https://doi.org/10.1038/s41586-024-07426-9
تاريخ الاستلام: 25 مارس 2022
تم القبول: 16 أبريل 2024
نُشر على الإنترنت: 22 مايو 2024
الوصول المفتوح

تفاعلات الجسم الغريب مع الزرعات هي من بين التحديات الأكثر أهمية التي تقوض الوظائف والموثوقية على المدى الطويل للمواد الحيوية والأجهزة في الجسم. على وجه الخصوص، يمكن أن تؤثر تشكيل كبسولة ليفية بين الزرعة والأنسجة المستهدفة، نتيجة لتفاعلات الجسم الغريب، بشكل كبير على فعالية الزرعة لأن الكبسولة الليفية تعمل كحاجز أمام الاتصالات الميكانيكية أو الكهربائية أو الكيميائية أو البصرية. (الشكل 1أ، ب). لتخفيف تكوين الكبسولة الليفية عند واجهة الزرع والأنسجة، تم تطوير طرق مختلفة، بما في ذلك الطلاءات التي تطلق الأدوية. محب للماء أو طلاءات البوليمر ذات الشحنة المزدوجة أسطح نشطة و التحكم في الصلابة و/أو الحجم للزرعات. ومع ذلك، على الرغم من التقدمات الأخيرة، فإن التخفيف من تكوين الكبسولة الليفية للمواد والأجهزة الحيوية المزروعة لا يزال يمثل تحديًا مستمرًا في هذا المجال. ، مما يبرز أهمية تطوير حلول واستراتيجيات جديدة.
هنا نوضح أن واجهة لاصقة يمكن أن توفر ليس فقط التكامل الميكانيكي للزرع مع الأنسجة المستهدفة ولكن أيضًا تمنع تكوين كبسولات ليفية ملحوظة عند واجهة الزرع والأنسجة (الشكل 1c، d). نحن نفترض أن التكامل الواجهة المتوافق بين الزرع اللاصق وسطح الأنسجة يمكن أن يقلل من مستوى تسرب الخلايا الالتهابية (على سبيل المثال، العدلات، وحيدات النوى، البلعميات) إلى واجهة الزرع اللاصق والأنسجة، مما يؤدي إلى انخفاض مستوى ترسب الكولاجين وانخفاض مستوى تكوين الكبسولات الليفية على المدى الطويل (الشكل 1d). بالمقابل، الزرعات التقليدية غير اللاصقة عادة لا تشكل تكاملًا متوافقًا مع أسطح الأنسجة وتجذب تسرب الخلايا الالتهابية إلى واجهة الزرع غير اللاصق والأنسجة.
تتكون الأكياس الليفية بعد ذلك على واجهات الأنسجة غير اللاصقة للزرع (الشكل 1ب).

لاختبار فرضيتنا، قمنا بإعداد زرع لاصق يتكون من جهاز وهمي (بولي يوريثان) وطبقة لاصقة. يتكون من شبكات متداخلة بين حمض الأكريليك المتشابك تساهميًا -إستر هيدروكسي سكسينيميد و بولي (فينيلي الكحول) المتشابك جسديًا (الشكل 1c). توفر طبقة اللاصق تكاملًا عالي التوافق ومستقرًا للزرع مع الأنسجة الرطبة. (الشكل التوضيحي التكميلي 1). قمنا أيضًا بتحضير زرعة غير لاصقة عن طريق انتفاخ الجهاز الوهمي نفسه وطبقة اللاصق بالكامل في حمام محلول ملحي مخفف بالفوسفات قبل الزرع (انظر الطرق لتحضير الزرعة غير اللاصقة). من خلال انتفاخ الزرعة في محلول ملحي مخفف بالفوسفات، قمنا بإزالة خاصية الالتصاق بها. مع الحفاظ على تركيبها الكيميائي كما هو.

تم زرع كل من الغرسات اللاصقة وغير اللاصقة على أسطح أعضاء متنوعة، بما في ذلك جدار البطن، والقولون، والمعدة، والرئة، والقلب، باستخدام نماذج من الجرذان في الجسم الحي لمدة تصل إلى 84 يومًا (الشكل 1e-i). لاحظ أن الغرسة غير اللاصقة تم خياطتها على أسطح الأعضاء. أظهرت الملاحظات الماكروسكوبية أن كل من الغرسات اللاصقة وغير اللاصقة ظلت مستقرة في موقع الزرع على أسطح الأعضاء (بيانات موسعة الشكل 1b,c). لتحليل رد الفعل تجاه الجسم الغريب وتكوين الكبسولة الليفية للغرسات اللاصقة وغير اللاصقة، قمنا بإجراء تحليل نسيجي للأنسجة الأصلية، والغرسة اللاصقة، والغرسة غير اللاصقة لمختلف الأعضاء (بيانات موسعة الشكل 1a).

تشير التقييمات النسيجية التي أجراها طبيب الأمراض النسيجية المعمّى إلى أن الغرسة اللاصقة تشكل تكاملاً متوافقًا مع سطح العضو.

الشكل 1 | واجهات لاصقة مضادة للتليف. أ، ب، رسومات تخطيطية لزرعة غير لاصقة تتكون من جهاز وهمي (بولي يوريثان) وطبقة غير لاصقة (أ) وزرع طويل الأمد في الجسم مع تكوين كبسولة ليفية عند واجهة الزرعة والأنسجة (ب). ج، د، رسومات تخطيطية لزرعة لاصقة تتكون من الجهاز الوهمي (بولي يوريثان) وطبقة لاصقة (ج) وزرع طويل الأمد في الجسم دون تكوين كبسولة ليفية ملحوظة عند واجهة الزرعة والأنسجة (د). هـ-ي، صور هيستولوجية تمثيلية ملونة بصبغة ماسون الثلاثية (MTS) والهيماتوكسيلين و
eosin (H&E) للأنسجة الأصلية (يسار)، وزرع اللصق (وسط) وزرع غير اللصق (يمين) المجمعة في اليوم 84 بعد الزرع على جدار البطن (e)، القولون (f)، المعدة (g)، الرئة (h) والقلب (i). الخطوط المنقطة السوداء والصفراء في الصور تشير إلى واجهة الزرع-الأنسجة وواجهة الكبسولة الليفية-الأنسجة، على التوالي. تم تكرار التجربة في e-i بشكل مستقل ( لكل مجموعة) مع نتائج مشابهة. قضبان القياس، (على سبيل المثال، اليسار والوسط؛ هـ)، (هـ، صحيح؛ أنا)، (ف، يمين)، (ج، يمين).
ولا تظهر أي تشكيل ملحوظ للكبسولة الليفية حتى 84 يومًا بعد الزرع لأعضاء متنوعة، بما في ذلك جدار البطن، والقولون، والمعدة، والرئة، والقلب (الشكل 1e-i، الشكل البياني الموسع 2 والشكل التوضيحي 2). علاوة على ذلك، تُظهر صورة مجهر إلكتروني ناقل لواجهة زرع المادة اللاصقة والأنسجة أن طبقة المادة اللاصقة تحافظ على تكامل عالي التوافق مع الطبقة الكولاجينية للغشاء المصلي على مقياس دون الخلوي في اليوم 28.
بعد الزرع (الشكل الإضافي 3). بالمقابل، يخضع الزرع غير اللاصق لتكوين كبير للكبسولة الليفية عند واجهة الزرع والأنسجة لجميع الأعضاء، وهو ما يتماشى مع رد الفعل الجسم الغريب تجاه الجهاز الوهمي فقط (الشكل 1 والأشكال التكميلية 2 و3). وبالمثل، تخضع واجهة تجويف الجهاز الوهمي للزرع اللاصق لتكوين الكبسولة الليفية (أعلى الزرع في الشكل الإضافي 2).

الشكل 2 | تحليل النسج للواجهات بين الأنسجة اللاصقة وغير اللاصقة للزرع في نقاط زمنية مختلفة. أ-هـ، صور نسج تمثيلية ملونة بصبغة ماسون الثلاثية (يسار) والهيماتوكسيلين والإيوزين (يمين) للزرع غير اللاصق المأخوذ في اليوم 3 (أ)، اليوم 7 (ب)، اليوم 14 (ج)، اليوم 28 (د) واليوم 84 (هـ) بعد الزرع على جدار البطن. صور نسيجية تمثيلية ملونة بصبغة ماسون الثلاثية (يسار) وصبغة الهيماتوكسيلين والإيوزين (يمين) للزرعة اللاصقة المجمعة في اليوم الثالث (ف)، اليوم يوم يوم ويوم بعد الزرع على جدار البطن. تشير النجوم في الصور إلى الزرع؛ تشير الخطوط المنقطة السوداء في الصور إلى واجهة الزرع والأنسجة؛ تشير الخطوط المنقطة الصفراء في الصور إلى
واجهة الغشاء المصلي – الكبسولة الليفية (زرع غير لاصق) أو واجهة الغشاء المصلي – العضلة الهيكلية (زرع لاصق). SM، العضلة الهيكلية؛ FC، الكبسولة الليفية. k، سمك طبقة الكولاجين عند واجهة الزرع – الأنسجة المقاسة في نقاط زمنية مختلفة بعد الزرع. الخط الأزرق المتقطع يشير إلى متوسط سمك طبقة الكولاجين في الأنسجة الأصلية (NT). d، يوم. القيم في k تمثل المتوسط والانحراف المعياري. زراعة؛ نسخ بيولوجية مستقلة). الدلالة الإحصائية و تم تحديد القيم بواسطة اختبار غير متزاوج ذو جانبين -اختبارات؛ شريط القياس، .

للتحقيق في التأثير المحتمل للتلف الناتج عن الخياطة، تم إدخال الخيوط إلى زوايا الزرعة اللاصقة، مشابهة لتلك المستخدمة مع الزرعة غير اللاصقة (الشكل البياني الممتد 4a). تُظهر التحليلات النسيجية أن نقطة الخياطة تُظهر تكوين التليف (الشكل البياني الممتد 4b,c)، لكن واجهة الزرعة اللاصقة السليمة مع الأنسجة لا تُظهر أي تكوين ملحوظ للكبسولة الليفية (الشكل البياني الممتد 4b,d). بشكل جماعي، تؤكد هذه البيانات مرة أخرى أن الواجهة اللاصقة مطلوبة لمنع التكوين الملحوظ للكبسولة الليفية.
لتحقيق تأثير واجهات اللصق ذات التركيبات والخصائص المتنوعة، استبدلنا واجهة اللصق المعتمدة على بولي (الفينيل الكحول) بواجهة لاصقة معتمدة على الكيتوزان. (انظر الطرق لتحضير واجهة اللصق المعتمدة على الكيتوزان). بالمقارنة مع واجهة اللصق المعتمدة على بولي (الفينيل الكحول)، تقدم واجهة اللصق المعتمدة على الكيتوزان تركيبة مختلفة ومعامل يونغ، ومع ذلك تظهر أداءً لاصقًا قابلًا للمقارنة (الشكل التمديدي 5a-d). تُظهر التحليلات النسيجية أن واجهة اللصق المعتمدة على الكيتوزان لا تُظهر أي تشكيل ملحوظ للكبسولة الليفية في اليوم الرابع عشر بعد الزرع (الشكل التمديدي 5e,f). ومن الجدير بالذكر أن الزرعات التصقت بسطح جدار البطن.
استخدام لاصقات الأنسجة المتاحة تجارياً بما في ذلك Coseal و Tisseel يظهر التكوين الكبير للكبسولة الليفية في اليوم الرابع عشر بعد الزرع (الشكل البياني الممتد 6). قد يُعزى ذلك إلى عدم استقرار الالتصاق على المدى الطويل للاصقات الأنسجة المتاحة تجارياً مع سطح الأنسجة في الجسم الحي. .

لتقييم رد الفعل تجاه الجسم الغريب وتكوين الكبسولة الليفية مع مرور الوقت، قمنا بإجراء تحليلات نسيجية للزرعات اللاصقة وغير اللاصقة على جدار البطن في الأيام وسماكة طبقة الكولاجين عند واجهة الزرع والأنسجة تبقى مشابهة لتلك الموجودة في الأنسجة الأصلية (أي سماكة الميزوثيليوم) للزرع اللاصق في جميع النقاط الزمنية (الشكل 2k). بالمقابل، تزداد سماكة طبقة الكولاجين عند واجهة الزرع غير اللاصق والأنسجة مع مرور الوقت بسبب تكوين الكبسولة الليفية، وهي أكثر سمكًا بشكل ملحوظ من الأنسجة الأصلية والزرع اللاصق في جميع النقاط الزمنية (الشكل 2k).

للمزيد من التحقيق في فرضيتنا، قمنا بإجراء مجموعة من التوصيفات للمشاركين الرئيسيين في رد الفعل تجاه الجسم الغريب، بما في ذلك اختبارات امتصاص البروتين في المختبر، وتحليل المناعة الفلورية، وPCR الكمي (qPCR)، وقياس Luminex، وتسلسل RNA.

تم إجراء اختبار امتصاص البروتين باستخدام الألبومين والفبرينوجين المعلمين بالفلوريسنت لتقييم التصاق البروتينات عند واجهة الزرع والأنسجة خلال المرحلة الأولية لجسم غريب.
رد فعل (الشكل التوضيحي 4). بعد 30 دقيقة من الزراعة المشتركة في محلول البروتين، أظهر واجهة زرع المادة اللاصقة – الركيزة مستوى أقل بكثير من امتصاص البروتين مقارنةً بـ

الشكل 3 | تحليل المناعة الفلورية لواجهات الأنسجة المزروعة اللاصقة وغير اللاصقة في نقاط زمنية مختلفة. أ، ج، هـ، صور مناعة فلورية تمثيلية للزرع غير اللاصق تم جمعها في اليوم الثالث (أ)، اليوم السابع (ج) واليوم الرابع عشر (هـ) بعد الزرع على جدار البطن. ب، د، ف، صور مناعة فلورية تمثيلية للزرع اللاصق تم جمعها في اليوم الثالث (ب)، اليوم السابع (د) واليوم الرابع عشر (ف) بعد الزرع على جدار البطن. في صور المناعة الفلورية، يتم صبغ نوى الخلايا باستخدام 4’،6-دياميدينو-2-فينيل إندول (DAPI، أزرق)؛ الفلورة الخضراء تت correspond إلى صبغ الألياف. SMA)، العدلات (إيلاستاز العدلات) والبلاعم (CD68، فيمنتين، CD206، iNOS)؛ الفلورة الحمراء تتوافق مع صبغ خلايا T (CD3). النجوم في الصور تشير إلى الزرع؛ الخطوط المتقطعة البيضاء في الصور تشير إلى واجهة الزرع-الأنسجة؛ الخطوط المتقطعة الصفراء في الصور تشير إما إلى واجهة الغشاء المصلي-الكبسولة الليفية (زرع غير لاصق) أو واجهة الغشاء المصلي-العضلة الهيكلية (زرع لاصق). g-i، قياس عدد الخلايا في الطبقة الكولاجينية عند واجهة الزرع-الأنسجة على عرض تمثيلي من من صور المناعة الفلورية في اليوم الثالث (g) واليوم السابع (h) واليوم الرابع عشر (i) بعد الزرع. القيم في تمثل المتوسط والانحراف المعياري ( زراعة؛ نسخ بيولوجية مستقلة). الدلالة الإحصائية و تم تحديد القيم بواسطة اختبار غير متزاوج ذو جانبين -اختبارات؛ غير دالة، غير ذات دلالة؛ شريط القياس، ، .
واجهة الزرع-الركيزة غير اللاصقة ) لكل من الألبومين المعلم بالفلور والفبرينوجين (الشكل التكميلي. )، مما يوضح قدرة واجهة اللصق على منع امتصاص البروتين.

لتحقيق في تسلل خلايا المناعة إلى واجهة الأنسجة المزروعة، قمنا بإجراء صبغ مناعي فلوري للخلايا الليفية ( SMA)، العدلات (إيلاستاز العدلات)، البلعميات (CD68 للبلاعم العامة؛ iNOS وفيمينتين للبلاعم المؤيدة للالتهاب؛ CD206 للبلاعم المضادة للالتهاب) وخلايا T (CD3) في الأيام 3 و7 و14 بعد الزرع (الشكل 3a-f). قياس عدد الخلايا في الطبقة الكولاجينية عند واجهة نسيج الزرع على عرض تمثيلي من تظهر صور المناعة الفلورية عددًا أقل بكثير من الألياف، والعدلات، والبلاعم، وخلايا T عند واجهة زرع الأنسجة اللاصقة مقارنةً بواجهة زرع الأنسجة غير اللاصقة في جميع النقاط الزمنية (الشكل 3g-i).

لتوضيح الاستجابة المناعية عند واجهة الزرع والأنسجة، نقوم بتوصيف الجينات المتعلقة بالخلايا المناعية والسيتوكينات باستخدام تحليل qPCR وقياس Luminex، على التوالي (الشكل 4). في اليوم الثالث بعد الزرع، بينما كانت مستويات معظم نسخ الجينات المناعية المختارة مشابهة أو أقل بشكل ملحوظ في واجهة الزرع والأنسجة اللاصقة مقارنة بالواجهة غير اللاصقة، كانت مستويات تعبير Nos2 أعلى بشكل ملحوظ في الواجهة اللاصقة مقارنة بالواجهة غير اللاصقة (الشكل 4ب). تتوافق مستويات تعبير Nos2 الأعلى مع المستويات الأعلى من السيتوكينات الالتهابية (G-CSF، IL-12p70) في الواجهة اللاصقة مقارنة بالواجهة غير اللاصقة في اليوم الثالث بعد الزرع (الشكل 4د والجدول التكميلي 1).

للتحقيق في مصدر تعبير Nos2 في اليوم الثالث بعد الزرع، قمنا بإجراء صبغ مزدوج بالمناعية الفلورية لـ iNOS وإيلاستاز العدلات ولـ iNOS وCD68 (الشكل البياني الممتد 7). تكشف صبغة المناعية الفلورية لواجهة نسيج الزرع اللاصق عن عدد أكبر بكثير من iNOS. العدلات أكثر من iNOS البلاعم في اليوم الثالث بعد الزرع “; الشكل التوضيحي الممتد 7b). بالمقابل، فإن واجهة الزرع غير اللاصقة مع الأنسجة تحتوي على أعداد مماثلة من iNOS العدلات و iNOS البلاعم في اليوم الثالث بعد الزرع ; الشكل التوضيحي الممتد 7d). تشير هذه النتيجة إلى أن واجهة زرع اللصق والأنسجة تفضل مجموعة فرعية من العدلات المنتجة لـ iNOS في اليوم الثالث بعد الزرع. .

بحلول اليوم السابع بعد الزرع، يظهر واجهة الأنسجة اللاصقة للزرع مستوى تعبير أقل بشكل ملحوظ لجميع الجينات المتعلقة بخلايا المناعة، بما في ذلك Nos2، مقارنةً بواجهة الأنسجة غير اللاصقة (الشكل 4c)، وهو ما يتماشى مع الانخفاض في مستوى السيتوكينات الالتهابية في واجهة الأنسجة اللاصقة للزرع.

في اليوم السابع بعد الزرع مقارنة باليوم الثالث بعد الزرع (الشكل 4d والجدول التكميلي 1). وبالتالي، يبدو أن واجهة الأنسجة اللاصقة للزرع تحفز استجابة أكثر قوة من الخلايا المتعادلة المؤيدة للالتهاب مقارنة بواجهة الأنسجة غير اللاصقة للزرع في اليوم الثالث بعد الزرع، والتي يتم حلها بسرعة بحلول اليوم السابع بعد الزرع.

الفئران (د)، وفي اليوم السابع بعد الزرع في الخنازير (ف). الخطوط المنقطة السوداء في الصور تشير إلى واجهة الزرع والأنسجة؛ الخطوط المنقطة الصفراء في الصور تشير إلى واجهة الكبسولة الليفية والأنسجة. التجربة في تم تكراره بشكل مستقل ( لكل مجموعة من فئران C57BL/6؛ لكل مجموعة من فئران HuCD34NCG؛ لكل مجموعة من الخنازير) مع نتائج مماثلة. قضبان القياس، (ب، د)، (ف). تم إنشاء الرسم البياني للخنزير في (هـ) باستخدام بايو ريندر.كوم.

بعد ذلك، قمنا بإجراء تسلسل RNA الشامل لواجهات زرع جدار البطن لكل من الزرعات اللاصقة وغير اللاصقة في اليومين 3 و14 بعد الزرع للتحقيق بشكل أكبر في اختلافات التعبير الجيني (الشكل البياني الممتد 8). تُظهر تحليل المكونات الرئيسية تكتلًا منفصلًا للعينات لواجهات الأنسجة للزرعات غير اللاصقة واللاصقة في كل نقطة زمنية، مما يشير إلى ملفات تعريف نسخ متميزة (الشكل البياني الممتد 8a، d). يكشف تحليل التعبير الجيني التفاضلي للزرع اللاصق مقارنةً بواجهة الأنسجة للزرع غير اللاصق عن 40 جينًا تم تقليل تعبيرها و33 جينًا تم زيادة تعبيرها في اليوم الثالث بعد الزرع (الأشكال البيانية الممتدة 8b و9a). في اليوم الرابع عشر بعد الزرع، تم تقليل تعبير 357 جينًا وزيادة تعبير 156 جينًا (الأشكال البيانية الممتدة 8e و9b) في واجهة الأنسجة للزرع اللاصق مقارنةً بواجهة الأنسجة للزرع غير اللاصق. في اليوم الثالث بعد الزرع، يتم تعزيز تنظيم إنتاج الإنترفيرون وتطوير أنسجة العضلات المخططة في واجهة الأنسجة للزرع غير اللاصق، مما يشير إلى عمليات التهابية وتليف، بينما يتم تعزيز عمليات تكاثر الخلايا والنمو في واجهة الأنسجة للزرع اللاصق (الشكل البياني الممتد 8c). في اليوم الرابع عشر بعد الزرع، تكون العمليات المرتبطة بالتليف غنية جدًا في واجهة الأنسجة للزرع غير اللاصق، مثل تمايز خلايا العضلات، وتجميع الألياف العضلية، وتطوير هيكل العضلات، بينما يتم تعزيز تشكيل الأوعية الدموية، وتكوين الأعصاب، والتكاثر في واجهة الأنسجة للزرع اللاصق (الشكل البياني الممتد 8f). تشير هذه النتائج مرة أخرى إلى استجابة التهابية مخفضة وحل سريع للالتهاب في واجهة الأنسجة للزرع اللاصق مقارنةً بواجهة الأنسجة للزرع غير اللاصق.
لاختبار فرضيتنا في نماذج حيوانية متنوعة، قمنا بزرع الغرسات اللاصقة وغير اللاصقة على سطح جدار البطن لفئران C57BL/6 المناعية الكاملة وفئران HuCD34-NCG البشرية.
فئران (الشكل 5أ، ج). لاحظ أن فئران C57BL/6 المناعية المعتمدة معروفة بإنتاج التليف وتفاعلات الجسم الغريب المشابهة لتلك التي لوحظت في المرضى البشر. وتمكن فئران HuCD34-NCG المحورة لتكون بشرية من تقديم استجابات مناعية مشابهة للبشر تظهر التحليلات النسيجية أن واجهة زرع الأنسجة اللاصقة لا تظهر أي تشكيل ملحوظ للكبسولة الليفية، مقارنةً بالأنسجة الأصلية في اليوم 28 بعد الزرع في كل من نماذج الفئران C57BL/6 (الشكل 5ب) وHuCD34-NCG (الشكل 5د). بالمقابل، تظهر واجهة زرع الأنسجة غير اللاصقة تشكيلًا كبيرًا للكبسولة الليفية في كلا النموذجين (الشكل 5ب، د).

لاختبار فرضيتنا بشكل أكبر في تشريح بحجم الإنسان، قمنا بزرع الغرسات اللاصقة وغير اللاصقة في نماذج الخنازير (الشكل 5e والشكل التكميلي 5). تُظهر الملاحظات الماكروسكوبية أن الغرسة اللاصقة تحافظ على تكامل مستقر مع سطح جدار البطن والأمعاء الدقيقة للخنازير في اليوم السابع بعد الزرع في الجسم الحي (الشكل التكميلي 10). تُظهر التحليلات النسيجية أن الغرسة اللاصقة تشكل تكاملاً متوافقًا مع سطح الأنسجة دون تكوين ملحوظ لكبسولة ليفية على واجهة الغرسة والأنسجة في اليوم السابع بعد الزرع لكل من جدار البطن (الشكل 5e) والأمعاء الدقيقة (الشكل التكميلي 10a). بالمقابل، تُظهر واجهة الغرسة غير اللاصقة مع الأنسجة تكوينًا كبيرًا للكبسولة الليفية (الشكل 5f والشكل التكميلي 10b)، بما يتماشى مع الملاحظات في نماذج القوارض.

لاستكشاف الفائدة المحتملة للواجهات اللاصقة المضادة للتليف، أظهرنا تسجيلًا وتحفيزًا كهربائيًا في الجسم الحي على المدى الطويل باستخدام الأقطاب الكهربائية القابلة للزراعة مع الواجهة اللاصقة في نموذج الفئران لمدة 84 يومًا (الشكل 6). من أجل المراقبة المستمرة في الجسم الحي وتعديل تخطيط القلب الكهربائي، تم زراعة الأقطاب الكهربائية مع الواجهة اللاصقة أو غير اللاصقة على السطح الخارجي للقلب للحيوانات من أجل التسجيل الكهربائي و

الشكل 6 | التواصل الكهربائي الثنائي الاتجاه على المدى الطويل في الجسم الحي من خلال واجهات لاصقة مضادة للتليف. أ، رسومات تخطيطية لتسجيل وتحفيز الكهربية في الجسم الحي من خلال الأقطاب الكهربائية المزروعة مع واجهة الزرع-الأنسجة غير اللاصقة أو اللاصقة. ب، صور للقلب تم جمعها في اليومين 0 و84 بعد الزرع للأقطاب الكهربائية مع الواجهة اللاصقة. الخطوط البيضاء المتقطعة في الصور تشير إلى حدود الزرعات. ج، مخططات كهربائية قلبية تمثيلية بعد التحفيز من خلال الأقطاب الكهربائية المزروعة مع واجهة الزرع-الأنسجة غير اللاصقة في الأيام و 28 بعد الزرع على قلب الجرذ. د، تخطيط القلب الكهربائي التمثيلي بعد التحفيز من خلال الأقطاب الكهربائية المزروعة مع واجهة الأنسجة اللاصقة في الأيام 0 و 14 و 28 و 56 و 84 بعد الزرع على قلب الجرذ. هـ-ز، سعة موجة R المسجلة
من خلال الأقطاب الكهربائية المزروعة مع واجهات الأنسجة غير اللاصقة (باللون الأسود) واللاصقة (باللون الأحمر) في اليوم 28 (e) واليوم 56 (f) واليوم 84 (g) بعد الزرع على قلب الجرذ. تظهر الرسوم البيانية المرفقة أشكال الموجات المسجلة التمثيلية. h,i، صور هيستولوجية تمثلية ملونة بصبغة ماسون الثلاثية (يسار) والهيماتوكسيلين والإيوزين (يمين) للأقطاب الكهربائية مع الواجهة غير اللاصقة (h) والواجهة اللاصقة (i) التي تم جمعها في اليوم 28 بعد الزرع على قلب الجرذ. تشير النجوم في الصور إلى الزرع؛ والخطوط المتقطعة الصفراء في الصور تشير إلى واجهة الزرع والأنسجة. تمثل القيم في e-g المتوسط والانحراف المعياري. الحيوانات؛ نسخ بيولوجية مستقلة). التجربة في تم تكراره بشكل مستقل ( لكل مجموعة) مع نتائج مشابهة. الدلالة الإحصائية و تم تحديد القيم بواسطة اختبار غير متزاوج ذو جانبين -اختبارات؛ غير دالة، غير مهمة. قضبان المقياس، .
تحفيز في الأيام و 84 بعد الزرع (الشكل 6أ والشكل التكميلية 6). أظهرت الملاحظات الماكروسكوبية أن الأقطاب الكهربائية ذات الواجهة اللاصقة حافظت على تكامل مستقر مع القلب بعد 84 يومًا من الزرع في الجسم الحي (الشكل 6ب). تم الحفاظ على سعة موجة R المسجلة بواسطة الأقطاب الكهربائية ذات الواجهة اللاصقة بشكل مستمر طوال مدة الدراسة (84 يومًا؛ الشكل 6هـ-ز)، في حين أن سعة موجة R المسجلة بواسطة الأقطاب الكهربائية ذات الواجهة غير اللاصقة أظهرت انخفاضًا كبيرًا مع مرور الوقت (الشكل 6هـ). بالنسبة للتحفيز الكهربائي بواسطة الأقطاب الكهربائية ذات الواجهة غير اللاصقة، كانت سعة نبضة التيار التحفيزي الدنيا اللازمة لنجاح تنظيم القلب تزداد تدريجيًا حتى اليوم السابع بعد الزرع وفشلت في النهاية في تنظيم القلب في اليوم الرابع عشر بعد الزرع (الشكل 6ج). بالمقابل، أظهرت الأقطاب الكهربائية ذات الواجهة اللاصقة سعة نبضة التيار التحفيزي الدنيا ثابتة لتنظيم القلب وحافظت بنجاح على القدرة على تنظيم القلب طوال مدة الدراسة (84 يومًا؛ الشكل 6د). تتماشى هذه النتائج مع النتائج النسيجية من الأنسجة المجمعة في اليوم الثامن والعشرين بعد الزرع، حيث أظهرت الأقطاب الكهربائية ذات الواجهة غير اللاصقة تغليفًا وانفصالًا ماديًا عن السطح الخارجي للقلب بواسطة كبسولة ليفية سميكة (الشكل 6ح). بالمقابل، أظهرت الأقطاب الكهربائية ذات الواجهة اللاصقة اتصالًا متوافقًا مع السطح الخارجي للقلب دون تشكيل ملحوظ للكبسولة الليفية (الشكل 6ط).
في هذه الدراسة، أظهرنا أن واجهة اللصق لا يمكنها فقط توفير تكامل ميكانيكي متوافق للزرع مع الأنسجة المستهدفة، ولكنها أيضًا فعالة في التخفيف من تكوين الأنسجة الليفية.
تعمل الكبسولة على واجهة زرع الأنسجة اللاصقة من خلال تقليل مستوى تسرب الخلايا الالتهابية. يوفر العمل الحالي استراتيجية واعدة لواجهات زرع الأنسجة المضادة للتليف على المدى الطويل ويقدم رؤى قيمة حول تفاعلات زرع الأنسجة للدراسات المستقبلية.

أي طرق، مراجع إضافية، ملخصات تقارير Nature Portfolio، بيانات المصدر، بيانات موسعة، معلومات إضافية، شكر وتقدير، معلومات مراجعة الأقران؛ تفاصيل مساهمات المؤلفين والمصالح المتنافسة؛ وبيانات توفر البيانات والرموز متاحة علىhttps://doi.org/10.1038/s41586-024-07426-9.

ملاحظة الناشر: تظل شركة سبرينجر ناتشر محايدة فيما يتعلق بالمطالبات القضائية في الخرائط المنشورة والانتماءات المؤسسية.

الوصول المفتوح هذه المقالة مرخصة بموجب رخصة المشاع الإبداعي للاستخدام والتوزيع والتكيف وإعادة الإنتاج في أي وسيلة أو صيغة، طالما أنك تعطي الائتمان المناسب للمؤلفين الأصليين والمصدر، وتوفر رابطًا لرخصة المشاع الإبداعي، وتوضح ما إذا تم إجراء تغييرات. الصور أو المواد الأخرى من طرف ثالث في هذه المقالة مشمولة في رخصة المشاع الإبداعي للمقالة، ما لم يُشار إلى خلاف ذلك في سطر الائتمان للمادة. إذا لم تكن المادة مشمولة في رخصة المشاع الإبداعي للمقالة وكان استخدامك المقصود غير مسموح به بموجب اللوائح القانونية أو يتجاوز الاستخدام المسموح به، ستحتاج إلى الحصول على إذن مباشرة من صاحب حقوق الطبع والنشر. لعرض نسخة من هذه الرخصة، قم بزيارة http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.
© المؤلفون 2024، نشر مصحح 2025

تم تحضير الطبقة اللاصقة من الغرسة اللاصقة باستخدام طريقة تم الإبلاغ عنها سابقًا . لتحضير محلول لاصق، حمض الأكريليك، بولي (الفينيل الكحول) (PVA؛ 186,000، 99+% مهدر)، 0.2% وزن/وزن -حمض الكيتوجلوتاريك و0.05% -ميثيلين ثنائي الأكريلاميد تم إضافته إلى الماء منزوع الأيونات الذي تم تطهيره بالنيتروجين. بعد ذلك، تم إذابة 30 ملغ من حمض الأكريليك -إستر هيدروكسي سكسينيميد في كل 1 مل من محلول المخزون أعلاه لتحضير محلول سلف اللاصق. تم تحضير الطبقة اللاصقة المعتمدة على الكيتوزان عن طريق استبدال PVA بـ كيتوزان ، درجة إزالة الأسيتيل > 90%؛ ChitoLytic). تم صب محلول السلف في قالب زجاجي مع فاصل ( سمك) وتم وضعه في غرفة UV ( قدرة) لمدة 30 دقيقة لتحضير الهيدروجيل اللاصق. تم تجفيف الهيدروجيل اللاصق تمامًا تحت تدفق الهواء وفي جهاز تجفيف فراغ لتحضير الطبقة اللاصقة الجافة. تم تقديم جهاز وهمي للغرسة اللاصقة عن طريق الطلاء الدوراني لراتنج البولي يوريثان (HydroThane، AdvanSource Biomaterials) على الطبقة اللاصقة الجافة.

لتحضير الغرسة غير اللاصقة، تم غمر الغرسة اللاصقة في حمام معقم من محلول ملحي مخفف بالفوسفات (PBS؛ pH 7.4، فوسفات البوتاسيوم أحادي القاعدة، كلوريد الصوديوم و فوسفات الصوديوم ثنائي القاعدة) في درجة حرارة الغرفة طوال الليل. خلال هذه العملية، وصلت الطبقة اللاصقة من الغرسة إلى حالة التمدد المتوازن وأصبحت غير لاصقة بفقدان القدرة على تشكيل روابط فيزيائية (روابط هيدروجينية) وروابط تساهمية (روابط أميد) مع الأنسجة .

لتحضير الأقطاب القابلة للزراعة، تم دمج أقطاب الذهب (سمك، ) بين طبقة البولي يوريثان (سمك، ) والطبقة اللاصقة أو غير اللاصقة (سمك، ; الشكل التكميلي 6a). تم معالجة سطح القطب الذهبي باستخدام بلازما الأكسجين لمدة 3 دقائق (30 واط، هاريك بلازما) لتنشيط التخصيص السطحي، تلاها غمر في محلول هيدروكلوريد السيستامين (50 مللي مول في الماء منزوع الأيونات) لمدة ساعة واحدة في درجة حرارة الغرفة. بعد التخصيص، تم غسل القطب الذهبي تمامًا بالماء منزوع الأيونات وتجفيفه بتدفق النيتروجين. تم قطع القطب الذهبي المخصص إلى دوائر بقطر 2 مم وتم وضعها على الهيدروجيل اللاصق (قطبان لكل غرسة). تم توصيل سلك القطب (AS633، Cooner Wire) بالأقطاب الذهبية وتم إدخال طبقة العزل من البولي يوريثان (HydroThane، AdvanSource Biomaterials) إلى الأقطاب الذهبية. تم تجفيف الغرسة المجمعة تمامًا تحت تدفق الهواء وفي جهاز تجفيف فراغ لتحضير الأقطاب القابلة للزراعة اللاصقة. لتحضير الأقطاب القابلة للزراعة غير اللاصقة، تم غمر الأقطاب القابلة للزراعة اللاصقة في حمام PBS معقم طوال الليل. تم تحضير جميع العينات بطريقة معقمة وتم تعقيمها تحت UV لمدة ساعة واحدة قبل الاستخدام.

تم تطبيق إما الغرسة اللاصقة المعتمدة على الكيتوزان أو الغرسة اللاصقة المعتمدة على PVA على جلد خنزير حي خارج الجسم مع ضغط لطيف لمدة 5 ثوانٍ. تم قياس القوة بين الواجهات بناءً على اختبار T-peel (ASTM F2256). تم قياس قوة القص بناءً على اختبار القص المتداخل (ASTM F2255). تم قياس قوة الشد بناءً على اختبار الشد (ASTM F2258). تم إجراء جميع الاختبارات باستخدام آلة اختبار ميكانيكية ( خلية تحميل، Zwick/ Roell Z2.5). تم استخدام تركيبات الألمنيوم باستخدام غراء السيانوأكريلات لتوفير قبضة لاختبارات الشد. تم إجراء جميع التوصيفات الميكانيكية ثلاث مرات باستخدام عينات تم إعدادها بشكل مستقل.

تم استخدام هيدروجيل الجيلاتين ( بلوم، سيغما-ألدريش) كركيزة لاختبار امتصاص البروتين في المختبر. تم قطع الغرسات اللاصقة وغير اللاصقة إلى دوائر بقطر باستخدام مثقاب خزعي وتم وضعها على هيدروجيل الجيلاتين. تم بعد ذلك حضانة العينات في محلول يحتوي على ألبومين موسوم بالفلور (A13101، ثيرمو فيشر) أو فيبرينوجين (F13191، ثيرمو فيشر) لمدة 30 دقيقة. بعد الحضانة، تم غسل العينات ثلاث مرات بمحلول PBS جديد لإزالة البروتينات غير الملتصقة. تم تصوير العينات باستخدام ميكروسكوب كونفوكال (SP8، لايكا)، مع ضبط المستوى الكونفوكالي عند واجهة هيدروجيل الجيلاتين-الغرسة تحت نموذج pitch مع تحفيز وانبعاث عند 495 نانومتر و515 نانومتر (للألبومين) و495 نانومتر و635 نانومتر (للفيبرينوجين). تم حساب شدة الفلورسنت النسبية للبروتينات الممتصة باستخدام ImageJ (الإصدار 2.1.0).

تمت الموافقة على جميع الدراسات الحيوانية على الجرذان من قبل لجنة MIT لرعاية الحيوانات، وتم الإشراف على جميع الإجراءات الجراحية والرعاية بعد الجراحة من قبل موظفي الطب البيطري في قسم الطب المقارن (DCM) في MIT.

تم استخدام جرذان سبراجي داولي (إناث وذكور، 225 إلى أسبوعًا، مختبرات تشارلز ريفر) لجميع دراسات الجرذان الحية. قبل الزراعة، تم إعداد جميع العينات باستخدام تقنيات معقمة وتم تعقيمها لمدة ساعة واحدة تحت ضوء UV. لزراعة داخل البطن، تم تخدير الحيوانات باستخدام الإيزوفلوران (2 إلى 3% إيزوفلوران في الأكسجين) في غرفة التخدير قبل الجراحة، وتم الحفاظ على التخدير باستخدام مخروط الأنف طوال الجراحة. تمت إزالة شعر البطن، وتم وضع الحيوانات على وسادة تدفئة أثناء الجراحة. تم كشف جدار البطن أو القولون أو المعدة بواسطة عملية جراحية. تم تطبيق الغرسة اللاصقة (10 مم عرضًا و10 مم طولًا) على جدار البطن ( لكل نقطة زمنية)، القولون ( ) أو سطح المعدة ( ) عن طريق الضغط برفق باستخدام ملعقة جراحية أو طرف الإصبع. تم زراعة الغرسة غير اللاصقة (10 مم عرضًا و10 مم طولًا) على جدار البطن ( لكل نقطة زمنية)، القولون ( ) أو سطح المعدة ( ) باستخدام غرز في زوايا العينات (8-0 بروتين، إيثيكون). بالنسبة للمواد اللاصقة المتاحة تجاريًا، تم استخدام 0.5 مل من Coseal ( ) أو Tisseel ( ) لالتصاق الغرسة غير اللاصقة (10 مم عرضًا و10 مم طولًا) بسطح جدار البطن. بالنسبة للغرسة اللاصقة مع الغرز، تم تطبيق الغرسة اللاصقة (10 مم عرضًا و10 مم طولًا) على سطح جدار البطن ( )، وتم استخدام غرز (8-0 بروتين، إيثيكون) في زوايا العينات . تم إغلاق شقوق عضلات جدار البطن والجلد باستخدام غرز (4-0 فيكرل، إيثيكون). في الأيام و84 بعد الزراعة، تم euthanizing الحيوانات باستخدام استنشاق. تم استئصال أنسجة جدار البطن أو القولون أو المعدة ذات الأهمية وثبتت في الفورمالين لمدة 24 ساعة للتحليل النسيجي والمناعي الفلوري. جميع الحيوانات في الدراسة نجت وتم الاحتفاظ بها في ظروف صحية طبيعية بناءً على المراقبة اليومية من قبل موظفي الطب البيطري في DCM في MIT.

لزرع داخل الصدر في نموذج الجرذان، تم تخدير الحيوانات باستخدام الإيزوفلوران (2 إلى الإيزوفلورين في الأكسجين) في غرفة التخدير قبل الجراحة، وتم الحفاظ على التخدير باستخدام مخروط الأنف طوال الجراحة. تمت إزالة شعر الصدر، وتم إجراء التنبيب الرغامي، وربط الحيوانات بجهاز التنفس الصناعي (RoVent، كينت ساينتيفيك). وضعت الحيوانات على وسادة تدفئة طوال مدة الجراحة. تم كشف الرئة أو القلب عن طريق عملية فتح الصدر. تمت إزالة التامور باستخدام ملاقط دقيقة لزراعة القلب. تم تطبيق الزرعة اللاصقة (10 مم عرضًا و10 مم طولًا) على سطح الرئة ( ) أو القلب ( ) بالضغط برفق باستخدام ملعقة جراحية أو طرف الإصبع. تم زراعة الزرعة غير اللاصقة (10 مم عرضًا و10 مم طولًا) على سطح الرئة ( ) أو القلب ( )
بغرز في زوايا العينات (8-0 بروتين، إيثيكون) . تم إغلاق شقوق العضلات والجلد بغرز (4-0 فيكرل، إيثيكون). تم تهوية الحيوان باستخدام الأكسجين حتى استؤنفت التنفس الطبيعي. في الأيام 28 و84 بعد الزراعة، تم euthanized الحيوانات عن طريق الاستنشاق. تم استئصال أنسجة الرئة أو القلب ذات الأهمية وثبتت في 10% فورمالين لمدة 24 ساعة للتحليل النسيجي والتحليل المناعي. جميع الحيوانات في الدراسة نجت وتم الاحتفاظ بها في ظروف صحية طبيعية بناءً على المراقبة اليومية من قبل موظفي الطب البيطري في MIT DCM.

تمت الموافقة على جميع الدراسات الحيوانية على الفئران من قبل لجنة MIT لرعاية الحيوانات، وتم الإشراف على جميع الإجراءات الجراحية والرعاية بعد الجراحة من قبل موظفي الطب البيطري في MIT DCM. تم ضبط درجة حرارة غرفة الفئران على مع ضبط إنذارات مراقبة الغرفة على ، وتم الحفاظ على الرطوبة النسبية عند مع دورة ضوء 12 ساعة/ظلام 12 ساعة.

تم تخدير الفئران المناعية C57BL/6 (إناث وذكور، 18-25 جرام، 6-8 أسابيع، مختبر جاكسون) أو الفئران البشرية HuCD34-NCG (إناث، أسابيع، مختبرات تشارلز ريفر) باستخدام الإيزوفلورين، ثم تم حلاقة وتنظيف البطن باستخدام بيتادين و الإيثانول. تم إجراء شق على طول خط منتصف البطن وتم كشف جدار البطن عن طريق عملية فتح البطن. تم تطبيق الزرعة اللاصقة (5 مم عرضًا و5 مم طولًا) أو الزرعة غير اللاصقة (5 مم عرضًا و5 مم طولًا) على جدار البطن ( لكل مجموعة من الفئران C57BL/6؛ لكل مجموعة من الفئران HuCD34-NCG) بالضغط برفق. تم استخدام عينات قائمة على PVA وقائمة على الكيتوزان لفئران C57BL/6. تم استخدام عينات قائمة على PVA فقط لفئران HuCD34-NCG. تم إغلاق شقوق عضلات جدار البطن والجلد بغرز (5-0 فيكرل، إيثيكون). في الأيام 14 و28 بعد الزراعة، تم استئصال جدار البطن ذي الأهمية وثبته في فورمالين طوال الليل للتحليل النسيجي.

تمت الموافقة على جميع الدراسات الحيوانية على الخنازير من قبل لجنة رعاية واستخدام الحيوانات في عيادة مايو في روتشستر.

تم وضع الخنازير المحلية الإناث (إناث، أسابيع، مزرعة مانثي للخنازير) في وضع الاستلقاء الظهري، وتم قص المنطقة البطنية وتحضيرها بشكل معقم. تم استخدام شفرة لإجراء شق في منتصف البطن وتم تمديده باستخدام الكي الكهربائي عند الضرورة. تم شق الخط الأبيض، وتم الدخول إلى الصفاق بشكل غير حاد، وتم تمديد الشق ليتناسب مع شق الجلد. تم إخراج الأمعاء الدقيقة وتم استخدام إسفنجات رطبة لعزلها. ثم تم تطبيق الزرعة اللاصقة أو الزرعة غير اللاصقة ولصقها على سطح جدار البطن والأمعاء الدقيقة ( لكل مجموعة). تم غسل الأمعاء الدقيقة بشكل شامل وإعادتها إلى البطن. ثم تم غسل تجويف البطن بالكامل وشفطه، وتم إغلاق شق البطن. في اليوم السابع بعد الزراعة، تم euthanized الحيوانات بشكل إنساني، وتم استئصال جدار البطن والأمعاء الدقيقة ذات الأهمية وثبتت في فورمالين لمدة 24 ساعة للتحليلات النسيجية. جميع الحيوانات في الدراسة نجت وتم الاحتفاظ بها في ظروف صحية طبيعية بناءً على المراقبة اليومية من قبل موظفي الطب البيطري في عيادة مايو روتشستر.

قبل الزراعة، تم إعداد الأقطاب الكهربائية القابلة للزرع اللاصقة وغير اللاصقة باستخدام تقنيات معقمة وتم تعقيمها بشكل إضافي لمدة ساعة تحت الأشعة فوق البنفسجية. لزراعة الأقطاب الكهربائية على السطح الخارجي للقلب في الجسم الحي، تم تخدير الحيوانات باستخدام الإيزوفلورين (2 إلى 3% إيزوفلورين في الأكسجين) في غرفة التخدير قبل الجراحة، وتم الحفاظ على التخدير باستخدام مخروط الأنف طوال الجراحة. تمت إزالة شعر الصدر والظهر، وتم إجراء التنبيب الرغامي، وربط الحيوانات بجهاز التنفس الصناعي (RoVent، كينت ساينتيفيك). وضعت الحيوانات على وسادة تدفئة طوال مدة الجراحة. تم كشف القلب عن طريق عملية فتح الصدر و
تمت إزالة التامور باستخدام ملاقط دقيقة لزراعة الأقطاب الكهربائية على السطح البطيني الأيسر ( ) بالضغط برفق باستخدام ملعقة جراحية أو طرف الإصبع. تم زراعة الأقطاب الكهربائية القابلة للزرع غير اللاصقة على السطح البطيني الأيسر ( ) بغرز في زوايا العينات (8-0 بروتين، إيثيكون). تم بعد ذلك حفر سلك التوصيل تحت الجلد من موقع خروج بطني قريب من الفضاء بين الأضلاع الرابع الأيسر إلى الجانب الظهري. تم إدخال الطرف الظهري من سلك التوصيل من خلال منفذ تحت الجلد. تم وضع المنفذ تحت الجلد بواسطة غرز متقطعة (4-0 فيكرل، إيثيكون) بين شفرات الكتف للحيوان وتم تغطيته بغطاء ألومنيوم واقي (VABRC، مختبرات إنستيك). تم إغلاق شقوق العضلات والجلد بغرز (4-0 فيكرل، إيثيكون). تم تهوية الحيوان باستخدام الأكسجين حتى استؤنفت التنفس الذاتي.

في الأيام و84 بعد الزراعة، تم تخدير كل حيوان وربطه بأجهزة جمع البيانات (PowerLab، AD Instrument) والبرمجيات (LabChart Pro 7، AD Instrument) للتسجيل الكهربائي والتحفيز بواسطة الأقطاب الكهربائية المزروعة. لتسجيل النشاط الكهربائي، تم ربط أجهزة جمع البيانات بالأقطاب الكهربائية المزروعة من خلال المنفذ تحت الجلد الظهري. تم تسجيل الإشارات الخارجية لتقييم سعة موجة R. للتحفيز الكهربائي، تم ربط جهاز تحفيز خارجي (FE180، AD Instrument) بالأقطاب الكهربائية المزروعة من خلال المنفذ تحت الجلد الظهري. تم استخدام نبضات تيار مستطيلة أحادية القطب ( ) للتحفيز المستمر للبطين وتم مراقبة تخطيط القلب السطحي لتقييم عتبة الالتقاط في نفس الوقت. في الأيام 28 و84 بعد الزراعة، تم euthanized الحيوانات عن طريق الاستنشاق. تم استئصال أنسجة القلب ذات الأهمية وثبتت في فورمالين لمدة 24 ساعة للتحليل النسيجي. جميع الحيوانات في الدراسة نجت وتم الاحتفاظ بها في ظروف صحية طبيعية بناءً على المراقبة اليومية من قبل موظفي الطب البيطري في MIT DCM.

تم تحليل تعبير العلامات المستهدفة ( SMA، CD68، CD3، CD206، iNOS، فيمنتين، الإيلاستاز المحبب) بعد صبغ المناعية الفلورية للأنسجة المجمعة. قبل تحليل المناعية الفلورية، تم تقطيع الأنسجة المثبتة في البارافين وتحضيرها إلى شرائح. تم إزالة البارافين من الشرائح وإعادة ترطيبها باستخدام الماء منزوع الأيونات. تم إجراء استرجاع المستضد باستخدام طريقة البخار حيث تم تبخير الشرائح في محلول استرجاع المستضد IHC-Tek (IW-1100) لمدة 35 دقيقة ثم تبريدها لمدة 20 دقيقة. ثم تم غسل الشرائح في ثلاث تغييرات من PBS لمدة 5 دقائق لكل دورة. بعد الغسل، تم حاضنة الشرائح في الأجسام المضادة الأولية (1:200 فأر مضاد- SMA (ab7817، أبكام); فأر مضاد-CD68 (ab201340، Abcam)؛ 1:100 أرنب مضاد-CD3 (ab5690، Abcam)؛ 1:1,000 أرنب مضاد-CD206 (ab64693، Abcam)؛ 1:500 فأر مضاد-فيمنتين (ab8978، Abcam)؛ 1:2,000 أرنب مضاد-iNOS (ab283655، Abcam)؛ 1:200 فأر مضاد-iNOS (GTX60599، GeneTex)؛ 1:50 أرنب مضاد-إيلاستاز العدلات (bs-6982R، Bioss) مخفف مع مخفف الأجسام المضادة IHC-Tek لمدة ساعة واحدة في درجة حرارة الغرفة. ثم تم غسل الشرائح ثلاث مرات في PBS وتمت معالجتها مع الأجسام المضادة الثانوية المسمّاة بألكسا فلور 488 المضادة للأرنب أو الفأر (1:200، جاكسون إيميونوريسيرش) أو الأجسام المضادة الثانوية المسمّاة بألكسا فلور 594 المضادة للفأر (1:200، جاكسون إيميونوريسيرش) لمدة 30 دقيقة. تم غسل الشرائح في PBS ثم تم تلوينها بعامل تلوين بروبيديوم يوديد لمدة 20 دقيقة. تم استخدام ميكروسكوب ليزر كونفوكال (SP8، لايكا) للحصول على الصور. تم استخدام ImageJ (الإصدار 2.1.0) لت quantifying عدد الخلايا في الطبقة الكولاجينية عند واجهة الزرع والأنسجة من صور المناعة الفلورية. ( عرض مجال الرؤية). كانت جميع التحليلات معتمة بالنسبة للظروف التجريبية.

في اليومين 3 و7 بعد الزرع، تم جمع جدار العضلات البطنية المعني. تم تجميد العينات المجمعة بسرعة في سائل
تمت معالجة العينات بالنيتروجين وتجانسها باستخدام جهاز TissueLyser LT (Qiagen) وفقًا لتعليمات الشركة المصنعة. تم استخدام اختبار مضاعف Luminex لقياس تركيزات السيتوكينات والكيموكينات المرتبطة بالاستجابة المناعية (RECYTMAG-65K، Milliplex). تم تطبيع القيم لكل عينة بناءً على محتوى البروتين الكلي وتم التعبير عنها بالبيكوجرام لكل ملغ من البروتين الكلي (الجدول التكميلي 1).

تم عزل RNA من العينات التي تم تجميدها بسرعة في النيتروجين السائل مباشرة بعد الاستئصال باستخدام بروتوكول TRIzol (إنفيتروجن). تم تجانس جميع العينات وتطبيعها عن طريق التحميل من إجمالي RNA في جميع الحالات لنسخ العكس باستخدام مجموعة تصنيع cDNA للنسخة الأولى SuperScript (Invitrogen). تم تضخيم الحمض النووي التكميلي (تخفيف 1:20) بواسطة qPCR باستخدام البرايمرات التالية: Mrc1 ( -AACTTCATCTGCCAGCGACA-3′; العكس: 5′-CGT GCCTCTTTCCAGGTCTT-3′)، Tgfb1 (5′-AGTGGCTGAACCAAGGAGAC-3′; العكس: -CCTCGACGTTTGGGACTGAT-3′)، Nos2 (5′-TGGTGAGGG GACTGGACTTT-3’؛ العكس: 5′-CCAACTCTGCTGTTCTCCGT-3′)، Cd86 (5′-AGACATGTGTAACCTGCACCAT-3’؛ العكس: 5′-TACGAGC TCACTCGGGCTTA-3′)، S10Oa8 (5′-CGAAGAGTTCCTTGTGTTGGTG-3’؛ العكس: -AGCTCTGTTACTCCTTGTGGC-3′)، Ly6c (5′-ACCTG GTCACAGAGAGGAAGT-3’؛ العكس: -AGCAGTTAGCATTAAG TGGGACT-3′)، إيل10 ( -TTGAACCACCCGGCATCTAC-3′; العكس: 5′-CCAAGGAGTTGCTCCCGTTA-3′)، Cd11b ( -GACTCCGCATT TGCCCTACT-3’؛ العكس: 5′-GCTGCCCACAATGAGTGGTA-3′) و إنزيم الجليسرالديهيد-3-فوسفات (Gapdh) (5′-CAC CATCTTCCAGGAGCGAG-3’؛ العكس: -CCACGACATACTCAGCACCA-3′). تم حضانة العينات لمدة 10 دقائق في لمدة 15 ثانية وعند لمدة دقيقة واحدة في جهاز الدورة الزمنية الحقيقي Agilent MX3000P. تم استخدام Gapdh كجين مرجعي للتطبيع والتحليل. قيمة CT المقارنة ( تم استخدام طريقة ) لتقدير التعبير الجيني النسبي.

تمت عملية استخراج RNA، وتحضير المكتبة، وتفاعلات التسلسل في GENEWIZ. تم استخراج RNA الكلي باستخدام مجموعة Qiagen RNeasy Plus Universal mini وفقًا لتعليمات الشركة المصنعة (Qiagen). تم قياس تركيز عينات RNA المستخرجة باستخدام جهاز Qubit 2.0 Fluorometer (Life Technologies) وتم التحقق من سلامة RNA على جهاز Agilent TapeStation 4200 (Agilent Technologies). تم تحضير مكتبات تسلسل RNA باستخدام مجموعة NEBNext Ultra RNA Library Prep Kit لـ Illumina وفقًا لتعليمات الشركة المصنعة (NEB). باختصار، تم إثراء mRNAs أولاً باستخدام كرات Oligo(dT). تم تجزئة mRNAs المثرى لمدة 15 دقيقة عند تم بعد ذلك تخليق cDNAs من الشريط الأول والشريط الثاني. تم إصلاح نهايات شظايا cDNA وإضافة الأدينيل. النهايات، وتم ربط المحولات العالمية بشظايا cDNA، تلاها إضافة الفهارس وإثراء المكتبة بواسطة PCR بدورة محدودة. تم التحقق من مكتبات التسلسل على جهاز Agilent TapeStation (Agilent Technologies)، وتم قياسها باستخدام جهاز Qubit 2.0 Fluorometer (Invitrogen) وكذلك بواسطة qPCR (KAPA Biosystems). تم تجميع مكتبات التسلسل على مسار واحد من خلية التدفق. بعد التجميع، تم تحميل خلية التدفق على جهاز Illumina HiSeq 4000 وتم تسلسل العينات باستخدام -تكوين نهاية مزدوجة مرتبطة بزوج القواعد. تم إجراء تحليل الصور واستدعاء القواعد بواسطة برنامج HiSeq Control. تم تحويل بيانات التسلسل الخام (.bcl) الناتجة عن Illumina HiSeq إلى ملفات fastq وتم فصلها باستخدام برنامج bcl2fastq 2.17 من إلومينا. تم السماح بخطأ واحد لتحديد تسلسل الفهرس.

تم تقييم جودة القراءة باستخدام FastQC، وتم معالجة البيانات مسبقًا باستخدام Cutadapt. لإزالة المحول وفقًا لأفضل الممارسات تعبير الجينات مقابل النسخة الجينية mRatBN7.2 (إصدار إنسيبل 104) تم قياسه باستخدام STAR و featureCounts تم إجراء تحليل التعبير الجيني التفاضلي باستخدام DESeq2 (المرجع 40)، و

كلوستر بروفايلر تم استخدامه للتحقيقات في إثراء الوظائف. الجينات مع [تغيير الطي] ومعدل الاكتشاف الخاطئ اعتُبرت ذات دلالة إحصائية.

تم استخدام برنامج GraphPad Prism (الإصدار 9.2.0) لتقييم الأهمية الإحصائية لجميع دراسات المقارنة في هذا العمل. تم افتراض توزيع البيانات على أنه طبيعي لجميع الاختبارات المعلمية، ولكن لم يتم اختباره رسميًا. في التحليل الإحصائي للمقارنة بين مجموعات متعددة، تم إجراء تحليل التباين الأحادي يليه اختبار المقارنات المتعددة لبونفيروني مع حدود الدلالة عند ، و في التحليل الإحصائي لمجموعتين، الاختبار غير المتزاوج ذو الجانبين -تم استخدام الاختبار مع عتبات الدلالة عند و .

معلومات إضافية حول تصميم البحث متاحة في ملخص تقارير مجموعة ناتشر المرتبط بهذه المقالة.

جميع البيانات التي تدعم نتائج هذه الدراسة متاحة ضمن المقال والمعلومات التكميلية الخاصة به. تم إيداع بيانات تسلسل RNA التي تم إنشاؤها في هذه الدراسة في أرشيف التعبير الجيني برقم الوصول GSE198219. البيانات الخام الإضافية التي تم إنشاؤها في هذه الدراسة متاحة من المؤلفين المقابلين عند الطلب المعقول. يتم توفير بيانات المصدر مع هذه الورقة.
34. أبراموف، م. د.، ماغالهايس، ب. ج. ورام، س. ج. معالجة الصور باستخدام ImageJ. بيولوجيا الفوتون. دولي. 11، 36-42 (2004).
35. مارتن، م. كوتادابت يزيل تسلسلات الموصلات من قراءات التسلسل عالي الإنتاجية. مجلة EMBnet 17، 10-12 (2011).
36. كونيسا، أ. وآخرون. مسح لأفضل الممارسات في تحليل بيانات RNA-seq. جينوم بيو. 17، 13 (2016).
37. كانينغهام، ف. وآخرون. إنسيبل 2019. أبحاث الأحماض النووية. 47، D745-D751 (2019).
38. دوبين، أ. وآخرون. ستار: محاذي تسلسل RNA عالمي فائق السرعة. المعلوماتية الحيوية 29، 15-21 (2013).
39. لياو، ي.، سميث، ج. ك. وشي، و. featureCounts: برنامج عام فعال لتعيين قراءات التسلسل إلى الميزات الجينومية. المعلوماتية الحيوية 30، 923-930 (2014).
40. لوف، م. آي.، هوبر، و. & أندرس، س. تقدير معتدل لتغير الطي والتشتت لبيانات RNA-seq باستخدام DESeq2. جينوم بيو. 15، 550 (2014).
41. يو، جي.، وانغ، ل.-جي.، هان، ي. & هي، ك.-ي. clusterProfiler: حزمة R لمقارنة الموضوعات البيولوجية بين مجموعات الجينات. أوميكس 16، 284-287 (2012).

الشكر والتقدير نشكر معهد كوتش ومركز سوانسون للتكنولوجيا الحيوية على الدعم الفني، وبشكل خاص مركز الأنسجة هوب بابيت تانغ (1983) لمعالجة الأنسجة ومركز المواد النانوية بيترسون (1957) لتصوير المجهر الإلكتروني الناقل، وز. وي و ق. تشو على المناقشات. تدعم هذه العمل المعاهد الوطنية للصحة (1-RO1HL167947-01 و 1-RO1-HL153857-01)، وبرامج الأبحاث الطبية الموجهة من قبل الكونغرس التابعة لوزارة الدفاع (PR200524P1) ومؤسسة العلوم الوطنية (EFMA-1935291).

مساهمات المؤلفين اقترح X.Z. الفكرة. طور H.Y. و J.W. واجهة اللصق. صمم J.W. و H.Y. و X.Z. الدراسة. نفذ J.W. و H.Y. دراسات الفئران في المختبر وفي الجسم الحي. نفذ J.W. دراسات الفئران في الجسم الحي. نفذ T.L.S. و L.G.G. الدراسة في الخنازير في الجسم الحي. نفذ J.D. و J.W. و H.Y. الدراسات الكهربية في الجسم الحي. نفذ J.W. تحليلات المناعة الفلورية و qPCR. نفذ G.T. و A.V. تحليلات السيتوكين والتسلسل. قيم R.T.B. البيانات النسيجية. قدم J.C. الدعم لتحليلات المناعة وحرر المخطوطة. أعد H.Y. و J.W. الأشكال بمشاركة جميع المؤلفين. أعد J.W. و H.Y. و X.Z. المخطوطة وراجع جميع المؤلفين وحرروا المخطوطة. أشرف H.Y. و X.Z. على الدراسة.

المصالح المتنافسة: لدى H.Y. وX.Z. مصلحة مالية في SanaHeal. لدى X.Z. مصلحة مالية في SonoLogi. J.W. وJ.D. وH.Y. وX.Z. هم مخترعون لطلب براءة اختراع يغطي واجهات لاصقة مضادة للتليف. يعلن المؤلفون الآخرون عدم وجود مصالح متنافسة.

معلومات إضافية النسخة الإلكترونية تحتوي على مواد إضافية متاحة فيhttps://doi.org/10.1038/s41586-024-07426-9.
يجب توجيه المراسلات والطلبات للحصول على المواد إلى هيون وو يوك أو شوانه زهاو.
تُعرب مجلة Nature عن شكرها لتوشينوري فوجي، توماس وين، والمراجعين الآخرين المجهولين على مساهمتهم في مراجعة هذا العمل. تقارير مراجعي الأقران متاحة.
معلومات إعادة الطبع والتصاريح متاحة علىhttp://www.nature.com/reprints.

واجهة غير لاصقة اليوم 28 بعد الزرع

جدار البطن

الشكل البياني الممتد 1 | زراعة الغرسات اللاصقة وغير اللاصقة في أعضاء مختلفة. أ، رسومات تخطيطية لدراسات الفئران الحية. ب، ج، صور لأعضاء مختلفة تم جمعها في اليوم 28 بعد الزراعة للغرسة غير اللاصقة (ب) والغرسة اللاصقة (ج). الخطوط المنقطة السوداء في الصور تشير إلى حدود الغرسات.

الشكل البياني الممتد 2 | علم الأنسجة للزرع اللاصق. أ، صور علم الأنسجة التمثيلية الملونة بصبغة ماسون الثلاثية (MTS، اليسار) وصبغة الهيماتوكسيلين والإيوزين (H&E، اليمين) للزرع اللاصق المأخوذ في اليوم 28 بعد الزرع في جدار البطن. تشير المناطق المنقطة بالأسود والأحمر إلى واجهة الزرع والأنسجة وواجهة الزرع وتجويف البطن، على التوالي. ب، ج، تمثيلي
صور الهيستولوجيا الملونة بـ MTS (يسار) و H&E (يمين) لواجهة الأنسجة مع الزرعة (ب) وواجهة الزرعة مع التجويف (ج) للزرعة اللاصقة المجمعة في اليوم 28 بعد الزرع في جدار البطن. تم تكرار التجربة بشكل مستقل. ) مع نتائج مشابهة.

الشكل 4 من البيانات الموسعة | واجهة الغرسة اللاصقة مع الأنسجة مع الغرز.
رسوم توضيحية تخطيطية للزرعة اللاصقة مع غرز في الزوايا.
صورة نسيجية تمثيلية ملونة بصبغة الهيماتوكسيلين والإيوزين (H&E) للزرعة اللاصقة مع الغرز على جدار البطن المجمعة في اليوم 28 بعد الزرع. صور نسيجية تمثيلية ملونة بصبغة ماسون
صبغة ثلاثية الألوان (MTS، يسار) وصبغة هيماتوكسيلين وإيوزين (H&E، يمين) لنقطة الخياطة (ج) وواجهة الأنسجة اللاصقة السليمة (د) التي تم جمعها في اليوم 28 بعد الزرع في جدار البطن.* في الصور تشير إلى الزرعة؛ الخطوط المنقطة السوداء تشير إلى واجهة الزرعة والأنسجة. FC، الكبسولة الليفية. تم تكرار التجربة في ب-د بشكل مستقل. ) مع نتائج مماثلة.

الشكل البياني الموسع واجهة لاصقة قائمة على الكيتوزان. منحنيات الإجهاد الهندسي مقابل التمدد لواجهات اللصق المعتمدة على PVA والمعتمدة على الكيتوزان. معامل يونغ لواجهة اللاصق المعتمد على PVA؛ معامل يونغ لواجهة اللاصق المعتمد على الكيتوزان. ب-د، صلابة الواجهة (ب)، قوة القص (ج)، وقوة الشد (د) لواجهات اللاصق المعتمد على PVA والكيتوزان على جلد الخنازير الخارجي. هـ، و، صور تمثيلية للتاريخ النسيجي ملونة بصبغة ماسون الثلاثية (MTS) والهماتوكسيلاين والإيوزين (H&E) للأنسجة الأصلية (يسار)، وزرع اللاصق (وسط)، و
زرعة غير لاصقة (يمين) تم جمعها في اليوم الرابع عشر بعد الزرع في جدار البطن بناءً على واجهة لاصقة قائمة على PVA (e) وواجهة لاصقة قائمة على الكيتوزان (f). الخطوط المنقطة السوداء والصفراء في الصور تشير إلى واجهة الزرعة والأنسجة وواجهة الكبسولة الليفية والأنسجة، على التوالي. القيم في b-d تمثل المتوسط والانحراف المعياري. عينات مستقلة). التجربة في تم تكراره بشكل مستقل ( لكل مجموعة) مع نتائج مشابهة.

b
تيسيل (اليوم 14)

الشكل البياني الموسع واجهة لاصقة بواسطة لاصقات الأنسجة المتاحة تجارياً. أ، ب، صور هيستولوجية تمثلية ملونة بصبغة ماسون الثلاثية (يسار) والهيماتوكسيلين والإيوزين (يمين) للزرع المتكامل مع سطح جدار البطن بواسطة كوزيل (أ) وتيسيل (ب) تم جمعها في اليوم 14 بعد الزرع. *في الصور يشير إلى الزرع؛ الخطوط المنقطة السوداء تشير إلى واجهة الزرع والأنسجة؛ الخطوط المنقطة الصفراء تشير إلى واجهة الكبسولة الليفية والأنسجة. تم تكرار التجربة بشكل مستقل. لكل مجموعة) مع نتائج مشابهة.

واجهة الزرع والأنسجة. أ، صور تمثيلية للتألق المناعي عند واجهة الزرع والأنسجة اللاصقة في اليوم الثالث بعد الزرع في جدار البطن. ب، قياس عدد خلايا iNOS + /إيلاستاز العدلات + و iNOS + /CD68 + لكل وحدة مساحة في اليوم الثالث بعد الزرع عند واجهة الزرع والأنسجة اللاصقة. ج، صور تمثيلية للتألق المناعي عند واجهة الزرع والأنسجة غير اللاصقة في اليوم الثالث بعد الزرع في جدار البطن. د، قياس عدد خلايا iNOS + /إيلاستاز العدلات + و iNOS + /CD68 + لكل وحدة مساحة في اليوم الثالث بعد الزرع عند واجهة الزرع والأنسجة غير اللاصقة.
واجهة. في صور المناعة الفلورية، يتم صبغ نوى الخلايا بـ 4’،6-دياميدينو-2-فينيل إندول (DAPI، أزرق)؛ الفلورية الخضراء تتوافق مع تعبير البلعميات (CD68) والعدلات (إيلاستاز العدلات)؛ الفلورية الحمراء تتوافق مع تعبير iNOS. *في الصور تشير إلى الزرعة؛ الخطوط المنقطة البيضاء في الصور تشير إلى واجهة الزرعة والأنسجة. القيم في b، d تمثل المتوسط والانحراف المعياري. زراعة؛ نسخ بيولوجية مستقلة). الدلالة الإحصائية و القيم تحدد بواسطة غير متطابقة ذات جانبين -اختبارات؛ غير دالة، غير ذات دلالة؛ .

زرع في جدار البطن. د، رسم بياني PCA يوضح تباينات المادة اللاصقة (نقاط حمراء، ) وغير لاصق (نقاط سوداء، مجموعة بيانات واجهة الزرع والأنسجة التي تم جمعها في اليوم الرابع عشر بعد الزرع في جدار البطن. e، مخطط البركان يعرض ملفات التعبير الجيني لواجهات الزرع والأنسجة غير اللاصقة واللاصقة التي تم جمعها في اليوم الرابع عشر بعد الزرع في جدار البطن. تمثل النقاط الملونة (بالأزرق والأحمر) الجينات التي تلبي عتبة تغيير الطي (FC) فوق 1 أو تحت -1، ومعدل الاكتشاف الخاطئ. تشير النقاط الملونة باللونين الأزرق والأحمر إلى الجينات المنخفضة والعالية التنظيم في واجهة الأنسجة مع الزرع اللاصق مقارنةً بواجهة الأنسجة مع الزرع غير اللاصق، على التوالي. أعلى خمسة عمليات غنية من تحليل إثراء علم الأحياء الجيني (GO) للجينات المعبر عنها بشكل مختلف في واجهات الأنسجة غير اللاصقة (بالأسود) واللاصقة (بالأحمر) التي تم جمعها في اليوم الرابع عشر بعد الزرع في جدار البطن. تم تحديد القيم بواسطة اختبار فيشر الدقيق أحادي الجانب وتم تعديلها بواسطة طريقة تصحيح ستوري.

-خريطة حرارية للتجميع لتصور ملفات التعبير لأعلى 30 جينًا معبرًا عنها بشكل مختلف مرتبة حسب تعديلها القيمة من خلال رسم قيم التعبير المحولة في العينات في اليوم الثالث (أ) واليوم الرابع عشر (ب)
بعد الزرع. تم رسم الأشجار النسبية من التجميع الهرمي لوارد. تم تحديد القيم بواسطة اختبار فيشر الدقيق أحادي الجانب وتم تعديلها بواسطة طريقة تصحيح ستوري.

الشكل 10 من البيانات الموسعة | واجهات لاصقة مضادة للتليف في نموذج خنزير.
رسم توضيحي تخطيطي لتصميم الدراسة استنادًا إلى نموذج الخنازير.
صور هيستولوجية تمثيلية ملونة بصبغة ماسون الثلاثية (MTS) والهيماتوكسيلين والإيوزين (H&E) للأنسجة الأصلية (يسار)، وزرعة لاصقة (وسط)، وزرعة غير لاصقة (يمين) تم جمعها بعد 7 أيام من الزرع
إلى الأمعاء الدقيقة. الخطوط المنقطة السوداء في الصور تشير إلى واجهة الزرع والأنسجة؛ الخطوط المنقطة الصفراء في الصور تشير إلى واجهة الكبسولة الليفية والأنسجة. تم تكرار التجربة بشكل مستقل ( لكل مجموعة) مع نتائج مشابهة. تم إنشاء الرسم البياني للخنزير فيبايو ريندر.كوم.

تسعى Nature Research إلى تحسين إمكانية تكرار العمل الذي ننشره. يوفر هذا النموذج هيكلًا للاتساق والشفافية في التقرير. لمزيد من المعلومات حول سياسات Nature Research، يرجى الاطلاع على المؤلفين والمراجعين وقائمة مراجعة السياسة التحريرية.

لجميع التحليلات الإحصائية، تأكد من أن العناصر التالية موجودة في أسطورة الشكل، أسطورة الجدول، النص الرئيسي، أو قسم الطرق.

X حجم العينة بالضبط لكل مجموعة/شرط تجريبي، معطاة كرقم منفصل ووحدة قياس
بيان حول ما إذا كانت القياسات قد أُخذت من عينات متميزة أو ما إذا كانت نفس العينة قد تم قياسها عدة مرات

اختبار(ات) الإحصاء المستخدمة وما إذا كانت أحادية الجانب أو ثنائية الجانب
يجب أن تُوصف الاختبارات الشائعة فقط بالاسم؛ واصفًا التقنيات الأكثر تعقيدًا في قسم الطرق.
وصف لجميع المتغيرات المشتركة التي تم اختبارها
وصف لأي افتراضات أو تصحيحات، مثل اختبارات الطبيعية والتعديل للمقارنات المتعددة
وصف كامل للمعلمات الإحصائية بما في ذلك الاتجاه المركزي (مثل المتوسطات) أو تقديرات أساسية أخرى (مثل معامل الانحدار) و التباين (مثل الانحراف المعياري) أو تقديرات مرتبطة بعدم اليقين (مثل فترات الثقة)
إكس
لاختبار الفرضية الصفرية، فإن إحصائية الاختبار (على سبيل المثال، ) مع فترات الثقة، أحجام التأثير، درجات الحرية و قيمة ملحوظة أعطِ القيم كقيم دقيقة كلما كان ذلك مناسبًا.
لتحليل بايزي، معلومات حول اختيار القيم الأولية وإعدادات سلسلة ماركوف مونت كارلو
للتصاميم الهرمية والمعقدة، تحديد المستوى المناسب للاختبارات والتقارير الكاملة عن النتائج
تقديرات أحجام التأثير (مثل حجم تأثير كوهين) بيرسون )، مما يشير إلى كيفية حسابها
تحتوي مجموعتنا على الويب حول الإحصائيات لعلماء الأحياء على مقالات تتناول العديد من النقاط المذكورة أعلاه.

بالنسبة للمخطوطات التي تستخدم خوارزميات أو برامج مخصصة تكون مركزية في البحث ولكن لم يتم وصفها بعد في الأدبيات المنشورة، يجب أن تكون البرمجيات متاحة للمحررين/المراجعين. نحن نشجع بشدة على إيداع الشيفرة في مستودع مجتمعي (مثل GitHub). راجع إرشادات Nature Research لتقديم الشيفرة والبرمجيات لمزيد من المعلومات.

معلومات السياسة حول توفر البيانات
يجب أن تتضمن جميع المخطوطات بيانًا حول توفر البيانات. يجب أن يوفر هذا البيان المعلومات التالية، حيثما ينطبق:

جميع البيانات التي تدعم نتائج هذه الدراسة متاحة ضمن المقال والمعلومات التكميلية. تم إيداع بيانات تسلسل RNA التي تم إنشاؤها في هذه الدراسة في أرشيف التعبير الجيني (GEO) برقم الوصول ‘GSE198219’. البيانات الخام الإضافية التي تم إنشاؤها في هذه الدراسة متاحة من المؤلفين المقابلين عند الطلب المعقول.

يرجى اختيار الخيار أدناه الذي يناسب بحثك بشكل أفضل. إذا لم تكن متأكدًا، اقرأ الأقسام المناسبة قبل اتخاذ قرارك.
علوم الحياة
العلوم السلوكية والاجتماعية العلوم البيئية والتطورية والإيكولوجية
لنسخة مرجعية من الوثيقة بجميع الأقسام، انظرnature.com/documents/nr-reporting-summary-flat.pdf

يجب على جميع الدراسات الإفصاح عن هذه النقاط حتى عندما يكون الإفصاح سلبياً.

نحتاج إلى معلومات من المؤلفين حول بعض أنواع المواد والأنظمة التجريبية والأساليب المستخدمة في العديد من الدراسات. هنا، يرجى الإشارة إلى ما إذا كانت كل مادة أو نظام أو طريقة مدرجة ذات صلة بدراستك. إذا لم تكن متأكدًا مما إذا كان عنصر القائمة ينطبق على بحثك، يرجى قراءة القسم المناسب قبل اختيار رد.

أجسام مضادة أرنبية مضادة لـ CD3 (ab5690، Abcam): هذه الأجسام المضادة متعددة النسائل تتعرف على CD3. تم التحقق من صحتها من قبل الشركة المصنعة للتفاعل مع CD3 في الفأر، الجرذ، والإنسان.https://www.abcam.com/cd3-antibody-ab5690.html).

أجسام مضادة ضد iNOS (ab283655، أبكام): هذه الأجسام المضادة متعددة النسائل تتعرف على iNOS. تم التحقق من قبل الشركة المصنعة للتفاعل مع iNOS في الفئران، الجرذان، والبشر.https://www.abcam.com/inos-antibody-rm1017-ab283655.html)

الأرنب المضاد لـ CD206 (ab64693، Abcam): هذا الجسم المضاد متعدد النسائل يتعرف على CD206. تم التحقق من صحته من قبل الشركة المصنعة للتفاعل مع CD206 في الفأر، الجرذ، والإنسان.https://www.abcam.com/mannose-receptor-antibody-ab64693.html).

الأجسام المضادة الأحادية النسيلة ضد الفيمنتين (ab8978، أبكام): هذه الأجسام المضادة الأحادية النسيلة تتعرف على الفيمنتين. تم التحقق من قبل الشركة المصنعة للتفاعل مع الفيمنتين في الفئران، الجرذان، والبشر.https://www.abcam.com/vimentin-antibody-rv202-cytoskeleton-marker-ab8978.html).

أجسام مضادة أحادية النسيلة ضد iNOS (GTX60599، جينتيكس): هذه الأجسام المضادة أحادية النسيلة تتعرف على iNOS. تم التحقق من قبل الشركة المصنعة للتفاعل مع iNOS في الفئران، الجرذان، والبشر.https://www.genetex.com/Product/Detail/iNOS-antibody-4E5/GTX60599؟utm_source=listng&utm_medium=click&utm_id=AntibodyResource)

الأرنب المضاد لإنزيم الإيلاستاز المحايد (bs-6982R-A488، أجسام مضادة بيوس): هذا الجسم المضاد المتعدد النسائل يتعرف على إنزيم الإيلاستاز المحايد. تم التحقق من قبل الشركة المصنعة للتفاعل مع إنزيم الإيلاستاز المحايد لدى الإنسان والفأر والجرذ.https://www.biossusa.com/products/bs-6982ra488)

يرجى ملاحظة أنه يجب أيضًا تقديم معلومات كاملة حول الموافقة على بروتوكول الدراسة في المخطوطة.

https://doi.org/10.1038/s41586-024-07426-9
Received: 25 March 2022
Accepted: 16 April 2024
Published online: 22 May 2024
Open access

Foreign body reactions to implants are among the most critical challenges that undermine the long-term functionality and reliability of biomaterials and devices in vivo . In particular, the formation of a fibrous capsule between the implant and the target tissue, as a result of foreign body reactions, can substantially compromise the implant’s efficacy because the fibrous capsule acts as a barrier to mechanical, electrical, chemical or optical communications (Fig. 1a, b). To alleviate the formation of the fibrous capsule at the implant-tissue interface, various approaches have been developed, including drug-eluting coatings , hydrophilic or zwitterionic polymer coatings , active surfaces and controlling the stiffness and/or size of the implants. However, despite recent advances, the mitigation of fibrous capsule formation for implanted biomaterials and devices remains an ongoing challenge in the field , highlighting the importance of developing new solutions and strategies.
Here we demonstrate that an adhesive interface can not only provide mechanical integration of the implant with the target tissue but also prevent the formation of observable fibrous capsules at the implanttissue interface (Fig. 1c,d). We reason that the conformal interfacial integration between the adhesive implant and the tissue surface can reduce the level of infiltration of inflammatory cells (for example, neutrophils, monocytes, macrophages) into the adhesive implant-tissue interface, resulting in a decreased level of collagen deposition and a reduced level of fibrous capsule formation in the long term (Fig. 1d). By contrast, conventional non-adhesive implants usually do not form conformal integration with the tissue surfaces and attract the infiltration of inflammatory cells into the non-adhesive implant-tissue
interfaces. Subsequently, fibrous capsules form on the non-adhesive implant-tissue interfaces (Fig.1b).

To test our hypothesis, we prepared an adhesive implant consisting of a mock device (polyurethane) and an adhesive layer composed of interpenetrating networks between the covalently crosslinked poly(acrylic acid) -hydroxysuccinimide ester and physically crosslinked poly(vinyl alcohol) (Fig. 1c). The adhesive layer provides highly conformal and stable integration of the implant with wet tissues (Supplementary Fig. 1). We further prepared a non-adhesive implant by fully swelling the same mock device and adhesive layer in a phosphate-buffered saline bath before implantation (see Methods for the preparation of the non-adhesive implant). By swelling the implant in phosphate-buffered saline, we removed its adhesive property while keeping its chemical composition identical.

Both adhesive and non-adhesive implants were implanted on the surfaces of diverse organs, including the abdominal wall, colon, stomach, lung and heart, using rat models in vivo for up to 84 days (Fig. 1e-i). Note that the non-adhesive implant was sutured onto the organ surfaces. Macroscopic observations showed that both adhesive and non-adhesive implants remained stable at the implantation site on the organ surfaces (Extended Data Fig. 1b,c). To analyse the foreign body reaction and fibrous capsule formation for the adhesive and non-adhesive implants, we carried out histological analysis of the native tissue, adhesive implant and non-adhesive implant for various organs (Extended Data Fig. 1a).

Histological evaluation by a blinded pathologist indicates that the adhesive implant forms conformal integration with the organ surface

Fig. 1 | Adhesive anti-fibrotic interfaces. a,b, Schematic illustrations of a nonadhesive implant consisting of a mock device (polyurethane) and a non-adhesive layer (a) and long-term in vivo implantation with fibrous capsule formation at the implant-tissue interface (b). c,d, Schematic illustrations of an adhesive implant consisting of the mock device (polyurethane) and an adhesive layer (c) and long-term in vivo implantation without observable fibrous capsule formation at the implant-tissue interface (d). e-i, Representative histology images stained with Masson’s trichrome (MTS) and haematoxylin and
eosin (H&E) for native tissue (left), the adhesive implant (middle) and the non-adhesive implant (right) collected on day 84 post-implantation on the abdominal wall (e), colon (f), stomach (g), lung (h) and heart (i). Black and yellow dashed lines in the images indicate the implant-tissue interface and the fibrous capsule-tissue interface, respectively. The experiment in e-i was repeated independently ( per group) with similar results. Scale bars, (e-g, left and middle; h), (e, right; i), (f, right), (g, right).
and shows no observable formation of the fibrous capsule up to 84 days post-implantation for diverse organs, including the abdominal wall, colon, stomach, lung and heart (Fig. 1e-i, Extended Data Fig. 2 and Supplementary Fig. 2). Furthermore, a transmission electron micrograph of the adhesive implant-tissue interface shows that the adhesive layer maintains highly conformal integration with the collagenous layer of the mesothelium on a subcellular scale on day 28
post-implantation (Extended Data Fig. 3). By contrast, the non-adhesive implant undergoes substantial formation of the fibrous capsule at the implant-tissue interface for all organs, consistent with the foreign body reaction to the mock device alone (Fig. 1 and Supplementary Figs. 2 and 3). Similarly, the mock device-cavity interface of the adhesive implant undergoes fibrous capsule formation (the top of the implant in Extended Data Fig. 2).

Fig. 2 | Histology analysis of the adhesive and non-adhesive implanttissue interfaces at different time points. a-e, Representative histology images stained with Masson’s trichrome (left) and haematoxylin and eosin (right) of the non-adhesive implant collected on day 3 (a), day 7 (b), day 14 (c), day 28 (d) and day 84 (e) post-implantation on the abdominal wall. , Representative histology images stained with Masson’s trichrome (left) and haematoxylin and eosin (right) of the adhesive implant collected on day 3 (f), day , day , day and day post-implantation on the abdominal wall. Asterisks in images indicate the implant; black dashed lines in images indicate the implant-tissue interface; yellow dashed lines in images indicate
the mesothelium-fibrous capsule (non-adhesive implant) or the mesotheliumskeletal muscle (adhesive implant) interface. SM, skeletal muscle; FC, fibrous capsule. k, Collagen layer thickness at the implant-tissue interface measured at different time points post-implantation. The blue dashed line indicates the average collagen layer thickness of the native tissue (NT). d, day. Values in k represent the mean and the standard deviation ( implants; independent biological replicates). Statistical significance and values were determined by two-sided unpaired -tests; . Scalebars, .

To investigate the potential influence of suture-induced tissue damage, sutures were introduced to the corners of the adhesive implant, similar to those used with the non-adhesive implant (Extended Data Fig. 4a). The histological analysis shows that the suture point exhibits the formation of fibrosis (Extended Data Fig. 4b,c), but the intact adhesive implant-tissue interface demonstrates no observable formation of the fibrotic capsule (Extended Data Fig. 4b,d). Collectively, these data further confirm that the adhesive interface is required to prevent the observable formation of the fibrous capsule.
To investigate the effect of adhesive interfaces with varying compositions and properties, we replaced the poly(vinyl alcohol)based adhesive interface with a chitosan-based adhesive interface (see Methods for the preparation of the chitosan-based adhesive interface). Compared to the poly(vinyl alcohol)-based adhesive interface, the chitosan-based adhesive interface offers a different composition and Young’s modulus, yet it demonstrates comparable adhesion performance (Extended Data Fig. 5a-d). Histological analysis shows that the chitosan-based adhesive interface exhibits no observable formation of the fibrous capsule on day 14 post-implantation (Extended Data Fig.5e,f). Notably, the implants adhered to the abdominal wall surface
using commercially available tissue adhesives including Coseal and Tisseel show the substantial formation of the fibrous capsule on day 14 post-implantation (Extended Data Fig. 6). This may be attributed to unstable long-term adhesion of the commercially available tissue adhesives with the tissue surface in vivo .

To assess the foreign body reaction and fibrous capsule formation over time, we conducted histological analyses for the adhesive and non-adhesive implants on the abdominal wall on days and 84 post-implantation (Fig. 2a-j). The collagen layer thickness at the implant-tissue interface remains comparable to that of the native tissue (that is, the mesothelium thickness) for the adhesive implant at all time points (Fig. 2k). By contrast, the collagen layer thickness at the non-adhesive implant-tissue interface increases over time owing to the formation of the fibrous capsule and is significantly thicker than that of both the native tissue and the adhesive implant at all time points (Fig. 2k).

To further investigate our hypothesis, we carried out a set of characterizations for key participants of the foreign body reaction, including in vitro protein adsorption assays, immunofluorescence analysis, quantitative PCR (qPCR), Luminex quantification and RNA-sequencing

analysis. A protein adsorption assay with fluorescently labelled albumin and fibrinogen was carried out to evaluate the adhesion of proteins at the implant-tissue interface during the initial stage of the foreign body
reaction (Supplementary Fig. 4). After 30 min of co-culture in the protein solution, the adhesive implant-substrate interface showed a significantly lower level of protein adsorption compared to that of the

Fig. 3 | Immunofluorescence analysis of the adhesive and non-adhesive implant-tissue interfaces at different time points. a, c, e, Representative immunofluorescence images of the non-adhesive implant collected on day 3 (a), day 7 (c) and day 14 (e) post-implantation on the abdominal wall. b,d,f, Representative immunofluorescence images of the adhesive implant collected on day 3 (b), day 7 (d) and day 14 (f) post-implantation on the abdominal wall. In immunofluorescence images, cell nuclei are stained with 4′,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI, blue); green fluorescence corresponds to the staining of fibroblasts ( SMA), neutrophils (neutrophil elastase) and macrophages (CD68, vimentin, CD206, iNOS); red fluorescence corresponds to the staining of T cells (CD3). Asterisks in images indicate the implant; white dashed lines in images indicate the implant-tissue interface; yellow dashed lines in images indicate either the mesothelium-fibrous capsule interface (non-adhesive implant) or the mesothelium-skeletal muscle interface (adhesive implant). g-i, Quantification of cell numbers in the collagenous layer at the implant-tissue interface over a representative width of from the immunofluorescence images on day 3 (g), day 7 (h) and day 14 (i) post-implantation. Values in represent the mean and the standard deviation ( implants; independent biological replicates). Statistical significance and values were determined by two-sided unpaired -tests; NS, not significant; . Scale bars, , .
non-adhesive implant-substrate interface ( ) for both fluorescently labelled albumin and fibrinogen (Supplementary Fig. ), demonstrating the adhesive interface’s capability to prevent protein adsorption.

To investigate the infiltration of immune cells into the implant-tissue interface, we carried out immunofluorescence staining for fibroblasts ( SMA), neutrophils (neutrophil elastase), macrophages (CD68 for pan-macrophages; iNOS and vimentin for pro-inflammatory macrophages;CD206 for anti-inflammatory macrophages) and T cells (CD3) on days 3,7 and 14 post-implantation (Fig. 3a-f). Quantification of cell numbers in the collagenous layer at the implant-tissue interface over a representative width of from the immunofluorescence images shows significantly fewer fibroblasts, neutrophils, macrophages and T cells at the adhesive implant-tissue interface than at the non-adhesive implant-tissue interface at all time points (Fig. 3g-i).

To further delineate the immune response at the implant-tissue interface, we profile immune-cell-related genes and cytokines using qPCR analysis and Luminex quantification, respectively (Fig.4). On day 3 post-implantation, whereas the levels of most select immune gene transcripts are similar or significantly lower in the adhesive compared to the non-adhesive implant-tissue interface, the level of Nos2 expression is significantly higher in the adhesive than in the non-adhesive implant-tissue interface(Fig.4b). The higher level of Nos2 expression is in agreement with the higher levels of inflammatory cytokines (G-CSF, IL-12p70) in the adhesive than in the non-adhesive implant-tissue interface on day 3 post-implantation (Fig. 4d and Supplementary Table 1).

To investigate the source of Nos2 expression on day 3 postimplantation, we carried out double immunofluorescence staining for iNOS and neutrophil elastase and for iNOS and CD68 (Extended Data Fig. 7). The immunofluorescence staining of the adhesive implanttissue interface reveals a significantly higher number of iNOS neutrophils than iNOS macrophages on day 3 post-implantation ( ; Extended Data Fig. 7b). By contrast, the non-adhesive implant-tissue interface has similar numbers of iNOS neutrophils and iNOS macrophages on day 3 post-implantation ( ; Extended Data Fig. 7d). This result indicates that the adhesive implant-tissue interface favours an iNOS-producing neutrophil subset on day 3 post-implantation .

By day 7 post-implantation, the adhesive implant-tissue interface exhibits a significantly lower expression level of all immune-cell-related genes, including Nos2, compared to the non-adhesive implanttissue interface (Fig. 4c), consistent with the reduction in the level of inflammatory cytokines in the adhesive implant-tissue interface

on day 7 post-implantation compared to day 3 post-implantation (Fig. 4d and Supplementary Table 1). Thus, the adhesive implanttissue interface seems to induce a more robust pro-inflammatory neutrophil response than that of the non-adhesive implant-tissue interface on day 3 post-implantation, which is rapidly resolved by day 7 post-implantation.

mice (d), and on day 7 post-implantation in pigs (f). Black dashed lines in images indicate the implant-tissue interface; yellow dashed lines in images indicate the fibrous capsule-tissue interface. The experiment in was repeated independently ( per group for C57BL/6 mice; per group for HuCD34NCG mice; per group for pigs) with similar results. Scale bars, (b,d), (f). The graphic of the pig in e was created with BioRender.com.

Next we carried out bulk RNA sequencing of implant-abdominal wall interfaces for both adhesive and non-adhesive implants on days 3 and 14 post-implantation to further investigate gene expression differences (Extended Data Fig. 8). Principal component analysis shows separate clustering of samples for the non-adhesive and adhesive implant-tissue interfaces at each time point, indicating distinct transcriptomic profiles (Extended Data Fig. 8a,d). Differential gene expression analysis of the adhesive compared to the non-adhesive implant-tissue interface reveals 40 downregulated and 33 upregulated genes on day 3 post-implantation (Extended Data Figs. 8b and 9a). On day 14 post-implantation, 357 genes are downregulated and 156 genes are upregulated (Extended Data Figs. 8e and 9b) in the adhesive implant-tissue interface compared to the non-adhesive implanttissue interface. On day 3 post-implantation, regulation of interferon production and striated muscle tissue development are enriched in the non-adhesive implant-tissue interface, indicating inflammatory and fibrosis processes, whereas cell proliferation and growth processes are enriched in the adhesive implant-tissue interface (Extended Data Fig. 8c). On day 14 post-implantation, fibrosis-associated processes are highly enriched in the non-adhesive implant-tissue interface, such as muscle cell differentiation, myofibril assembly and muscle structure development, whereas vasculature formation, neurogenesis and proliferation are enriched in the adhesive implant-tissue interface (Extended Data Fig. 8f). These results again indicate reduced inflammatory response and rapid resolution of inflammation in the adhesive implant-tissue interface compared to the non-adhesive implanttissue interface.
To test our hypothesis in diverse animal models, we implanted the adhesive and non-adhesive implants on the abdominal wall surface of immunocompetent C57BL/6 mice and HuCD34-NCG humanized
mice (Fig. 5a,c). Note that immunocompetent C57BL/6 mice are known to produce fibrosis and foreign body reactions similar to those observed in human patients , and HuCD34-NCG humanized mice provide human-like immune responses . Histological analysis shows that the adhesive implant-tissue interface exhibits no observable formation of the fibrous capsule, comparable to the native tissue on day 28 post-implantation in both C57BL/6 (Fig. 5b) and HuCD34-NCG (Fig. 5d) mouse models. By contrast, the non-adhesive implant-tissue interface shows substantial formation of the fibrous capsule in both models (Fig. 5b,d).

To further test our hypothesis in human-scale anatomy, we implanted the adhesive and non-adhesive implants in porcine models (Fig. 5e and Supplementary Fig. 5). Macroscopic observations demonstrate that the adhesive implant maintains stable integration with the surface of the porcine abdominal wall and small intestine on day 7 post-implantation in vivo (Extended Data Fig. 10). Histological analysis shows that the adhesive implant forms conformal integration with the tissue surface without observable formation of the fibrous capsule on the implanttissue interface on day 7 post-implantation for both the abdominal wall (Fig. 5e) and small intestine (Extended Data Fig. 10a). By contrast, the non-adhesive implant-tissue interface exhibits substantial formation of the fibrous capsule (Fig. 5f and Extended Data Fig. 10b), in agreement with the observations in the rodent models.

To explore the potential utility of the adhesive anti-fibrotic interfaces, we demonstrated long-term in vivo electrophysiological recording and stimulation enabled by the implantable electrodes with the adhesive interface in a rat model for 84 days (Fig. 6). For continuous in vivo monitoring and modulation of the electrocardiogram, electrodes with either the adhesive or non-adhesive interface were implanted on the epicardial surface of animals for electrophysiological recording and

Fig. 6 | Long-term in vivo bidirectional electrical communication through the adhesive anti-fibrotic interfaces. a, Schematic illustrations for the in vivo electrophysiological recording and stimulation through implanted electrodes with the non-adhesive or the adhesive implant-tissue interface.b, Photographs of the heart collected on days 0 and 84 post-implantation for electrodes with the adhesive interface. White dashed lines in photographs indicate the boundary of implants.c, Representative epicardial electrocardiograms after stimulation through implanted electrodes with the non-adhesive implanttissue interface on days and 28 post-implantation on a rat heart. d, Representative epicardial electrocardiograms after stimulation through implanted electrodes with the adhesive implant-tissue interface on days 0,14 , 28,56 and 84 post-implantation on a rat heart. e-g, Recorded R-wave amplitude
through implanted electrodes with the non-adhesive (black) and the adhesive (red) implant-tissue interfaces on day 28 (e), day 56 (f) and day 84 (g) postimplantation on a rat heart. Inset plots show representative recorded waveforms. h,i, Representative histology images stained with Masson’s trichrome (left) and haematoxylin and eosin (right) of the electrodes with the non-adhesive (h) and the adhesive (i) implant collected on day 28 post-implantation on a rat heart. Asterisks in images indicate the implant; yellow dashed lines in images indicate the implant-tissue interface. Values in e-g represent the mean and the standard deviation ( animals; independent biological replicates). The experiment in was repeated independently ( per group) with similar results. Statistical significance and values were determined by two-sided unpaired -tests; NS, not significant.Scale bars, .
stimulation on days and 84 post-implantation (Fig. 6a and Supplementary Fig. 6). Macroscopic observations showed that the electrodes with the adhesive interface maintained stable integration with the heart after 84 days of implantation in vivo (Fig. 6b). The amplitude of the R wave recorded by the electrodes with the adhesive interface was consistently maintained throughout the study duration ( 84 days;Fig. 6e-g), whereas the R-wave amplitude recorded by the electrodes with the non-adhesive interface exhibited a substantial decrease over time (Fig. 6e). For electrophysical stimulation by the electrodes with the non-adhesive interface, the minimal stimulation current pulse amplitude needed to successfully pace the heart gradually increased until day 7 post-implantation and eventually failed to pace the heart on day 14 post-implantation (Fig. 6c). By contrast, the electrodes with the adhesive interface exhibited a consistent minimal stimulation current pulse amplitude for pacing and successfully maintained the capability to pace the heart for the duration of the study ( 84 days; Fig. 6d). These results are consistent with the histological findings from the tissues collected on day 28 post-implantation, for which the electrodes with the non-adhesive interface showed encapsulation and physical separation from the epicardial surface by a thick fibrous capsule (Fig. 6h). By contrast, the electrodes with the adhesive interface showed conformal contact with the epicardial surface without observable formation of the fibrous capsule (Fig. 6i).
In this study, we demonstrated that the adhesive interface can not only provide conformal mechanical integration of the implant to the target tissue but also effectively mitigate the formation of the fibrous
capsule on the adhesive implant-tissue interface by reducing the level of infiltration of inflammatory cells. The current work provides a promising strategy for long-term anti-fibrotic implant-tissue interfaces and offers valuable insights into implant-tissue interactions for future studies.

Any methods, additional references, Nature Portfolio reporting summaries, source data, extended data, supplementary information, acknowledgements, peer review information; details of author contributions and competing interests; and statements of data and code availability are available at https://doi.org/10.1038/s41586-024-07426-9.

Publisher’s note Springer Nature remains neutral with regard to jurisdictional claims in published maps and institutional affiliations.

Open Access This article is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License, which permits use, sharing, adaptation, distribution and reproduction in any medium or format, as long as you give appropriate credit to the original author(s) and the source, provide a link to the Creative Commons licence, and indicate if changes were made. The images or other third party material in this article are included in the article’s Creative Commons licence, unless indicated otherwise in a credit line to the material. If material is not included in the article’s Creative Commons licence and your intended use is not permitted by statutory regulation or exceeds the permitted use, you will need to obtain permission directly from the copyright holder. To view a copy of this licence, visit http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.
© The Author(s) 2024, corrected publication 2025

The adhesive layer of the adhesive implant was prepared using a previously reported method . To prepare an adhesive stock solution, acrylic acid, poly(vinyl alcohol) (PVA; 186,000, 99+% hydrolysed), 0.2% w/w -ketoglutaric acid and 0.05% -methylenebisacrylamide were added into nitrogen-purged deionized water. Next, 30 mg of acrylic acid -hydroxysuccinimide ester was dissolved in each 1 ml of the above stock solution to prepare the adhesive precursor solution. The chitosan-based adhesive layer was prepared by replacing PVA with chitosan , degree of deacetylation > 90%; ChitoLytic). The precursor solution was poured onto a glass mould with a spacer ( thickness) and placed in a UV chamber ( power) for 30 min to prepare the adhesive hydrogel. The adhesive hydrogel was dried thoroughly under airflow and a vacuum desiccator to prepare the dry adhesive layer. A mock device of the adhesive implant was introduced by spin-coating a polyurethane resin (HydroThane, AdvanSource Biomaterials) onto the dry adhesive layer.

To prepare the non-adhesive implant, the adhesive implant was immersed in a sterile phosphate-buffered saline (PBS; pH 7.4, potassium phosphate monobasic, sodium chloride and sodium phosphate dibasic) bath at room temperature overnight. During this process, the adhesive layer of the implant reached the equilibrium swollen state and became non-adhesive by losing the capability to form physical (hydrogen bonds) and covalent (amide bonds) crosslinking with tissues .

To prepare the implantable electrodes, gold electrodes (thickness, ) were integrated between the polyurethane layer (thickness, ) and the adhesive or non-adhesive layer (thickness, ; Supplementary Fig. 6a). The surface of the gold electrode was treated with oxygen plasma for 3 min ( 30 W power, Harrick Plasma) to activate the surface functionalization, followed by immersion in cysteamine hydrochloride solution ( 50 mM in deionized water) for 1 h at room temperature. After the functionalization, the gold electrode was thoroughly washed with deionized water and dried with nitrogen flow. The functionalized gold electrode was cut into 2 – mm -diameter circles and placed on the adhesive hydrogel (two electrodes per implant). An electrode lead wire (AS633, Cooner Wire) was connected to the gold electrodes and the polyurethane insulation layer (HydroThane, AdvanSource Biomaterials) was introduced to the gold electrodes. The assembled implant was thoroughly dried under airflow and in a vacuum desiccator to prepare the adhesive implantable electrodes. To prepare the non-adhesive implantable electrodes, the adhesive implantable electrodes were immersed in a sterile PBS bath overnight. All samples were prepared in an aseptic manner and were further disinfected under UV for 1 h before use.

Either the chitosan-based adhesive implant or the PVA-based adhesive implant was applied to ex vivo porcine skin with a gentle pressure for 5 s . Interfacial toughness was measured on the basis of the T-peel test (ASTM F2256). Shear strength was measured on the basis of the lap-shear test (ASTM F2255). Tensile strength was measured on the basis of the tensile test (ASTM F2258). All tests were conducted using a mechanical testing machine ( load cell, Zwick/ Roell Z2.5). Aluminium fixtures were applied using cyanoacrylate glue to provide grips for tensile tests. All mechanical characterizations were carried out three times using independently prepared samples.

A gelatin hydrogel ( Bloom, Sigma-Aldrich) was used as the substrate for in vitro protein adsorption assay. The adhesive and non-adhesive implants were cut into -diameter circles by using a biopsy punch and placed on the gelatin hydrogel. The samples were then incubated in a solution with fluorescently tagged albumin (A13101, Thermo Fisher) or fibrinogen (F13191, Thermo Fisher) for 30 min . After the incubation, the samples were washed three times with fresh PBS to remove unadhered proteins. The samples were imaged using a confocal microscope (SP8, Leica), with the confocal plane set at the gelatin hydrogel-implant interface under a pitch model with excitation and emission at 495 nm and 515 nm (for albumin) and 495 nm and 635 nm (for fibrinogen). The relative fluorescence intensity of absorbed proteins was calculated by using ImageJ (version 2.1.0).

All animal studies on rats were approved by the MIT Committee on Animal Care, and all surgical procedures and postoperative care were supervised by the MIT Division of Comparative Medicine (DCM) veterinary staff.

Sprague Dawley rats (female and male, 225 to weeks, Charles River Laboratories) were used for all in vivo rat studies. Before implantation, all samples were prepared using aseptic techniques and were further disinfected for 1 h under UV light. For in vivo intraperitoneal implantation, the animals were anaesthetized using isoflurane (2 to 3% isoflurane in oxygen) in an anaesthetizing chamber before the surgery, and anaesthaesia was maintained using a nose cone throughout the surgery. Abdominal hair was removed, and the animals were placed on a heating pad during the surgery. The abdominal wall, colon or stomach was exposed by means of a laparotomy. The adhesive implant ( 10 mm in width and 10 mm in length) was applied to the abdominal wall ( per time point), colon ( ) or stomach ( ) surface by gently pressing with a surgical spatula or fingertip. The non-adhesive implant ( 10 mm in width and 10 mm in length) was implanted on the abdominal wall ( per time point), colon ( ) or stomach ( ) surface using sutures at the corners of the samples (8-0 Prolene, Ethicon). For commercially available tissue adhesives, 0.5 ml of Coseal ( ) or Tisseel ( ) was used to adhere the non-adhesive implant ( 10 mm in width and 10 mm in length) to the abdominal wall surface. For the adhesive implant with sutures, the adhesive implant ( 10 mm in width and 10 mm in length) was applied to the abdominal wall surface ( ), and sutures (8-0 Prolene, Ethicon) were used at the corners of the samples . The abdominal wall muscle and skin incisions were closed with sutures (4-0 Vicryl, Ethicon). On days and 84 post-implantation, the animals were euthanized using inhalation. Abdominal wall, colon or stomach tissues of interest were excised and fixed in formalin for 24 h for histological and immunofluorescence analysis. All animals in the study survived and were kept in normal health conditions on the basis of daily monitoring by the MIT DCM veterinarian staff.

For in vivo intrathoracic implantation, the animals were anaesthetized using isoflurane (2 to isoflurane in oxygen) in an anaesthetizing chamber before the surgery, and anaesthesia was maintained using a nose cone throughout the surgery. Chest hair was removed, and endotracheal intubation was carried out, connecting the animals to a mechanical ventilator (RoVent, Kent Scientific). The animals were placed on a heating pad for the duration of the surgery. The lung or heart was exposed by means of a thoracotomy. The pericardium was removed using fine forceps for the heart implantation. The adhesive implant ( 10 mm in width and 10 mm in length) was applied to the lung ( ) or heart ( ) surface by gently pressing with a surgical spatula or fingertip. The non-adhesive implant ( 10 mm in width and 10 mm in length) was implanted to the lung ( ) or heart ( ) surface
by sutures at the corners of the samples (8-0 Prolene, Ethicon) . The muscle and skin incisions were closed with sutures (4-0 Vicryl, Ethicon). The animal was ventilated with oxygen until normal breathing resumed. On days 28 and 84 post-implantation, the animals were euthanized by inhalation. Lung or heart tissues of interest were excised and fixed in 10% formalin for 24 h for histological and immunofluorescence analysis. All animals in the study survived and were kept in normal health conditions on the basis of daily monitoring by the MIT DCM veterinarian staff.

All animal studies on mice were approved by the MIT Committee on Animal Care, and all surgical procedures and postoperative care were supervised by the MIT DCM veterinary staff. The mice housing room temperature was set at with the room monitoring alarms set at , and relative humidity was maintained at with a 12 h light/ 12 h dark cycle.

Immunocompetent C57BL/6 mice (female and male, 18-25 g, 6-8 weeks,Jackson Laboratory) or humanized HuCD34-NCG mice (female, weeks, Charles River Laboratories) were anaesthetized with isoflurane, and then the abdomen was shaved and cleaned using betadine and ethanol. A incision was made along the abdomen midline and the abdominal wall was exposed by means of a laparotomy. The adhesive implant ( 5 mm in width and 5 mm in length) or non-adhesive implant ( 5 mm in width and 5 mm in length) was applied to the abdominal wall ( per group for C57BL/6 mice; per group for HuCD34-NCG mice) by gently pressing. Both PVA-based and chitosan-based samples were used for C57BL/6 mice. Only PVA-based samples were used for HuCD34-NCG mice. The abdominal wall muscle and skin incisions were closed with sutures (5-0 Vicryl, Ethicon). On days 14 and 28 post-implantation, the abdominal wall of interest was excised and fixed in formalin overnight for histological analysis.

All animal studies on pigs were approved by the Mayo Clinic institutional animal care and use committee at Rochester.

The female domestic pigs (female, weeks, Manthei Hog Farm) were placed in dorsal recumbency, and the abdominal region was clipped and prepared aseptically. A blade was used to incise the ventral midline and extended using electrocautery when necessary. The linea alba was incised, and the peritoneum was bluntly entered, with the incision extended to match the skin incision. The small intestine was exteriorized and moist lap sponges were used for isolation. Then, the adhesive implant or non-adhesive implant was applied and adhered to the surface of the abdominal wall and small intestine ( for each group). The small intestine was thoroughly lavaged and returned to the abdomen. Then, the entire abdominal cavity was lavaged and suctioned, and the celiotomy incision was closed. On day 7 post-implantation, the animals were humanely euthanized, and the abdominal wall and small intestine of interest were excised and fixed in formalin for 24 h for histological analyses. All animals in the study survived and were kept in normal health conditions on the basis of daily monitoring by the Mayo Clinic Rochester veterinarian staff.

Before implantation, the adhesive and non-adhesive implantable electrodes were prepared using aseptic techniques and were further disinfected for 1 h under UV. For in vivo epicardial electrode implantation, the animals were anaesthetized using isoflurane (2 to 3% isoflurane in oxygen) in an anaesthetizing chamber before the surgery, and anaesthesia was maintained using a nose cone throughout the surgery. Chest and back hair were removed, and endotracheal intubation was carried out, connecting the animals to a mechanical ventilator (RoVent, Kent Scientific). The animals were placed on a heating pad for the duration of the surgery. The heart was exposed by means of a thoracotomy and
the pericardium was removed using fine forceps for the epicardial implantation. The adhesive implantable electrodes were applied to the left ventricular surface ( ) by gently pressing with a surgical spatula or fingertip. The non-adhesive implantable electrodes were implanted to the left ventricular surface ( ) by sutures at the corners of the samples (8-0 Prolene, Ethicon). The lead wire was then tunnelled subcutaneously from a ventral exit site close to the left fourth intercostal space to the dorsal side. The dorsal end of the lead wire was inserted through a subcutaneous port. The subcutaneous port was placed by interrupted sutures(4-0 Vicryl, Ethicon) between the shoulder blades of the animal and covered by a protective aluminium cap (VABRC, Instech Laboratories). The muscle and skin incisions were closed with sutures (4-0 Vicryl, Ethicon). The animal was ventilated with oxygen until autonomous breathing was regained.

On days and 84 post-implantation, each animal was anaesthetized and connected to the data acquisition hardware (PowerLab, AD Instrument) and software (LabChart Pro 7, AD Instrument) for electrophysiological recording and stimulation by the implanted electrodes. For electrophysiological recording, the data acquisition hardware was connected to the implanted electrodes through the dorsal subcutaneous port. Epicardial signals were recorded to evaluate the R-wave amplitude. For electrophysiological stimulation, an external stimulator (FE180, AD Instrument) was connected to the implanted electrodes through the dorsal subcutaneous port. Unipolar rectangular current pulses ( ) were used for continuous ventricular pacing and the surface electrocardiogram was monitored to evaluate the capture threshold at the same time. On days 28 and 84 post-implantation, the animals were euthanized by inhalation. Heart tissues of interest were excised and fixed in formalin for 24 h for histological analysis. All animals in the study survived and were kept in normal health conditions on the basis of daily monitoring by the MIT DCM veterinarian staff.

The expression of targeted markers ( SMA, CD68, CD3, CD206, iNOS, vimentin, neutrophil elastase) was analysed after the immunofluorescence staining of the collected tissues. Before the immunofluorescence analysis, the paraffin-embedded fixed tissues were sliced and prepared into slides. The slides were deparaffinized and rehydrated with deionized water. Antigen retrieval was carried out using the steam method during which the slides were steamed in IHC-Tek Epitope Retrieval Solution (IW-1100) for 35 min and then cooled for 20 min . Then the slides were washed in three changes of PBS for 5 min per cycle. After washing, the slides were incubated in primary antibodies (1:200 mouse anti- SMA (ab7817, Abcam); mouse anti-CD68 (ab201340, Abcam); 1:100 rabbit anti-CD3 (ab5690, Abcam); 1:1,000 rabbit anti-CD206 (ab64693, Abcam); 1:500 mouse anti-vimentin (ab8978, Abcam);1:2,000 rabbit anti-iNOS (ab283655, Abcam);1:200 mouse anti-iNOS (GTX60599, GeneTex); 1:50 rabbit anti-neutrophil elastase (bs-6982R, Bioss)) diluted with IHC-Tek antibody diluent for 1 h at room temperature. The slides were then washed three times in PBS and incubated with Alexa Fluor 488-labelled anti-rabbit or anti-mouse secondary antibody (1:200, Jackson Immunoresearch) or Alexa Fluor 594-labelled donkey anti-mouse secondary antibody (1:200, Jackson Immunoresearch) for 30 min . The slides were washed in PBS and then counterstained with propidium iodide solution for 20 min . A laser confocal microscope (SP8, Leica) was used for image acquisition. ImageJ (version 2.1.0) was used to quantify the number of cells in the collagenous layer at the implant-tissue interface from the immunofluorescence images ( width of the field of view). All analyses were blinded with respect to the experimental conditions.

On days 3 and 7 post-implantation, the abdominal muscle wall of interest was collected. The collected samples were snap-frozen in liquid
nitrogen and homogenized on a TissueLyser LT (Qiagen) following the manufacturer’s instructions. A Luminex multiplex assay was used to measure the concentrations of immune-response-related cytokines and chemokines (RECYTMAG-65K, Milliplex). Values per sample were normalized to the total protein content and expressed as picograms per total milligram of protein (Supplementary Table 1).

RNA was isolated from the samples snap-frozen in liquid nitrogen immediately after excision using the TRIzol protocol (Invitrogen). All samples were homogenized and normalized by loading of total RNA in all cases for reverse transcription using a SuperScript First Strand cDNA Synthesis Kit (Invitrogen). Complementary DNA (1:20 dilution) was amplified by qPCR with the following primers: Mrc1 ( -AACTTCATCTGCCAGCGACA-3′; reverse: 5′-CGT GCCTCTTTCCAGGTCTT-3′), Tgfb1 (5′-AGTGGCTGAACCAAGGAGAC-3′; reverse: -CCTCGACGTTTGGGACTGAT-3′), Nos2 (5′-TGGTGAGGG GACTGGACTTT-3′; reverse: 5′-CCAACTCTGCTGTTCTCCGT-3′), Cd86 (5′-AGACATGTGTAACCTGCACCAT-3′; reverse: 5′-TACGAGC TCACTCGGGCTTA-3′),S10Oa8(5′-CGAAGAGTTCCTTGTGTTGGTG-3′; reverse: -AGCTCTGTTACTCCTTGTGGC-3′), Ly6c (5′-ACCTG GTCACAGAGAGGAAGT-3′; reverse: -AGCAGTTAGCATTAAG TGGGACT-3′), Il10 ( -TTGAACCACCCGGCATCTAC-3′; reverse: 5′-CCAAGGAGTTGCTCCCGTTA-3′), Cd11b ( -GACTCCGCATT TGCCCTACT-3′; reverse: 5′-GCTGCCCACAATGAGTGGTA-3′) and glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase (Gapdh) (5′-CAC CATCTTCCAGGAGCGAG-3′;reverse: -CCACGACATACTCAGCACCA-3′). Samples were incubated for 10 min at for 15 s and at for 1 min in the real-time cycler Agilent MX3000P. Gapdh was used as the reference gene for normalization and analysis. The comparative CT ( ) method was used for relative quantification of gene expression.

RNA extraction, library preparation and sequencing reactions were conducted at GENEWIZ. Total RNA was extracted using the Qiagen RNeasy Plus Universal mini kit following the manufacturer’s instructions (Qiagen). Extracted RNA samples were quantified using the Qubit 2.0 Fluorometer (Life Technologies) and RNA integrity was checked on Agilent TapeStation 4200 (Agilent Technologies). RNA-sequencing libraries were prepared using the NEBNext Ultra RNA Library Prep Kit for Illumina following the manufacturer’s instructions (NEB). Briefly, mRNAs were first enriched with Oligo(dT) beads. Enriched mRNAs were fragmented for 15 min at . First-strand and second-strand cDNAs were subsequently synthesized. cDNA fragments were end-repaired and adenylated at the ends, and universal adaptors were ligated to cDNA fragments, followed by index addition and library enrichment by limited-cycle PCR. The sequencing libraries were validated on the Agilent TapeStation (Agilent Technologies), and quantified using the Qubit 2.0 Fluorometer (Invitrogen) as well as by qPCR (KAPA Biosystems). The sequencing libraries were clustered on one lane of a flow cell. After clustering, the flow cell was loaded on the Illumina HiSeq 4000 instrument and the samples were sequenced using a -base-pair paired end configuration. Image analysis and base calling were conducted by the HiSeq Control Software. Raw sequence data (.bcl files) generated from Illumina HiSeq were converted into fastq files and de-multiplexed using Illumina’s bcl2fastq 2.17 software. One mismatch was allowed for index sequence identification.

Read quality was evaluated using FastQC, and data were pre-processed with Cutadapt for adaptor removal following best practices . Gene expression against the mRatBN7.2 transcriptome (Ensembl release 104) was quantified with STAR and featureCounts . Differential gene expression analysis was carried out using DESeq2 (ref. 40), and

ClusterProfiler was used for functional enrichment investigations. Genes with [fold change] and false discovery rate were considered statistically significant.

GraphPad Prism (version 9.2.0) was used to assess the statistical significance of all comparison studies in this work. Data distribution was assumed to be normal for all parametric tests, but not formally tested. In the statistical analysis for comparison between multiple groups, one-way analysis of variance followed by Bonferroni’s multiple comparison test was conducted with the significance thresholds at , and . In the statistical analysis of two groups, the two-sided unpaired -test was used with the significance thresholds at and .

Further information on research design is available in the Nature Portfolio Reporting Summary linked to this article.

All data supporting the findings of this study are available within the article and its Supplementary Information. The RNA-sequencing data generated in the present study were deposited in the Gene Expression Omnibus with accession number GSE198219. Additional raw data generated in this study are available from the corresponding authors upon reasonable request. Source data are provided with this paper.
34. Abràmoff, M. D., Magalhães, P. J. & Ram, S. J. Image processing with ImageJ. Biophoton. Int. 11, 36-42 (2004).
35. Martin, M. Cutadapt removes adapter sequences from high-throughput sequencing reads. EMBnet J. 17, 10-12 (2011).
36. Conesa, A. et al. A survey of best practices for RNA-seq data analysis. Genome Biol. 17, 13 (2016).
37. Cunningham, F. et al. Ensembl 2019. Nucleic Acids Res. 47, D745-D751 (2019).
38. Dobin, A. et al. STAR: ultrafast universal RNA-seq aligner. Bioinformatics 29, 15-21 (2013).
39. Liao, Y., Smyth, G. K. & Shi, W. featureCounts: an efficient general purpose program for assigning sequence reads to genomic features. Bioinformatics 30, 923-930 (2014).
40. Love, M. I., Huber, W. & Anders, S. Moderated estimation of fold change and dispersion for RNA-seq data with DESeq2. Genome Biol. 15, 550 (2014).
41. Yu, G., Wang, L.-G., Han, Y. & He, Q.-Y. clusterProfiler: an R package for comparing biological themes among gene clusters. Omics 16, 284-287 (2012).

Acknowledgements We thank the Koch Institute Swanson Biotechnology Center for technical support, specifically the Hope Babette Tang (1983) Histology Core for histological processing and the Peterson (1957) Nanotechnology Materials Core for transmission electron microscopy imaging, and Z. Wei and Q. Zhou for discussions. This work is supported by the National Institute of Health (1-RO1HL167947-01 and 1-RO1-HL153857-01), Department of Defense Congressionally Directed Medical Research Programs (PR200524P1) and the National Science Foundation (EFMA-1935291).

Author contributions X.Z. proposed the idea. H.Y. and J.W. developed the adhesive interface. J.W., H.Y. and X.Z. designed the study. J.W. and H.Y. carried out the in vitro and in vivo rat studies. J.W. carried out the in vivo mice studies. T.L.S. and L.G.G. carried out the in vivo porcine study. J.D., J.W. and H.Y. carried out the in vivo electrophysiological studies. J.W. carried out the immunofluorescence and qPCR analyses. G.T. and A.V. carried out the cytokine and sequencing analyses. R.T.B. evaluated the histological data. J.C. provided support for immunological analyses and edited the manuscript. H.Y. and J.W. prepared figures with input from all authors. J.W., H.Y. and X.Z. prepared the manuscript and all authors reviewed and edited the manuscript. H.Y. and X.Z. supervised the study.

Competing interests H.Y. and X.Z. have a financial interest in SanaHeal. X.Z. has a financial interest in SonoLogi. J.W., J.D., H.Y. and X.Z. are inventors of a patent application that covers the adhesive anti-fibrotic interfaces. The other authors declare no competing interests.

Supplementary information The online version contains supplementary material available at https://doi.org/10.1038/s41586-024-07426-9.
Correspondence and requests for materials should be addressed to Hyunwoo Yuk or Xuanhe Zhao.
Peer review information Nature thanks Toshinori Fujie, Thomas Wynn and the other, anonymous, reviewer(s) for their contribution to the peer review of this work. Peer reviewer reports are available.
Reprints and permissions information is available at http://www.nature.com/reprints.

b Non-adhesive interface Day 28 post-implantation

Abdominal wall

Extended Data Fig. 1 | In vivo implantation of the adhesive and non-adhesive implants to various organs. a, Schematic illustrations for the in vivo rat studies. b,c, Photographs of various organs collected on day 28 post-implantation for the non-adhesive implant (b) and the adhesive implant (c). Black dotted lines in photographs indicate the boundary of implants.

Extended Data Fig. 2 | Adhesive implant histology. a, Representative histology images stained with Masson’s trichrome (MTS, left) and haematoxylin and eosin (H&E, right) of the adhesive implant collected on day 28 post-implantation to the abdominal wall. Black and red dotted areas indicate the implant-tissue interface and the implant-abdominal cavity interface, respectively.b,c, Representative
histology images stained with MTS (left) and H&E (right) of the implant-tissue interface (b) and implant-cavity interface (c) for the adhesive implant collected on day 28 post-implantation to the abdominal wall. The experiment was repeated independently ( ) with similar results.

Extended Data Fig. 4 | Adhesive implant-tissue interface with sutures.
a, Schematic illustrations of the adhesive implant with sutures at the corners.
b, Representative histology image stained with haematoxylin and eosin (H&E) for the adhesive implant with sutures on the abdominal wall collected on day 28 post-implantation.c,d, Representative histology images stained with Masson’s
trichrome (MTS, left) and H&E (right) for the suture point (c) and the intact adhesive-tissue interface (d) collected on day 28 post-implantation to the abdominal wall.*In images indicates the implant; black dotted lines indicate the implant-tissue interface. FC, fibrous capsule. The experiment in b-d was repeated independently ( ) with similar results.

Extended Data Fig. | Chitosan-based adhesive interface. , Engineering stress versus stretch curves for the PVA-based and chitosan-based adhesive interfaces. , Young’s modulus of the PVA-based adhesive interface; , Young’s modulus of the chitosan-based adhesive interface.b-d, Interfacial toughness (b), shear strength (c), and tensile strength (d) of the PVA-based and chitosan-based adhesive interfaces on ex vivo porcine skin. e,f, Representative histology images stained with Masson’s trichrome (MTS) and haematoxylin and eosin (H&E) for native tissue (left), adhesive implant (middle), and
non-adhesive implant (right) collected on day 14 post-implantation to the abdominal wall based on the PVA-based adhesive interface (e) and the chitosan-based adhesive interface (f). Black and yellow dotted lines in the images indicate the implant-tissue interface and the fibrous capsule-tissue interface, respectively. Values in b-d represent the mean and the standard deviation ( , independent samples). The experiment in was repeated independently ( per group) with similar results.

b
Tisseel (Day 14)

Extended Data Fig. Adhesive interface by commercially-available tissue adhesives. a,b, Representative histology images stained with Masson’s trichrome (left) and haematoxylin and eosin (right) for the implant integrated to the abdominal wall surface by Coseal (a) and Tisseel (b) collected on day 14 post-implantation.*In images indicates the implant; black dotted lines indicate the implant-tissue interface; yellow dotted lines indicate the fibrous capsuletissue interface. The experiment was repeated independently ( per group) with similar results.

implant-tissue interface.a, Representative immunofluorescence images at the adhesive implant-tissue interface on day 3 post-implantation to the abdominal wall.b, Quantification of iNOS + /neutrophil elastase+ and iNOS + /CD68+ cells per unit area on day 3 post-implantation for the adhesive implant-tissue interface.c, Representative immunofluorescence images at the non-adhesive implant-tissue interface on day 3 post-implantation to the abdominal wall. d, Quantification of iNOS + /neutrophil elastase+ and iNOS + /CD68+ cells per unit area on day 3 post-implantation for the non-adhesive implant-tissue
interface. In immunofluorescence images, cell nuclei are stained with 4′,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI, blue); green fluorescence corresponds to the expression of macrophage (CD68) and neutrophil (neutrophil elastase); red fluorescence corresponds to the expression of iNOS. *In images indicates the implant; white dotted lines in images indicate the implant-tissue interface. Values in b,d represent the mean and the standard deviation ( implants; independent biological replicates). Statistical significance and values are determined by two-sided unpaired -tests; ns, not significant; .

implantation to the abdominal wall.d, PCA plot illustrating the variances of the adhesive (red dots, ) and non-adhesive (black dots, ) implant-tissue interface dataset collected on day 14 post-implantation to the abdominal wall. e, Volcano plot displaying the gene expression profiles for the non-adhesive and adhesive implant-tissue interfaces collected on day 14 post-implantation to the abdominal wall. Coloured (blue and red) data points represent genes that meet the threshold of fold change (FC) above 1 or under -1 , false discovery rate . Blue and red coloured dots indicate down- and up-regulated genes in the adhesive implant-tissue interface compared to the non-adhesive implant-tissue interface, respectively. , Top five enriched processes from Gene Ontology(GO) enrichment analysis of differentially expressed genes in the non-adhesive (black) and adhesive (red) implant-tissue interfaces collected on day 14 post-implantation to the abdominal wall. The values were determined by one-sided Fisher’s exact test and adjusted by Storey’s correction method.

-clustering heatmap to visualize the expression profiles of the top 30 differentially expressed genes sorted by their adjusted value by plotting their transformed expression values in samples day 3 (a) and day 14 (b)
post-implantation. Dendrograms were drawn from Ward hierarchical clustering. The values were determined by one-sided Fisher’s exact test and adjusted by Storey’s correction method.

Extended Data Fig. 10 | Adhesive anti-fibrotic interfaces in porcine model.
a, Schematic illustration for the study design based on the porcine model.
b, Representative histology images stained with Masson’s trichrome (MTS) and haematoxylin and eosin (H&E) for native tissue (left), adhesive implant (middle), and non-adhesive implant (right) collected on 7 days post-implantation
to the small intestine. Black dotted lines in images indicate the implant-tissue interface; yellow dotted lines in images indicate the fibrous capsule-tissue interface. The experiment was repeated independently ( per group) with similar results. The graphic of the pig in a was created with BioRender.com.

Nature Research wishes to improve the reproducibility of the work that we publish. This form provides structure for consistency and transparency in reporting. For further information on Nature Research policies, see Authors & Referees and the Editorial Policy Checklist.

For all statistical analyses, confirm that the following items are present in the figure legend, table legend, main text, or Methods section.

X The exact sample size for each experimental group/condition, given as a discrete number and unit of measurement
X A statement on whether measurements were taken from distinct samples or whether the same sample was measured repeatedly

The statistical test(s) used AND whether they are one- or two-sided
Only common tests should be described solely by name; describe more complex techniques in the Methods section.
A description of all covariates tested
X A description of any assumptions or corrections, such as tests of normality and adjustment for multiple comparisons
X A full description of the statistical parameters including central tendency (e.g. means) or other basic estimates (e.g. regression coefficient) AND variation (e.g. standard deviation) or associated estimates of uncertainty (e.g. confidence intervals)
X
For null hypothesis testing, the test statistic (e.g. ) with confidence intervals, effect sizes, degrees of freedom and value noted Give values as exact values whenever suitable.
For Bayesian analysis, information on the choice of priors and Markov chain Monte Carlo settings
For hierarchical and complex designs, identification of the appropriate level for tests and full reporting of outcomes
Estimates of effect sizes (e.g. Cohen’s , Pearson’s ), indicating how they were calculated
Our web collection on statistics for biologists contains articles on many of the points above.

For manuscripts utilizing custom algorithms or software that are central to the research but not yet described in published literature, software must be made available to editors/reviewers. We strongly encourage code deposition in a community repository (e.g. GitHub). See the Nature Research guidelines for submitting code & software for further information.

Policy information about availability of data
All manuscripts must include a data availability statement. This statement should provide the following information, where applicable:

All data supporting the findings of this study are available within the Article and its Supplementary Information. The RNA-seq data generated in the present study were deposited in the Gene Expression Omnibus (GEO) with accession number ‘GSE198219’. Additional raw data generated in this study are available from the corresponding authors upon reasonable request.

Please select the one below that is the best fit for your research. If you are not sure, read the appropriate sections before making your selection.
Life sciences
Behavioural & social sciences Ecological, evolutionary & environmental sciences
For a reference copy of the document with all sections, see nature.com/documents/nr-reporting-summary-flat.pdf

All studies must disclose on these points even when the disclosure is negative.

We require information from authors about some types of materials, experimental systems and methods used in many studies. Here, indicate whether each material, system or method listed is relevant to your study. If you are not sure if a list item applies to your research, read the appropriate section before selecting a response.

Rabbit anti-CD3 (ab5690, Abcam): This polyclonal antibody recognizes to CD3. Manufacturer-validated to react with Mouse, Rat, Human CD3 (https://www.abcam.com/cd3-antibody-ab5690.html).

Rabbit anti-iNOS (ab283655, Abcam): This multiclonal antibody recognizes to iNOS. Manufacturer-validated to react with Mouse, Rat, Human iNOS (https://www.abcam.com/inos-antibody-rm1017-ab283655.html)

Rabbit anti-CD206 (ab64693, Abcam): This polyclonal antibody recognized to CD206. Manufacturer-validated to react with Mouse, Rat, Human CD206 (https://www.abcam.com/mannose-receptor-antibody-ab64693.html).

Mouse anti-Vimentin (ab8978, Abcam): This monoclonal antibody recognized to Vimentin. Manufacturer-validated to react with Mouse, Rat, Human Vimentin (https://www.abcam.com/vimentin-antibody-rv202-cytoskeleton-marker-ab8978.html).

Mouse anti-iNOS (GTX60599, GeneTex): This monoclonal antibody recognized to iNOS. Manufacturer-validated to react with Mouse, Rat, Human iNOS (https://www.genetex.com/Product/Detail/iNOS-antibody-4E5/GTX60599? utm_source=listng&utm_medium=click&utm_id=AntibodyResource)

Rabbit anti-Neutrophil Elastase (bs-6982R-A488, BiossAntibodies): This polyclonal antibody recognized to neutrophil elastase. Manufacturer-validated to react with Human, Mouse, Rat neutrophil elastase (https://www.biossusa.com/products/bs-6982ra488)

Note that full information on the approval of the study protocol must also be provided in the manuscript.