capture interindividual diversity. The development of new models that
better represent specialised population sub-groups, for example the modification of INFOGEST to better model digestion in ageing and infant groups, provides a solution.

Starch susceptibility to digestive conditions is strongly influenced by the surrounding food matrix and other meal components, which may limit its bioaccessibility. In vitro models must therefore simulate the structural and biochemical breakdown of the food matrix to provide a physiologically representative indication of starch digestion. This requires both understanding of food transformation and breakdown through each physiological region, obtained for example, from human gastro-enteric intubation and/or imaging studies, as well as development of models capable of simulating both mechanical and biochemical actions. All current models have some limitations, but the inadequate and inconsistent simulation of mastication stands out as a major weakness, given its transformative effects on food structure, which is critical to subsequent digestion.

The key priorities for further development of in vitro protocols relevant to starch digestion are as follows.

These future directives must be supported by continued efforts to validate in vitro approaches adapted to starch studies against human study data, to test their inter-laboratory reproducibility, and to develop harmonized standard protocols and recommendations that can improve the value and impact of in vitro starch digestion studies.

Daniela Freitas: Investigation, Writing – original draft, Writing Review & Editing, Project administration. Athina Lazaridou: Investigation, Writing – original draft. Dorine Duijsens: Investigation, Writing original draft. Kali Kotsiou: Investigation, Writing – original draft. Kendall R. Corbin: Investigation, Writing – original draft. Marilisa Alongi: Investigation, Writing – original draft. Natalia Perez-Moral: Investigation, Writing – original draft. Sebnem Simsek: Investigation, Writing – original draft. Sedef Nehir El: Investigation, Writing – original draft. Shannon Gwala: Investigation, Writing – original draft. Sibel Karakaya: Investigation, Writing – original draft. Steven Le Feunteun: Investigation, Writing – original draft. Tara Grauwet: Investigation, Writing – original draft. Mario M. Martinez: Investigation, Writing original draft, Writing – Review & Editing. Cathrina H. Edwards: Investigation, Writing – original draft, Writing – Review & Editing.

Daniela Freitas is funded by Research Ireland (previously Science Foundation Ireland and Irish Research Council) (grant number 21/ PATH-S/9418).

Athina Lazaridou and Kali Kotsiou are funded by the European Regional Development Fund of the European Union and Greek national funds through the Operational Program Competitiveness, Entrepreneurship and Innovation, under the call RESEARCH-CREATE—INNOVATE (project code: T2EDK-00468).

Drs Cathrina Edwards and Natalia Perez-Moral (Quadram Institute

Bioscience, Norwich, UK) are funded by Biotechnology and Biological Sciences Research Council, UK (BBSRC) Institute Strategic Programme grants Food Innovation and Health BB/R012512/1 and its constituent project BBS/E/F/000PR10343; and BBS/E/F/00044427; BB/X011054/ 1 Food Microbiome and Health; and BB/X011003/1 Delivering Sustainable Wheat.

Mario M. Martinez would like to thank financial support from Independent Research Fund Denmark – Danmarks Frie Forskningsfond (Sapere Aude Starting Grant, project number 1051-00046B).

Dorine Duijsens is a fellow funded by Research Foundation Flanders, Belgium (FWO – Grant no. 12A0225N). The authors acknowledge the financial support of the KU Leuven internal fund.

Kendall R. Corbin thanks the Hatch capacity program, Accession no. 7003575, from the United States Department of Agriculture’s National Institute of Food and Agriculture, for support.

The authors declare that they have no known competing financial interests or personal relationships that could have appeared to influence the work reported in this paper.

The Graphical abstract and Figures were created with Biorender. com. The authors of this review are members of the INFOGEST research network “Improving health properties of food by sharing our knowledge on the digestive process”. The authors would like to acknowledge Teagasc (the Irish Agriculture and Food Development Authority) for supporting the publication fees of this article.

No data was used for the research described in the article.

Aguayo-Mendoza, M. G., Ketel, E. C., van der Linden, E., Forde, C. G., PiquerasFiszman, B., & Stieger, M. (2019). Oral processing behavior of drinkable, spoonable and chewable foods is primarily determined by rheological and mechanical food properties. Food Quality and Preference, 71, 87-95.
Al-Rabadi, G. J. S., Gilbert, R. G., & Gidley, M. J. (2009). Effect of particle size on kinetics of starch digestion in milled barley and sorghum grains by porcine alpha-amylase. Journal of Cereal Science, 50, 198-204.
Alam, S. A., Pentikainen, S., Narvainen, J., Katina, K., Poutanen, K., & Sozer, N. (2019). The effect of structure and texture on the breakdown pattern during mastication and impacts on in vitro starch digestibility of high fibre rye extrudates. Food & Function, 10, 1958-1973.
Alminger, M., Aura, A. M., Bohn, T., Dufour, C., El, S. N., Gomes, A., et al. (2014). In vitro models for studying secondary plant metabolite digestion and bioaccessibility. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 13, 413-436.
Alongi, M., & Anese, M. (2021). Re-thinking functional food development through a holistic approach. Journal of Functional Foods, 81.
Ang, K., Bourgy, C., Fenton, H., Regina, A., Newberry, M., Diepeveen, D., et al. (2020). Noodles made from high amylose wheat flour attenuate postprandial glycaemia in healthy adults. Nutrients, 12.
Ao, Z., Simsek, S., Zhang, G., Venkatachalam, M., Reuhs, B. L., & Hamaker, B. R. (2007). Starch with a slow digestion property produced by altering its chain length, branch density, and crystalline structure. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 55, 4540-4547.
Asal, M., Rep, M., Bontkes, H. J., van Vliet, S. J., Mebius, R. E., & Gibbs, S. (2024). Towards full thickness small intestinal models: Incorporation of stromal cells. Tissue Engineering and Regenerative Medicine, 21, 369-377.
Auricchio, S., Rubino, A., Tosi, R., Semenza, G., Landolt, M., Kistler, H., et al. (1963). Disaccharidase activities in human intestinal mucosa. Enzymologia Biologica et Clinica, 74, 193-208.
Baggio, L. L., & Drucker, D. J. (2007). Biology of incretins: GLP-1 and GIP. Gastroenterology, 132, 2131-2157.
Bai, Y., & Shi, Y. C. (2016). Chemical structures in pyrodextrin determined by nuclear magnetic resonance spectroscopy. Carbohydrate Polymers, 151, 426-433.
Bajka, B. H., Pinto, A. M., Perez-Moral, N., Saha, S., Ryden, P., Ahn-Jarvis, J., et al. (2023). Enhanced secretion of satiety-promoting gut hormones in healthy humans after consumption of white bread enriched with cellular chickpea flour: A randomized crossover study. American Journal of Clinical Nutrition, 117, 477-489.

Barros, L., Retamal, C., Torres, H., Zuniga, R. N., & Troncoso, E. (2016). Development of an in vitro mechanical gastric system (IMGS) with realistic peristalsis to assess lipid digestibility. Food Research International, 90, 216-225.
Bellmann, S., Minekus, M., Sanders, P., Bosgra, S., & Havenaar, R. (2018). Human glycemic response curves after intake of carbohydrate foods are accurately predicted by combining in vitro gastrointestinal digestion with in silico kinetic modeling. Clinical Nutrition Experimental, 17, 8-22.
Belobrajdic, D. P., Regina, A., Klingner, B., Zajac, I., Chapron, S., Berbezy, P., et al. (2019). High-amylose wheat lowers the postprandial glycemic response to bread in healthy adults: A randomized controlled crossover trial. The Journal of Nutrition, 149, 1335-1345.
Bernfeld, P., Staub, A., & Fischer, E. H. (1948). [On the amylolytic enzymes XI; properties of crystallized human saliva alpha-amylase]. Helvetica Chimica Acta, 31, 2165-2172.
Berry, C. S. (1986). Resistant starch – formation and measurement of starch that Survives exhaustive digestion with amylolytic enzymes during the determination of dietary fiber. Journal of Cereal Science, 4, 301-314.
Berry, S. E., Valdes, A. M., Drew, D. A., Asnicar, F., Mazidi, M., Wolf, J., et al. (2020). Human postprandial responses to food and potential for precision nutrition. Nature Medicine, 26, 964-973.
Bhattarai, R. R., Dhital, S., & Gidley, M. J. (2016). Interactions among macronutrients in wheat flour determine their enzymic susceptibility. Food Hydrocolloids, 61, 415-425.
Bhupathiraju, S. N., Tobias, D. K., Malik, V. S., Pan, A., Hruby, A., Manson, J. E., et al. (2014). Glycemic index, glycemic load, and risk of type 2 diabetes: Results from 3 large US cohorts and an updated meta-analysis. American Journal of Clinical Nutrition, 100, 218-232.
Birt, D. F., Boylston, T., Hendrich, S., Jane, J. L., Hollis, J., Li, L., et al. (2013). Resistant starch: Promise for improving human health. Advances in Nutrition, 4, 587-601.
Bohn, T., Carriere, F., Day, L., Deglaire, A., Egger, L., Freitas, D., et al. (2018). Correlation between in vitro and in vivo data on food digestion. What can we predict with static in vitro digestion models? Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 58, 2239-2261.
Bojarczuk, A., Khaneghah, A. M., & MarszaLek, K. (2022). Health benefits of resistant starch: A review of the literature. Journal of Functional Foods, 93.
Borah, P. K., Sarkar, A., & Duary, R. K. (2019). Water-soluble vitamins for controlling starch digestion: Conformational scrambling and inhibition mechanism of human pancreatic alpha-amylase by ascorbic acid and folic acid. Food Chemistry, 288, 395-404.
Bordenave, N., Hamaker, B. R., & Ferruzzi, M. G. (2014). Nature and consequences of non-covalent interactions between flavonoids and macronutrients in foods. Food & Function, 5, 18-34.
Bornhorst, G. M. (2017). Gastric mixing during food digestion: Mechanisms and applications. Annual Review of Food Science and Technology, 8, 523-542.
Brennan, C., Blake, D., Ellis, P., & Schofield, J. (1996). Effects of guar galactomannan on wheat bread microstructure and on the in vitro and in vivo digestibility of starch in bread. Journal of Cereal Science, 24, 151-160.
Brennan, C. S., Kuri, V., & Tudorica, C. M. (2004). Inulin-enriched pasta: Effects on textural properties and starch degradation. Food Chemistry, 86, 189-193.
Brighenti, F., Castellani, G., Benini, L., Casiraghi, M. C., Leopardi, E., Crovetti, R., et al. (1995). Effect of neutralized and native vinegar on blood glucose and acetate responses to a mixed meal in healthy subjects. European Journal of Clinical Nutrition, 49, 242-247.
Brighenti, F., Pellegrini, N., Casiraghi, M. C., & Testolin, G. (1995). In-vitro studies to predict physiological-effects of dietary fiber. European Journal of Clinical Nutrition, 49, S81-S88.
Brodkorb, A., Egger, L., Alminger, M., Alvito, P., Assuncao, R., Ballance, S., et al. (2019). INFOGEST static in vitro simulation of gastrointestinal food digestion. Nature Protocols, 14, 991-1014.
Buleon, A., Colonna, P., Planchot, V., & Ball, S. (1998). Starch granules: Structure and biosynthesis. International Journal of Biological Macromolecules, 23, 85-112.
Burton, P., & Lightowler, H. J. (2006). Influence of bread volume on glycaemic response and satiety. British Journal of Nutrition, 96, 877-882.
Burton, P. M., Monro, J. A., Alvarez, L., & Gallagher, E. (2011). Glycemic impact and health: New horizons in white bread formulations. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 51, 965-982.
Butterworth, P. J., Bajka, B. H., Edwards, C. H., Warren, F. J., & Ellis, P. R. (2022). Enzyme kinetic approach for mechanistic insight and predictions of in vivo starch digestibility and the glycaemic index of foods. Trends in Food Science & Technology, 120, 254-264.
Butterworth, P. J., Warren, F. J., & Ellis, P. R. (2011). Human -amylase and starch digestion: An interesting marriage. Starch – Stärke, 63, 395-405.
Camelo-Mendez, G. A., Agama-Acevedo, E., Rosell, C. M., de, J. P.-F. M., & BelloPerez, L. A. (2018). Starch and antioxidant compound release during in vitro gastrointestinal digestion of gluten-free pasta. Food Chemistry, 263, 201-207.
Canas, S., Perez-Moral, N., & Edwards, C. H. (2020). Effect of cooking, 24 h cold storage, microwave reheating, and particle size on in vitro starch digestibility of dry and fresh pasta. Food & Function, 11, 6265-6272.
Carpenter, D., Dhar, S., Mitchell, L. M., Fu, B., Tyson, J., Shwan, N. A., et al. (2015). Obesity, starch digestion and amylase: Association between copy number variants at human salivary (AMY1) and pancreatic (AMY2) amylase genes. Human Molecular Genetics, 24, 3472-3480.
Carpenter, D., Mitchell, L. M., & Armour, J. A. (2017). Copy number variation of human AMY1 is a minor contributor to variation in salivary amylase expression and activity. Human Genomics, 11, 2.
Chapman, R. W., Sillery, J. K., Graham, M. M., & Saunders, D. R. (1985). Absorption of starch by healthy ileostomates: Effect of transit time and of carbohydrate load. American Journal of Clinical Nutrition, 41, 1244-1248.

Chegeni, M., Amiri, M., Nichols, B. L., Naim, H. Y., & Hamaker, B. R. (2018). Dietary starch breakdown product sensing mobilizes and apically activates alphaglucosidases in small intestinal enterocytes. The FASEB Journal, 32, 3903-3911.
Chen, J., Cai, H., Yang, S., Zhang, M., Wang, J., & Chen, Z. (2022). The formation of starch-lipid complexes in instant rice noodles incorporated with different fatty acids: Effect on the structure, in vitro enzymatic digestibility and retrogradation properties during storage. Food Research International, 162, Article 111933.
Chen, X., He, X. W., Zhang, B., Fu, X., Jane, J. L., & Huang, Q. (2017). Effects of adding corn oil and soy protein to corn starch on the physicochemical and digestive properties of the starch. International Journal of Biological Macromolecules, 104, 481-486.
Chen, X., Zhu, L., Zhang, H., Wu, G., Cheng, L., & Zhang, Y. (2025). Multiscale structure barrier of whole grains and its transformation during heating as starch digestibility controllers in digestive tract: A review. Food Hydrocolloids, 159, Article 110606.
Cheng, M. W., Chegeni, M., Kim, K. H., Zhang, G., Benmoussa, M., Quezada-Calvillo, R., et al. (2014). Different sucrose-isomaltase response of Caco-2 cells to glucose and maltose suggests dietary maltose sensing. Journal of Clinical Biochemistry & Nutrition, 54, 55-60.
Chi, C., Li, X., Huang, S., Chen, L., Zhang, Y., Li, L., et al. (2021). Basic principles in starch multi-scale structuration to mitigate digestibility: A review. Trends in Food Science & Technology, 109, 154-168.
Chi, C., Shi, M., Zhao, Y., Chen, B., He, Y., & Wang, M. (2022). Dietary compounds slow starch enzymatic digestion: A review. Frontiers in Nutrition, 9, Article 1004966.
Corrado, M., Zafeiriou, P., Ahn-Jarvis, J. H., Savva, G. M., Edwards, C. H., & Hazard, B. A. (2023). Impact of storage on starch digestibility and texture of a highamylose wheat bread. Food Hydrocolloids, 135, Article 108139.
Costa, J., & Ahluwalia, A. (2019). Advances and current challenges in intestinal in vitro model engineering: A digest. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology, 7, 144.
Dagbasi, A., Byrne, C., Blunt, D., Serrano-Contreras, J. I., Becker, G. F., Blanco, J. M., et al. (2024). Diet shapes the metabolite profile in an intact human ileum which impacts PYY release. Science Translational Medicine, 16.
Dahlqvist, A. (1962). A method for the determination of amylase in intestinal content. Scandinavian Journal of Clinical and Laboratory Investigation, 14, 145-151.
Davenport, H. W. (1992). The gastric mucosal barrier. In H. W. Davenport (Ed.), A history of gastric secretion and digestion (pp. 258-276). New York, NY: Springer New York.
de Almeida Pdel, V., Gregio, A. M., Machado, M. A., de Lima, A. A., & Azevedo, L. R. (2008). Saliva composition and functions: A comprehensive review. The Journal of Contemporary Dental Practice, 9, 72-80.
De Haan, P., Ianovska, M. A., Mathwig, K., Van Lieshout, G. A., Triantis, V., Bouwmeester, H., et al. (2019). Digestion-on-a-chip: A continuous-flow modular microsystem recreating enzymatic digestion in the gastrointestinal tract. Lab on a Chip, 19, 1599-1609.
Dedlovskaya, V. (1968). Investigation of pH of contents of the gastro-intestinal tract by a radiotelemetric method. Bulletin of Experimental Biology and Medicine, 66, 1292-1294.
Deehan, E. C., Yang, C., Perez-Munoz, M. E., Nguyen, N. K., Cheng, C. C., Triador, L., et al. (2020). Precision microbiome modulation with discrete dietary fiber structures directs short-chain fatty acid production. Cell Host Microbe, 27, 389-404. e386.
DeMartino, P., & Cockburn, D. W. (2020). Resistant starch: Impact on the gut microbiome and health. Current Opinion in Biotechnology, 61, 66-71.
Demuth, T., Edwards, V., Bircher, L., Lacroix, C., Nystrom, L., & Geirnaert, A. (2021). In vitro colon fermentation of soluble arabinoxylan is modified through milling and extrusion. Frontiers in Nutrition, 8, Article 707763.
Dhital, S., Warren, F. J., Butterworth, P. J., Ellis, P. R., & Gidley, M. J. (2017). Mechanisms of starch digestion by alpha-amylase-Structural basis for kinetic properties. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 57, 875-892.
Di Stasio, L., De Caro, S., Marulo, S., Ferranti, P., Picariello, G., & Mamone, G. (2024). Impact of porcine brush border membrane enzymes on INFOGEST in vitro digestion model: A step forward to mimic the small intestinal phase. Food Research International, 197, Article 115300.
Do, D. T., Singh, J., Johnson, S., & Singh, H. (2023). Probing the double-layered cotyledon cell structure of navy beans: Barrier effect of the protein matrix on in vitro starch digestion. Nutrients, 15, 105.
Dobranowski, P. A., & Stintzi, A. (2021). Resistant starch, microbiome, and precision modulation. Gut Microbes, 13, Article 1926842.
Dona, A. C., Pages, G., Gilbert, R. G., & Kuchel, P. W. (2010). Digestion of starch: And kinetic models used to characterise oligosaccharide or glucose release. Carbohydrate Polymers, 80, 599-617.
Donaldson, G. P., Lee, S. M., & Mazmanian, S. K. (2016). Gut biogeography of the bacterial microbiota. Nature Reviews Microbiology, 14, 20-32.
Dong, J. Y., Zhang, Y. H., Wang, P., & Qin, L. Q. (2012). Meta-analysis of dietary glycemic load and glycemic index in relation to risk of coronary heart disease. The American Journal of Cardiology, 109, 1608-1613.
Dreiling, D. A., Triebling, A. T., & Koller, M. (1985). The effect of age on human exocrine pancreatic secretion. Mount Sinai Journal of Medicine, 52, 336-339.
Dressman, J. B., Berardi, R. R., Dermentzoglou, L. C., Russell, T. L., Schmaltz, S. P., Barnett, J. L., et al. (1990). Upper gastrointestinal (GI) pH in young, healthy men and women. Pharmaceutical Research, 7, 756-761.
Duijsens, D., Pälchen, K., Guevara-Zambrano, J. M., Verkempinck, S. H. E., InfantesGarcia, M. R., Hendrickx, M. E., et al. (2022). Strategic choices for in vitro food digestion methodologies enabling food digestion design. Trends in Food Science & Technology, 126, 61-72.
Duijsens, D., Staes, E., Segers, M., Michels, D., Palchen, K., Hendrickx, M. E., et al. (2024). Single versus multiple metabolite quantification of in vitro starch digestion: A comparison for the case of pulse cotyledon cells. Food Chemistry, 454, Article 139762.

Duijsens, D., Verkempinck, S. H. E., Somers, E., Hendrickx, M. E. G., & Grauwet, T. (2024). From static to semi-dynamic in vitro digestion conditions relevant for the older population: Starch and protein digestion of cooked lentils. Food & Function, 15, 591-607.
Edwards, C. H., Cochetel, N., Setterfield, L., Perez-Moral, N., & Warren, F. J. (2019). A single-enzyme system for starch digestibility screening and its relevance to understanding and predicting the glycaemic index of food products. Food & Function, 10, 4751-4760.
Edwards, C. H., Grundy, M. M., Grassby, T., Vasilopoulou, D., Frost, G. S., Butterworth, P. J., et al. (2015). Manipulation of starch bioaccessibility in wheat endosperm to regulate starch digestion, postprandial glycemia, insulinemia, and gut hormone responses: A randomized controlled trial in healthy ileostomy participants. American Journal of Clinical Nutrition, 102, 791-800.
Edwards, C. H., Ryden, P., Mandalari, G., Butterworth, P. J., & Ellis, P. R. (2021). Structure-function studies of chickpea and durum wheat uncover mechanisms by which cell wall properties influence starch bioaccessibility. Nature Food, 2, 118-126.
Edwards, C. H., Warren, F. J., Campbell, G. M., Gaisford, S., Royall, P. G., Butterworth, P. J., et al. (2015). A study of starch gelatinisation behaviour in hydrothermally-processed plant food tissues and implications for in vitro digestibility. Food & Function, 6, 3634-3641.
Edwards, C. H., Warren, F. J., Milligan, P. J., Butterworth, P. J., & Ellis, P. R. (2014). A novel method for classifying starch digestion by modelling the amylolysis of plant foods using first-order enzyme kinetic principles. Food & Function, 5, 2751-2758.
Eelderink, C., Noort, M. W., Sozer, N., Koehorst, M., Holst, J. J., Deacon, C. F., et al. (2015). The structure of wheat bread influences the postprandial metabolic response in healthy men. Food & Function, 6, 3236-3248.
Eelderink, C., Schepers, M., Preston, T., Vonk, R. J., Oudhuis, L., & Priebe, M. G. (2012). Slowly and rapidly digestible starchy foods can elicit a similar glycemic response because of differential tissue glucose uptake in healthy men. American Journal of Clinical Nutrition, 96, 1017-1024.
EFSA. (2011). Scientific Opinion on the substantiation of a health claim related to “slowly digestible starch in starch-containing foods” and “reduction of post-prandial glycaemic responses” pursuant to Article 13(5) of Regulation (EC) No 1924/2006. EFSA Journal, 9, 2292.
Egger, L., Ménard, O., Delgado-Andrade, C., Alvito, P., Assuncao, R., Balance, S., et al. (2016). The harmonized INFOGEST digestion method: From knowledge to action. Food Research International, 88, 217-225.
Egger, L., Schlegel, P., Baumann, C., Stoffers, H., Guggisberg, D., Brugger, C., et al. (2017). Physiological comparability of the harmonized INFOGEST in vitro digestion method to in vivo pig digestion. Food Research International, 102, 567-574.
El Kaoutari, A., Armougom, F., Gordon, J. I., Raoult, D., & Henrissat, B. (2013). The abundance and variety of carbohydrate-active enzymes in the human gut microbiota. Nature Reviews Microbiology, 11, 497-504.
Englyst, H. N., & Cummings, J. H. (1985). Digestion of the polysaccharides of some cereal foods in the human small intestine. American Journal of Clinical Nutrition, 42, 778-787.
Englyst, K. N., Englyst, H. N., Hudson, G. J., Cole, T. J., & Cummings, J. H. (1999). Rapidly available glucose in foods: An in vitro measurement that reflects the glycemic response. American Journal of Clinical Nutrition, 69, 448-454.
Englyst, H. N., Kingman, S. M., & Cummings, J. H. (1992). Classification and measurement of nutritionally important starch fractions. European Journal of Clinical Nutrition, 46(Suppl 2), S33-S50.
Englyst, H., Wiggins, H. S., & Cummings, J. H. (1982). Determination of the non-starch polysaccharides in plant foods by gas-liquid chromatography of constituent sugars as alditol acetates. Analyst, 107, 307-318.
Faisant, N., Buleon, A., Colonna, P., Molis, C., Lartigue, S., Galmiche, J. P., et al. (1995). Digestion of raw banana starch in the small intestine of healthy humans: Structural features of resistant starch. British Journal of Nutrition, 73, 111-123.
Fardet, A., Leenhardt, F., Lioger, D., Scalbert, A., & Remesy, C. (2006). Parameters controlling the glycaemic response to breads. Nutrition Research Reviews, 19, 18-25.
Farrell, M., Ramne, S., Gouinguenet, P., Brunkwall, L., Ericson, U., Raben, A., et al. (2021). Effect of AMY1 copy number variation and various doses of starch intake on glucose homeostasis: Data from a cross-sectional observational study and a crossover meal study. Genes Nutr, 16, 21.
Ferreira-Lazarte, A., Olano, A., Villamiel, M., & Moreno, F. J. (2017). Assessment of in vitro digestibility of dietary carbohydrates using rat small intestinal extract. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 65, 8046-8053.
Firky, M. E. (1968). Exocrine pancreatic functions in the aged. Journal of the American Geriatrics Society, 16, 463-467.
Forde, C. G., van Kuijk, N., Thaler, T., de Graaf, C., & Martin, N. (2013). Oral processing characteristics of solid savoury meal components, and relationship with food composition, sensory attributes and expected satiation. Appetite, 60, 208-219.
Freitas, D., Boue, F., Benallaoua, M., Airinei, G., Benamouzig, R., & Le Feunteun, S. (2021). Lemon juice, but not tea, reduces the glycemic response to bread in healthy volunteers: A randomized crossover trial. European Journal of Nutrition, 60, 113-122.
Freitas, D., Boue, F., Benallaoua, M., Airinei, G., Benamouzig, R., Lutton, E., et al. (2022). Glycemic response, satiety, gastric secretions and emptying after bread consumption with water, tea or lemon juice: A randomized crossover intervention using MRI. European Journal of Nutrition, 61, 1621-1636.
Freitas, D., Gómez-Mascaraque, L. G., Le Feunteun, S., & Brodkorb, A. (2023). Boiling vs. baking: Cooking-induced structural transformations drive differences in the starch digestion profiles that are consistent with the glycemic indexes of white and sweet potatoes. Food Structure, 38, Article 100355.
Freitas, D., & Le Feunteun, S. (2019a). Inhibitory effect of black tea, lemon juice, and other beverages on salivary and pancreatic amylases: What impact on bread starch digestion? A dynamic in vitro study. Food Chemistry, 297, Article 124885.

Freitas, D., & Le Feunteun, S. (2019b). Oro-gastro-intestinal digestion of starch in white bread, wheat-based and gluten-free pasta: Unveiling the contribution of human salivary alpha-amylase. Food Chemistry, 274, 566-573.
Freitas, D., Le Feunteun, S., Panouille, M., & Souchon, I. (2018). The important role of salivary alpha-amylase in the gastric digestion of wheat bread starch. Food & Function, 9, 200-208.
Freitas, D., Souchon, I., & Le Feunteun, S. (2022). The contribution of gastric digestion of starch to the glycaemic index of breads with different composition or structure. Food & Function, 13, 1718-1724.
Fried, M., Abramson, S., & Meyer, J. H. (1987). Passage of salivary amylase through the stomach in humans. Digestive Diseases and Sciences, 32, 1097-1103.
Fuentes-Zaragoza, E., Riquelme-Navarrete, M. J., Sánchez-Zapata, E., & PérezAlvarez, J. A. (2010). Resistant starch as functional ingredient: A review. Food Research International, 43, 931-942.
Gallego-Lobillo, P., Ferreira-Lazarte, A., Hernández-Hernández, O., & Villamiel, M. (2021). In vitro digestion of polysaccharides: InfoGest protocol and use of small intestinal extract from rat. Food Research International, 140, Article 110054.
Gallo, V., Romano, A., Ferranti, P., D’Auria, G., & Masi, P. (2022). Properties and in vitro digestibility of a bread enriched with lentil flour at different leavening times. Food Structure, 33, Article 100284.
Garcia-Campayo, V., Han, S., Vercauteren, R., & Franck, A. (2018). Digestion of food ingredients and food using an in vitro model integrating intestinal mucosal enzymes. Food and Nutrition Sciences, 9, 711-734.
Gardner, J. D., Ciociola, A. A., & Robinson, M. (2002). Measurement of meal-stimulated gastric acid secretion by in vivo gastric autotitration. Journal of Applied Physiology, 92, 427-434.
Gaviao, M. B., Engelen, L., & van der Bilt, A. (2004). Chewing behavior and salivary secretion. European Journal of Oral Sciences, 112, 19-24.
Gidley, M. J., & Bulpin, P. V. (1989). Aggregation of amylose in aqueous systems – the effect of chain-length on phase-behavior and aggregation kinetics. Macromolecules, 22, 341-346.
Gillard, B. K., Markman, H. C., & Feig, S. A. (1978). Differences between cystic fibrosis and normal saliva -amylase as a function of age and sex. Pediatric Research, 12, 868-872.
Giuberti, G., Rocchetti, G., & Lucini, L. (2020). Interactions between phenolic compounds, amylolytic enzymes and starch: An updated overview. Current Opinion in Food Science, 31, 102-113.
Gkountenoudi-Eskitzi, I., Kotsiou, K., Irakli, M. N., Lazaridis, A., Biliaderis, C. G., & Lazaridou, A. (2023). In vitro and in vivo glycemic responses and antioxidant potency of acorn and chickpea fortified gluten-free breads. Food Research International, 166, Article 112579.
Goñi, I., Garcia-Alonso, A., & Saura-Calixto, F. (1997). A starch hydrolysis procedure to estimate glycemic index. Nutrition Research, 17, 427-437.
Goyal, R. K., Guo, Y., & Mashimo, H. (2019). Advances in the physiology of gastric emptying. Neuro-Gastroenterology and Motility, 31, Article e13546.
Granger, D. A., Kivlighan, K. T., El-Sheikh, M., Gordis, E. B., & Stroud, L. R. (2007). Salivary -amylase in biobehavioral research. Annals of the New York Academy of Sciences, 1098, 122-144.
Gray, G. M. (1992). Starch digestion and absorption in nonruminants. The Journal of Nutrition, 122, 172-177.
Gribble, F. M., & Reimann, F. (2016). Enteroendocrine cells: Chemosensors in the intestinal epithelium. Annual Review of Physiology, 78, 277-299.
Guo, J. Y., Brown, P. R., Tan, L. B., & Kong, L. Y. (2023). Effect of resistant starch consumption on appetite and satiety: A review. Journal of Agriculture and Food Research, 12.
Guo, J. Y., Tan, L. B., & Kong, L. Y. (2022). Multiple levels of health benefits from resistant starch. Journal of Agriculture and Food Research, 10.
Gwala, S., Wainana, I., Pallares Pallares, A., Kyomugasho, C., Hendrickx, M., & Grauwet, T. (2019). Texture and interlinked post-process microstructures determine the in vitro starch digestibility of Bambara groundnuts with distinct hard-to-cook levels. Food Research International, 120, 1-11.
Harthoorn, L. F. (2008). Salivary -amylase: A measure associated with satiety and subsequent food intake in humans. International Dairy Journal, 18, 879-883.
Hasek, L. Y., Avery, S. E., Chacko, S. K., Fraley, J. K., Vohra, F. A., Quezada-Calvillo, R., et al. (2020). Conditioning with slowly digestible starch diets in mice reduces jejunal alpha-glucosidase activity and glucogenesis from a digestible starch feeding. Nutrition, 78, Article 110857.
He, M., Ding, T., Wu, Y., & Ouyang, J. (2022). Effects of endogenous non-starch nutrients in acorn (quercus wutaishanica blume) kernels on the physicochemical properties and in vitro digestibility of starch. Foods, 11, 825.
Hernandez-Hernandez, O. (2019). In vitro gastrointestinal models for prebiotic carbohydrates: A critical review. Current Pharmaceutical Design, 25, 3478-3483.
Hoebler, C., Devaux, M. F., Karinthi, A., Belleville, C., & Barry, J. L. (2000). Particle size of solid food after human mastication and in vitro simulation of oral breakdown. International Journal of Food Sciences & Nutrition, 51, 353-366.
Hoebler, C., Karinthi, A., Chiron, H., Champ, M., & Barry, J. L. (1999). Bioavailability of starch in bread rich in amylose: Metabolic responses in healthy subjects and starch structure. European Journal of Clinical Nutrition, 53, 360-366.
Hoebler, C., Karinthi, A., Devaux, M. F., Guillon, F., Gallant, D. J., Bouchet, B., et al. (1998). Physical and chemical transformations of cereal food during oral digestion in human subjects. British Journal of Nutrition, 80, 429-436.
Holland, C., Ryden, P., Edwards, C. H., & Grundy, M. M. (2020). Plant cell walls: Impact on nutrient bioaccessibility and digestibility. Foods, 9, 201.
Htoon, A., Shrestha, A. K., Flanagan, B. M., Lopez-Rubio, A., Bird, A. R., Gilbert, E. P., et al. (2009). Effects of processing high amylose maize starches under controlled
conditions on structural organisation and amylase digestibility. Carbohydrate Polymers, 75, 236-245.
Isenring, J., Bircher, L., Geirnaert, A., & Lacroix, C. (2023). In vitro human gut microbiota fermentation models: Opportunities, challenges, and pitfalls. Microbiome Research Reports, 2, 2.
Ishibashi, T., Matsumoto, S., Harada, H., Ochi, K., Tanaka, J., Seno, T., et al. (1991). [Aging and exocrine pancreatic function evaluated by the recently standardized secretin test]. Nihon Ronen Igakkai Zasshi, 28, 599-605.
Jarvis, M. C. (2011). Plant cell walls: Supramolecular assemblies. Food Hydrocolloids, 25, 257-262.
Jarvis, M. C., Briggs, S. P. H., & Knox, J. P. (2003). Intercellular adhesion and cell separation in plants. Plant, Cell and Environment, 26, 977-989.
Jenkins, D. J., Ghafari, H., Wolever, T., Taylor, R., Jenkins, A., Barker, H., et al. (1982). Relationship between rate of digestion of foods and post-prandial glycaemia. Diabetologia, 22, 450-455.
Jenkins, D. J., Thorne, M. J., Camelon, K., Jenkins, A., Rao, A. V., Taylor, R. H., et al. (1982). Effect of processing on digestibility and the blood glucose response: A study of lentils. American Journal of Clinical Nutrition, 36, 1093-1101.
Ji, H., Hu, J., Zuo, S., Zhang, S., Li, M., & Nie, S. (2022). In vitro gastrointestinal digestion and fermentation models and their applications in food carbohydrates. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 62, 5349-5371.
Johnson, K. L., Gidley, M. J., Bacic, A., & Doblin, M. S. (2018). Cell wall biomechanics: A tractable challenge in manipulating plant cell walls ‘fit for purpose’! Current Opinion in Biotechnology, 49, 163-171.
Jones, B. J., Brown, B. E., Loran, J. S., Edgerton, D., Kennedy, J. F., Stead, J. A., et al. (1983). Glucose absorption from starch hydrolysates in the human jejunum. Gut, 24, 1152-1160.
Kalipatnapu, P., Kelly, R. H., Rao, K. N., & van Thiel, D. H. (1983). Salivary composition: Effects of age and sex. Acta Medica Portuguesa, 4, 327-330.
Karnsakul, W., Luginbuehl, U., Hahn, D., Sterchi, E., Avery, S., Sen, P., et al. (2002). Disaccharidase activities in dyspeptic children: Biochemical and molecular investigations of maltase-glucoamylase activity. Journal of Pediatric Gastroenterology and Nutrition, 35, 551-556.
Keenan, M. J., Zhou, J., Hegsted, M., Pelkman, C., Durham, H. A., Coulon, D. B., et al. (2015). Role of resistant starch in improving gut health, adiposity, and insulin resistance. Advances in Nutrition, 6, 198-205.
Keller, J., & Layer, P. (2005). Human pancreatic exocrine response to nutrients in health and disease. Gut, 54(Suppl 6), vi1-28.
Khorasaniha, R., Olof, H., Voisin, A., Armstrong, K., Wine, E., Vasanthan, T., et al. (2023). Diversity of fibers in common foods: Key to advancing dietary research. Food Hydrocolloids, 139, Article 108495.
Kim, B. S., Kim, H. S., Hong, J. S., Huber, K. C., Shim, J. H., & Yoo, S. H. (2013). Effects of amylosucrase treatment on molecular structure and digestion resistance of pregelatinised rice and barley starches. Food Chemistry, 138, 966-975.
Kondrashina, A., Arranz, E., Cilla, A., Faria, M. A., Santos-Hernandez, M., Miralles, B., et al. (2024). Coupling in vitro food digestion with in vitro epithelial absorption; recommendations for biocompatibility. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 64, 9618-9636.
Kondrashina, M., Brodkorb, A., & Giblin, L. (2020). Dairy-derived peptides for satiety. Journal of Functional Foods, 66.
Kong, F., & Singh, R. P. (2010). A human gastric simulator (HGS) to study food digestion in human stomach. Journal of Food Science, 75, E627-E635.
Kong, H., Yu, L., Li, C., Ban, X., Gu, Z., Liu, L., et al. (2022). Perspectives on evaluating health effects of starch: Beyond postprandial glycemic response. Carbohydrate Polymers, 292, Article 119621.
Kopf-Bolanz, K. A., Schwander, F., Gijs, M., Vergeres, G., Portmann, R., & Egger, L. (2012). Validation of an in vitro digestive system for studying macronutrient decomposition in humans. The Journal of Nutrition, 142, 245-250.
Kozu, H., Nakata, Y., Nakajima, M., Neves, M. A., Uemura, K., Sato, S., et al. (2014). Development of a human gastric digestion simulator equipped with peristalsis function for the direct observation and analysis of the food digestion process. Food Science and Technology Research, 20, 225-233.
Lajterer, C., Levi, C. S., & Lesmes, U. (2022). An in vitro digestion model accounting for sex differences in gastro-intestinal functions and its application to study differential protein digestibility. Food Hydrocolloids, 132, Article 107850.
Lazaridou, A., Marinopoulou, A., Matsoukas, N. P., & Biliaderis, C. G. (2014). Impact of flour particle size and autoclaving on -glucan physicochemical properties and starch digestibility of barley rusks as assessed by in vitro assays. Bioactive Carbohydrates and Dietary Fibre, 4, 58-73.
Le Feunteun, S., Verkempinck, S., Floury, J., Janssen, A., Kondjoyan, A., Marze, S., et al. (2021). Mathematical modelling of food hydrolysis during in vitro digestion: From single nutrient to complex foods in static and dynamic conditions. Trends in Food Science & Technology, 116, 870-883.
Le Maux, S., Brodkorb, A., Croguennec, T., Hennessy, A. A., Bouhallab, S., & Giblin, L. (2013). -Lactoglobulin-linoleate complexes: In vitro digestion and the role of protein in fatty acid uptake. Journal of Dairy Science, 96, 4258-4268.
Lee, B. H., Rose, D. R., Lin, A. H., Quezada-Calvillo, R., Nichols, B. L., & Hamaker, B. R. (2016). Contribution of the individual small intestinal alpha-glucosidases to digestion of unusual alpha-linked glycemic disaccharides. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 64, 6487-6494.
Lee, B. H., Yan, L., Phillips, R. J., Reuhs, B. L., Jones, K., Rose, D. R., et al. (2013). Enzyme-synthesized highly branched maltodextrins have slow glucose generation at the mucosal alpha-glucosidase level and are slowly digestible in vivo. PLoS One, 8, Article e59745.
Lehmann, U., & Robin, F. (2007). Slowly digestible starch – its structure and health implications: A review. Trends in Food Science & Technology, 18, 346-355.

Li, C., Hu, Y., Li, S., Yi, X., Shao, S., Yu, W., et al. (2023). Biological factors controlling starch digestibility in human digestive system. Food Science and Human Wellness, 12, 351-358.
Li, L., Jiang, H. X., Campbell, M., Blanco, M., & Jane, J. L. (2008). Characterization of maize amylose-extender (ae) mutant starches.: Part I: Relationship between resistant starch contents and molecular structures. Carbohydrate Polymers, 74, 396-404.
Li, M., Koecher, K., Hansen, L., & Ferruzzi, M. G. (2017). Phenolics from whole grain oat products as modifiers of starch digestion and intestinal glucose transport. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 65, 6831-6839.
Li, C., Yu, W. W., Wu, P., & Chen, X. D. (2020). Current digestion systems for understanding food digestion in human upper gastrointestinal tract. Trends in Food Science & Technology, 96, 114-126.
Li, H., Zhang, L., Li, J., Wu, Q., Qian, L., He, J., et al. (2024). Resistant starch intake facilitates weight loss in humans by reshaping the gut microbiota. Nature Metabolism, 6, 578-597.
Li, H.-T., Zhang, W., Zhu, H., Chao, C., & Guo, Q. (2023). Unlocking the potential of highamylose starch for gut health: Not all function the same. Fermentation, 9, 134.
Lim, J., Ferruzzi, M. G., & Hamaker, B. R. (2021). Dietary starch is weight reducing when distally digested in the small intestine. Carbohydrate Polymers, 273, Article 118599.
Lin, L. S., Guo, D. W., Huang, J., Zhang, X. D., Zhang, L., & Wei, C. X. (2016). Molecular structure and enzymatic hydrolysis properties of starches from high-amylose maize inbred lines and their hybrids. Food Hydrocolloids, 58, 246-254.
Liu, T. N., Wang, K., Xue, W., Wang, L., Zhang, C. N., Zhang, X. X., et al. (2021). In vitro starch digestibility, edible quality and microstructure of instant rice noodles enriched with rice bran insoluble dietary fiber. Lwt-Food Science and Technology, 142, Article 111008.
Liversey, G. (1994). Energy value of resistant starch. In Proceedings of the concluding plenary meeting of EURESTA (pp. 56-62). EURESTA.
Livesey, G., Taylor, R., Livesey, H. F., Buyken, A. E., Jenkins, D. J. A., Augustin, L. S. A., et al. (2019). Dietary glycemic index and load and the risk of type 2 diabetes: A systematic review and updated meta-analyses of prospective cohort studies. Nutrients, 11, 1280.
Lo Piparo, E., Scheib, H., Frei, N., Williamson, G., Grigorov, M., & Chou, C. J. (2008). Flavonoids for controlling starch digestion: Structural requirements for inhibiting human alpha-amylase. Journal of Medicinal Chemistry, 51, 3555-3561.
López-Barón, N., Gu, Y., Vasanthan, T., & Hoover, R. (2017). Plant proteins mitigate in vitro wheat starch digestibility. Food Hydrocolloids, 69, 19-27.
López-Barón, N., Sagnelli, D., Blennow, A., Holse, M., Gao, J., Saaby, L., et al. (2018). Hydrolysed pea proteins mitigate in vitro wheat starch digestibility. Food Hydrocolloids, 79, 117-126.
Lopez-Rubio, A., Htoon, A., & Gilbert, E. P. (2007). Influence of extrusion and digestion on the nanostructure of high-amylose maize starch. Biomacromolecules, 8, 1564-1572.
Loret, C., Walter, M., Pineau, N., Peyron, M. A., Hartmann, C., & Martin, N. (2011). Physical and related sensory properties of a swallowable bolus. Physiology & Behavior, 104, 855-864.
Ma, M., Gu, Z., Cheng, L., Li, Z., Li, C., & Hong, Y. (2024). Effect of hydrocolloids on starch digestion: A review. Food Chemistry, 444, Article 138636.
Mackie, A., Mulet-Cabero, A. I., & Torcello-Gomez, A. (2020). Simulating human digestion: Developing our knowledge to create healthier and more sustainable foods. Food & Function, 11, 9397-9431.
Malagelada, J. R., Go, V. L., & Summerskill, W. H. (1979). Different gastric, pancreatic, and biliary responses to solid-liquid or homogenized meals. Digestive Diseases and Sciences, 24, 101-110.
Maljaars, P. W., Peters, H. P., Mela, D. J., & Masclee, A. A. (2008). Ileal brake: A sensible food target for appetite control. A review. Physiology & Behavior, 95, 271-281.
Mandel, A. L., Peyrot des Gachons, C., Plank, K. L., Alarcon, S., & Breslin, P. A. (2010). Individual differences in AMY1 gene copy number, salivary alpha-amylase levels, and the perception of oral starch. PLoS One, 5, Article e13352.
Marciani, L., Gowland, P. A., Fillery-Travis, A., Manoj, P., Wright, J., Smith, A., et al. (2001). Assessment of antral grinding of a model solid meal with echo-planar imaging. American Journal of Physiology – Gastrointestinal and Liver Physiology, 280, G844-G849.
Martens, B. M. J., Bruininx, E. M. A. M., Gerrits, W. J. J., & Schols, H. A. (2020). The importance of amylase action in the porcine stomach to starch digestion kinetics. Animal Feed Science and Technology, 267, Article 114546.
Martens, E. C., Koropatkin, N. M., Smith, T. J., & Gordon, J. I. (2009). Complex glycan catabolism by the human gut microbiota: The Bacteroidetes sus-like paradigm. Journal of Biological Chemistry, 284, 24673-24677.
Martinez, M. M. (2021). Starch nutritional quality: Beyond intraluminal digestion in response to current trends. Current Opinion in Food Science, 38, 112-121.
Martinez, M. M., Li, C., Okoniewska, M., Mukherjee, I., Vellucci, D., & Hamaker, B. (2018). Slowly digestible starch in fully gelatinized material is structurally driven by molecular size and A and B1 chain lengths. Carbohydrate Polymers, 197, 531-539.
Martinez, M. M., Roman, L., & Gomez, M. (2018). Implications of hydration depletion in the in vitro starch digestibility of white bread crumb and crust. Food Chemistry, 239, 295-303.
Matthan, N. R., Ausman, L. M., Meng, H., Tighiouart, H., & Lichtenstein, A. H. (2016). Estimating the reliability of glycemic index values and potential sources of methodological and biological variability. American Journal of Clinical Nutrition, 104, 1004-1013.
Maurer, A. H. (2015). Gastrointestinal motility, part 1: Esophageal transit and gastric emptying. Journal of Nuclear Medicine, 56, 1229-1238.
Menard, O., Bourlieu, C., De Oliveira, S. C., Dellarosa, N., Laghi, L., Carriere, F., et al. (2018). A first step towards a consensus static in vitro model for simulating full-term infant digestion. Food Chemistry, 240, 338-345.

Menard, O., Lesmes, U., Shani-Levi, C. S., Araiza Calahorra, A., Lavoisier, A., Morzel, M., et al. (2023). Static in vitro digestion model adapted to the general older adult population: An INFOGEST international consensus. Food & Function, 14, 4569-4582.
Ménard, O., Picque, D., & Dupont, D. (2015). The DIDGI® system. The impact of food bioactives on health: In vitro and ex vivo models.
Mikolajczyk, A. E., Watson, S., Surma, B. L., & Rubin, D. T. (2015). Assessment of tandem measurements of pH and total gut transit time in healthy volunteers. Clinical and Translational Gastroenterology, 6, e100.
Miles, M. J., Morris, V. J., Orford, P. D., & Ring, S. G. (1985). The roles of amylose and amylopectin in the gelation and retrogradation of starch. Carbohydrate Research, 135, 271-281.
Minderhoud, I. M., Mundt, M. W., Roelofs, J. M., & Samsom, M. (2004). Gastric emptying of a solid meal starts during meal ingestion: Combined study using 13C-octanoic acid breath test and Doppler ultrasonography. Absence of a lag phase in 13C-octanoic acid breath test. Digestion, 70, 55-60.
Minekus, M. (2015). The TNO gastro-intestinal model (TIM). Springer International Publishing.
Minekus, M., Alminger, M., Alvito, P., Ballance, S., Bohn, T., Bourlieu, C., et al. (2014). A standardised static in vitro digestion method suitable for food – an international consensus. Food & Function, 5, 1113-1124.
Mirrahimi, A., de Souza, R. J., Chiavaroli, L., Sievenpiper, J. L., Beyene, J., Hanley, A. J., et al. (2012). Associations of glycemic index and load with coronary heart disease events: A systematic review and meta-analysis of prospective cohorts. Journal of the American Heart Association, 1, Article e000752.
Mishra, S., Monro, J., & Hedderley, D. (2008). Effect of processing on slowly digestible starch and resistant starch in potato. Starch – Stärke, 60, 500-507.
Monro, J., & Mishra, S. (2022). In vitro digestive analysis of digestible and resistant starch fractions, with concurrent Glycemic Index determination, in whole grain wheat products minimally processed for reduced glycaemic impact. Foods, 11, 1904.
Moongngarm, A., Bronlund, J. E., Grigg, N., & Sriwai, N. (2012). Chewing behavior and bolus properties as affected by different rice types. International Journal of Medical and Biological Sciences, 6, 51-56.
Morell, P., Hernando, I., & Fiszman, S. M. (2014). Understanding the relevance of inmouth food processing. A review of techniques. Trends in Food Science & Technology, 35, 18-31.
Moretton, M., Alongi, M., Melchior, S., & Anese, M. (2023). Adult and elderly in vitro digestibility patterns of proteins and carbohydrates as affected by different commercial bread types. Food Research International, 167, Article 112732.
Muir, J. G., & O’Dea, K. (1993). Validation of an in vitro assay for predicting the amount of starch that escapes digestion in the small intestine of humans. American Journal of Clinical Nutrition, 57, 540-546.
Mulet-Cabero, A. I., Egger, L., Portmann, R., Menard, O., Marze, S., Minekus, M., et al. (2020). A standardised semi-dynamic in vitro digestion method suitable for food – an international consensus. Food & Function, 11, 1702-1720.
Mullie, P., Koechlin, A., Boniol, M., Autier, P., & Boyle, P. (2016). Relation between breast cancer and high glycemic index or glycemic load: A meta-analysis of prospective cohort studies. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 56, 152-159.
Nadia, J., Bronlund, J., Singh, R. P., Singh, H., & Bornhorst, G. M. (2021). Structural breakdown of starch-based foods during gastric digestion and its link to glycemic response: In vivo and in vitro considerations. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 20, 2660-2698.
Nadia, J., Bronlund, J. E., Singh, H., Singh, R. P., & Bornhorst, G. M. (2022). Contribution of the proximal and distal gastric phases to the breakdown of cooked starch-rich solid foods during static in vitro gastric digestion. Food Research International, 157, Article 111270.
Nadia, J., Olenskyj, A. G., Subramanian, P., Hodgkinson, S., Stroebinger, N., Estevez, T. G., et al. (2022). Influence of food macrostructure on the kinetics of acidification in the pig stomach after the consumption of rice- and wheat-based foods: Implications for starch hydrolysis and starch emptying rate. Food Chemistry, 394, Article 133410.
Nassar, M., Hiraishi, N., Islam, M. S., Otsuki, M., & Tagami, J. (2014). Age-related changes in salivary biomarkers. Journal of Dental Sciences, 9, 85-90.
Nater, U. M., Rohleder, N., Schlotz, W., Ehlert, U., & Kirschbaum, C. (2007). Determinants of the diurnal course of salivary alpha-amylase. Psychoneuroendocrinology, 32, 392-401.
Nguyen, G. T., & Sopade, P. A. (2018). Modeling starch digestograms: Computational characteristics of kinetic models for in vitro starch digestion in food research. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 17, 1422-1445.
Noah, L., Guillon, F., Bouchet, B., Buleon, A., Molis, C., Gratas, M., et al. (1998). Digestion of carbohydrate from white beans (Phaseolus vulgaris L.) in healthy humans. The Journal of Nutrition, 128, 977-985.
Nugent, A. P. (2005). Health properties of resistant starch. Nutrition Bulletin, 30, 27-54.
Ohland, C. L., & Jobin, C. (2015). Microbial activities and intestinal homeostasis: A delicate balance between health and disease. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology, 1, 28-40.
Oku, T., Tanabe, K., Ogawa, S., Sadamori, N., & Nakamura, S. (2011). Similarity of hydrolyzing activity of human and rat small intestinal disaccharidases. Clinical and Experimental Gastroenterology, 4, 155-161.
Palchen, K., Michels, D., Duijsens, D., Gwala, S., Pallares Pallares, A., Hendrickx, M., et al. (2021). In vitro protein and starch digestion kinetics of individual chickpea cells: From static to more complex in vitro digestion approaches. Food & Function, 12, 7787-7804.
Pallares Pallares, A., Loosveldt, B., Karimi, S. N., Hendrickx, M., & Grauwet, T. (2019). Effect of process-induced common bean hardness on structural properties of in vivo
generated boluses and consequences for in vitro starch digestion kinetics. British Journal of Nutrition, 122, 388-399.
Passannanti, F., Nigro, F., Gallo, M., Tornatore, F., Frasso, A., Saccone, G., et al. (2017). In vitro dynamic model simulating the digestive tract of 6-month-old infants. PLoS One, 12, Article e0189807.
Pérez-Burillo, S., Molino, S., Navajas-Porras, B., Valverde-Moya, Á. J., HinojosaNogueira, D., López-Maldonado, A., et al. (2021). An in vitro batch fermentation protocol for studying the contribution of food to gut microbiota composition and functionality. Nature Protocols, 16, 3186-3209.
Perry, G. H., Dominy, N. J., Claw, K. G., Lee, A. S., Fiegler, H., Redon, R., et al. (2007). Diet and the evolution of human amylase gene copy number variation. Nature Genetics, 39, 1256-1260.
Petropoulou, K., Salt, L. J., Edwards, C. H., Warren, F. J., Garcia-Perez, I., Chambers, E. S., et al. (2020). A natural mutation in Pisum sativum L. (pea) alters starch assembly and improves glucose homeostasis in humans. Nature Food, 1, 693-704.
Peyron, M. A., & Woda, A. (2016). An update about artificial mastication. Current Opinion in Food Science, 9, 21-28.
Pico, J., Corbin, S., Ferruzzi, M. G., & Martinez, M. M. (2019). Banana flour phenolics inhibit trans-epithelial glucose transport from wheat cakes in a coupled in vitro digestion/Caco-2 cell intestinal model. Food & Function, 10, 6300-6311.
Priebe, M. G., Eelderink, C., Wachters-Hagedoorn, R. E., & Vonk, R. J. (2018). Starch digestion and applications of slowly available starch. In M. Sjöö, & L. Nilsson (Eds.), Starch in food (pp. 805-826). Woodhead Publishing.
Prochazkova, N., Falony, G., Dragsted, L. O., Licht, T. R., Raes, J., & Roager, H. M. (2023). Advancing human gut microbiota research by considering gut transit time. Gut, 72, 180-191.
Prodan, A., Brand, H. S., Ligtenberg, A. J., Imangaliyev, S., Tsivtsivadze, E., van der Weijden, F., et al. (2015). Interindividual variation, correlations, and sex-related differences in the salivary biochemistry of young healthy adults. European Journal of Oral Sciences, 123, 149-157.
Pugh, J. E., Cai, M., Altieri, N., & Frost, G. (2023). A comparison of the effects of resistant starch types on glycemic response in individuals with type 2 diabetes or prediabetes: A systematic review and meta-analysis. Frontiers in Nutrition, 10, Article 1118229.
Qadir, N., & Wani, I. A. (2022). In-vitro digestibility of rice starch and factors regulating its digestion process: A review. Carbohydrate Polymers, 291, Article 119600.
Quezada-Calvillo, R., Robayo-Torres, C. C., Ao, Z., Hamaker, B. R., Quaroni, A., Brayer, G. D., et al. (2007). Luminal substrate “brake” on mucosal maltaseglucoamylase activity regulates total rate of starch digestion to glucose. Journal of Pediatric Gastroenterology and Nutrition, 45, 32-43.
Ranawana, V., Monro, J. A., Mishra, S., & Henry, C. J. (2010). Degree of particle size breakdown during mastication may be a possible cause of interindividual glycemic variability. Nutrition Research, 30, 246-254.
Read, N. W., Welch, I. M., Austen, C. J., Barnish, C., Bartlett, C. E., Baxter, A. J., et al. (1986). Swallowing food without chewing; a simple way to reduce postprandial glycaemia. British Journal of Nutrition, 55, 43-47.
Ribeiro, N. C. B. V., Ramer-Tait, A. E., & Cazarin, C. B. B. (2022). Resistant starch: A promising ingredient and health promoter. PharmaNutrition, 21.
Roman, L., Gomez, M., Hamaker, B. R., & Martinez, M. M. (2019). Banana starch and molecular shear fragmentation dramatically increase structurally driven slowly digestible starch in fully gelatinized bread crumb. Food Chemistry, 274, 664-671.
Roman, L., Gomez, M., Li, C., Hamaker, B. R., & Martinez, M. M. (2017). Biophysical features of cereal endosperm that decrease starch digestibility. Carbohydrate Polymers, 165, 180-188.
Roman, L., & Martinez, M. M. (2019). Structural basis of Resistant Starch (RS) in bread: Natural and commercial alternatives. Foods, 8, 267.
Roman, L., Yee, J., Hayes, A. M. R., Hamaker, B. R., Bertoft, E., & Martinez, M. M. (2020). On the role of the internal chain length distribution of amylopectins during retrogradation: Double helix lateral aggregation and slow digestibility. Carbohydrate Polymers, 246, Article 116633.
Rossiter, M. A., Barrowman, J. A., Dand, A., & Wharton, B. A. (1974). Amylase content of mixed saliva in children. Acta Paediatrica Scandinavica, 63, 389-392.
Ruigrok, R., Weersma, R. K., & Vich Vila, A. (2023). The emerging role of the small intestinal microbiota in human health and disease. Gut Microbes, 15, Article 2201155.

Schwartz, M. W., Woods, S. C., Porte, D., Jr., Seeley, R. J., & Baskin, D. G. (2000). Central nervous system control of food intake. Nature, 404, 661-671.
Schwingshackl, L., & Hoffmann, G. (2013). Long-term effects of low glycemic index/load vs. high glycemic index/load diets on parameters of obesity and obesity-associated risks: A systematic review and meta-analysis. Nutrition, Metabolism, and Cardiovascular Diseases, 23, 699-706.
Seidelmann, S. B., Feofanova, E., Yu, B., Franceschini, N., Claggett, B., Kuokkanen, M., et al. (2018). Genetic variants in SGLT1, glucose tolerance, and cardiometabolic risk. Journal of the American College of Cardiology, 72, 1763-1773.
Shalon, D., Culver, R. N., Grembi, J. A., Folz, J., Treit, P. V., Shi, H., et al. (2023). Profiling the human intestinal environment under physiological conditions. Nature, 617, 581-591.
Simonian, H. P., Vo, L., Doma, S., Fisher, R. S., & Parkman, H. P. (2005). Regional postprandial differences in pH within the stomach and gastroesophageal junction. Digestive Diseases and Sciences, 50, 2276-2285.
Simsek, M., Quezada-Calvillo, R., Ferruzzi, M. G., Nichols, B. L., & Hamaker, B. R. (2015). Dietary phenolic compounds selectively inhibit the individual subunits of maltase-glucoamylase and sucrase-isomaltase with the potential of modulating glucose release. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 63, 3873-3879.
Sousa, R., Recio, I., Heimo, D., Dubois, S., Moughan, P. J., Hodgkinson, S. M., et al. (2023). In vitro digestibility of dietary proteins and in vitro DIAAS analytical
workflow based on the INFOGEST static protocol and its validation with in vivo data. Food Chemistry, 404, Article 134720.
Southgate, D. A. (1969a). Determination of carbohydrates in foods. I. Available carbohydrate. Journal of the Science of Food and Agriculture, 20, 326-330.
Southgate, D. A. (1969b). Determination of carbohydrates in foods. II. Unavailable carbohydrates. Journal of the Science of Food and Agriculture, 20, 331-335.
Strahler, J., Mueller, A., Rosenloecher, F., Kirschbaum, C., & Rohleder, N. (2010). Salivary -amylase stress reactivity across different age groups. Psychophysiology, 47, 587-595.
Stylianopoulos, C. L. (2012). Carbohydrates: Requirements and dietary importance. In B. Caballero, L. H. Allen, & A. Prentice (Eds.), Encyclopedia of human nutrition (2nd ed., pp. 316-321). Academic press.
Sun, S. L., Jin, Y. Z., Hong, Y., Gu, Z. B., Cheng, L., Li, Z. F., et al. (2021). Effects of fatty acids with various chain lengths and degrees of unsaturation on the structure, physicochemical properties and digestibility of maize starch-fatty acid complexes. Food Hydrocolloids, 110, Article 106224.
Sun, Y. M., Zhong, C., Zhou, Z. L., Lei, Z. X., & Langrish, T. A. G. (2022). A review of in vitro methods for measuring the glycemic index of single foods: Understanding the interaction of mass transfer and reaction engineering by dimensional analysis. Processes, 10.
Taavitsainen, S., Juuti-Uusitalo, K., Kurppa, K., Lindfors, K., Kallio, P., & Kellomäki, M. (2024). Gut-on-chip devices as intestinal inflammation models and their future for studying multifactorial diseases. Frontiers in Lab on a Chip Technologies, 2.
Tagliasco, M., Font, G., Renzetti, S., Capuano, E., & Pellegrini, N. (2024). Role of particle size in modulating starch digestibility and textural properties in a rye bread model system. Food Research International, 190, Article 114565.
Tagliasco, M., Tecuanhuey, M., Reynard, R., Zuliani, R., Pellegrini, N., & Capuano, E. (2022). Monitoring the effect of cell wall integrity in modulating the starch digestibility of durum wheat during different steps of bread making. Food Chemistry, 396, Article 133678.
Tang, M., Wang, L., Cheng, X., Wu, Y., & Ouyang, J. (2019). Non-starch constituents influence the in vitro digestibility of naked oat (Avena nuda L.) starch. Food Chemistry, 297, Article 124953.
Thuenemann, E. C., Mandalari, G., Rich, G. T., & Faulks, R. M. (2015). Dynamic gastric model (DGM). In K. Verhoeckx, P. Cotter, I. Lopez-Exposito, C. Kleiveland, T. Lea, A. Mackie, et al. (Eds.), The impact of food bioactives on health: In vitro and ex vivo models (pp. 47-59). Cham (CH): Springer.
Tily, H., Patridge, E., Cai, Y., Gopu, V., Gline, S., Genkin, M., et al. (2022). Gut microbiome activity contributes to prediction of individual variation in glycemic response in adults. Diabetes Therapy, 13, 89-111.
Van de Wiele, T., Van den Abbeele, P., Ossieur, W., Possemiers, S., & Marzorati, M. (2015). The simulator of the human intestinal microbial Ecosystem (SHIME®). In K. Verhoeckx, P. Cotter, I. Lopez-Exposito, C. Kleiveland, T. Lea, A. Mackie, et al. (Eds.), The impact of food bioactives on health: In vitro and ex vivo models (pp. 305-317). Cham (CH): Springer International Publishing.
van Leeuwen, P. T., Brul, S., Zhang, J., & Wortel, M. T. (2023). Synthetic microbial communities (SynComs) of the human gut: Design, assembly, and applications. FEMS Microbiology Reviews, 47, Article fuad012.
van Stegeren, A. H., Wolf, O. T., & Kindt, M. (2008). Salivary alpha amylase and cortisol responses to different stress tasks: Impact of sex. International Journal of Psychophysiology, 69, 33-40.
Varriano-Marston, E., Ke, V., Huang, G., & Ponte, J. (1980). Comparison of methods to determine starch gelatinization in bakery foods. Cereal Chemistry, 57, 242-248.
Vega-Lopez, S., Ausman, L. M., Griffith, J. L., & Lichtenstein, A. H. (2007). Interindividual variability and intra-individual reproducibility of glycemic index values for commercial white bread. Diabetes Care, 30, 1412-1417.
Vellas, B., Balas, D., Moreau, J., Bouisson, M., Senegas-Balas, F., Guidet, M., et al. (1988). Exocrine pancreatic secretion in the elderly. International Journal of Pancreatology, 3, 497-502.
Vernon-Carter, E. J., Alvarez-Ramirez, J., Meraz, M., Bello-Perez, L. A., & Garcia-Diaz, S. (2020). Canola oil/candelilla wax oleogel improves texture, retards staling and reduces in vitro starch digestibility of maize tortillas. Journal of the Science of Food and Agriculture, 100, 1238-1245.
Versantvoort, C. H., Oomen, A. G., Van de Kamp, E., Rompelberg, C. J., & Sips, A. J. (2005). Applicability of an in vitro digestion model in assessing the bioaccessibility of mycotoxins from food. Food and Chemical Toxicology, 43, 31-40.
Versantvoort, C. H. M., & Rompelberg, C. (2004). Development and applicability of an in vitro digestion model. In Assessing the bioaccessibility of contaminants from food.
Walther, B., Lett, A. M., Bordoni, A., Tomas-Cobos, L., Nieto, J. A., Dupont, D., et al. (2019). GutSelf: Interindividual variability in the processing of dietary compounds by the human gastrointestinal tract. Molecular Nutrition & Food Research, 63, Article e1900677.
Wang, T. L., Bogracheva, T. Y., & Hedley, C. L. (1998). Starch: As simple as A, B, C? Journal of Experimental Botany, 49, 481-502.
Wang, S. J., Li, C. L., Copeland, L., Niu, Q., & Wang, S. (2015). Starch retrogradation: A comprehensive review. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 14, 568-585.
Wang, K. L., Li, M., Han, Q. Y., Fu, R., & Ni, Y. Y. (2021). Inhibition of -amylase activity by insoluble and soluble dietary fibers from kiwifruit (Actinidia deliciosa). Food Bioscience, 42, Article 101057.
Wang, M. M., Wichienchot, S., He, X. W., Fu, X., Huang, Q., & Zhang, B. (2019). In vitro colonic fermentation of dietary fibers: Fermentation rate, short-chain fatty acid production and changes in microbiota. Trends in Food Science & Technology, 88, 1-9.
Wang, J., Wu, P., Liu, M., Liao, Z., Wang, Y., Dong, Z., et al. (2019). An advanced near real dynamic in vitro human stomach system to study gastric digestion and emptying of beef stew and cooked rice. Food & Function, 10, 2914-2925.

Williams, C. F., Walton, G. E., Jiang, L., Plummer, S., Garaiova, I., & Gibson, G. R. (2015). Comparative analysis of intestinal tract models. Annual Review of Food Science and Technology, 6, 329-350.
Wolever, T. M. (2016). Personalized nutrition by prediction of glycaemic responses: Fact or fantasy? European Journal of Clinical Nutrition, 70, 411-413.
Woolnough, J. W., Bird, A. R., Monro, J. A., & Brennan, C. S. (2010). The effect of a brief salivary alpha-amylase exposure during chewing on subsequent in vitro starch digestion curve profiles. International Journal of Molecular Sciences, 11, 2780-2790.
Woolnough, J. W., Monro, J. A., Brennan, C. S., & Bird, A. R. (2008). Simulating human carbohydrate digestion: A review of methods and the need for standardisation. International Journal of Food Science and Technology, 43, 2245-2256.
Worning, H., & Mullertz, S. (1966). pH and pancreatic enzymes in the human duodenum during digestion of a standard meal. Scandinavian Journal of Gastroenterology, 1, 268-283.
Xiao, J., Kai, G., Yamamoto, K., & Chen, X. (2013). Advance in dietary polyphenols as alpha-glucosidases inhibitors: A review on structure-activity relationship aspect. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 53, 818-836.
Xiong, W., Devkota, L., Zhang, B., Muir, J., & Dhital, S. (2022). Intact cells: “Nutritional capsules” in plant foods. Comprehensive Reviews in Food Science and Food Safety, 21, 1198-1217.
Yang, Z., Zhang, Y., Wu, Y., & Ouyang, J. (2023). Factors influencing the starch digestibility of starchy foods: A review. Food Chemistry, 406, Article 135009.
Yang, C., Zhong, F., Douglas Goff, H., & Li, Y. (2019). Study on starch-protein interactions and their effects on physicochemical and digestible properties of the blends. Food Chemistry, 280, 51-58.

Yee, J., Roman, L., Pico, J., Aguirre-Cruz, A., Bello-Perez, L. A., Bertoft, E., et al. (2021). The molecular structure of starch from different Musa genotypes: Higher branching density of amylose chains seems to promote enzyme-resistant structures. Food Hydrocolloids, 112, Article 106351.
Zeevi, D., Korem, T., Zmora, N., Israeli, D., Rothschild, D., Weinberger, A., et al. (2015). Personalized nutrition by prediction of glycemic responses. Cell, 163, 1079-1094.
Zheng, J., Huang, S., Zhao, R., Wang, N., Kan, J., & Zhang, F. (2021). Effect of four viscous soluble dietary fibers on the physicochemical, structural properties, and in vitro digestibility of rice starch: A comparison study. Food Chemistry, 362, Article 130181.

Zheng, M. Z., Xiao, Y., Yang, S., Liu, M. H., Feng, L., Ren, Y. H., et al. (2020). Effect of adding zein, soy protein isolate and whey protein isolate on the physicochemical and digestion of proso millet starch. International Journal of Food Science and Technology, 55, 776-784.
Zhong, F., Li, Y., Noe, K. M., Wei, L., Chen, M., & Nsor-Atindana, J. (2018). Implications of static in vitro digestion of starch in the presence of dietary fiber. Frontiers of Agricultural Science and Engineering, 5, 340-350.
Zhu, Y., Hsu, W. H., & Hollis, J. H. (2014). Increased number of chews during a fixedamount meal suppresses postprandial appetite and modulates glycemic response in older males. Physiology & Behavior, 133, 136-140.
Zhu, Y., Wen, P., Wang, P., Li, Y., Tong, Y., Ren, F., et al. (2022). Influence of native cellulose, microcrystalline cellulose and soluble cellodextrin on inhibition of starch digestibility. International Journal of Biological Macromolecules, 219, 491-499.